Изучение липидных микродоменов (рафтов) лейкоцитов человека с помощью проточной цитометрии тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 14.00.36, кандидат биологических наук Шмиголь, Ирина Борисовна

• Шмиголь, Ирина Борисовна
• кандидат биологических наук
• 2002

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Шмиголь, Ирина Борисовна

Список принятых сокращений.

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. Обзор литературы.

1.1. Введение.

1.2. Основная часть.

1.2.1. Структура рафта.

1.2.2. Белковый состав рафтов.

1.2.3. Рафты - динамичные мембранные структуры.

1.2.4. Размеры рафтов.

1.2.5. Методы изучения рафтов.

1.2.6. Функции рафтов.

1.2.7. Липидные рафты и болезни человека.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Изучение липидных микродоменов (рафтов) лейкоцитов человека с помощью проточной цитометрии»

Актуальность темы диссертации

В последние годы, общепринятая, жидкостно-мозаичная модель строения мембраны была дополнена новыми данными о латеральной неоднородности плазматической мембраны. Согласно недавним исследованиям, мембрана состоит из обширных жидких фосфолипидных областей, которые хорошо солюбилизируются неионными детергентами, и ограниченных участков с более низкой плотностью, резистентных к действию Тритона Х-100. Эти образования получили название липидных микродоменов или рафтов. Они отличаются от основной части мембраны как по белковому и липидному составу, так и по функциям, которые они выполняют. Рафты характеризуются повышенным содержанием холестерина и сфинголипидов, что делает их более жесткими и тугоплавкими. Рафты лишены большинства трансмембранных белков, однако, на внешней стороне рафтов локализуются такие гликозилфосфатидилинозитол-заякоренные белки, как CD48, CD55, CD59, а внутренняя сторона рафтов стабилизируется белками, заякоренными в мембрану остатками жирных кислот. В частности, в составе рафтов определяются пальмитоилированные и миристоилированные формы белков lck, fyn и LAT.

Кроме антигенов, которые конститутивно входят в состав рафтов, они могут включать также ряд других молекул, которые транслоцируются в рафты при взаимодействии с природными лигандами или антителами. Например, в результате взаимодействия с лигандами в мембранные микродомены транслоцируются такие белки, как Т-клеточный рецептор TCR/CD3, В-клеточный рецептор BCR, молекула CD40, которая обеспечивает переключение синтеза антител с IgM изотипа на IgG изотип, а также некоторые другие антигены.

Главная причина, по которой рафты привлекают к себе повышенное внимание состоит в том, что в мембранных микродоменах концентрируются белки, участвующие в процессах передачи сигналов от поверхностных рецепторов клетки в ее цитоплазму. Концентрирование в рафтах определенных поверхностных антигенов и соответствующих киназ, а также белков, регулирующих их активность, облегчает сборку разнообразных медиаторов в функциональные комплексы. При этом рафты выполняют роль своеобразной платформы, с которой происходит передача сигнала внутрь клетки, а транслокация рецепторов в мембранные микродомены обеспечивает запуск этого процесса.

Несмотря на то, что основные компоненты рафтов определены и известны, для большинства антигенов, количество которых к настоящему времени перевалило за 250, их возможная ассоциация с микродоменами остается неисследованной. Также открытым остается вопрос о том, насколько среди рецепторов распространена способность транслоцироваться в рафты при взаимодействии с лигандами.

В связи с этим, систематическое изучение антигенного состава рафтов, а также определение антигенов, способных транслоцироваться в рафты при взаимодействии со своими лигандами является актуальным.

Цель работы

Целью данной работы являлось определение антигенного состава мембранных микродоменов (рафтов) лейкоцитов человека, а также изучение транслокаций в рафты поверхностных антигенов при взаимодействии с лигандами.

Задачи исследования

1. Разработать проточно-цитометрический метод изучения мембранных микро доменов.

2. ; Изучить белковый и липидный состав рафтов.

3. Определить круг антигенов, способных в результате взаимодействия с лигандами транслоцироваться в рафты.

4. Исследовать влияние агентов, нарушающих структуру рафтов, на собственную и индуцированную ТХ-100 резистентность поверхностных антигенов лейкоцитов человека.

5. Сравнить солюбилизационные характеристики CD антигенов в различных детергентах.

6. Выяснить расположение молекул, транслоцирующихся в рафты, относительно элементов цитоскелета, а также других рафтовых и нерафтовых поверхностных антигенов.

