Конформационные и кинетические особенности структур на основе ДНК и белков на подложке тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.06, доктор наук Дубровин Евгений Владимирович

• Дубровин Евгений Владимирович
• доктор наук
• 2018

Оглавление диссертации доктор наук Дубровин Евгений Владимирович

Введение

Глава 1. Обзор литературы

1.1. Исследование биополимеров на (суб)нанометровом масштабе

1.1.1. Адсорбция биополимеров

ДНК

Белки

1.1.2. Амилоидная агрегация белков

1.1.3. Нуклеиново-белковые комплексы

Картирование ДНК

Стехиометрия нуклеиново-белковых комплексов

Опосредованное взаимодействием фермента выпетливание ДНК

Изгиб ДНК и накручивание ДНК вокруг фермента

Анализ константы связывания/диссоциации и специфичности связывания ДНК-белковых комплексов

АСМ-исследование конвергентной транскрипции

Изучение динамики ДНК-белкового взаимодействия

1.1.4. Взаимодействие вируса клеткой

Вирусы эукариотов

Бактериофаги

1.1.5. Биосенсорные поверхности

1.2. Режимы получения изображений в АСМ

1.2.1. Контактный режим

1.2.2. Бесконтактные режимы

1.2.3. Режим прерывистого контакта

1.2.4. Режимы получения топографии, основанные на силовых кривых

1.3. Выводы по главе

Глава 2. Конформационные и кинетические особенности адсорбированных биополимеров

2.1. Материалы и методы

2.1.1. Исследование ДНК на модифицированном ВОПГ

2.1.2. Исследование адсорбции белков на поверхности ВОПГ

2.1.3. Исследование транскрипции на подложке

2.1.4. Исследование взаимодействия полинуклеотидов с ленгмюровскими монослоями стеариновой кислоты

2.1.5. Исследование конвергентных транскрипционных комплексов

2.2. Исследование адсорбции биополимеров на модельные поверхности

2.2.1. Самоупорядочение молекул ДНК на молекулярных наношаблонах

2.2.2. Тепловое движение молекул ДНК на молекулярных наношаблонах

2.2.3. АСМ-визуализация отдельных белковых молекул на ВОПГ

Денатурация белков крови при адсорбции на ВОПГ

Адсорбция РНК-полимеразы на поверхность модифицированного ВОПГ

2.2.4. Разработка подхода для АСМ-исследования транскрипции в режиме реального времени

2.2.5. Самоупорядочение полинуклеотидов на ленгмюровском монослое стеариновой кислоты

2.3. Исследование транскрипционных комплексов в системах с

близкорасположенными конвергентными промоторами

2.3.1. Визуализация конвергентных транскрипционных комплексов

2.3.2. Активность конвергентных промоторов

2.4. Выводы по главе

70 ♦

Глава 3. Исследование агрегации о -субъединицы РНК-полимеразы E. coli

3.1. Материалы и методы

3.1.1. Атомно-силовая микроскопия

3.1.2. Анализ связывания белка с красителем Конго красным

3.1.3. Электрофоретический анализ белка

3.1.4. Исследование функциональной активности белка in vitro

3.1.5. Просвечивающая электронная микроскопия

3.1.6. Динамическое рассеяние света

3.1.7. Молекулярно-динамическое моделирование

70

3.2. Палочкообразная агрегация о -субъединицы РНК-полимеразы E. coli

3.2.1. Атомно-силовая микроскопия

3.2.2. Просвечивающая электронная микроскопия

3.2.3. Анализ связывания с Конго красным

3.2.4. Электрофоретический анализ

3.2.6. Возможная роль палочкообразной агрегации о -субъединицы в клетке

70

3.3. Роль N-конца о -субъединицы в палочкообразной агрегации

70

3.4. Червеобразная агрегация о -субъединицы РНК-полимеразы E. coli

70

3.6. Гипотетическая модель агрегации о -субъединицы РНК-полимеразы E. coli

3.7. Выводы по главе

Глава 4. Исследование нуклеопротеидов

4.1. Материалы и методы

4.1.1. Приготовление бактериальных клеток и бактериофагов

4.1.2. Приготовление образцов для АСМ и ПЭМ

4.1.3. АСМ и ПЭМ

4.2. Вирусные рибонуклеопротеиды

4.3. Визуализация литического цикла бактериофага

4.3.1. Анализ бактериофагов A157, 39 и Vf

4.3.2. Визуализация инфицирования бактерий бактериофагами

4.3.3. Исследование литического цикла бактериофага АР22

4.4. Выводы по главе

Глава 5. Исследование биосенсорных поверхностей

5.1. Материалы и методы

5.1.1. АСМ-идентификация фрагментов бактерий

5.1.2. Гибридизация нуклеиновых кислот на микрочипах

5.1.3. Детектирование вируса гриппа на сиалогликополимерном рецепторном слое

5.2. АСМ-идентификация фрагментов бактерий на биофункциональных поверхностях

5.3. Визуализация результатов гибридизации нуклеиновых кислот на микрочипах

5.4. Визуализация сиалогликополимерного рецепторного слоя для детектирования вируса гриппа

5.5. Выводы по главе

Заключение

Выводы

Благодарности

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

Список сокращений и обозначений

АПТМС — 3-аминопропилтриметоксисилан АСМ — атомно-силовая микроскопия АТФ — аденозинтрифосфат

ВОПГ — высокоориентированный пиролитический графит вРНП — вирусный рибонуклеопротеид ГОПС — 3-глицидопропилтриметоксисилан ГТФ — гуанозинтрифосфат

(Д)ДРС — (деполяризованное) динамическое рассеяние света

ДСК — дифференциальная сканирующая калориметрия

ДСН — додецилсульфат натрия

КД — круговой дихроизм

КК — Конго красный

КМВ — кварцевое микровзвешивание

ОПК — открытый промоторный комплекс

ПААГ — полиакриламидный гель

п.о. — пар оснований

поли(А) — полиадениловая кислота

ППР — поверхностный плазмонный резонанс

ПЭМ — просвечивающая электронная микроскопия

РНКП — РНК-полимераза

САЧ — сывороточный альбумин человека

СЗМ — сканирующая зондовая микроскопия

СТМ — сканирующая туннельная микроскопия

СЭМ — сканирующая электронная микроскопия

УТФ — уридинтрифосфат

ЦТФ — цитидинтрифосфат

ЭФП — электрофоретическая подвижность

ЯМР — ядерный магнитный резонанс

GM — модификатор графита (CH2)n(NCH2CO)m-NH2

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Конформационные и кинетические особенности структур на основе ДНК и белков на подложке»

Введение

Нуклеиновые кислоты и белки — два наиболее важных класса биополимеров: они являются основными участниками процессов хранения и воспроизведения генетической информации в любой живой клетке, а также составляют основу внеклеточной формы жизни (вирусов). Кроме того, особые физико-химические свойства и способность к высокоспецифическому узнаванию делают эти биополимеры привлекательными для различных технологических и медицинских приложений.

Адсорбция этих биополимеров на поверхность имеет большое фундаментальное и прикладное значение. В качестве примеров можно привести адсорбцию белков плазмы крови на поверхность антигена при иммунном ответе, адсорбцию вируса на поверхность клетки хозяина, использование адсорбции в различных биоаналитических приборах, таких как биосенсоры и адсорбционные хроматографы. Кроме того, при решении научно-исследовательских задач, не связанных с адсорбцией биополимеров, необходимость их иммобилизации на поверхность подложки может быть продиктована методом исследования. В этом случае становится важным понимание влияния подложки на характеристики адсорбированных молекул.

Понимание конформационных и кинетических особенностей отдельных ДНК-белковых структур является ключевым для понимания ряда фундаментальных физико-химических и биологических процессов и решения прикладных задач. Несмотря на большое разнообразие методов исследования конформационных и кинетических характеристик полимеров, почти все они относятся к методам исследования большого числа молекул и оперируют средними значениями по ансамблям, состоящим из многих миллиардов молекул. При этом задача анализа конформации и кинетики отдельных молекул биополимеров с высоким (субмолекулярным) пространственным разрешением остаётся под силу лишь небольшому числу методов микроскопии, прежде всего, с учётом большей важности исследования биополимеров в водных и воздушных средах, атомно-силовой микроскопии (АСМ).

Будучи методом исследования поверхности, АСМ способна анализировать лишь свойства адсорбированных биополимерных структур, что само по себе является важным в силу упомянутого выше значения адсорбции биополимеров в науке и технологии. Вместе с тем, правильный учёт влияния подложки на исследуемые структуры зачастую позволяет также судить о структуре и свойствах неадсорбированных биополимерных структур на основе их АСМ-анализа.

Ключевую роль в развитии АСМ как инструмента исследования полимеров играют два методических аспекта, такие как разработка подходов для иммобилизации полимеров на подложку и развитие инструментария для анализа физико-химических свойств полимеров из данных АСМ. Стоит отметить, что, в зависимости от конкретной задачи, процедуры подготовки образцов полимера и его иммобилизации на подложку могут значительно отличаться даже для одного и того же объекта.

В диссертационной работе проведено обобщение литературных данных и выделены классы задач, связанных с изучением ДНК- и белковых структур, для решения которых использование АСМ особенно эффективно, т.е. позволяет получать уникальную информацию об их свойствах, а также о механизмах процессов, которая не может быть получена другими методами.

Прежде всего, это касается изучения адсорбции молекул биополимера на поверхность. Будучи методом исследования поверхности, АСМ позволяет, как никакой другой метод, анализировать морфологию отдельных адсорбированных молекул и молекулярных структур с высоким пространственным разрешением, определять их конформацию и физические свойства, а также изучать перемещения молекул на подложке, индуцированные изменением окружающих условий или тепловым движением.

Следующим выделенным из литературы классом задач АСМ биополимеров является исследование агрегации белков, включая важный частный случай амилоидной агрегации. Амилоидная агрегация имеет большое медицинское значение, поскольку является причиной многих нейродегенеративных заболеваний. Кроме того, амилоидная агрегация является естественным процессом для ряда внутриклеточных белков эукариотических организмов. АСМ позволяет определять структуру и свойства белковых фибрилл (такие параметры, как модуль Юнга, модуль изгиба, персистентную длину), наблюдать их образование в режиме реального времени и изучать механизмы такой агрегации.

Ещё одна достаточно обширная группа задач может быть сформулирована как изучение молекулярных биологических процессов, происходящих с участием нуклеиновых кислот и белков, т.е. транскрипции, трансляции, репликации и т.п. Использование АСМ для решения таких задач позволяет получать информацию об этих процессах на молекулярном, а зачастую и субмолекулярном масштабе. Другими словами, АСМ позволяет «следить» за взаимодействием одной молекулы ДНК с одной молекулой белка. Особенностью АСМ является возможность одновременно проводить исследование на масштабах, отличающихся на несколько порядков, например, в нанометровом и микрометровом диапазонах. Применительно к исследованию нуклеиново-белковых взаимодействий это означает, что АСМ одновременно позволяет наблюдать десятки и даже сотни таких одномолеку-

лярных процессов, получая информацию как о поведении индивидуальных молекул и комплексов, так и о средних величинах «по ансамблю».

Исследование взаимодействия вируса с клеткой хозяина можно отнести к очередному классу задач АСМ биополимеров, для которых АСМ позволяет получать уникальные результаты. АСМ способна «проследить» за отдельными стадиями инфицирования клетки, от адсорбции и проникновения вирусов внутрь клетки и до её разрушения и выхода дочерних вирусов. В частности, АСМ позволяет исследовать особенности литического цикла бактериофагов на отдельной бактериальной клетке, что недоступно стандартным микробиологическим методам исследования.

Наконец, изучение биосенсорных поверхностей можно выделить как ещё одну группу задач для АСМ, особенно важную для прикладных исследований. Высокое разрешение метода позволяет контролировать параметры биосенсорных поверхностей (например, толщину сенсорного слоя, поверхностную плотность рецепторов) с высокой точностью, а также охарактеризовать специфическое связывание между рецептором и лигандом на молекулярном уровне.

Несмотря на значительный прогресс АСМ в перечисленных областях, множество важных задач как фундаментального, так и прикладного характера остаются нерешёнными.

Целью диссертационной работы являлось развитие экспериментальных методов качественной идентификации и количественной оценки фундаментальных физико-химических характеристик ДНК, белков и структур на их основе для анализа их конфор-мационных и кинетических особенностей на твердой подложке и взаимодействия с поверхностью крупных биологических объектов.

Задачами исследования являлись:

1. Разработать способы модификации молекулярной структуры поверхности твердой подложки (слюды и ВОПГ), позволяющие выявить с помощью АСМ молекулярные и физические механизмы, определяющие характер адсорбции, конформации, двумерной диффузии и взаимодействия биополимеров (ДНК и белков) на модифицированной поверхности. На основании измерений в водных растворах и в режиме реального времени выделить вклад гидрофобных и электростатических взаимодействий полимеров с модифицированной поверхностью.

2. Используя комплекс взаимодополняющих экспериментальных методов (АСМ, ПЭМ, ДДРС, спектрофотометрия) и вычислительные методы молекулярной динамики доказать возможность амилоидной агрегации широкого класса прокариотических белков.

Оценить механические характеристики и предложить вероятный молекулярных механизм образования таких агрегатов.

3. Визуализировать и количественно охарактеризовать морфологические и конформа-ционные особенности ДНК-белковых (транскрипционных) комплексов и оценить их влияние на транскрипционную интерференцию.

4. Разработать основанные на АСМ методы физической идентификации (детектирования) и количественного описания морфологических особенностей биополимерных объектов - фрагментов бактерий, вирусов гриппа и молекул ДНК - на твердых поверхностях, модифицированных (био)полимерами.

5. Разработать способы подготовки объектов и последующего АСМ-исследования ли-тического цикла бактериофагов, позволяющие количественно описать ультраструктурные изменения поверхности инфицированных бактериальных клеток на разных стадиях лити-ческого цикла. Использовать разработанную методику для оценки структурно-морфологических особенностей отдельных стадий инфицирования патогенных бактерий бактериофагами.

Положения, выносимые на защиту

1. Разработанная методология исследования конформационных и кинетических особенностей ДНК- и белковых структур на подложке, включающая модификацию молекулярной структуры поверхности (ВОПГ и слюды), приготовление образцов, методику их экспериментального анализа на основе АСМ, математическую обработку данных и интерпретацию результатов в соответствии с физическими моделями, значительно расширила диапазон экспериментальных условий для исследования биополимеров, а также физико-химических и молекулярно-биологических процессов с участием биополимеров на уровне отдельных молекул и позволила обнаружить ряд важных конформационных и кинетических эффектов на молекулах биополимеров.

(а) Молекулы ДНК упорядочиваются на поверхности молекулярных наношаблонов стеариламина, стеариновой кислоты и стеарилового спирта на ВОПГ, выстраиваясь вдоль выделенных направлений.

(б) Конформация адсорбированных молекул ДНК на поверхности модифицированного ВОПГ зависит от молекулы модификатора и масштаба рассмотрения: это может быть конформация компактной глобулы, жёстких стержней, самоизбегающих блужданий, проекция трёхмерной конформации на двумерную поверхность, а также промежуточные варианты.

(в) Поверхностная диффузия сегментов молекул ДНК на молекулярных наношабло-нах на ВОПГ носит преимущественно продольный характер и происходит вдоль ламелей

наношаблонов. Кроме этого, движение осуществляется за счёт перескоков сегментов ДНК между соседними ламелями и их временной десорбции.

