Исследование карбоангидразной активности фотосистемы 2 гороха тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.04, кандидат биологических наук Шитов, Александр Васильевич

• Шитов, Александр Васильевич
• кандидат биологических наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Шитов, Александр Васильевич

СОДЕРЖАНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Строение фотосистемы 2

1.1.1. Реакционный центр

1.1.2. «Ядерный» комплекс

1.1.3. Светособирающий комплекс

1.1.4. Водоокисляющий комплекс

Структурно функциональная организация водоокисляющего комплекса

Предполагаемые функции внешних белков водоокисляющего комплекса

1.2. Роль бикарбоната в функционировании фотосистемы 2 высших растений

1.2.1. Бикарбонатный эффект на препаратах фотосистемы 2

1.2.2. Стимулирующий эффект бикарбоната во время реконструкции водоокисляющего комплекса

1.2.3. Стабилизирующий эффект бикарбоната во время фото- и термоинактивации фотосистемы 2

1.3. Карбоангидразная активность фотосистемы 2

1.3.1. Карбоангидразная активность фотосистемы 2 высших растений и

её свойства

1.3.2. Карбоангидраза СаЬЗ одноклеточной водоросли

СЫатуйотопах гетИаг&И

1.3.3. Возможная взаимосвязь карбоангидразной активности и кислородвыделяющей активности в фотосистеме 2 высших растений

1.3.4. Носители карбоангидразной активности в фотосистеме

высших растений

Карбоангидразная активность «ядерного» комплекса

Отмывки солями и «внешняя» карбоангидразная активность

«Внутренняя» карбоангидразная активность фотосистемы 2

Предполагаемая карбоангидразная активность белка РзЬО

1.3.5. Возможные функции карбоангидразы (карбоангидраз) в фотосистеме 2

1.4. Карбоангидразы, их классификация, механизм функционирования, ингибирование

1.4.1. Многообразие и классификация карбоангидраз

1.4.2. Механизм катализа карбоангидраз

1.4.3. Краткие характеристики карбоангидраз разных классов

1.4.3.1. а-карбоангидразы

1.4.3.2. ¡}-карбоангидразы

/3-карбоангидразы первого типа

р-карбоангидразы второго типа

1.4.3.3. у-карбоангидразы

1.4.3.4. д-карбоангидразы

1.4.3.5. е-карбоангидразы

1.4.3.6. С-карбоангидразы

1.4.4. Основные физиологические роли карбоангидраз

1.4.5. Замена металлов в активном центре карбоангидраз

1.4.6. Ингибиторы карбоангидраз, их классификация и механизм действия

1.4.7. Влияние сульфаниламидных ингибиторов на карбоангидразы

разных классов

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

ГЛАВА 2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

2.1. Объекты исследования

2.2. Получение фракции растворимых белков цитоплазмы из листьев гороха

2.3. Выделение фрагментов тилакоидных мембран, обогащенных фотосистемой 2

2.4. Выделение фрагментов тилакоидных мембран, обогащенных фотосистемой 1

2.5. Выделение комплекса светособирающих белков фотосистемы 2

2.6. Получение безмарганцевых препаратов фотосистемы 2

2.7. Выделение реакционных центров фотосистемы 2

2.8. Получение и очистка белков РвЬО, РвЬР и РвЫ^

2.9. Приготовление растворов сульфаниламидных ингибиторов

2.10. Измерение концентрации белка

2.11. Измерение карбоангидразной активности

2.12. Измерение реакции Хилла

2.13. Удаление бикарбоната из препаратов

2.14. Измерение концентрации хлорофилла

2.15. Измерение скорости фотосинтетического выделения кислорода

2.16. Измерение фотоиндуцированных изменений выхода

флуоресценции хлорофилла

2.17. Электрофорез

2.18. Измерение концентрации ионов металлов (Мп, Ъп)

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Значимость карбоангидразной активности для фотосистемы 2

3.1.1. Выбор метода измерения карбоангидразной активности

3.1.2. Карбоангидразная активность фотосистемы 2

3.1.3. Ингибирование сульфаниламидными ингибиторами карбоангидразной активности фотосистемы 2

3.1.4. Влияние сульфаниламидных ингибиторов на фотосинтетическую

активность фотосистемы 2

3.1.4.1. Измерение реакции Хилла в присутствии сульфаниламидов

3.1.4.2. Измерение скорости выделения кислорода

в присутствии сульфаниламидов

3.1.4.3. Измерение фотоиндуцированных АФ в присутствии ацетазоламида и искусственных доноров электрона

3.1.5. Выяснение значения карбоангидразной активности для функционирования фотосистемы 2

3.2. Поиск ингибиторов карбоангидраз, подавляющих карбоангидразную

и фотосинтетическую активности фотосистемы 2

3.3. Карбоангидразная активность фотосистемы 2 и ее отдельных компонентов

3.3.1. Источники карбоангидразной активности в фотосистеме

и их характеристика

3.3.2. Влияние ингибиторов карбоангидраз на карбоангидразную активность различных препаратов, выделенных из фотосистемы 2

3.3.3. Влияние ионов двухвалентных металлов на карбоангидразоподобную активность внешних белков РэЬР и РэЬС)

3.3.4. Карбоангидразная активность белка РвЬО

3.3.4.1. Влияние ионов марганца на карбоангидразную активность белка РяЬ0

3.3.4.2. Влияние ингибиторов карбоангидраз и дитиотрейтола на карбоангидразную активность белка РзЬО

3.3.5. Содержание Мп и2пв полученных из фотосистемы 2 препаратах

3.4. Заключение: важная роль карбоангидразной активности для функционирования донорной стороны фотосистемы 2 высших растений

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

БЛАГОДАРНОСТИ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

АА ацетазоламид

АТФ аденозинтрифосфат

ВОК водоокисляющий комплекс

ДТ-20 фрагменты тилакоидных мембран, обогащенные фотосистемой 2 (выделенные с помощью детергентов дигитонина и Triton Х-100, согласно [Пронина с соавт., 2002])

ДХФИФ 2,6-дихлорфенолиндофенол

КА карбоангидраза(ы)

а(р, у, 5, б, Q-KA а(Р, у, 5, е, ^)-карбоангидраза(ы)

KA II (III, IV и т.д.) карбоангидраза изоформы II (III, IV и т.д.)

