Механизмы поддержания трехмерной организации генома тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат наук Гущанская, Екатерина Сергеевна

• Гущанская, Екатерина Сергеевна
• кандидат наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат наук Гущанская, Екатерина Сергеевна

ВВЕДЕНИЕ

I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. МЕХАНИЗМ РАБОТЫ ЭНХАНСЕРОВ

1.1.1. КРАТКОЕ ОПИСАНИЕ МОДЕЛЕЙ РАБОТЫ ЭНХАНСЕРОВ

1.1.2. МОДЕЛЬ АНТИВАТОРНОГО ХРОМАТИНОВОГО БЛОКА КАК РАЗВИТИЕ ПЕТЛЕВОЙ МОДЕЛИ ДЛЯ СЛУЧАЯ С НЕСКОЛЬКИМИ ПРОМОТОРАМИ/ЭНХАНСЕРАМИ

1.2. ПРОСТРАНСТВЕННАЯ ОРГАНИЗАЦИЯ ТРАНСКРИПЦИИ В КОНТЕКСТЕ КОМПАРТМЕНТАЛИЗАЦИИ КЛЕТОЧНОГО ЯДРА

1.2.1. ПОНЯТИЕ О ТРАНСКРИПЦИОННЫХ ФАБРИКАХ

1.2.2. СООТНОШЕНИЕ ПОНЯТИЙ «ТРАНСКРИПЦИОННАЯ ФАБРИКА» И «АКТИВАТОРНЫЙ ХРОМАТИНОВЫЙ БЛОК»

1.2.3. ТРАНСКРИПЦИОННЫЕ ФАБРИКИ КАК ДИНАМИЧЕСКИЕ ЯДЕРНЫЕ КОМПАРТМЕНТЫ

1.3. РОЛЬ ДИНАМИКИ ХРОМАТИНОВОЙ ФИБРИЛЛЫ В ПЕРЕМЕЩЕНИИ И ПОЗИЦИОНИРОВАНИИ ЭЛЕМЕНТОВ ГЕНОМА

1.3.1. ОБЩИЕ ПРИНЦИПЫ ОРГАНИЗАЦИИ ИНТЕРФАЗНОЙ ХРОМОСОМЫ. КОМПАРТМЕНТЫ. ДОМЕННАЯ ОРГАНИЗАЦИЯ

1.3.2. ТОПОЛОГИЧЕСКИ АССОЦИИРОВАННЫЕ ДОМЕНЫ

I.3.3 ФРАКТАЛЬНАЯ ГЛОБУЛА. ДИНАМИКА ХРОМАТИНОВОЙ ФИБРИЛЛЫ

I.4.0РГАНИЗАЦИЯ ТРАНСКРИПЦИОННЫХ ФАБРИК/БЛОКОВ: ВЗГЛЯД ЧЕРЕЗ ОБЪЕКТИВ МИКРОСКОПА

ПОСТАНОВКА ЗАДАЧИ И МЕТОДИЧЕСКИЕ ПОДХОДЫ

II. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

II.1. МАТЕРИАЛЫ

II.1.1. КЛЕТОЧНЫЕ ЛИНИИ И ТКАНИ

11.1.2.ХИМИЧЕСКИЕ РЕАКТИВЫ

11.1.3. ПРОГРАММНОЕ ОБЕСПЕЧЕНИЕ

11.2. МЕТОДЫ

11.2.1. РАБОТА С КЛЕТОЧНЫМ МАТЕРИАЛОМ

11.2.1.1 Ведение клеточных культур

11.2.1.2. Трансфекция клеток эукариот плазмидной ДНК

11.2.1.3 Получение гомогенных клеточных суспензий клеток мыши

11.2.2. ЗС-АНАЛИЗ

11.2.2.1. Фиксация клеток и изоляция ядер

11.2.2.2. Рестрикция и лигирование ДНК

11.2.2.3. Очистка продуктов лигирования

11.2.2.4. ПЦР в реальном времени с TaqMan-пробэми

11.2.2.5. Приготовление эквимолярной смеси продуктов лигирования

11.2.3. 4САНАЛИЗ

11.2.3.1. Рестрикция, лигирование и очистка ДНК

11.2.3.2. Амплификация фрагментов

11.2.3.3. Подготовка 4С-библиотек для секвенирования

11.2.3.4. Анализ 4С-данных

11.2.4. ПРОЦЕДУРА ChlPseq

11.2.5. ИММУНОЦИТОХИМИЯ

11.2.6. ФЛУОРЕСЦЕНТНАЯ ГИБРИДИЗАЦИЯ IN SITU

11.2.7. ЭЛЕКТРОННАЯ МИКРОСКОПИЯ

11.2.8. ИММУНОБЛОТТИНГ И ОКРАШИВАНИЕ КУМАСИ

III.РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

111.1. ИЗУЧЕНИЕ СПЕКТРА ПОЛНОГЕНОМНЫХ ВЗАИМОДЕЙСТВИЙ ГЕНА ДОМАШНЕГО ХОЗЯЙСТВА NPRL3

III.1.1.ПРИНЦИП МЕТОДА 4С

III.1.2 ПОДБОР РЕСТРИКТАЗ И ОЦЕНКА ЭФФЕКТИВНОСТИ РЕСТРИКЦИИ

III. 1.3. ПОДБОР ПРАЙМЕРОВ И СОЗДАНИЕ 4С БИБЛИОТЕК

111.1.4. АНАЛИЗ ДАННЫХ И СТАТИСТИЧЕСКАЯ ДОСТОВЕРНОСТЬ

111.1.5. ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ ЯКОРНОГО ФРАГМЕНТА С УДАЛЕННЫМИ РЕГИОНАМИ, РАСПОЛОЖЕННЫМИ 140 ХРОМОСОМЕ И НА ДРУГИХ ХРОМОСОМАХ

111.1.6. КОРРЕЛЯЦИЯ ЧАСТОТЫ ВЗАИМОДЕЙСТВИЯ С ФУНКЦИОНАЛЬНО ЗНАЧИМЫМИ МОТИВАМИ ГЕНОМА

111.1.7. АКТИВНЫЕ И НЕАКТИВНЫЕ ХРОМАТИНОВЫЕ ДОМЕНЫ РАЗДЕЛЕНЫ В ПРОСТРАНСТВЕ

111.1.8. НЕМЕТИЛИРОВАННЫЕ CPG-OCTPOBKH КЛАСТЕРИЗУЮТСЯ В ИНТЕРФАЗНОМ ЯДРЕ

III.2. ИССЛЕДОВАНИЕ МЕХАНИЗМОВ, ОБЕСПЕЧИВАЮЩИХ ПОДДЕРЖАНИЕ АКТИВАТОРНЫХ ХРОМАТИНОВЫХ БЛОКОВ. ИЗУЧЕНИЕ ОСОБЕННОСТЕЙ ПРОЦЕДУРЫ ЗС

Ш.2.1.ДНК НЕ СОЛЮБИЛИЗИРУЕТСЯ ПОСЛЕ ОБРАБОТКИ SDS И ЭНДОНУКЛЕАЗАМИ РЕСТРИКЦИИ

III.2.2.ЛИГИРОВАНИЕ ФРАГМЕНТОВ, ОБРАЗУЮЩИХ АКТИВАТОРНЫЙ ХРОМАТИНОВЫЙ БЛОК,

ПРОИСХОДИТ ПРЕИМУЩЕСТВЕННО В НЕРАСТВОРИМОЙ ФРАКЦИИ

111.1.3 НЕРАСТВОРИМАЯ ФРАКЦИЯ СОСТОИТ ИЗ НЕЛИЗИРОВАННЫХ ЯДЕР

Ш.1.4.РАЗРУШЕНИЕ ОСТАТОЧНОГО ЯДРА ПРИВОДИТ К УМЕНЬШЕНИЮ ЗС-СИГНАЛА

^.ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

IV. 1.ПЕРЕОСМЫСЛЕНИЕ ПРОЦЕДУРЫ ЗС И МОДЕЛЬ ЭКСПРЕССИОННОГО КОМПАРТМЕНТА

IV.2. АССОЦИАЦИЯ CPG-OCTPOBKOB ИГРАЕТ ВАЖНУЮ РОЛЬ В ПРОСТРАНСТВЕННОЙ ОРГАНИЗАЦИИ ИНТЕРФАЗНОГО ЯДРА

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

п.н. пары нуклеотидов (ДНК)

т.п.н. тысячи пар нуклеотидов (ДНК)

м.п.н. миллионы пар нуклеотидов (ДНК)

ПЦР полимеразная цепная реакция

ЭДТА этилендиаминтетрауксусная кислота

АСН аьсгиваторный хроматиновый блок (active chromatin hub)

ВАС искуственная бактериальная хромосома (bacterial artificial chromosome)

BSA бычий сывороточный альбумин (bovine serum albumin)

DAPI 4,6-диамидино-2-фенилиндол (4',6-diamidino-2-phenylindole)

ЗС фиксация конформации хромосомы (chromosome conformation capture) 4C фиксация конформации хромосомы-чип (chromosome conformation capture on chip)

5C «углеродная копия» фиксации конформации хромосомы (chromosome conformation capture carbon copy)

ChIP иммунопреципитация хроматина (chromatin immunoprecipitation) ChlPseq секвенирование последовательностей ДНК, полученных иммунопреципитацией хроматина (chromatin immunoprecipitation sequencing) DHS (HS) участок гиперчувствительности к ДНКазе I (DNasel hypersensitive site) DMEM среда Игла, модифицированная Дульбекко (Dulbecco's modified Eagle's medium)

DMSO диметилсульфоксид (dimethylsulfoxide)

FISH флуоресцентная гибридизация in situ (fluorescence in situ hybridization)

FRAP восстановление флуоресценции после фотообесцвечивания (fluorescence recovery after photobleaching)