Научная новизна

Впервые был предложен метод изучения рафтов с помощью проточной цитометрии. В традиционном варианте проточная цитометрия работает с нативными клетками или с пермеабилизованными клетками. В настоящей работе впервые в качестве объекта изучения проточной цитометрии были использованы клетки, экстрагированные в детергентах.

Также впервые было проведено систематическое исследование конститутивной и антитело-индуцированной резистентности к действию неионных детергентов большой группы антигенов, экспрессирующихся на различных мишенях, с целью изучения возможной ассоциации данных антигенов с липидными рафтами.

Теоретическая и практическая значимость работы

Настоящая работа выполнена в рамках фундаментальных исследований. Научная значимость настоящего исследования заключается в расширении представлений о строении плазматической мембраны лейкоцитов человека. Полученные данные позволяют глубже понять механизмы активации клетки. Предложенный подход нашел свое применение в работах по изучению механизма противоопухолевого действия антител к антигену CD20. Данный метод может использоваться при разработке новых иммунотерапевтических препаратов.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Проточная цнтометрия является подходящим и функциональным методом изучения рафтов.

2. Клеточные остатки, представляющие собой клетки, экстрагированные в растворе Тритона Х-100, являются удобной моделью липидных микродоменов, обнаруживаемых in vivo.

3. Определен антигенный состав рафтов в покоящихся клетках.

4. Антитело-индуцированный переход антигенов в ТХ-100 нерастворимое состояние является проявлением ассоциации данных антигенов с липидными рафтами.

5. Использование неионного детергента Brij58 увеличивает экстрагируемость рафтовых антигенов.

Публикации

Результаты исследований были представлены на конференции молодых ученых в институте иммунологии федерального управления «Медбиоэкстрем» при Минздраве России (Москва, март, 2001)., конференции пользователей проточных цитометров FACs фирмы Becton Dickinson (Санкт-Петербург, сентябрь, 2002). По материалам диссертации опубликовано 5 печатных работ, 1 статья принята к печати.

Заключение диссертации по теме «Аллергология и иммулология», Шмиголь, Ирина Борисовна

выводы.

1. Предложен новый подход к изучению липидных микродоменов (рафтов), в котором в качестве объекта используются клеточные остатки, полученные из нативных клеток экстракцией в 1% Тритоне Х-100, а методом наблюдения является проточная цитометрия.

2. С использованием широкой панели моноклональных антител к поверхностным антигенам лейкоцитов человека (более 70) изучен антигенный состав липидных рафтов. В состав рафтов входят все изученные GPI-заякоренные белки, некоторые трансмембранные гликопротеины, а также углеводные антигены CD 15, CD77, ND5 и TD80.

3. Обнаружено, что при связывании со специфическими антителами и при дополнительном кросс-линкировании вторичными антителами большинство изученных антигенов переходило в форму, нерастворимую в ТХ-100. В противоположность этому, антигены CD98 и CD231 не проявляли способности к антитело-индуцированной ТХ-100 резистентности.

4. Для антигенов CD5 и CD20 обнаружены эффекты "прямой" антитело-зависимой индукции ТХ-100 резистентности.

5. Разрушение рафтов при удалении из клеток холестерина приводит к потере устойчивости антигенов к действию ТХ-100, а также к отмене антитело-индуцированной ТХ-100 резистентности.

6. Изучены солюбилизационные характеристики ряда детергентов серии тритонов, твинов и бридж. Обнаружено, что Brij 58 более активно, чем ТХ-100 растворяет рафтовые антигены.

7. Определено, что при лигировании антителами антиген CD20 транслоцируется в рафты и солокализуется с рафтовым антигеном CD48. Актин начинает ассоциироваться с транслоцированным CD20 только после дополнительного кросс-линкирования с помощью вторичных антител.

4.10. Заключение

Таким образом, нами был предложен новый подход к изучению липидных микродоменов (рафтов), основанный на применении метода проточной цитометрии и на использовании клеточных остатков, полученных после экстракции клеток в 1% растворе ТХ-100. Суммируя полученные данные можно утверждать, что ТХ-100 резистентные структуры на клеточных остатках по свойствам соответствуют рафтам, выделяемым в виде DRM. В пользу этого говорят следующие факты:

1). Соответствие антигенных профилей клеточных остатков и DRM.

2). Схожесть антитело-индуцированной ТХ-100 резистентности, наблюдаемой на клеточных остатках и DRM.

3). Чувствительность как конститутивной, так и антитело-индуцированной ТХ-100 резистентности антигенов к удалению холестерина с помощью MCD.