КА-активность карбоангидразная активность

КП-активность карбоангидразоподобная активность

Kd константа диссоциации

Ккат константа скорости ферментативной реакции

Ксв константа связывания

НАДФ никотинамидадениндинуклеотидфосфат

Пб80 первичный донор электрона в фотосистеме

ПААГ полиакриламидный гель

РЦ реакционный центр

ССК2 светособирающий комплекс 2 (относящийся к фотосистеме 2)

ТМФД N,N,N' ,N' -тетраметил-р-фенилендиамин

Фо начальный («темновой») уровень флуоресценции хлорофилла о

ДФ изменения выхода флуоресценции хлорофилла а

Фм сумма Фо плюс ДФ

Фео феофитин

ФС-1 фотосистема

ФС-2 фотосистема

Хл хлорофилл

ЭА этоксизоламид

ЭДТА этилендиаминтетраацетат

BBY фрагменты тилакоидных мембран, обогащенные фотосистемой

(выделенные согласно [Berthold et al., 1981])

ЕС50 концентрация вещества, необходимая для достижения 50%-ного эффекта

150 концентрация ингибитора, при которой активность фермента

подавляется наполовину

MES 2-(Ы-морфолино)этансульфоновая кислота

Tris 2-амино-2-гидроксиметил-пропан-1,3-диол

Qa и Qb первичный и вторичный хиноновые акцепторы электрона в фотосистеме

Yz аминокислотный остаток тирозина 161 белка D1 в фотосистеме

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Исследование карбоангидразной активности фотосистемы 2 гороха»

ВВЕДЕНИЕ

Фотосинтез (От греч. Photos - свет + Synthesis - соединение) - это один из величайших по значимости процессов на Земле, изменивший до неузнаваемости облик нашей планеты.

За счёт энергии Солнца, энергетически бедные вещества СО2 и НгО превращаются в богатые энергией продукты - углеводы, это важнейший путь химических реакций при фотосинтезе [Холл и Pao, 1983].

Для синтеза углеводов необходимы СО2, электроны и энергия. Углекислый газ поступает в клетку из окружающей среды, а приток электронов (в виде НАДФН) и энергия (в виде АТФ) обеспечивается работой цепи переноса электрона в тилакоидной мембране. В её состав входят три трансмембранных белковых комплекса (фотосистема 2, фотосистема 1 и цитохромный böf комплекс) и подвижные переносчики электрона (пластоцианин, ферредоксин и пул пластохинонов). Перенос электрона сопряжён с образованием градиента протонов и синтезом АТФ. У большинства фотосинтезирующих организмов источником электронов, поступающих в электрон-транспортную цепь, являются молекулы воды. При разложении воды в процессе фотосинтеза выделяется молекулярный кислород. В связи с этим данный процесс назван оксигенным фотосинтезом [Whitmarsh and Govindjee, 2002].

Оксигенный фотосинтез осуществляют как эукариоты (высшие и низшие растения, одноклеточные водоросли, некоторые простейшие), так и прокариоты (цианобактерии) [Холл и Pao, 1983]. У всех вышеназванных организмов фотосинтетическое окисление воды происходит в специализированном пигмент-белково-липидном комплексе, пронизывающем тилакоидные мембраны, - фотосистеме 2. Фотосистема 2 (ФС-2) - это единственный белковый комплекс, способный окислять воду и выделять молекулярный кислород.

Состав и структура белков фотосистемы 2 лучше изучены у цианобактерий (к настоящему времени получена рентгено-структурная модель этого комплекса с разрешением 1,9 Á [Umena et al., 2011]) и хуже для эукариотических организмов (проекционная модель меньшего разрешения - 5,5 Ä, на основе двумерных электронных фотографий [Büchel and Kühlbrandt, 2005]), что затрудняет идентификацию и точное определение положения отдельных аминокислот в белках и кофакторов фотосинтеза. Тем не менее, для ФС-2 эукариот определён состав основных кофакторов, участвующих в фотосинтетическом разложении воды и переносе электрона через ФС-2 [Nelson and Yocum, 2006; Croce and van Amerongen, 2011]. В ряде работ было убедительно показано,

что для функционирования как акцепторной, так и донорной стороны ФС-2 высших растений и одноклеточных водорослей важен ион бикарбоната [Wydrzynski and Govindjee, 1975; van Rensen et al„ 1988; Klimov et al., 1995a, 1995b; Villarejo et al., 2002; Shutova et al., 2008].

Если бикарбонат так важен для функционирования ФС-2, то в этом белковом комплексе должен присутствовать катализатор, ускоряющий обратимую реакцию преобразования СО2 + Н2О <-»• НСОз" + ЬТ^ [Stemler and Jursinic, 1983]. В природе широко распространены ферменты - карбоангидразы, выполняющие роль такого катализатора. В одноклеточной водоросли Chlamydomonas reinhardtii была обнаружена карбоангидраза (КА), Cah3, ассоциированная с ФС-2 [Karlsson et al., 1998]. Предполагается, что Cah3 ускоряет отвод протонов от водоокисляющего комплекса (ВОК), препятствуя закислению пространства внутри него и обеспечивая высокую скорость окисления воды в процессе фотосинтеза [Shutova et al., 2008]. Структура ФС-2 Chi, reinhardtii имеет ряд отличий от структуры ФС-2 высших растений (в особенности это касается структуры белков ВОК) [Enami et al., 2008]. Кроме того, Chi reinhardtii - это единственный организм, для которого показана значимость карбоангидразной активности (КА-активности) для функционирования ФС-2. Поэтому исследование КА-активности ФС-2 высших растений представляет значительный научный интерес. Эти исследования значительно расширят представление о функционировании ФС-2 и будут являться шагом к выяснению механизма окисления воды.

Многими исследователями было показано наличие КА-активности, ассоциированной с ФС-2 высших растений, таких как: арабидопсис, шпинат, горох, пшеница, кукуруза [Stemler, 1986; Lu and Stemler, 2002, 2007; Dai et al., 2002; Пронина с соавт., 2002; Moskvin et al, 1999, 2004; Lu et al., 2005; Руденко с соавт., 2006; Игнатова с соавт., 2006; Rudenko et al., 2007; McConnell et al., 2007; Ignatova et al., 2011]. Также были сделаны попытки определить, связаны ли КА- и фотосинтетическая активности ФС-2. Некоторые исследователи полагали, что КА-активность не связана с фотосинтетической активностью ФС-2 [Dai et al. 2002; McConnell 2007]. Однако в других работах были выдвинуты предположения о важности КА-активности для функционирования ФС-2 [Пронина с соавт., 2002; Lu et al., 2005; Lu and Stemler, 2007; Lazova et al., 2009]. К настоящему времени накоплено ещё недостаточно сведений, чтобы подтвердить или опровергнуть наличие взаимосвязи между карбоангидразной и функциональной активностью ФС-2 высших растений. Исследование данного вопроса и было целью нашей работы.

Одним из подходов к исследованию функции фермента является использование его ингибиторов [Swader and Jacobson, 1972]. На данный момент остаётся много неясных

вопросов, касающихся механизма функционирования ФС-2 и функций отдельных белков этого комплекса. Некоторые из этих вопросов могли бы быть решены с помощью ингибиторов, способных подавлять перенос электрона на определённых участках цепи переносчиков в ФС-2 и/или карбоангидразную активность. Таким образом, поиск новых ингибиторов фотосинтетической (карбоангидразной) активности представляет значительный научный интерес. Это также являлось целью нашей работы.