HEPES ^2-гидроксиэтилпиперазин-]чР-2-этансульфоновая кислота (N-2-

hydroxyethylpiperazine-N'-2-ethanesulfonic acid)

LCR область контроля локуса (locus control region)

LAD ламин-ассоциированные домены (lamin associated domains)

MOPS 3-(Ы-морфолино)пропансульфоновая кислота (3-(Nmorpholine)

propanesulfonic acid)

NAD домены, ассоциированные с ядрышком (nucleolus associated domains)

NGS секвенирование нового поколения (new generation sequencing)

PBS фосфатно-солевой буфер (phosphate-buffered saline)

SDS додецилсульфат натрия (sodium dodecylsulfate)

SSC цитратно-солевой буфер (sodium chloride/sodium citrate)

TAD топологически-ассоциированные домены (topologicaly associated domains)

TAE трис-ацетатный-ЭДТА (tris-acetate-EDTA) буфер для электрофореза

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Механизмы поддержания трехмерной организации генома»

ВВЕДЕНИЕ

В последнее время появляется все больше наблюдений, свидетельствующих о тесной взаимосвязи между пространственной организацией генома и его функционированием (de Wit and de Laat, 2012; Holwerda and de Laat, 2012; Palstra, 2009). В ходе цитологических (FISH) и биохимических (ЗС) исследований было продемонстрировано, что для регуляции транскрипции важным является взаимное расположение генов и их регуляторных последовательностей внутри клеточного ядра. Одним из возможных механизмов, который поддерживает близкое расположение в пространстве клеточного ядра генов и их регуляторных элементов, являются промотор-энхансерные взаимодействия. Общепризнанными считаются модели таких промотор-энхансерных взаимодействий, в которых промотор и энхансер физически контактируют друг с другом. Модель активаторного хроматинового блока постулирует, что несколько промоторов и регуляторных элементов могут быть объединены в единый комплекс, необходимый для активации экспрессии контролируемых этими регуляторными элементами генов (de Laat and Grosveld, 2003). Результаты, на основании которых была предложена данная модель, были получены с использованием метода фиксации конформации хромосомы (ЗС) при изучении а- и Р-глобиновых генов позвоночных. Однако, демонстрация пространственной сближенности удаленных элементов генома не решает вопроса о механизмах, которые обеспечивают это сближение. Наиболее популярное объяснение заключается в том, что удаленные регуляторные элементы генома удерживаются в составе единого комплекса посредством взаимодействий связанных с этими регуляторными элементами белков (модель активаторного

хроматинового блока). Однако, в настоящее время отсутствуют прямые доказательства данной гипотезы. Недостаточно изученными являются не только механизмы поддержания взаимодействий удаленных областей генома, но и собственно принципы установления и поддержания фуикционально-зависимой пространственной организации протяженных областей генома. В последнее время значительную роль в этом процессе приписывают так называемым «транскрипционным фабрикам» - структурам, в которых концентрируются молекулы РНК-полимеразы и факторы транскрипции, и куда привлекаются различные гены для осуществления транскрипции. В известном смысле, транскрипционная фабрика может рассматриваться и как пример активаторного хроматинового блока, так как в ее составе присутствуют промоторы и регуляторные элементы ряда генов (Carter et al., 2008; Faro-Trindade and Cook, 2006; Osborne et al., 2004). Несмотря на огромный интерес к проблеме, количество экспериментальных работ, посвященных изучению транскрипционных фабрик, остается довольно ограниченным, и результаты этих работ нередко противоречат друг другу. Так как число транскрибирующихся генов существенно превышает число транскрипционных фабрик (Martin et al., 2004), то очевидным представляется то, что в составе одной транскрипционной фабрики должны присутствовать разные гены. Случайно ли распределение транскрибирующихся генов между индивидуальными транскрипционным фабриками? Результаты, полученные как с использованием техники ЗС, так и с использованием FISH, позволяют говорить о том, что организация активных генов в транскрипционные фабрики не является случайной. В то же время и жестко детерминированной эта организация не является. С использованием биохимических (е4С) и цитологических (FISH)

подходов было продемонстрировано, что в эритроидных клетках мыши, экспрессирующих а- и (3-глобиновые гены, существует некая предпочтительность в расположении эритроид-специфичных генов в одной и той же транскрипционной фабрике. Рядом авторов были получены результаты, указывающие на то, что функционально связанные гены преимущественно привлекаются в общие транскрипционные фабрики (Schoenfelder et al., 2010а; Schoenfelder et al., 2010b ). Однако, те же авторы демонстрируют, что нахождение в одной транскрипционной фабрике более двух тканеспецифичных генов крайне маловероятно (Schoenfelder et al., 2010а; Schoenfelder et al., 2010b). В то же время, существуют примеры транскрипционных фабрик, которые содержат как тканеспецифичные гены, так и гены домашнего хозяйства (Osborne et al., 2007; Philonenko et al., 2009; Zhao et al., 2006). Так, было продемонстрировано, что эритроид-специфичные гены а-глобинов используют предсуществующие транскрипционные фабрики и привлекаются к ним в ходе эритроидной дифференцировки (Zhou et al., 2006). Число генов домашнего хозяйства заметно превышает количество тканеспецифичных генов в любом типе клеток. В силу этого можно ожидать, что они присутствуют в большинстве транскрипционных фабрик. Однако вопрос о роли генов домашнего хозяйства в организации транскрипционных фабрик остается мало изученным.

Основными целями данной работы были выяснение роли генов домашнего хозяйства в трехмерной организации интерфазных хромосом и характеристика механизмов, обеспечивающих удержание удаленных элементов генома в составе активного хроматинового блока.

I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. МЕХАНИЗМ РАБОТЫ ЭНХАНСЕРОВ

1.1.1. КРАТКОЕ ОПИСАНИЕ МОДЕЛЕЙ РАБОТЫ ЭНХАНСЕРОВ Помимо генов, кодирующих белки, обширные области генома содержат регуляторные элементы, которые осуществляют координацию процесса транскрипции. Известно, что промоторы активных генов имеют особую структуру хроматина, отличающуюся повышенной чувствительностью к эпдонуклеазам (колокализуются с так называемыми участками гиперчувствителыюсти к нуклеазам), и демонстрируют повышенную частоту взаимодействия с транскрипционными факторами и белками аппарата транскрипции. Подобным образом устроены и транскрипционные эпхансеры - особые последовательности ДНК, которые усиливают транскрипцию подконтрольных генов вне зависимости от ориентации и расстояния до сайта старта транскрипции. У дрожжей энхансерные элементы, активирующие работу промоторов, часто расположены в непосредственной близости от промоторов. Классические UAS (upstream activating sequence) дрожжей располагаются на расстоянии 250 пар оснований от сайта инициации транскрипции. У высших эукариот энхансеры могут располагаться на существенно больших расстояниях от подконтрольных промоторов (иногда эти расстояния составляют 100 и более т.п.н.). Одним из наиболее хорошо охарактеризованных энхансерных элементов позвоночных животных является область контроля локуса (3-глобиновых генов (locus control region), LCR. Этот регуляторный элемент находится на расстоянии 6-60 т.п.н. от кластера |3-глобиновых генов мыши и состоит из нескольких индивидуальных энхансеров,

расположенных рядом друг с другом. Характерной чертой LCR является высокая концентрация сайтов связывания эритроид-специфичных и общих транскрипционных факторов (Hardison et al., 1997). Будучи связанными с LCR, эти транскрипционные факторы привлекают к LCR гистон-ацетилазы и факторы ремоделирования хроматина (Armstrong et al., 1998; Blobel, 2000). В отличие от простых энхапсеров, LCR не только активирует промоторы подконтрольных глобиновых генов, но и, посредством привлечения различных мультиферментных комплексов, изменяет структуру хроматина, адаптируя ее для дальнейшей транскрипции. Другими словами, LCR становится центром формирования активного хроматинового домена (Bresnick and Tze, 1997; Bulger and Groudine, 1999; Forsberg et al., 1999).

Вопрос о механизме передачи активационного сигнала от энхансера к промотору всегда был предметом интенсивных дискуссий. Попытки ответить на этот вопрос привели к созданию нескольких моделей действия энхансера. Модель «трэкинга» («tracking») предполагает, что регуляторные факторы узнают последовательность энхансера, связываются с ней, затем мигрируют вдоль цепи ДНК от энхансера к промотору и достигают промотора, в результате чего на последнем формируется полноценный инициаторный транскрипционный комплекс (Ptashne, 1986). В пользу этой модели свидетельствует факт обнаружения в многочисленных экспериментах энхансерных белков на спейсерном участке ДНК после того, как клетка получает активационный сигнал. Например, в человеческом индуцируемом локусе HNF-4a энхансерные белки (СВР, PCAF) детектируются на спейсерном участке после момента индукции, но до старта транскрипции (I-Iatzis and Talianidis, 2002). В человеческом гормон-индуцируемом локусе llbeta-HSD2

добавление к клеткам стероидов стимулирует скоординированное привлечение к зоне контроля локуса активатора STAT5A и ядерного стероидного рецептора, что, в свою очередь, приводит к тому, что РНК-полимераза II начинает движение от LCR к промотору, синтезируя длинный пекодирующий транскрипт, аналогичный полнодоменным транскриптам в локусах глобиновых генов (Subtil-Rodriguez et al., 2008). Очевидно, что такая модель может объяснять действие энхансера, находящегося достаточно близко от подконтрольного элемента.