4). Колокализация рафтового антигена CD48 с антигеном CD20, транслоцированным в ТХ-100 резистентные области клеточных остатков под действием специфических антител.

С помощью предложенного метода нами были получены некоторые новые данные об ассоциации с рафтами неисследованных ранее антигенов; для некоторых антигенов обнаружена прямая индукция ТХ-100 резистентности, исследована возможная коиндукция между некоторыми антигенами.

101

Предложенный метод позволяет использовать весь богатый арсенал такого мощного метода как проточная цитометрия для изучения рафтов. В частности, использование многоцветной иммунофлуоресценции дает возможность наблюдения рафтов на различных субпопуляциях лимфоцитов не прибегая к их выделению. Можно надеяться, что предложенный подход к изучению рафтов позволит более полно изучить строение и механизмы функционирования рафтов.

33

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Шмиголь, Ирина Борисовна, 2002 год

1. Р.Геннис. Биомембраны. Молекулярная структура и функции // Москва, издательство "Мир", 1997, 15-17.

2. Singer S.J., Nicolson G.L. The Fluid Mosaic Model of the Structure of Cell Membranes//Science, 1971, 175, 720-731.

3. Simons K. & Ikonen E. Functional rafts in cell membranes // Nature, 1997, 378, 569572.

4. Isshiki M. & Anderson R.G.W. Calcium signal transduction from caveolae // Cell Calcium, 1999, 26, 201-208.

5. Smart E.J., Graf G.A., McNiven M.A., Sessa W.C., Engelman J.A., Scherer P.E., Okamoto T. and Lisanti M.P. Caveolins, Liquid-Ordered Domains, and Signal Transduction // Molecular and Cellular Biology, 1999, 19 (11), 7289-7304.

6. Oram J.F. & Yokoyama S Apolipoprotein-mediated removal of cellular cholesterol and phospholipids // J. Lipid Res., 1996,37,2473-2491.

7. Smart E.J., Ying Y.-S., Donzell W.C. & Andeson R.G.W. A role for caveolin in transport of cholesterol from endoplasmic reticulum to plasma membrane // J Biol. Chem., 1996,271,29427-29435.

8. Parton R.G., Joggerst B. & Simons K. Regulated internalization of caveolae // J. Cell. Biol., 1994, 127, 1199-1215.

9. Fivaz M., Abrami L. & van der Goot F.G. Landing on lipid rafts // Trends Cell. Biol., 1999, 9,212-213.

10. Shin J.-S., Gao Z. & Abraham S.N. Involvement of cellular caveolae in bacterial entry into mast cells // Science, 2000, 289, 785-788.

11. Xavier R., Brennan Т., Li Q., McCormack C. and Seed B. Membrane compartmentation is required for efficient T cell activation // Immunity, 1998, 8, 723-732.

12. Simons K. & van Meer G. Lipid sorting in epithelial cells // Biochemistry, 1988, 27, 6197-6202.

13. Palade G.E. Fine structure of blood capillaries // J. Appl. Physics, 1953, 24, 1424.

14. Yamada E. The fine structure of the gall bladder epithelium of the mouse // J. Biophys. Biochem. Cyto., 1955, 1, 445-458.

15. Glenney J.RJr. The sequence of human caveolin reveals identity with VIP21, a component of transport vesicles // FEBS Lett., 1992, 314, 45-48.

16. Rothberg K.G., Heuser J.E., Donzell W.C., Ying Y. -S., Glenney J.R. & Anderson R.G.W. Caveolin, a protein component of caveolae membrane coats // Cell, 1992, 68, 673682.

17. Scherer P.E., Okamoto Т., Chun M., Nishimoto I., Lodish H.F. & Lisanti M.P. Identification, sequence and expression of caveolin-2 defines a caveolin gene family // Proc. Natl. Acad. Sci., USA, 1996, 93,131-135.

18. Okamoto Т., A. Schlegel, P.E. Scherer and M.P. Lisanti. Caveolins, a family of scaffolding proteins for organizing "preassembled signaling complexes" at the plasma membrane // J. Biol. Chem., 1998, 273, 5419-5422.

19. Simons К & Toomre D. Lipid rafts and signal transduction // Nat. Rev., 2000, 1,3139.

20. Brown D.A. and Rose J.K. Sorting of GPI-anchored proteins to glycolipid-enriched membrane subdomains during transport to the apical cell surface // Cell, 1992, 68, 533-544.

21. Brown D.A. and London E. Structure and origin of ordered lipid domains in biological membranes//J. Membr. Biol., 1998,164, 103-114.