Важной проблемой в исследовании КА-активности ФС-2 является выявление белка (или группы белков), обладающего этой активностью. Ни один из известных белков ФС-2 высших растений не имеет гомологии с карбоангидразой Cah3 Chi. reinhardtii. КА-активностью в ФС-2 может обладать либо неизвестный до настоящего времени белок, либо известный белок, выполняющий другую функцию. Не исключено, что КА-активностью в ФС-2, может обладать комплекс состоящий из двух и более белковых субъединиц [Rudenko et al., 2007], как это показано для и у-КА. По результатам последних работ в этой области было выдвинуто предположение, что в ФС-2 существует два источника КА-активности: один из них ассоциирован с «ядерным» комплексом ФС-2; а другой связан с одним из внешних водорастворимых белков ВОК - белком PsbO [Lu and Stemler, 2007; Dai et al., 2002; Moskvin et al, 1999, 2004; Rudenko et al., 2007; McConnell et al., 2007; Ignatova et al., 2011]. Однако в ряде работ было показано, что белок PsbO не обладает КА-активностью [Пронина с соавт., 2002; McConnell et al., 2007;]. Таким образом, выявление источников КА-активности в ФС-2 является актуальной задачей, что и было предметом наших исследований.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Шитов, Александр Васильевич

выводы

1. На мембранных фрагментах фотосистемы 2 гороха, показано, что ингибитор карбоангидраз, ацетазоламид, вызывает (наряду с подавлением карбоангидразной активности фотосистемы 2) снижение скорости фотосинтетического переноса электрона в фотосистеме 2, которое частично снимается добавлением бикарбоната или искусственных доноров электрона. Эти данные свидетельствуют о важности карбоангидразной активности для функционирования донорной стороны фотосистемы 2 высших растений.

2. Выявлены новые ингибиторы а-карбоангидраз (содержащие сульфанильные и амидные группы). Среди них найдены вещества, способные подавлять как карбоангидразную, так и фотосинтетическую активность фотосистемы 2. Сходство эффектов ингибиторов карбоангидраз разной молекулярной структуры служит дополнительным доказательством значимости карбоангидразной активности для функционирования фотосистемы 2.

3. Карбоангидразная активность препаратов фотосистемы 2 слагается из карбоангидразной активности комплексов фотосистемы 2, лишённых гидрофильных белков, чувствительной к действию специфичных ингибиторов карбоангидраз, и карбоангидразоподобной активности белков РзЬО, РбЬР и РбЬС!, не чувствительной к действию этих ингибиторов.

4. Выявлено, что изолированный и очищенный от металлов белок РзЬР обладает карбоангидразоподобной активностью, которая значительно активируется в присутствии

Мп2+ и полностью подавляется ионами 1У^2+, что свидетельствует о специфичности

2+ действия Мп на карбоангидразоподобную активность белка РбЬР.

5. Белок РэЬО, очищенный от металлов, проявляет карбоангидразоподобную активность только в присутствии экзогенного Мп2+. Разрушение дисульфидной связи дитиотрейтолом приводит к потере Мп-индуцируемой карбоангидразоподобной активности белка РбЬО, что свидетельствует о необходимости нативной конформации белка для проявления этой активности.

6. Обнаруженная Мп-зависимая карбоангидразоподобная активность, характерная для белков РбЬО и РэЬР фотосистемы 2, не выявляется у других белков растений (белка РбЬС), фракции белков цитоплазмы, фотосистемы 1, светособирающего комплекса фотосистемы 2) и белков животных (цитохрома с, бычьего сывороточного альбумина) и проявляет свойства, не характерные для типичных карбоангидраз (необходимость присутствия Мп , нечувствительность к классическим ингибиторам карбоангидраз), что позволяет сделать предположение о том, что РбЬО и РбЬР могут представлять собой новый класс Мп-зависимых карбоангидраз.

3.4. ЗАКЛЮЧЕНИЕ: ВАЖНАЯ РОЛЬ КАРБОАНГИДРАЗНОЙ АКТИВНОСТИ ДЛЯ ФУНКЦИОНИРОВАНИЯ ДОНОРНОЙ СТОРОНЫ ФОТОСИСТЕМЫ 2 ВЫСШИХ РАСТЕНИЙ

Ионы бикарбоната являются важным компонентом ФС-2 высших растений [van Rensen and Klimov, 2005]. Однако, до настоящего времени остаётся неясным: связана ли обнаруженная в ФС-2 карбоангидразная активность с влиянием бикарбоната на эффективность фотохимических реакций.

Одним из подходов к исследованию значимости и функции ферментов является использование их специфичных ингибиторов [Swader and Jacobson, 1972]. В нашей работе были проведены исследования значимости карбоангидразной активности для функционирования ФС-2 с использованием разных ингибиторов карбоангидраз (ацетазоламида, этоксизоламида и химических соединений, содержащих сульфанильные и амидные группы). Преимуществом нашей работы, по сравнению с опубликованными ранее, является то, что мы исследовали действие ингибиторов на карбоангидразную активность и скорость переноса электрона (определяемую реакцией Хилла, скоростью фотосинтетического выделения О2 и скоростью нарастания фотоиндуцированных АФ) на одном и том же препарате ФС-2 - ВВУ-частицах.

Впервые было показано, что ингибиторы карбоангидраз подавляют как карбоангидразную, так и фотосинтетическую активность ФС-2. Было выявлено, что при pH 6,5, этоксизоламид менее эффективно, чем ацетазоламид, подавляет фотосинтетическую активность ФС-2, что связано с его низкой растворимостью в водном растворе и невысоким содержанием в нём депротонированной формы ингибитора (именно депротонированная форма сульфаниламидов эффективно подавляет карбоангидразную активность карбоангидраз). Кроме того, было показано, что ингибирующее действие ацетазоламида на фотосинтетическую активность уменьшается в присутствии искусственных доноров электрона - ферроцианида и тетраметилфенилендиамина, это свидетельствует об ингибирующем действии ацетазоламида на перенос электрона на донорной стороне ФС-2.

Очень важно, что ингибирующее действие ацетазоламида на фотосинтетическую активность также уменьшается в присутствии экзогенно добавленного бикарбоната. Этот факт является подтверждением того, что ацетазоламид ингибирует перенос электрона на донорной стороне ФС-2 и что подавление ингибитором фотосинтетической активности связано с уменьшением карбоангидразной активности ФС-2. Полученные нами данные свидетельствуют о значимости карбоангидразной активности для обеспечения эффективного фотосинтетического переноса электрона (приводящего к выделению О2) на донорной стороне ФС-2. Предполагается, что карбоангидразная активность необходима для поддержания концентрации бикарбоната, участвующего в акцептировании протонов в процессе фотосинтетического окисления воды.