Модель «связывания» («linking») постулирует существование специальных белков, ответственных за конденсацию хроматина между энхансером и промотором, в результате которой энхансер подтягивается к промотору, что обеспечивает эффективный перенос различных белковых комплексов, в том числе комплексов ремоделирования хроматина, гистон-ацетилаз и РНК полимеразы II, от энхансера к промотору (Bulger and Groudine, 1999). В качестве кандидатов на роль таких компактизующих белков рассматривались белки, имеющие в своей структуре гомеодомен (HD-белки) (Bulger and Groudine, 1999). Известно, что HD-белки in vitro связывают самые разные нуклеотидные последовательности с примерно одинаковой эффективностью (Carr and Biggin, 1999). Более того, в отличие от прочих факторов транскрипции, которые, как правило, распознают регуляторные элементы, белки с гомеодоменом связываются с ДНК на всём протяжении подконтрольного локуса (Walter et al., 1994). Некоторыми авторами было показано наличие промежуточных белков, которые связываются с HD-белками, и нокдаун по этим белковым факторам приводит к нарушениям регуляции транскрипции во многих геномных локусах. У дрозофилы кандидатом

на роль такого специального белка является белок Chip (Morcillo et al., 1997).

Предполагается, что у позвоночных такие взаимодействия осуществляются через белки, гомологичные Chip, такие как Xldbl у Xenopus (Breen et al., 1998), или LdblB мышиных эритроидных клетках (Wadman et al., 1997). Эти данные послужили основой для модели, согласно которой коммуникация между LCR и промоторами в геномных локусах дрозофилы, контролируемых с участием гомеодоменных белков, зависит от белка Chip, который, взаимодействуя с ДНК-связанными HD-белками, формирует на спейсерном участке филаменты, частично компактизующие хроматиновую нить (Dorsett, 1999).

Недавно были получены данные о существовании других белков, которые могут принимать участие в коммуникации удалённых участков генома. Так, стало известно, что белок МеСР2 (Methylated CpG Binding Protein 2), известный в роли транскрипционного репрессора, в некоторых клеточных линиях может связываться и с не метилированной ДНК, а также взаимодействовать с линкерным гистоном HI (Hansen et al., 2010), что может влиять на степень компактизации хроматиновой нити.

Модель «связывания» объясняет непоследовательную, избирательную регуляцию генов, то есть ситуацию, когда энхансер активирует целевой удаленный ген, как бы «проскакивая» гены, расположенные ближе к нему по порядку, которые оказываются «замаскированными» в конденсированном хроматине.

Согласно модели «выпетливания» («looping») между энхансером и промотором устанавливается прямой контакт за счет выпетливания промежуточной ДНК. Существование хроматиновых петель в геноме подтверждается многочисленными данными ЗС-анализа (подробнее см. раздел

1.1.2) (de Laat and Grosveld, 2003; Kurukuti et al., 2006; Spilianakis and Flavell, 2004), а также наблюдением ядерного гало после экстракции ядерных белков высокосолевым раствором (Iarovaia et al., 2004) и данными FISH (Elcock and Bridger, 2010). Однако механизмы образования петель до сих пор остаются неизвестны. Существуют некоторые указание на то, что взаимодействие энхансер-промотор может осуществляться за счет механизмов диффузии (Gribnau et al., 1998; Wijgerde et al., 1995). На основании данных RNA-FISH был предложен механизм, согласно которому бета-глобиновая LCR поочерёдно взаимодействует с подконтрольными промоторами, в каждый момент времени контактируя только с одним из них. Быстрый переход LCR от промотора к промотору может быть обусловлен именно диффузией хроматиновой нити в небольшом объёме вблизи промоторов. В случае, когда речь идет о взаимодействиях на значительном расстоянии, возникновения хроматиновых петель, вероятно, является следствием специфической укладки интерфазной хромосомы.

Недавние исследования позволили продемонстрировать, что в поддержании петлевой структуры, образованной в процессе промотор-энхансерных взаимодействий, участвуют CTCF и когезины. Хорошо известно, что когезины соединяют сестринские хроматиды в процессе деления клетки. Однако, недавно была продемонстрирована их роль и в регуляции транскрипции, когда было показано, что когезиновые кольца обеспечивают поддержание взаимодействий между удаленными сайтами связывания CTCF (Parelho et al., 2008; Rubio et al., 2008; Stedman et al., 2008; Wendt et al., 2008).

Что касается CTCF, то роль этого мультифункционалыюго белка в

установлении пространственных взаимодействий между удаленными участками

генома (в том числе и между геномными элементами, расположенными в разных хромосомах) продемонстрирована в целом ряде исследований (Botta et al., 2010; Guo et al., 2012; Lee and Iyer, 2012; Ohlsson, 2010; Phillips and Corees, 2009; Splinter el al., 2006). Так, в одной из работ было показано, что петли, образованные участками генома, содержащими гены аполипопротеинов АРОА1, АРОСЗ, АРОА4 и АРОА5В и их энхансер СЗ, в клетках гепатокарциномы человека (НерЗВ), разрушаются при удалении CTCF-сайтов и сайта связывания когезина (RAD 21), содержащихся в данной геномной области (Mishiro et al., 2009). В других работах было показано, что нокдаун гена CTCF с помощью РНК интерференции приводит к утрате взаимодействий между удаленными областями генома (Degner et al., 2011; Guo et al., 2012; MacPherson and Sadowski, 2010).

Существует еще одна модель, призванная объяснить механизм энхансер-промоторных взаимодействий - так называемая модель «облегченного трэкинга» («facilitated tracking»), которая предполагает, что формирование петли между энхансером и промотором осуществляется за счет «протягивания» вдоль хроматиновой нити последовательности энхансера вместе с белковыми факторами (в том числе, РНК-полимеразой), связанных с ней (Zhu et al., 2007). Подобное движение может обеспечиваться как работой неких «моторных» белков (комплексы ремоделирования хроматина, РНК-полимераза II), так и структурными свойствами самой хроматиновой нити. В экспериментах по иммунопреципитации хроматина было показано, что РНК-полимераза II и некоторые из общих транскрипционных факторов связаны с активными энхансерами (Kajiyama et al., 2006), которые могут выступать в роли альтернативных межгенных промоторов (Kowalczyk et al., 2012). С использованием трансгенных мышей, несущих часть

человеческого домена бета-глобиновых генов, показано, что спейсер между HS2 (главный энхансерный элемент в бета-глобиновой LCR человека) и е-промотором транскрибируется с образованием полиаденилированных РНК (Zhu et al., 2007), а вставка в спейсер CTCF-зависимого инсулятора резко снижает количество е-транскриптов. Эти и множество других экспериментальных данных говорят о том, что, возможно, перемещение РНК-полимеразы II играет важную роль в коммуникации участков генома, разделённых большими расстояниями вдоль цепи ДНК.

1.1.2. МОДЕЛЬ АКТИВАТОРНОГО ХРОМАТИНОВОГО БЛОКА КАК РАЗВИТИЕ ПЕТЛЕВОЙ МОДЕЛИ ДЛЯ СЛУЧАЯ С НЕСКОЛЬКИМИ ПРОМОТОР АМИ/ЭНХАНСЕРАМИ

Результаты анализа энхансер-промоторных взаимодействий в локусе ß-глобиновых генов мыши и локусе интерлейкинов человека Th2 свидетельствуют в пользу модели «выпетливания» фрагмента хроматиновой фибриллы, заключенной между энхансером и промотором (Spilianakis and Flavell, 2004; Tolhuis et al., 2002). В то же время, в рамках данной модели довольно сложно объяснить способность одного энхансера (или энхансерного блока, каковым является LCR) одновременно активировать работу ряда генов, находящихся на значительном расстоянии друг от друга. Мышиный домен ß-глобиновых генов содержит 4 глобиновых гена, регулируемых в развитии - эмбриональные еу и ßhl и взрослые ßmaj и ßmin, и область контроля локуса (LCR), которая находится на расстоянии 6-60 т.п.н. от кластера генов. LCR представляет собой группу нескольких сильных эритроид-специфичных энхансеров. Гены ß-глобинов окружены генами обонятельных

рецепторов, которые не экспрессируются в эритроидных клетках.

15

В эритробластах «взрослого типа» одновременно экспрессируются по меньшей мере два глобиновых гена, Pmaj и Pmin, которые разделены фрагментом ДНК протяженностью 12,5 т.п.н.. В связи с этим, было высказано предположение, что LCR поочередно формирует короткоживущие альтернативные комплексы с промоторами данных генов. Это предположение получило определенные подтверждения при анализе транскрипции р-глобиновых генов в индивидуальных клетках, который проводился с использованием техники флуоресцентного иммуноокрашивания интронных последовательностей в составе первичных транскриптов (Gribnau et al., 1998; Wijgerde et al., 1995). Другими авторами была предложена модель активаторного хроматинового блока, постулирующая, что промоторы генов pmaj и pmin одновременно взаимодействуют с LCR, что возможно в случае выпетливания разделяющего эти промоторы фрагмента ДНК (de Laat and Grosveld, 2003). Эта модель базируется на результатах, полученных с использованием техники ЗС. Данная техника представляет собой экспериментальный подход, позволяющий прямо анализировать пространственную конфигурацию различных хромосомных локусов. Предложенная Деккером и соавторами (Dekker et al., 2002) процедура ЗС позволяет определить относительные частоты взаимодействий между различными парами геномных элементов. С использованием метода ЗС было продемонстрировано, что в домене р-глобиновых генов мыши LCR действительно прямо взаимодействует с промоторами активируемых генов. Одновременно оказалось, что эти гены находятся в комплексе не только с LCR, но и друг с другом. Это послужило основой модели активаторного хроматинового блока (хаба; hub (англ.) - узловая станция) (de Laat and Grosveld, 2003; Tolhuis et al., 2002).

Рисунок 1. Модель активаторного хроматинового блока.

Модель предложена по данным анализа частот взаимодействия разных геномных элементов Р-глобинового домена мыши. Активные регионы (сайты гиперчувствительности к ДНКазе I - LCR HS1-6, HS-62/60, 3HS1, и активные гены pmin, pmaj; показаны красным) взаимодействуют между собой путем сближения в пространстве, образуя так называемый активаторный хроматновый блок (active chromatin hub, АСН). Неактивные регионы (обозначены серым), в состав которых входят эмбриональные гены (еу и phi), выпетливаются из общего комплекса. Гены обонятельных рецепторов не обозначены. (Из работы Tolhuis В., 2002). См. также Рис.2.

