Использование экспериментального и биоинформатического подходов для исследования ретротранспозонов в геномах эукариот тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.15, кандидат биологических наук Новикова, Ольга Сергеевна

• Новикова, Ольга Сергеевна
• кандидат биологических наук
• 2007

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Новикова, Ольга Сергеевна

Содержание.

Список используемых в работе сокращений.

Введение.

Глава 1. Обзор литературы.

1.1. Мобилные элементы эу кариот.

1.2. Ретротранспозоны.

1.3. Non-LTR ретротранспозоны.

1.3.1. Структурная организация non-LTR ретротранспозонов.

1.3.2. Экспрессия non-LTR ретротранспозонов.

1.3.3. Механизм перемещения non-LTR ретротранспозонов.

1.3.4. Эволюция и распределение non-LTR ретротранспозонов.

1.3.4.1. Элементы с одной рамкой - древние REL-endo ретроэлементы.

1.3.4.2. Элементы с двумя рамками - АРЕ ретроэлементы.

1.3.4.3. Филогения на основе других доменов.

1.4. LTR ретротранспозоны.

1.4.1. Структурная организация LTR ретротранспозонов.

1.4.2. Экспрессия и активность LTR ретротранспозонов.

1.4.3. Механизм перемещения LTR ретротранспозонов.

1.4.4. Эволюция и распределение LTR ретротранспозонов.

1.5. Происхождение и эволюция ретроэлементов.

1.6. Взаимодействие ретротранспозон - геном "хозяина".

1.6.1. Роль ретротранспозонов в организации генома.

1.6.2. Регуляция активности и копийности ретротранспозонов.

Глава 2. Материалы и методы.

2.1. Экспериментальные подходы.

2.1.1. Выделение ДНК.

2.1.2. Полимеразная цепная реакция (ПЦР).

2.1.3. Разделение фрагментов в агарозном геле.

2.1.4. Клонирование фрагментов ДНК в Т-векторе.

2.1.5. Подготовка компетентных клеток Е. coli.

2.1.6. Трансформация компетентных клеток Е. coli.

2.1.7. Отбор и анализ клонов.

2.1.8. Определение нуклеотидной последовательности.

2.2. Компьютерный анализ.

2.2.1 Анализ последовательностей.

2.2.2. Анализ геномных последовательностей - НММ анализ.

2.2.3. Поиск мобильных элементов - Find ME.

2.2.4. RIP анализ LTR ретротранспозонов Aspergillus.

Глава 3. Результаты и обсуждение.

3.1. Non-LTR ретротранспозоны в геномах Scorpiones.

3.1.1. Поиск non-LTR ретротранспозонов в геномах Scorpiones.

3.1.2. Филогенетическая группа CR1 в геномах Scorpiones.

3.1.3. Филогенетическая группа Jockey в геномах Scorpiones.

3.1.4. Филогенетическая группа I в геномах Scorpiones.

3.1.5. Разнообразие non-LTR ретротранспозонов Scopiones.

3.2. Non-LTR ретротранспозоны в геномах Maculinea.

3.2.1. Поиск non-LTR ретротранспозонов в геномах Maculinea.

3.2.2. Филогенетическая группа CR1 в геномах Maculinea.

3.2.3. BmCRIB ретроэлемент из Bombyx mori.

3.2.4. Распределение CR1A и CRIB семейств среди бабочек.

3.2.5. Доказательства горизонтального переноса CRIB элементов.

3.2.6. Филогенетическая группа Jockey в геномах Maculinea.

3.2.7. Филогенетическая группа R4 в геномах Maculinea.

3.2.8. Разнообразие non-LTR ретротранспозонов Maculinea.

3.3. Поиск LTR ретротранспозонов в геномах эукариот.

3.3.1. Новые LTR ретротранспозоны из Animalia.

3.3.2. LTR ретротранспозоны Aspergillus fumigatus.

3.3.3. Afut4 - новый LTR ретротранспозон Aspergillus fumigatus.

3.3.4. LTR ретротранспозоны Aspergillus nidulans.

3.3.5. Гомолог-зависимая инактивация у грибов.

3.3.6. RIP-анализ LTR ретротранспозонов Aspergillus fumigatus.

3.3.7. RIP-анализ LTR ретротранспозонов Aspergillus nidulans.

3.3.8. RIP инактивация LTR ретротранспозонов Aspergillus.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Использование экспериментального и биоинформатического подходов для исследования ретротранспозонов в геномах эукариот»

Актуальность проблемы. Изучение организации и функционирования геномов высших организмов является фундаментальной задачей молекулярной биологии. Одним из важных направлений молекулярной генетики эукариот является исследование нестабильности генома, вызванной перемещением мобильных элементов.

Впервые явление генетической нестабильности было обнаружено еще в 50-х годах Барбарой МакКлинток, проводившей исследования на кукурузе. С середины 70-х годов, после открытия этого эффекта у бактерий, начинается молекулярно-генетическое исследование мобильных элементов. Установлено, что ими являются последовательности ДНК, способные изменять свое положение в геноме. Как правило, они содержат гены, экспрессия которых обеспечивает размножение и перемещение элемента.