В настоящее время наличие карбоангидразной активности в ФС-2 высших растений (горох, шпинат, пшеница, кукуруза) показано многими исследователями и не должно вызывать сомнений. Но пока неясно, какова природа носителя карбоангидразной активности в ФС-2. Им может быть один (или несколько) из известных белков ФС-2, обладающий неизвестной ранее функцией (карбоангидразной активностью), или неизвестный белок. Принимая во внимание значимость карбоангидразной активности для функционирования донорной стороны ФС-2, особое внимание было уделено исследованию карбоангидразной активности внешних водорастворимых белков водоокисляющего комплекса.

Впервые было показано, что белки РвЬР и РбЬС! обладают карбоангидразной активностью и что она не подавляется известными ингибиторами карбоангидраз -ацетазоламидом и этоксизоламидом (поэтому карбоангидразная активность этих белков была названа «карбоангидразоподобной»). Было выявлено, что КП-активность фракции белков РбЬР и РзЬС^ специфично активируется ионами Мп2+ и что эта стимуляция обусловлена стимуляцией КП-активности белка РбЬР.

Также было показано, что полученный нами препарат белка РбЫЭ не содержал Мп и не проявлял карбоангидразную активность до тех пор, пока Мп2+ не добавляли в реакционную среду. Ни АА, ни ЭА не подавляли карбоангидразную активность белка

2+

РбЬО, которая появляется в присутствии Мп . Это является существенным свойством карбоангидразной активности белка РвЬО, отличающим ее от карбоангидразной активности классических карбоангидраз, поэтому гидратазную карбоангидразную активность этого белка также можно назвать «карбоангидразоподобной». В результате исследования зависимости КП-активности белка РбЬО от концентрации Мп2+ установлено,

2+ что оптимальная для проявления КП-активности концентрация Мп составляет ~1 мМ, тогда как 50%-ное увеличение КП-активности наблюдается при 670 мкМ. Эта величина в 15 раз выше концентрации Мп , которая необходима для 50%-ной активации КП-активности у фракции белков РбЬР и РбЬС^. Было выявлено, что после обработки белка РбЬО дитиотрейтолом (разрушающим дисульфидную связь в молекуле белка) препарат не проявляет Мп-зависимую КП-активность. Предполагается, что эта активность зависит от сохранения нативной конформации белка.

Обнаруженная нами Мп2+-зависимая КП-активность, характерная для белков РбЬО и РбЬР фотосистемы 2, не выявляется у других белков растений (белок РбЬС), фракция белков цитоплазмы, фотосистема 1, светособирающий комплекс ФС-2) и животных (цитохром с, бычий сывороточный альбумин) и проявляет свойства, не характерные для типичных карбоангидраз (необходимость присутствия Мп2+, нечувствительность к классическим ингибиторам карбоангидраз). Эти факты позволяют предположить, что РбЬО и РбЬР представляют собой новый класс Мп-зависимых карбоангидраз.

Также были подтверждены опубликованные ранее данные о том, что препарат ФС-2, лишённый белков РбЬО, РэЬР и РбЬС^, обладает карбоангидразной активностью, и впервые было показано, что эта активность полностью подавляется ингибиторами карбоангидраз ацетазоламидом и этоксизоламидом. Таким образом, препарат ФС-2, лишенный гидрофильных белков ВОК, проявляет свойства, характерные для известных карбоангидраз. Предполагается, что один (или несколько) белков «ядерного» комплекса ФС-2 могут быть карбоангидразой, близкой по строению к а-, р- или у-карбоангидразам.

Итак, показано, что ФС-2 имеет как минимум четыре носителя карбоангидразной активности: субмембранные препараты ФС-2, лишенные трех гидрофильных белков, а также каждый из гидрофильных белков РвЬО, РэЬР и РэЬС) водоокисляющего комплекса.

Роль обнаруженных носителей карбоангидразной активности, находящихся в люменальной части ФС-2, в непосредственной близости к ВОК, может быть важна для фотосинтетического окисления воды, подобно функциональной активности карбоангидразы саЬЗ, обнаруженной ранее в составе «ядерного» комплекса ФС-2 клеток С. геткагйШ и необходимой (наряду с анионом бикарбоната) для формирования, стабилизации и функционирования Мп2+-содержащего водоокисляющего комплекса [УШаге]о е1 а1., 2002; БЬШоуа ег а1., 2008].

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Шитов, Александр Васильевич, 2013 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Теннис Р.Б. (1997) Очистка мембранных белков. В кн.: Биомембраны: молекулярная структура и функции. М.: Мир, с. 111.

Гланц С. (1999) Сравнение двух групп: критерий Стьюдента. В кн.: Медико-биологическая статистика. М.: Практика, с. 95.

Иванов Б.Н., Игнатова Л.К., Романова А.К. (2007). Разнообразие форм и функций карбоангидразы высших наземных растений. Физиология растений 54, 165-185.

Игнатова Л.К., Руденко H.H., Христин М.С., Иванов Б.Н. (2006) Гетерогенная природа карбоангидразной активности тилакоидных мембран. Биохимия 71, 651-659.

Калинина Ю.В. (2008) Исследование структурно-функциональных свойств люменальных белков PsbO и СаЬЗ фотосистемы 2 растений. Институт фундаментальных проблем биологии РАН, Пущино.

Климов В.В., Аллахвердиев С.И., Деметер Ш., Красновский A.A. (1979) Фотовосстановление феофитина в фотосистеме 2 хлоропластов в зависимости от окислительно-восстановительного потенциала среды. Докл. АН СССР 249, 227-230.

Климов В.В. (1996) Окисление воды и выделение молекулярного кислорода при фотосинтезе. Соросовский образовательный журнал, 9-12.

Комарова Ю.М., Доман Н.Г., Шапошников Г.Л. (1982) Две формы карбонагидрзы из хлоропластов бобов. Биохимия 47, 1027-1034.

Куприянова Е.В., Пронина H.A. (2011) Карбоангидраза - фермент, преобразивший биосферу. Физиология растений 58, № 2, 163-176.

Остроумов Е.Е., Фадеев В.В., Христин М.С., Пащенко В.З., Тусов В.Б. (2007) Флуоресцентные характеристики и фотофизические параметры агрегатов светособирающих хлорофилл a/b-комплексов. Биофизика 52, 855-860

Пронина H.A. (2000) Организация и физиологическая роль СОг-концентрирующего механизма при фотосинтезе микроводорослей. Физиология растений 47, 801-810.

Пронина H.A., Аллахвердиев С.И., Куприянова Е.В., Клячко-Гурвич Г.Л., Климов В.В. (2002) Локализация карбоангидразы в субхлоропластных частицах гороха. Физиология растений 49, 431 -439.

Пронина H.A., Клячко-Гурвич Г.Л., Ладыгин В.Г., Семененко В.Е. (1990) Активность карбоангидразы у мутантов Chlamydomonas reinhardtii с различной организацией фотохимических систем хлоропластов. Физиология растений 37, 899-906.