(г) Предложенная методика позволяет в режиме реального времени визуализировать процесс транскрипции на поверхности модифицированного ВОПГ на масштабе отдельного ДНК-белкового комплекса.

(д) Установлены физические закономерности адсорбции молекул ДНК и ряда белков на поверхность ВОПГ, модифицированную монослоем углеводородно-олигоглициновой производной GM. При низкой ионной силе (0-5 мМ) поверхность GM-ВОПГ является «кинетической ловушкой» для молекул ДНК, тогда как при более высокой ионной силе (100 мМ) адсорбированные молекулы ДНК становятся мобильными на такой поверхности. Отдельные молекулы белков плазмы крови, адсорбированные на поверхность свежеско-лотого ВОПГ, принимают частично или полностью развёрнутую (денатурированную) конформацию. Адсорбция этих белков на модифицированную поверхность ВОПГ не приводит к их денатурации.

2. Прокариотические внутриклеточные белки способны формировать амилоидные структуры. Белок о70-субъединица РНКП E. coli образует агрегаты двух морфологий: палочкообразной, характеризующейся диаметром ~6,2 нм и левозакрученной спиральной структурой с размером витка спирали ~20 нм, и червеобразной, имеющей структуру типа

70

бусин с высотой ~4 нм, длиной ~20 нм. N-конец g -субъединицы выполняет роль шапе-рона, защищающего белок от интенсивной агрегации in vivo. Предложенная модель агре-

70

гации g -субъединицы объясняет оба пути полимеризации белка.

3. Локальный механический изгиб молекулы ДНК при её связывании с ферментом РНКП и взаимное пространственное расположение областей такого связывания (промоторов) по отношению к двойной спирали ДНК оказывают существенное влияние на морфологию и вероятность образования двойных открытых транскрипционных комплексов, а, вследствие этого, на ТИ. Предложенная модель объясняет вероятный физический механизм возникновения ТИ.

4. Развитые методы физической идентификации (детектирования) биополимерных объектов, таких как фрагментов бактерий, вирусов гриппа и молекул ДНК, основанные на количественном анализе их взаимодействия с (био)полимерами функциональных поверхностей (биосенсорными поверхностями) с помощью АСМ, могут быть использованы для определения наличия бактерий по детектированию их фрагментов, а также высокочувствительного тензометрического кантилеверного детектирования вируса гриппа на основе сиалилгликополимерного сенсорного слоя.

5. Разработанная методика АСМ-исследования литического цикла бактериофагов позволяет количественно анализировать ультраструктурные изменения поверхности инфицированных клеток на разных стадиях литического цикла. С использованием этой методики охарактеризованы структурно-морфологические особенности бактериофагов и инфицированных ими патогенных бактерий.

Научная новизна. Впервые обнаружен и изучен ряд физико-химических и молеку-лярно-биологических эффектов, в том числе:

1. Самоупорядочение и продольный характер теплового движения молекул ДНК на периодических поверхностях (молекулярных наношаблонов стеариламина, стеариновой кислоты и стеарилового спирта на ВОПГ). Такое упорядочение характеризуется формированием линейных вытянутых сегментов адсорбированной молекулы ДНК, повёрнутых друг относительно друга на углы 120° и 60°. Наблюдаемая морфология адсорбированных молекул ДНК и характер их теплового движения объясняется их выстраиванием вдоль ламелей молекулярного наношаблона.

2. Амилоидная агрегация прокариотического внутриклеточного белка. Амилоидные

70

агрегаты о -субъединицы РНКП E. coli имеют палочкообразную форму диаметром (6,2 ± 0,6) нм и длиной от нескольких десятков до нескольких сотен нанометров. Содержание палочкообразных агрегатов в общей массе белка составляет до 8%. Также впервые пока-

70

зано, что мутантные виды о -субъединицы, полностью или частично лишённые N-конца, обладают повышенной агрегационной активностью (содержание агрегатов повышается до 10 раз).

3. Впервые охарактеризован полиморфизм агрегатов о70-субъединицы и предложена модель агрегации, которая учитывает различные пути полимеризации о70-субъединицы с образованием двух типов структур.

4. Обнаружено влияние вызванного связыванием с ферментом РНКП локального механического изгиба ДНК на ТИ (предложен новый механизм ТИ).

Кроме того, в работе развиты новые подходы для визуализации транскрипции на уровне отдельных молекул, анализа литического цикла бактериофага, физической идентификации биологических объектов (фрагментов бактериальных клеток, вирусов, молекул ДНК) биосенсорными поверхностями на основе биополимеров и предложены количественные критерии оценки специфического связывания аналита с биосенсорной поверхностью, основанные на применении анализа АСМ-изображений, позволяющие значительно улучшить чувствительность детектирования и увеличить соотношение «сигнал-шум».

Практическая значимость работы. Разработанные подходы для анализа адсорбции, конформации, теплового движения и взаимодействия ДНК и белков на поверхности мо-

дифицированного ВОПГ, в том числе в режиме реального времени в водных растворах, могут быть использованы в исследовательской лабораторной практике при решении широкого спектра задач, связанных с изучением различных процессов с участием биополимеров. Возможность использования в качестве подложки модифицированного ВОПГ значительно расширяет спектр задач АСМ биополимеров, в частности, позволяет проводить исследования при низкой ионной силе раствора. Развитие методов иммобилизации ДНК, при которой достигается сильная стабилизация ДНК на поверхности электрода (например, графита), является ключевым фактором для дизайна электрохимических биосенсорных систем.

Необходимость контролируемого изменения свойств полимера, адсорбированного на молекулярные наношаблоны, за счёт изменения состава и свойств самого наношаблона является востребованной для технологических приложений. Одновременный контроль конформации иммобилизованной на поверхность молекулы ДНК и её координат востребован для молекулярного дизайна, применяемого в биотехнологии (например, при разработке биосенсоров) и медицине (например, при диагностике ДНК). Контролируемая адсорбция ДНК может быть использована для картирования ДНК, а также измерения проводящих и механических свойств отдельных молекул.

Общность существующих в природе механизмов амилоидной агрегации белков придаёт особую практическую значимость предложенной в работе модели агрегации о70-субъединицы. С одной стороны, образование амилоидных агрегатов связано с рядом ней-родегенеративных заболеваний, а с другой — с выполнением важных биологических функций, не связанных с болезнями (амилоиды биоплёнок бактерий, каталитические матрицы, агенты, опосредующие хранение и перенос эпигенетической информации, адгезивы и структуры для хранения пептидных гормонов).

Обнаруженный на модельной системе физический механизм транскрипционной интерференции не является специфическим ни к конкретной последовательности ДНК ни к типу РНКП, т.к. основывается лишь на спиральности ДНК и вызванном связыванием с РНКП изгибе ДНК. Поэтому основные выводы, касающиеся механизма ТИ, могут быть также применимы для объяснения эффекта подавления экспрессии генов, наблюдаемого в других системах с конвергентными промоторами.

Кроме того, развитые методики для анализа биофункциональных поверхностей и биоспецифического взаимодействия являются востребованными для развития биосенсорных технологий, в частности для детектирования вируса гриппа и фрагментов патогенных бактерий. Наконец, АСМ-визуализация процесса инфицирования бактериальных клеток бактериофагами на уровне отдельной клетки значительно дополняет данные микробиологи-

ческого анализа литического цикла бактериофагов и вносит вклад в развитие фаговой терапии, являющейся одной из альтернатив использования антибиотиков.

Методы исследований, достоверность и обоснованность результатов. Основным методом исследования в настоящей работе является АСМ. В работе обоснована целесообразность применения метода АСМ для решения задач диссертационной работы. В настоящее время АСМ является единственным методом исследования конформационных и кинетических особенностей биополимеров в воздушных и водных средах с субмолекулярным разрешением. С учётом специфики образцов (биополимеров), в основном, использовались режимы прерывистого контакта и пиковой силы, характеризующиеся наименьшим воздействием кантилевера на образец. Для нанесения исследуемых образцов на подложку, в зависимости от задачи, использовались разные методики, такие как нанесение на неподвижную или вращающуюся подложку, нанесение методом Ленгмюра-Блоджетт, экспозиция подложки в пары или раствор образца. Большое внимание в работе уделялось проверке основанных на возможных артефактах АСМ интерпретаций полученных результатов. Для этого проводилось множество контрольных экспериментов (в частности, проверялась чистота добавляемых в исследуемые образцы реагентов), осуществлялись исследования на разных подложках, в разных средах (в частности, АСМ-изображения, полученные на воздухе, в ряде случаев дополнялись АСМ-изображениями, полученными в водных средах), различными кантилеверами, при разных параметрах сканирования. Кроме того, зачастую данные АСМ сопоставлялись с данными других методов, таких как просвечивающая электронная микроскопия (ПЭМ), деполяризованное динамическое рассеяние света (ДДРС), спектрометрия, гель-электрофорез и молекулярная динамика, а также близкими по смыслу данными литературы (там, где такие данные существуют). Все полученные результаты характеризуются высокой воспроизводимостью, в том числе с использованием образцов, взятых из независимых источников. Обоснованность выводов обеспечивается их соответствием большому количеству экспериментальных результатов и теоретических расчётов.

Апробация работы. Основные результаты диссертации были представлены автором лично на следующих мероприятиях: 15-й Международного союза теоретической и прикладной биофизики и 5-й Ассоциации европейских биофизических обществ международный биофизический конгресс (Монпелье, Франция, август-сентябрь 2005); Московская международная конференция «Биотехнология и медицина» (Москва, Россия, март 2006); 51-й ежегодный съезд биофизического общества (Балтимор, США, март 2007); Совещание по вопросам развития исследований в области переходных взаимодействий между биологическими макромолекулами (Севилья, Испания, май 2007); Симпозиумы Европейского

научного фонда и Европейской организации молекулярной биологии по биологическим поверхностям и границам раздела (Сан-Фелиу-де-Гишольс, Испания, июль 2007 и июнь-июль 2009); 6-й Европейский биофизический конгресс (Лондон, Великобритания, июль 2007); Международный симпозиум «Успехи в наномедицине и нанобиотехнологии» (Инсбрук, Австрия, апрель 2008); Голландский симпозиум по сканирующий зондовой микроскопии (Утрехт, Нидерланды, декабрь 2008); семинар института биологических разделов фаз института технологий Карлсруэ (Карлсруэ, Германия, декабрь 2009), 54-й ежегодный съезд биофизического общества (Сан-Франциско, США, февраль 2010); 17-й Международный конгресс по микроскопии (Рио-де-Жанейро, Бразилия, сентябрь 2010); Международное научное совещание «Нейропластичность: нервный субстрат с точки зрения здоровья и болезни» (Тбилиси, Грузия, октябрь 2010); III Международный форум по нанотех-нологиям (Москва, Россия, ноябрь 2010); семинар института молекул и материалов Рад-боудского университета Наймегена (Наймеген, Нидерланды, сентябрь 2011), 17-й Международный биофизический конгресс (Пекин, Китай, октябрь-ноябрь 2011); 22-й Всемирный конгресс по биосенсорам (Канкун, Мексика, май 2012); Европейская зимняя школа по физической органической химии (Бриксон, Италия, январь-февраль 2013); Школа перспективных исследований «Мягкая материя в условиях ограничения: от биологии к физике» (Гейло, Норвегия, март 2013); Международная научно-практическая конференция «Бактериофаги: Теоретические и практические аспекты применения в медицине, ветеринарии и пищевой промышленности» (Ульяновск, Россия, апрель 2013); 5-я Международная конференция по АСМ в биологических науках и медицине (Шанхай, Китай, май 2013); 18-й Международный конгресс по микроскопии (Прага, Чехия, сентябрь 2014); 18-я Международная конференция по бесконтактной атомно-силовой микроскопии (Касси, Франция, сентябрь 2015); 16-я Европейская конференция по применению анализа поверхности и границы раздела (Гранада, Испания, сентябрь-октябрь 2015); 7-я Международная конференция по АСМ в биологических науках и медицине (Порто, Португалия, апрель 2016); 2-я, 6-я и 8-я Международные конференции «Современные достижения бионаноскопии» (Москва, июнь 2008, 2012, 2016 гг.); семинары института прикладной физики университета Тюбингена (Тюбинген, Германия, июнь 2015, сентябрь 2016); Школа перспективных исследований «Физика, стимулированная живой материей» (Гейло, Норвегия, март 2017).

Публикации. По теме диссертации в рецензируемых научных изданиях, индексируемых в базах данных Web of Science, SCOPUS, RSCI опубликовано 20 статей и получено 2 патента РФ на изобретения.

Личный вклад автора. Все представленные в диссертационной работе эксперименты по АСМ, за исключением одной серии экспериментов, проведены автором лично или под

его руководством (одна серия экспериментов, посвящённая адсорбции белков крови на ВОПГ, проведена НА. Бариновым, ВВ. Прохоровым и Д.В. Клиновым (ФГБУ ФНКЦ ФХМ ФМБА) в ходе совместного исследования). Весь представленный в работе анализ данных АСМ выполнен автором лично. Вклад автора в разработку основанных на АСМ методик исследования является решающим. Молекулярное моделирование выполнено совместно с А.П. Толстовой под руководством автора. Эксперименты по ПЭМ, ДДРС и спектрометрии выполнены совместно с С.С. Абрамчуком, Д.В. Корнеевым (ПЭМ), Т.В. Лаптинской (ДДРС), О.Н. Королёвой и В.Л. Друцой (спектрометрия). Вклад автора в постановку целей и задач исследования, интерпретацию результатов, а также подготовку публикаций по теме диссертации является определяющим. По тематике представленной диссертации под руководством автора были защищены две дипломные работы студентов и две диссертационные работы на соискание учёной степени кандидата физико-математических наук (А.П. Толстова, Н.В. Кузьмина, МГУ имени М.В.Ломоносова, в со-руководстве).

Структура и объём диссертационной работы. Диссертационная работа состоит из введения, пяти глав, заключения, списка литературы, включающего 637 наименований. Работа изложена на 291 странице, содержит 103 рисунка и 12 таблиц.

Глава 1. Обзор литературы

ДНК и белки — два важнейших класса биополимеров, играющих ключевую роль в основных биологических процессах, происходящих в любой живой клетке, а также составляющие основу внеклеточной формы жизни (вирусов). Кроме того, эти биомолекулы благодаря своим особенным физико-химическим свойствам и способностью к высокоспецифичному узнаванию обладают колоссальным практическим потенциалом, в особенности в биотехнологии и медицине. Трудно переоценить важность исследования физико-химических свойств этих биополимеров, их взаимодействия друг с другом и различными биотическими и абиотическими поверхностями.

Список литературы диссертационного исследования доктор наук Дубровин Евгений Владимирович, 2018 год

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

[1] А.В. Финкельштейн, О.Б. Птицын, Физика белка: курс лекций с цветными и стереоскопическими иллюстрациями и задачами, КДУ, Москва, 2012.

[2] W. Saenger, Principles of nucleic acid structure, Springer Science & Business Media, 2013.

[3] D. Shortle, The expanded denatured state: An ensemble of conformations trapped in a locally encoded topological space // Adv. Protein Chem., 62 (2002) 1-23.