Активаторный хроматиновый блок представляет собой сложный комплекс регуляторных последовательностей ДНК и связанных с ними транскрипционных факторов (Рис.1).

Модель активаторного хроматинового блока постулирует, что удаленные регуляторные элементы и промоторы подконтрольных генов находятся в непосредственном физическом контакте, будучи связанными посредством взаимодействий транскрипционных факторов, одни из которых узнают промоторы генов, а другие располагаются на регуляторных элементах. Активаторные хроматиновые блоки представляют собой динамичные комплексы, стабильность которых зависит от спектра транскрипционных факторов, принимающих участие в их формировании (de Laat and Grosveld, 2003; West and Fraser, 2005). Сборка хроматинового блока не происходит единовременно. В р-глобиновом домене мыши, гены Pmaj и pmin экспрессируются во взрослом организме, гены еу и phi активны на эмбриональных стадиях развития. На стадии дифференцировки эритроидных клеток, которая предшествует активации транскрипции глобиновых генов, в локусе Р-глобиновых генов собирается незрелый хроматиновый блок,

HS-62/60 3'ench LCR HS1-6

3'HS1 pmin

АСН

pmaj

5'end

включающий в себя LCR и ряд удаленных регуляторных последовательностей (5'DHS - 85, 5'DHS - 60/-62) (Рис.2).

-85 -62.5/-60.7 654 3 2 1 еу рм рт^ рптп З Н51

и и" и п ^ ~ "_■_11_■_^_п-£]_п,

гены обонятельных домен р-глобиновых гены обонятельных0 тп н

рецепторов генов рецепторов

5'HS -60/-62

HS HS

ßh1

«подготовленный хроматиновый хаб»

HS 1-6

эмбриональные эритроциты

3' HS 1

рта]

взрослые эритроциты

«активный хроматиновый хаб»

5'HS -85

5" HS -60/-62

СТСР , предшественники дифференцировка эритроидные клетки

эритроидных клеток ЕК1Р/САТА1

Рисунок 2. Внутрихромосомные взаимодействия в домене р-глобиновых генов мыши. Сверху на рисунке представлена схема р-глобинового домена мыши. В эритроидных предшественниках в Р-глобиновом локусе собирается незрелый (или «подготовленный») хроматиновый хаб, включающий в себя ряд регуляторных элементов (на рисунке слева). После перехода клеток к терминальной дифференцировке в него привлекаются промоторы р-глобиновых генов (£у и Ры на эмбриональных стадиях развития; рта| и Р"™ -в эритроцитах взрослых животных) (из ёе Ьш й а1., 2008, с изм.).

После перехода клеток к терминальной дифференцировке к нему привлекаются также промоторы активных Р-глобиновых генов. Строго говоря, неким «минимальным» блоком можно считать комплекс энхансера с промотором, однако, во всех изученных системах зрелый хроматиновый блок, формирующийся с участием области контроля локуса, всегда содержит дополнительные модулирующие работу блока регуляторные элементы (с1е ЬагЛ е1 а!., 2008).

Являясь в настоящее время общепризнанной (de Laat et al., 2008; Kooren et al., 2007; Zhou et al., 2006), модель активаторного хроматинового блока не объясняет ряда известных фактов. Так, в терминах предложенной модели значение строго определенного расположения глобиновых генов в порядке их активации в онтогенезе объяснить сложно. Механизм переключения экспрессии глобиновых генов, собственно говоря, тоже не объясняется. Авторы ограничиваются констатацией факта, что в эритроидных клетках эмбрионального типа в составе блока присутствуют эмбриональные (3-глобиновые гены, тогда как в эритроидных клетках взрослого типа в составе блока присутствуют «взрослые» глобиновые гены (de Laat and Grosveld, 2003; Tolhuis et al., 2002).

1.2. ПРОСТРАНСТВЕННАЯ ОРГАНИЗАЦИЯ ТРАНСКРИПЦИИ В КОНТЕКСТЕ КОМПАРТМЕНТАЛИЗАЦИИ КЛЕТОЧНОГО ЯДРА

1.2.1. ПОНЯТИЕ О ТРАНСКРИПЦИОННЫХ ФАБРИКАХ

Развитие микроскопии и появление новых методических подходов (например, ЗС) позволили существенно расширить знания о пространственной организации транскрипции в ядре эукариотической клетки. Так, при микроскопическом анализе распределения новосинтезированной РНК в ядрах эукариотических клеток было обнаружено, что она концентрируется в ограниченном числе мест, так называемых фокусах транскрипции (Jackson et al., 1993; Wansink et al., 1993). В этих же фокусах концентрируются элонгирующие комплексы РНК-полимеразы II, которые можно визуализировать посредством иммуноокрашивания антителами против РНК-полимеразы II, фосфорилированной по серину во втором положении CTD-домена (Bregman et al., 1995; Grande et al., 1997; Iborra et al., 1996b). Кластеры

транскрипции РНК-полимеразой II были обнаружены и при иммуно-электронной микроскопии ядер после кратковременного включения биотинилированного предшественника в синтезирующуюся РНК (Iborra et al., 1996а). Сделанные много лет назад электронно-микроскопические снимки транскрибирующихся рибосомпых генов свидетельствовали о том, что молекула РНК-полимеразы движется в процессе транскрипции вдоль транскрибируемой матрицы (Miller and Beatty, 1969). Однако, концентрирование первичных транскриптов в ограниченных областях ядерного пространства должно означать, что элонгирующие РНК-полимеразы удерживаются с помощью каких-то механизмов в области диаметром 70-80 нм. Это можно себе представить в том случае, если ДНК-матрица компактно сложена в очень короткие петли, фиксированные на ядерных структурах, таких как ядерный матрикс. В таком случае, при обработке ядер рестриктазами и последующем удалении значительной части хроматина следовало бы ожидать уменьшения количества сайтов транскрипции или их насыщенности биотинилированными предшественниками, так как часть РНК-полимераз просто удалялась бы вместе с удаленными фрагментами. Но этого не происходило (Iborra et al., 1996а). При этом, некоторые исследования демонстрировали, что элонгирующие комплексы РНК полимеразы II фиксированы на скелетных структурах ядра (Jackson et al., 1998; Razin and Yarovaya, 1985). На этом основании были высказаны предположения, что в ходе транскрипции молекула ДНК перемещается вдоль иммобилизованного транскрипционного комплекса. (Cook, 1994; Jackson et al., 1981). Помимо косвенных свидетельств того, что транскрипция может осуществляться фиксированными на скелетных структурах ядра молекулами РНК-полимеразы II, в одном из модельных экспериментов было показано, что

молекула РНК-полимеразы II, закрепленная на еефарозном носителе, способна эффективно осуществлять транскрипцию (Cook and Gove, 1992; Iborra et al., 1996b).

По аналогии с идентифицированными несколько ранее репликационными фабриками (Hozak et al., 1993) кластеры элопгирующих РНК-полимераз было предложено называть транскрипционными фабриками (Iborra et al., 1996а).

Показано, что диаметр транскрипционных фабрик в клетках HeLa составляет ~ 70-80 нм (Iborra et al., 1996b). Число молекул элонгирующей РНК-полимеразы II в составе одной транскрипционной фабрики варьирует в зависимости от метода оценки. Если судить по числу выявляемых новосинтезированных транскриптов, то в составе каждой транскрипционной фабрики присутствует от 4 до 20 элопгирующих полимераз (Iborra et al., 1996b). В другой работе тех же авторов на основании расчетных данных (сопоставление общего числа синтезируемых транскриптов и общего числа транскрипционных фабрик в ядрах клеток Hela) среднее число молекул РНК-полимеразы II в одной транскрипционной фабрике было оценено как 30 (Jackson et al., 1998). С помощью электронной спектроскопии было показано, что транскрипционные фабрики содержат большое количество белка (Eskiw et al., 2008). В недавних работах Кук с соавторами изолировали транскрипционные фабрики из ядер человеческих клеток и проанализировали их белковый состав с помощью масс-спектрометрии. Комплексы, участвующие в транскрипции рибосомпых генов, содержали, помимо РНК-полимеразы I, белки, характерные для ядрышек. Транскрипционные фабрики, осуществляющие транскрипцию основного числа кодирующих генов, содержали транскрипционные факторы, CTCF, гистонметилтрансферазы и др. (Melnik et al., 2011).

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Гущанская, Екатерина Сергеевна, 2013 год

Список литературы

1. Adachi, Y., Е. Kas, and U.K. Laemmli. 1989. Preferential, cooperative binding of DNA topoisomerase II to scaffold-associated regions. The EMBO journal. 8:39974006.

2. Antequera, F., and A. Bird. 1993. Number of CpG islands and genes in human and mouse. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 90:11995-11999.

3. Armstrong, J.A., J.J. Bieker, and B.M. Emerson. 1998. A SWI/SNF-related chromatin remodeling complex, E-RC1, is required for tissue-specific transcriptional regulation by EKLF in vitro. Cell. 95:93-104.

4. Bantignies, F., and G. Cavalli. 2011. Polycomb group proteins: repression in 3D. Trends in genetics : TIG. 27:454-464.

5. Bau, D., A. Sanyal, B.R. Lajoie, E. Capriotti, M. Byron, J.B. Lawrence, J. Dekker, and M.A. Marti-Renom. 2011. The three-dimensional folding of the alpha-globin gene domain reveals formation of chromatin globules. Nature structural & molecular biology. 18:107-114.

6. Beisel, C., and R. Paro. 2011. Silencing chromatin: comparing modes and mechanisms. Nature reviews. Genetics. 12:123-135.

7. Berrios, M., N. Osheroff, and P.A. Fisher. 1985. In situ localization of DNA topoisomerase II, a major polypeptide component of the Drosophila nuclear matrix fraction. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 82:4142-4146.