Ретротранспозоны - мобильные элементы эукариот использующие в процессе перемещения процесс обратной транскрипции. Считается, что возникновение ретротранспозонов по времени совпадает с возникновением эукариот (Malik et al. 1999). Эти мобильные элементы найдены практически у всех эукариотических организмов, принадлежащих к различным таксономическим группам, таким, как микроорганизмы, грибы, животные и растения. Перемещение мобильных элементов, в частности I ретротранспозонов, оказывает серьезное влияние на геном, например, вызывает многие известные фенотипические мутации у Drosophila melanogaster, а также некоторые генетические болезни человека. Из-за их перемещения может происходить дестабилизация генома, проявляющаяся в виде гибридного дисгенеза и геномных перестроек.

Несмотря на важность проблемы, в картине происхождения мобильных элементов остаются нерешенные вопросы. Особый интерес представляют исследования эволюции и распространения различных групп мобильных элементов среди эукариотических организмов, а также системы взаимодействия мобильный элемент - геном-"хозяин". Частичное решение этого вопроса возможно при исследовании широкого круга эукариот экспериментальными и биоинфоматическими методами. Экспериментальные подходы дают исследователю возможность выбирать практически любой объект, тогда как биоинформатический анализ геномных последовательностей позволяет осуществить поиск всех мобильных элементов, присутствующих в геноме.

Скорпионы (Arachnida: Scorpiones) относительно небольшой отряд хелицеровых, насчитывающий около 2000 видов и 180 родов (Soleglad et al. 2005). Отряд скорпионов представляет большой интерес для эволюционных биологов, так как является одним из древнейших отрядов сухопутных членистоногих (Brownell and Polis 2001). Исследования ретротранспозонов представителей такой малоизученной группы как отряд скорпионов могут дать ответы не только на вопросы эволюции и распростоанения ретротранспозонов внутри данной группы, но и помочь в решении вопросов происхождения и разнообразия ретротранспозонов у членистоногих.

Бабочки-голубянки рода Maculinea являются одним из интересных объектов изучения для экологов. Представители рода Maculinea - мирмекофилы, на последних стадиях гусеницы этих бабочек живут в муравейнике. Исследования ретротранспозонов Maculinea могут дать информацию не только об эволюции этой группы мобильных элементов у бабочек, но и могут быть полезны для популяционных биологов и экологов для решения вопросов сохранения биоразнообразия. Для полного понимания биологии и экологии бабочек рода Maculinea несомненно необходимы популяционные исследования, однако большинство известных, и уже ставших классическими, маркеров (митохондриальные гены, микросателлиты, рестрикционный анализ) не дает должного разрешения для близкородственных популяций и популяций, которые не имеют полной изоляции друг от друга (Als et al. 2004). Несомненно, использование мобильных элементов, в частности ретротранспозонов, дает дополнительные возможности исследования популяционного полиморфизма (Casa et al. 2000).

С установления полной нуклеотидной последовательности генома человека началась так называемая постгеномная эра развития биологии. На сегодняшний день существует более 300 проектов по установлению полной нуклеотидной последовательности геномов эукариот. Доступность полных геномных последовательностей многих эукариот дает возможность для исследования разнообразия ретротранспозонов при помощи компьютерных методов (анализ in silico). Геномы грибов относительно небольшие (Woestemeyer and Kreibich 2002), что делает их очень удобным объектом для геномных исследований. In silico анализ малых геномов требует меньше времени и ресурсов, а значит использование небольших геномов имеет преимущества при проверке правильности и эффективности выбранного подхода. Кроме того, грибы содержат небольшую, но очень разнообразную, фракцию повторенных последовательностей, в том числе и ретротранспозонов.

Цель и задачи исследования. Целью данной работы было изучение распространения и эволюции ретротранспозонов в геномах эукариотических организмов при помощи экспериментальных и биоинформатических подходов.

В конкретные задачи работы входило:

1. Исследование разнообразия non-LTR ретротранспозонов среди представителей отряда Scorpiones (Arachnida: Scorpiones) и представителей рода Maculinea (Lepidoptera: Lycaenidae).

2. Определение нуклеотидных последовательностей элементов, относящихся к различным группам non-LTR ретротранспозонов, из видов отряда Scorpiones и рода Maculinea.

3. Обработка последовательностей, изучение внутри- и межвидовой вариабельности, оценка разнообразия групп non-LTR ретротранспозонов в геномах видов отряда Scorpiones и рода Maculinea. Построение филогенетических деревьев non-LTR ретротранспозонов.

4. Исследование разнообразия LTR ретротранспозонов с помощью биоинформатических подходов в геномах семи эукариотических организмов, включая два вида грибов (Fungi) и пять видов животных (Animalia).

5. Исследование разнообразия и получение полных последовательностей LTR ретротранспозонов из геномов Aspergillus fumigatus и Aspergillus nidulans (Fungi: Ascomycota). Анализ нуклеотидных последовательностей, построение филогенетических деревьев LTR ретротранспозонов.