[4] C.R. Smith, N. Mateljevic, B.E. Bowler, Effects of topology and excluded volume on protein denatured state conformational properties // Biochemistry, 41 (2002) 10173-10181.

[5] M. Calamai, F. Chiti, C.M. Dobson, Amyloid fibril formation can proceed from different conformations of a partially unfolded protein // Biophys. J., 89 (2005) 4201-4210.

[6] M. Schmid, S. Prols, D.M. Kainz, F. Hammann, U. Grupa, Effect of thermally induced de-naturation on molecular interaction-response relationships of whey protein isolate based films and coatings // Prog. Org. Coat., 104 (2017) 161-172.

[7] W. He, K. Yang, L. Fan, Y. Lv, Z. Jin, S. Zhu, C. Qin, Y. Wang, L. Yin, Denatured globular protein and bile salt-coated nanoparticles for poorly water-soluble drugs: Penetration across the intestinal epithelial barrier into the circulation system and enhanced oral bioavailability // Int. J. Pharm., 495 (2015) 9-18.

[8] R. Caillard, M. Subirade, Protein based tablets as reversible gelling systems for delayed release applications // Int. J. Pharm., 437 (2012) 130-136.

[9] N. Kasyanenko, V. Bakulev, I. Perevyazko, T. Nekrasova, O. Nazarova, A. Slita, Y. Zolo-tova, E. Panarin, Model system for multifunctional delivery nanoplatforms based on DNAPolymer complexes containing silver nanoparticles and fluorescent dye // J. Biotechnol., 236 (2016) 78-87.

[10] N. Kasyanenko, B. Dribinsky, Similarities and differences in the influence of polycations and oligomers on DNA conformation and packaging // Int. J. Biol. Macromol., 86 (2016) 216-223.

[11] D. Porath, A. Bezryadin, S. de Vries, C. Dekker, Direct measurement of electrical transport through DNA molecules // Nature, 403 (2000) 635-638.

[12] M.I. Pividori, A. Merkoci, S. Alegret, Electrochemical genosensor design: immobilisation of oligonucleotides onto transducer surfaces and detection methods // Biosens. Bioelectron., 15(2000)291-303.

[13] A.D. Chepelianskii, D. Klinov, A. Kasumov, S. Gueron, O. Pietrement, S. Lyonnais, H. Bouchiat, Conduction of DNA molecules attached to a disconnected array of metallic Ga nanoparticles // New J. Phys., 13 (2011) 063046.

[14] G. Binnig, C. Quate, C. Gerber, Atomic force microscope // Phys. Rev. Lett., 56 (1986) 930-933.

[15] М.О. Галлямов, Сканирующая силовая микроскопия полимерных структур на подложке. Диссертация на соискание учёной степени доктора физико-математических наук, Московский государственный университет имени М.В.Ломоносова, 2009.

[16] H.H. Nguyen, J. Park, S. Kang, M. Kim, Surface plasmon resonance: A versatile technique for biosensor applications // Sensors, 15 (2015) 10481-10510.

[17] T.R. Strick, J.F. Allemand, D. Bensimon, A. Bensimon, V. Croquette, The elasticity of a single supercoiled DNA molecule // Science, 271 (1996) 1835-1837.

[18] N. Kasyanenko, Z. Qiushi, V. Bakulev, M. Osolodkov, P. Sokolov, V. Demidov, DNA binding with acetate bis(1,10-phenanthroline)silver(I) monohydrate in a solution and metallization of formed structures // Polymers, 9 (2017) 211.

[19] N.A. Kasyanenko, L.A. Lysyakova, B.A. Dribinskii, Y.I. Zolotova, O.V. Nazarova, E.F. Panarin, DNA-polymer complexes for gene therapy // Polym. Sci. Ser. C., 54 (2012) 57-68.

[20] J. Vesenka, M. Guthold, C. Tang, D. Keller, E. Delaine, C. Bustamante, Substrate preparation for reliable imaging of DNA molecules with the scanning force microscope // Ultrami-croscopy, 42 (1992) 1243-1249.

[21] C. Bustamante, J. Vesenka, C. Tang, W. Rees, M. Guthold, R. Keller, Circular DNA molecules imaged in air by scanning force microscopy // Biochemistry, 31 (1992) 22-26.

[22] R.M. Pashley, Hydration forces between mica surfaces in aqueous electrolyte solutions // J. Colloid Interface Sci., 80 (1981) 153-162.

[23] B. Stokke, D. Brant, The reliability of wormlike polysaccharide chain dimensions estimated from electron micrographs // Biopolymers, 30 (1990) 1161-1181.

[24] C. Rivetti, M. Guthold, C. Bustamante, Scanning force microscopy of DNA deposited onto mica: Equilibration versus kinetic trapping studied by statistical polymer chain analysis // J. Mol. Biol., 264 (1996) 919-932.

[25] M.O. Gallyamov, Scanning force microscopy as applied to conformational studies in ma-cromolecular research //Macromol. RapidCommun., 32 (2011) 1210-1246.

[26] C. Frontali, E. Dore, A. Ferrauto, E. Gratton, A. Bettini, M. Pozzan, E. Valdevit, Absolute method for the determination of the persistence length of native DNA from electron micrographs // Biopolymers, 18 (1979) 1353-1373.

[27] S. Meyer, D. Jost, N. Theodorakopoulos, M. Peyrard, R. Lavery, R. Everaers, Temperature dependence of the DNA double helix at the nanoscale: structure, elasticity, and fluctuations // Biophys. J., 105 (2013) 1904-1914.

[28] E.C. Cesconetto, F.S.A. Junior, F. a. P. Crisafuli, O.N. Mesquita, E.B. Ramos, M.S. Rocha, DNA interaction with Actinomycin D: mechanical measurements reveal the details of the binding data // Phys. Chem. Chem. Phys., 15 (2013) 11070-11077.

[29] S. Hormeno, B. Ibarra, J.M. Valpuesta, J.L. Carrascosa, J. Ricardo Arias-Gonzalez, Mechanical stability of low-humidity single DNA molecules // Biopolymers, 97 (2012) 199208.

[30] Y.L. Lyubchenko, L.S. Shlyakhtenko, AFM for analysis of structure and dynamics of DNA and protein-DNA complexes // Methods, 47 (2009) 206-213.

[31] F. Valle, M. Favre, P. De Los Rios, A. Rosa, G. Dietler, Scaling exponents and probability distributions of DNA end-to-end distance // Phys. Rev. Lett., 95 (2005) 158105.

[32] E. Ercolini, F. Valle, J. Adamcik, G. Witz, R. Metzler, P. De Los Rios, J. Roca, G. Dietler, Fractal Dimension and Localization of DNA Knots // Phys. Rev. Lett., 98 (2007).

[33] H.K. Christenson, N.H. Thomson, The nature of the air-cleaved mica surface // Surf. Sci. Rep., 71 (2016) 367-390.

[34] R.L. McCreery, Advanced carbon electrode materials for molecular electrochemistry // Chem. Rev. 108 (2008) 2646-2687.

[35] A.A. Ensafi, E. Heydari-Bafrooei, M. Dinari, S. Mallakpour, Improved immobilization of DNA to graphite surfaces, using amino acid modified clays // J. Mater. Chem. B., 2 (2014) 3022-3028.

[36] A. Walcarius, Electrocatalysis, sensors and biosensors in analytical chemistry based on ordered mesoporous and macroporous carbon-modified electrodes // TrAC Trends Anal. Chem., 38 (2012) 79-97.

[37] C. Bustamante, S.B. Smith, J. Liphardt, D. Smith, Single-molecule studies of DNA mechanics // Curr. Opin. Struct. Biol., 10 (2000) 279-285.

[38] A.M.O. Brett, AM C. Paquim, DNA imaged on a HOPG electrode surface by AFM with controlled potential // Bioelectrochemistry, 66 (2005) 117-124.

[39] A.M. Chiorcea, A.M.O. Brett, Atomic force microscopy characterization of an electrochemical DNA-biosensor // Bioelectrochemistry, 63 (2004) 229-232.

[40] A.M.O. Brett, A.M. Chiorcea, Effect of pH and applied potential on the adsorption of DNA on highly oriented pyrolytic graphite electrodes. Atomic force microscopy surface characterisation // Electrochem. Commun., 5 (2003) 178-183.

[41] A.M.O. Brett, A.M. Chiorcea, Atomic force microscopy of DNA immobilized onto a highly oriented pyrolytic graphite electrode surface // Langmuir, 19 (2003) 3830-3839.

[42] A.-M. Chiorcea Paquim, T.S. Oretskaya, A.M. Oliveira Brett, Adsorption of synthetic homo- and hetero-oligodeoxynucleotides onto highly oriented pyrolytic graphite: Atomic force microscopy characterization // Biophys. Chem., 121 (2006) 131-141.

[43] X.H. Jiang, X.Q. Lin, Atomic force microscopy of DNA self-assembled on a highly oriented pyrolytic graphite electrode surface // Electrochem. Commun., 6 (2004) 873-879.

[44] D.V. Klinov, E.V. Dubrovin, I.V. Yaminsky, Substrate for scanning probe microscopy of DNA: HOPG versus mica // Phys. Low-Dimens. Struct., 3-4 (2003) 119-124.

[45] D.V. Klinov, E.V. Dubrovin, I.V. Yaminsky, Scanning probe microscopy of DNA on mica and graphite, in: AIP Conf. Proc., AIP Publishing, 2003: 452-456.

[46] F. Ostendorf, C. Schmitz, S. Hirth, A. Kühnle, J.J. Kolodziej, M. Reichling, Evidence for potassium carbonate crystallites on air-cleaved mica surfaces, // Langmuir, 25 (2009) 10764-10767.

[47] F. Moreno-Herrero, J. Colchero, A.M. Baro, DNA height in scanning force microscopy // Ultramicroscopy, 96 (2003) 167-174.

[48] D. Klinov, B. Dwir, E. Kapon, N. Borovok, T. Molotsky, A. Kotlyar, High-resolution atomic force microscopy of duplex and triplex DNA molecules // Nanotechnology, 18 (2007) 225102.

[49] J. Rabe, S. Buchholz, Commensurability and mobility in 2-dimensional molecular-patterns on graphite // Science, 253 (1991) 424-427.

[50] S. Cincotti, J.P. Rabe, Self-assembled alkane monolayers on MoSe2 and MoS2 // Appl. Phys. Lett., 62 (1993) 3531-3533.

[51] R. van Hameren, P. Schön, A.M. van Buul, J. Hoogboom, S.V. Lazarenko, J.W. Gerritsen, H. Engelkamp, P.C.M. Christianen, H.A. Heus, J.C. Maan, T. Rasing, S. Speller, A.E. Rowan, J.A.A.W. Elemans, R.J.M. Nolte, Macroscopic hierarchical surface patterning of porphyrin trimers via self-assembly and dewetting // Science, 314 (2006) 1433-1436.

[52] S. De Feyter, A. Gesquiere, M. Klapper, K. Müllen, F.C. De Schryver, Toward two-dimensional supramolecular control of hydrogen-bonded arrays: the case of isophthalic acids // NanoLett., 3 (2003) 1485-1488.

[53] S. De Feyter, F.C. De Schryver, Self-assembly at the liquid/solid interface: STM reveals // J. Phys. Chem. B., 109 (2005) 4290-4302.

[54] A.S. Klymchenko, S. Furukawa, K. Müllen, M. Van der Auweraer, S. De Feyter, Supramolecular hydrophobic-hydrophilic nanopatterns at electrified interfaces // Nano Lett., 7 (2007)791-795.

[55] A.J. Groszek, Selective adsorption at graphite/hydrocarbon interfaces // Proc. R. Soc. Lond. Math. Phys. Eng. Sci., 314 (1970) 473-498.

[56] S. Medina, J.J. Benitez, M.A. Castro, C. Cerrillos, C. Millan, M.D. Alba, Monolayer arrangement of fatty hydroxystearic acids on graphite: Influence of hydroxyl groups // Thin Solid Films, 539 (2013) 194-200.

[57] F. Silly, Moire pattern induced by the electronic coupling between 1-octanol self-assembled monolayers and graphite surface // Nanotechnology, 23 (2012) 225603.

[58] T. Yang, S. Berber, J.-F. Liu, G.P. Miller, D. Tomanek, Self-assembly of long chain al-kanes and their derivatives on graphite // J. Chem. Phys., 128 (2008) 124709.

[59] P. Krukowski, Z. Klusek, W. Olejniczak, R. Klepaczko, M. Puchalski, P. Dabrowski, P.J. Kowalczyk, K. Gwozdzinski, Self-assembled monolayers of radical molecules physisorbed on H0PG(0001) substrate studied by scanning tunnelling microscopy and electron paramagnetic resonance techniques // Appl. Surf. Sci., 255 (2009) 8769-8773.

[60] V.V. Prokhorov, D.V. Klinov, A.A. Chinarev, A.B. Tuzikov, I.V. Gorokhova, N.V. Bovin, High-resolution atomic force microscopy study of hexaglycylamide epitaxial structures on graphite // Langmuir, 27 (2011) 5879-5890.

[61] T. Hiasa, H. Onishi, Competitive adsorption on graphite investigated using frequency-modulation atomic force microscopy: interfacial liquid structure controlled by the competition of adsorbed species // Langmuir, 29 (2013) 5801-5805.

[62] I. De Cat, C. Gobbo, B. Van Averbeke, R. Lazzaroni, S. De Feyter, J. van Esch, Controlling the position of functional groups at the liquid/solid interface: impact of molecular symmetry and chirality // J. Am. Chem. Soc., 133 (2011) 20942-20950.

[63] P.N. Dickerson, A.M. Hibberd, N. Oncel, S.L. Bernasek, Hydrogen-bonding versus van der Waals interactions in self-assembled monolayers of substituted isophthalic acids // Langmuir, 26 (2010) 18155-18161.

[64] D. den Boer, T. Habets, M.J.J. Coenen, M. van der Maas, T.P.J. Peters, M.J. Crossley, T. Khoury, A.E. Rowan, R.J.M. Nolte, S. Speller, J.A.A.W. Elemans, Controlled templating of porphyrins by a molecular command layer // Langmuir, 27 (2011) 2644-2651.

[65] C. Arrigoni, G. Schull, D. Bleger, L. Douillard, C. Fiorini-Debuisschert, F. Mathevet, D. Kreher, A.-J. Attias, F. Charra, Structure and epitaxial registry on graphite of a series of na-noporous self-assembled molecular monolayers // J. Phys. Chem. Lett., 1 (2010) 190-194.

[66] K. Tahara, S. Furukawa, H. Uji-i, T. Uchino, T. Ichikawa, J. Zhang, W. Mamdouh, M. So-noda, F.C. De Schryver, S. De Feyter, Y. Tobe, Two-dimensional porous molecular networks of dehydrobenzo[12]annulene derivatives via alkyl chain interdigitation // J. Am. Chem. Soc., 128 (2006) 16613-16625.

[67] K. Miyake, Y. Hori, T. Ikeda, M. Asakawa, T. Shimizu, S. Sasaki, Alkyl chain length dependence of the self-organized structure of alkyl-substituted phthalocyanines // Langmuir, 24(2008)4708-4714.

[68] F. Tao, Nanoscale surface chemistry in self- and directed-assembly of organic molecules on solid surfaces and synthesis of nanostructured organic architectures // Pure Appl. Chem., 80 (2008) 45-57.

