Натриевые каналы в клетках лейкемии человека К562 и лимфомы U937: идентификация и особенности регуляции тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.04, кандидат биологических наук Сударикова, Анастасия Владимировна

• Сударикова, Анастасия Владимировна
• кандидат биологических наук
• 2011

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Сударикова, Анастасия Владимировна

1 ВВЕДЕНИЕ

2 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

2.1 Семейство катионных каналов ОЕв/ЕШС (дегенерины/ 10 эпителиальные натриевые каналы)

2.1.1 Молекулярная организация БЕв/ЕКаС и их топология в 13 мембране

2.2 Эпителиальные натриевые каналы Е№С и роль актинового 15 цитоскелета в их регуляции

2.2.1 Структура и стехиометрия субъединиц Е№С

2.2.2 Биофизические характеристики и фармакологическая 21 чувствительность ЕКаС

2.3 Натриевые каналы в тканях различной специализации

2.3.1 Роль кортикального актина в регуляции натриевых каналов в 29 клетках миелоидной лейкемии К

2.4 Взаимосвязь белков цитоскелета с плазматической мембраной: 32 роль богатых холестерином липидных микродоменов

2.5 Холестерин и его роль в функционировании ионных каналов

2.5.1 Участие холестерина и микродоменов в регуляции каналов ЕМаС

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Натриевые каналы в клетках лейкемии человека К562 и лимфомы U937: идентификация и особенности регуляции»

Актуальность исследования.

Транспорт ионов через плазматическую мембрану представляет необходимое условие жизнедеятельности всех клеток. Быстрые изменения входного потока катионов (Na+, Са+2, Mg+2) связаны, в первую очередь, с функционированием ионных каналов. До недавнего времени ионные каналы принято было разделять на лиганд- и потенциал-управляемые. В настоящее время такая трактовка является весьма упрощенной. В последние десятилетия сформировались представления о семействах потенциал-независимых (non-voltage-gated) ионных каналов клеточных мембран. Актуальной задачей становится молекулярная и функциональная идентификация таких каналов в различных типах клеток. Как вероятные молекулярные корреляты потенциал-независимых катионных каналов рассматриваются белки суперсемейств TRP (transient receptor potential) и DEG/ENaC (дегенерины/эпителиальные натриевые каналы).

Катионные каналы, характеризующиеся натриевой селективностью и отсутствием потенциал-управляемого воротного (gating) механизма, были обнаружены в клетках различного происхождения и специализации. Потенциал-независимые натриевые каналы были описаны в транспортных эпителиях, а также в гладкомышечных клетках (Van Renterghem, Lazdunski, 1991), перитонеальных макрофагах (Negulyaev, Vedernikova., 1994), клетках карциномы А431 (Negulyaev et al., 1994) и миелоидной лейкемии К562 (Ведерникова и др., 1997; Negulyaev et al., 1996). Кроме того, клетки К562, имеющие свойства мультипотентного предшественника клеток крови, оказались удобной моделью для изучения путей активации каналов в электроневозбудимых ¡тетках (Negulyaev et al., 2000; Shumilina et al., 2003). В то же время молекулярная природа данных каналов до сих пор не установлена.

Судя по биофизическим характеристикам, Na-селективные каналы в различных электроневозбудимых клетках, в том числе в клетках К562, близки к каналам семейства DEG/ENaC (Kellenberger, Shild, 2002), за исключением чувствительности к диуретику амилориду. Ингибирование ионных токов и каналов амилоридом или его производными традиционно рассматривается как главный критерий, доказывающий их принадлежность к этому семейству. Однако недавно появились сведения о каналах, гомологичных Е№С, но имеющих пониженную чувствительность к амилориду (РоІкеББОп, 2008; О'ВгосіоуісЬ еі-аі., 2008). В отличие от каналов почечного эпителия идентификация натриевых каналов, обнаруженных в других специализированных тканях и клетках, остается нерешенной проблемой.

Транспорт натрия и регуляция каналов в реабсорбирующем эпителии почки исследуются достаточно давно, однако внутриклеточные механизмы модуляции активности ЕИаС по-прежнему вызывают много вопросов. Многочисленные дискуссии касаются возможного участия цитоскелета в функционировании эпителиальных каналов Е№С. В связи с этим интересно отметить, что, как ранее было показано, активность натриевых каналов в клетках К562 критически зависит от состояния примембранного актинового цитоскелета (Negulyaev еі аі., 1996; Ведерникова и др., 1997; 81іиті1іпа еі аі., 2003). Согласно современным представлениям, для связи плазматической мембраны и актинового цитоскелета существенны богатые холестерином липидные микродомены (рафты). Ряд данных свидетельствует, что ассоциация с микродоменами может быть решающим фактором, определяющим активность интегральных мембранных белков, в том числе ионных каналов (Ьеуіїап еі аі., 2010). Появились работы, посвященные исследованию возможной связи каналов ЕЫаС с липидными доменами, однако данные весьма противоречивы (Нап\уе11 еі аі., 2002; НІН еі аі, 2002, 2007; ЗЫуопэку еі аі, 2003, Кп^ег сі аі., 2009). Поэтому специального внимания заслуживает изучение роли липидного окружения в функционировании потенциал-независимых натриевых каналов.

Цели и задачи исследования.

Цель работы - функциональная и молекулярная идентификация потенциал-независимых натриевых каналов и анализ механизмов их регуляции.

В связи с этим были поставлены следующие задачи:

1. Оценить проницаемость натриевых каналов для двухвалентных катионов (Са , М^ ) в широком диапазоне концентраций.

2. Исследовать экспрессию а-, 0-, у-субъединиц ИЕЫаС в клетках миелоидной лейкемии человека К562 и лимфомы Ш37 методом ОТ-ПЦР.

3. Охарактеризовать чувствительность потенциал-независимых натриевых каналов к амилориду; определить, присутствует ли амилорид-чувствительная компонента в составе интегральных натриевых токов в клетках К562 и 11937.

4. Исследовать состояние актинового цитоскелета в клетках К562 и Ш37 в различных условиях, в том числе при снижении уровня мембранного холестерина.

5. Выяснить особенности регуляции натриевых каналов и их связи с динамикой актина в клетках с пониженным содержанием холестерина.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. В клетках К562 и \J937 экспрессируются потенциал-независимые натриевые каналы, принадлежащие к семейству ЕЫаС.