Научная новизна работы. Впервые было проведено исследование распространения, разнообразия и эволюции non-LTR ретротранспозонов в геномах представителей отряда Scorpiones и бабочек рода Maculinea. Обнаружен уникальный случай горизонтального переноса non-LTR ретротранспозона между бабочками семейств Bombycidae и Lycaenidae. На сегодняшний день описанный в данном исследовании случай горизонтального переноса является вторым доказанным случаем межвидового переноса non-LTR ретротранспозонов.

Использование биоинформатического подхода позволило выявить разнообразие LTR ретротранспозонов в геномах грибов - Aspergillus fumigatus и Aspergillus nidulans. Впервые было проведено исследование мобильных элементов на предмет наличия признаков гомолог-зависимой инактивации повторенных последовательностей в масштабах целого генома.

Научно-практическое значение. Полученные данные позволили выявить существование большого разнообразия линий non-LTR ретротранспозонов различных филогенетических групп у членистоногих, на примере представителей отряда Scorpiones и рода Maculinea. Совместно с программистами компании UniPro (Новосибирск) был разработан биоинформатический подход для поиска мобильных элементов в геномных последовательностях. Анализ последовательностей полученных элементов обнаружил существование механизмов инактивации повторенных последовательностей в геномах Aspergillus fumigatus и A. nidulans.

Обнаруженные ретротранспозоны могут быть использованы в качестве молекулярных маркеров для дальнейших популяционных исследований. В частности, LTR ретротранспозоны могут быть использованы как маркеры для микробиологического мониторинга A. fumigatus, основного возбудителя аспергиллеза, в условиях современных лечебно-профилактических учреждений.

Апробация работы. Материалы диссертации докладывались на 4-ой и 5-ой конференциях "Биоинформатика регуляции и структуры генома" (BGRS'2004, Новосибирск, 2004; BGRS2006, Новосибирск, 2006), на ЕМВО конференции "Молекулярные механизмы транспозиции, их регуляция и эволюция" (Роскоф, Франция, 2004), на конференции "Исследования экологии и охраны бабочек в Европе" (Лайпциг-Халле, Германия, 2005), на Международной молодежной научно-методической конференции "Проблемы молекулярной и клеточной биологии" (Томск, Россия, 2007).

Публикации. По материалам диссертации было опубликовано 8 работ и 2 приняты в печать:

1. Novikova О., Fursov М., Beresikov Е., Blinov A. New LTR retrotransposable elements from eukaryotic genomes // Proceedings of the fourth international conference on bioinformatics of genome regulation and structure - BGRS. 2004. Novosibirsk, Russia. V. 2. P. 220-224.

2. Beresikov E., Novikova O., Makarevich I., Lashina V., Plasterk R., Blinov A. Evolutionary relationships and distribution of non-LTR retrotransposons in eukaryotes // Proceedings of the fourth international conference on bioinformatics of genome regulation and structure - BGRS. 2004. Novosibirsk, Russia. V. 2. P. 181-184.

3. Glushkov S., Novikova O., Blinov A., Fet V. Divergent non-LTR retrotransposon lineages from the genomes of scorpions (Arachnida: Scorpiones) // Mol. Genet. Genomics. 2005. V. 275. P. 288-296.

4. Novikova O., Sliwinska E., Blinov A., Woyciechowski M. Non-LTR retrotransposons from large blue butterfly Maculinea teleius: the diversity of CR1-like elements // In: Studies on the ecology and conservation of butterflies in Europe. Settele J., Kuehn E., Thomas J. (eds.). Pensoft. Sofia-Moscow. 2005. V. 2. P. 184-188.

5. Novikova O., Fursov M., Berezikov E., Blinov A. 2006. New LTR retrotransposable elements from eukaryotic genomes // In: Bioinformatics of genome regulation and structure II. Kolchanov N., Hofestaedt R., Milanesi L. (eds). Springer. 2006. P. 131-140.

6. Kabanova A., Novikova O., Gunbin K., Fet V., Blinov A. Evolutionary relationships and distribution of the different LTR retrotransposon families in plants // Proceedings of the fifth international conference on bioinformatics of genome regulation and structure -BGRS. 2006. Novosibirsk, Russia. V. 3. P. 163-166.

7. Novikova O., Fursov M., Blinov A. New family of LTR retrotransposable elements from fungi // Proceedings of the fifth international conference on bioinformatics of genome regulation and structure - BGRS. 2006. Novosibirsk, Russia. V. 3. P. 195-198.

8. Novikova O., Sliwinska E., Fet V., Settele J., Blinov A., Woyciechowski M. CR1 clade of non-LTR retrotransposons from Maculinea butterflies (Lepidoptera: Lycaenidae): evidence for recent horizontal transmission // BMC Evol. Biol. 2007. V. 7. P. 93.

9. Новикова О., Фет В., Блинов A. LTR ретротранспозоны в геномах Aspergillus fumigatus и A. nidulans // Мол. Биол. 2007. (принята в печать), wx . О .

Ю.Новикова О., Фет В., Блинов А. Гомолог-зависимая инактивация LTR ретротранспозонов в геномах Aspergillus fumigatus и A. nidulans II Мол. Биол. 2007. (принята в печать).

