Кинетический механизм узнавания и превращения АР-сайтов в ДНК АР-эндонуклеазой 1 человека в процессе эксцизионной репарации оснований тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.04, кандидат наук Канажевская, Любовь Юрьевна

• Канажевская, Любовь Юрьевна
• кандидат наук
• 2015

Оглавление диссертации кандидат наук Канажевская, Любовь Юрьевна

Содержание

Список сокращений

Введение

1. Структурные и кинетические особенности АРЕ1 человека в процессе эксцизионной репарации оснований (Обзор литературы)

1.1. АР-сайты в ДНК и эксцизионная репарация оснований

1.2. Особенности структуры и функций апуриновых/апиримидиновых эндонуклеаз семейства ЕхоШ и ЕпсЫУ

1.2.1. АР-эндонуклеазы прокариот ХЛ (ЕхоШ) и Жо (Епс1о1У)

1.2.2. АР-эндонуклеазы сахаромицетов Арп1 и Арп2

1.2.3. Эндонуклеаза 11гр1 из БгозорЫ1а ше1апода51ег

1.2.4. АР№1 и ЕХО-3 из С. е1е£ат

1.2.5. Основная эндонуклеаза млекопитающих АРЕ1

1.2.5.1. Репарационная активность АРЕ1

1.2.5.2. Участие АРЕ1 в инцизионной репарации нуклеотидов

1.2.5.3. Регуляторная функция АРЕ1

1.2.5.4. Биологическая роль АРЕ1

1.2.6. Запасная эндонуклеаза млекопитающих АРЕ2

1.3. Структурные детерминанты АР-эндонуклеазной активности АРЕ1

1.3.1. Поиск и специфическое узнавание АР-сайтов в ДНК

1.3.2. Строение активного центра АРЕ1

1.3.3. Координация иона Мц2+ и его роль в катализе

1.3.4. Механизм каталитической реакции АРЕ1

1.3.5. Кинетические параметры АР-эндонуклеазной реакции, катализируемой АРЕ1

1.4. Заключение к обзору

2. Материалы и методы

2.1. Синтез и очистка олигодезоксирибонуклеотидов

2.2. Синтез и очистка олигодезоксирибонуклеотидов, содержащих

природный АР-сайт

2.3. Субстраты для изучения АР-эндонуклеазной активности фермента АРЕ1

2.4. Введение метки [32Р] по 5-концу олигодезоксирибонуклеотидов

2.5. Сайт-направленный мутагенез остатка Азп-212 АРЕ1

2.6. Наработка и очистка рекомбинантных белков

2.7. Проверка АР-эндонуклеазной активности фермента

2.8. Регистрация накопления продуктов разрезания [32Р]-меченых ДНК-субстратов ферментом АРЕ1 методом гель-электрофореза

2.9. Определение величин констант Км и ксШ для АРЕ1 и У171Р-Р173Ь-№74К АРЕ1 в стационарных условиях

2.10. Регистрация предстационарной кинетики взаимодействия АРЕ1 с ДНК методом «остановленной струи»

2.11. Количественная обработка данных предстационарной кинетики. Определение кинетического механизма и констант скорости элементарных стадий процесса

2.12. Определение значений констант Км и kcat для WT АРЕ1 по теории графов

2.13. Регистрация кинетики взаимодействия мутантных форм N212D и N212A с 2-аРи-содержащими субстратами

2.14. Изучение стабильности комплексов АРЕ1 с продуктами превращения специфических субстратов

3. Изучение кинетического механизма узнавания и превращения поврежденной ДНК АР-эндонуклеазой 1 человека (Результаты)

3.1. Конформационная динамика и кинетика процесса удаления АР-сайтов из ДНК ферментом АРЕ1 в условиях BER

3.1.1. Изменение собственной флуоресценции АРЕ1 при связывании с ДНК

3.1.2. Регистрация конформационных переходов в молекуле WT АРЕ1 при взаимодействии с природным АР-сайтом, F-аналогом и G-лигандом

3.1.3. Определение минимального кинетического механизма и количественных параметров взаимодействия фермента АРЕ1 с АР-, F-субстратом и G-лигандом

3.1.4. Анализ накопления продуктов разрезания [32Р]-меченых АР- и F-субстратов ферментом АРЕ1 методом гель-электрофореза

3.2. Конформационная динамика ДНК-субстратов в ходе взаимодействия с WT АРЕ1

3.2.1. Регистрация изменений интенсивности флуоресценции остатка 2-аРи, встроенного в ДНК-субстраты и лиганды в ходе их взаимодействия с WT АРЕ1

3.2.2. Определение кинетических параметров, описывающих конформационнуга динамику ДНК-субстратов в процессе их превращения ферментом АРЕ1

лл

3.2.3. Анализ накопления продуктов разрезания ферментом АРЕ1 [ Р]-меченых 2-аРи-содержащих субстратов методом гель-электрофореза

3.2.4. Регистрация изменений интенсивности флуоресценции остатков Tip фермента в ходе взаимодействия с 2-аРи-содержащими субстратами

3.2.5. Кинетические параметры превращения 2-аРи-содержащих субстратов ферментом АРЕ1, регистрируемого по изменению флуоресценции остатков Tip

3.3. Исследование влияния консервативного остатка Asn-212 на отдельные стадии процесса, катализируемого АРЕ1

3.3.1. Регистрация конформационных переходов в активном центре мутантной формы N212D АРЕ1 в ходе взаимодействия с поврежденной ДНК в предстационарных условиях

3.3.2. Определение минимального кинетического механизма и количественных параметров взаимодействия N212D АРЕ1 с АР- и F-содержащей ДНК

3.3.3. Регистрация кинетики разрезания Р(2-аРи)-субстрата белком N212D АРЕ1 методом стационарной флуориметрии

3.3.4. Анализ накопления продуктов разрезания [32Р]-меченых АР- и F-субстратов мутантной формой N212D АРЕ1 методом гель-электрофореза

3.3.5. Кинетический механизм взаимодействия мутантной формы ^12А АРЕ1 со специфическими субстратами: предстационарная кинетика, стационарная флуориметрия, гель-электрофорез и количественный анализ

3.4. Исследование влияния тройной мутации У171Р-Р173Ь-К174К на взаимодействие АРЕ1 с ДНК

3.5. Стационарная кинетика превращения АР-и Б-содержащей ДНК ферментом

АРЕ1, а также его мутантной формой У171Р-Р173Ь-Ы174К АРЕ1

4. Обсуждение полученных результатов

4.1. Предстационарная кинетика взаимодействия АРЕ1 с АР- и Б-сайтом

4.2. Конформационная динамика АР- и Р-содержащих ДНК-субстратов в ходе их превращения ферментом АРЕ1

4.3. Зависимость скорости превращения 2-аРи-содержащих ДНК-субстратов ферментом АРЕ1 от положения флуоресцирующего основания

4.4. Регистрация процесса заполнения полости, образующейся в ДНК после выворачивания АР-сайта, по флуоресценции фермента и ДНК-субстратов

4.5. Роль консервативного остатка Азп-212 в каталитическом механизме АРЕ1

4.6. Влияние тройной мутации У171Р-Р173Ь-Ш74К на каталитические свойства АРЕ1

Заключение

Выводы

Список использованной литературы

Список сокращений

В настоящей работе использованы символы и сокращения в соответствии с рекомендациями Комиссии по номенклатуре Международного Союза чистой и прикладной химии (ШРАС) и Международного Союза биохимиков (НТВ), а также следующие обозначения:

2-аРи

8-охоО

АРЕ1

АРЕ2

Арп1

АР-сайт

АТР

ВЕЯ

ВБА

с!СМР

БНи

БТТ

ЕЗЗЗО

ЕМБА

Епс1о1У (N6)) ЕхоШ (ХЛ) Б

БЕШ

Б-сайт

НЕРЕБ

1РТС

Ы

1л%

1л&

ММ8

МБ

- 2-аминопурин;

- 7,8-дигидро-8-оксогуанин;

- апуриновая/апиримидиновая эндонуклеаза человека 1;

- апуриновая/апиримидиновая эндонуклеаза человека 2;

- апуриновая/апиримидиновая эндонуклеаза 1 (5. сегеушяе);

- апуриновый/апиримидиновый сайт;

- аденозин-5-трифосфат;

- эксцизионная репарация оснований;

- бычий сывороточный альбумин;

- дезоксицитидин-5'-монофосфат;

- 5,6-дигидроуридин;

- дитиотреитол;

- 3-(2-(5,6-диметокси-3-метил-1,4-бензохиноил))-2-ил-пропеновая кислота;

- метод анализа электрофоретической подвижности белков и белково-нуклеиновых комплексов;

- эндонуклеаза IV;

- экзонуклеаза III;

- (3-гидрокситетрагидрофуран-2-ил)-метил фосфат, тетрагидрофуран;

- флэп-эндонуклеаза 1;

- Р-содержащий нуклеотид;

- Ы-(2-гидроксиэтил)пиперазин-1-этансульфоновая кислота;

- изопропил-1-тио-Р-Б-галактопиранозид;

- рестрикционная эндонуклеаза ретротраспозона Ь1;

- ДНК-лигаза 1;

- ДНК-лигаза 3;

- метилметансульфонат;

- молекулярная динамика;

NIR - инцизионная репарация нуклеотидов;

Nth - ДНК-гликозилаза/р-лиаза;

OGG1 - 8-оксогуанин-ДНК-гликозилаза;

pBQ - п-бензохинон;

PCNA - ядерный антиген пролиферирующих клеток;

PNKP - полинуклеотидкиназа/З'-фосфатаза;

Pol ß - ДНК-полимераза ß;

Ref-1 - окислительно-восстановительный фактор 1;

RFC - фактор репликации С;

RPA - решшкативный белок А;

Ripl - белок рекомбинационной репарации 1;

SSB - одноцепочечный разрыв в ДНК;

TEA - триэтиламин;

Tris - трис-(гидроксиметил)аминометан;

UDG - урацил-ДНК-гликозилаза;

WT - дикий тип (фермента);

XRCC1 - фактор, участвующий в репарации повреждений ДНК,

вызванных УФ-излучением или алкилирующими агентами;

a-dA - a-аномер 2-дезоксиаденозина;

АФК - активные формы кислорода;

ВЭЖХ - высокоэффективная жидкостная хроматография;

ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота;

дцДНК - двуцепочечная ДНК

ПААГ - электрофорез в полиакриламидном геле;

ПЦР - полимеразная цепная реакция; Редокс-активность - окислительно-восстановительная активность;

РСА - рентгеноструктурный анализ;

УФ-излучение - ультрафиолетовое излучение;

ЭДТА - этилендиаминтетрауксусная кислота;

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Кинетический механизм узнавания и превращения АР-сайтов в ДНК АР-эндонуклеазой 1 человека в процессе эксцизионной репарации оснований»

Введение

Задачи современной энзимологин сосредоточены на установлении взаимосвязей между структурой и функциями ферментов, осуществляющих катализ. Особый интерес представляют события, происходящие в активном центре фермента после связывания субстрата и до высвобождения продукта реакции. Методы стационарной кинетики, при всем их удобстве и универсальности, не позволяют регистрировать и анализировать промежуточные стадии каталитического цикла. Для детального изучения механизмов ферментативных процессов применяются предстационарные кинетические подходы, которые позволяют регистрировать промежуточные стадии реакции в режиме реального времени [1-4]. Широкое распространение методов предстационарной кинетики стало возможным благодаря развитию новых методов быстрого смешивания реагентов [5, 6], появлению новых флуоресцентных проб [7], а также совершенствованию программного обеспечения, используемого для количественной обработки кинетических данных [8, 9]. В отличие от кинетики Михаэлиса-Ментен, наблюдение за событиями, происходящими в активном центре в условиях одного оборота фермента, требует высоких концентраций белка. Поэтому развитие предстационарных подходов также связано с появлением удобных и доступных способов наработки рекомбинантных ферментов. Метод «остановленной струи», в котором регистрируется зависимость оптического сигнала фермента либо субстрата от времени, является одним из наиболее распространенных струевых методов для изучения кинетики быстропротекающих процессов [10]. Наблюдение за изменением интенсивности флуоресценции собственных флуорофоров белка либо флуоресцентных групп, встроенных в субстрат, позволяет регистрировать промежуточные состояния фермент-субстратного комплекса, начиная с миллисекундного диапазона времени. Благодаря своим широким возможностям, метод «остановленной струи» был выбран для изучения кинетического механизма действия АР-эндонуклеазы 1 человека в процессе эксцизионной репарации оснований (BER, от англ. base excision repair) [11].

АР-эндонуклеаза 1 (APE1/HAP1/Ref-1) является одним из ключевых ферментов репарации ДНК в клетках человека [12, 13]. В процессе BER, АРЕ1 специфически связывает апуриновые/апиримидиновые сайты (АР-сайты), образующиеся в ДНК после удаления окисленного основания ДНК-гликозилазой, и гидролизует 5'-фосфодиэфирную связь АР-сайта с образованием З'-гидроксила и 5'-фосфата. После этого ДНК-полимераза удаляет 5'-дезоксирибозофосфат (dRp) и застраивает образовавшуюся брешь, а ДНК-лигаза лигирует концы разрыва, восстанавливая интактную последовательность ДНК.