8. Beug, II., G. Doederlein, C. Freudenstein, and T. Graf. 1982. Erythroblast cell lines transformed by a temperature-sensitive mutant of avian erythroblastosis virus: a model system to study erythroid differentiation in vitro. Journal of cellular physiology. Supplement. 1:195-207.

9. Bianchi, M.E., and A. Agresti. 2005. IIMG proteins: dynamic players in gene regulation and differentiation. Current opinion in genetics & development. 15:496506.

10. Blobel, G.A. 2000. CREB-binding protein and p300: molecular integrators of hematopoietic transcription. Blood. 95:745-755.

11. Bochman, M.L., K. Paeschke, and V.A. Zakian. 2012. DNA secondary structures: stability and function of G-quadruplex structures. Nature reviews. Genetics. 13:770780.

12. Botta, M., S. Haider, I.X. Leung, P. Lio, and J. Mozziconacci. 2010. Intra- and inter-chromosomal interactions correlate with CTCF binding genome wide. Molecular systems biology. 6:426.

13. Breen, J.J., A.D. Agulnick, H. Westphal, and I.B. Dawid. 1998. Interactions between LIM domains and the LIM domain-binding protein Ldbl. The Journal of biological chemistry. 273:4712-4717.

14. Bregman, D.B., L. Du, S. van der Zee, and S.L. Warren. 1995. Transcription-dependent redistribution of the large subunit of RNA polymerase II to discrete nuclear domains. The Journal of cell biology. 129:287-298.

15. Bresnick, E.H., and L. Tze. 1997. Synergism between hypersensitive sites confers long-range gene activation by the beta-globin locus control region. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 94:4566-4571.

16. Bulger, M., and M. Groudine. 1999. Looping versus linking: toward a model for long-distance gene activation. Genes & development. 13:2465-2477.

17. Canals-IIamann, A.Z., R.P. das Neves, J.E. Reittie, C. Iniguez, S. Soneji, T. Enver, V.J. Buckle, and F.J. Iborra. 2013. A biophysical model for transcription factories. BMC biophysics. 6:2.

18. Carr, A., and M.D. Biggin. 1999. A comparison of in vivo and in vitro DNA-binding specificities suggests a new model for homeoprotein DNA binding in Drosophila embryos. The EMBO journal. 18:1598-1608.

19. Carter, D.R., C. Eskiw, and P.R. Cook. 2008. Transcription factories. Biochemical Society transactions. 36:585-589.

20. Cayrou, C., P. Coulombe, A. Puy, S. Rialle, N. Kaplan, E. Segal, and M. Mechali. 2012. New insights into replication origin characteristics in metazoans. Cell cycle (Georgetown, Tex.). 11:658-667.

21. Cayrou, C., P. Coulombe, A. Vigneron, S. Stanojcic, O. Ganier, I. Peiffer, E. Rivals, A. Puy, S. Laurent-Chabalier, R. Desprat, and M. Mechali. 2011. Genome-scale analysis of metazoan replication origins reveals their organization in specific but flexible sites defined by conserved features. Genome research. 21:1438-1449.

22. Chuang, C.II., A.E. Carpenter, B. Fuchsova, T. Johnson, P. de Lanerolle, and A.S. Belmont. 2006. Long-range directional movement of an interphase chromosome site. Current biology : CB. 16:825-831.

23. Cisse, II, I. Izeddin, S.Z. Causse, L. Boudarene, A. Senecal, L. Muresan, C. Dugast-Darzacq, B. I-Iajj, M. Dahan, and X. Darzacq. 2013. Real-time dynamics of RNA polymerase II clustering in live human cells. Science (New York, N.Y.). 341:664667.

24. Comet, I., B. Schuettengruber, T. Sexton, and G. Cavalli. 2011. A chromatin insulator driving three-dimensional Polycomb response element (PRE) contacts and Polycomb association with the chromatin fiber. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108:2294-2299.

25. Cook, P.R. 1994. RNA polymerase: structural determinant of the chromatin loop and the chromosome. BioEssays : news and reviews in molecular, cellular and developmental biology. 16:425-430.

26. Cook, P.R. 2010. A model for all genomes: the role of transcription factories. Journal of molecular biology. 395:1-10.

27. Cook, P.R., and F. Gove. 1992. Transcription by an immobilized RNA polymerase from bacteriophage T7 and the topology of transcription. Nucleic acids research. 20:3591-3598.

28. Cremer, T., G. Kreth, II. Koester, R.H. Fink, R. Heintzmann, M. Cremer, I. Solovei, D. Zink, and C. Cremer. 2000. Chromosome territories, interchromatin domain compartment, and nuclear matrix: an integrated view of the functional nuclear architecture. Critical reviews in eukaryotic gene expression. 10:179-212.

29. Cseresnyes, Z., U. Schwarz, and C.M. Green. 2009. Analysis of replication factories in human cells by super-resolution light microscopy. BMC cell biology. 10:88.

30. de Laat, W., and F. Grosveld. 2003. Spatial organization of gene expression: the active chromatin hub. Chromosome research : an international journal on the molecular, supramolecular and evolutionary aspects of chromosome biology. 11:447-459.

31. de Laat, W., P. Klous, J. Kooren, D. Noordermeer, R.J. Palstra, M. Simonis, E. Splinter, and F. Grosveld. 2008. Three-dimensional organization of gene expression in erythroid cells. Current topics in developmental biology. 82:117-139.

32. de Wit, E., and W. de Laat. 2012. A decade of 3C technologies: insights into nuclear organization. Genes & development. 26:11-24.

33. Deaton, A.M., and A. Bird. 2011. CpG islands and the regulation of transcription. Genes & development. 25:1010-1022.

34. Degner, S.C., J. Verma-Gaur, T.P. Wong, C. Bossen, G.M. Iverson, A. Torkamani, C. Vettermann, Y.C. Lin, Z. Ju, D. Schulz, C.S. Murre, B.K. Birshtein, N.J. Schork, M.S. Schlissel, R. Riblet, C. Murre, and A.J. Feeney. 2011. CCCTC-binding factor (CTCF) and cohesin influence the genomic architecture of the Igh locus and antisense transcription in pro-B cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108:9566-9571.

35. Dekker, J., K. Rippe, M. Dekker, and N. Kleckner. 2002. Capturing chromosome conformation. Science (New York, N.Y.). 295:1306-1311.

36. Dixon, J.R., S. Selvaraj, F. Yue, A. Kim, Y. Li, Y. Shen, M. Hu, J.S. Liu, and B. Ren. 2012. Topological domains in mammalian genomes identified by analysis of chromatin interactions. Nature. 485:376-380.

37. Dorigo, B., T. Schalch, A. Kulangara, S. Duda, R.R. Schroeder, and T.J. Richmond. 2004. Nucleosome arrays reveal the two-start organization of the chromatin fiber. Science (New York, N.Y.). 306:1571-1573.

38. Dorsett, D. 1999. Distant liaisons: long-range enhancer-promoter interactions in Drosophila. Current opinion in genetics & development. 9:505-514.

39. Dostie, J., T.A. Richmond, R.A. Arnaout, R.R. Selzer, W.L. Lee, T.A. Honan, E.D. Rubio, A. Krumm, J. Lamb, C. Nusbaum, R.D, Green, and J. Dekker. 2006. Chromosome Conformation Capture Carbon Copy (5C): a massively parallel solution for mapping interactions between genomic elements. Genome research. 16:1299-1309.

40. Elcock, L.S., and J.M. Bridger. 2010. Fluorescence in situ hybridization on DNA halo preparations and extended chromatin fibres. Methods Mol Biol. 659:21-31.

41. Eskiw, C.H., A. Rapp, D.R. Carter, and P.R. Cook. 2008. RNA polymerase II activity is located on the surface of protein-rich transcription factories. Journal of cell science. 121:1999-2007.

42. Faro-Trindade, I., and P.R. Cook. 2006. Transcription factories: structures conserved during differentiation and evolution. Biochemical Society transactions. 34:1133-1137.

43. Flint, J, C. Tufarelli, J. Peden, K. Clark, R.J. Daniels, R. Flardison, W. Miller, S. Philipsen, K.C. Tan-Un, T. McMorrow, J. Frampton, B.P. Alter, A.M. Frischauf, and D.R. I-Iiggs. 2001. Comparative genome analysis delimits a chromosomal domain and identifies key regulatory elements in the alpha globin cluster. Human molecular genetics. 10:371-382.

44. Forsberg, E.C., K. Johnson, T.N. Zaboikina, E.A. Mosser, and E.H. Bresnick. 1999. Requirement of an ElA-sensitive coactivator for long-range transactivation by the beta-globin locus control region. The Journal of biological chemistry. 274:2685026859.

45. Foster, Ii.A., and J.M. Bridger. 2005. The genome and the nucleus: a marriage made by evolution. Genome organisation and nuclear architecture. Chromosoma. 114:212-229.

46. Fraser, P., and W. Bickmore. 2007. Nuclear organization of the genome and the potential for gene regulation. Nature. 447:413-417.

47. Fujita, M., Y. Ishimi, H. Nakamura, T. Kiyono, and T. Tsurumi. 2002. Nuclear organization of DNA replication initiation proteins in mammalian cells. The Journal of biological chemistry. 277:10354-10361.

48. Fullwood, M.J., M.Ii. Liu, Y.F. Pan, J. Liu, H. Xu, Y.B. Mohamed, Y.L. Orlov, S. Velkov, A. Ho, P.H. Mei, E.G. Chew, P.Y. Huang, W.J. Welboren, Y. Han, II.S. Ooi, P.N. Ariyaratne, V.B. Vega, Y. Luo, P.Y. Tan, P.Y. Choy, K.D. Wansa, B. Zhao, K.S. Lim, S.C. Leow, J.S. Yow, R. Joseph, IT. Li, K.V. Desai, J.S. Thomsen, Y.K. Lee, R.K. Karuturi, T. ITerve, G. Bourque, II.G. Stunnenberg, X. Ruan, V. Cacheux-Rataboul, W.K. Sung, E.T. Liu, C.L. Wei, E. Cheung, and Y. Ruan. 2009. An oestrogen-receptor-alpha-bound human chromatin interactome. Nature. 462:5864.