Заключение диссертации по теме «Генетика», Новикова, Ольга Сергеевна

выводы

1. Исследовано разнообразие non-LTR ретротранспозонов в геномах 22-х видов отряда Scorpiones. Показано присутствие трех филогенетических групп non-LTR ретротранспозонов (CR1, Jockey и I) и множественных линий внутри обнаруженных групп. Разнообразие С7?7-подобных non-LTR ретротранспозонов скорпионов оказалось выше, чем известное до сих пор для других членистоногих. Большинство non-LTR ретротранспозонов оказались нарушенными копиями, что свидетельствует об их относительно давних перемещениях.

2. Исследовано разнообразие non-LTR ретротранспозонов в геномах четырех видов бабочек рода Maculinea. Показано присутствие четырех филогенетических групп non-LTR ретротранспозонов (CR1, Rl, Jockey и R4) и наличие множественных линий внутри них, в частности - сосуществование двух близкородственных семейств MacCRIA и MacCRIB CR1-подобных ретроэлементов. Высокое сходство последовательностей элементов внутри обоих семейств свидетельствует об их недавней транспозиционной активности.

3. На основе сравнения нуклеотидных последовательностей MacCRIA и MacCRIB и доступных в базах данных, был обнаружен BmCRIB элемент в геноме Bombyx mori, имеющий высокое сходство с MacCRIB элементом Maculinea. Используя фрагменты генома В. mori полная последовательность BmCRIB элемент была реконструирована.

4. Исследование распределения CRIB и CR1A семейств non-LTR ретротранспозонов среди представителей подотряда Ditrysia отряда Lepidoptera показало, что CRIB элементы присутствуют только у Maculinea (семейство Lycaenidae) и двух представителей семейства Bombycidae. Неравномерное распределение, очень высокая консервативность последовательностей в сравнении с ядерным геном EF-la и митохондриальными генами (COI и СОИ) и медленная скорость эволюции являются доказательствами произошедшего горизонтального переноса CRIB non-LTR ретротранспозонов между представителем семейства Bombycidae и общим предком рода Maculinea более 5 млн. лет назад. На сегодняшний день описанное в данном исследовании явление горизонтального переноса является вторым доказанным случаем межвидового переноса non-LTR ретротранспозонов.

5. Исследовано разнообразие LTR ретротранспозонов в геномах восьми эукариотических организмов, включая три представителя царства грибов (Fungi) и пять представителей царства животных (Animalia). Для этого совместно с программистами компании UniPro (Новосибирск) был разработан и протестирован биоинформатический подход, позволяющий осуществлять анализ полных геномных последовательностей на предмет наличия мобильных элементов. Было обнаружено 19 новых, ранее не описанных, LTR ретротранспозонов в геномах 7 эукариотических организмов. Показано, что метод поиска является эффективным для детекции LTR ретротранспозонов.

6. С помощью разработанного метода проведен анализ полных геномных последовательностей геномов двух аскомицетов, Aspergillus fumigatus и A. nidulans. Помимо известных семейств LTR ретротранспозонов Afutl, Afut2 A. fumigatus и Dane 1,2 A. nidulans, для каждого вида было обнаружено по два семейства LTR ретротранспозонов, которые не были описаны ранее. Разнообразие LTR ретротранспозонов исследованных Aspergillus ограничивается филогенетической группой Chromovirus группы Metaviridae. Анализ полных нуклеотидных последовательностей элементов показал наличие множественных транзиций C:G на Т:А, что свидетельствует о действии гомолог-зависимой инактивации по типу RIP.

7. Впервые было проведено исследование мобильных элементов на предмет наличия признаков гомолог-зависимой инактивации повторенных последовательностей в масштабах целого генома. Проведен RIP анализ, который включал в себя подсчет частот встречаемости динуклеотидов CpG, СрА, TpG и ТрА как для LTR ретротранспозонов, так и для функциональных генов, а также реконструкцию "de-RIP" ретроэлемента. RIP анализ убедительно показал, что последовательности LTR ретротранспозонов A. fumigatus и A. nidulans несут отпечатки действия RIP-подобной инактивации.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Использование экспериментальных и биоинформатических подходов дает широкие возможности в исследованиях эволюции и распространения различных групп мобильных элементов среди эукариот, а также системы взаимодействия мобильный элемент - геном-"хозяин". Экспериментальные подходы позволяют исследователю выбирать практически любой объект для изучения, тогда как с помощью биоинформатического анализа геномных последовательностей можно осуществить поиск всех мобильных элементов в масштабах целого генома.

Исследование 22-х видов отряда Scorpiones при помощи экспериментального подхода показало наличие множественных линий non-LTR ретротранспозонов в геномах этих животных. Однако подавляющее большинство обнаруженных элементов оказались нарушенными копиями, что свидетельствует об относительно давних перемещениях этих элементов. Противоположная ситуация была выявлена при исследовании non-LTR ретротранспозонов четырех видов бабочек-голубянок рода Maculinea. Большинство обнаруженных мобильных элементов представляли собой интактные копии и, скорее всего, были активны относительно недавно и, возможно, активны в настоящее время. Так как мобильные элементы, в частности ретротранспозоны, участвуют в организации и функционировании геномов, составляя значительную фракцию, то можно предположить, что non-LTR ретротранспозоны Maculinea сыграли существенную роль в эволюции геномов представителей этого рода. Более того, был обнаружен горизонтальный перенос -одно из интересных и чрезвычайно редких явлений эволюции ретротранспозонов, особенно non-LTR ретроэлементов (Malik et al. 1999).