Известно, что по механизму ВЕЙ. репарируется значительная часть АР-сайтов эндогенного и экзогенного происхождения [14]. Поэтому правильное функционирование фермента АРЕ1 в процессе эксцизионной репарации оснований является залогом сохранения генетической информации и защищает клетку от злокачественного перерождения. К моменту начала работы имелись данные о структуре АРЕ1, но не было единого мнения о молекулярно-кинетическом механизме ферментативного процесса; не были установлены функции отдельных аминокислот в осуществлении стадий узнавания, связывания и катализа. Поэтому, детальное исследование механизма действия АРЕ1 представляло важную фундаментальную задачу.

Целью настоящей работы было установление молекулярно-кинетического механизма превращения ДНК под действием фермента АРЕ1 в процессе эксцизионной репарации оснований; выяснение роли конформационной динамики фермента и ДНК-субстрата и роли отдельных аминокислот активного центра в протекании данного процесса. В ходе исследования решались следующие задачи:

• Исследовать изменение конформаций АРЕ1 и ДНК-субстратов в ходе каталитического цикла методом «остановленной струи» путем регистрации интенсивности флуоресценции остатков триптофана фермента и 2-аминопурина субстрата в зависимости от времени и их концентрации.

• Провести количественную обработку экспериментальных данных методом нелинейной регрессии, установить кинетический механизм ферментативного процесса и определить константы скорости элементарных стадий.

• Исследовать влияние положения флуоресцирующего остатка 2-аминопурина в последовательности модельных субстратов на специфичность и эффективность катализа ферментом АРЕ1.

• Проанализировать влияние замен некоторых аминокислот активного центра АРЕ1 в составе мутантных форм У171Р-Р1731Ж174К АРЕ1, №12А АРЕ1 и Ш12Б АРЕ1 на скорость и эффективность узнавания, связывания и превращения специфических субстратов.

• Провести сравнение данных, полученных методом «остановленной струи», с результатами моделирования методом молекулярной динамики пространственных структур ДНК-субстратов и комплексов АРЕ1 с Р(2-аРи)-субстратом.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Молекулярно-кинетический механизм- процесса удаления природного АР-сайта из ДНК ферментом АРЕ1 включает 5 стадий: связывание АР-сайта с образованием неспецифического комплекса, его изомеризацию в специфический комплекс, сопровождаемую изменением конформации фермента и ДНК-субстрата, взаимную подстройку активного центра АРЕ1 и АР-сайта для достижения каталитически активного состояния, гидролиз фосфодиэфирной связи, высвобождение продукта реакции из комплекса с ферментом.

2. Нековалентные взаимодействия между аминокислотами активного центра и лабильной ОН-группой, связанной с атомом С Г природного АР-сайта, вносят существенный вклад в установление конформации, оптимальной для катализа.

3. Эффективность образования каталитически-активного комплекса зависит от способности двойной спирали поврежденной ДНК к изгибанию под действием фермента, которая, в свою очередь, зависит от особенностей строения основания, расположенного с 5'-стороны от АР-сайта.

4. Замена остатка Абп-212 в активном центре АРЕ1 на аспартат либо аланин драматически снижает скорость разрыва 5'-фосфодиэфирной связи АР- либо Б-сайта и, при этом, практически не влияет на сродство фермента к субстрату.

5. Одновременная замена трех аминокислот активного центра АРЕ1 в составе мутантной формы ¥171Р-Р173Ь-Ш74К АРЕ1 приводит к снижению скорости катализа на четыре порядка, по сравнению с ферментом дикого типа, но сохраняет способность фермента связывать поврежденную ДНК.

1. Структурные и кинетические особенности АРЕ1 человека в процессе эксцизионнои репарации оснований

(Обзор литературы) 1.1. АР-сайты в ДНК и эксцизионная репарация оснований

ДНК человека, содержащая около ЗхЮ9 пар оснований и 2x1011 ковалентных связей, представляет собой огромную мишень для различного рода повреждающих факторов, таких как ультрафиолетовое и ионизирующее излучение, химические агенты, а также ошибки репликации. Сайты, не содержащие оснований, или апуриновые/апиримидиновые сайты (АР-сайты) относятся к распространенным повреждениям ДНК. АР-сайт в составе ДНК может существовать в нескольких таутомерных формах, причем циклическая полуацетальная форма включает два аномера, аир (Рис. 1). Большинство АР-сайтов образуется после удаления модифицированных оснований ДНК-гликозилазами [15]. Реже АР-сайты могут возникать путем спонтанной апуринизации гетероциклических оснований [16]. Предполагается, что в течение суток геномная ДНК обычной клетки претерпевает до 10000 апуринизаций, что может приводить к закреплению мутаций, злокачественному перерождению и гибели клетки [1719].

/W

о

о=р-о"

? сн.

/\jV

0

1

0=Р-0 6

'л

сн«

I 2 о

0

1

0=р-0

он он

rh

о

?

/W

Альдегид

о=р-о

I

о

/\lv Ацеталь

Рис. 1. Строение АР-сайта. Природный АР-сайт может находиться в форме а- и р-аномеров циклического полуацеталя, а также в ациклических формах альдегида и ацеталя. Эксперименты in vitro показали, что в растворе преобладают полуацетальные формы АР-сайта, тогда как на ациклические формы приходится около 1% [20].

Поскольку АР-сайты не несут генетической информации, они должны репарироваться до начала репликации и транскрипции ДНК. Устранение этих повреждений в клетках осуществляется, в том числе, при участии ферментов эксцизионнои репарации оснований [11]. Чаще всего АР-сайт выступает в качестве промежуточного интермедиата BER после удаления модифицированного основания

специфической ДНК-гликозилазой (Рис. 2). На следующем этапе АР-эндонуклеаза 1 (АРЕ1) гидролизует фосфодиэфирную связь с 5'-стороны от АР-сайта, в результате чего в последовательности ДНК возникает разрыв с гидроксильной группой на З'-конце и

фосфатом на 5'-конце.

Поврежденное основание

Г

1

Монофункциональная ДНК-гликошлаза Бифункциональная ДНК-гликозилаза (['>) Бифункциональная ДНК-гликозилааа (|),5)

[UNC||TDG|[SMUG1] |MBD4|[*AG/MPG|

I

[OGGllfNTHTl

NEIL1/2

Короткозаплаточный путь

Длиннозаплаточный путь

Рис. 2. Схематическое изображение различных путей реализации процесса BER в клетках человека [21].

В некоторых случаях удаление окисленного основания и гидролиз фосфодиэфирной связи осуществляется одним и тем же ферментом, бифункциональной ДНК-гликозилазой [22]. При этом на 5-конце разрыва остается фосфатная группа, а на З'-конце ненасыщенный ациклический остаток сахара, который затем удаляется ферментом АРЕ1. В случае, когда участвующая в репарации ДНК-гликозилаза не обладает лиазной активностью, остаток АР-сайта на З'-конце разрыва удаляется с помощью dRp-лиазной активности ДНК-полимеразы р. Далее Ро1(3 застраивает однонуклеотидную брешь, a Lig3 сшивает концы. Путь репарации ДНК, предполагающий замену одного нуклеотида, называют короткозаплаточным. Однако, в определенных условиях, репарация АР-сайтов может протекать по альтернативному длиннозаплаточному пути [23] (Рис. 2). При этом после гидролиза 5'-фосфодиэфирной связи поврежденной цепи ферментом АРЕ1 с 3'-концом разрыва связывается комплекс ферментов, включающий Pol5/s, PCNA и RFC, который осуществляет синтез с вытеснением 5'-конца ДНК. В результате образуется свисающий конец ДНК длиной в среднем 2-20 нуклеотидов [24], который затем удаляется

эндонуклеазой FEN1. Выбор пути BER in vivo зависит от множества факторов, таких как природа повреждения [25, 26], соотношение концентраций ферментов — участников обоих механизмов в клетке [27-29], фаза клеточного цикла [30], а также концентрация АТР на стадии лигирования концов разрыва [24].

BER-репарация является высоко-консервативным механизмом удаления повреждений у различных организмов от бактерий до человека [31, 32]. Как следует из экспериментов in vitro минимальный комплекс ферментов, необходимых для удаления урацила из ДНК, вклочает UNG, АРЕ1, Polp и Lig3 [33]. Дальнейшие исследования процесса in vivo показали, что каждый из ферментов BER не взаимодействует с поврежденной ДНК по отдельности, а действует в составе высокоорганизованного мультиферментного комплекса [34, 35], причем АРЕ1 может служить фактором, инициирующим сборку комплекса белков длиннозаплаточного пути BER [36]. Следует отметить, что на отдельных этапах процесса в составе комплекса обнаруживаются не только белки, непосредственно катализирующие превращение ДНК, но также и факторы, участвующие в регуляции репликации и транскрипции (PCNA, RPA, XRCC1, RFC и др.) [37, 38]. Снижение активности или отсутствие каждого из участвующих в BER ферментов в большей или меньшей степени губительно для клетки [39-41]. Установлена взаимосвязь мутаций в генах ферментов эксцизонной репарации с нейродегенеративными [42] и онкологическими заболеваниями [43].

1.2. Особенности структуры и функций апуриновых/апиримидиновых эндонуклеаз

семейства ExoIII и EndoIV

Репарационные эндонуклеазы принимают участие в большинстве механизмов удаления повреждений из ДНК. Во избежание дестабилизации геномной ДНК, АР-эндонуклеазы должны с высокой точностью определить свой субстрат, прежде чем осуществить разрыв фосфодиэфирной связи. Идентификация повреждения - это важная задача для любого фермента репарации, которая приобретает особенную остроту в процессах, протекающих с участием эндонуклеаз, поскольку продуктом АР-эндонуклеазной активности является разрыв цепи ДНК, вероятно даже более токсичный для клетки, чем предшествующее повреждение [44]. С помощью современных методов исследования белков, таких как рентгеноструктурный анализ, различные биохимические и биологические подходы, для многих эндонуклеаз удалось установить механизм реакции, субстратную специфичность, пространственную структуру и роль отдельных аминокислот в узнавании, связывании и превращении АР-содержащей ДНК [45]. Более того, было обнаружено, что некоторые эндонуклеазы способны проявлять активность также в

отношении поврежденной РНК [46]. Накопленные знания позволяют, в том числе, ответить на вопросы: «Как регулируется активность эндонуклеаз в клетке?» «Какова роль этих ферментов в процессах репликации и транскрипции ДНК?»

1.2.1. АР-эндонуклеазы прокариот Xth (ExoIII) uNfo (EndoIV)

Существование ферментов, связывающих АР-сайты в ДНК Е. coli было впервые показано В. В ер ли в работе 1972 года [47]. Последующие эксперименты выявили, что в клетках Е. coli присутствует два фермента со схожей экзо- и эндонуклеазной активностями: ExoIII и EndoIV [48-50]. Несмотря на то, что оба эти фермента катализируют разрыв AP-содержащей ДНК по Sn2 гидролитическому механизму, их структурная организация значительно отличается. По этой причине ферменты ExoIII и EndoIV послужили родоначальниками двух отдельных семейств эндонуклеаз (Таблица 1). Одним из ключевых различий между белками этих семейств является зависимость активности от типа иона металла, который выступает в роли кофактора. Члены семейства EndoIV содержат три иона Zn2+ в активном центре, в то время как эндонуклеазы семейства ExoIII используют ион Mg2+ [51, 52]. Ферменты семейства ExoIII представлены во всех живых царствах, тогда как структурные гомологи EndoIV не были найдены у растений, млекопитающих и других позвоночных.

Таблица 1. Краткая характеристика особенностей структуры и функций эндонуклеаз семейства ЕхоШ и Ег^оГУ.

Эндонуклеазы семейства ЕхоШ Эндонуклеазы семейства Епс1о1У

Особенности структуры центрального домена 4-слойный а/р-мотив типа «сэндвич» Р-бочонок типа «ТИМ»

Металл-кофактор Mg Ъъ

Особенности взаимодействия с АР-сайтом Выворачивают АР-сайт из двойной спирали ДНК Выворачивают из двойной спирали ДНК АР-сайт, а также противоположное основание комплементарной цепи

Репарационная активность:

АР-эндонуклеазная + +

3'-5'-экзонуклеазная + +

З'-фосфатазная + -

З'-фосфодиэстеразная + +

>1П1-активность +

* «ТИМ» - название структурного мотива триозофосфатизомеразы, в которой он был впервые обнаружен.