22. Silvius J.R., del Guidice D. and Lafleur M. Cholesterol at different bilayer concentrations can promote or antagonize lateral segregation of phospholipids of differing acyl chain length // Biochemistry, 1996, 35, 15198-15208.

23. Xu X. and London E. The effect of sterol structure on membrane lipid domains reveals how cholesterol can induce lipid domain formation // Biochemistry, 2000, 39, 844-849.

24. Ostermeyer A.G., Beckrich B.T., Ivarson K.A., Grove K.E. and Brown D.A. Glycosphingolipids are not essential for formation of detergent-resistant membrane rafts in melanoma cells // J. Biol. Chem., 1999,274, 34459-34466.

25. Casey P.J. Protein lipidation in cell signaling // Science, 1995, 268, 221-225.

26. Murray E.W. & Robbins S.M. Antibody cross-linking of the glycosylphosphatidil-linked protein CD59 on hematopoietic cells induces signaling pathways resembling activationby complement// J. Biol. Chem., 1998,273,25279-25284.108

27. Stan R. -V., Roberts W.G., Predescu D., Ihida K., Saucan L., Ghitescu L. & Palade G.E. Immunoisolation and partial characterization of endothelial plasmalemmal vesicles (caveolae) // Mol. Biol. Cell, 1997, 8, 595-605.

28. Furuchi T. & Anderson R.G.W. Cholesterol depletion of caveolae causes hyperactivation of extracellular signal-related kinase (ERK) // J.Biol.Chem., 1998, 273, 21099-21104.

29. Zhang W., Trible R.P. and Samelson L.E. LAT palmitoylation: its essential role in membrane microdomain targeting and tyrosine phosphorylation during Tcell activation // Immunity, 1998, 9, 239-246.

30. Shenoy-Scaria A.M., Dietzen D.J., Kwong J., Link D.C. and Lublin D.M. Cysteine 3 of Src family protein tyrosine kinase determines palmitoylation and localization in caveolae // J. Cell. Biol., 1994, 126, 353-364.

31. Milligan G., Parenti M. and Magee A.I. The dynamic role of palmitoylation in signal transduction//Trends Biochem. Sci., 1995, 20, 181-187.

32. Scheiffele P., Roth M.G., and Simons K. Interaction of influenza virus haemagglutinin with sphingolipid-cholesterol membrane domains via its transmembrane domain // EMBO J., 1997, 16, 5501-5508.

33. Millan J., Cerny J., Horejsi V. and Alonso M.A. CD4 segregates into specific detergent-resistant T-cell membrane microdomains // Tissue Antigens, 1999, 53, 33^40.

34. Arcaro A., Gregoire C., Boucheron N., Stotz S., Palmer E., Malissen B. and. Luescher I.F. Essential Role of CD8 Palmitoylation in CD8 Coreceptor Function // The Journal of Immunology, 2000,165, 2068-2076.

35. Parton R.G. Caveolae and caveolins // Curr. Opin. Cell Biol., 1996, 8, 542-548.

36. Murata M., Peranen J., Schreiner R., Wieland F., Kurzchalia T.V., Simons K. VIP21-caveolin is a cholesterol-binding protein // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1996, 92, 1033910343.

37. Field K.A., Holowka D. and Baird B. Compartmentalized Activation of the High Affinity Immunoglobulin E Receptor within Membrane Domains // J. Biol. Chem., 1997, 272 (7), 4276-4280.

38. Hostager B.S., Catlett I.M. and Bishop G.A. Recruitment of CD40 and Tumor Necrosis Factor Receptor-associated Factors 2 and 3 to Membrane Microdomains during CD40 Signaling // J Biol Chem, 2000, 275 (20), 15392-15398.

39. Polyak M.J., Tailor S.H. and Deans J.P. Identification of a Cytoplasmic Region of CD20 Required for Its Redistribution to a Detergent-Insoluble Membrane Compartment // The J. of Immunology, 1998, 161, 3242-3248.

40. Carey D.J., Bendt K.M. and Stahl R.C. The Cytoplasmic Domain of Syndecan-1 Is Required for Cytoskeleton Association but Not Detergent Insolubility // J. Biol. Chem., 1996, 271 (25), 15253-15260.

41. Huby R.D.J., Dearman R.J. and Kimber I. Intracellular Phosphotyrosine Induction by Major Histocompatibility Complex Class II Requires Co-aggregation with Membrane Rafts // J Biol Chem, 1999, 274 (32), 22591-22596.