[69] S.A. Claridge, W.-S. Liao, J.C. Thomas, Y. Zhao, H.H. Cao, S. Cheunkar, A.C. Serino, A.M. Andrews, P.S. Weiss, From the bottom up: dimensional control and characterization in molecular monolayers // Chem. Soc. Rev, 42 (2013) 2725-2745.

[70] N. Severin, J. Barner, A.A. Kalachev, J.P. Rabe, Manipulation and overstretching of genes on solid substrates // Nano Lett., 4 (2004) 577-579.

[71] Е.В. Дубровин, Зондовая микроскопия биомакромолекул: нуклеиновых кислот, белков и их комплексов. Диссертация на соискание учёной степени кандидата физико-математических наук, Московский государственный университет имени М.В.Ломоносова, 2005.

[72] J. Adamcik, S. Tobenas, G. Di Santo, D. Klinov, G. Dietler, Temperature-controlled assembly of high ordered/disordered dodecylamine layers on HOPG: consequences for DNA patterning // Langmuir, 25 (2009) 3159-3162.

[73] E. Winfree, F.R. Liu, L.A. Wenzler, N.C. Seeman, Design and self-assembly of two-dimensional DNA crystals // Nature, 394 (1998) 539-544.

[74] N. Severin, I.M. Okhapkin, A.R. Khokhlov, J.P. Rabe, Adsorption of polyelectrolyte molecules to a nanostructured monolayer of amphiphiles // Nano Lett., 6 (2006) 1018-1022.

[75] S. Granick, S.K. Kumar, E.J. Amis, M. Antonietti, A.C. Balazs, A.K. Chakraborty, G.S. Grest, C.J. Hawker, P. Janmey, E.J. Kramer, R. Nuzzo, T.P. Russell, C.R. Safinya, Macro-molecules at surfaces: research challenges and opportunities from tribology to biology // J. Polym. Sci. PartB-Polym. Phys., 41 (2003) 2755-2793.

[76] M. Bezanilla, S. Manne, D. Laney, Y. Lyubchenko, H. Hansma, Adsorption of DNA to mica, silylated mice, and minerals - characterization by atomic-force microscopy // Langmuir, 11(1995)655-659.

[77] S. Mantelli, P. Muller, S. Harlepp, M. Maaloum, Conformational analysis and estimation of the persistence length of DNA using atomic force microscopy in solution // Soft Matter, 7 (2011) 3412-3416.

[78] L.S. Shlyakhtenko, V.N. Potaman, R.R. Sinden, Y.L. Lyubchenko, Structure and dynamics of supercoil-stabilized DNA cruciforms // J. Mol. Biol., 280 (1998) 61-72.

[79] W. Vanderlinden, S. De Feyter, Chain relaxation dynamics of DNA adsorbing at a solidliquid interface // Nanoscale, 5 (2013) 2264-2268.

[80] J. Kumaki, T. Kawauchi, E. Yashima, "Reptational" movements of single synthetic pol y-mer chains on substrate observed by in-situ atomic force microscopy // Macromolecules, 39 (2006)1209-1215.

[81] J. Kumaki, T. Kawauchi, E. Yashima, Peculiar "reptational" movements of single synthetic polymer chains on substrate observed by AFM // Macromol. Rapid Commun., 29 (2008) 406-411.

[82] I. Langmuir, V.J. Schaefer, Activities of urease and pepsin monolayers // J. Am. Chem. Soc., 60 (1938) 1351-1360.

[83] M.N. Antipina, R.V. Gainutdinov, A.A. Rachnyanskaya, A.L. Tolstikhina, T.V. Yurova, G.B. Khomutov, Studies of nanoscale structural ordering in planar DNA complexes with amphiphilic mono- and polycations // Surf. Sci., 532-535 (2003) 1025-1033.

[84] G. Luque-Caballero, A. Martin-Molina, A.Y. Sanchez-Trevino, M.A. Rodriguez-Valverde, M.A. Cabrerizo-Vilchez, J. Maldonado-Valderrama, Using AFM to probe the complexation of DNA with anionic lipids mediated by Ca : the role of surface pressure // Soft Matter, 10 (2014)2805-2815.

[85] K. Birdi, D. Vu, Structures of collapsed lipid monolayers investigated as Langmuir-Blodgett-films by atomic-force microscopy // Langmuir, 10 (1994) 623-625.

[86] T. Fare, C. Palmer, C. Silvestre, D. Cribbs, D. Turner, S. Brandow, B. Gaber, Langmuir-Blodgett studies and atomic force microscope images of nicotinic acetylcholine-receptor films // Langmuir, 8 (1992) 3116-3121.

[87] M. Jurak, E. Chibowski, Surface free energy and topography of mixed lipid layers on mica // Colloids Surf. B-Biointerfaces, 75 (2010) 165-174.

[88] G. Brezesinski, H. Mohwald, Langmuir monolayers to study interactions at model membrane surfaces // Adv. Colloid Interface Sci., 100 (2003) 563-584.

[89] C. Tros de Ilarduya, Y. Sun, N. Duezguenes, Gene delivery by lipoplexes and polyplexes // Eur. J. Pharm. Sci., 40 (2010) 159-170.

[90] A. Schroeder, C.G. Levins, C. Cortez, R. Langer, D.G. Anderson, Lipid-based nanothera-peutics for siRNA delivery // J. Intern. Med., 267 (2010) 9-21.

[91] I. Koltover, T. Salditt, J.O. Radler, C.R. Safinya, An inverted hexagonal phase of cationic liposome-DNA complexes related to DNA release and delivery // Science, 281 (1998) 7881.

[92] J.O. Radler, I. Koltover, T. Salditt, C.R. Safinya, Structure of DNA-cationic liposome complexes: DNA intercalation in multilamellar membranes in distinct interhelical packing regimes // Science, 275 (1997) 810-814.

[93] M. Munoz-Ubeda, A. Rodriguez-Pulido, A. Nogales, O. Llorca, M. Quesada-Perez, A. Martin-Molina, E. Aicart, E. Junquera, Gene vectors based on DOEPC/DOPE mixed catio-nic liposomes: a physicochemical study // Soft Matter, 7 (2011) 5991-6004.

[94] M. Munoz-Ubeda, A. Rodriguez-Pulido, A. Nogales, A. Martin-Molina, E. Aicart, E. Junquera, Effect of lipid composition on the structure and theoretical phase diagrams of DC-Chol/DOPE-DNA lipoplexes // Biomacromolecules, 11 (2010) 3332-3340.

[95] V. Budker, Y. Kazatchkov, L. Naumova, Polynucleotides adsorb on mitochondrial and model lipid-membranes in presence of bivalent-cations, FEBSLett., 95 (1978) 143-146.

[96] V. Budker, A. Godovikov, L. Naumova, I. Slepneva, Interaction of polynucleotides with natural and model membranes // Nucleic Acids Res., 8 (1980) 2499-2515.

[97] S.D. Patil, D.G. Rhodes, D.J. Burgess, Biophysical characterization of anionic lipoplexes // Biochim. Biophys. Acta - Biomembr., 1711 (2005) 1-11.

[98] S.D. Patil, D.G. Rhodes, D.J. Burgess, Anionic liposomal delivery system for DNA trans-fection //AAPS J., 6 (2004) 13-22.

[99] A. Hinderliter, P.F.F. Almeida, C.E. Creutz, R.L. Biltonen, Domain formation in a fluid mixed lipid bilayer modulated through binding of the C2 protein motif // Biochemistry, 40 (2001)4181-4191.

[100] A. Hinderliter, S. May, Cooperative adsorption of proteins onto lipid membranes // J. Phys.-Condens. Matter, 18 (2006) S1257-S1270.

[101] C. Sperling, M. Fischer, M.F. Maitz, C. Werner, Blood coagulation on biomaterials requires the combination of distinct activation processes // Biomaterials, 30 (2009) 44474456.

[102] V. Vogel, G. Baneyx, The tissue engineering puzzle: a molecular perspective // Annu. Rev. Biomed. Eng, 5 (2003) 441-463.

[103] R.K. Walker, S. Krishnaswamy, The activation of prothrombin by the prothrombinase complex. The contribution of the substrate-membrane interaction to catalysis // J. Biol. Chem., 269 (1994) 27441-27450.

[104] S. Kalasin, M.M. Santore, Non-specific adhesion on biomaterial surfaces driven by small amounts of protein adsorption // Colloids Surf. B Biointerfaces, 73 (2009) 229-236.

[105] M. Rabe, D. Verdes, S. Seeger, Understanding protein adsorption phenomena at solid surfaces // Adv. Colloid Interface Sci., 162 (2011) 87-106.

[106] W. Norde, J. Lyklema, Interfacial behaviour of proteins, with special reference to immunoglobulins. A physicochemical study // Adv. Colloid Interface Sci., 179 (2012) 5-13.

[107] K. Nakanishi, T. Sakiyama, K. Imamura, On the adsorption of proteins on solid surfaces, a common but very complicated phenomenon // J. Biosci. Bioeng., 91 (2001) 233-244.

[108] P. Roach, D. Farrar, C.C. Perry, Interpretation of Protein Adsorption: Surface-Induced Conformational Changes // J. Am. Chem. Soc., 127 (2005) 8168-8173.

[109] D. Cullen, C. Lowe, AFM studies of protein adsorption: 1. Time-resolved protein adsorption // J. Colloid Interface Sci, 166 (1994) 102-108.

[110] N. Penttinen, M. Silvennoinen, S. Hason, R. Silvennoinen, Directional sensing of protein adsorption on titanium with a light-induced periodic structure // J. Phys. Chem. C., 115 (2011)12951-12959.

[111] M. Vinante, G. Digregorio, L. Lunelli, S. Forti, S. Musso, L. Vanzetti, A. Lui, L. Pas-quardini, M. Giorcelli, A. Tagliaferro, M. Anderle, C. Pederzolli, Human plasma protein adsorption on carbon-based materials // J. Nanosci. Nanotechnol., 9 (2009) 3785-3791.

[112] R.T.T. Gettens, Z.J. Bai, J.L. Gilbert, Quantification of the kinetics and thermodynamics of protein adsorption using atomic force microscopy // J. Biomed. Mater. Res. A., 72A (2005)246-257.

[113] A. Vesel, K. Elersic, M. Modic, I. Junkar, M. Mozetic, Formation of nanocones on highly oriented pyrolytic graphite by oxygen plasma // Materials, 7 (2014) 2014-2029.

[114] Z.G. Wang, C.Q. Zhou, C. Wang, L.J. Wan, X.H. Fang, C L. Bai, AFM and STM study of beta-amyloid aggregation on graphite // Ultramicroscopy, 97 (2003) 73-79.

[115] F.O. Morin, F. Rose, P. Martin, M.C. Tarhan, H. Kawakatsu, H. Fujita, Combing and self-assembly phenomena in dry films of Taxol-stabilized microtubules // Nanoscale Res. Lett., 2 (2007) 135-143.

[116] L.H. Zhou, R.A. Weizbauer, S. Singamaneni, F. Xu, G.M. Genin, B.G. Pickard, Structures formed by a cell membrane-associated arabinogalactan-protein on graphite or mica alone and with Yariv phenylglycosides // Ann. Bot., 114 (2014) 1385-1397.

[117] A. Iwanaga, H. Asakawa, T. Fukuma, M. Nakamichi, S. Shigematsu, M.B. Linder, T. Ha-ruyama, Ordered nano-structure of a stamped self-organized protein layer on a HOPG surface using a HFB carrier // Colloids Surf. B - Biointerfaces, 84 (2011) 395-399.

[118] N.B. Sheller, S. Petrash, M.D. Foster, V.V. Tsukruk, Atomic force microscopy and X-ray reflectivity studies of albumin adsorbed onto self-assembled monolayers of hexadecyltrich-lorosilane // Langmuir, 14 (1998) 4535-4544.

[119] K. Gonzalez Arzola, A. Gonzalez Orive, M.C. Arevalo, L. Vazquez, A. Hernandez Creus, M.A. Falcon, Adsorption of a laccase from fusarium proliferatum on Au(111) and HOPG

electrodes: a scanning probe microscopy and electrochemical approach // Int. J. Electro-chem. Sci, 7 (2012) 1011-1026.

[120] S. Boussaad, N.J. Tao, R. Arechabaleta, Structural and electron transfer properties of cytochrome c adsorbed on graphite electrode studied by in situ tapping mode AFM // Chem. Phys. Lett., 280 (1997) 397-403.

[121] M.A. Hussain, A. Agnihotri, C.A. Siedlecki, AFM imaging of ligand binding to platelet integrin alpha(IIb)beta(3) receptors reconstituted into planar lipid bilayers // Langmuir, 21 (2005)6979-6986.

[122] X. Peng, H. Fu, R. Liu, L. Zhao, Y. Zu, F. Xu, Z. Liu, Adsorption of human serum albumin onto highly orientated pyrolytic graphite surface studied by atomic force microscopy // Scanning, 37 (2015) 158-164.

[123] C.F. Wertz, M.M. Santore, Effect of surface hydrophobicity on adsorption and relaxation kinetics of albumin and fibrinogen: single-species and competitive behavior // Langmuir, 17(2001)3006-3016.

[124] C.F. Wertz, M.M. Santore, Adsorption and relaxation kinetics of albumin and fibrinogen on hydrophobic surfaces: single-species and competitive behavior // Langmuir, 15 (1999) 8884-8894.

[125] A. Sethuraman, G. Belfort, Protein structural perturbation and aggregation on homogeneous surfaces // Biophys. J., 88 (2005) 1322-1333.

[126] T. Perevozchikova, H. Nanda, D.P. Nesta, C.J. Roberts, Protein adsorption, desorption, and aggregation mediated by solid-liquid interfaces // J. Pharm. Sci., 104 (2015) 19461959.

[127] V. Hlady, J. Buijs, Protein adsorption on solid surfaces // Curr. Opin. Biotechnol., 7 (1996) 72-77.

[128] W. Norde, My voyage of discovery to proteins in flatland ...and beyond // Colloids Surf. B Biointerfaces, 61 (2008) 1-9.

[129] J.S. Sharp, J.A. Forrest, R.A.L. Jones, Surface denaturation and amyloid fibril formation of insulin at model lipid-water interfaces // Biochemistry, 41 (2002) 15810-15819.

[130] L. Baujard-Lamotte, S. Noinville, F. Goubard, P. Marque, E. Pauthe, Kinetics of confor-mational changes of fibronectin adsorbed onto model surfaces // Colloids Surf. B Biointerfaces, 63 (2008) 129-137.

[131] W. Norde, C.E. Giacomelli, BSA structural changes during homomolecular exchange between the adsorbed and the dissolved states // J. Biotechnol., 79 (2000) 259-268.

[132] M. Karlsson, U. Carlsson, Protein adsorption orientation in the light of fluorescent probes: mapping of the interaction between site-directly labeled human carbonic anhydrase II and silica nanoparticles // Biophys. J., 88 (2005) 3536-3544.

[133] E.P. Vieira, S. Rocha, M. Carmo Pereira, H. Mohwald, M.A.N. Coelho, Adsorption and diffusion of plasma proteins on hydrophilic and hydrophobic surfaces: effect of trifluoroe-thanol on protein structure // Langmuir, 25 (2009) 9879-9886.