** МЯ-активность не была обнаружена ни у одного из ферментов семейства ЕхоШ, за исключением АРЕ1 человека.

АР-эндонуклеаза, названная ЕхоШ или Xth, является основной эндонуклеазой Е. coli, на долю которой приходится около 90% клеточной эндонуклеазной1 активности. Кроме того, Xth является важной З'-фосфодиэстеразой, а также проявляет 3'—5'-экзонуклеазную активность в отношении двуцепочечной ДНК, удаляя «тупые» и «свисающие» концы ДНК [53]. Интересно, что уровень 3'-5'-экзонуклеазной активности Xth сопоставим с уровнем ее эндонуклеазной активности [54, 55]. Таким образом, эффективно удаляя З'-фосфат и З'-фосфогликоляты, эндонуклеаза Xth генерирует З'-ОН группу и, тем самым, делает возможным репарационный синтез ДНК-полимеразой. Установлено также, что фермент Xth способен гидролизовать и одноцепочечную поврежденную ДНК [56]. В некоторых случаях Xth проявляет активность рибонуклеазы Н, гидролизуя РНК в ДНК-РНК гибридах. Данные рентгеноструктурного анализа (РСА) свидетельствуют о том, что в структуре Xth имеется 4-слойный a/ß-мотив типа «сэндвич», аналогичный структурам ДНК азы I и РНК азы Н [52]. Пространственная структура белка характеризуется псевдосимметрией относительно двух центральных ß-складок и концевых a-спиралей (Рис. ЗА). По краям a/ß-домена асимметрично располагаются петли, образующие положительно заряженный желобок, который обеспечивает специфическое связывание фермента с AP-содержащей ДНК. Интересно, что кристаллическая структура Xth кроме иона-кофактора Мп2+ в активном центре также содержит молекулу dCMP, что наводит на мыль об участии основания, стоящего напротив AP-сайта, в специфическом связывании субстрата. Для осуществления гидролиза фосфодиэфирной связи с 5'-стороны от AP-сайта в активном центре Xth возникает сеть донорно-акцепторных взаимодействий между Asp-229, His-259 и молекулой воды, которая выступает в качестве атакующего нуклеофила. Роль иона Mg2+, вероятнее всего, состоит в поляризации разрываемой Р—03' связи и в стабилизации переходного состояния фермент-субстратного комплекса [52]. Ключевая роль Xth в репарации окислительных повреждений ДНК была подтверждена экспериментами на клетках, в которых отсутствовал ген xth. Указанные мутантные клетки демонстрировали гиперчувствительность к воздействию пероксида водорода [57]. Также было установлено, что мутантные по гену xth клетки более чувствительны к повреждениям ДНК, вызванным УФ- и ионизирующим излучением, чем к алкилирующему агенту MMS [58]. Наблюдаемая закономерность связана с тем, что в клетках Е. coli действует и другая репарирующая эндонуклеаза EndoIV.

1 Здесь и далее термин «эндонуклеазная активность» обозначает АР-эндонуклеазную активность.

EndolV (Nfo)

Рис. 3. Пространственная структура белков Xth (А) и Nfo (Б). Ион магния в активном центре Xth изображен в виде зеленой сферы. Три иона цинка в структуре Nfo изображены в виде серых сфер. Структуры взяты из работ [59, 60].

Эндонуклеаза EndolV (Nfo) была обнаружена в ходе экспериментов на клетках, мутантных по гену xth, которые, тем не менее, сохраняли АР-эндонуклеазную активность даже в присутствии ЭДТА [61]. Nfo представляет собой небольшой (30 кДа) Zn -зависимый фермент, на который приходится не более 10% эндонуклеазной активности в клетках дикого типа. Однако при накоплении в клетке супероксид-анионов уровень экспрессии Nfo увеличивается почти в 20 раз, т.е. фермент является индуцируемым в ответ на окислительный стресс [62]. Интересно, что Nfo способен гидролизовать фосфодиэфирный остов ДНК не только вблизи АР-сайта, но также и некоторых модифицированных оснований (a-dA, 5,6-дигидроурацил и др.) [63, 64]. Такой вид активности не характерен для описанного выше белка Xth и позволяет Nfo участвовать в процессе инцизионной репарации нуклеотидов (NIR, от англ. nucleotide incision repair) [65]. Кроме эндонуклеазной активности Nfo также проявляет 3'-фосфодиэстеразную активность, что позволяет ему удалять З'-блокирующие группы в одноцепочечных разрывах, в том числе, возникающих вследствие активности АР-лиаз [66]. Данная функция чрезвычайно важна для формирования правильной структуры 3'- и 5'-концов разрыва, т.к. это является необходимым условием для синтеза цепи ДНК с помощью ДНК-полимеразы.

Структурные данные, полученные в лаборатории Дж. Тэйнера [51], свидетельствуют о том, что Nfo представляет собой моносубъединичный а/р-белок, элементы вторичной структуры которого организованы в Р-бочонок, содержащий восемь параллельных Р-складок (Рис. ЗБ). Снаружи бочонок окружен восемью а-спиралями. Данный структурный мотив является высоко консервативным и часто встречающимся структурным элементом ферментов. Свое название, ТИМ-бочонок, он получил от

15

сокращенного названия триозофосфатизомеразы, в которой был впервые обнаружен [67]. Прочное связывание поврежденной ДНК с белком N£0 одновременно обеспечивается положительно заряженной поверхностью серповидного желобка на С-конце ТИМ-бочонка, остатками А^-37 и ЬуБ-Вб, а также тремя ионами Указанные

функциональные группы образуют сеть положительного электростатического потенциала, которая эффективно связывает отрицательно заряженный остов ДНК. Ионы металла также участвуют в осуществлении катализа: два иона цинка координируют молекулу воды, которая выступает в качестве атакующего нуклеофила, а третий ион стабилизирует З'-гидроксильную уходящую группу. Показано, что мутации аминокислот, координирующих ионы металла, приводят к сниженшо каталитической активности Жо

[68]. Как и многие репарирующие эндонуклеазы, Жо распознает субстрат путем выворачивания АР-сайта из двойной спирали ДНК. Однако, в отличие от ферментов семейства ЕхоШ, специфическое связывание АР-содержащей ДНК белком Жо обеспечивается дополнительным выворачиванием противоположного основания комплементарной цепи в активный центр [51]. При этом образуется 90°-ный изгиб остова ДНК в месте повреждения. После выворачивания АР-сайта консервативные остатки активного центра заполняют полость, образовавшуюся в структуре субстрата. Следует отметить, что природа гетероциклического основания, расположенного напротив АР-сайта, по-видимому, не влияет на эффективность катализа Жо [64]. Анализ структуры комплекса Жо с продуктом реакции свидетельствует о значительных изменениях конформации самого фермента при связывании с субстратом [51].

1.2.2. АР-эндонуклеазы сахаромицетов Арп1 иАрп2

Исследования эндонуклеазной активности экстрактов клеток 5. сеге\1$1ае позволили в 1988 г. обнаружить белок, обладающий З'-фосфодиэстеразной активностью

[69]. Последующие работы показали, что очищенный фермент проявляет активность в отношении АР-сайтов, субстратов N111, а также различных 3'-блокирующих групп (фосфаты, фосфогликоляты, альдегиды и (Ш.р) [69, 70]. Таким образом, субстратная специфичность основной эндонуклеазы дрожжей, названной Арп1, практически совпадает со специфичностью белка Жо. Сравнительный анализ последовательностей Арп1 и Жо также свидетельствует о высокой степени их гомологии [71]. Основное отличие дрожжевой эндонуклеазы состоит в наличии С-концевого домена длиной в 80 аминокислот, отсутствующего у Жо. Как было показано, данная аминокислотная последовательность является сигналом ядерной локализации Арп1 [72]. Для проявления каталитической активности ферменту Арп1, так же, как и Жо, требуется присутствие трех

ионов Zn2+ в активном центре, которые, тем не менее, не участвуют в формировании третичной структуры белка. Высокая степень гомологии последовательностей прокариотического и эукариотического ферментов указывает на фундаментальную роль этих ферментов в репарации ДНК.

В отличие от Nfo, на долю Apnl приходится более 95% эндонуклеазной активности клеток S. cerevisiae. Другими словами, данный фермент постоянно присутствует в дрожжевой клетке, а не индуцируется под действием окислительных агентов. Низкие значения константы Михаэлиса (от 1 до 10 нМ для различных субстратов), полученные в ходе биохимических исследований, свидетельствуют о высоком сродстве Apnl к повреждению [69]. При этом попытки получить кристалл Apnl, пригодный для PC А, к настоящему моменту не увенчались успехом. Поэтому главным методом установления структуры активного центра Apnl и роли отдельных аминокислот в катализе остается сайт-направленный мутагенез. В частности, было показано, что замена консервативного остатка Glu-158 на глицин значительно снижает каталитическую активность Apnl, однако позволяет мутантному ферменту эффективно связывать субстрат [73]. Аналогичная аминокислота Glu-145 в структуре Nfo находится в составе одной из R-петель, участвующих в связывании субстрата. Соответственно, мутация E145G приводила к потере ДНК-связывающей способности белка [74]. На основании этих данных, а также результатов мутагенеза других консервативных аминокислот, авторы работы [73] предположили, что несмотря на высокую структурную гомологию, механизм связывания и превращения поврежденной ДНК эндонуклеазами Apnl и Nfo может отличаться.

Поскольку основная эндонуклеаза дрожжей, Apnl, относится к семейству EndoIV, поиск второй эндонуклеазы проводили по структурной гомологии ферменту АРЕ1 человека, который принадлежит к семейству ExoIII. В результате была клонирована и охарактеризована эндонуклеаза Арп2/ЕТН1, состоящая из 520 аминокислот [75]. Особенностью структуры Арп2 является наличие С-концевого домена, схожего с доменом в структуре АРЕ2 человека, но отсутствующего у ЕхоП1. Удаление этого домена из аминокислотной последовательности не наносит вреда ферментативной активности in vitro, однако дефектный белок не может гидролизовать АР-сайты in vivo [76]. Таким образом, указанный домен Арп2, вероятнее всего, участвует в белок-белковых взаимодействиях, обеспечивая функционирование Арп2 в составе мультиферментного репарационного комплекса. В отличие от Apnl, уровень З'-фосфодиэстеразной и 3'—5'-экзонуклеазной активности Арп2 намного превосходит уровень эндонуклеазной, что свидетельствует о возможных различиях в субстратной специфичности этих белков in vivo [76, 77]. В то время как клетки, лишенные Арп2, фенотипически не отличаются от

17

обычных клеток, клетки, мутантные по обоим генам арп1Аарп2А, демонстрируют более высокую чувствительность к алкилирующим и окисляющим агентам, чем клетки apnlA [78]. В недавнем исследовании было показана роль Apnl и Арп2 в предотвращении накопления двуцепочечных разрывов в хромосомной ДНК in vivo [79]. Таким образом, полученные к настоящему времени данные свидетельствуют о том, что Apnl является основной эндонуклеазой, участвующей в репарации АР-сайтов, в то время как активность в отношении 3-блокирующих групп проявляют в равной степени обе АР-эндонуклеазы. Следует отметить, что в клетках дрожжей Schizosaccharomyces pombe, которые филогенетически считаются более близкими к клеткам млекопитающих, наблюдается обратное распределение ролей между белками Apnl и Арп2 [80].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Канажевская, Любовь Юрьевна, 2015 год

Список использованной литературы

1. Hartridge Н., Roughton F. J. W. The kinetics of haemoglobin. Part II. The velocity with which oxygen dissociates from its combination with haemoglobin // Proc Roy Soc London Ser A. -1923.-V. 104.-P. 395-430.

2. Chance B. The enzyme-substrate compounds of catalase and peroxides // Nature. - 1948. - V. 161, №4102.-P. 914-917.

3. Gibson Q. H. Apparatus for the study of rapid reactions // J Physiol. - 1952. - V. 117, № 4. -P. 49-50.

4. Johnson K. A. Transient-state kinetic analysis of enzyme reaction pathways // The Enzymes / SigmanD. S.ElsevierInc., 1992.-P. 1-61.

5. Johnson K. A. Rapid quench kinetic analysis of polymerases, adenosinetriphosphatases, and enzyme intermediates // Methods Enzymol. - 1995. - V. 249. - P. 38-61.

6. Fierke C. A., Hammes G. G. Transient kinetic approaches to enzyme mechanisms // Methods Enzymol. - 1995. - V. 249. - P. 3-37.

7. Rashidian M., Dozier J. K., Distefano M. D. Enzymatic Labeling of Proteins: Techniques and Approaches // Bioconjug Chem. - 2013. - P. 1277-1294.

8. Kuzmic P. Program DYNAFIT for the analysis of enzyme kinetic data: application to HIV proteinase // Anal Biochem. - 1996. - V. 237, № 2. - P. 260-273.

9. Johnson K. A. Fitting enzyme kinetic data with KinTek Global Kinetic Explorer // Methods Enzymol. - 2009. - V. 467. - P. 601-626.

10. Chance B. The Stopped-flow Method and Chemical Intermediates in Enzyme Reactions - A Personal Essay // Photosynth Res. - 2004. - V. 80, № 1-3. - P. 387-400.