Горизонтальный перенос CRIB элементов произошел 5-10 млн. лет назад из представителя семейства Bombycidae в общего предка бабочек рода Maculinea. Несмотря на то, что увеличение копийности мобильных элементов сыграло одну из ключевых ролей в становлении геномов многих эукариот, неограниченное и нерегулируемое перемещение мобильных элементов, особенно ретротранспозонов, способных увеличивать количество копий на геном, может иметь плачевные последствия для организма-"хозяина". Предполагается, что в процессе совместной эволюции мобильных элементов и клетки "хозяина" возникают различные механизмы регуляции активности перемещения мобильных элементов (Kumar and Bennetzen 1999). Возникновение новых элементов в результате горизонтального переноса в геноме общего предка Maculinea не могло пройти бесследно. Отсутствие механизмов регуляции перемещения должно было привести к активной экспансии CRIB элементов. Таким образом, произошедший перенос CRIB ретротранспозонов должен был сыграть не последнюю роль в становлении и эволюции геномов рода Maculinea.

Сосуществование двух близкородственных семейств MacCRIA и MacCRIB, одно из которых было унаследовано вертикально от общего предка представителей семейства Lycaenidae, а второе было перенесено горизонтально от представителя семейства Bombycidae, делает представителей рода Maculinea уникальными объектами для исследования эволюции non-LTR ретротранспозонов и системы взаимодействия мобильный элемент - геном-"хозяин".

Исследование LTR ретротранспозонов при помощи биоинформатических подходов в масштабах геномов двух грибов-аскомицетов, Aspergillus fumigatus и Aspergillus nidulans, позволило оценить копийность и разнообразие LTR ретротранспозонов, а также выявить их структурную организацию. Однако возможности анализа in silico не ограничиваются лишь исследованием разнообразия и структурной организации мобильных элементов. Сравнительное исследование нуклеотидных последовательностей LTR ретротранспозонов A. fumigatus и A. nidulans показало наличие множественных транзиций C:G на Т:А, что свидетельствует о произошедшей инактивации по типу RIP (repeat induced point mutation -мутагенез, индуцированный повторяющимися последовательностями) (Galagan and Selker 2004). Более детальный анализ последовательностей подтвердил, что LTR ретротранспозоны подверглись RIP-подобной инактивации. Гомолог-зависимая инактивация по типу RIP очень интересное явление не только с точки зрения эволюции мобильных элементов, как повторенных последовательностей, но и с точки зрения эволюции всего организма. Так как в процессе RIP инактивации происходит метилирование-дезаминирование цитозинов в любой повторенной последовательности, то один из основных процессов возникновения новых генов за счет дупликации становится невозможным (Galagan and Selker 2004). Любопытно, что сайты, по которым произошло предполагаемое метилирование-дезаминирование отличаются у A. fumigatus и A. nidulans.

Если у A. fumigatus сайтами RIP-подобной инактивации являлись CpG и СрА динуклеотиды, то у A. nidulans, судя по всему, только CpG динуклеотиды. Анализ мобильных элементов на предмет наличия признаков RIP инактивации впервые проведен в масштабах целых геномов.

Таким образом, использование экспериментального и биоинформатического подходов в исследовании дает возможности для разрешения множества вопросов и изучения различных аспектов распространения и эволюции мобильных элементов.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Новикова, Ольга Сергеевна, 2007 год

1. Abe H., Sugasaki Т., Terada Т., Kanehara M., Ohbayashi F., Shimada Т., Kawai S., Mita K. and Oshiki T. Nested retrotransposons on the W chromosome of the wild silkworm Bombyx mandarina II Insect Mol. Biol. 2002. V. 11. P. 307-314.

2. Abe H., Ohbayashi F., Shimada Т., Sugasaki Т., Kawai S. and Oshiki T: A complete full-length non-LTR retrotransposon, BMC1, on the W chromosome of the silkworm, Bombyx mori II Genes Genet. Syst. 1998. V. 73. P. 353-358.

3. Aksoy S., Williams S., Chang S. and Richards F.F. SLACS retrotransposon from Trypanosoma brucei gambiense is similar to mammalian LINEs // Nucleic Acids Res. 1990 V. 18. P. 785-792.

4. Aleksenko A., Gems D. and Clutterbuck J. Multiple copies of MATE elements support autonomous plasmid replication in Aspergillus nidulans II Mol. Microbiol. 1996. V. 20. P. 427-434.

5. Als T.D., Vila R., Kandul N.P., Nash D.R., Yen S.H., Hsu Y.F., Mignault A.A., Boomsma J.J. and Pierce N.E: The evolution of alternative parasitic life histories in large blue butterflies // Nature. 2004. V. 432. P. 386-390.