Пронина H.A., Семененко В.Е. (1984) Локализация мембраносвязанной и растворимой форм карбоангидразы в клетках хлореллы. Физиология растений 31, 241-251.

Руденко Н.Н., Игнатова Л.К., Каморницкая В.Б., Иванов Б.Н. (2006) Присутствие нескольких карбоангидраз в тилакоидах листьев гороха. Доклады академии наук: биохимия, биофизика, молекулярная биология 408, 1-4.

Семененко В.Е., Аврамова С., Георгиев Д., Пронина Н.А. (1977) Сравнительное изучение активности и локализации карбоангидразы в клетках Chlorella и Scenedesmus. Физиология растений 24, 1055-1059.

Холл Д. и Рао К. (1983) Значение и роль фотосинтеза. В кн.: Фотосинтез. М.: Мир, с. 1112.

Христин М.С., Никитишена О.В., Смолова Т.Н., Застрижная О.М. (1997) Экстракция функционально активных пигмент-белковых комплексов фотосистемы 2 из тилакоидов гороха и их очистка на сефарозе ДЕАЕ6Б. Биологические мембраны 14, 133-141.

Шувалов В.А., Климов В.В., Красновский А.А. (1976) Исследование первичных фотопроцессов в легких фрагментах хлоропластов. Молекулярная биология 10, 326339.

Allakhverdiev S.I., Yruela I., Picorel R. and Klimov V.V. (1997) Bicarbonate is an essential constituent of the water-oxidizing complex of photosystem II. Proceedings of the National Academy of Sciences U SA 94, 5050-5054.

Allakhverdiev S.I., Tomo Т., Shimada Y„ Kindo H., Nagao R., Klimov V.V., Mimuro M. (2010) Redox potential of pheophytin a in photosystem II of two cyanobacteria having the different special pair chlorophylls. Proceedings of the National Academy of Sciences USA 107, №8, 3924-3929.

Allen J.F. (1992) Protein phosphorylation in regulation of photosynthesis. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics 1098, 275-335.

Arnon D.I. (1949) Copper Enzymes in Isolated Chloroplasts. Polyphenoloxidase in Beta vulgaris. Plant Physiology 24, 1-15.

Badger M.R. and Price G.D. (1994) The role of carbonic anhydrase in photosynthesis. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology № 45, 369-393.

Baranov S.V., Ananyev G.M., Klimov V.V. and Dismukes G.C. (2000) Bicarbonate accelerates assembly of the inorganic core of the water-oxidizing complex in manganese-depleted photosystem II: a proposed biogeochemical role for atmospheric carbon dioxide in oxygenic photosynthesis. Biochemistry 39, 6060-6065.

Baranov S.V., Tyryshkin A.M., Katz D., Dismukes G.C., Ananyev G.M. and Klimov V.V. (2004) Bicarbonate is a native cofactor for assembly of the manganese cluster of the photosynthetic water oxidizing complex. Kinetics of reconstitution of 02 evolution by photoactivation. Biochemistry 43, 2070-2079.

Berthold D.A., Babcock G.T. and Yocum C.F. (1981) A highly resolved, oxygen-evolving photosystem II preparation from spinach thylakoid membranes: EPR and electron-transport properties.FEBS Letters 134, 231-234.

Bondarava N., Beyer P. and Krieger-Liszkay A. (2005) Function of the 23 kDa extrinsic protein of Photosystem II as a manganese binding protein and its role in photoactivation. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics 1708, 63-70.

Bondarava N., Un S. and Krieger-Liszkay A. (2007) Manganese binding to the 23 kDa extrinsic protein of Photosystem II. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics 1767, 583-588.

Bricker T.M. and Frankel L.K. (2011) Auxiliary functions of the PsbO, PsbP and PsbQ proteins of higher plant Photosystem II: a critical analysis. J. Photochemistry and Photobiology B. Biology 104, 165-178.

Bricker T.M. and Ghanotakis D.F. (1996) Introduction to oxygen evolution and the oxygen-evolving complex. In Ort D.R. and Yocum C.F. (Eds.) Oxygenic photosynthesis: the light reactions, Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, pp. 113-136.

Buchel C. and Kiihlbrandt W. (2005) Structural differences in the inner part of Photosystem II between higher plants and cyanobacteria. Photosynthesis Research 85, 3-13.

Bukhov N.G., Govindachary S., Egorova E.A., Joly D. and Carpentier R. (2003) N,N,N',N'-tetramethyl-p-phenylenediamine initiates the appearance of a well-resolved I peak in the kinetics of chlorophyll fluorescence rise in isolated thylakoids. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics 1607, 91-96.

Diner B.A. and Petrouleas V. (1990) Formation by NO of nitrosyl adducts of redox components of the Photosystem II reaction center. II. Evidence that HCO37CO2 binds to the acceptor-side non-heme iron. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics 1015, 141-149.

Caffarri S., Kouril R., Kereiche S., Boekema E.J. and Croce R. (2009) Functional architecture of higher plant photosystem II supercomplexes. EMBO Journal 28, 3052-3063.

Calderone V., Trabucco M., Vujicic A., Battistutta R., Giacometti G.M., Andreucci F., Barbato R. and Zanotti G. (2003) Crystal structure of the PsbQ protein of photosystem II from higher plants. EMBO Reports 4, 900-905.

Commet A., Boswell N., Yocum C.F. and Popelka H. (2012) pH Optimum of the Photosystem II H2O Oxidation Reaction: Effects of PsbO, the Manganese-Stabilizing Protein, CI" Retention, and Deprotonation of a Component Required for O2 Evolution Activity. Biochemistry 51, 3808-3818.

Croce R. and van Amerongen H. (2011) Light-harvesting and structural organization of Photosystem II: From individual complexes to thylakoid membrane. Journal of Photochemistry andPhotobiology B: Biology 104, 142-153.

Dai X., Yu Y., Zhang R., Yu X., He P. and Xu C. (2001) Relationship among Photosystem II carbonic anhydrase, extrinsic polypeptides and manganese cluster. Chinese Science Bulletin 46, 406-408.

Eaton-Rye J.J. and Govindjee (1988) Electron transfer through the quinone acceptor complex of photosystem II after one or two actinic flashes in bicarbonatedepleted spinach thylakoid membranes. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics 935, 248-257.

Enami I., Kamino K., Shen J.-R., Satoh K. and Katoh S. (1989) Isolation and characterization of Photosystem II complexes which lack light-harvesting chlorophyll a/b proteins but retain three extrinsic proteins related to oxygen evolution from spinach. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics 977, 33-39.

Enami I., Okumura A., Nagao R., Suzuki T., Iwai M. and Shen J.-R. (2008) Structures and functions of the extrinsic proteins of photosystem II from different species. Photosynthesis Research 98, 349-363.

Ferreira K.N., Iverson T.M., Maghlaoui K., Barber J. and Iwata S. (2004) Architecture of the photosynthetic oxygen-evolving center. Science 303, 1831-1838.