[134] T.J. Su, J.R. Lu, R.K. Thomas, Z.F. Cui, J. Penfold, The adsorption of lysozyme at the silica-water interface: a neutron reflection study // J. Colloid Interface Sci., 203 (1998) 419-429.

[135] T.J. McMaster, M.J. Miles, P.R. Shewry, A.S. Tatham, In situ surface adsorption of the protein C hordein using atomic force microscopy // Langmuir, 16 (2000) 1463-1468.

[136] T.C. Ta, M.T. Sykes, M.T. McDermott, Real-time observation of plasma protein film formation on well-defined surfaces with scanning force microscopy // Langmuir, 14 (1998) 2435-2443.

[137] T. Ando, T. Uchihashi, T. Fukuma, High-speed atomic force microscopy for nano-visualization of dynamic biomolecular processes // Prog. Surf. Sci., 83 (2008) 337-437.

[138] M.E. McConney, S. Singamaneni, V.V. Tsukruk, Probing soft matter with the atomic force microscopies: imaging and force spectroscopy // Polym. Rev., 50 (2010) 235-286.

[139] C. Leung, A. Bestembayeva, R. Thorogate, J. Stinson, A. Pyne, C. Marcovich, J. Yang, U. Drechsler, M. Despont, T. Jankowski, M. Tschoepe, B.W. Hoogenboom, Atomic force microscopy with nanoscale cantilevers resolves different structural conformations of the DNA double helix // Nano Lett., 12 (2012) 3846-3850.

[140] Y.F. Dufrene, D. Martinez-Martin, I. Medalsy, D. Alsteens, D.J. Mueller, Multiparame-tric imaging of biological systems by force-distance curve-based AFM // Nat. Methods, 10 (2013)847-854.

[141] A.F. Raigoza, J.W. Dugger, L.J. Webb, Review: Recent advances and current challenges in scanning probe microscopy of biomolecular surfaces and interfaces // ACS Appl. Mater. Interfaces., 5 (2013) 9249-9261.

[142] Z. Deng, N. Thontasen, N. Malinowski, G. Rinke, L. Harnau, S. Rauschenbach, K. Kern, A close look at proteins: submolecular resolution of two- and three-dimensionally folded cytochrome c at surfaces // Nano Lett., 12 (2012) 2452-2458.

[143] J. Yao, Y. Sun, M. Yang, Y. Duan, Chemistry, physics and biology of graphene-based nanomaterials: new horizons for sensing, imaging and medicine // J. Mater. Chem., 22 (2012)14313-14329.

[144] K. Kostarelos, K.S. Novoselov, Exploring the interface of graphene and biology // Science, 344 (2014) 261-263.

[145] S.K. Jang, J. Jang, W.-S. Choe, S. Lee, Harnessing denatured protein for controllable bipolar doping of a monolayer graphene // ACS Appl. Mater. Interfaces., 7 (2015) 12501256.

[146] I.I. Vlasova, E.V. Mikhalchik, N.A. Barinov, V.A. Kostevich, N.V. Smolina, D.V. Kli-nov, A.V. Sokolov, Adsorbed plasma proteins modulate the effects of single-walled carbon nanotubes on neutrophils in blood // Nanomedicine Nanotechnol. Biol. Med., 12 (2016) 1615-1625.

[147] C. Li, R. Mezzenga, The interplay between carbon nanomaterials and amyloid fibrils in bio-nanotechnology // Nanoscale, 5 (2013) 6207-6218.

[148] Y. Cui, S.N. Kim, S.E. Jones, L.L. Wissler, R.R. Naik, M.C. McAlpine, Chemical func-tionalization of graphene enabled by phage displayed peptides // Nano Lett., 10 (2010) 4559-4565.

[149] D. Khatayevich, C.R. So, Y. Hayamizu, C. Gresswell, M. Sarikaya, Controlling the surface chemistry of graphite by engineered self-assembled peptides // Langmuir, 28 (2012) 8589-8593.

[150] V. Pesakova, Z. Klezl, K. Balik, M. Adam, Biomechanical and biological properties of the implant material carbon-carbon composite covered with pyrolytic carbon // J. Mater. Sci.-Mater. Med, 11 (2000) 793-798.

[151] K.D. Jandt, Evolutions, revolutions and trends in biomaterials science - a perspective, Adv. Eng. Mater., 9 (2007) 1035-1050.

[152] S.-T. Yang, Y. Liu, Y.-W. Wang, A. Cao, Biosafety and bioapplication of nanomaterials by designing protein-nanoparticle interactions // Small, 9 (2013) 1635-1653.

[153] L.-C. Xu, J.W. Bauer, C.A. Siedlecki, Proteins, platelets, and blood coagulation at biomaterial interfaces // Colloids Surf. B Biointerfaces, 124 (2014) 49-68.

[154] A.M. Pinto, I.C. Gon9alves, F.D. Magalhaes, Graphene-based materials biocompatibility: a review // Colloids Surf. B Biointerfaces, 111 (2013) 188-202.

[155] G. Raffaini, F. Ganazzoli, Simulation study of the interaction of some albumin subdomains with a flat graphite surface // Langmuir, 19 (2003) 3403-3412.

[156] G. Raffaini, F. Ganazzoli, Adsorption of charged albumin subdomains on a graphite surface // J. Biomed. Mater. Res. A., 76A (2006) 638-645.

[157] C. Muecksch, H.M. Urbassek, Molecular dynamics simulation of free and forced BSA adsorption on a hydrophobic graphite surface // Langmuir, 27 (2011) 12938-12943.

[158] S. Koehler, F. Schmid, G. Settanni, Molecular dynamics simulations of the initial adsorption stages of fibrinogen on mica and graphite surfaces // Langmuir, 31 (2015) 13180— 13190.

[159] C. Muecksch, C. Roesch, C. Mueller-Renno, C. Ziegler, H.M. Urbassek, Consequences of hydrocarbon contamination for wettability and protein adsorption on graphite surfaces // J. Phys. Chem. C, 119 (2015) 12496-12501.

[160] G. Raffaini, F. Ganazzoli, Molecular dynamics simulation of the adsorption of a fibronec-tin module on a graphite surface // Langmuir, 20 (2004) 3371-3378.

[161] K.L. Marchin, C.L. Berrie, Conformational changes in the plasma protein fibrinogen upon adsorption to graphite and mica investigated by atomic force microscopy // Langmuir, 19 (2003) 9883-9888.

[162] R. Ohta, N. Saito, T. Ishizaki, O. Takai, Visualization of human plasma fibrinogen adsorbed on highly oriented pyrolytic graphite by scanning probe microscopy // Surf. Sci., 600 (2006)1674-1678.

[163] A. Agnihotri, C.A. Siedlecki, Time-dependent conformational changes in fibrinogen measured by atomic force microscopy // Langmuir, 20 (2004) 8846-8852.

[164] A. Kozbial, Z. Li, J. Sun, X. Gong, F. Zhou, Y. Wang, H. Xu, H. Liu, L. Li, Understanding the intrinsic water wettability of graphite // Carbon, 74 (2014) 218-225.

[165] D. Martinez-Martin, R. Longuinhos, J.G. Izquierdo, A. Marele, S.S. Alexandre, M. Jaa-far, J.M. Gomez-Rodriguez, L. Banares, J.M. Soler, J. Gomez-Herrero, Atmospheric contaminants on graphitic surfaces // Carbon, 61 (2013) 33-39.

[166] Z. Li, Y. Wang, A. Kozbial, G. Shenoy, F. Zhou, R. McGinley, P. Ireland, B. Morganstein, A. Kunkel, S.P. Surwade, L. Li, H. Liu, Effect of airborne contaminants on the wettability of supported graphene and graphite // Nat. Mater., 12 (2013) 925-931.

[167] R. Mezzenga, P. Schurtenberger, A. Burbidge, M. Michel, Understanding foods as soft materials // Nat. Mater., 4 (2005) 729-740.

[168] A. Stradner, H. Sedgwick, F. Cardinaux, W.C.K. Poon, S.U. Egelhaaf, P. Schurtenberger, Equilibrium cluster formation in concentrated protein solutions and colloids // Nature, 432 (2004)492-495.

[169] W. Wang, S. Nema, D. Teagarden, Protein aggregation - Pathways and influencing factors // Int. J. Pharm., 390 (2010) 89-99.

[170] M. Faendrich, On the structural definition of amyloid fibrils and other polypeptide aggregates // Cell. Mol. Life Sci, 64 (2007) 2066-2078.

[171] F. Hane, Are amyloid fibrils molecular spandrels? // FEBSLett., 587 (2013) 3617-3619.

[172] S.-Y. Ow, D.E. Dunstan, A brief overview of amyloids and Alzheimer's disease // Protein Sci., 23 (2014) 1315-1331.

[173] M R. Chapman, L.S. Robinson, J.S. Pinkner, R. Roth, J. Heuser, M. Hammar, S. Nor-mark, S.J. Hultgren, Role of Escherichia coli curli operons in directing amyloid fiber formation // Science, 295 (2002) 851-855.

[174] D.M. Fowler, A.V. Koulov, W.E. Balch, J.W. Kelly, Functional amyloid - from bacteria to humans // TrendsBiochem. Sci., 32 (2007) 217-224.

[175] J. Greenwald, R. Riek, Biology of amyloid: structure, function, and regulation // Structure, 18 (2010) 1244-1260.

[176] S.K. Maji, M.H. Perrin, MR. Sawaya, S. Jessberger, K. Vadodaria, R.A. Rissman, P.S. Singru, K.P.R. Nilsson, R. Simon, D. Schubert, D. Eisenberg, J. Rivier, P. Sawchenko, W. Vale, R. Riek, Functional amyloids as natural storage of peptide hormones in pituitary secretory granules // Science, 325 (2009) 328-332.

[177] F. Shewmaker, R.P. McGlinchey, R.B. Wickner, Structural insights into functional and pathological amyloid // J. Biol. Chem., 286 (2011) 16533-16540.

[178] R. Nelson, M R. Sawaya, M. Balbirnie, A O. Madsen, C. Riekel, R. Grothe, D. Eisenberg, Structure of the cross-beta spine of amyloid-like fibrils // Nature, 435 (2005) 773778.

[179] J.C. Rochet, P.T. Lansbury, Amyloid fibrillogenesis: themes and variations // Curr. Opin. Struct. Biol., 10 (2000) 60-68.

[180] J. Adamcik, R. Mezzenga, Proteins fibrils from a polymer physics perspective // Macro-molecules, 45 (2012) 1137-1150.

[181] P. Bergman, N.R. Roan, U. Romling, C.L. Bevins, J. Muench, Amyloid formation: functional friend or fearful foe? // J. Intern. Med., 280 (2016) 139-152.

[182] A.M. Morris, M.A. Watzky, R.G. Finke, Protein aggregation kinetics, mechanism, and curve-fitting: a review of the literature // Biochim. Biophys. Acta - Proteins Proteomics, 1794 (2009)375-397.

[183] S.K. Chaturvedi, M.K. Siddiqi, P. Alam, R.H. Khan, Protein misfolding and aggregation: mechanism, factors and detection // Process Biochem., 51 (2016) 1183-1192.

[184] F. Chiti, C.M. Dobson, Protein misfolding, functional amyloid, and human disease, in: Annu. Rev. Biochem., 2006: pp. 333-366.

[185] C. Haass, D.J. Selkoe, Soluble protein oligomers in neurodegeneration: lessons from the Alzheimer's amyloid ß-peptide // Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 8 (2007) 101-112.

[186] F.M. LaFerla, K.N. Green, S. Oddo, Intracellular amyloid-ß in Alzheimer's disease // Nat. Rev. Neurosci., 8 (2007) 499-509.

[187] V.N. Uversky, A.L. Fink, Conformational constraints for amyloid fibrillation: the importance of being unfolded // Biochim. Biophys. Acta-Proteins Proteomics, 1698 (2004) 131— 153.

[188] C. Lara, J. Adamcik, S. Jordens, R. Mezzenga, General self-assembly mechanism converting hydrolyzed globular proteins into giant multistranded amyloid ribbons // Bioma-cromolecules, 12 (2011) 1868-1875.

[189] F. Chiti, C.M. Dobson, Amyloid formation by globular proteins under native conditions // Nat. Chem. Biol., 5 (2009) 15-22

[190] M. Bucciantini, E. Giannoni, F. Chiti, F. Baroni, L. Formigli, J.S. Zurdo, N. Taddei, G. Ramponi, C.M. Dobson, M. Stefani, Inherent toxicity of aggregates implies a common mechanism for protein misfolding diseases // Nature, 416 (2002) 507-511.

[191] C.E. MacPhee, C.M. Dobson, Chemical dissection and reassembly of amyloid fibrils formed by a peptide fragment of transthyretin // J. Mol. Biol., 297 (2000) 1203-1215.

[192] G. Bitan, E.A. Fradinger, S.M. Spring, D.B. Teplow, Neurotoxic protein oligomers - what you see is not always what you get // Amyloid-J. Protein Fold. Disord., 12 (2005) 88-95.

[193] А.И. Сулацкая, И.М. Кузнецова, Взаимодействие тиофлавина Т с амилоидными фибриллами как инструмент для изучения их структуры // Цитология, 52 (2010) 955959.

[194] W. Klunk, J. Pettegrew, D. Abraham, 2 simple methods for quantifying low-affinity dye substrate binding // J. Histochem. Cytochem., 37 (1989) 1293-1297.

[195] S. Bolisetty, J. Adamcik, R. Mezzenga, Snapshots of fibrillation and aggregation kinetics in multistranded amyloid P-lactoglobulin fibrils // Soft Matter, 7 (2011) 493-499.

[196] S. Bolisetty, L. Harnau, J. Jung, R. Mezzenga, Gelation, phase behavior, and dynamics of P-lactoglobulin amyloid fibrils at varying concentrations and ionic strengths // Biomacro-molecules, 13 (2012) 3241-3252.

[197] N.J. Greenfield, Using circular dichroism spectra to estimate protein secondary structure // Nat. Protoc., 1 (2006) 2876-2890.

[198] AT. Petkova, Y. Ishii, J.J. Balbach, O.N. Antzutkin, R.D. Leapman, F. Delaglio, R. Tycko, A structural model for Alzheimer's beta-amyloid fibrils based on experimental constraints from solid state NMR // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 99 (2002) 16742-16747.

[199] С.П. Радько, С.А. Хмелёва, Е.В. Супрун, С.А. Козин, Н.В. Бодоев, А.А. Макаров, А.И. Арчаков, В.В. Шумянцева, Физико-химические методы исследования агрегации бета-амилоида // Биомедицинская Химия, 61 (2015) 203-218.

[200] J. Meinhardt, C. Sachse, P. Hortschansky, N. Grigorieff, M. Faendrich, A beta(1-40) fibril polymorphism implies diverse interaction patterns in amyloid fibrils // J. Mol. Biol., 386 (2009) 869-877.

[201] A T. Petkova, R.D. Leapman, Z.H. Guo, W.M. Yau, M.P. Mattson, R. Tycko, Self-propagating, molecular-level polymorphism in Alzheimer's beta-amyloid fibrils // Science, 307(2005)262-265.

[202] A. Relini, S. Torrassa, R. Ferrando, R. Rolandi, S. Campioni, F. Chiti, A. Gliozzi, Detection of populations of amyloid-like protofibrils with different physical properties // Biophys. J., 98 (2010) 1277-1284.