2. Потенциал-независимые натриевые каналы в клетках К562 и Ш37 не блокируются амилоридом. Фармакологическая чувствительность, в частности ингибирование амилоридом, по-видимому, не может рассматриваться как необходимый и достаточный аргумент, доказывающий принадлежность каналов к семейству ОЕС/Е№С.

3. Контролируемая сборкой и разборкой микрофиламентов активация и инактивация является отличительной особенностью регуляции натриевых каналов в клетках К562 и Ш37.

4. Потенциал-независимые натриевые каналы не ассоциированы с богатыми холестерином мембранными микродоменами.

Научная новизна работы.

Впервые получены данные о молекулярной природе потенциал-независимых натриевых каналов, идентифицированных в клетках К562 и Ш37. Показана экспрессия субъединиц эпителиального натриевого канала ЕИаС в этих клетках. С помощью различных вариантов метода патч-кламп детально исследовано действие диуретика амилорида на одиночные каналы и интегральные натриевые токи; установлено отсутствие амилорид-чувствительной компоненты. Впервые показано, что натриевые каналы в клетках К562 непроницаемы для физиологически значимых двухвалентных катионов - кальция и магния в широком диапазоне концентраций. Сделан вывод, что в плазматической мембране клеток К562 и 11937 функционируют амилорид-нечувствительные каналы Е№С.

Впервые показано, что натриевые каналы в клетках Ш37 активируются при действии деструкторов актинового цитоскелета; сборка актина на цитоплазматической стороне мембраны приводит к инактивации каналов.

Впервые выявлены особенности поведения натриевых каналов в зависимости от содержания холестерина, обязательного липидного компонента клеточных мембран. Обнаружена реорганизация Р-актина и ингибирование механозависимой активации катионных каналов клеточной мембраны в клетках К562 при частичной экстракции мембранного холестерина.

Теоретическое и практическое значение работы.

Молекулярная идентификация потенциал-независимых натриевых каналов способствует пониманию механизмов регуляции каналов семейства Е№С и их связи с цитоскелетом. Выявление амилорид-нечувствительного натриевого канала ЕЫаС, имеет принципиальное значение для анализа транспорта ионов и идентификации каналов в различных типах клеток. Полученные результаты демонстрируют, что блокирование ионных токов амилоридом или его аналогами не может использоваться как исчерпывающий критерий, определяющий принадлежность каналов к семейству ЕЫаС. Результаты, свидетельствующие о связи уровня мембранного холестерина с перестройками актиновой сети и активностью каналов, представляют теоретический интерес для понимания механизмов регуляции транспортных белков. Данные по действию различных агентов, в том числе амилорида, циклодекстрина, цитохалазинов, на функциональные свойства каналов могут быть применены при разработке и тестировании новых лекарственных препаратов. Полученные результаты используются в курсах лекций для студентов факультета медицинской физики и биоинженерии Санкт-Петербургского государственного политехнического университета.

Апробация работы. По теме диссертации опубликовано 11 работ (3 статьи и 8 тезисов) в отечественных и зарубежных изданиях. Материалы работы доложены и обсуждены на Международном симпозиуме «Стволовые клетки, регенерация, клеточная терапия» (Санкт-Петербург, 2004), Межвузовской научно-технической конференции «XXXIII неделя науки СПбГПУ» (Санкт-Петербург, 2004), 10-й Пущинской школе-конференции молодых ученых «Биология - наука XXI века» (Пущино, 2006), Всероссийском симпозиуме «Биология клетки в культуре» (Санкт-Петербург, 2006), конференциях Британского физиологического общества (Лондон, 2006; Дублин, 2009), на семинарах ИНЦ РАН.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Клеточная биология, цитология, гистология», Сударикова, Анастасия Владимировна

ВЫВОДЫ

1. В клетках миелоидной лейкемии человека К562 и лимфомы Ш37 экспрессируются а-, Р-, у-субъединицы hENaC.

2. Потенциал-независимые натриевые каналы непроницаемы для катионов +2 +2

Са и Mg , причем как при физиологических, так и при более высоких концентрациях.

3. Активация и инактивация натриевых каналов в клетках 11937, как и в клетках К562, коррелирует с разборкой и сборкой актинового цитоскелета.

4. Натриевые каналы в клетках К562 и 11937 не блокируются амилоридом, специфическим ингибитором эпителиальных натриевых каналов ЕЫаС. Показано отсутствие амилорид-чувствительной компоненты, как на уровне одиночных каналов, так и на уровне интегрального натриевого тока.

5. Судя по функциональным характеристикам и результатам ОТ-ПЦР-анализа, амилор ид-нечувствительные натриевые каналы в плазматической мембране клеток К562 и ІІ937 принадлежат к семейству ЕЫаС.

6. В клетках с пониженным уровнем холестерина наблюдается реорганизация актиновой сети, однако сохраняется основной механизм регуляции натриевых каналов, сопряженный с динамикой примембранного актина.

Судя по нашим данным, свойства и основные пуш активации потенциал-независимых натриевых каналов в клетках лимфомы U937 близки к таковым в клеп<ах К562. Наши выводы о молекулярной природе натриевых каналов согласуются с данными японских авторов (Mirshahi М., Mirshahi S., 2000), показавшими экспрессию а-субъединицы ENaC в различных клеточных линиях лейкемии человека, в том числе и в U937. Остается неясным, как трактовать результаты работы Гампера и соавторов на клетках U937, в которой сообщалось о натриевых каналах, по некоторым свойствам схожих с эпителиальными каналами ENaC (Gamper et al., 2000). Интегральные токи блокировались амилоридом в микромолярном диапазоне концентраций, в то же время па уровне одиночных каналов показано ишибирование токов только при высокой концентрации амилорида - 100 мкМ. Поскольку авторы не обнаружили экспрессии а- и ß-субъедипиц ENaC, было сделано заключение о том, что в клетках U937, а возможно и в других клетках крови, функционируют натриевые каналы, отличные от ENaC. Проведенный нами 01-ПЦР анализ субъединиц ENaC свидетельствует о довольно низком уровне экспрессии каналов в клетках U937, что может объяснить данные авторов. По нашему мнению, имеющиеся данные согласуются с выводом о том, что амилорид-нечувствительные натриевые каналы принадлежат к семейству ENaC.

Как показано ранее и подтверждено в наших исследованиях активация и инактивация натриевых каналов в клетках К562 контролируется процессами разборки и сборки примембранного цитоскелета. В нашей работе впервые показана активация натриевых каналов в клетках U937 (проводимость 11-12 пСм) при разборке цитоскелета (при действии деструктора актиновых филаментов ЦитД, 10 мкг/мл). Добавление к цитоплазматической стороне мембраны (конфигурация inside-out) G-актина, который полимеризуется при повышении ионной силы раствора, приводило к инактивации каналов. Таким образом, основные пути регуляции потенциал-независимых натриевых каналов в клетках U937 близки к механизмам, исследованным ранее в клетках К562.