42. Perschl A., Lesley J., English N., Hyman R. and Trowbridge I.S. Transmembrane domain of CD44 is required for its detergent insolubility in fibroblasts // J. Cell Sci., 1995, 108,1033-1041.

43. Field K.A., Holowka D. and Baird B. Structural aspects of the association of FceRIwith detergent-resistant membranes // J. Biol. Chem., 1999, 274, 1753-1758.110

44. Puertollano R. and Alonso M.A. A short peptide motif at the carboxyl terminus is required for incorporation of the integral membrane MAL protein to glycolipid- enriched membranes // J. Biol. Chem., 1998, 273, 12740-12745.

45. Bruckner, K., Labrador, J., Scheiffele, P., Herb, A., Seeburg, P., and Klein, R. Recruit GRIP family PDZ adaptor proteins into raft membrane microdomains // Neuron, 1999, 22, 511-524.

46. Machleidt Т., Li W. -P., Liu P. and Anderson R.G.W. Multiple domains in caveolin-1 control its intracellular traffic // J. Cell Biol., 2000, 148,17-28.

47. Dupree P., Parton R.G., Raposo G., Kurzchalia T.V. and Simons K. Caveolae and sorting in the trans-Golgi network of epithelial cells // EMBO J.,1993, 12, 1597-1605.

48. Gagescu R., Demaurex N., Parton R.G., Hunziker W., Huber L.A. and Gruenberg J. The recycling endosome of Madin-Darby canine kidney cells is a mildly acidic compartment rich in raft components // Mol. Biol. Cell, 2000, 11, 2775-2791.

49. Nichols B.J., Kenworthy A.K., Polishchuk R.S., Lodge R., Roberts Т.Н., Hirschberg K., Phair R.D. and Lippincott-Schwartz J. Rapid cycling of lipid raft markers between the cell surface and Golgi complex // J. Cell Biol., 2001, 153, 529-541.

50. Cerny J, Stockinger H, Horejsi V. Noncovalent associations of T lymphocyte surface proteins // Eur J Immunol., 1996, 10,2335-2343.

51. Roper K., Corbeil D. and Hutter W.B. Retention of prominin in microvilli reveals distinct cholesterol-based lipid microdomains in the apical plasma membrane // Nature Cell Biol., 2000,2, 582-592.

52. Gheber L. and Edidin M. A model for membrane patchiness: lateral diffusion in thepresence of barriers and vesicle traffic // Biophys. J., 1999, 77, 3163-3175.1.l

53. Tang, Q. and Edidin, M. Vesicle trafficking and cell surface membrane patchiness // Biophys. J., 2001, 81, 196-203.

54. Suzuki K, Sterba R.E, Sheetz M.P. Outer membrane monolayer domains from two-dimensional surface scanning resistance measurements // Biophys. J., 2000, 79, 448-459.

55. Pralle A. Keller P., Florin E.L., Simons K. & Horber J.K. Sphingolipid-cholesterol rafts diffuse as small entities in the plasma membrane of mammalian cells // J. Cell Biol., 2000,148, 997-1008.

56. Sheets E.D., Lee G.M., Simson R., Jacobson K. Transient confinement of a glycosylphosphatidylinositol-anchored protein in the plasma membrane // Biochemistry, 1997, 36, 12449-12458.

57. Schutz G.J. Kada G., Pastushenko V.P. & Schindler H. Properties of lipid microdomains in a muscle cell membrane visualized by single molecule microscopy // EMBO J., 2000, 19, 892-901.

58. Friedrichson T. and Kurzchalia T.V. Microdomains of GPI-anchored proteins in living cells revealed by crosslinking // Nature, 1998, 394, 802-805.

59. Varma R. and Mayor S. GPI-anchored proteins are organized in submicron domains at the cell surface // Nature, 1998, 394, 798-801

60. Hooper N.M. and Turner A.J. Ectoenzymes of the kidney microvillar membrane. Differential solubilization by detergents can predict a glycosyl-phosphatidylinositol membrane anchor // Biochem. J., 1988,250, 865-869.

61. Radhakrishnan A. et al. Condensed complexes, rafts, and the chemical activity of cholesterol in membranes // Proc. Natl. Acad. Sci., 2000, 97,12422-12427.

62. Mayor S. and Maxfield F.R. Insolubility and redistribution of GPI-anchored proteins at the cell surface after detergent treatment // Mol. Biol. Cell, 1995, 6, 929-944.