Ferry J.G. (2010) The y class of carbonic anhydrases. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) -Proteins andProteomics 1804, 374-381.

Ford R.C. and Evans M.C.W. (1983) Isolation of a photosystem 2 preparation from higher plants with highly enriched oxygen evolution activity. FEBS Letters 160, 159-164.

Granero G.E., Longhi M.R., Becker C., Junginger H.E., Kopp S., Midha K.K., Shah V.P., Stavchansky S., Dressman J.B. and Barends D.M. (2008) Biowaiver monographs for immediate release solid oral dosage forms: acetazolamide. Journal of Pharmaceutical Sciences 97, 3691-3699.

Guskov A., Kern J., Gabdulkhakov A., Broser M., Zouni A. and Saenger W. (2009) Cyanobacterial photosystem II at 2.9-A resolution and the role of quinones, lipids, channels and chloride. Nature Structural & Molecular Biology 16, 334-342

Hillier W., McConnell I., Badger M.R., Boussac A., Klimov V.V., Dismukes G.C. and Wydrzynski T. (2006) Quantitative assessment of intrinsic carbonic anhydrase activity and the capacity for bicarbonate oxidation in photosystem II. Biochemistry 45, 20942102.

Hurt J.D., Tu C., Laipis P.J. and Silverman D.N. (1997) Catalytic Properties of Murine Carbonic Anhydrase IV. The journal of biological chemistry 272, 13512-13518.

Ignatova L.K., Rudenko N.N., Mudrik V.A., Fedorchuk T.P. and Ivanov B.N. (2011) Carbonic anhydrase activity in Arabidopsis thaliana thylakoid membrane and fragments enriched with PSI or PSII. Photosynthesis Research 110, 89-98.

Irrgang K.D., Boekema E.J., Vater J. and Renger G. (1988) Structural determination of the photosystem II core complex from spinach. European Journal of Biochemistry 178, 209217.

Kang D., Gho Y.S., Suh M. and Kang C. (2002) Highly Sensitive and Fast Protein Detection with Coomassie Brilliant Blue in Sodium Dodecyl Sulfate-Polyacrylamide Gel Electrophoresis. Bulletin of the Korean Chemical Society 23, 1511-1512.

Karlsson J., Clarke A.K., Chen Z.Y., Hugghins S.Y., Park Y.I., Husic H.D., Moroney J.V. and Samuelsson G. (1998) A novel alpha-type carbonic anhydrase associated with the thylakoid membrane in Chlamydomonas reinhardtii is required for growth at ambient C02. EMBO Journal 17, 1208-1216.

Karlsson J., Hiltonen T., Husic H.D., Ramazanov Z. and Samuelsson G. (1995) Intracellular carbonic anhydrase of Chlamydomonas reinhardtii. Plant Physiology 109, 533-539.

Khristin M.S., Ignatova L.K., Rudenko N.N., Ivanov B.N. and Klimov V.V. (2004) Photosystem II associated carbonic anhydrase activity in higher plants is situated in core complex. FEBSLetters 577, 305-308.

Kimber M.S. and Pai E.F. (2000) The active site architecture of Pisum sativum (3-carbonic anhydrase is a mirror image of that of a-carbonic anhydrases. EMBO Journal 15, 23232330.

Kisel W. and Graf G. (1972) Purification and characterization of carbonic anhydrase from Pisum sativum. Phytochemistry, № 11, 113-117.

Klimov V.V., Allakhverdiev S.I., Baranov S.V. and Feyziev Y.M. (1995a) Effects of bicarbonate and formate on the donor side of Photosystem 2. Photosynthesis Research 46, 219-225.

Klimov V.V., Allakhverdiev S.I., Feyziev Y.M. and Baranov S.V. (1995b) Bicarbonate requirement for the donor side of photosystem II. FEBS Letters 363, 251-255.

Klimov V.V., Allakhverdiev S.I., Nishiyama Y., Khorobrykh A.A. and Murata N. (2003) Stabilization of the oxygen-evolving complex of photosystem II by bicarbonate and glycinebetaine in thylakoid and subthylakois preparations. Functional Plant Biology 30, 797-803.

Klimov V.V., Allakhverdiev S.I., Shuvalov V.A. and Krasnovsky A.A. (1982) Effect of extraction and re-addition of manganese on light reactions of photosystem-II preparations. FEBS Letters 148, 307-312.

Klimov V.V. and Baranov S.V. (2001) Bicarbonate requirement for the water-oxidizing complex of photosystem II. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics 1503, 187-196.

Klimov V.V., Baranov S.V. and Allakhverdiev S.I. (1997a) Bicarbonate protects the donor side of photosystem II against photoinhibition and thermoinactivation. FEBS Letters 418, 243-246.

Klimov V.V., Hulsebosch R.J., Allakhverdiev S.I., Wincencjusz H., van Gorkom H.J. and Hoff A.J. (1997b) Bicarbonate may be required for ligation of manganese in the oxygen-evolving complex of photosystem II. Biochemistry 36, 16277-16281.

Kozlov Yu.N., Zharmukhamedov S.K., Tikhonov K.G., Dasgupta J., Kazakova A.A., Dismukes G.Ch. and Klimov V.V. (2004) Oxidation potentials and electron donation to photosystem II of manganese complexes containing bicarbonate and carboxylate ligands. Physical Chemistry Chemical Physics 6, 4905-4911.

Laemmli U.K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature 227, 680-685.

Lazova G., Naidenova N., Ignatova L. and Stefanov D. (2009) A pea mutant (costata) expressing higher activity in thylakoid membrane-bound carbonic anhydrase alters PSII downregulation mechanisms. Cell Biology International 33, 867-873.

Lee Ch.-I. and Brudvig G.W. (2004) Investigation of the Functional Role of Ca2+ in the Oxygen-

Evolving Complex of Photosystem II: A pH-Dependence Study of the Substitution of

2+ 2+

Ca by Sr . Journal of the Chinese Chemical Society 51, 1221-1228.

Lewis R.A., Schoenwald R.D., Eller M.G., Barfknecht C.F. and Phelps C.D. (1984) Ethoxzolamide analogue gel. Archives of Ophthalmology 102, 1821-1824.

Lowry D., Rosenbrough N., Farr L. and Randall R. (1951) Protein measurement with the folin phenol reagent. The Journal of Biological Chemistry 193, 265-275.

Lu Y.K. and Stemler A.J. (2002) Extrinsic photosystem II carbonic anhydrase in maize mesophyll chloroplasts. Plant Physiology 128, 643-649.

Lu Y.K. and Stemler A.J. (2007) Differing responses of the two forms of photosystem II carbonic anhydrase to chloride, cations, and pH. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) -Bioenergetics 1767, 633-638.

Lu Y.K., Theg S.M. and Stemler A.J. (2005) Carbonic anhydrase activity of the photosystem II OEC33 protein from pea. Plant and Cell Physiology 46, 1944-1953.