11. Memisoglu A., Samson L. Base excision repair in yeast and mammals // Mutat Res. — 2000. -V. 451, № 1-2.-P. 39-51.

12. Wilson D. M., 3rd, Barsky D. The major human abasic endonuclease: formation, consequences and repair of abasic lesions in DNA // Mutat Res. - 2001. - V. 485, № 4. - P. 283307.

13. Demple В., Sung J. S. Molecular and biological roles of Apel protein in mammalian base excision repair // DNA Repair (Amst). - 2005. - V. 4, № 12. - P. 1442-1449.

14. Izumi Т., Wiederhold L. R., Roy G., Roy R., Jaiswal A., Bhakat К. K., Mitra S., Hazra Т. K. Mammalian DNA base excision repair proteins: their interactions and role in repair of oxidative DNA damage//Toxicology.-2003.-V. 193, № 1-2.-P. 43-65.

15. Drohat A. C., Maiti A. Mechanisms for enzymatic cleavage of the N-glycosidic bond in DNA // Org Biomol Chem. - 2014. - V.l 2, № 42. - P. 8367-8378.

16. Lindahl T. Instability and decay of the primary structure of DNA//Nature. - 1993.-V. 362, №6422.-P. 709-715.

17. Lindahl T., Nyberg B. Rate of depurination of native deoxyribonucleic acid // Biochemistry. — 1972.-V. 11,№ 19.-P. 3610-3618.

18. Hoeijmakers J. H. Genome maintenance mechanisms for preventing cancer // Nature. — 2001. -V. 411, №6835.-P. 366-374.

19. Friedberg E. C. DNA damage and repair//Nature. - 2003. - V. 421, № 6921. - P. 436-440.

20. Wilde J. A., Bolton P. H., Mazumder A., Manoharan M., Gerlt J. A. Characterization of the Equilibrating Forms of the Aldehydic Abasic Site in Duplex DNA by 0-17 Nmr // Journal of the American Chemical Society. - 1989.-V. Ill, №5.-P. 1894-1896.

21. Kim Y. J., Wilson D. M., 3rd. Overview of base excision repair biochemistry // Curr Mol Pharmacol. - 2012. - V. 5, № 1. - P. 3-13.

22. McCullough A. K., Dodson M. L., Lloyd R. S. Initiation of base excision repair: glycosylase mechanisms and structures // Annu Rev Biochem. - 1999. - V. 68. - P. 255-285.

23. Frosina G., Fortini P., Rossi O., Carrozzino F., Raspaglio G., Cox L. S., Lane D. P., Abbondandolo A., Dogliotti E. Two pathways for base excision repair in mammalian cells // J Biol Chem. - 1996. -V. 271, № 16. - P. 9573-9578.

24. Sung J. S., Mosbaugh D. W. Escherichia coli uracil- and ethenocytosine-initiated base excision DNA repair: rate-limiting step and patch size distribution // Biochemistry. - 2003. - V. 42, № 16.-P. 4613-4625.

25. Bennett S. E., Sung J. S., Mosbaugh D. W. Fidelity of uracil-initiated base excision DNA repair in DNA polymerase beta-proficient and -deficient mouse embryonic fibroblast cell extracts // J Biol Chem. - 2001. - V. 276, № 45. - P. 42588-42600.

26. Dantzer F., Bjoras M., Luna L., Klungland A., Seeberg E. Comparative analysis of 8-oxoG:C, 8-oxoG:A, A:C and C:C DNA repair in extracts from wild type or 8-oxoG DNA glycosylase deficient mammalian and bacterial cells // DNA Repair (Amst). - 2003. - V. 2, № 6. -P. 707-718.

27. Sukhanova M. V., Khodyreva S. N.. Lebedeva N. A., Prasad R., Wilson S. H., Lavrik O. I. Human base excision repair enzymes apurinic/apyrimidinic endonucleasel (APE1), DNA polymerase beta and poly(ADP-ribose) polymerase 1: interplay between strand-displacement DNA synthesis and proofreading exonuclease activity // Nucleic Acids Res. - 2005. - V. 33, № 4.-P. 1222-1229.

28. Narayan S., Jaiswal A. S., Balusu R. Tumor suppressor APC blocks DNA polymerase beta-dependent strand displacement synthesis during long patch but not short patch base excision

repair and increases sensitivity to methylmethane sulfonate // J Biol Chem. - 2005. - V. 280, № 8.-P. 6942-6949.

29. Sukhanova M., Khodyreva S., Lavrik O. Suppression of base excision repair reactions by apoptotic 24kDa-fragment of poly(ADP-ribose) polymerase 1 in bovine testis nuclear extract // DNA Repair (Amst). - 2007. - V. 6, № 5. - P. 615-625.

30. Fortini P., Dogliotti E. Base damage and single-strand break repair: mechanisms and functional significance of short- and long-patch repair subpathways // DNA Repair (Amst). -2007. - V. 6, № 4. - P. 398-409.

31. Pascucci B., Maga G., Hubscher U., Bjoras M., Seeberg E., Hickson I. D., Villani G., Giordano C., Cellai L., Dogliotti E. Reconstitution of the base excision repair pathway for 7,8-dihydro-8-oxoguanine with purified human proteins // Nucleic Acids Res. - 2002. - V. 30, № 10.-P. 2124-2130.

32. Wallace S. S. Base excision repair: a critical player in many games // DNA Repair (Amst). -2014.-V. 19.-P. 14-26.

33. Kubota Y., Nash R. A., Klungland A., Schar P., Barnes D. E., Lindahl T. Reconstitution of DNA base excision-repair with purified human proteins: interaction between DNA polymerase beta and theXRCCl protein //EMBO J.-1996.-V. 15, №23. -P. 6662-6670.

34. Hitomi K., Iwai S., Tainer J. A. The intricate structural chemistry of base excision repair machinery: implications for DNA damage recognition, removal, and repair // DNA Repair (Amst). - 2007. - V. 6, № 4. - P. 410-428.

35. Almeida K. H., Sobol R. W. A unified view of base excision repair: lesion-dependent protein complexes regulated by post-translational modification // DNA Repair (Amst). - 2007. - V. 6, № 6.-P. 695-711.

36. Tom S., Ranalli T. A., Podust V. N., Bambara R. A. Regulatory roles of p21 and apurinic/apyrimidinic endonuclease 1 in base excision repair // J Biol Chem. - 2001. — V. 276, №52.-P. 48781-48789.

37. Dianov G. L., Jensen B. R., Kenny M. K., Bohr V. A. Replication protein A stimulates proliferating cell nuclear antigen-dependent repair of abasic sites in DNA by human cell extracts // Biochemistry. - 1999. - V. 38, № 34. - P. 11021-11025.

38. Whitehouse C. J., Taylor R. M., Thistlethwaite A., Zhang H., Karimi-Busheri F., Lasko D. D., Weinfeld M., Caldecott K. W. XRCC1 stimulates human polynucleotide kinase activity at damaged DNA termini and accelerates DNA single-strand break repair // Cell. - 2001. - V. 104, № l.-P. 107-117.

39. Minowa O., Arai T., Hirano M., Monden Y., Nakai S., Fukuda M., Itoh M., Takano H., Hippou Y., Aburatani H., Masumura K., Nohmi T., Nishimura S., Noda T. Mmh/Oggl gene

152

inactivation results in accumulation of 8-hydroxyguanine in mice // Proc Natl Acad Sci U S A. -2000. - V. 97, № 8. - P. 4156-4161.

40. Al-Tassan N., Chmiel N. H., Maynard J., Fleming N., Livingston A. L., Williams G. T., Hodges A. K., Davies D. R., David S. S., Sampson J. R., Cheadle J. P. Inherited variants of MYH associated with somatic G:C->T:A mutations in colorectal tumors // Nat Genet. - 2002. -V. 30, №2.-P. 227-232.

41. Fung H., Demple B. A vital role for Apel/Refl protein in repairing spontaneous DNA damage in human cells // Mol Cell. - 2005. - V. 17, № 3. - P. 463-470.

42. Weissman L., Jo D. G., Sorensen M. M., de Souza-Pinto N. C., Markesbery W. R., Mattson M. P., Bohr V. A. Defective DNA base excision repair in brain from individuals with Alzheimer's disease and amnestic mild cognitive impairment // Nucleic Acids Res. - 2007. — V. 35, № 16.-P. 5545-5555.

43. Chow E., Thirhvell C., Macrae F., Lipton L. Colorectal cancer and inherited mutations in base-excision repair // Lancet Oncol. - 2004. - V. 5, № 10. - P. 600-606.

44. Magnander K., Elmroth K. Biological consequences of formation and repair of complex DNA damage // Cancer Lett. - 2012. - V. 327, № 1-2. - P. 90-96.

45. Tsutakawa S. E., Lafrance-Vanasse J., Tainer J. A. The cutting edges in DNA repair, licensing, and fidelity: DNA and RNA repair nucleases sculpt DNA to measure twice, cut once // DNA Repair (Amst). - 2014. - V. 19. - P. 95-107.

46. Berquist B. R., McNeill D. R., Wilson D. M., 3rd. Characterization of abasic endonuclease activity of human Apel on alternative substrates, as well as effects of ATP and sequence context on AP site incision // J Mol Biol. - 2008. - V. 379, № 1. - P. 17-27.

47. Paquette Y., Crine P., Verly W. G. Properties of the endonuclease for depurinated DNA from Escherichia coli//Can J Biochem.- 1972.-V. 50, № 11.-P. 1199-1209.

48. Levin J. D., Johnson A. W., Demple B. Homogeneous Escherichia coli endonuclease IV. Characterization of an enzyme that recognizes oxidative damage in DNA // J Biol Chem. - 1988. -V. 263, № 17.-P. 8066-8071.

49. Richardson C. C., Lehman I. R., Kornberg A. A Deoxyribonucleic Acid Phosphatase-Exonuclease from Escherichia Coli. Ii. Characterization of the Exonuclease Activity // J Biol Chem. - 1964. - V. 239. - P. 251-258.

50. Weiss B. Endonuclease II of Escherichia coli is exonuclease III // J Biol Chem. — 1976. - V. 251, №7.-P. 1896-1901.

51. Hosfield D. J., Guan Y., Haas B. J., Cunningham R. P., Tainer J. A. Structure of the DNA repair enzyme endonuclease IV and its DNA complex: double-nucleotide flipping at abasic sites and three-metal-ion catalysis // Cell. - 1999. - V. 98, № 3. - P. 397-408.

52. Mol C. D., Kuo C. F., Thayer M. M., Cunningham R. P., Tainer J. A. Structure and function of the multifunctional DNA-repair enzyme exonuclease III // Nature. - 1995. - V. 374, № 6520. -P. 381-386.

53. Hoheisel J. D. On the activities of Escherichia coli exonuclease III // Anal Biochem. — 1993. -V. 209, №2.-P. 238-246.

54. Demple B., Johnson A., Fung D. Exonuclease III and endonuclease IV remove 3' blocks from DNA synthesis primers in H202-damaged Escherichia coli // Proc Natl Acad Sei U S A. -1986.-V. 83,№20.-P. 7731-7735.

55. Demple B., Harrison L. Repair of oxidative damage to DNA: enzymology and biology // Arrnu Rev Biochem. - 1994. - V. 63. - P. 915-948.

56. Shida T., Nöda M., Sekiguchi J. Cleavage of single- and double-stranded DNAs containing an abasic residue by Escherichia coli exonuclease III (AP endonuclease VI) // Nucleic Acids Res. - 1996. - V. 24, № 22. - P. 4572-4576.

57. Demple B., Haibrook J., Linn S. Escherichia coli xth mutants are hypersensitive to hydrogen peroxide // J Bacteriol. - 1983. - V. 153, № 2. - P. 1079-1082.

58. Milcarek C., Weiss B. Mutants of Escherichia coli with altered deoxyribonucleases. I. Isolation and characterization of mutants for exonuclease 3 // J Mol Biol. - 1972. - V. 68, № 2. -P. 303-318.

59. Mol C. D., Hosfield D. J., Tainer J. A. Abasic site recognition by two apurinic/apyrimidinic endonuclease families in DNA base excision repair: the 3' ends justify the means // Mutat Res. -2000. - V. 460, № 3-4. - P. 211-229.

60. Daley J. M., Zakaria C., Ramotar D. The endonuclease IV family of apurinic/apyrimidinic endonucleases // Mutat Res. - 2010. - V. 705, № 3. - P. 217-227.

61. Ljungquist S., Lindahl T., Howard-Flanders P. Methyl methane sulfonate-sensitive mutant of Escherichia coli deficient in an endonuclease specific for apurinic sites in deoxyribonucleic acid // J Bacteriol. - 1976. -V. 126, № 2. - P. 646-653.

62. Chan E., Weiss B. Endonuclease IV of Escherichia coli is induced by paraquat // Proc Natl Acad Sei USA.- 1987. - V. 84, № 10. - P. 3189-3193.

63. Ishchenko A. A., Ide H., Ramotar D., Nevinsky G., Saparbaev M. Alpha-anomeric cleoxynucleotides, anoxic products of ionizing radiation, are substrates for the endonuclease IV-type AP endonucleases // Biochemistry. - 2004. - V. 43, № 48. - P. 15210-15216.