63. Harder Т., Scheiffele P., Verkade P. and Simons K. Lipid domain structure of the plasma membrane revealed by patching of membrane components // J. Cell Biol., 1998, 141, 929-942.

64. Brown D.A. and London E. Structure and function of sphingolipid- and cholesterol-rich membrane rafts // J. Biol. Chem., 2000,275,17221-17224.

65. Hooper N.M. Detergent-insoluble glycosphingolipid/cholesterol-rich membrane domains, lipid rafts and caveolae // Mol. Membr. Biol., 1999, 16, 145-156.

66. Janes P.W., Ley S.C. & Magee A.I. Aggregation of lipid rafts accompanies signaling via the T cell antigen receptor // J. Cell Biol., 1999, 147, 447-461.

67. Waugh M.G., Lawson D. & Hsuan J.J. Epidermal growth factor receptor activation is localized within low buoyant density, non-caveolar membrane domains // J Biol. Chem., 1999, 337, 591-597.

68. Ami S., Keilbaugh S.A., Ostermeyer A.G. and Brown D.A. Association of GAP-43 with detergent-resistant membranes requires two palmitoylated cysteine residues // J. Biol. Chem., 1998,273, 28478-28485.

69. Mayor S., Rothberg K.G. & Maxfield F.R. Sequestration of GPI-anchored proteins in caveolae triggered by cross-linking // Science, 1994, 264, 1948-1951.

70. Brown D.A. & London E. Structure of detergent-resistant membrane domains: does phase separation occur in biological membranes? // Biochem. Biophys. Res. Commun., 1997, 240, 1-7.

71. Ilangumaran S. and Hoessli D.C. Effects of cholesterol depletion by cyclodextrin on the sphingolipid microdomains of the plasma membrane // J. Biol. Chem., 1998, 335, 433440.

72. Simons M., Friedrichson Т., Schulz J.B., Pitto M., Masserini M., Kurzchalia T.V. Exogenous administration of gangliosides displaces GPI—anchored proteins from lipid microdomains in living cells // Mol. Biol. Cell, 1999,10, 3187-3196.

73. Webb Y., Hermida-Matsumoto L. & Resh M. D. Inhibition of protein palmitoylation, raft localization, and T cell signaling by 2-bromopalmitate and polyunsaturated fatty acids // J. Biol. Chem., 2000, 275,261-270

74. Shu L., Lee L., Chang Y., Holzman L.B., Edwards C.A., Shelden E. & Shayman J.A. Caveolar structure and protein sorting are maintained in NIH 3T3 cells independent of glycosphingolipid depletion // Arch. Biochem. Biophys., 2000, 373, 83-90.

75. Kenworthy A.K., Petranova N. & Edidin M. High resolution FRET microscopy of cholera toxin B-subunit and GPI-anchored proteins in cell plasma membranes // Mol. Biol. Cell, 2000, 11, 1645-1655.

76. Fujimoto T. GPI-anchored proteins, glycosphingolipids and sphingomyelin are sequestered to caveolae only after crosslinking // J. Histochem. Cytochem., 1996, 44, 929941.

77. Wilson B.S., Pfeiffer J.R. & Oliver J.M. Observing FceRI signaling from the inside of the mast cell membrane // J. Cell Biol., 2000, 149,1131-1142.

78. Kurzchalia T.V. & Parton R.G. Membrane microdomains and caveolae // Curr. Opin. Cell Biol., 1999, 11,424^31.

79. Simionescu N. Cellular aspects of transcapillary exchange // Physiol. Rev., 1983, 63, 1536-1560.

80. Anderson R.G.W., Kamen B.A., Rothberg K.G. & Lacey S.W. Potocytosis: sequestration and transport of small molecules by caveolae // Science, 1992, 255, 410-411.

81. Martens J.R., Navarro-Polanco R., Coppock E.A., Nishiyama A., Parshley L., Grobaski T.D. and Tamkun M.M. Differential targeting of Shaker-like potassium channels to lipid rafts // J. Biol. Chem., 2000,275, 7443-7446.

82. Krauss K. and Altevogt P. Integrin leukocyte function-associated antigen-1-mediated cell binding can be activated by clustering of membrane rafts // J. Biol. Chem., 1999, 274, 36921-36927.

83. Manes S., Mira E., Gomez-Mouton C., Lacalle R.A., Keller P., Labrador J.P. and Martinez-A.C. Membrane raft microdomains mediate front-rear polarity in migrating cells // EMBO J., 1999,18, 6211-6220.