McConnell I.L., Badger M.R., Wydrzynski T. and Hillier W. (2007) A quantitative assessment of the carbonic anhydrase activity in photosystem II. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics 1767, 639-647.

Mende D., and Wiessner W. (1985) Bicarbonate in vivo requirement of photosystem II in the green alga Chlamydobotrys stellata. Journal of Plant Physiology 118, № 3, 259-266.

Miyao M. and Murata N. (1983) Partial disintegration and reconstitution of the photosynthetic oxygen evolution system. Binding of 24 kilodalton and 18 kilodalton polypeptides. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics 725, 87-93.

Moroney J.V., Bartlett S.G. and Samuelsson G. (2001) Carbonic anhydrases in plants and algae. Plant, Cell & Environment 24, 141-153.

Moroney J.V., Ma Y., Frey W.D., Fusilier K.A., Pham T.T., Simms T.A., DiMario R.J., Yang J. and Mukherjee B. (2011) The carbonic anhydrase isoforms of Chlamydomonas reinhardtii: intracellular location, expression, and physiological roles. Photosynthesis Research 109, 133-149.

Moskvin O.V., Razguljayeva A.Y., Shutova T.V., Khristin M.S., Ivanov B.N. and Klimov V.V. (1999) Carbonic anhydrase activity of different Photosystem II preparations. In: Garab G. (ed.) Photosynthesis: Mechanism and Effects, Vol. 2, pp. 1201-1204. Kluver Academic Publishers, Dordrecht.

Moskvin O.V., Shutova T.V., Khristin M.S., Ignatova L.K., Villarejo A., Samuelsson G., Klimov V.V. and Ivanov B.N. (2004) Carbonic anhydrase activities in pea thylakoids. Photosynthesis Research 79, 93-100.

Nelson N. and Yocum C.F. (2006) Structure and Function of Photosystems I and II. The Annual Review of Plant Biology 57, 521-565.

Oh-oka H., Tanaka S., Wada K., Kuwabara T. and Murata N. (1986) Complete amino acid sequence of 33 kDa protein isolated from spinach photosystem II particles. FEBS Letters 197, 63-66.

Ono T.-A. and Inoue Y. (1983) Mn-preserving extraction of 33-, 24- and 16-kDa proteins from 02-evolving PS II particles by divalent salt-washing. FEBS Letters 164, 255-260.

Park Y.-I., Karlsson J., Rojdestvenski I., Pronina N., Klimov V., Oquist G. and Samuelsson G. (1999) Role of a novel photosystem II-associated carbonic anhydrase in photosynthetic carbon assimilation in Chlamydomonas reinhardtii. FEBS Letters 444, 102-105.

Pronina N.A., Borodin V.V. (1993) CC^-stress and СОг-concentration mechanism: Investigation by means of photosystem-deficient and carbonic anhydrase-deficient mutants of Chlamydomonas reinhardtii. Photosynthetica 28, 515-522.

Rami M., Cecchi A., Montero J.-L., Innocenti A., Vullo D., Scozzafava A., Winum J.-Y. and Supuran C.T. (2008) Carbonic anhydrase inhibitors: design of membrane-impermeant copper(II) complexes of DTPA-, DOTA-, and TETA-tailed sulfonamides targeting the tumor-associated transmembrane isoform IX. ChemMedChem 3, 1780-1788.

Robinson H.H. and Yocum C.F. (1980) Cyclic photophosphorylation reactions catalyzed by ferredoxin, methyl viologen and anthraquinone sulfonate. Use of photochemical reactions to optimize redox poising. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics 590, 97106.

Rowlett R.S. (2010) Structure and catalytic mechanism of the beta-carbonic anhydrases. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Proteins and Proteomics 1804, 362-373.

Rudenko N.N., Ignatova L.K. and Ivanov B.N. (2007) Multiple sources of carbonic anhydrase activity in pea thylakoids: soluble and membrane-bound forms. Photosynthesis Research 91, 81-89.

Schiller H. and Dau H. (2000) Preparation protocols for high-activity photosystem II membrane particles of green algae and higher plants, pH dependence of oxygen evolution and comparison of the S2-state multiline signal by X-band EPR spectroscopy. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology 55, 138-144.

Shelaev I.V., Gostev F.E., Vishnev M.I., Shkuropatov A.Y., Ptushenko V.V., Mamedov M.D., Sarkisov O.M., Nadtochenko V.A., Semenov A.Y. and Shuvalov V.A. (2011) P6so (PD1PD2) and Chloi as alternative electron donors in photosystem II core complexes and isolated reaction centers. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology 104, 44-50.

Shingles R. and Moroney J.V. (1997) Measurement of carbonic anhydrase activity using a sensitive fluorometric assay. Analytical Biochemistry 252, 190-197.

Shutova Т., Irrgang K., Klimov V.V. and Renger G. (2000) Is the manganese stabilizing 33 kDa protein of photosystem II attaining a 'natively unfolded' or 'molten globule' structure in solution? FEBS Letters 467, 137-140.

Shutova T., Irrgang K.D., Shubin V., Klimov V.V. and Renger G. (1997) Analysis of pH-induced structural changes of the isolated extrinsic 33 kilodalton protein of photosystem II. Biochemistry 36, 6350-6358.

Shutova T., Kenneweg H., Buchta J., Nikitina J., Terentyev V., Chernyshov S., Andersson B., Allakhverdiev S.I., Klimov V.V., Dau H., Junge W. and Samuelsson G. (2008) The photosystem II-associated Cah3 in Chlamydomonas enhances the O2 evolution rate by proton removal. EMBO Journal 27, 782-791.

Shutova T., Nikitina J., Deikus G., Andersson B., Klimov V. and Samuelsson G. (2005) Structural dynamics of the manganese-stabilizing protein-effect of pH, calcium, and manganese. Biochemistry 44, 15182-15192.

Smith K.S. and Ferry J.G. (1999) A plant-type (beta-class) carbonic anhydrase in the thermophilic methanoarchaeon Methanobacterium thermoautotrophicum. Journal of Bacteriology 181, 6247-6253.

Smith K.S., Cosper N.J., Stalhandske C., Scot R.A. and Ferry J.G. (2000) Structural and kinetic characterization of an archaeal beta-class carbonic anhydrase. Journal of Bacteriology 182, 6605-6613.

Smith K.S. and Ferry J.G. (2000) Prokaryotic carbonic anhydrases. FEMS Microbiology Reviews 24, 335-366.

So A. and Espie G.S. (2005) Cyanobacterial carbonic anhydrases. Canadian Journal of Botany 83, 721-734.

Stemler A. (1986) Carbonic anhydrase associated with thylakoids and Photosystem II particles from maize. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics 850, 97-107.

Stemler A. (1997) The case for chloroplast thylakoid carbonic anhydrase Physiologia Plantarum 99, 348-353.