64. Ide H., Tedzuka K., Shimzu H., Kimura Y„ Purmal A. A., Wallace S. S., Kow Y. W. Alpha-deoxyadenosine, a major anoxic radiolysis product of adenine in DNA, is a substrate for Escherichia coli endonuclease IV // Biochemistry. - 1994. - V. 33, № 25. - P. 7842-7847.

65. Ischenko A. A., Saparbaev M. K. Alternative nucleotide incision repair pathway for oxidative DNA damage // Nature. - 2002. - V. 415, № 6868. - P. 183-187.

66. Warner H. R., Demple B. F., Deutsch W. A., Kane C. M., Linn S. Apurinic/apyrimidinic endonucleases in repair of pyrimidine dimers and other lesions in DNA // Proc Natl Acad Sci U S A. - 1980. - V. 77, № 8. - P. 4602-4606.

67. Banner D. W., Bloomer A. C., Petsko G. A., Phillips D. C., Pogson C. I., Wilson I. A., Corran P. H., Furth A. J., Milman J. D., Offord R. E., Priddle J. D., Waley S. G. Structure of chicken muscle trióse phosphate isomerase determined crystallographically at 2.5 angstrom resolution using amino acid sequence data // Nature. - 1975. - V. 255, № 5510. - P. 609-614.

68. Garcin E. D., Hosfield D. J., Desai S. A., Haas B. J., Bjoras M., Cunningham R. P., Tainer J. A. DNA apurinic-apyrimidinic site binding and excision by endonuclease IV // Nat Struct Mol Biol. - 2008. - V. 15, № 5. - P. 515-522.

69. Johnson A. W., Demple B. Yeast DNA 3'-repair diesterase is the major cellular apurinic/apyrimidinic endonuclease: substrate specificity and kinetics // J Biol Chem. - 1988. -V. 263, № 34. - P. 18017-18022.

70. Ramotar D., Popoff S. C., Gralla E. B., Demple B. Cellular role of yeast Apnl apurinic endonuclease/3'-diesterase: repair of oxidative and alkylation DNA damage and control of spontaneous mutation // Mol Cell Biol. - 1991. - V. 11, № 9. - P. 4537-4544.

71. Popoff S. C., Spira A. I., Johnson A. W., Demple B. Yeast structural gene (APN1) for the major apurinic endonuclease: homology to Escherichia coli endonuclease IV // Proc Natl Acad Sci USA.- 1990. -V. 87, № 11. - P. 4193-4197.

72. Ramotar D., Kim C., Lillis R., Demple B. Intracellular localization of the Apnl DNA repair enzyme of Saccharomyces cerevisiae. Nuclear transport signals and biological role // J Biol Chem. - 1993. - V. 268, № 27. - P. 20533-20539.

73. Jilani A., Vongsamphanh R., Leduc A., Gros L., Saparbaev M., Ramotar D. Characterization of two independent amino acid substitutions that disrupt the DNA repair functions of the yeast Apnl // Biochemistry. - 2003. - V. 42, № 21. - P. 6436-6445.

74. Yang X., Tellier P., Masson J. Y., Vu T., Ramotar D. Characterization of amino acid substitutions that severely alter the DNA repair functions of Escherichia coli endonuclease IV // Biochemistry. - 1999. - V. 38, № 12. - P. 3615-3623.

75. Johnson R. E., Torres-Ramos C. A., Izumi T., Mitra S., Prakash S., Prakash L. Identification of APN2, the Saccharomyces cerevisiae homolog of the major human AP endonuclease HAP1, and its role in the repair of abasic sites // Genes Dev. - 1998. - V. 12, № 19. - P. 3137-3143.

76. Unk I., Haracska L., Johnson R. E., Prakash S., Prakash L. Apurinic endonuclease activity of yeast Apn2 protein // J Biol Chem. - 2000. - V. 275, № 29. - P. 22427-22434.

77. Unk I., Haracska L., Prakash S., Prakash L. 3'-phosphodiesterase and 3'->5' exonuclease activities of yeast Apn2 protein and requirement of these activities for repair of oxidative DNA damage // Mol Cell Biol. - 2001. - V. 21, № 5. - P. 1656-1661.

78. Bennett R. A. The Saccharomyces cerevisiae ETH1 gene, an inducible homolog of exonuclease III that provides resistance to DNA-damaging agents and limits spontaneous mutagenesis //Mol Cell Biol. - 1999. -V. 19, № 3. - P. 1800-1809.

79. Ma W., Resnick M. A., Gordenin D. A. Apnl and Apn2 endonucleases prevent accumulation of repair-associated DNA breaks in budding yeast as revealed by direct chromosomal analysis // Nucleic Acids Res.-2008.-V. 36, №6.-P. 1836-1846.

80. Ribar B., Izumi T., Mitra S. The major role of human AP-endonuclease homolog Apn2 in repair of abasic sites in Schizosaccharomyces pombe // Nucleic Acids Res. - 2004. - V. 32, № 1. -P. 115-126.

81. Sander M., Lowenhaupt K., Lane W. S., Rich A. Cloning and characterization of Rrpl, the gene encoding Drosophila strand transferase: carboxy-terminal homology to DNA repair endo/exonucleases//Nucleic Acids Res. - 1991. - V. 19, № 16.-P. 4523-4529.

82. Nugent M., Huang S. M., Sander M. Characterization of the apurinic endonuclease activity of Drosophila Rrpl //Biochemistry.- 1993,-V. 32, №42.-P. 11445-11452.

83. Sander M., Huang S. M. Characterization of the nuclease activity of Drosophila Rrpl on phosphoglycolate- and phosphate-modified DNA 3'-termini // Biochemistry. - 1995. - V. 34, № 4.-P. 1267-1274.

84. Sander M., Benhaim D. Drosophila Rrpl 3'-exonuclease: demonstration of DNA sequence dependence and DNA strand specificity // Nucleic Acids Res. - 1996. - V. 24, № 20. - P. 39263933.

85. Linxweiler W., Horz W. Sequence specificity of exonuclease III from E. coli // Nucleic Acids Res. - 1982. -V. 10, № 16. - P. 4845-4859.

86. Lowenhaupt K., Sander M., Hauser C., Rich A. Drosophila melanogaster strand transferase. A protein that forms heteroduplex DNA in the absence of both ATP and single-strand DNA binding protein // J Biol Chem. - 1989. - V. 264, № 34. - P. 20568-20575.

87. Reardon B. J., Lombardo C. R., Sander M. Drosophila Rrpl domain structure as defined by limited proteolysis and biophysical analyses // J Biol Chem. - 1998. - V. 273, № 51. - P. 3399133999.

88. Barzilay G., Hickson I. D. Structure and function of apurinic/apyrimidinic endonucleases // Bioessays. - 1995.-V. 17,№ 8.-P. 713-719.

89. Masson J. Y., Tremblay S., Ramotar D. The Caenorhabditis elegans gene CeAPNl encodes a homolog of Escherichia coli and yeast apurinic/apyrimidinic endonuclease // Gene. - 1996. — V. 179, №2.-P. 291-293.

90. Shatilla A., Ramotar D. Embryonic extracts derived from the nematode Caenorhabditis elegans remove uracil from DNA by the sequential action of uracil-DNA glycosylase and AP (apurinic/apyrimidinic) endonuclease // Biochem J. - 2002. - V. 365, № Pt 2. - P. 547-553.

91. Shatilla A., Leduc A., Yang X., Ramotar D. Identification of two apurinic/apyrimidinic endonucleases from Caenorhabditis elegans by cross-species complementation // DNA Repair (Amst). - 2005. - V. 4, № 6. - P. 655-670.

92. Shatilla A., Ishchenko A. A., Saparbaev M., Ramotar D. Characterization of Caenorhabditis elegans exonuclease-3 and evidence that a Mg2+-dependent variant exhibits a distinct mode of action on damaged DNA // Biochemistry. - 2005. - V. 44, № 38. - P. 12835-12848.

93. Yang X., Fan J., Ishchenko A. A., Patel D., Saparbaev M. K., Ramotar D. Functional characterization of the Caenorhabditis elegans DNA repair enzyme APN-1 // DNA Repair (Amst).-2012.-V. 11, № 10.-P. 811-822.

94. Zakaria C., Kassahun H., Yang X., Labbe J. C., Nilsen H., Ramotar D. Caenorhabditis elegans APN-1 plays a vital role in maintaining genome stability // DNA Repair (Amst). — 2010. -V. 9, №2.-P. 169-176.

95. Kane C. M., Linn S. Purification and characterization of an apurinic/apyrimidinic endonuclease from HeLa cells // J Biol Chem. - 1981. - V. 256, № 7. - P. 3405-3414.

96. Demple B., Herman T., Chen D. S. Cloning and expression of APE, the cDNA encoding the major human apurinic endonuclease: definition of a family of DNA repair enzymes // Proc Natl Acad SciUSA.- 1991. - V. 88, №24.-P. 11450-11454.

97. Robson C. N., Hickson I. D. Isolation of cDNA clones encoding a human apurinic/apyrimidinic endonuclease that corrects DNA repair and mutagenesis defects in E. coli xth (exonuclease III) mutants //Nucleic Acids Res. - 1991. -V. 19, № 20. - P. 5519-5523.

98. Seki S., Hatsushika M., Watanabe S., Akiyama K., Nagao K., Tsutsui K. cDNA cloning, sequencing, expression and possible domain structure of human APEX nuclease homologous to Escherichia coli exonuclease III // Biochim Biophys Acta. - 1992. - V. 1131, № 3. - P. 287-299.

99. Seki S., Ikeda S., Watanabe S., Hatsushika M., Tsutsui K., Akiyama K., Zhang B. A mouse DNA repair enzyme (APEX nuclease) having exonuclease and apurinic/apyrimidinic endonuclease activities: purification and characterization // Biochim Biophys Acta. — 1991. — V. 1079, № l.-p. 57.64.

100. Robson C. N., Milne A. M., Pappin D. J., Hickson I. D. Isolation of cDNA clones encoding an enzyme from bovine cells that repairs oxidative DNA damage in vitro: homology with bacterial repair enzymes //Nucleic Acids Res. - 1991. -V. 19, № 5. - P. 1087-1092.

101. Xanthoudakis S., Curran T. Identification and characterization of Ref-1, a nuclear protein that facilitates AP-1 DNA-binding activity // EMBO J. - 1992. - V. 11, № 2. - P. 653-665.

102. Vascotto C., Cesaratto L., Zeef L. A., Deganuto M., D'Ambrosio C., Scaloni A., Romanello M., Damante G., Taglialatela G., Delneri D., Kelley M. R., Mitra S., Quadrifoglio F., Tell G. Genome-wide analysis and proteomic studies reveal APEl/Ref-1 multifunctional role in mammalian cells // Proteomics. - 2009. - V. 9, № 4. - P. 1058-1074.

103. Robson C. N.. Hochhauser D., Craig R., Rack K., Buckle V. J., Hickson I. D. Structure of the human DNA repair gene HAP1 and its localisation to chromosome 14q 11.2-12 // Nucleic Acids Res. - 1992. - V. 20, № 17. - P. 4417-4421.

104. Zhao B., Grandy D. K., Hagerup J. M., Magenis R. E., Smith L„ Chauhan B. C., Henner W. D. The human gene for apurinic/apyrimidinic endonuclease (HAP1): sequence and localization to chromosome 14 band ql2 //Nucleic Acids Res. - 1992. -V. 20, № 15. -P. 4097-4098.

105. Li M., Zhong Z., Zhu J., Xiang D., Dai N., Cao X., Qing Y., Yang Z., Xie J., Li Z., Baugh L., Wang G., Wang D. Identification and characterization of mitochondrial targeting sequence of human apurinic/apyrimidinic endonuclease 1 // J Biol Chem. - 2010. - V. 285, № 20. — P. 14871-14881.

106. Strauss P. R., Holt C. M. Domain mapping of human apurinic/apyrimidinic endonuclease. Structural and functional evidence for a disordered amino terminus and a tight globular carboxyl domain // J Biol Chem. - 1998. - V. 273, № 23. - P. 14435-14441.

107. Tell G., Quadrifoglio F., Tiribelli C., Kelley M. R. The many functions of APEl/Ref-1: not only a DNA repair enzyme // Antioxid Redox Signal. - 2009. - V. 11, № 3. - P. 601-620.

108. Jackson E. B., Theriot C. A., Chattopadhyay R., Mitra S., Izumi T. Analysis of nuclear transport signals in the human apurinic/apyrimidinic endonuclease (APEl/Refl) // Nucleic Acids Res.-2005.-V. 33, № 10.-P. 3303-3312.

109. Xanthoudakis S., Miao G. G., Curran T. The redox and DNA-repair activities of Ref-1 are encoded by nonoverlapping domains // Proc Natl Acad Sci USA.- 1994. - V. 91, № 1. - P. 2327.