84. Hunter T. Signaling — 2000 and beyond // Cell, 2000, 100,113-127.114

85. Anderson R.G.W. Plasmalemmal caveolae and GPI-anchored membrane proteins // Curr. Opin. Cell. Biol., 1993, 5, 647-652.

86. Haasemann M., Cartaud J., Muller-Esterl W. & Dunia I. Agonist-induced redistribution of bradykinin B2 receptor in caveolae // J. Cell Sci., 1998, 111, 917-928.

87. Liu P., Ying Y., Ко Y. -G. & Anderson R.G.W. Localization of platelet-derived growth factor-stimulated phosphorylation cascade to caveolae // J. Biol. Chem., 1996, 271,10299-10303.

88. Chapman H.A. Plasminogen activators, integrins, and the coordinated regulation of cell adhesion and migration // Curr. Opin. Cell. Biol., 1997, 9, 714-724.

89. Stralfors P. Insulin second messengers // Bioessays, 1997,19, 327-335.

90. Davy A., Feuerstein C. & Robbins S.M. Signaling within a caveolae-like membrane microdomain in human neuroblastoma cells in response to fibroblast growth factor // J. Neurochem., 2000, 74, 676-683.

91. Хаитов P.M., Игнатьева Г.А., Сидорович И.Г. Иммунология // Москва, "Медицина", 2000.

92. Ярилин А.А. Основы иммунологии // Москва, "Медицина", 1999.

93. Grakoui A., Bromley S.K., Sumen С., Davis М.М., Shaw A.S., Allen P.M. & Dustin M.L. The immunological synapse: a molecular machine controlling T cell activation // Science, 1999,285,221-227.

94. Monks C.R., Freiberg B.A., Kupfer H., Sciaky N. & Kupfer A. Three-dimensional segregation of supramolecular activation clusters in T cells // Nature, 1998, 395, 82-86.

95. Leitenberg D., Balamuth F. & Bottomly K. Changes in the T cell receptor macromolecular signaling complex and membrane microdomains during T cell development and activation// Sem. Immunol., 2001, 13, 129-138.

96. Bi К., Tanaka Y., Coudronniere N., Sugie K., Hong S., van Stipdonk M.J.B. & Altman A. Antigen-induced translocation of PKC-h to membrane rafts is required for T cell activation // Nat. Immunol., 2001, 2, 556-563.

97. Janes P.W., Ley S.C., Magee A.L. & Kabouridis P.S. The role of lipid rafts in T cell antigen receptor (TCR) signaling // Sem. Immunol., 2000,12, 23-34.

98. Bromley S.K., Burack W.R., Johnson K.G., Somersalo K., Sims T.N., Sumen C., Davis M.M., Shaw A.S., Allen P.M. & Dustin M.L. The immunological synapse // Annu. Rev. Immunol., 2001,19, 375-396.

99. Kane L.P., Lin J. and Weiss A. Signal transduction by the TCR for antigen // Curr. Opin. Immunol., 2000, 12, 242-249.

100. Langlet C., Bernard A.M., Drevot P. and He H.T. Membrane rafts and signaling by the multichain immune recognition receptors // Curr. Opin. Immunol., 2000, 12, 250-255.

101. Leo A. and Schraven B. Adapters in lymphocyte signaling // Curr. Opin. Immunol., 2001,13, 307-316.

102. Kosugi A., Saitoh S., Noda S., Yasuda K., Hayashi F., Ogata M. and Hamoka T. Translocation of tyrosine- phosphorylated TCR chain to glycolipid-enriched membrane domains upon T cell activation // Int. Immunol., 1999, 11, 1395-1401.

103. Brdicka Т., Cerny J. & Horejsi V. T cell receptor signalling results in rapid tyrosine phosphorylation of the linker protein LAT present in detergent-resistant microdomains // Biochem. Biophys. Res. Commun., 1998,248, 356-360.

104. Bi К. & Altman A. Membrane lipid microdomains and the role of PKC in T cell activation // Sem. Immunol., 2001,13, 139-146.

105. Moran M. & Miceli M.C. Engagement of GPI-linked CD48 contributes to TCR signals and cytoskeletal reorganization: a role for lipid rafts in T cell activation // Immunity, 1998, 9, 787-796.

106. Ikezu Т., Trapp B.D., Song K.S., Schlegel A., Lisanti M.P. & Okamoto T. Caveolae, plasma membrane microdomain for alpha-secretase-mediated processing of the amyloid precursor protein // J. Biol. Chem., 1998, 273,10485-10495.