В целом, наблюдаемый феномен роста активности натриевых каналов клеток К562 и U937 при действии цитохалазина близок к аналогичным эффектам, описанным для натриевых каналов апикальных мембран почечного эпителия ENaC (Cantiello et al., 1991; Prat et al., 1993; Karpushev et al., 2010). Однако, несмотря на обилие данных, полученных за последние десятилетия (см. Обзор литературы), механизмы регуляции активности каналов ENaC через актиновый цитоскелет остаются неясными. В частности, предполагается прямое связывание F-актина с мембраной, что маловероятно. В связи с этим развивается гипотеза «коротких филаментов» (рис. 32), предложенная ранее Кантиелло и соавторами. Дальнейшие исследования возможной роли линкерпых белков (например, кортактина) пока не привели к появлению логичной модели регуляции канала (см. Ilatovskaya et al., 2011). Поскольку показано, что исследуемые натриевые каналы в клетках К562 и U937 принадлежат к семейству ENaC, можно предложить конкретный механизм участия системы микрофиламеитов в регуляции транспорта натрия через каналы ENaC. Активация (открывание) натриевых каналов происходит при разборке кортикального цитоскелета, а сборка актина приводит к инактивации (закрыванию) каналов (рис. 33). Доказательства в пользу такого механизма регуляции каналов ENaC могли бы быть получены в экспериментах па мембранных фрагментах (метод патч-кламп) с использованием G-актина. Такой подход мы использовали в нашей работе на клетках К562 и U937 (см. Результаты, рис. 19, 30, 31). При этом надо отметить, что вопросы о линкерпых белках, обеспечивающих структурно-функциональную связь канала с микрофиламентами, остаются открытыми.

Actin Regulatory Protein

F-actin

Cytoplasma

Apical

Рис. 32. Гипотетическая модель активации эпителиальных натриевых каналов ENaC посредством коротких филаментов (по Mazzochi, Beños and Smith, 2006). (А) Канал ENaC в плазматической мембране не ассоциирован с актином. (В) При формировании коротких актиновых филаментов происходит их связывание с а-субъединицей ENaC, что приводит к активации каналов и увеличению входа натрия в клетку. (С) Повышении внутриклеточной концентрации натрия влияет на электростатическое взаимодействие актина с а-субъединицей ENaC, что приводит к их диссоциации.

Na+

G-актин

Рис. 33. Предполагаемая модель активации и инактивации натриевых каналов при разборке и сборке микрофиламентов.

Результаты, полученные на клетках К562 ранее, позволяют полагать, что реорганизация примембранного цитоскелета с участием актин-связывающих белков - необходимое промежуточное звено, опосредующее влияние на активность каналов ряда физиологически значимых вне- и внутриклеточных факторов, таких как двухвалентные катионы и ГТФ-связывающие белки.

Заключительная часть экспериментальной работы была направлена на выявление возможной роли мембранного холестерина и структуры бислоя в регуляции потенциал-независимых натриевых каналов в клетках лейкемии человека К562. Функционирование каналов анализировали после частичной экстракции холестерина с использованием циклического олигосахарида метил-бета-циклодекстрина (MpCD), избирательно связывающего стеролы в стехиометрическом отношении 2:1 (Christian et al., 1997; Zidovetzki, Levitan, 2007). Обработка клеток MpCD является наиболее эффективным и адекватным методом для модификации стеролыюго состава мембран. Эффективность экстракции холестерина с помощью MpCD была подтверждена для клеток различных типов (Zidovetzki, Levitan, 2007), в том числе и для клеток К562. Проведенные в нашей работе измерения уровня холестерина в клетках К562 в контроле и после частичной экстракции метил-бета-циклодекстрином согласуются с данными Маннечеза и соавторов (Mannechez et al., 2005)

В наших исследованиях регистрировали электрическую активность с использованием двух основных вариантов метода патч-кламп - cell-attached и inside-out. В параллельных сериях опытов проведено сопоставление свойств каналов в клетках К562 в контрольных^условиях, после инкубации с акцептором стеролов MpCD, а также после действия ЦитБ или ЦитД. Результаты показывают, что снижение уровня мембранного холестерина не оказывает существенного влияния на характеристики натриевых каналов, как в случае спонтанной активности, так и после активации, вызванной разборкой кортикального цитоскелета. Проводимость каналов во всех сериях опытов составляла около 11-12 пСм, что является одним из характеристических признаков исследуемых каналов (Ведерникова и др., 1997; Negulyaev et al, 2000). Судя по результатам нашей работы, потенциал-независимые натриевые каналы в клетках К562, А431, U937, макрофогах принадлежат к семейству ENaC (Ведерникова и др., 1999; Kleyman et участки служат так называемыми фокальными точками (focal points) для прикрепления микрофиламентов к цитоплазматической поверхности мембраны (Nebl et. al., 2002). Обоснованием служили, в частности, данные о том, что экстракция холестерина и предполагаемая деструкция рафтов приводит к структурному разобщению белков цитоскелета и мембраны (Harder, Simons, 1999). Эта распространенная точка зрения рассматривалась нами в качестве рабочей гипотезы на начальном этапе исследований. Однако, как показали проведенные эксперименты, реальная картина не соответствует столь упрощенной трактовке. Анализ литературы и собственных результатов позволяет полагать, что экстракция холестерина действительно инициирует перестройки актиновой сети, но их характер может быть различен. В пашей работе было обнаружено подавление активности механочувствительных катионных каналов в клетках К562 при снижении уровня мембранного холестерина (Morachevskaya, Sudarikova et al., 2007), Данные флуоресцентной микроскопии подтверждают предположение, что эффект обусловлен реорганизацией F-актина, включающей сборку филаментов, причем не только в кортикальной области. Что касается примембранного цитоскелета, то, судя по нашим электрофизиологичеким данным для модифицированных клеток, процессы реорганизации актина преимущественно локализованы в зоне рафтов и в значительно меньшей степени затрагивают межрафговые участки, включающие натриевые каналы.