6. Altschul S.F., Gish W., Miller W., Myers E.W. and Lipman D.J. Basic local alignment search tool // J. Mol. Bio.l 1990. V. 215. P. 403-410.

7. Andrieu O., Fiston A.S., Anxolabehere D. and Quesneville H. Detection of transposable elements by their compositional bias // BMC Bioinformatics. 2004. V. 5. P. 94.

8. Anxolabehere D., Kidwell M.G. and Periquet G. Molecular characteristics of diverse populations are consistent with the hypothesis of a recent invasion of Drosophila melanogaster by mobile P elements // Mol. Biol. Evol. 1988. V. 5. P. 252-269.

9. Anzai Т., Osanai M., Hamada M. and Fujiwara H. Functional roles of З'-terminal structures of template RNA during in vivo retrotransposition of non-LTR retrotransposon, RIBm // Nucleic Acids Res. 2005. V. 33. P. 1993-2002.

10. Arkhipova I.R. and Morrison H.G. Three retrotransposon families in the genome of Giardia lamblia: two telomeric, one dead // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. V. 98. P. 14497-14502.

11. Baltimore D. RNA-dependent DNA polymerase in virions of RNA tumour viruses // Nature. 1970. V. 226. P. 1209-1211.

12. Bannert N. and Kurth R. Retroelements and the human genome: new perspectives on an old relation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. V. 101 Suppl 2. P. 14572-14579.

13. Deininger PL, Batzer MA. Mammalian retroelements. Genome Res. 2002 Oct;12(10):1455-65.

14. Belshaw R, Quicke DL: A molecular phylogeny of the Aphidiinae (Hymenoptera: Braconidae). Mol Phylogenet Evol 1997,7:281-293

15. Berezikov E., Bucheton A. and Busseau I. A search for reverse transcriptase-coding sequences reveals new non-LTR retrotransposons in the genome of Drosophila melanogaster II Genome Biol. 2000. V. 1. P. RESEARCH0012.

16. Berg J.M. Zinc fingers and other metal-binding domains. Elements for interactions between macromolecules // J. Biol. Chem. 1990. V. 265. P. 6513-6516.

17. Besansky N.J., Bedell J.A. and Mukabayire O. Q: a new retrotransposon from the mosquito Anopheles gambiae II Insect Mol. Biol. 1994. V. 3. P. 49-56.

18. Besansky N.J., Paskewitz S.M., Hamm D.M. and Collins F.H. Distinct families of site-specific retrotransposons occupy identical positions in the rRNA genes of Anopheles gambiae II Mol. Cell Biol. 1992. V. 12. P. 5102-5110.

19. Besansky N.J. Evolution of the T1 retroposon family in the Anopheles gambiae complex // Mol. Biol. Evol. 1990. V. 7. P. 229-246.

20. Biedler J. and Tu Z. Non-LTR retrotransposons in the African malaria mosquito, Anopheles gambiae: unprecedented diversity and evidence of recent activity // Mol. Biol. Evol. 2003. V. 20. P. 1811-1825.

21. Biemont C. and Cizeron G. Distribution of transposable elements in Drosophila species // Genetica. 1999. V. 105. P. 43-62.

22. Biessmann H., Walter M.F., Le D., Chuan S. and Yao J.G. Moose, a new family of LTR-retrotransposons in the mosquito Anopheles gambiae II Insect Mol. Biol. 1999. V. 8. P. 201212.

23. Bird A.P. CpG-rich islands and the function of DNA methylation // Nature. 1986. V. 321. P. 209-213.

24. Blinov A.G., Sobanov Y.V., Scherbik S.V., Aimanova K.G. The Chironomus (Camptochironomus) tentans genomecontains two non-LTR retrotransposons // Genome. 1997. V. 40. P. 143-150.

25. Blinov A.G., Sobanov Y.V., Bogachev S.S., Donchenko A.P. and Filippova M.A. The Chironomus thummi genome contains a non-LTR retrotransposon // Mol. Gen. Genet. 1993. V. 237. P. 412-420.

26. Boeke J.D., Eickbush Т., Sandmeyer S.B. and Voytas D.F. Pseudoviridae. InVirus Taxonomy: Seventh report of the international committee on taxonomyof viruses (ed. M. H. V. van Regenmortel). P. 349-357. Academic Pres, New York. 2000a.

27. Boeke J.D., Eickbush Т., Sandmeyer S.B. and Voytas D.F. Metaviridae. InVirus Taxonomy: Seventh report of the international committee on taxonomyof viruses (ed. M. H. V. van Regenmortel). P. 359-367. Academic Pres, New York. 2000b.

28. Bouhidel K., Terzian C. and Pinon H. The full-length transcript of the I factor, a LINE element of Drosophila melanogaster, is a potential bicistronic RNA messenger // Nucleic Acids Res. 1994. V. 22. P. 2370-2374.

29. Bowen N.J. and McDonald J.F. Genomic analysis of Caenorhabditis elegans reveals ancient families of retroviral-like elements // Genome Res. 1999. V. 9. P. 924-935.