[203] E.T. Pashuck, S.I. Stupp, Direct observation of morphological tranformation from twisted Ribbons into helical ribbons // J. Am. Chem. Soc., 132 (2010) 8819-8821.

[204] L. Ziserman, H.-Y. Lee, S.R. Raghavan, A. Mor, D. Danino, Unraveling the mechanism of nanotube formation by chiral self-assembly of amphiphiles // J. Am. Chem. Soc., 133 (2011)2511-2517.

[205] J. Adamcik, J.-M. Jung, J. Flakowski, P. De Los Rios, G. Dietler, R. Mezzenga, Understanding amyloid aggregation by statistical analysis of atomic force microscopy images // Nat. Nanotechnol., 5 (2010) 423-428.

[206] D.E. Dunstan, P. Hamilton-Brown, P. Asimakis, W. Ducker, J. Bertolini, Shear-induced structure and mechanics of beta-lactoglobulin amyloid fibrils // Soft Matter, 5 (2009) 50205028.

[207] P.A. Ruehs, J. Adamcik, S. Bolisetty, A. Sanchez-Ferrer, R. Mezzenga, A supramolecular bottle-brush approach to disassemble amyloid fibrils // Soft Matter, 7 (2011) 3571-3579.

[208] I. Amar-Yuli, J. Adamcik, C. Lara, S. Bolisetty, J.J. Vallooran, R. Mezzenga, Templating effects of lyotropic liquid crystals in the encapsulation of amyloid fibrils and their stimuli-responsive magnetic behavior // Soft Matter, 7 (2011) 3348-3357.

[209] T.P.J. Knowles, M.J. Buehler, Nanomechanics of functional and pathological amyloid materials // Nat. Nanotechnol., 6 (2011) 469-479.

[210] J.F. Smith, T.P.J. Knowles, C M. Dobson, C.E. MacPhee, M.E. Welland, Characterization of the nanoscale properties of individual amyloid fibrils // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 103 (2006) 15806-15811.

[211] C. Storm, J.J. Pastore, F.C. MacKintosh, T.C. Lubensky, P.A. Janmey, Nonlinear elasticity in biological gels // Nature, 435 (2005) 191-194.

[212] T P. Knowles, A.W. Fitzpatrick, S. Meehan, H.R. Mott, M. Vendruscolo, C M. Dobson, M.E. Welland, Role of intermolecular forces in defining material properties of protein na-nofibrils // Science, 318 (2007) 1900-1903.

[213] A. Relini, N. Marano, A. Gliozzi, Misfolding of amyloidogenic proteins and their interactions with membranes // Biomolecules, 4 (2013) 20-55.

[214] S. Kumar, J.B. Udgaonkar, Mechanisms of amyloid fibril formation by proteins // Curr. Sci., 98 (2010) 639-656.

[215] J.D. Pham, B. Demeler, J.S. Nowick, Polymorphism of oligomers of a peptide from beta-amyloid // J. Am. Chem. Soc., 136 (2014) 5432-5442.

[216] I.K. Lednev, Amyloid fibrils: the eighth wonder of the world in protein folding and aggregation // Biophys. J.., 106 (2014) 1433-1435.

[217] D. Kurouski, W. Lauro, I.K. Lednev, Amyloid fibrils are "alive'': spontaneous refolding from one polymorph to another // Chem. Commun., 46 (2010) 4249-4251.

[218] J.S. Jeong, A. Ansaloni, R. Mezzenga, H.A. Lashuel, G. Dietler, Novel mechanistic insight into the molecular basis of amyloid polymorphism and secondary nucleation during amyloid formation // J. Mol. Biol., 425 (2013) 1765-1781.

[219] G.T. Debelouchina, G.W. Platt, M.J. Bayro, S.E. Radford, R.G. Griffin, Magic angle spinning NMR analysis of ß2-microglobulin amyloid fibrils in two distinct morphologies // J. Am. Chem. Soc., 132 (2010) 10414-10423.

[220] C.C. vandenAkker, M.F.M. Engel, K.P. Velikov, M. Bonn, G.H. Koenderink, Morphology and persistence length of amyloid fibrils are correlated to peptide molecular structure // J. Am. Chem. Soc., 133 (2011) 18030-18033.

[221] M. Marin-Argany, G. Rivera-Hernandez, J. Marti, S. Villegas, An anti-Aß beta (amyloid ß) single-chain variable fragment prevents amyloid fibril formation and cytotoxicity by withdrawing Aß beta oligomers from the amyloid pathway // Biochem. J., 437 (2011) 2534.

[222] DP. Smith, L.A. Woods, S.E. Radford, A.E. Ashcroft, Structure and dynamics of oligo-meric intermediates in ß2-microglobulin self-assembly // Biophys. J., 101 (2011) 12381247.

[223] E. Takai, K. Uda, S. Matsushita, Y. Shikiya, Y. Yamada, K. Shiraki, T. Zako, M. Maeda, Cysteine inhibits amyloid fibrillation of lysozyme and directs the formation of small wormlike aggregates through non-covalent interactions // Biotechnol. Prog., 30 (2014) 470-478.

[224] S.A. Darst, E.W. Kubalek, R.D. Kornberg, Three-dimensional structure of Escherichia coli RNA polymerase holoenzyme determined by electron crystallography // Nature, 340 (1989) 730-732.

[225] T.M. Gruber, C.A. Gross, Multiple sigma subunits and the partitioning of bacterial transcription space // Annu. Rev. Microbiol., 57 (2003) 441-466.

[226] A. Malhotra, E. Severinova, S.A. Darst, Crystal structure of a g subunit fragment from E. coli RNA polymerase // Cell, 87 (1996) 127-136.

[227] R.R. Burgess, L. Anthony, How sigma docks to RNA polymerase and what sigma does // Curr. Opin. Microbiol., 4 (2001) 126-131.

[228] J.D. Helmann, M.J. Chamberlin, Structure and function of bacterial sigma factors // Annu. Rev. Biochem., 57 (1988) 839-872.

[229] E. Severinova, K. Severinov, D. Fenyo, M. Marr, E.N. Brody, J.W. Roberts, B.T. Chait, S.A. Darst, Domain organization of the Escherichia coli RNA polymerase sigma(70) subunit // J. Mol. Biol., 263 (1996) 637-647.

[230] P. Lowe, U. Aebi, C. Gross, R. Burgess, In vitro thermal inactivation of a temperature-sensitive sigma-subunit mutant (rpod800) of Escherichia coli RNA polymerase proceeds by aggregation // J. Biol. Chem., 256 (1981) 2010-2015.

[231] A.L. Ferguson, A.D. Hughes, U. Tufail, C.G. Baumann, D.J. Scott, J.G. Hoggett, Interac-

70

tion of g with Escherichia coli RNA polymerase core enzyme studied by surface plasmon resonance // FEBSLett., 481 (2000) 281-284.

[232] S. Callaci, E. Heyduk, T. Heyduk, Conformational changes of Escherichia coli RNA polymerase sigma70 factor induced by binding to the core enzyme // J. Biol. Chem., 273 (1998)32995-33001.

[233] R. Mondal, T. Ganguly, P.K. Chanda, A. Bandhu, B. Jana, K. Sau, C.Y. Lee, S. Sau, Stabilization of the primary sigma factor of Staphylococcus aureus by core RNA polymerase // BMBRep., 43 (2010) 176-181.

[234] M. Garner, A. Revzin, A Gel-electrophoresis method for quantifying the binding of proteins to specific DNA regions - application to components of the Escherichia coli lactose operon regulatory system // Nucleic Acids Res., 9 (1981) 3047-3060.

[235] A.L. Paul, R.J. Ferl, In vivo footprinting of protein-DNA interactions // Methods Cell Biol., 49 (1995)391-400.

[236] C. Wyman, I. Rombel, A.K. North, C. Bustamante, S. Kustu, Unusual oligomerization required for activity of NtrC, a bacterial enhancer-binding protein // Science, 275 (1997) 1658-1661.

[237] Y.L. Lyubchenko, L.S. Shlyakhtenko, Imaging of DNA and protein-DNA complexes with atomic force microscopy // Crit. Rev. Eukaryot. Gene Expr., 26 (2016) 63-96.

[238] D.J. Billingsley, W.A. Bonass, N. Crampton, J. Kirkham, N.H. Thomson, Single-molecule studies of DNA transcription using atomic force microscopy // Phys. Biol., 9 (2012) 021001.

[239] H. Hansma, M. Bezanilla, F. Zenhausern, M. Adrian, R. Sinsheimer, Atomic force microscopy of DNA in aqueous solutions // Nucleic Acids Res., 21 (1993) 505-512.

[240] J. Zhang, Y. Zeuner, A. Kleefeld, G. Unden, A. Janshoff, Multiple site-specific binding of Fis protein to Escherichia coli nuoA-N promoter DNA and its ompact on DNA topology visualised by means of scanning force microscopy // ChemBioChem., 5 (2004) 1286-1289.

[241] M. Shin, M. Song, J.H. Rhee, Y. Hong, Y.-J. Kim, Y.-J. Seok, K.-S. Ha, S.-H. Jung, HE. Choy, DNA looping-mediated repression by histone-like protein H-NS: specific requirement of Eg70 as a cofactor for looping // Genes Dev., 19 (2005) 2388-2398.

[242] Y. Suzuki, M. Shin, A. Yoshida, S.H. Yoshimura, K. Takeyasu, Fast microscopical dissection of action scenes played by Escherichia coli RNA polymerase // FEBS Lett., 586 (2012)3187-3192.

[243] M. Guthold, X. Zhu, C. Rivetti, G. Yang, N.H. Thomson, S. Kasas, H.G. Hansma, B. Smith, P.K. Hansma, C. Bustamante, Direct observation of one-dimensional diffusion and transcription by Escherichia coli RNA polymerase // Biophys. J., 77 (1999) 2284-2294.

[244] S. Kasas, N.H. Thomson, B.L. Smith, H.G. Hansma, X.S. Zhu, M. Guthold, C. Busta-mante, E.T. Kool, M. Kashlev, P.K. Hansma, Escherichia coli RNA polymerase activity observed using atomic force microscopy // Biochemistry, 36 (1997) 461-468.

[245] C. Bustamante, C. Rivetti, D.J. Keller, Scanning force microscopy under aqueous solutions // Curr. Opin. Struct. Biol., 7 (1997) 709-716.

[246] E. Margeat, C. Le Grimellec, C.A. Royer, Visualization of trp repressor and its complexes with DNA by atomic force microscopy // Biophys. J., 75 (1998) 2712-2720.

[247] D.F. Browning, S.J.W. Busby, The regulation of bacterial transcription initiation // Nat. Rev. Microbiol., 2 (2004) 57-65.

[248] L. Saiz, J.M. Vilar, DNA looping: the consequences and its control // Curr. Opin. Struct. Biol., 16 (2006) 344-350.

[249] H. Yokota, D A. Nickerson, B.J. Trask, G. van den Engh, M. Hirst, I. Sadowski, R. Ae-bersold, Mapping a protein-binding site on straightened DNA by atomic force microscopy //Anal. Biochem., 264 (1998) 158-164.

[250] F. Moreno-Herrero, P. Herrero, J. Colchero, A.M. Baró, F. Moreno, Imaging and mapping protein-binding sites on DNA regulatory regions with atomic force microscopy // Bio-chem. Biophys. Res. Commun., 280 (2001) 151-157.

[251] S. Nettikadan, F. Tokumasu, K. Takeyasu, Quantitative analysis of the transcription factor AP2 binding to DNA by atomic force microscopy // Biochem. Biophys. Res. Commun., 226(1996)645-649.

[252] P. Nuttall, K. Lee, P. Ciccarella, M. Carminati, G. Ferrar, K.-B. Kim, T. Albrechet, Single-molecule studies of unlabeled full-length p53 protein binding to DNA // J. Phys. Chem. B, 120 (2016)2106-2114.

[253] D. Erie, G. Yang, H. Schultz, C. Bustamante, DNA bending by Cro protein in specific and nonspecific complexes - implications for protein site recognition and specificity // Science, 266 (1994) 1562-1566.

[254] C. Wyman, E. Grotkopp, C. Bustamante, H. Nelson, Determination of heat-shock transcription factor-2 stoichiometry at looped DNA complexes using scanning force microscopy // EMBO J., 14 (1995) 117-123.

[255] V. Gerganova, S. Maurer, L. Stoliar, A. Japaridze, G. Dietler, W. Nasser, T. Kutateladze, A. Travers, G. Muskhelishvili, Upstream binding of idling RNA polymerase modulates transcription initiation from a nearby promoter // J. Biol. Chem., 290 (2015) 8095-8109.

[256] K. Rippe, M. Guthold, P.H. von Hippel, C. Bustamante, Transcriptional activation via DNA-looping: visualization of intermediates in the activation pathway of E. coli RNA polymerase x sigma 54 holoenzyme by scanning force microscopy // J. Mol. Biol., 270 (1997) 125-138.

[257] S. Maurer, J. Fritz, G. Muskhelishvili, A. Travers, RNA polymerase and an activator form discrete subcomplexes in a transcription initiation complex // EMBO J., 25 (2006) 3784-3790.

[258] Y.L. Lyubchenko, L.S. Shlyakhtenko, T. Aki, S. Adhya, Atomic force microscopic demonstration of DNA looping by GalR and HU // Nucleic Acids Res., 25 (1997) 873-876.

[259] K. Virnik, Y.L. Lyubchenko, M.A. Karymov, P. Dahlgren, M.Y. Tolstorukov, S. Semsey, V.B. Zhurkin, S. Adhya, "Antiparallel" DNA loop in gal repressosome visualized by atomic force microscopy // J. Mol. Biol., 334 (2003) 53-63.

[260] G. Fulcrand, P. Chapagain, D. Dunlap, F. Leng, Direct observation of a 91 bp LacI-mediated, negatively supercoiled DNA loop by atomic force microscope // FEBSLett., 590 (2016) 613-618.

[261] H. Wang, L. Finzi, D.E.A. Lewis, D. Dunlap, AFM studies of X repressor oligomers securing DNA loops // Curr. Pharm. Biotechnol., 10 (2009) 494-501.

[262] C. Rivetti, M. Guthold, C. Bustamante, Wrapping of DNA around the E.coli RNA polymerase open promoter complex // EMBO J., 18 (1999) 4464-4475.

[263] P.C. van der Vliet, C.P. Verrijzer, Bending of DNA by transcription factors // BioEssays, 15(1993)25-32.

[264] W A. Rees, R.W. Keller, J.P. Vesenka, G. Yang, C. Bustamante, Evidence of DNA bending in transcription complexes imaged by scanning force microscopy // Science, 260 (1993) 1646-1649.

[265] C. Rivetti, S. Codeluppi, G. Dieci, C. Bustamante, Visualizing RNA extrusion and DNA wrapping in transcription elongation complexes of bacterial and eukaryotic RNA polyme-rases // J. Mol. Biol., 326 (2003) 1413-1426.

[266] G.H. Seong, E. Kobatake, K. Miura, A. Nakazawa, M. Aizawa, Direct atomic force microscopy visualization of integration host factor-induced DNA bending structure of the promoter regulatory region on the Pseudomonas TOL plasmid // Biochem. Biophys. Res. Commun., 291 (2002) 361-366.