При объяснении механизмов, обеспечивающих связь актинового цитоскелета с плазматической мембраной в клетках крови, как правило, предполагается участие линкерных белков семейства ERM (Denker, Barber, 2002). Менее известны потенциальные участники среди интегральных мембранных белков, особенно в миелоидных клетках. Как уже отмечалось, первоначально эта функция приписывалась богатым холестерином липидным микродоменам и входящим в их состав белкам (Nebl et al., 2002). Придерживаясь данной точки зрения, следовало бы ожидать, что при нарушении целостности рафтов нарушается и сопряжение мембранных белков с примембранным актином. Наши данные, напротив, демонстрируют функциональную связь актиновых элементов цитоскелета с ионными каналами, сохраняющуюся при нарушении целостности рафтов. Полученные в работе результаты позволяют полагать, что белки, формирующие натрий-проводящие каналы в клетках К562, могут быть компонентами заякоривающих структур актинового цитоскелета. Подобная гипотеза была предложена для Ыа+/Н+-обменника (Denker et al., 2000). Таким образом, нельзя исключить, что основная функция этих белков связана с организацией и динамикой актинового цитоскелета в нативных клетках, а ионофорные свойства являются вторичными или сопутствующими. В связи с этим надо отметить, что в настоящее время обсуждаются так называемые «неканальные» функции (non-channel function) каналообразующих белков в нативных клетках.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Сударикова, Анастасия Владимировна, 2011 год

1. Adams С.М., Anderson M.G., Motto D.G., Price M.P., Johnson W.A., Wolsh M.J. 1998. Ripped pocket and pickpocket, novel Drosophila DEG/ENaC subunits expressed in early development and it mechanosensory neurons. J. Cell Biol. 140: 143-152.

2. Ahn Y.J., Brooker D.R., Kosari F. 1999. Cloning and functional expression of the mouse epithelial sodium channel. Am. J. Physiol. 277: 121-129.

3. Albert A.P., Woollhead A.M., Mace O.J., Baines D.L. 2008. AICAR decreases the activity of two distinct amiloride-sensitive Na+-permeable channels in H441 human lung epithelial cell monolayers. Am. J. Physiol. Lung Cell. Mol. Physiol. 295: L837-L848.

4. Alonso M.A., Millón J. 2001. The role of lipid rafts in signalling and membrane trafficking in T lymphocytes. J. Cell Sci. 114: 3957-3965.

5. Alvarez de la Rosa D., Canessa C.M., Fyfe G.K., Zhang P. 2000. Structure and regulation of amiloride-sensitive sodium channels. Annu. Rev. Physiol. 62: 573-94.

6. Anantharam A., Palmer L.G. 2007. Determination of epithelial Na+ channel subunit stoichiometry from single-channel conductances. J. Gen. Physiol 130: 55-70.

7. Babinski K., Catarsi S., Biagini G., Seguela P. 2000. Mammalian ASIC2a and ASIC3• • • 3+subunits co-assemble into heteromeric proton- gated channels sensitive to GdJ\ J. Biol. Chem. 275:28519-28525.

8. Balut C., Steels P., Radu M., Ameloot M., Van Driessche W., Jans D. 2006. Membrane cholesterol extraction decreases Na+ transport in A6 renal epithelia. Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 290: C87-C94.

9. Barrantes F.J. 1993. Structural-functional correlates of the nicotinic acetylcholine receptor and its lipid microenvironment. FASEB J. 7: 1460-1467.

10. Bassler E.L., Ngo-Anh T.J., Geisler H.S., Ruppersberg J.P., Grunder S. 2001. Molecular and functional characterization of acid-sensing ion channel (ASIC) lb. J. Biol. Chem. 276: 33782-33787.

11. Benos D.J., Awayda M.S., Ismailov /./, Johnson J.P. 1995. Structure and function of amiloride-sensitive Na+ channels. J. Membr. Biol. 143: 1-18.

12. Benos D.J., Stanton B.A. 1999. Functional domains within the degenerin/epithelial sodium channel (Deg/ENaC) superfamily of ion channels. J. Physiol. 520: 633-644.

13. Berdiev B.K., PratA.G., Cantiello H.F., Ausiello D.A., Fuller C.M., Jovov B., Benos D.J., Ismailov I.I. 1996. Regulation of epithelial sodium channels by short actin filaments. J. Biol. Chem. 271: 17704-17710.

14. Bhalla V., Hallows K.R. 2008. Mechanisms of ENaC regulation and clinical implications. J. Am. Soc. Nephrol. 19: 1845-1854.

15. Bianchi L., Driscoll M. 2002. Protons at the Gate: DEG/ENaC Ion Channels Help Us Feel and Remember. Neuron. 34: 337-340.

16. Bock J., Szabo /., Gamper N., Adams C, Gulbins E. 2003. Ceramide inhibits the potassium channel Kvl.3 by the formation of membrane platforms. Biochem. Biophys. Res. Commun. 305: 890-897.

17. Bolotina V, Omelyanenko V, Heyes B, Ryan U, Bregestovski P. 1989. Variations of membrane cholesterol alter the kinetics of Ca dependent K channels and membrane fluidity in vascular smooth muscle cells. Pflugers Arch. 415: 262—268.

18. Botero-Velez M., Curtis J. J., Warnock D. G. 1994. Brief Report: Liddle's syndrome revisited a disorder of sodium reabsorption in the distal tubule. New Engl. J. Mad. 330: 178-181.

19. Brown D.A. 2006. Lipid rafts, detergent-resistant membranes, and raft targeting signals. Am. J. Physiol. 21: 430-439.

20. Brown D.A., London E. 2000. Structure and function of sphingolipid- and cholesterol-rich membrane rafts. J. Biol. Chem. 275: 17221-17224.

21. Brownlow S.L., Sage S.O. 2005. Transient receptor potential protein subunit assembly and membrane distribution in human platelets. Thromb. Haemost. 94: 839-845.

22. Bubien J. K., Warnock D. G. 1993. Amiloride-sensitive sodium conductance in human B lymphoid cells. Am. J. Physiol. 265: 1175-1183.

23. Bubien J.K., Jope R.S., Warnock D.G. 1994. G-proteins modulate amiloride-sensitive sodium channels. J. Biol. Chem. 269: 17780-17783.

24. Byfield F.J., Aranda-Espinoza H., Romanenko V.G., Rothblat G.H., Levitan I. 2004. Cholesterol depletion increases membrane stiffness of aortic endothelial cells. Biophys. J. 87: 3336-3343.

25. Canessa C.M., Horisberger J.D., Rossier B.C. 1993. Epithelial sodium channel related to proteins involved in neurodegeneration. Nature. 361: 467-470.