110. Gros L., Ishchenko A. A., Ide H., Elder R. H., Saparbaev M. K. The major human AP endonuclease (Apel) is involved in the nucleotide incision repair pathway // Nucleic Acids Res. - 2004. - V. 32, № 1. - P. 73-81.

111. Yacoub A., Kelley M. R., Deutsch W. A. The DNA repair activity of human redox/repair protein APE/Ref-1 is inactivated by phosphorylation // Cancer Res. - 1997. - V. 57, № 24. - P. 5457-5459.

112. Fritz G., Kaina B. Phosphorylation of the DNA repair protein APE/REF-1 by CKII affects redox regulation of AP-1 // Oncogene. - 1999. - V. 18, № 4. - P. 1033-1040.

113. Bhakat K. K., Izumi T., Yang S. H., Hazra T. K., Mitra S. Role of acetylated human AP-endonuclease (APEl/Ref-1) in regulation of the parathyroid hormone gene // EMBO J. - 2003. -V. 22, №23.-P. 6299-6309.

114. Busso C. S., Iwakuma T., Izumi T. Ubiquitination of mammalian AP endonuclease (APE1) regulated by the p53-MDM2 signaling pathway // Oncogene. - 2009. - V. 28, № 13. - P. 16161625.

115. Busso C. S., Lake M. W., Izumi T. Posttranslational modification of mammalian AP endonuclease (APE1) // Cell Mol Life Sci. -2010. - V. 67, № 21. - P. 3609-3620.

116. Kelley M. R., Parsons S. H. Redox regulation of the DNA repair function of the human AP endonuclease Apel/ref-1 // Antioxid Redox Signal. - 2001. - V. 3, № 4. - P. 671-683.

117. Gorman M. A., Morera S., Rothwell D. G., de La Fortelle E., Mol C. D., Tainer J. A., Hickson I. D., Freemont P. S. The crystal structure of the human DNA repair endonuclease HAP1 suggests the recognition of extra-helical deoxyribose at DNA abasic sites // EMBO J. -1997.-V. 16, №21.-P. 6548-6558.

118. Dlakic M. Functionally unrelated signalling proteins contain a fold similar to Mg2+-dependent endonucleases // Trends Biochem Sci. - 2000. - V. 25, № 6. - P. 272-273.

119. Schein C. H., Ozgun N., Izumi T., Braun W. Total sequence decomposition distinguishes functional modules, "molegos" in apurimc/apyrimidinic endonucleases // BMC Bioinformatics. -2002.-V. 3.-P. 37.

120. Li M., Wilson D. M., 3rd. Human apurinic/apyrimidinic endonuclease 1 // Antioxid Redox Signal. - 2014. - V. 20, № 4. - P. 678-707.

121. Laskowski M. S. Deoxyribonuclease I // The Enzymes / Boyer P. D. - New York: Academic Press, 1971.-P. 289-311.

122. Mol C. D., Izumi T., Mitra S., Tainer J. A. DNA-bound structures and mutants reveal abasic DNA binding by APE1 and DNA repair coordination // Nature. - 2000. - V. 403, № 6768. - P. 451-456.

123. Cal S., Tan K. L., McGregor A., Connolly B. A. Conversion of bovine pancreatic DNase I to a repair endonuclease with a high selectivity for abasic sites // EMBO J. - 1998. — V. 17, № 23.-P. 7128-7138.

124. Wilson D. M., 3rd, Takeshita M., Grollman A. P., Demple B. Incision activity of human apurinic endonuclease (Ape) at abasic site analogs in DNA // J Biol Chem. - 1995. - V. 270, № 27.-P. 16002-16007.

125. Marenstein D. R., Wilson D. M., 3rd, Teebor G. W. Human AP endonuclease (APE1) demonstrates endonucleolytic activity against AP sites in single-stranded DNA // DNA Repair (Amst). - 2004. - V. 3, № 5. - P. 527-533.

126. Izumi T., Hazra T. K., Boldogh I., Tomkinson A. E., Park M. S., Ikeda S., Mitra S. Requirement for human AP endonuclease 1 for repair of 3'-blocking damage at DNA singlestrand breaks induced by reactive oxygen species // Carcinogenesis. - 2000. - V. 21, № 7. - P. 1329-1334.

127. Parsons J. L., Dianova, II, Dianov G. L. APE1 is the major 3-phosphoglycolate activity in human cell extracts // Nucleic Acids Res. - 2004. - V. 32, № 12. - P. 3531-3536.

128. Hegde M. L., Izumi T., Mitra S. Oxidized base damage and single-strand break repair in mammalian genomes: role of disordered regions and posttranslational modifications in early enzymes//Prog Mol Biol Transl Sci.-2012. - V. 110.-P. 123-153.

129. Suh D., Wilson D. M., 3rd, Povirk L. F. 3'-phosphodiesterase activity of human apurinic/apyrimidinic endonuclease at DNA double-strand break ends // Nucleic Acids Res. -1997. - V. 25, № 12. - P. 2495-2500.

130. Wiederhold L., Leppard J. B., Kedar P., Karimi-Busheri F., Rasouli-Nia A., Weinfeld M., Tomkinson A. E., Izumi T., Prasad R., Wilson S. H., Mitra S., Hazra T. K. AP endonuclease-independent DNA base excision repair in human cells // Mol Cell. - 2004. - V. 15, № 2. - P. 209-220.

131. Wilson D. M., 3rd. Properties of and substrate determinants for the exonuclease activity of human apurinic endonuclease Apel // J Mol Biol. - 2003. - V. 330, № 5. - P. 1027-1037.

132. Dyrkheeva N. S., Khodyreva S. N., Sukhanova M. V., Safronov I. V., Dezhurov S. V., Lavrik O. I. 3'-5' exonuclease activity of human apurinic/apyrimidinic endonuclease 1 towards DNAs containing dNMP and their modified analogs at the 3 end of single strand DNA break // Biochemistry (Mosc). - 2006. - V. 71, № 2. - P. 200-210.

133. Dyrkheeva N. S., Lomzov A. A., Pyshnyi D. V., Khodyreva S. N., Lavrik O. I. Efficiency of exonucleolytic action of apurinic/apyrimidinic endonuclease 1 towards matched and mismatched dNMP at the 3' terminus of different oligomeric DNA structures correlates with thermal stability of DNA duplexes // Biochim Biophys Acta. - 2006. - V. 1764, № 4. - P. 699706.

134. Jiricny J. An APE that proofreads // Nature. - 2002. - V. 415, № 6872. - P. 593-594.

135. Barzilay G., Walker L. J., Robson C. N., Hickson I. D. Site-directed mutagenesis of the human DNA repair enzyme HAP1: identification of residues important for AP endonuclease and RNase H activity // Nucleic Acids Res. - 1995. - V. 23, № 9. - P. 1544-1550.

136. Vascotto C., Fantini D., Romanello M., Cesaratto L., Deganuto M., Leonardi A., Radicella J. P., Kelley M. R., D'Ambrosio C., Scaloni A., Quadrifoglio F., Tell G. APEl/Ref-1 interacts with NPM1 within nucleoli and plays a role in the rRNA quality control process // Mol Cell Biol. -2009. — V. 29, №7. -P. 1834-1854.

137. Barnes T., Kim W. C., Mantha A. K., Kim S. E., Izumi T., Mitra S., Lee C. H. Identification of Apurinic/apyrimidinic endonuclease 1 (APE1) as the endoribonuclease that cleaves c-myc mRNA // Nucleic Acids Res. - 2009. - V. 37, № 12. - P. 3946-3958.

138. Kim W. C., King D., Lee C. H. RNA-cleaving properties of human apurinic/apyrimidinic endonuclease 1 (APE1) // Int J Biochem Mol Biol. -2010. -V. 1, № 1. - P. 12-25.

139. Kim W. C., Berquist B. R., Chohan M., Uy C., Wilson D. M., 3rd, Lee C. H. Characterization of the endoribonuclease active site of human apurinic/apyrimidinic endonuclease 1 // J Mol Biol. - 2011. - V. 411, № 5. - P. 960-971.

140. Hang B., Chenna A., Sagi J., Singer B. Differential cleavage of oligonucleotides containing the benzene-derived adduct, l,N6-benzetheno-dA, by the major human AP endonuclease HAP1 and Escherichia coli exonuclease III and endonuclease IV // Carcinogenesis. - 1998. - V. 19, № 8.-P. 1339-1343.

141. Ishchenko A. A., Sanz G., Privezentzev C. V., Maksimenko A. V., Saparbaev M. Characterisation of new substrate specificities of Escherichia coli and Saccharomyces cerevisiae AP endonucleases //Nucleic Acids Res. - 2003. - V. 31, № 21. -P. 6344-6353.

142. Guliaev A. B., Hang B., Singer B. Structural insights by molecular dynamics simulations into specificity of the major human AP endonuclease toward the benzene-derived DNA adduct, pBQ-C // Nucleic Acids Res. - 2004. - V. 32, № 9. - P. 2844-2852.

143. Chou K. M., Cheng Y. C. The exonuclease activity of human apurinic/apyrimidinic endonuclease (APE1). Biochemical properties and inhibition by the natural dinucleotide Gp4G // J Biol Chem. - 2003. -V. 278, № 20. - P. 18289-18296.

144. Ishchenko A. A., Deprez E., Maksimenko A., Brochon J. C., Tauc P., Saparbaev M. K. Uncoupling of the base excision and nucleotide incision repair pathways reveals their respective biological roles // Proc Natl Acad Sci USA.- 2006. - V. 103, № 8. - P. 2564-2569.

145. Wang Z., Ayoub E., Mazouzi A., Grin I., Ishchenko A. A., Fan J., Yang X., Harihar T., Saparbaev M., Ramotar D. Functional variants of human APE1 rescue the DNA repair defects of the yeast AP endonuclease/3'-diesterase-deficient strain // DNA Repair (Amst). - 2014. - V. 22. -P. 53-66.

146. Walker L. J., Robson C. N., Black E., Gillespie D., Hickson I. D. Identification of residues in the human DNA repair enzyme HAP1 (Ref-1) that are essential for redox regulation of Jun DNA binding // Mol Cell Biol. - 1993. - V. 13, № 9. - P. 5370-5376.

147. Georgiadis M. M., Luo M., Gaur R. K., Delaplane S., Li X., Kelley M. R. Evolution of the redox function in mammalian apurinic/apyrimidinic endonuclease // Mutat Res. - 2008. - V. 643,№ 1-2.-P. 54-63.

148. Holmgren A. Thioredoxin and glutaredoxin systems // J Biol Chem. - 1989. - V. 264, № 24.-P. 13963-13966.

149. Su D., Delaplane S., Luo M., Rempel D. L., Vu B., Kelley M. R., Gross M. L., Georgiadis M. M. Interactions of apurinic/apyrimidinic endonuclease with a redox inhibitor: evidence for an alternate conformation of the enzyme // Biochemistry. - 2011. - V. 50, № 1. - P. 82-92.

150. Luo M., Delaplane S., Jiang A., Reed A., He Y., Fishel M„ Nyland R. L., 2nd, Borch R. F., Qiao X., Georgiadis M. M., Kelley M. R. Role of the multifunctional DNA repair and redox signaling protein Apel/Ref-1 in cancer and endothelial cells: small-molecule inhibition of the redox function of Apel //AntioxidRedox Signal.-2008.-V. 10, № 11.-P. 1853-1867.

151. Kelley M. R., Georgiadis M. M., Fishel M. L. APEl/Ref-1 role in redox signaling: translational applications of targeting the redox function of the DNA repair/redox protein APEl/Ref-1 // Curr Mol Pharmacol. - 2012. - V. 5, № 1. - P. 36-53.

152. Jayaraman L., Murthy K. G., Zhu C., Curran T., Xanthoudakis S., Prives C. Identification of redox/repair protein Ref-1 as a potent activator of p53 // Genes Dev. - 1997. - V. 11, № 5. -P. 558-570.

153. Helton E. S., Chen X. p53 modulation of the DNA damage response // J Cell Biochem. -2007. - V. 100, № 4. - P. 883-896.

154. Hanson S., Kim E., Deppert W. Redox factor 1 (Ref-1) enhances specific DNA binding of p53 by promoting p53 tetramerization // Oncogene. - 2005. - V. 24, № 9. - P. 1641-1647.

155. Huang L. E., Arany Z., Livingston D. M., Bunn H. F. Activation of hypoxia-inducible transcription factor depends primarily upon redox-sensitive stabilization of its alpha subunit // J Biol Chem. - 1996. -V. 271, № 50. - P. 32253-32259.

156. Bristow R. G., Hill R. P. Hypoxia and metabolism. Hypoxia, DNA repair and genetic instability //Nat Rev Cancer. - 2008. - V. 8, № 3. - P. 180-192.

157. Cannito S., Novo E., Compagnone A., Valfre di Bonzo L., Busletta C., Zamara E., Paternostro C., Povero D., Bandino A., Bozzo F., Cravanzola C., Bravoco V., Colombatto S., Parola M. Redox mechanisms switch on hypoxia-dependent epithelial-mesenchymal transition in cancer cells // Carcinogenesis. - 2008. - V. 29, № 12. - P. 2267-2278.