Stemler A. and Govindjee (1973) Bicarbonate ion as a critical factor in photosynthetic oxygen evolution. Plant Physiology 52, 119-123.

Stemler A. and Jursinic P. (1983) The effects of carbonic anhydrase inhibitors formate, bicarbonate, acetazolamide, and imidazole on photosystem II in maize chloroplasts. Archives of Biochemistry and Biophysics 221, 227-237.

Stirbet A. and Govindjee (2011) On the relation between the Kautsky effect (chlorophyll a fluorescence induction) and Photosystem II: Basics and applications of the OJIP fluorescence transient. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology 104, 236257.

Supuran C.T. (2004) Carbonic Anhydrases: Catalytic and Inhibition Mechanisms, Distribution and Physiological Roles. In: Supuran C.T., Scozzafava A. and Conway J. (eds) Carbonic Anhydrase: Its Inhibitors and Activators, pp. 1-24. CRC Press, LLC, Boca Raton, Florida.

Supuran C.T. (2008) Carbonic anhydrases: novel therapeutic applications for inhibitors and activators. Nature Reviews Drug Discovery 7, 168-181

Supuran C.T. (2011) Carbonic anhydrase inhibition with natural products: novel chemotypes and inhibition mechanisms. Molecular Diversity 15, 305-316.

Swader J.A. and Jacobson B.S. (1972) Acetazolamide inhibition of photosystem II in isolated spinach chloroplast. Phytochemistry 11, 65-70.

Tanaka S., Kawata Y., Wada K. and Hamaguchi K. (1989) Extrinsic 33-kilodalton protein of spinach oxygen-evolving complexes: kinetic studies of folding and disulfide reduction. Biochemistry 28, 7188-7193.

Tanaka S. and Wada K. (1988) The status of cysteine residues in the extrinsic 33 kDa protein of spinach photosystem II complexes. Photosynthesis Research 17, 255-266.

Tiwari A., Kumar P., Singh S. and Ansari S.A. (2005) Carbonic anhydrase in relation to higher plants. Photosynthetica 43, 1-11.

Tripp B.C., Bell C.B., Cruz F., Krebs C. and Ferry J.G. (2004) A role for iron in an ancient carbonic anhydrase. The Journal of Biological Chemistry 279, 6683-6687.

Tripp B.C., Smith K. and Ferry J.G. (2001) Carbonic Anhydrase: New Insights for an Ancient Enzyme. The Journal of Biological Chemistry 276, 48615-48618.

Tu C., Wynns G.C. and Silverman D.N. (1981) Inhibition by cupric ions of 180 exchange catalyzed by human carbonic anhydrase II. Relation to the interaction between carbonic anhydrase and hemoglobin. The Journal of Biological Chemistry 256, 9466-9470.

Umena Y., Kawakami K., Shen J.R. and Kamiya N. (2011) Crystal structure of oxygen-evolving photosystem II at a resolution of 1.9 A. Nature 473, 55-60.

Vaklinova S.G., Goushtina L.M. and Lazova G.N. (1982) Carboanhydrase activity in chloroplasts and chloroplast fragments. Comptes rendus de V Academie bulgare des Sciences 35, 1721-1724.

van Leeuwen P.J., Nieveen M.C., van de Meent E.J., Dekker J.P. and van Gorkom H.J. (1991) Rapid and simple isolation of pure photosystem II core and reaction center particles from spinach. Photosynthesis Research 28, 149-153.

van Rensen J.J.S. and Klimov V.V. (2005) Bicarbonate Interactions. In: Wydrzynski T. J. and Satoh K. (eds) Photosystem II - The Light-Driven Water: Plastoquinone Oxidoreductase, pp. 329-345. Springer, Dordrecht, The Netherlands.

van Rensen J.J.S., Tonk W.J.M. and de Bruijn S.M. (1988) Involvement of bicarbonate in the protonation of the secondary quinone electron acceptor of photosystem II via the non-haem iron of the quinone-iron acceptor complex. FEBS Letters 226, 347-351.

van Rensen J.J.S., Xu Ch. and Govindjee (1999) Role of bicarbonate in photosystem II, the water-plastoquinone oxido-reductase of plant photosynthesis. Physiologia Plantarum 105, 585-592.

Villarejo A., Shutova T., Moskvin O., Forssen M., Klimov V.V. and Samuelsson G. (2002) A photosystem II-associated carbonic anhydrase regulates the efficiency of photosynthetic oxygen evolution. EMBO Journal 21, 1930-1938.

Warburg O. and Krippahl G.Z. (1958) Hill-Reaktionen. Zeitschriftfur Naturforschung 13b, 509514.

Wells J.W., Kandel S.I., Kandel M. and Gornall A.G. (1975) The esterase activity of bovine carbonic anhydrase B above pH 9. Reversible and covalent inhibition by acetozolamide. The Journal of Biological Chemistry 250, 3522-3530.

Whitmarsh J. and Govindjee (2002) Photosystem II. In: Encyclopedia of life sciences, pp. 1-13. Macmillan Publishers Ltd, Nature Publishing Group, London, www.els.net.

Wilbur K.M. and Anderson N.G. (1948) Electrometric and colorimetric determination of carbonic anhydrase. The Journal of Biological Chemistry 176, 147-154.

Wydrzynski T. and Govindjee (1975) A new site of bicarbonate effect in photosystem II of photosynthesis: evidence from chlorophyll fluorescence transients in spinach chloroplasts. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics 387, 403-408.

Xu C., Taoka S., Crofts A.R. and Govindjee (1991) Kinetic characteristics of formate/formic acid binding at the plastoquinone reductase site in spinach thylakoids. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics 1098, 32-40.

Yruela I., Allakhverdiev S.I., Ibarra J.V. and Klimov V.V. (1998) Bicarbonate binding to the water-oxidizing complex in the photosystem II. A Fourier transform infrared spectroscopy study. FEBS Letters 425, 396-400.

Zimmerman S., Innocenti A., Casini A., Ferry J. G., Scozzafava A. and Supuran C.T. (2004) Carbonic anhydrase inhibitors. Inhibition of the prokariotic beta and gamma-class enzymes from Archaea with sulfonamides. Bioorganic & Medicinal Chemistry Letters 14, 6001-6006.

БЛАГОДАРНОСТИ

Автор выражает искреннюю благодарность руководителям работы:

д.б.н., профессору В.В. Климову, д.б.н. С.И. Аллахвердиеву;

а также сотрудникам лаборатории:

к.б.н. С.К. Жармухамедову, к.б.н. О.В. Побегуц, Т.Н. Смоловой, к.б.н. М.С. Христину, к.б.н. К.Г. Тихонову, Г.М. Абрамовой, к.б.н. О.М. Застрижной, к.х.н. Ю.Н. Козлову, к.б.н. A.A. Хоробрых, к.б.н. Т.В. Савченко Т.М. Антроповой и З.В. Маевской

за помощь в обсуждении результатов, экспериментальной работе и поддержку.