107. Naslavsky N., Stein R., Yanai A., Friedlander G. and Taraboulos A. Characterization of Detergent-insoluble Complexes Containing the Cellular Prion Protein and Its Scrapie Isoform // J Biol Chem., 1997, 272 (10), 6324-6331.

108. Wooldridge K.G., Williams P.H., Ketley J.M. Host signal transduction and endocytosis of Campylobacter jejuni // Microb. Patholog., 1996,21, 299-305.

109. Anderson H.A., Chen Y.Z., Norkin L.C. Bound simian virus 40 translocates to caveolin-enriched membrane domains, and its entry is inhibited by drugs that selectively disrupt caveolae // Mol. Biol. Cell, 1996, 7, 1825-1834.

110. Stang E., Kartenbeck J., Parton R.G. Major histocompatibility complex class I molecules mediate association of SV40 with caveolae // Mol. Biol. Cell, 1997, 8,47-57.

111. Parton R.G., Joggerst В., Simons К. Regulated internalization of caveolae // J. Cell Biol., 1994, 127, 1199-1215.

112. Vieira A.V., Lamaze C. & Schmid S.L. Control of EGF receptor signalling by clathrin-mediated endocytosis // Science, 1996, 274, 2086-2089.

113. Mineo C., Gill G. N. & Anderson R. G. W. Regulate migration of epidermal growth factor receptor from caveola // J. Biol. Chem., 1999, 274, 30636-30643.

114. Hakomori S. Cancer-associated glycosphingolipid antigens: their structure, organization, function// Acta Anat., 1998, 161, 79-90.

115. Brodsky R.A., Vala M.S., Barber J.P., Medof M.E. & Jones R.J. Resistance to apoptosis caused by PIG-A gene mutations in paroxysmal nocturnal hemoglobinuria // Proc. Natl. Acad. Sci., USA, 1997, 94, 8756-8760.

116. Turner C.E., Shotton D.M. Effects of capping on the non-ionic detergent solubility of rat thymocyte glycoproteins // Eur J. of Cell Biol., 1989, 50, 324-332.

117. Angelisova P., Drbal K., Cerny J., Hilgert I., Horejsi V. Characterization of the human leukocyte GPI-anchored glycoprotein CDwl08 and its relation to other similar molecules // Immunobiology, 1999,200 (2), 234-245.

118. Santos N.A., Roentsch J., Danielsen E.M., Langner J., Riemann D. Aminopeptidase N/CD13 is associated with raft membrane microdomains in monocytes // Biochem. Biophys. Res. Commun., 2000,269 (1), 143-148.

119. Dorahy D.J., Lincz L.F., Meldrum C.J., Burns G.F. Biochemical isolation of a membrane microdomain from resting platelets highly enriched in the plasma membraneglycoprotein CD36 // Biochem J., 1996, 319 (1), 67-72.118

120. Harder T. and Simons K. Clusters of glycolipid and glycosylphosphatidyl inositol-anchored proteins in lymphoid cells: accumulation of actin regulated by local tyrosine phosphorylation // Eur. J. Immunol., 1999, 29, 556-562.

121. Neame S.J., Uff C.R., Sheikh H., Wheatley S.C., Isacke C.M. CD44 exhibits a cell type dependent interaction with triton X-100 insoluble, lipid rich, plasma membrane domains // J Cell Sci., 1995, 108, 3127-35.

122. Resh M.D. Fatty acylation of proteins: new insights into membrane targeting of myristoylated and palmitoylated proteins//Biochim Biophys Acta, 1999, 1451 (1), 1-16.

123. Fra A.M., Williamson E., Simons K., Parton R.G. Detergent-insoluble glycolipid microdomains in lymphocytes in the absence of caveolae // J. Biol. Chem., 1994, 269 (49), 30745-30748.

124. Jugloff L. S., Jongstra-Bilen J. Cross-linking of the IgM receptor induces rapid translocation of IgM-associated Ig alpha, Lyn, and Syk tyrosine kinases to the membrane skeleton // J Immunol., 1997, 159 (3), 1096-106.

125. Szollosi J., Horejsi V., Bene L., Angelisova P., Damjanovich S. Supramolecular complexes of MHC class I, MHC class II, CD20, and tetraspan molecules (CD53, CD81 and CD82) at the surface of а В cell line JY // J. Immunol., 1996, 157 (7), 2939^46.

126. Gimpl G., Burger K., Fahrenholz F. Cholesterol as modulator of receptor function // Biochemistry, 1997, 36 (36), 10959-74.