49. Fullwood, M.J., and Y. Ruan. 2009. ChlP-based methods for the identification of long-range chromatin interactions. Journal of cellular biochemistry. 107:30-39.

50. Gardiner-Garden, M., and M. Frommer. 1987. CpG islands in vertebrate genomes. Journal of molecular biology. 196:261-282.

51. Gavrilov, A., E. Eivazova, I. Priozhkova, M. Lipinski, S. Razin, and Y. Vassetzky. 2009. Chromosome conformation capture (from 3C to 5C) and its ChlP-based modification. Methods Mol Biol. 567:171-188.

52. Gavrilov, A.A., and S.V. Razin. 2008. Study of spatial organization of chicken alpha-globin gene domain by 3C technique. Biochemistry. Biokhimiia. 73:11921199.

53. Gavrilov, A.A., I.S. Zukher, E.S. Philonenko, S.V. Razin, and O.V. Iarovaia. 2010. Mapping of the nuclear matrix-bound chromatin hubs by a new M3C experimental procedure. Nucleic acids research. 38:8051-8060.

54. Ghamari, A., M.P. van de Corput, S. Thongjuea, W.A. van Cappellen, W. van Ijcken, J. van ITaren, E. Soler, D. Eick, B. Lenhard, and F.G. Grosveld. 2013. In

vivo live imaging of RNA polymerase II transcription factories in primary cells. Genes & development. 27:767-777.

55. Grande, M.A., I. van der Kraan, L. de Jong, and R. van Driel. 1997. Nuclear distribution of transcription factors in relation to sites of transcription and RNA polymerase II. Journal of cell science. 110 ( Pt 15): 1781-1791.

56. Gribnau, J., E. de Boer, T. Trimborn, M. Wijgerde, E. Milot, F. Grosveld, and P. Fraser. 1998. Chromatin interaction mechanism of transcriptional control in vivo. The EMBO journal. 17:6020-6027.

57. Guelen, L., L. Pagie, E. Brasset, W. Meuleman, M.B. Faza, W. Talhout, B.II. Eussen, A. de Klein, L. Wessels, W. de Laat, and B. van Steensel. 2008. Domain organization of human chromosomes revealed by mapping of nuclear lamina interactions. Nature. 453:948-951.

58. Guo, Y, K. Monahan, I-I. Wu, J. Gertz, K.E. Varley, W. Li, R.M. Myers, T. Maniatis, and Q. Wu. 2012. CTCF/cohesin-mediated DNA looping is required for protocadherin alpha promoter choice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109:21081-21086.

59. Hadjur, S., L.M. Williams, N.K. Ryan, B.S. Cobb, T. Sexton, P. Fraser, A.G. Fisher, and M. Merkenschlager. 2009. Cohesins form chromosomal cis-interactions at the developmentally regulated IFNG locus. Nature. 460:410-413.

60. Hakim, O., M.H. Sung, T.C. Voss, E. Splinter, S. John, P.J. Sabo, R.E. Thurman, J. A. Stamatoyannopoulos, W. de Laat, and G.L. I lager. 2011. Diverse gene reprogramming events occur in the same spatial clusters of distal regulatory elements. Genome research. 21:697-706.

61. Hansen, J.C., R.P. Ghosh, and C.L. Woodcock. 2010. Binding of the Rett syndrome protein, MeCP2, to methylated and unmethylated DNA and chromatin. IUBMB life. 62:732-738.

62. Hardison, R., J.L. Slightom, D.L. Gumucio, M. Goodman, N. Stojanovic, and W. Miller. 1997. Locus control regions of mammalian beta-globin gene clusters: combining phylogenetic analyses and experimental results to gain functional insights. Gene. 205:73-94.

63. Iiatzis, P., and I. Talianidis. 2002. Dynamics of enhancer-promoter communication during differentiation-induced gene activation. Molecular cell. 10:1467-1477.

64. I-Iebbes, T.R., A.W. Thorne, and C. Crane-Robinson. 1988. A direct link between core histone acetylation and transcriptionally active chromatin. The EMBO journal. 7:1395-1402.

65. Holwerda, S., and W. de Laat. 2012. Chromatin loops, gene positioning, and gene expression. Frontiers in genetics. 3:217.

66. Horike, S., S. Cai, M. Miyano, J.F. Cheng, and T. Kohwi-Shigematsu. 2005. Loss of silent-chromatin looping and impaired imprinting of DLX5 in Rett syndrome. Nature genetics. 37:31-40.

67. IIou, C., R. Dale, and A. Dean. 2010. Cell type specificity of chromatin organization mediated by CTCF and cohesin. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107:3651-3656.

68. Hozak, P., A.B. Hassan, D.A. Jackson, and P.R. Cook. 1993. Visualization of replication factories attached to nucleoskeleton. Cell. 73:361-373.

69. Hozak, P., D.A. Jackson, and P.R. Cook. 1994. Replication factories and nuclear bodies: the ultrastructural characterization of replication sites during the cell cycle. Journal of cell science. 107 (Pt 8):2191-2202.

70. ITuppert, J.L., and S. Balasubramanian. 2007. G-quadruplexes in promoters throughout the human genome. Nucleic acids research. 35:406-413.

71. Iarovaia, O.V., A. Bystritskiy, D. Ravcheev, R. Hancock, and S.V. Razin. 2004. Visualization of individual DNA loops and a map of loop domains in the human dystrophin gene. Nucleic acids research. 32:2079-2086.

72. Iborra, F.J., A. Pombo, D.A. Jackson, and P.R. Cook. 1996a. Active RNA polymerases are localized within discrete transcription "factories' in human nuclei. Journal of cell science. 109 (Pt 6): 1427-1436.

73. Iborra, F.J., A. Pombo, J. McManus, D.A. Jackson, and P.R. Cook. 1996b. The topology of transcription by immobilized polymerases. Experimental cell research. 229:167-173.

74. Imakaev, M., G. Fudenberg, R.P. McCord, N. Naumova, A. Goloborodko, B.R. Lajoie, J. Dekker, and L.A. Mirny. 2012. Iterative correction of Ili-C data reveals hallmarks of chromosome organization. Nature methods. 9:999-1003.

75. Jackson, D.A., A.B. Hassan, R.J. Errington, and P.R. Cook. 1993. Visualization of focal sites of transcription within human nuclei. The EMBO journal. 12:1059-1065.

76. Jackson, D.A., F.J. Iborra, E.M. Manders, and P.R. Cook. 1998. Numbers and organization of RNA polymerases, nascent transcripts, and transcription units in HeLa nuclei. Molecular biology of the cell. 9:1523-1536.

77. Jackson, D.A., S.J. McCready, and P.R. Cook. 1981. RNA is synthesized at the nuclear cage. Nature. 292:552-555.

78. James, T.C., J.C. Eissenberg, C. Craig, V. Dietrich, A. Hobson, and S.C. Elgin. 1989. Distribution patterns of IIPl, a heterochromatin-associated nonhistone chromosomal protein of Drosophila. European journal of cell biology. 50:170-180.

79. Kajiyama, Y., J. Tian, and J. Locker. 2006. Characterization of distant enhancers and promoters in the albumin-alpha-fetoprotein locus during active and silenced expression. The Journal of biological chemistry. 281:30122-30131.

80. Klochkov, D., IT. Rincon-Arano, E.S. Ioudinkova, V. Valadez-Graham, A. Gavrilov, F. Recillas-Targa, and S.V. Razin. 2006. A CTCF-dependent silencer located in the differentially methylated area may regulate expression of a housekeeping gene overlapping a tissue-specific gene domain. Molecular and cellular biology. 26:1589-1597.

81. Kooren, J., R.J. Palstra, P. Klous, E. Splinter, M. von Lindern, F. Grosveld, and W. de Laat. 2007. Beta-globin active chromatin Hub formation in differentiating erythroid cells and in p45 NF-E2 knock-out mice. The Journal of biological chemistry. 282:16544-16552.

82. Kowalczyk, M.S., J.R. Hughes, D. Garrick, M.D. Lynch, J.A. Sharpe, J.A. Sloane-Stanley, S.J. McGowan, M. De Gobbi, M. Hosseini, D. Vernimmen, J.M. Brown, N.E. Gray, L. Collavin, R.J. Gibbons, J. Flint, S. Taylor, V.J. Buckle, T.A. Milne, W.G. Wood, and D.R. Higgs. 2012. Intragenic enhancers act as alternative promoters. Molecular cell. 45:447-458.

83. Kurukuti, S., V.K. Tiwari, G. Tavoosidana, E. Pugacheva, A. Murrell, Z. Zhao, V. Lobanenkov, W. Reik, and R. Ohlsson. 2006. CTCF binding at the H19 imprinting control region mediates maternally inherited higher-order chromatin conformation to restrict enhancer access to Igf2. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103:10684-10689.

84. Kwon, S.I-L, and J.L. Workman. 2011. The changing faces of I-IP1: From heterochromatin formation and gene silencing to euchromatic gene expression: FIP1 acts as a positive regulator of transcription. BioEssays : news and reviews in molecular, cellular and developmental biology. 33:280-289.

85. Langmead, B., C. Trapnell, M. Pop, and S.L. Salzberg. 2009. Ultrafast and memory-efficient alignment of short DNA sequences to the human genome. Genome biology. 10:R25.

86. Lee, B.K., and V.R. Iyer. 2012. Genome-wide studies of CCCTC-binding factor (CTCF) and cohesin provide insight into chromatin structure and regulation. The Journal of biological chemistry. 287:30906-30913.