158. Xanthoudakis S., Smeyne R. J., Wallace J. D., Curran T. The redox/DNA repair protein, Ref-1, is essential for early embryonic development in mice // Proc Natl Acad Sci USA.— 1996. -V. 93, № 17.-P. 8919-8923.

159. Ludwig D. L., Maclnnes M. A., Takiguchi Y., Purtymun P. E., Henrie M., Flannery M., Meneses J., Pedersen R. A., Chen D. J. A murine AP-endonuclease gene-targeted deficiency with post-implantation embryonic progression and ionizing radiation sensitivity // Mutat Res. -1998.-V. 409, № l.-P. 17-29.

160. McNeill D. R., Wilson D. M., 3rd. A dominant-negative form of the major human abasic endonuclease enhances cellular sensitivity to laboratory and clinical DNA-damaging agents // Mol Cancer Res.-2007.-V. 5, № l.-P. 61-70.

161. Izumi T., Brown D. B., Naidu C. V., Bhakat K. K., Macinnes M. A., Saito H., Chen D. J., Mitra S. Two essential but distinct functions of the mammalian abasic endonuclease // Proc Natl Acad Sci USA.- 2005. - V. 102, № 16. - P. 5739-5743.

162. Hadi M. Z., Wilson D. M., 3rd. Second human protein with homology to the Escherichia coli abasic endonuclease exonuclease III // Environ Mol Mutagen. - 2000. - V. 36, № 4. - P. 312-324.

163. Hadi M. Z., Ginalski K., Nguyen L. H., Wilson D. M., 3rd. Determinants in nuclease specificity of Apel and Ape2, human homologues of Escherichia coli exonuclease III // J Mol Biol.-2002.-V. 316, №3.-P. 853-866.

164. Tsuchimoto D., Sakai Y., Sakumi K., Nishioka K., Sasaki M., Fujiwara T., Nakabeppu Y. Human APE2 protein is mostly localized in the nuclei and to some extent in the mitochondria, while nuclear APE2 is partly associated with proliferating cell nuclear antigen // Nucleic Acids Res. - 2001. - V. 29, № 11. - P. 2349-2360.

165. Burkovics P., Szukacsov V., Unk I., Haracska L. Human Ape2 protein has a 3'-5' exonuclease activity that acts preferentially on mismatched base pairs // Nucleic Acids Res. -2006.-V. 34, №9.-P. 2508-2515.

166. Willis J., Patel Y., Lentz B. L., Yan S. APE2 is required for ATR-Chkl checkpoint activation in response to oxidative stress // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2013. - V. 110, № 26. -P. 10592-10597.

167. Gembka A., Toueille M., Smirnova E., Poltz R., Ferrari E., Villain G., Hubscher U. The checkpoint clamp, Rad9-Radl-Husl complex, preferentially stimulates the activity of apurinic/apyrimidinic endonuclease 1 and DNA polymerase beta in long patch base excision repair // Nucleic Acids Res. - 2007. - V. 35, № 8. - P. 2596-2608.

168. Ide Y., Tsuchimoto D., Tominaga Y.s Nakashima M., Watanabe T., Sakumi K., Ohno M., Nakabeppu Y. Growth retardation and dyslymphopoiesis accompanied by G2/M arrest in APEX2-null mice//Blood.-2004.-V. 104, № 13.-P. 4097-4103.

169. Masani S., Han L., Yu K. Apurinic/apyrimidinic endonuclease 1 is the essential nuclease during immunoglobulin class switch recombination // Mol Cell Biol. - 2013. - V. 33, № 7. - P. 1468-1473.

170. Berg O. G., Winter R. B., von Hippel P. H. Diffusion-driven mechanisms of protein translocation on nucleic acids. 1. Models and theory // Biochemistry. - 1981. - V. 20, № 24. - P. 6929-6948.

171. Winter R. B., von Hippel P. H. Diffusion-driven mechanisms of protein translocation on nucleic acids. 2. The Escherichia coli repressor-operator interaction: equilibrium measurements // Biochemistry. - 1981. - V. 20, № 24. - P. 6948-6960.

172. Winter R. B., Berg O. G., von Hippel P. H. Diffusion-driven mechanisms of protein translocation on nucleic acids. 3. The Escherichia coli lac repressor-operator interaction: kinetic measurements and conclusions // Biochemistry. - 1981. -V. 20, № 24. - P. 6961-6977.

173. Zharkov D. O., Mechetin G. V., Nevinsky G. A. Uracil-DNA glycosylase: Structural, thermodynamic and kinetic aspects of lesion search and recognition // Mutat Res. - 2010. - V. 685, № 1-2.-P. 11-20.

174. Bennett S. E., Sanderson R. J., Mosbaugh D. W. Processivity of Escherichia coli and rat liver mitochondrial uracil-DNA glycosylase is affected by NaCl concentration // Biochemistry. -1995.-V. 34,№ 18.-P. 6109-6119.

175. Carey D. C., Strauss P. R. Human apurinic/apyrimidinic endonuclease is processive // Biochemistry. - 1999. - V. 38, № 50. - P. 16553-16560.

176. Erzberger J. P., Barsky D., Scharer O. D., Colvin M. E., Wilson D. M., 3rd. Elements in abasic site recognition by the major human and Escherichia coli apurinic/apyrimidinic endonucleases // Nucleic Acids Res. - 1998. - V. 26, № 11. - P. 2771-2778.

177. Masuda Y., Bennett R. A., Demple B. Dynamics of the interaction of human apurinic endonuclease (Apel) with its substrate and product // J Biol Chem. - 1998. - V. 273, № 46. - P. 30352-30359.

178. Lhomme J., Constant J. F., Demeunynck M. Abasic DNA structure, reactivity, and recognition // Biopolymers. - 1999. -V. 52, № 2. - P. 65-83.

179. Coppel Y., Berthet N., Coulombeau C., Garcia J., Lhomme J. Solution conformation of an abasic DNA undecamer duplex d(CGCACXCACGC) x d(GCGTGTGTGCG): the unpaired thymine stacks inside the helix//Biochemistry. - 1997. -V. 36, № 16. - P. 4817-4830.

180. Barsky D., Foloppe N., Ahmadia S., Wilson D. M., MacKerell A. D. New insights into the structure of abasic DNA from molecular dynamics simulations // Nucleic Acids Research. -2000. - V. 28, № 13. - P. 2613-2626.

181. Chen J., Dupradeau F. Y., Case D. A., Turner C. J., Stubbe J. DNA oligonucleotides with A, T, G or C opposite an abasic site: structure and dynamics // Nucleic Acids Res. - 2008. — V. 36, № 1.-P. 253-262.

182. Roll C., Ketterle C., Faibis V., Fazakerley G. V., Boulard Y. Conformations of nicked and gapped DNA structures by NMR and molecular dynamic simulations in water // Biochemistry. -1998. - V. 37, № 12. - P. 4059-4070.

183. Oezguen N., Schein C. H., Peddi S. R., Power T. D., Izumi T., Braun W. A "moving metal mechanism" for substrate cleavage by the DNA repair endonuclease APE-1 // Proteins. - 2007. -V. 68, № 1.-P. 313-323.

184. Tsutakawa S. E., Shin D. S., Mol C. D., Izumi T., Arvai A. S., Mantha A. K., Szczesny B., Ivanov I. N., Hosfield D. J., Maiti B., Pique M. E., Frankel K. A., Hitomi K., Cunningham R. P., Mitra S., Tainer J. A. Conserved structural chemistry for incision activity in structurally nonhomologous apurinic/apyrimidinic endonuclease APE1 and endonuclease IV DNA repair enzymes // J Biol Chem. - 2013. - V. 288, № 12. - P. 8445-8455.

185. Barzilay G., Mol C. D., Robson C. N., Walker L. J., Cunningham R. P., Tainer J. A., Hickson I. D. Identification of critical active-site residues in the multifunctional human DNA repair enzyme HAP1 //Nat Struct Biol. - 1995. - V. 2, № 7. - P. 561-568.

186. Rothwell D. G., Hickson I. D. Asparagine 212 is essential for abasic site recognition by the human DNA repair endonuclease HAP1 //Nucleic Acids Res. - 1996. - V. 24, № 21. - P. 42174221.

187. Gelin A., Redrejo-Rodriguez M., Laval J., Fedorova O. S., Saparbaev M., Ishchenko A. A. Genetic and biochemical characterization of human AP endonuclease 1 mutants deficient in nucleotide incision repair activity // PLoS One. - 2010. - V. 5, № 8. - P. el2241.

188. TimofeyevaN. A., Koval V. V., Ishchenko A. A., Saparbaev M. K., Fedorova O. S. Lys98 substitution in human AP endonuclease 1 affects the kinetic mechanism of enzyme action in base excision and nucleotide incision repair pathways // PLoS One. - 2011. - V. 6, № 9. - P. e24063.

189. Wilson D. M., 3rd, Takeshita M., Demple B. Abasic site binding by the human apurinic endonuclease, Ape, and determination of the DNA contact sites // Nucleic Acids Res. - 1997. -V. 25, №5.-P. 933-939.

190. Melo L. F., Mundle S. T., Fattal M. H., O'Regan N. E., Strauss P. R. Role of active site tyrosines in dynamic aspects of DNA binding by AP endonuclease // DNA Repair (Amst). -2007.-V. 6, №3.-P. 374-382.

191. Weston S. A., Lahm A., Suck D. X-ray structure of the DNase I-d(GGTATACC)2 complex at 2.3 A resolution // J Mol Biol. - 1992. - V. 226, № 4. - P. 1237-1256.

192. Beloglazova N. G., Kirpota O. O., Starostin K. V., Ishchenko A. A., Yamkovoy V. I., Zharkov D. O., Douglas K. T., Nevinsky G. A. Thermodynamic, kinetic and structural basis for recognition and repair of abasic sites in DNA by apurinic/apyrimidinic endonuclease from human placenta//Nucleic Acids Res.-2004.-V. 32, № 17.-P. 5134-5146.

193. Shen J. P., Loeb L. A. Mutations in the alpha8 loop of human APE1 alter binding and cleavage of DNA containing an abasic site // J Biol Chem. - 2003. - V. 278, № 47. - P. 4699447001.

194. Izumi T., Schein C. H., Oezguen N., Feng Y., Braun W. Effects of backbone contacts 3' to the abasic site on the cleavage and the product binding by human apurinic/apyrimidinic endonuclease (APE1) // Biochemistry. - 2004. - V. 43, № 3. - P. 684-689.

195. de Los Santos C., El-Khateeb M., Rege P., Tian K., Johnson F. Impact of the CI' configuration of abasic sites on DNA duplex structure // Biochemistry. - 2004. - V. 43, № 49. -P. 15349-15357.

196. Erzberger J. P., Wilson D. M., 3rd. The role of Mg2+ and specific amino acid residues in the catalytic reaction of the major human abasic endonuclease: new insights from EDTA-resistant incision of acyclic abasic site analogs and site-directed mutagenesis // J Mol Biol. -1999. - V. 290, № 2. - P. 447-457.

197. Izumi T., Malecki J., Chaudhry M. A., Weinfeld M., Hill J. H., Lee J. C., Mitra S. Intragenic suppression of an active site mutation in the human apurinic/apyrimidinic endonuclease // J Mol Biol. - 1999. - V. 287, № 1. - P. 47-57.

198. Beernink P. T., Segelke B. W., Hadi M. Z., Erzberger J. P., Wilson D. M., 3rd, Rupp B. Two divalent metal ions in the active site of a new crystal form of human apurinic/apyrimidinic endonuclease, Apel: implications for the catalytic mechanism // J Mol Biol. - 2001. - V. 307, № 4.-P. 1023-1034.

199. Harding M. M. Geometry of metal-ligand interactions in proteins // Acta Crystallogr D Biol Crystallogr. - 2001. - V. 57, № Pt 3. - P. 401-411.

200. Harding M. M. Small revisions to predicted distances around metal sites in proteins // Acta Crystallogr D Biol Crystallogr. - 2006. - V. 62, № Pt 6. - P. 678-682.

201. Yang W. An equivalent metal ion in one- and two-metal-ion catalysis // Nat Struct Mol Biol.-2008.-V. 15, № 11.-P. 1228-1231.

202. Vipond I. B., Baldwin G. S., Halford S. E. Divalent metal ions at the active sites of the EcoRV and EcoRI restriction endonucleases // Biochemistry. - 1995. - V. 34, № 2. - P. 697704.

203. Gao R., Huang S. Y., Marchand C., Pommier Y. Biochemical characterization of human tyrosyl-DNA phosphodiesterase 2 (TDP2/TTRAP): a Mg(2+)/Mn(2+)-dependent phosphodiesterase specific for the repair of topoisomerase cleavage complexes // J Biol Chem. -2012. - V. 287, № 36. - P. 30842-30852.

204. Masuda Y., Bennett R. A., Demple B. Rapid dissociation of human apurinic endonuclease (Apel) from incised DNA induced by magnesium // J Biol Chem. - 1998. - V. 273, № 46. - P. 30360-30365.