26. Canessa CM., Merillat A.M., Rossier B.C. 1994. Membrane topology of the epithelial sodium channel in intact cells. Am. J. Physiol. 267: 1682-1690.

27. Cantiello H.F., Prat A.G., Bonventre J.V., Cunningham C.C., Hartwig J.H., Ausiello D.A. 1993. Actin-binding protein contributes to cell volume regulatory ion channel activation in melanoma cells. J. Biol. Chem. 268: 4596-4599.

28. Cantiello H.F., Stow J.L., Prat A.G., Ausiello D.A. 1991. Actin filaments regulate epithelial Na+ channel activity. Am. J. Physiol. 261: 882-888.

29. Chang H.M., Reitstetter R., Mason R.P., Gruener R. 1995. Attenuation of channel kinetics and conductance by cholesterol: an interpretation using structural stress as a unifying concept. J. Membr. Biol. 143: 51-63.

30. Chen S.Y., Bhargava A., Mastroberardino L., Meijer O.C., Wang J., Buse P., Firestone G.L., Verrey F., Pearce D. 1999. Epithelial sodium channel regulated by aldosterone-induced protein sgk. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 96: 2514-2519.

31. Chomczynski P., Sacchi N., 1987. Single-step method of RNA isolation by acid guanidinium thiocyanate-phenol-chloroform extraction. Anal. Biochem. 162: 156-159.

32. Christian A.E., Haynes M.P., Phillips M.C., Rothblat G.H. 1997. Use of cyclodextrins for manipulating cellular cholesterol content. J. Lipid Res. 38: 2264-2272.

33. Chubinskiy-Nadezhdin V.I., Negulyaev Y.A., Morachevskaya E.A. 2011. Cholesterol depletion-induced inhibition of stretch-activated channels is mediated via actin rearrangement. Biochem. Biophys. Res. Commun. 412: 80-85.

34. Collier D.M., Snyder P.M., 2011. Identification of ENaC inter-subunit CI" inhibitory residues suggests a trimeric channel architecture. J. Biol. Chem. 286: 6027-6032.

35. Cooper J.A. 1987. Effects of cytochalasin and phalloidin on actin. J. Cell Biol. 105: 1473-1478.

36. Copeland S.J., Berdiev B.K., Ji H.-L., Lockhart J., Parker S., Fuller C.M., Benos D.J. 2001. Region in the carboxy terminus of a-(3-ENaC involved in gating and functional effect of actin. Am. J. Physiol. 281: C231-C240.

37. De Weille J., Bassilana F., Lazdunski M., Waldmann R. 1998. Identification, functional expression and chromosomal localization of a sustained human proton-gated cation channel. FEBS Lett. 433:257-260.

38. Denker S.P., Barber D.L. 2002. Ion transport proteins anchor and regulate the cytoskeleton. Curr. Opin. Cell Biol. 14: 214-220.

39. Denker S.P., Huang D.C., Orlowski J., Furthmayr H., Barber D.L. 2000. Direct binding of the Na-H exchanger NHE1 to ERM proteins regulates the cortical cytoskeleton and cell shape independently of H+ translocation. Mol. Cell. 6: 1425-1436.

40. Driscoll M.t Chalfie M. 1991. The mec-4 gene is a member of a family of C. elegans genes that can mutate to induce neuronal degeneration. Nature. 349: 588-593.

41. Edidin M. 2003. The state of lipid rafts: from model membranes to cells. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 32: 257-283.

42. Eskcindari S., Snyder P. M., Kreman M., Zampighi G. A., Welsh M. J., Wright E. M. 1999. Number of subunits compresing the epithelial sodium channel. J. Biol. Chem. 274:27281-27286.

43. Folkesson H.G. 2008. Variations in ENaC subunit composition may determine amiloride sensivity and P-adrenergic stimulation of lung fluid absorption. Am. J. Physiol. 294: 399-400.

44. Foller M., Kasinathan R.S., Duranton C., Wieder T., Huber S.M., Lang F. 2006. PGE2-induced apoptotic cell death in K562 human leukaemia cells. Cell Physiol. Biochem. 17:201-210.

45. Gamper N.,Iiuber S.M., Badawi K., Lang F. 2000. Cell volume-sensitive sodium channels upregulated by glucocorticoids in U937 macrophages. Pflugers Arch. 441: 281-286.

46. Garty H. 1994. Molecular properties of epithelial amiloride-blockable Na+ channels. FASEB J. 8: 522-528.

47. Garty H., Benos D.J. 1988. Characteristics and regulatory mechanisms of the amiloride-blockable Na+ channel. Physiol. Rev. 68: 309-373.

48. Garty H., Palmer L.G. 1997. Epithelial sodium channel: functions, structure, regulation. Physiol. Rev. 77: 359-396.

49. Goddette D.W., Frieden C. 1987. The kinetics of cytochalasin D binding to monomeric actin. J. Biol. Chem. 261: 15970-15973.

50. Gonzales E.B., Kawate Т., Gouaux E. 2009. Pore architecture and ion sites in acid-sensing ion channels and P2X receptors. Nature. 460: 599-604.

51. Haerteis S., Krueger В., Korbmacher C., Rauh R. 2009. The 5-subunit of the epithelial sodium channel (ENaC) enhances channel activity and alters proteolytic ENaC activation . J. Biol. Chem. 284: 29024-29040.

52. Hanwell D., Ishikawa Т., Saleki R., Rotin D. 2002. Trafficking and cell surface stability of the epithelial Na+ channel expressed in epithelial Madin-Darby canine kidney cells. J. Biol. Chem. 277: 9772-9779.

53. Harder Т., Simons K. 1999. Clusters of glycolipid and glycosylphosphatidylinositol-anchored proteins in lymphoid cells: accumulation of actin regulated by local tyrosine phosphorylation. Eur. J. Immunol. 29: 556-562.

54. Henderson R.M., Edwardson J.M., Geisse N.A., Saslowsky D.E. 2004. Lipid rafts: feeling is believing. News Physiol. Sci. 19: 39-43.

55. Hill W.G., An В., Johnson J.P. 2002. Endogenously expressed epithelial sodium channel is present in lipid rafts in A6 cells. J. Biol. Chem. 277: 33541-33544.

56. Jasti J., Furukawa H., Gonzales E.B., Gouaux E. 2007. Structure of acidsensing ion channel 1 at 1.9 A resolution and low pEI. Nature. 449: 316-323.