30. Brakhage A.A., Jahn B. and Schmidt A. Aspergillus fumigatus. Biology, Clinical Aspects and Molecular Approaches to Pathogenicity. Karger Publishers, Basel. 1999.

31. Britten R.J. Active gypsy/Ty3 retrotransposons or retroviruses in Caenorhabditis elegans // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V. 92. P. 599-601.

32. Brownell P.H. and Polis G.A. Scorpion Biology and Research. Oxford University Press, New York. 2001.

33. Bucheton A. I transposable elements and I-R hybrid dysgenesis in Drosophila // Trends Genet. 1990. V. 6. P. 16-21.

34. Burke W.D., Malik H.S., Jones J.P. and Eickbush Т.Н. The domain structure and retrotransposition mechanism of R2 elements are conserved throughout arthropods // Mol.f

35. Л Biol. Evol. 1999. V. 16. P. 502-511.

36. Burke W.D., Muller F. and Eickbush Т.Н. R4, a non-LTR retrotransposon specific to the large subunit rRNA genes of nematodes //Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. P. 4628-4634.

37. Busslinger M., Hurst J. and Flavell R.A. DNA methylation and the regulation of globin gene expression// Cell. 1983. V. 34. P. 197-206.

38. Butler M., Goodwin Т., Simpson M., Singh M. and Poulter R. Vertebrate LTR retrotransposons of the Tfl/sushi group // J. Mol. Evol. 2001. V. 52. P. 260-274.

39. Calos M.P. and Miller J.H. Transposable elements // Cell. 1980. V. 20. P. 579-595.

40. Cambareri E.B., Helber J. and Kinsey J.A. Tadl-1, an active LINE-like element of Neurospora crassa// Mol. Gen. Genet. 1994. V. 242. P. 658-665.

41. Cambareri E.B., Aisner R. and Carbon J. Structure of the chromosome VII centromere region in Neurospora crassa: degenerate transposons and simple repeats // Mol. Cell. Biol. 1998. V. 18 P. 5465-5477.

42. Capy P., Anxolabehere D. and Langin T. The strange phylogenies of transposable elements: are horizontal transfers the only explantation? // Trends Genet. 1994. V. 10. P. 712.

43. Casa A.M., Brouwer C., Nagel A., Wang L., Zhang Q., Kresovich S. and Wessler S.R. Inaugural article: the MITE family heartbreaker (Hbr): molecular markers in maize // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. V. 97. P. 10083-10089.

44. Casaregola S., Neuveglise C., Bon E. and Gaillardin C. Ylli, a non-LTR retrotransposon LI family in the dimorphic yeast Yarrowia lipolytica // Mol. Biol. Evol. 2002. V. 19. P. 664677.

45. Chaboissier M.C., Busseau I., Prosser J., Finnegan D.J. and Bucheton A. Identification of a potential RNA intermediate for transposition of the LINE-like element I factor in Drosophila melanogaster // EMBO J. 1990. V 9. P. 3557-3563.

46. Chang L.J., Pryciak P., Ganem D. and Varmus H.E. Biosynthesis of the reverse transcriptase of hepatitis В viruses involves de novo translational initiation not ribosomal frameshifting//Nature. 1989. V. 337. P. 364-368.

47. Christensen S.M., Bibillo A. and Eickbush Т.Н. Role of the Bombyx mori R2 element N-terminal domain in the target-primed reverse transcription (TPRT) reaction // Nucleic Acids Res. 2005. V. 33. P. 6461-6468.

48. Christensen S.M. and Eickbush Т.Н. R2 target-primed reverse transcription: ordered cleavage and polymerization steps by protein subunits asymmetrically bound to the target DNA // Mol. Cell Biol. 2005. V. 15. P. 6617-6628.

49. Christensen S. and Eickbush Т.Н. Footprint of the retrotransposon R2Bm protein on its target site before and after cleavage // J. Mol. Biol. 2004. V. 336. P. 1035-1045.

50. Clark J.B. and Kidwell M.G. A phylogenetic perspective on P transposable element evolution in Drosophila //Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. P. 11428-11433.

51. Coddington J.A., Giribet G., Harvey M.S., Prendini L. and Walter D.E. Arachnida. In Assembling the Tree of Life (J. Cracraft and M.J. Donoghue, eds) P. 296-318. Oxford University Press, Oxford. 2004.

52. Colot V. and Rossingol J.-L. Eukaryotic DNA methylation as an evolutionary device // BioEssays. 1999. V. 21. P. 402-411.

53. Cracraft J. and Donoghue M.J. Assembling the Tree of Life. Oxford University Press, New York.

54. Cristofari G., Bampi C., Wilhelm M., Wilhelm F.X. and Darlix J.L. A 5-3' long-range interaction in Tyl RNA controls its reverse transcription and retrotransposition // EMBO J. 2002. V. 21. P. 4368-4379.

55. Daboussi M.J., Daviere J.M., Graziani S. and Langin T. Evolution of the Fotl transposons in the genus Fusarium: discontinuous distribution and epigenetic inactivation // Mol. Biol. Evol. 2002. V. 19. P. 510-520.