87. Lieberman-Aiden, E., N.L. van Berkum, L. Williams, M. Imakaev, T. Ragoczy, A. Telling, I. Amit, B.R. Lajoie, P.J. Sabo, M.O. Dorschner, R. Sandstrom, B. Bernstein, M.A. Bender, M. Groudine, A. Gnirke, J. Stamatoyannopoulos, L.A. Mirny, E.S. Lander, and J. Dekker. 2009. Comprehensive mapping of long-range interactions reveals folding principles of the human genome. Science (New York, N.Y.). 326:289-293.

88. Liu, Z., and W.T. Garrard. 2005. Long-range interactions between three transcriptional enhancers, active Vkappa gene promoters, and a 3' boundary sequence spanning 46 kilobases. Molecular and cellular biology. 25:3220-3231.

89. Lundgren, M., C.M. Chow, P. Sabbattini, A. Georgiou, S. Minaee, and N. Dillon. 2000. Transcription factor dosage affects changes in higher order chromatin structure associated with activation of a heterochromatic gene. Cell. 103:733-743.

90. MacPherson, M.J., and P.D. Sadowski. 2010. The CTCF insulator protein forms an unusual DNA structure. BMC molecular biology. 11:101.

91. Maniatis T, Fritsch EF, Sambrook J. Molecular Cloning: A Laboratory Manual. Cold Spring Flarbor, New York, USA: Cold Spring Harbor Laboratory Press; 1982.

92. Marenduzzo, D., K. Finan, and P.R. Cook. 2006. The depletion attraction: an underappreciated force driving cellular organization. The Journal of cell biology. 175:681-686.

93. Martin, D., C. Pantoja, A. Fernandez Minan, C. Valdes-Quezada, E. Molto, F. Matesanz, O. Bogdanovic, E. de la Calle-Mustienes, O. Dominguez, L. Taher, M. Furlan-Magaril, A. Alcina, S. Canon, M. Fedetz, M.A. Blasco, P.S. Pereira, I. Ovcharenko, F. Recillas-Targa, L. Montoliu, M. Manzanares, R. Guigo, M. Serrano,

F. Casares, and J.L. Gomez-Skarmeta. 2011. Genome-wide CTCF distribution in vertebrates defines equivalent sites that aid the identification of disease-associated genes. Nature structural & molecular biology. 18:708-714.

94. Martin, S., A.V. Failla, U. Spori, C. Cremer, and A. Pombo. 2004. Measuring the size of biological nanostructures with spatially modulated illumination microscopy. Molecular biology of the cell. 15:2449-2455.

95. Melnik, S., B. Deng, A. Papantonis, S. Baboo, I.M. Carr, and P.R. Cook. 2011. The proteomes of transcription factories containing RNA polymerases I, II or III. Nature methods. 8:963-968.

96. Miller, O.L., Jr., and B.R. Beatty. 1969. Visualization of nucleolar genes. Science (New York, N.Y.). 164:955-957.

97. Mishiro, T., K. Ishihara, S. Hino, S. Tsutsumi, FI. Aburatani, K. Shirahige, Y. Kinoshita, and M. Nakao. 2009. Architectural roles of multiple chromatin insulators at the human apolipoprotein gene cluster. The EMBO journal. 28:1234-1245.

98. Misteli, T. 2004. Spatial positioning; a new dimension in genome function. Cell. 119:153-156.

99. Misteli, T. 2005. Concepts in nuclear architecture. BioEssays : news and reviews in molecular, cellular and developmental biology. 27:477-487.

100. Misteli, T. 2007. Beyond the sequence: cellular organization of genome function. Cell. 128:787-800.

101. Mitchell, J.A., and P. Fraser. 2008. Transcription factories are nuclear subcompartments that remain in the absence of transcription. Genes & development. 22:20-25.

102. Morcillo, P., C. Rosen, M.K. Baylies, and D. Dorsett. 1997. Chip, a widely expressed chromosomal protein required for segmentation and activity of a remote wing margin enhancer in Drosophila. Genes & development. 11:2729-2740.

103. Nemeth, A., A. Conesa, J. Santoyo-Lopez, I. Medina, D. Montaner, B. Peterfia, 1. Solovei, T. Cremer, J. Dopazo, and G. Langst. 2010. Initial genomics of the human nucleolus. PLoS genetics. 6:el000889.

104. Nolis, I.K., D.J. McKay, E. Mantouvalou, S. Lomvardas, M. Merika, and D. Thanos. 2009. Transcription factors mediate long-range enhancer-promoter interactions. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106:20222-20227.

105. Nora, E.P., B.R. Lajoie, E.G. Schulz, L. Giorgetti, I. Okamoto, N. Servant, T. Piolot, N.L. van Berkum, J. Meisig, J. Sedat, J. Gribnau, E. Barillot, N. Bluthgen, J. Dekker, and E. Heard. 2012. Spatial partitioning of the regulatory landscape of the X-inactivation centre. Nature. 485:381-385.

106. Ohlsson, R. 2010. Gene expression: The coherent Mediator. Nature. 467:406-407.

107. Orlando, V. 2000. Mapping chromosomal proteins in vivo by formaldehyde-crosslinked-chromatin immunoprecipitation. Trends in biochemical sciences. 25:99104.

108. Orlando, V., and R. Paro. 1993. Mapping Polycomb-repressed domains in the bithorax complex using in vivo formaldehyde cross-linked chromatin. Cell. 75:1187-1198.

109. Osborne, C.S., L. Chakalova, K.E. Brown, D. Carter, A. ITorton, E. Debrand, B. Goyenechea, J.A. Mitchell, S. Lopes, W. Reik, and P. Fraser. 2004. Active genes dynamically colocalize to shared sites of ongoing transcription. Nature genetics. 36:1065-1071.

110. Osborne, C.S., L. Chakalova, J.A. Mitchell, A. I-Iorton, A.L. Wood, D.J. Bolland, A.E. Corcoran, and P. Fraser. 2007. Myc dynamically and preferentially relocates to a transcription factory occupied by Igh. PLoS biology. 5:el92.

111. Palstra, R.J. 2009. Close encounters of the 3C kind: long-range chromatin interactions and transcriptional regulation. Briefings in functional genomics & proteomics. 8:297-309.

112. Palstra, R.J., B. Tolhuis, E. Splinter, R. Nijmeijer, F. Grosveld, and W. de Laat. 2003. The beta-globin nuclear compartment in development and erythroid differentiation. Nature genetics. 35:190-194.

113. Parelho, V., S. Hadjur, M. Spivakov, M. Leleu, S. Sauer, IT.C. Gregson, A. Jarmuz, C. Canzonetta, Z. Webster, T. Nesterova, B.S. Cobb, K. Yokomori, N. Dillon, L. Aragon, A.G. Fisher, and M. Merkenschlager. 2008. Cohesins functionally associate with CTCF on mammalian chromosome arms. Cell. 132:422-433.

114. Paull, T.T., E.P. Rogakou, V. Yamazaki, C.U. Kirchgessner, M. Gellert, and W.M. Bonner. 2000. A critical role for histone H2AX in recruitment of repair factors to nuclear foci after DNA damage. Current biology : CB. 10:886-895.

115. Pederson, T. 2004. The spatial organization of the genome in mammalian cells. Current opinion in genetics & development. 14:203-209.

116. Peric-FIupkes, D., W. Meuleman, L. Pagie, S.W. Bruggeman, I. Solovei, W. Brugman, S. Graf, P. Flicek, R.M. Kerkhoven, M. van Lohuizen, M. Reinders, L. Wessels, and B. van Steensel. 2010. Molecular maps of the reorganization of genome-nuclear lamina interactions during differentiation. Molecular cell. 38:603613.

117. Phillips, J.E., and V.G. Corces. 2009. CTCF: master weaver of the genome. Cell. 137:1194-1211.

118. Philonenko, E.S., D.B. Klochkov, V.V. Borunova, A.A. Gavrilov, S.V. Razin, and O.V. Iarovaia. 2009. TMEM8 - a non-globin gene entrapped in the globin web. Nucleic acids research. 37:7394-7406.

119. Ptashne, M. 1986. Gene regulation by proteins acting nearby and at a distance. Nature. 322:697-701.

120. Ragoczy, T., M.A. Bender, A. Telling, R. Byron, and M. Groudine. 2006. The locus control region is required for association of the murine beta-globin locus with engaged transcription factories during erythroid maturation. Genes & development. 20:1447-1457.

121. Razin, S.V., A.A. Gavrilov, A. Pichugin, M. Lipinski, O.V. Iarovaia, and Y.S. Vassetzky. 2011. Transcription factories in the context of the nuclear and genome organization. Nucleic acids research. 39:9085-9092.

122. Razin, S.V., O.V. Iarovaia, N. Sjakste, T. Sjakste, L. Bagdoniene, A.V. Rynditch, E.R. Eivazova, M. Lipinski, and Y.S. Vassetzky. 2007. Chromatin domains and regulation of transcription. Journal of molecular biology. 369:597-607.

123. Razin, S.V., M.G. Kekelidze, E.M. Lukanidin, K. Scherrer, and G.P. Georgiev. 1986. Replication origins are attached to the nuclear skeleton. Nucleic acids research. 14:8189-8207.

124. Razin, S.V., A. Rynditch, V. Borunova, E. Ioudinkova, V. Smalko, and K. Scherrer. 2004. The 33 kb transcript of the chicken alpha-globin gene domain is part of the nuclear matrix. Journal of cellular biochemistry. 92:445-457.

125. Razin, S.V., and O.V. Yarovaya. 1985. Initiated complexes of RNA polymerase II are concentrated in the nuclear skeleton associated DNA. Experimental cell research. 158:273-275.

126. Rubio, E.D., D.J. Reiss, P.L. Welcsh, C.M. Disteche, G.N. Filippova, N.S. Baliga, R. Aebersold, J.A. Ranish, and A. Krumm. 2008. CTCF physically links cohesin to chromatin. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105:8309-8314.