205. Oezguen N., Mantha A. K., Izumi T., Schein C. H., Mitra S., Braun W. MD simulation and experimental evidence for Mg(2)+ binding at the B site in human AP endonuclease 1 // Bioinformation.-201 l.-V. 7, №4.-P. 184-198.

206. Lipton A. S., Heck R. W., Primak S., McNeill D. R., Wilson D. M., 3rd, Ellis P. D. Characterization of Mg2+ binding to the DNA repair protein apurinic/apyrimidic endonuclease 1 via solid-state 25Mg NMR spectroscopy // J Am Chem Soc. - 2008. - V. 130, № 29. - P. 93329341.

207. McNeill D. R., Narayana A., Wong H. K., Wilson D. M., 3rd. Inhibition of Apel nuclease activity by lead, iron, and cadmium // Environ Health Perspect. - 2004. - V. 112, № 7. - P. 799804.

208. Manvilla B. A., Pozharski E., Toth E. A., Drohat A. C. Structure of human apurinic/apyrimidinic endonuclease 1 with the essential Mg2+ cofactor // Acta Crystallogr D Biol Crystallogr. - 2013. - V. 69, № Pt 12. - P. 2555-2562.

209. Nguyen L. H., Barsky D., Erzberger J. P., Wilson D. M., 3rd. Mapping the protein-DNA interface and the metal-binding site of the major human apurinic/apyrimidinic endonuclease // J Mol Biol. - 2000. - V. 298, № 3. - P. 447-459.

210. He H., Chen Q., Georgiadis M. M. High-Resolution Crystal Structures Reveal Plasticity in the Metal Binding Site of Apurinic/Apyrimidinic Endonuclease I // Biochemistry. - 2014. - P. 6520-6529.

211. Jeltsch A., Alves J., Wolfes H., Maass G., Pingoud A. Substrate-assisted catalysis in the cleavage of DNA by the EcoRI and EcoRV restriction enzymes // Proc Natl Acad Sci U S A. -1993.-V. 90, № 18.-P. 8499-8503.

212. Gottlin E. B., Rudolph A. E., Zhao Y., Matthews H. R., Dixon J. E. Catalytic mechanism of the phospholipase D superfamily proceeds via a covalent phosphohistidine intermediate // Proc Natl Acad Sci USA.- 1998. - V. 95, № 16. - P. 9202-9207.

213. Suck D., Oefiier C. Structure of DNase I at 2.0 A resolution suggests a mechanism for binding to and cutting DNA // Nature. - 1986. - V. 321, № 6070. - P. 620-625.

214. Beese L. S., Steitz T. A. Structural basis for the 3-5' exonuclease activity of Escherichia coli DNA polymerase I: a two metal ion mechanism // EMBO J. - 1991. - V. 10, № 1. - P. 2533.

215. Mundle S. Т., Fattal M. H., Melo L. F., Coriolan J. D., O'Regan N. E., Strauss P. R. Novel role of tyrosine in catalysis by human AP endonuclease 1 // DNA Repair (Amst). - 2004. - V. 3, № 11.-P. 1447-1455.

216. Mundle S. Т., Delaney J. C., Essigmann J. M., Strauss P. R. Enzymatic mechanism of human apurinic/apyrimidinic endonuclease against a THF AP site model substrate // Biochemistry. - 2009. - V. 48, № 1. - P. 19-26.

217. Gerlt J. A. Mechanistic Principles of Enzyme-catalyzed Cleavage of Phosphodiester Bonds // Nucleases / Linn S. M. и др. - NY: Cold Spring Harbor Laboratory Press 1993.-P. 1-34.

218. Strauss P. R., Beard W. A., Patterson T. A., Wilson S. H. Substrate binding by human apurinic/apyrimidinic endonuclease indicates a Briggs-Haldane mechanism // J Biol Chem. -1997.-V. 272, №2.-P. 1302-1307.

219. Lucas J. A., Masuda Y., Bennett R. A., Strauss N. S., Strauss P. R. Single-turnover analysis of mutant human apurinic/apyrimidinic endonuclease // Biochemistry. — 1999. — V. 38, № 16. -P. 4958-4964.

220. Maher R. L., Bloom L. B. Pre-steady-state kinetic characterization of the AP endonuclease activity of human AP endonuclease 1 // J Biol Chem. - 2007. - V. 282, № 42. - P. 30577-30585.

221. Berg O. G., Vonhippel P. H. Diffusion-Controlled Macromolecular Interactions // Annual Review of Biophysics and Biophysical Chemistry. - 1985. - V. 14. - P. 131-160.

222. Halford S. E., Marko J. F. How do site-specific DNA-binding proteins find their targets? // Nucleic Acids Research. - 2004. -V. 32, № 10. - P. 3040-3052.

223. Timofeyeva N. A., Koval V. V., Knorre D. G., Zharkov D. O., Saparbaev M. K., Ishchenko A. A., Fedorova O. S. Conformational dynamics of human AP endonuclease in base excision and nucleotide incision repair pathways // J Biomol Struct Dyn. - 2009. - V. 26, № 5. - P. 637-652.

224. Тимофеева H. А., Коваль В. В., Ищенко А. А., Сапарбаев М. К., Федорова О. С. Кинетический механизм действия апуриновой/апиримидиновой эндонуклеазы человека в процессе инцизионной репарации нуклеотидов // Биохимия. - 2011. - Т. 76, № 2. - С. 333344.

225. Schermerhorn К. М., Delaney S. Transient-State Kinetics of Apurinic/Apyrimidinic (AP) Endonuclease 1 Acting on an Authentic AP Site and Commonly Used Substrate Analogs: The Effect of Diverse Metal Ions and Base Mismatches // Biochemistry. - 2013. - V. 52, № 43. - P. 7669-7677.

226. Moore D. H., Michael H., Tritt R., Parsons S. H., Kelley M. R. Alterations in the expression of the DNA repair/redox enzyme APE/ref-1 in epithelial ovarian cancers // Clinical Cancer Research. - 2000. - V. 6, № 2. - P. 602-609.

227. Robertson K. A., Bullock H. A., Xu Y., Tritt R., Zimmerman E., Ulbright Т. M., Foster R. S., Einhorn L. H., Kelley M. R. Altered expression of Apel/ref-1 in germ cell tumors and overexpression in NT2 cells confers resistance to bleomycin and radiation // Cancer Res. — 2001. -V. 61, №5.-P. 2220-2225.

228. Abbotts R., Madhusudan S. Human AP endonuclease 1 (APE1): from mechanistic insights to druggable target in cancer // Cancer Treat Rev. - 2010. - V. 36, № 5. - P. 425-435.

229. Yu E., Gaucher S. P., Hadi M. Z. Probing Conformational Changes in Apel during the Progression of Base Excision Repair // Biochemistry. - 2010. - V. 49, № 18. - P. 3786-3796.

230. Handbook of biochemistry and molecular biology / Сост. Fasman G. D. - Cleveland: CRC Press, 1975.-589 c.

231. Hoehn S. Т., Turner C. J., Stubbe J. Solution structure of an oligonucleotide containing an abasic site: evidence for an unusual deoxyribose conformation // Nucleic Acids Res. - 2001. - V. 29, № 16.-P. 3413-3423.

232. Molecular cloning: a laboratory manual. / Sambrook J., Russell D. W. - Cold Spring Harbour, New York: Cold Spring Harbour Laboratory Press, 2001.

233. Основы ферментативной кинетики. / Корниш-Боуден Э. - Москва: "МИР", 1979.

234. Volkenstein М. V., Goldstein В. N. Allosteric enzyme models and their analysis by the theory of graphs // Biochim Biophys Acta. - 1966. - V. 115, № 2. - P. 478-485.

235. Koshland D. E., Jr. The active site and enzyme action // Adv Enzymol Relat Subj Biochem. - 1960. - V. 22.-P. 45-97.

236. Fedorova O. S., Nevinsky G. A., Koval V. V., Ishchenko A. A., Vasilenko N. L., Douglas К. T. Stopped-flow kinetic studies of the interaction between Escherichia coli Fpg protein and DNA substrates // Biochemistry. - 2002. - V. 41, № 5. - P. 1520-1528.

237. Koval V. V., Kuznetsov N. A., Zharkov D. O., Ishchenko A. A., Douglas К. Т., Nevinsky G. A., Fedorova O. S. Pre-steady-state kinetics shows differences in processing of various DNA lesions by Escherichia coli formamidopyrimidine-DNA glycosylase // Nucleic Acids Res. -2004. - V. 32, № 3. - P. 926-935.

238. Kuznetsov N. A., Koval V. V., Zharkov D. O., Nevinsky G. A., Douglas К. Т., Fedorova O. S. Kinetics of substrate recognition and cleavage by human 8-oxoguanine-DNA glycosylase // Nucleic Acids Res. - 2005. - V. 33, № 12. - P. 3919-3931.

239. Быстрые реакции в растворе. / Колдин Е. — Москва: МИР, 1966.

240. Kuznetsov N. A., Vorobjev Y. N., Krasnoperov L. N., Fedorova O. S. Thermodynamics of the multi-stage DNA lesion recognition and repair by formamidopyrimidine-DNA glycosylase using pyrrolocytosine fluorescence-stopped-flow pre-steady-state kinetics // Nucleic Acids Res. - 2012. - V. 40, № 15. - P. 7384-7392.

241. Takeshita M., Chang C. N., Johnson F., Will S., Grollman A. P. Oligodeoxynucleotides containing synthetic abasic sites. Model substrates for DNA polymerases and apurinic/apyrimidinic endonucleases // J Biol Chem. - 1987. -V. 262, № 21. - P. 10171-10179.

242. Law S. M., Eritja R., Goodman M. F., Breslauer K. J. Spectroscopic and calorimetric characterizations of DNA duplexes containing 2-aminopurine // Biochemistry. - 1996. - V. 35, №38.-P. 12329-12337.

243. Jean J. M., Hall K. B. 2-Aminopurine electronic structure and fluorescence properties in DNA // Biochemistry. - 2002. - V. 41, № 44. - P. 13152-13161.

244. Sowers L. C., Fazakerley G. V., Eritja R., Kaplan B. E., Goodman M. F. Base pairing and mutagenesis: observation of a protonated base pair between 2-aminopurine and cytosine in an oligonucleotide by proton NMR // Proc Natl Acad Sci USA.- 1986. - V. 83, № 15. - P. 54345438.

245. Stivers J. T. 2-Aminopurine fluorescence studies of base stacking interactions at abasic sites in DNA: metal-ion and base sequence effects // Nucleic Acids Res. - 1998. - V. 26, № 16. - P. 3837-3844.

246. Kaneda K., Sekiguchi J., Shida T. Role of the tryptophan residue in the vicinity of the catalytic center of exonuclease III family AP endonucleases: AP site recognition mechanism // Nucleic Acids Res. -2006. -V. 34, № 5. - P. 1552-1563.

247. Kanazhevskaya L. Y., Koval V. V., Zharkov D. O., Strauss P. R., Fedorova O. S. Conformational transitions in human AP endonuclease 1 and its active site mutant during abasic site repair // Biochemistry. - 2010. - V. 49, № 30. - P. 6451-6461.

248. Kanazhevskaya L. Y., Koval V. V., Vorobjev Y. N., Fedorova O. S. Conformational dynamics of abasic DNA upon interactions with AP endonuclease 1 revealed by stopped-flow fluorescence analysis // Biochemistry. - 2012. - V. 51, № 6. - P. 1306-1321.

249. Fagan P. A., Fabrega C„ Eritja R., Goodman M. F., Wemmer D. E. NMR study of the conformation of the 2-aminopurine:cytosine mismatch in DNA // Biochemistry. - 1996. - V. 35, №13.-P. 4026-4033.

250. Crick F. H. Codon-anticodon pairing: the wobble hypothesis // J Mol Biol. - 1966. - V. 19, №2.-P. 548-555.

251. Marathias V. M., Jerkovic B., Bolton P. H. Damage increases the flexibility of duplex DNA //Nucleic Acids Res. - 1999. -V. 27, № 8. - P. 1854-1858.

252. Kuznetsov N. A., Koval V. V., Zharkov D. O., Vorobjev Y. N., Nevinsky G. A., Douglas K. T., Fedorova O. S. Pre-steady-state kinetic study of substrate specificity of Escherichia coli formamidopyrimidine-DNA glycosylase // Biochemistry. - 2007. - V. 46, № 2. - P. 424-435.

253. Yu E. T., Hadi M. Z. Bioinformatic processing to identify single nucleotide polymorphism that potentially affect Apel function // Mutat Res. - 2011. - V. 722, № 2. - P. 140-146.

254. Kanazhevskaya L. Y., Koval V. V., Lomzov A. A., Fedorova O. S. The role of Asn-212 in the catalytic mechanism of human endonuclease APE1: stopped-flow kinetic study of incision activity on a natural AP site and a tetrahydrofuran analogue // DNA Repair (Amst). - 2014. - V. 21.-P. 43-54.