57. Jennings L.J., Xu Q.W., Firth T.A., Nelson M.T., Mawe G.M. 1999. Cholesterol inhibits spontaneous action potentials and calcium currents in guinea pig gallbladder smooth muscle. Am. J. Physiol. 277: G1017-G1026.

58. Johnson M.D., Bao H.F., Helms M.N., Chen X.J., Tigue Z., Jain L., Dobbs L.G., Eaton D.C. 2006. Functional ion channels in pulmonary alveolar type I cells support a role for type I cells in lung ion transport. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 103: 4964-4969

59. Karpushev A. V., Ilatovskaya D.V., Pavlov T.S., Negulyaev Y.A., Staruschenko A. 2010. Intact cytoskeleton is required for small G protein dependent activation of the epithelial Na channel. PLoS ONE. 5, e8827.

60. Kashlan O.B., ShengS-, Kleyman T.R. 2005. On the interaction between amiloride and its putative alpha-subunit epithelial Na+ channel binding site. J. Biol. Chem. 28:2620626215.

61. Kellenberger S. 2008. Epithelial Sodium and Acid-Sensing Ion Channels. In: Sensing with Ion Channels. Springer Series in Biophys., Vol. 11. XXIV, 304 p.

62. Kellenberger S., Gautschi I., Schild L. 2003. Mutations in the epithelial Na+ channel ENaC outer pore disrupt amiloride block by increasing its dissociation rate. Mol Pharmacol. 64: 848-856.

63. Kellenberger S., Hoffmann-Pochon N., Gautschi I., Schneeberger E., Schild L. 1999. On the molecular basis of ion permeation in the epithelial Na+ channel. J. Gen. Physiol. 114: 13-30.

64. Kellenberger S., Schild L. 2002. Epithelial Sodium Channel/Degenerin family of ion channels: a variety of functions for a shared structure. Physiol. Rev. 82: 735-767.

65. Kellner-Weibel G, Geng YJ, Rothblat GH. 1999. Cytotoxic cholesterol is generated by the hydrolysis of cytoplasmic cholcsteryl ester and transported to the plasma membrane. Atherosclerosis. 146: 309-319.

66. Kelly 0., Lin C., Ramkumar M., Saxena N.C., Kleyman T.R., Eaton D.C. 2003. Characterization of an amiloride binding region in the alpha-subunit of ENaC. Am. J. Physiol. 285: 1279-1290.

67. Kieber-Emmons Т., Lin C., Foster M.H., Kleyman T.R. 1999. Antiidiotypic antibody recognizes an amiloride binding domain within the alpha subunit of the epithelial Naf channel. J. Biol. Chem. 274: 9648-9655.

68. Kizer N., Gno X-L., Hruska K. 1997. Reconstitution of stretch-activated cation channels by expression of the a-subunit of the epithelial sodium channel cloned from osteoblasts. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 94: 1013-1018.

69. Kleyman T.R., Sheng S., Kosari F., Kieber-Emmons T. 1999. Mechanism of action of amiloride: a molecular prospective. Semin. Nephrol. 19: 524-532.

70. Koefoed-Johnsen V., Ussing H. H. 1958.TY\q nature of the frog skin potential. Acta physiol. Scand. 42: 298-308.

71. Krueger В., Haerteis S., Yang L., Hartner A., Rauh R., Korbmacher C., Diakov A. 2009. Cholesterol depiction of the plasma membrane prevents activation of the epithelial sodium channel (ENaC) by SGK1. Cell. Physiol. Biochem. 24: 605-618.

72. Kusche-Vihrog, K., SobczakK., BangelN., Wilhelmi M., Nechyporuk-Zloy V., Schwab A., Schillers #., Oberleithner H. 2008. Aldosterone and amiloride alter ENaC abundance in vascular endothelium. Eur. J. Physiol. 455: 849-857.

73. MacGregor G.G., Olver R.E., Kemp P.J. 1994. Amiloride-sensitive Na+ channels in fetal type II pneumocytes are regulated by G proteins. Am. J. Physiol. 267: L1-L8.

74. Manes S., Mira E., Gomez-Mouton C., Lacalle R.A., Keller P., Labrador H.P., Martinez-A C. 1999. Membrane raft microdomains mediate front-rear polarity in migrating cells. EMBO J. 18: 6211-6220.

75. Mannechez A., Reungpatthanaphong P., de Certaines J.D., Leray G., Le Moyec L. 2005. Proton NMR visible mobile lipid signals in sensitive and multidrug-resistant K562 cells are modulated by rafts. Cancer Cell Int. 5: 2.

76. Mano /., Driscoll M. 1999. DEG/ENaC channels: a touchy superfamily that watches its salt. Bioessays. 21: 568-578.

77. Martens J.R., Sakamoto N., Sullivan S.A., Grobaski T.D., Tamkun M.M. 2001. Isoform-specific localization of voltage-gated K+ channels to distinct lipid raft populations. Targeting of Kvl5 to caveolae. J. Biol. Chem. 276: 8409-8414.

78. Martens JR, Navarro-Polanco R, Coppock EA, Nishiyama A, Parshley L, Grobaski TD, Tamkun MM. 2000. Differential targeting of Shaker-like potassium channels to lipid rafts. J. Biol. Chem. 275: 7443-7446.

79. Matalon S., O'Brodovich H. 1999. Sodium channels in alveolar epithelial cells: molecular characterization, biophysical properties, and physiological significance. Annu. Rev. Physiol. 61: 627-61.

80. Maximov A.V., Vedernikova E.A., Hinssen H., Khaitlina S.Y. Negulyaev Yu.A. 1997. Ca-dependent regulation of Na+-selective channels via actin cytoskeleton modification in leukemia cells. FEBS Letters. 412: 94-96.

81. Mazzochi C, Benos D.J., Smith P.R. 2006. Interaction of epithelial ion channels with the actin-based cytoskeleton. Am. J. Physiol. Renal Physiol. 291: F1113-F1122.

82. Mazzochi C, Bubien J.K., Smith P.R., Benos D.J. 2006. The carboxyl terminus of the alpha-subunit of the amiloride-sensitive epithelial sodium channel binds to F-actin. J. Biol. Chem. 281: 6528-6538.

83. McNicholas C.M., Canessa C.M. 1997. Diversity of channels generated by different combinations of epithelial sodium channel subunits. J Gen Physiol 109(6): 681-692.

84. Mirshahi M., Mirshahi S., Golestaneh N. Mishal Z, Nicolas C, Hecquet C, Agarwal M.K. 2000. Demonstration of the mineralocorticoid hormone receptor and action in human leukemic cell lines. Leukemia. 14: 1097-1104.