127. Sanyal, A., B.R. Lajoie, G. Jain, and J. Dekker. 2012. The long-range interaction landscape of gene promoters. Nature. 489:109-113.

128. Schalch, T., S. Duda, D.F. Sargent, and T.J. Richmond. 2005. X-ray structure of a tetranucleosome and its implications for the chromatin fibre. Nature. 436:138-141.

129. Schoenfelder, S., I. Clay, and P. Fraser. 2010a. The transcriptional interactome: gene expression in 3D. Current opinion in genetics & development. 20:127-133.

130. Schoenfelder, S., T. Sexton, L. Chakalova, N.F. Cope, A. Morton, S. Andrews, S. Kurukuti, J.A. Mitchell, D. Umlauf, D.S. Dimitrova, C.H. Eskiw, Y. Luo, C.L. Wei, Y. Ruan, J.J. Bieker, and P. Fraser. 2010b. Preferential associations between co-regulated genes reveal a transcriptional interactome in erythroid cells. Nature genetics. 42:53-61.

131. Schuettengruber, B., and G. Cavalli. 2013. Polycomb domain formation depends on short and long distance regulatory cues. PloS one. 8:e56531.

132. Schwartz, Y.B., T.G. Kahn, P. Stenberg, K. Ohno, R. Bourgon, and V. Pirrotta. 2010. Alternative epigenetic chromatin states of polycomb target genes. PLoS genetics. 6:el000805.

133. Sequeira-Mendes, J., R. Diaz-Uriarte, A. Apedaile, D. Huntley, N. Brockdorff, and M. Gomez. 2009. Transcription initiation activity sets replication origin efficiency in mammalian cells. PLoS genetics. 5:el000446.

134. Sexton, T., II. Schober, P. Fraser, and S.M. Gasser. 2007. Gene regulation through nuclear organization. Nature structural & molecular biology. 14:1049-1055.

135. Shopland, L.S., C.R. Lynch, K.A. Peterson, K. Thornton, N. Kepper, J. Hase, S. Stein, S. Vincent, K.R. Molloy, G. Kreth, C. Cremer, C.J. Bult, and T.P. O'Brien.

2006. Folding and organization of a contiguous chromosome region according to the gene distribution pattern in primary genomic sequence. The Journal of cell biology. 174:27-38.

136. Simonis, M., P. Klous, E. Splinter, Y. Moshkin, R. Willemsen, E. de Wit, B. van Steensel, and W. de Laat. 2006. Nuclear organization of active and inactive chromatin domains uncovered by chromosome conformation capture-on-chip (4C). Nature genetics. 38:1348-1354.

137. Spencer, V.A., and J.R. Davie. 1999. Role of covalent modifications of histones in regulating gene expression. Gene. 240:1-12.

138. Spilianakis, C.G., and R.A. Flavell. 2004. Long-range intrachromosomal interactions in the T helper type 2 cytokine locus. Nature immunology. 5:10171027.

139. Splinter, E., E. de Wit, E.P. Nora, P. Klous, II.J. van de Werken, Y. Zhu, L.J. Kaaij, W. van Ijcken, J. Gribnau, E. Heard, and W. de Laat. 2011. The inactive X chromosome adopts a unique three-dimensional conformation that is dependent on Xist RNA. Genes & development. 25:1371-1383.

140. Splinter, E., E. de Wit, H.J. van de Werken, P. Klous, and W. de Laat. 2012. Determining long-range chromatin interactions for selected genomic sites using 4C-seq technology: from fixation to computation. Methods (San Diego, Calif.). 58:221230.

141. Splinter, E., F. Grosveld, and W. de Laat. 2004. 3C technology: analyzing the spatial organization of genomic loci in vivo. Methods in enzymology. 375:493-507.

142. Splinter, E., H. Heath, J. Kooren, R.J. Palstra, P. Klous, F. Grosveld, N. Galjart, and W. de Laat. 2006. CTCF mediates long-range chromatin looping and local histone modification in the beta-globin locus. Genes & development. 20:2349-2354.

143. Stedman, W., FI. Kang, S. Lin, J.L. Kissil, M.S. Bartolomei, and P.M. Lieberman. 2008. Cohesins localize with CTCF at the KSFIV latency control region and at cellular c-myc and IT19/Igf2 insulators. The EMBO journal. 27:654-666.

144. Subtil-Rodriguez, A., L. Millan-Arino, I. Quiles, C. Ballare, M. Beato, and A. Jordan. 2008. Progesterone induction of the 1 lbeta-hydroxysteroid dehydrogenase type 2 promoter in breast cancer cells involves coordinated recruitment of STAT5A and progesterone receptor to a distal enhancer and polymerase tracking. Molecular and cellular biology. 28:3830-3849.

145. Sutherland, H., and W.A. Bickmore. 2009. Transcription factories: gene expression in unions? Nature reviews. Genetics. 10:457-466.

146. Thiry, M., and D.L. Lafontaine. 2005. Birth of a nucleolus: the evolution of nucleolar compartments. Trends in cell biology. 15:194-199.

147. Tolhuis, B., M. Blom, R.M. Kerkhoven, L. Pagie, IT. Teunissen, M. Nieuwland, M. Simonis, W. de Laat, M. van Lohuizen, and B. van Steensel. 2011. Interactions among Polycomb domains are guided by chromosome architecture. PLoS genetics. 7:el001343.

148. Tolhuis, B., E. de Wit, I. Muijrers, H. Teunissen, W. Talhout, B. van Steensel, and M. van Lohuizen. 2006. Genome-wide profiling of PRC1 and PRC2 Polycomb chromatin binding in Drosophila melanogaster. Nature genetics. 38:694-699.

149. Tolhuis, B., R.J. Palstra, E. Splinter, F. Grosveld, and W. de Laat. 2002. Looping and interaction between hypersensitive sites in the active beta-globin locus. Molecular cell. 10:1453-1465.

150. Verbovaia, L., and S.V. Razin. 1995. Analysis of the replication direction through the domain of alpha-globin-encoding chicken genes. Gene. 166:255-259.

151. Visa, N., F. Puvion-Dutilleul, F. Harper, J.P. Bachellerie, and E. Puvion. 1993. intranuclear distribution of poly(A) RNA determined by electron microscope in situ hybridization. Experimental cell research. 208:19-34.

152. Wadman, I.A., II. Osada, G.G. Grutz, A.D. Agulnick, II. Westphal, A. Forster, and T.I-I. Rabbitts. 1997. The LIM-only protein Lmo2 is a bridging molecule assembling an erythroid, DNA-binding complex which includes the TALI, E47, GATA-1 and Ldbl/NLI proteins. The EMBO journal. 16:3145-3157.

153. Walter, J., C.A. Dever, and M.D. Biggin. 1994. Two homeo domain proteins bind with similar specificity to a wide range of DNA sites in Drosophila embryos. Genes & development. 8:1678-1692.

154. Wang, J., V.V. Lunyak, and I.K. Jordan. 2012. Genome-wide prediction and analysis of human chromatin boundary elements. Nucleic acids research. 40:511529.

155. Wansink, D.G., W. Schul, I. van der Kraan, B. van Steensel, R. van Driel, and L. de Jong. 1993. Fluorescent labeling of nascent RNA reveals transcription by RNA polymerase II in domains scattered throughout the nucleus. The Journal of cell biology. 122:283-293.

156. Wendt, K.S., K. Yoshida, T. Itoh, M. Bando, B. Koch, E. Schirghuber, S. Tsutsumi, G. Nagae, K. Ishihara, T. Mishiro, K. Yahata, F. Imamoto, II. Aburatani, M. Nakao, N. Imamoto, K. Maeshima, K. Shirahige, and J.M. Peters. 2008. Cohesin mediates transcriptional insulation by CCCTC-binding factor. Nature. 451:796-801.

157. West, A.G., and P. Fraser. 2005. Remote control of gene transcription. Human molecular genetics. 14 Spec No 1:R101-111.

158. Wijgerde, M., F. Grosveld, and P. Fraser. 1995. Transcription complex stability and chromatin dynamics in vivo. Nature. 377:209-213.

159. Xu, M., and P.R. Cook. 2008. The role of specialized transcription factories in chromosome pairing. Biochimica et biophysica acta. 1783:2155-2160.

160. Yaffe, E., and A. Tanay. 2011. Probabilistic modeling of Hi-C contact maps eliminates systematic biases to characterize global chromosomal architecture. Nature genetics. 43:1059-1065.

161. Zhang, Y., R.P. McCord, Y.J. Ho, B.R. Lajoie, D.G. Hildebrand, A.C. Simon, M.S. Becker, F.W. Alt, and J. Dekker. 2012. Spatial organization of the mouse genome and its role in recurrent chromosomal translocations. Cell. 148:908-921.

162. Zhao, Z., G. Tavoosidana, M. Sjolinder, A. Gondor, P. Mariano, S. Wang, C. Kanduri, M. Lezcano, K.S. Sandhu, U. Singh, V. Pant, V. Tiwari, S. Kurukuti, and R. Ohlsson. 2006. Circular chromosome conformation capture (4C) uncovers extensive networks of epigenetically regulated intra- and interchromosomal interactions. Nature genetics. 38:1341-1347.

163. Zhou, G.L., L. Xin, W. Song, L.J. Di, G. Liu, X.S. Wu, D.P. Liu, and C.C. Liang. 2006. Active chromatin hub of the mouse alpha-globin locus forms in a transcription factory of clustered housekeeping genes. Molecular and cellular biology. 26:5096-5105.

164. Zhu, X., J. Ling, L. Zhang, W. Pi, M. Wu, and D. Tuan. 2007. A facilitated tracking and transcription mechanism of long-range enhancer function. Nucleic acids research. 35:5532-5544.

165. Zlatanova, J., and P. Caiafa. 2009. CTCF and its protein partners: divide and rule? Journal of cell science. 122:1275-1284.