[267] Y. Suzuki, M. Endo, H. Sugiyama, Studying RNAP-promoter interactions using atomic force microscopy // Methods, 86 (2015) 4-9.

[268] N. Doniselli, P. Rodriguez-Aliaga, D. Amidani, J.A. Bardales, C. Bustamante, D.G. Guerra, C. Rivetti, New insights into the regulatory mechanisms of ppGpp and DksA on Escherichia coli RNA polymerase-promoter complex // Nucleic Acids Res., 43 (2015) 5249-5262.

[269] S. Cellai, L. Mangiarotti, N. Vannini, N. Naryshkin, E. Kortkhonjia, RH. Ebright, C. Rivetti, Upstream promoter sequences and aCTD mediate stable DNA wrapping within the RNA polymerase-promoter open complex // EMBO Rep., 8 (2007) 271-278.

[270] S. Jafri, S. Evoy, K.Y. Cho, H.G. Craighead, S.C. Winans, An Lrp-type transcriptional regulator from Agrobacterium tumefaciens condenses more than 100 nucleotides of DNA into globular nucleoprotein complexes // J. Mol. Biol., 288 (1999) 811-824.

[271] H. Wang, I.B. Dodd, D.D. Dunlap, K.E. Shearwin, L. Finzi, Single molecule analysis of DNA wrapping and looping by a circular 14mer wheel of the bacteriophage 186 CI repressor // Nucleic Acids Res., 41 (2013) 5746-5756.

[272] Y. Yang, L.E. Sass, C. Du, P. Hsieh, D A. Erie, Determination of protein-DNA binding constants and specificities from statistical analyses of single molecules: MutS-DNA interactions // Nucleic Acids Res., 33 (2005) 4322-4334.

[273] T.M. Lohman, W. Bujalowski, Thermodynamic methods for model-independent determination of equilibrium binding isotherms for protein-DNA interactions: spectroscopic approaches to monitor binding, in: B.-M. in Enzymology (Ed.), Academic Press, 1991: 258290.

[274] D. Amidani, A. Tramonti, A.V. Canosa, B. Campanini, S. Maggi, T. Milano, ML. di Salvo, S. Pascarella, R. Contestabile, S. Bettati, C. Rivetti, Study of DNA binding and

bending by Bacillus subtilis GabR, a PLP-dependent transcription factor // Biochim. Bio-phys. Acta - Gen. Subj., 1861 (2017) 3474-3489.

[275] B.P. Callen, K.E. Shearwin, J.B. Egan, Transcriptional interference between convergent promoters caused by elongation over the promoter //Mol. Cell., 14 (2004) 647-656.

[276] H. Horowitz, T. Platt, Regulation of transcription from tandem and convergent promoters // Nucleic Acids Res., 10 (1982) 5447-5465.

[277] D.F. Ward, N.E. Murray, Convergent transcription in bacteriophage X: interference with gene expression // J. Mol. Biol., 133 (1979) 249-266.

[278] E.M. Prescott, N.J. Proudfoot, Transcriptional collision between convergent genes in budding yeast // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 99 (2002) 8796-8801.

[279] S. Puig, J.E. Pérez-Ortin, E. Matallana, Transcriptional and structural study of a region of two convergent overlapping yeast genes // Curr. Microbiol., 39 (1999) 369-0373.

[280] B. Lehner, G. Williams, R.D. Campbell, C.M. Sanderson, Antisense transcripts in the human genome // Trends Genet., 18 (2002) 63-65.

[281] S. Adhya, M. Gottesman, Promoter occlusion: transcription through a promoter may inhibit its activity // Cell, 29 (1982) 939-944.

[282] M. Nagornykh, M. Zakharova, A. Protsenko, E. Bogdanova, A.S. Solonin, K. Severinov, Regulation of gene expression in restriction-modification system Eco29kI // Nucleic Acids Res., 39 (2011) 4653-4663.

[283] A.C. Palmer, J.B. Egan, K.E. Shearwin, Transcriptional interference by RNA polymerase pausing and dislodgement of transcription factors // Transcription, 2 (2011) 9-14.

[284] K.E. Shearwin, B.P. Callen, J.B. Egan, Transcriptional interference - a crash course // Trends Genet., 21 (2005) 339-345.

[285] K. Sneppen, I.B. Dodd, K.E. Shearwin, A.C. Palmer, R.A. Schubert, B.P. Callen, J.B. Egan, A mathematical model for transcriptional interference by RNA polymerase traffic in Escherichia coli // J. Mol. Biol, 346 (2005) 399-409.

[286] C.W. Gibson, N.H. Thomson, W.R. Abrams, J. Kirkham, Nested genes: biological implications and use of AFM for analysis // Gene, 350 (2005) 15-23.

[287] N. Crampton, W.A. Bonass, J. Kirkham, C. Rivetti, N.H. Thomson, Collision events between RNA polymerases in convergent transcription studied by atomic force microscopy // Nucleic Acids Res., 34 (2006) 5416-5425.

[288] J. Georg, W.R. Hess, cis-antisense RNA, another level of gene regulation in bacteria // Microbiol. Mol. Biol. Rev., 75 (2011) 286-300.

[289] A. Chatterjee, C.M. Johnson, C.-C. Shu, Y.N. Kaznessis, D. Ramkrishna, G.M. Dunny, W.-S. Hu, Convergent transcription confers a bistable switch in Enterococcus faecalis conjugation // Proc. Natl. Acad. Sci., 108 (2011) 9721-9726.

[290] C. Bustamante, C. Rivetti, Visualizing protein-nucleic acid interactions on a large scale with the scanning force microscope // Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct., 25 (1996) 395429.

[291] C. Bustamante, M. Guthold, X.S. Zhu, G.L. Yang, Facilitated target location on DNA by individual Escherichia coli RNA polymerase molecules observed with the scanning force microscope operating in liquid // J. Biol. Chem., 274 (1999) 16665-16668.

[292] Y. Suzuki, Y. Higuchi, K. Hizume, M. Yokokawa, S.H. Yoshimura, K. Yoshikawa, K. Takeyasu, Molecular dynamics of DNA and nucleosomes in solution studied by fast-scanning atomic force microscopy // Ultramicroscopy, 110 (2010) 682-688.

[293] H.G. Abdelhady, S. Allen, M.C. Davies, C.J. Roberts, S.J.B. Tendler, P.M. Williams, Direct real-time molecular scale visualisation of the degradation of condensed DNA complexes exposed to DNAse I // Nucleic Acids Res., 31 (2003) 4001-4005.

[294] D.J. Ellis, D.T.F. Dryden, T. Berge, J.M. Edwardson, R.M. Henderson, Direct observation of DNA translocation and cleavage by the EcoKI endonuclease using atomic force microscopy // Nat. Struct. Biol., 6 (1999) 15-17.

[295] S.J.T. van Noort, K.O. van der Werf, A.P.M. Eker, C. Wyman, B.G. de Grooth, N.F. van Hulst, J. Greve, Direct visualization of dynamic protein-DNA interactions with a dedicated atomic force microscope // Biophys. J., 74 (1998) 2840-2849.

[296] M.L. Bennink, D.N. Nikova, K.O. van der Werf, J. Greve, Dynamic imaging of single DNA-protein interactions using atomic force microscopy // Anal. Chim. Acta, 479 (2003) 3-15.

[297] L.S. Shlyakhtenko, A.Y. Lushnikov, Y.L. Lyubchenko, Dynamics of nucleosomes revealed by time-lapse atomic force microscopy // Biochemistry, 48 (2009) 7842-7848.

[298] L.S. Shlyakhtenko, A.Y. Lushnikov, A. Miyagi, M. Li, R.S. Harris, Y.L. Lyubchenko, Nanoscale structure and dynamics of ABOBEC3G complexes with single-stranded DNA // Biochemistry, 51 (2012) 6432-6440.

[299] Y. Suzuki, J.L. Gilmore, S.H. Yoshimura, R.M. Henderson, Y.L. Lyubchenko, K. Takeyasu, Visual analysis of concerted cleavage by type IIF restriction enzyme SfiI in subsecond time region // Biophys. J.., 101 (2011) 2992-2998.

[300] A.L. Mikheikin, A.Y. Lushnikov, Y.L. Lyubchenko, Effect of DNA supercoiling on the geometry of holliday junctions // Biochemistry, 45 (2006) 12998-13006.

[301] P.W.K. Rothemund, Folding DNA to create nanoscale shapes and patterns // Nature, 440 (2006)297-302.

[302] M. Endo, H. Sugiyama, Single-molecule imaging of dynamic motions of biomolecules in DNA origami nanostructures using high-speed atomic force microscopy // Acc. Chem. Res., 47 (2014) 1645-1653.

[303] J. Chao, P. Zhang, Q. Wang, N. Wu, F. Zhang, J. Hu, C.H. Fan, B. Li, Single-molecule imaging of DNA polymerase I (Klenow fragment) activity by atomic force microscopy // Nanoscale, 8 (2016) 5842-5846.

[304] A.H. Okholm, H. Aslan, F. Besenbacher, M. Dong, J. Kjems, Monitoring patterned enzymatic polymerization on DNA origami at single-molecule level // Nanoscale, 7 (2015) 10970-10973.

[305] Y. Suzuki, M. Endo, C. Canas, S. Ayora, J.C. Alonso, H. Sugiyama, K. Takeyasu, Direct analysis of Holliday junction resolving enzyme in a DNA origami nanostructure // Nucleic Acids Res., 42 (2014) 7421-7428.

[306] Y. Suzuki, M. Endo, Y. Katsuda, K. Ou, K. Hidaka, H. Sugiyama, DNA origami based visualization system for studying site-specific recombination events // J. Am. Chem. Soc., 136(2014)211-218.

[307] M. Endo, Y. Katsuda, K. Hidaka, H. Sugiyama, A versatile DNA nanochip for direct analysis of DNA base-excision repair //Angew. Chem. Int. Ed., 49 (2010) 9412-9416.

[308] M. Endo, Y. Katsuda, K. Hidaka, H. Sugiyama, Regulation of DNA methylation using different tensions of double strands constructed in a defined DNA nanostructure // J. Am. Chem. Soc., 132 (2010) 1592-1597.

[309] M. Endo, K. Tatsumi, K. Terushima, Y. Katsuda, K. Hidaka, Y. Harada, H. Sugiyama, Direct visualization of the movement of a single T7 RNA polymerase and transcription on a DNA nanostructure //Angew. Chem. Int. Ed., 51 (2012) 8778-8782.

[310] I. Sorel, O. Piètrement, L. Hamon, S. Baconnais, E. Le Cam, D. Pastré, The EcoRI-DNA complex as a model for investigating protein-DNA interactions by atomic force microscopy // Biochemistry, 45 (2006) 14675-14682.

[311] S. Liu, Y. Wang, Application of AFM in microbiology: a review // Scanning, 32 (2010) 61-73.

[312] E. Nagao, J. A. Dvorak, An integrated approach to the study of living cells by atomic force microscopy // J. Microsc., 191 (1998) 8-19.

[313] L. Chopinet, C. Formosa, M.P. Rols, R.E. Duval, E. Dague, Imaging living cells surface and quantifying its properties at high resolution using AFM in QITM mode // Micron, 48 (2013)26-33.

[314] Y.G. Kuznetsov, A. McPherson, Atomic force microscopy in imaging of viruses and virus-infected cells //Microbiol. Mol. Biol. Rev., 75 (2011) 268-285.

[315] D.W. Britt, J. Buijs, V. Hlady, Tobacco mosaic virus adsorption on self-assembled and Langmuir-Blodgett monolayers studied by TIRF and SFM // Thin Solid Films, 327 (1998) 824-828.

[316] Y.F. Drygin, O.A. Bordunova, M.O. Gallyamov, I.V. Yaminsky, Atomic force microscopy examination of tobacco mosaic virus and virion RNA // FEBS Lett., 425 (1998) 217221.

[317] O.I. Kiselyova, I.V. Yaminsky, O.V. Karpova, N.P. Rodionova, S.V. Kozlovsky, M.V. Arkhipenko, J.G. Atabekov, AFM study of potato virus X disassembly induced by movement protein // J. Mol. Biol.., 332 (2003) 321-325.

[318] A.J. Malkin, Y.G. Kuznetsov, R.W. Lucas, A. McPherson, Surface processes in the crystallization of turnip yellow mosaic virus visualized by atomic force microscopy // J. Struct. Biol, 127 (1999) 35-43.

[319] N. Matsko, D. Klinov, A. Manykin, V. Demin, S. Klimenko, Atomic force microscopy analysis of bacteriophages OKZ and T4 // J. Electron Microsc. (Tokyo), 50 (2001) 417-422.

[320] J. Day, Y.G. Kuznetsov, S.B. Larson, A. Greenwood, A. McPherson, Biophysical studies on the RNA cores of satellite tobacco mosaic virus // Biophys. J., 80 (2001) 2364-2371.

[321] F. Kienberger, R. Zhu, R. Moser, D. Blaas, P. Hinterdorfer, Monitoring RNA release from human rhinovirus by dynamic force microscopy // J. Virol., 78 (2004) 3203-3209.

[322] Y.G. Kuznetsov, A.J. Malkin, R.W. Lucas, A. McPherson, Atomic force microscopy studies of icosahedral virus crystal growth // Colloids Surf. B-Biointerfaces, 19 (2000) 333346.

[323] E.V. Dubrovin, M.N. Kirikova, V.K. Novikov, Y.F. Drygin, I.V. Yaminsky, Study of the peculiarities of adhesion of tobacco mosaic virus by atomic force microscopy // Colloid J., 66 (2004) 673-678.

[324] J.K. Hörber, W. Häberle, F. Ohnesorge, G. Binnig, H.G. Liebich, C.P. Czerny, H. Mah-nel, A. Mayr, Investigation of living cells in the nanometer regime with the scanning force microscope // Scanning Microsc., 6 (1992) 919-929.

[325] F.M. Ohnesorge, J.K. Hörber, W. Häberle, C.P. Czerny, D.P. Smith, G. Binnig, AFM review study on pox viruses and living cells // Biophys. J., 73 (1997) 2183-2194.

[326] W. Häberle, J.K.H. Hörber, F. Ohnesorge, D.P.E. Smith, G. Binnig, In situ investigations of single living cells infected by viruses // Ultramicroscopy, 42 (1992) 1161-1167.

[327] A. Low, S. Datta, Y. Kuznetsov, S. Jahid, N. Kothari, A. McPherson, H. Fan, Mutation in the glycosylated gag protein of murine leukemia virus results in reduced in vivo infectivity and a novel defect in viral budding or release // J. Virol., 81 (2007) 3685-3692.

[328] Y.G. Kuznetsov, A. Low, H. Fan, A. McPherson, Atomic force microscopy investigation of wild-type Moloney murine leukemia virus particles and virus particles lacking the envelope protein // Virology, 323 (2004) 189-196.

[329] A. Cricenti, R. Generosi, M. Girasole, M.A. Scarselli, P. Perfetti, S. Bach, V. Colizzi, Atomic force microscopy observation of human lymphoid cells chronically infected with the human immunodeficiency virus // J. Vac. Sci. Technol. Vac. Surf. Films., 17 (1999) 1141-1144.

[330] Y.G. Kuznetsov, J.G. Victoria, W.E. Robinson, A. McPherson, Atomic force microscopy investigation of human immunodeficiency virus (HIV) and HIV-infected lymphocytes // J. Virol., 77 (2003) 11896-11909.