85. Morachevskaya E.A., Sudarikova A.V., Negulyaev Y.A. 2007. Mechanosensitive channel activity and F-actin organization in cholesterol-depleted human leukaemia cells. Cell Biol. Int. 31: 374-381.

86. Neurobiol. 69: 169-203. Palade GE. 1953. Fine Structure of Blood Capillaries. J. Appl. Phys. 24: 1424-1436 Palmer L.G. 1992. Epithelial Na channels: function and diversity. Annu. Rev. Physiol. 54: 51-66.

87. Prat A.G., Bertorello A.M., Ausiello D.A., Cantiello H.F. 1993. Activation of epithelial Na+ channels by protein kinase A requires actin filaments. Am. J. Physiol. 265: 224233

88. Price M.P., Snyder P.M., Welsh M.J. 1996. Cloning and expression of a novel human brain Na+ channel. J. Biol. Chem. 271: 7879-7882.

89. Prince LS, Welsh MJ. 1999. Effect of subunit composition and Liddle's syndrome mutations on biosynthesis of ENaC. vim. J. Physiol. Cell Physiol. 276: C1346-C1351.

90. Rajendran L., Simons K. 2005. Lipid rafts and membrane dynamics. J. Cell Scie. 118: 1099-1102.

91. Renard S., Lingueglia E., Voilley N., Lazdunski M., Barbry P. 1994. Biochemical analysis of the membrane topology of the amiloridesensitive Na+ channel. J. Biol. Chem. 269: 12981-12986.

92. Romanenko V.G., Fang Y., Byfield F., Travis A.J., Vandenberg C.A., Rothblat G.H., Levitan I. 2004. Cholesterol Sensitivity and Lipid Raft Targeting of Kir2.1 Channels. Biophys. J. 87: 3850-3861.

93. Romanenko V.G., Rothblat G.H., Levitan I. 2002. Modulation of endothelial inward rectifier K1 current by optical isomers of cholesterol. Biophys. J. 83: 3211-3222.

94. Rossier B., Schild L. 2008. Epithelial Sodium Channel: Mendelian Versus Essential Hypertension. Hypertension. 52: 595-600.

95. Rossier B.C., Canessa C.M., Schild L., Horisberger J.D. 1994. Epithelial sodium channels. Curr. Opin. Nephrol. Hypertens. 3: 487-496.

96. RotinD., Bar-Sagi D., O'Brodovich H., Merilainen J., Lehto V.P., Canessa C.M., Rossier B.C., Downey G.P. 1994. An SH3 binding region in the epithelial Na+ channel (alpha rENaC) mediates its localization at the apical membrane. EMBO J. 13: 4440-4450.

97. Schild L. 2004. The epithelial sodium channel: from molecule to disease. Rev. Physiol. Biochem. Pharmacol. 151: 93-107.

98. Schild L., Schneeberger E., Gautschi L, Firsov D. 1997. Identification of amino acid residues in the a, (3, y subunits of the epithelial sodium channel (ENaC) involved in amiloride block and ion permeation. J. Gen. Physiol. 109: 15-26.

99. Segal A., Cucu D., Van D. W., Weber W.M. 2002. Rat ENaC expressed in Xenopus laevis oocytes is activated by cAMP and blocked by Ni2+. FEBS Lett. 515: 177-183.

100. Shumilina E.V., Negulyaev Y.A., Morachevskaya E.A., Hinssen H., Khaitlina. S.Y. 2003b. Regulation of sodium channel activity by capping of actin filaments. Mol. Biol. Cell. 14: 1709-1716.

101. Simons K., Ehehalt R. 2002. Cholesterol, lipid rafts, and disease. J. Clin, invest. 110: 597-603.

102. Simons K., Ikonen E. 1997. Functional rafts in cell membranes. Nature. 387: 569-572.

103. Simons K., van Meer G. 1988. Lipid sorting in epithelial cells. Biochemistry 27: 61976202.

104. Smith P.R., Saccomani G., Joe E.H., Angelides K.J., Benos D.J. 1991. Amiloride-sensitive sodium channel is linked to the cytoskeleton in renal epithelial cells. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 88: 6971-6975.

105. Snyder P.M., Cheng C., Prince L.S., Rogers J.C., Welsh M.J. 1998. Electrophysiological and biochemical evidence that DEG/ENaC cation channels are composed of nine subunits. J. Biol. Chem. 273: 681-684.

106. Spudich J.A., Watt S. 1971. The regulation of rabbit skeletal muscle contraction. 1. Biochemical studies of the interactions of the tropomyosin-troponin complex with actin and the proteolytic fragments of myosin. J. Biol. Chem. 246: 4866-4871.

107. Staruschenko A., Adams E., Booth R.E., Stockand J.D. 2005. Epithelial Na+ channel subunit stoichiometry. Biophys. J. 88: 3966-3975.

108. Staruschenko A., Medina J.L., Patel P., Shapiro M.S., Booth R.E., Stockand J.D. 2004. Fluorescence resonance energy transfer analysis of subunit stoichiometry of the epithelial Na+ channel. J. Biol. Chem. 279: 27729-27734.

109. Staruschenko A.V., Sitdarikova A.V., Negulyaev Y.A., Morachevskaya E.A. 2006. Magnesium permeation through mechanosensitive channels: single-current measurements. Cell Res. 16: 723-730.

110. Staruschenko A. V., Vedemikova E.A. 2002. Mechanosensitive cation channels in human leukemia cells: calcium permeation and blocking effect. J. Physiol. 541: 81-90.

111. Sudarikova A.V., Negulyaev Y.A., Morachevskaya E.A. 2006. Cholesterol depletion affects mechanosensitive channel gating coupled with F-actin rearrangement. Proceedings of the Physiological Society, London, 95P-96P.

112. Sudarikova A., Negulyaev Y.A., Morachevskaya E.A. 2009. Cholesterol depletion does not prevent actin-based activation of non-voltage-gated sodium channels. Abstracts of the Main meeting of the Physiological society, Dublin, 148-149.

113. Sundivakkam P.C., Kwiatek A.M., Sharma T.T., Minshall R.D., Malik A.B., Tiruppathi C. 2009. Caveolin-1 scaffold domain interacts with TRPC1 and IP(3)R3 to regulate Ca store release-induced Ca2+ entry in endothelial cells. Am. J. Physiol. 296: C403-C413.

114. Taverna E., Saba E., Rowe J., Francolini M., Clementi F., Rosa P. 2004. Role of lipid microdomains in P/Q-type calcium channel (Cav 2.1) clustering and function in presynaptic membranes. J. Biol. Chem. 279: 5127-5134.

115. Thomas C.P., Campbell J.R., Wright P.J., Husted R.F. 2004. cAMP-stimulated Na+ transport in H441 distal lung epithelial cells: role of PKA, phosphatidylinositol 3-kinase, and sgkl. Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. 287: L843-51.

116. Ugawa S., Yamamoto T., Ueda T., Ishida Y., Inagaki A., Nishigaki M., Shimada S. 2003. Amiloride-insensitive currents of the acid-sensing ion channel-2a (ASIC2a)/ASIC2b heteromeric sour-taste receptor channel. J. Neurosci. 23: 3616-3622.

117. Urbanik E., Ware B.R. 1989. Actin filament capping and cleaving activity of cytochalasins B, D, E, and H. Arch. Biochem. Biophys. 269: 181-187.

118. Van Renterghem C., Lazdunski M. 1991. A new non-voltage-dependent, epithelial-like Na+ channel in vascular smooth muscle cells. Pfliigers Arch. 419: 401-408.

119. Waldmann R., Champigny G., Bassilana F., Heurteaux C., Lazdunski M. 1997. A protongated cation channel involved in acid-sensing. Nature. 386: 173-177.

120. Waldmann R., Champigny G., Bassilana F., Voilley N., Lazdunski M. 1995. Molecular cloning and functional expression of a novel amiloride-sensitive Na+ channel. J. Biol. Chem. 270: 27411-27414.

121. Wang J., Zhang Z., Chou C„ Liang Y., Gu Y., Ma H. 2009. Cyclosporine stimulates the renal epithelial sodium channel by elevating cholesterol. Am. J. Physiol. 296: 284290.

122. WangX.L., Ye D., Peterson T.E., Cao S., Shah V.H., Katusic Z.S., Sieck G.C., Lee H.C. 2005. Caveolae targeting and regulation of large conductance Ca2+-activated K+ channels in vascular endothelial cells. J. Biol. Chem. 280: 11656-11664.

123. Weaver A.K., Olsen M.L., McFerrin M.B., Sontheimer H. 2007. BK channels are linked to inositol 1,4,5-triphosphate receptors via lipid rafts: a novel mechanism for coupling Ca2+. (i) to ion channel activation. J. Biol. Chem. 282: 31558-31568.

124. Wei S.P., Li X.Q., Chou C.F., Liang Y.Y., Peng J.B., Wamock D., Ma H.P. 2007. Membrane tension modulates the effects of apical cholesterol on the renal epithelial sodium channel. J. Membr. Biol. 220: 21-31.

125. West T.A., Blazer-Yost B.L. 2005. Modulation of basal and peptide hormone-stimulated Na+ transport by membrane cholesterol content in the A6 epithelial cell line. J. Cell. Physiol. Biochem. 16: 263-270.

126. Woodhull A.M. 1973. Ionic blockage of sodium channels in nerve. J. Gen. Physiol. 61: 687-708.

127. Xiong Z.-G., ChuX.-P., Simon R.P. 2006. Ca2+-permeable acid-sensing ion channels and ischemic brain injury. J. Membr. Biol. 209: 59-68.

128. Yang L.M., Rinke R., Korbmacher C. 2006. Stimulation of the epithelial sodium channel (ENaC) by cAMP involves putative ERK phosphorylation sites in the C termini of the channel's beta- and gamma-subunit. J. Biol. Chem. 281: 9859-68.

129. Yarbrough T.L., Lu T., Lee H-C., Shibata E.F. 2002. Localization of cardiac sodium channels in caveolin-rich membrane domains: regulation of sodium current amplitude. Circ. Res. 90:443-449.

130. Yeagle P.L. 1985. Cholesterol and the cell membrane. Biochim. Biophys. Acta. 822: 267-287.

131. Yermolaieva ()., Leonard A.S., Schnizler M.K., Abboud F.M., Welsh M.J. 2004. Extracellular acidosis increases neuronal cell calcium by activating acid-sensing ion channel la. PNAS. 101: 6752-6757.

132. Yin H.L., Janmey P.A. 2003. Phosphoinositide regulation of the actin cytoskeleton. Annu. Rev. Physiol. 65:761-789.

133. Zidovetzki R., Levitan I. 2007. Use of cyclodextrins to manipulate plasma membrane cholesterol content: evidence, misconceptions and control strategies. Biochim. Biophys. Acta 1768: 1311-1324.

134. Zuckerman J.B., Chen X., Jacobs J.D., Ни В., Kleyman T.R., Smith P.R. 1999. Association of the epithelial sodium channel with Apx and alpha-spectrin in A6 renal epithelial cells. J. Biol. Chem. 274: 23286-23295.

135. Вачугова Д.В., Морачевская E.A. 2009. Механочувствительность катионных каналов семейства DEG/ENaC. Цитология. 51 (10): 806-814.

136. Ведерникова Е.А., Максимов А.В., Негуляев IO.A. 1997. Функциональные свойства и цитоскелет-зависимая регуляция натриевых каналов в плазматической мембране лейкозных клеток. Цитология. 39 (12): 1142-1151.

137. Ведерникова Е.А., Максимов А.В., Негуляев Ю.А. 1999. Функциональная характеристика и молекулярная топология потенциал-независимых натриевых каналов. Цитология. 41 (8): 658-666.

138. Ведерникова Е.А., Негуляев, Ю.А. 1995. Новый тип натрий-селективных каналов в плазматической мембране невозбудимых клеток. Цитология. 37 (4): 364-365.

139. Марголис Л.Б, Бергельсон Л.Д. 1986. Липосомы и их взаимодействие с клетками. -М.: Наука. 240 с.

140. Мельницкая А.В., Крутецкая З.И., Лебедев О.Е. 2006. Структурно-функциональная организация транспорта Na+ в эпителиальных системах. I. Эпителиальные натриевые каналы. Цитология. 48 (10): 817-840.

141. Сударикова А.В., Морачевская Е.А., Негуляев Ю.А. 2006. Состояние кортикального актина в клетках К562 и U937 при частичной экстракции холестерина. Цитология. 48 (9): 803-804.

142. Сударикова A.B., Чубинский-Надеждин В.И., Негуляев Ю.А., Морачевская Е.А. 2009. Функциональные свойства натриевых каналов в клетках К562 после экстракции холестерина. Цитология. 51 (8): 676-683.