[331] J.W. Lee, M.-L. Ng, A nano-view of West Nile virus-induced cellular changes during infection // J. Nanobiotechnology, 2 (2004) 6.

[332] C. López-Macías, Virus-like particle (VLP)-based vaccines for pandemic influenza: performance of a VLP vaccine during the 2009 influenza pandemic // Hum. Vaccines Immu-nother, 8 (2012) 411-414.

[333] E. Acosta-Ramírez, R. Pérez-Flores, N. Majeau, R. Pastelin-Palacios, C. Gil-Cruz, M. Ramírez-Saldaña, N. Manjarrez-Orduño, L. Cervantes-Barragán, L. Santos-Argumedo, L. Flores-Romo, I. Becker, A. Isibasi, D. Leclerc, C. López-Macías, Translating innate response into long-lasting antibody response by the intrinsic antigen-adjuvant properties of papaya mosaic virus // Immunology, 124 (2008) 186-197.

[334] G.-J. Lee, S.-H. Lee, Y.J. Lee, F.-S. Quan, Nanostructural characterization of Sf9 cells during virus-like particles generation // Scanning, 38 (2016) 735-742.

[335] L. Kay, Conceptual models and analytical tools - the biology of physicist Delbruck, Max // J. Hist. Biol, 18 (1985) 207-246.

[336] T. Marks, R. Sharp, Bacteriophages and biotechnology: a review // J. Chem. Technol. Biotechnol., 75 (2000) 6-17.

[337] B.R. Levin, J.J. Bull, Phage Therapy Revisited: The population biology of a bacterial infection and its treatment with bacteriophage and antibiotics // Am. Nat., 147 (1996) 881898.

[338] H. Ruska, A new one in bacteriophage lysis acute shaped element // Naturwissenschaften, 29(1941)367-368.

[339] M. Bayer, Adsorption of bacteriophages to adhesions between wall and membrane of Escherichia coli // J. Virol., 2 (1968) 346-356.

[340] K.K. Lee, L. Gui, Dissecting Virus Infectious Cycles by Cryo-Electron Microscopy // PLOS Pathog., 12 (2016) e1005625.

[341] W.F. Kolbe, D.F. Ogletree, M.B. Salmeron, Atomic force microscopy imaging of T4 bacteriophages on silicon substrates // Ultramicroscopy, 42 (1992) 1113-1117.

[342] A. Ikai, K. Yoshimura, F. Arisaka, A. Ritani, K. Imai, Atomic force microscope of bacteriophage T4 and its tube-baseplate complex // FEBSLett., 326 (1993) 39-41.

[343] E. Droz, M. Taborelli, T.N. Wells, P. Descouts, Preparation of isolated biomolecules for SFM observations: T4 bacteriophage as a test sample // Biophys. J., 65 (1993) 1180-1187.

[344] Y.L. Lyubchenko, P.I. Oden, D. Lampner, S.M. Lindsay, K.A. Dunker, Atomic force microscopy of DNA and bacteriophage in air, water and propanol: the role of adhesion forces // Nucleic Acids Res., 21 (1993) 1117-1123.

[345] J. Fang, C.M. Knobler, M. Gingery, F.A. Eiserling, Imaging bacteriophage T4 on patterned organosilane monolayers by scanning force microscopy // J. Phys. Chem. B., 101 (1997)8692-8695.

[346] W.H. Roos, I.L. Ivanovska, A. Evilevitch, G.J.L. Wuite, Viral capsids: mechanical characteristics, genome packaging and delivery mechanisms // Cell. Mol. Life Sci., 64 (2007) 1484.

[347] I.L. Ivanovska, P.J. de Pablo, B. Ibarra, G. Sgalari, F.C. MacKintosh, J.L. Carrascosa, C.F. Schmidt, G.J.L. Wuite, Bacteriophage capsids: tough nanoshells with complex elastic properties // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 101 (2004) 7600-7605.

[348] I. Ivanovska, G. Wuite, B. Jonsson, A. Evilevitch, Internal DNA pressure modifies stability of WT phage // Proc. Natl. Acad. Sci., 104 (2007) 9603-9608.

[349] Y.F. Dufrene, AFM for nanoscale microbe analysis //Analyst, 133 (2008) 297-301.

[350] Y.F. Dufrene, Application of atomic force microscopy to microbial surfaces: from reconstituted cell surface layers to living cells //Micron, 32 (2001) 153-165.

[351] Y.F. Dufrene, Using nanotechniques to explore microbial surfaces // Nat. Rev. Microbiol., 2(2004)451-460.

[352] A.V. Bolshakova, O.I. Kiselyova, I.V. Yaminsky, Microbial surfaces investigated using atomic force microscopy // Biotechnol. Prog., 20 (2004) 1615-1622.

[353] P. Hinterdorfer, Y.F. Dufrene, Detection and localization of single molecular recognition events using atomic force microscopy // Nat. Methods, 3 (2006) 347-355.

[354] V. Dupres, F.D. Menozzi, C. Locht, B.H. Clare, N.L. Abbott, S. Cuenot, C. Bompard, D. Raze, Y.F. Dufrene, Nanoscale mapping and functional analysis of individual adhesins on living bacteria // Nat. Methods, 2 (2005) 515-520.

[355] Y. Gilbert, M. Deghorain, L. Wang, B. Xu, P.D. Pollheimer, H.J. Gruber, J. Errington, B. Hallet, X. Haulot, C. Verbelen, P. Hols, Y.F. Dufrene, Single-molecule force spectroscopy and imaging of the vancomycin/d-Ala-d-Ala interaction // Nano Lett., 7 (2007) 796-801.

[356] A. Touhami, M.H. Jericho, T.J. Beveridge, Molecular recognition forces between immunoglobulin G and a surface protein adhesin on living Staphylococcus aureus // Langmuir, 23(2007)2755-2760.

[357] T. He, Z.L. Shi, N. Fang, K G. Neoh, E T. Kang, V. Chan, The effect of adhesive ligands on bacterial and fibroblast adhesions to surfaces // Biomaterials, 30 (2009) 317-326.

[358] L. Su, W. Jia, C. Hou, Y. Lei, Microbial biosensors: a review // Biosens. Bioelectron., 26 (2011)1788-1799.

[359] V. Dupres, C. Verbelen, Y.F. Dufrene, Probing molecular recognition sites on biosurfaces using AFM // Biomaterials, 28 (2007) 2393-2402.

[360] D. Fotiadis, S. Scheuring, S.A. Müller, A. Engel, D.J. Müller, Imaging and manipulation of biological structures with the AFM //Micron, 33 (2002) 385-397.

[361] V. Velusamy, K. Arshak, O. Korostynska, K. Oliwa, C. Adley, An overview of food-borne pathogen detection: in the perspective of biosensors // Biotechnol. Adv., 28 (2010) 232-254.

[362] C. Signoretto, P. Canepari, Towards more accurate detection of pathogenic Grampositive bacteria in waters // Curr. Opin. Biotechnol., 19 (2008) 248-253.

[363] O. Lazcka, F.J.D. Campo, F.X. Muñoz, Pathogen detection: a perspective of traditional methods and biosensors // Biosens. Bioelectron., 22 (2007) 1205-1217.

[364] N. Kim, I.-S. Park, D.-K. Kim, Characteristics of a label-free piezoelectric immunosensor detecting Pseudomonas aeruginosa // Sens. Actuators B Chem., 100 (2004) 432-438.

[365] F. Ying-Sing, S. Shi-Hui, Z. De-Rong, Piezoelectric crystal for sensing bacteria by immobilizing antibodies on divinylsulphone activated poly-m-aminophenol film // Talanta, 51 (2000) 151-158.

[366] D. Ivnitski, I. Abdel-Hamid, P. Atanasov, E. Wilkins, Biosensors for detection of pathogenic bacteria // Biosens. Bioelectron., 14 (1999) 599-624.

[367] S.-H. Lee, D.D. Stubbs, J. Cairney, W.D. Hunt, Rapid detection of bacterial spores using a quartz crystal microbalance (QCM) immunoassay // IEEE Sens. J., 5 (2005) 737-743.

[368] X.-L. Su, Y. Li, A QCM immunosensor for Salmonella detection with simultaneous measurements of resonant frequency and motional resistance // Biosens. Bioelectron., 21 (2005) 840-848.

[369] Y.Y. Wong, S P. Ng, M.H. Ng, S.H. Si, S.Z. Yao, Y.S. Fung, Immunosensor for the differentiation and detection of Salmonella species based on a quartz crystal microbalance // Biosens. Bioelectron., 17 (2002) 676-684.

[370] M. Iijima, H. Kadoya, S. Hatahira, S. Hiramatsu, G. Jung, A. Martin, J. Quinn, J. Jung, S.-Y. Jeong, E.K. Choi, T. Arakawa, F. Hinako, M. Kusunoki, N. Yoshimoto, T. Niimi, K. Tanizawa, S. Kuroda, Nanocapsules incorporating IgG Fc-binding domain derived from Staphylococcus aureus protein A for displaying IgGs on immunosensor chips // Biomaterials, 32 (2011) 1455-1464.

[371] A.E. Sauer-Eriksson, G.J. Kleywegt, M. Uhlen, T.A. Jones, Crystal structure of the C2 fragment of streptococcal protein G in complex with the Fc domain of human IgG // Struct. Lond. Engl., 1993. 3 (1995) 265-278.

[372] Y. Jung, J.M. Lee, H. Jung, B.H. Chung, Self-directed and self-oriented immobilization of antibody by protein G-DNA conjugate // Anal. Chem., 79 (2007) 6534-6541.

[373] D.C. Kim, D.J. Kang, Molecular recognition and specific interactions for biosensing applications // Sensors, 8 (2008) 6605-6641.

[374] K G. Lee, S R. Pillai, S R. Singh, G.A. Willing, The investigation of Protein A and Salmonella antibody adsorption onto biosensor surfaces by atomic force microscopy // Bio-technol. Bioeng., 99 (2008) 949-959.

[375] R. Louise Meyer, X. Zhou, L. Tang, A. Arpanaei, P. Kingshott, F. Besenbacher, Immobilisation of living bacteria for AFM imaging under physiological conditions // Ultramicros-copy, 110(2010)1349-1357.

[376] B.-K. Oh, W. Lee, Y.M. Bae, W.H. Lee, J.-W. Choi, Surface plasmon resonance immunosensor for detection of Legionella pneumophila // Biotechnol. Bioprocess Eng., 8 (2003) 112-116.

[377] I.-S. Park, W.-Y. Kim, N. Kim, Operational characteristics of an antibody-immobilized QCM system detecting Salmonella spp. // Biosens. Bioelectron., 15 (2000) 167-172.

[378] V.C.H. Wu, S.-H. Chen, C.-S. Lin, Real-time detection of Escherichia coli O157:H7 sequences using a circulating-flow system of quartz crystal microbalance // Biosens. Bioelectron., 22 (2007)2967-2975.

[379] M. Schena, D. Shalon, R. Davis, P. Brown, Quantitative Monitoring of gene-expression patterns with a complementary-DNA microarray // Science, 270 (1995) 467-470.

[380] A. Sassolas, B.D. Leca-Bouvier, L.J. Blum, DNA biosensors and microarrays // Chem. Rev., 108 (2008) 109-139.

[381] B.-S. Li, L.-F. Zhao, C. Zhang, X.-H. Hei, F. Li, X.-B. Li, J. Shen, Y.-Y. Li, Q. Huang, S.-Q. Xu, Ultra-sensitive colorimetric method to quantitate hundreds of polynucleotide molecules by gold nanoparticles with silver enhancement // Anal. Sci., 22 (2006) 1367-1370.

[382] J.C. Liao, M. Mastali, V. Gau, M.A. Suchard, A.K. Moller, D A. Bruckner, J.T. Babbitt, Y. Li, J. Gornbein, E M. Landaw, E.R.B. McCabe, B.M. Churchill, D A. Haake, Use of electrochemical DNA biosensors for rapid molecular identification of uropathogens in clinical urine specimens // J. Clin. Microbiol., 44 (2006) 561-570.

[383] L. Malic, B. Cui, T. Veres, M. Tabrizian, Enhanced surface plasmon resonance imaging detection of DNA hybridization an periodic gold nanoposts // Opt. Lett., 32 (2007) 30923094.

[384] K.K. Hering, R. Moeller, W. Fritzsche, J. Popp, Microarray-based detection of dye-labeled DNA by SERRS using particles formed by enzymatic silver deposition // Chem-physchem, 9 (2008) 867-872.

[385] H. Kim, H. Takei, K. Yasuda, Quantitative evaluation of a gold-nanoparticle labeling method for detecting target DNAs on DNA microarrays // Sens. Actuators B-Chem., 144 (2010) 6-10.

[386] G. Legay, E. Finot, R. Meunier-Prest, M. Cherkaoui-Malki, N. Latruffe, A. Dereux, DNA nanofilm thickness measurement on microarray in air and in liquid using an atomic force microscope // Biosens. Bioelectron., 21 (2005) 627-636.

[387] S.J. Oh, S.J. Cho, C.O. Kim, J.W. Park, Characteristics of DNA microarrays fabricated on various aminosilane layers // Langmuir, 18 (2002) 1764-1769.

[388] R. Lenigk, M. Carles, N.Y. Ip, N.J. Sucher, Surface characterization of a silicon-chip-based DNA microarray // Langmuir, 17 (2001) 2497-2501.

[389] G. Festag, A. Steinbruck, A. Wolff, A. Csaki, R. Moller, W. Fritzsche, Optimization of gold nanoparticle-based DNA detection for microarrays // J. Fluoresc., 15 (2005) 161-170.

[390] W.-H. Han, J.-M. Liao, K.-L. Chen, S.-M. Wu, Y.-W. Chiang, S.-T. Lo, C.-L. Chen, C.-M. Chiang, Enhanced recognition of single-base mismatch using locked nucleic acid-integrated hairpin DNA probes revealed by atomic force microscopy nanolithography // Anal. Chem., 82 (2010) 2395-2400.

[391] M.A. Cook, C.-K. Chan, P. Jorgensen, T. Ketela, D. So, M. Tyers, C.-Y. Ho, Systematic validation and atomic force microscopy of non-covalent short oligonucleotide barcode mi-croarrays // PLoS One, 3 (2008) e1546.

[392] V. Lavalley, P. Chaudouet, V. Stambouli, An atomic force microscopy study of DNA hairpin probes monolabelled with gold nanoparticle: grafting and hybridization on oxide thin films // Surf Sci., 601 (2007) 5424-5432.

[393] O. Ouerghi, A. Touhami, N. Jaffrezic-Renault, C. Martelet, H. Ben Ouada, S. Cosnier, Impedimetric immunosensor using avidin-biotin for antibody immobilization // Bioelectro-chemistry, 56 (2002) 131-133.

[394] S. Tombelli, M. Mascini, Piezoelectric quartz crystal biosensors: recent immobilisation schemes // Anal. Lett., 33 (2000) 2129-2151.

[395] J. Anzai, Y. Kobayashi, Y. Suzuki, H. Takeshita, Q. Chen, T. Osa, T. Hoshi, X.Y. Du, Enzyme sensors prepared by layer-by-layer deposition of enzymes on a platinum electrode through avidin-biotin interaction // Sens. ActuatorsB-Chem., 52 (1998) 3-9.