56. Daboussi M.J. and Capy P. Transposable elements in filamentous fungi // Annu. Rev. Microbiol. 2003. V. 57. P. 275-299.

57. Dhellin O., Maestre J. and Heidmann T. Functional differences between the human LINE retrotransposon and retroviral reverse transcriptases for in vivo mRNA reverse transcription // EMBO J. 1997. V. 16. P. 6590-6602.

58. Dobinson K.F., Harris R.E. and Hamer J.E. Grasshopper, a long terminal repeat (LTR) retroelement in the phytopathogenic fungus Magnaporthe grisea // Mol. Plant Microbe Interact. 1993. V. 6. P. 114-126.

59. Doerfler W. DNA methylation and gene activity // Annu. Rev. Biochem. 1983. V. 52. P. 93-124.

60. Drew A.C. and Brindley P.J. A retrotransposon of the non-long terminal repeat class from the human blood fluke Schistosoma mansoni. Similarities with the chicken repeat 1-like elements from vertebrates// Mol. Biol. Evol. 1997. V. 14. P. 602-610.

61. Dudley J.P. Discrete high molecular weight RNA transcribed from the long interspersed repetitive element LIMd //Nucleic Acids Res. 1987 V. 15. P. 2581-2592.

62. Eddy S.R. Profile hidden Markov models // Bioinformatics. 1998. V. 14. P. 755-763.

63. Eickbush Т.Н., Burke W.D., Eickbush D.G. and Lathe W.C. 3rd. Evolution of R1 and R2 in the rDNA units of the genus Drosophila // Genetica. 1997. V. 100. P. 49-61.

64. Eickbush Т.Н. Telomerase and retrotransposons: which came first? // Science. 1997. V. 277. P. 911-912.

65. Eickbush Т.Н. and Malik H.S. Origins and evolution of retrotransposons. In Mobile DNA II. N. Craig, R. Craigie, M. Gellert and A. Lambowitz (eds). P. 1111-1144. ASM Press, USA. 2002.

66. Eickbush Т., Boeke J.D., Sandmeyer S.B. and Voytas D.F. 2004. Metaviridae. In: In Virus Taxonomy: eighth report of the international committee on taxonomy of viruses (ed. C.M. Fauquet). P. 409-420. Elsevier/Academic Press, London.

67. Elmes G.W., Wardlaw J.C. and Thomas J.A. Larvae of Maculinea rebeli, a large blue butterfly and their Myrmica host ants: patterns of caterpillar growth and survival // J. Zool. 1991. V. 224. P. 79-92.

68. Elmes G.W., Thomas J.A., Munguira M.L. and Fiedler K. Larvae of lycaenid butterflies that parasitize ant colonies provide exceptions to normal insect growth rules // Biol. J. Linn. Soc. 2001. V. 73. P. 259-278.

69. Esnault C., Maestre J. and Heidmann T. Human LINE retrotransposons generate processed pseudogenes//Nat. Genet. 2000. V. 24. P. 363-367.

70. Farman M.L., Tosa Y., Nitta N. and Leong S.A. MAGGY, a retrotransposon in the genome of the rice blast fungus Magnaporthe grisea // Mol. Gen. Genet. 1996. V. 251. P. 665-674.

71. Faugeron G. Diversity of homology-dependent gene silencing strategies in fungi // Curr. Opin. Microbiol. 2000. V. 3. P. 144-148.

72. Fawcett D.H., Lister C.K., Kellett E. and Finnegan D.J. Transposable elements controlling I-R hybrid dysgenesis in D. melanogaster are similar to mammalian LINEs // Cell. 1986. V. 47. P. 1007-1015.

73. Fedoroff N. Transposons and genome evolution in plants // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. V. 97. P. 7002-7007.

74. Felder H., Herzceg A., de Chastonay Y., Aeby P., Tobler H. and Muller F. Tas, a retrotransposon from the parasitic nematode Ascaris lumbricoides // Gene. 1994. V. 149. P. 219-225.

75. Felger I. and Hunt J.A. A non-LTR retrotransposon from the Hawaiian Drosophila: the LOA element // Genetica. 1992. V. 85. P. 119-130.

76. Felsenstein J. Phylip: Phylogenetic Inference Package, version 3.5c. Department of Genetics, University of Washington, Seattle, WA. 1993.

77. Felsenstein J. Confidence limits on phylogenies: an approach using the bootstrap // Evolution. 1985. V. 39. P. 783-791.

78. Feschotte C., Jiang N. and Wessler S.R. Plant transposable elements: where genetics meets genomics // Genetics. 2002. V. 3. P. 329-341.

79. Fet V. and Selden P.A. Scorpions 2001. In Memoriam Gary A. Polis. British Arachnological Society, Burnham Beeches, Bucks. 2001.

80. Finnegan D.J. Transposable elements // Curr. Opin. Genet. Dev. 1992. V. 2. P. 861-867.

81. Flavell A.J., Jackson V., Iqbal M.P., Riach I. and Waddell S. Ту 1-copia group retrotransposon sequences in amphibia and reptilia // Mol. Gen. Genet. 1995. V. 246. P. 6571.

82. Flavell A.J., Pearc S.R., Heslop-Harosson P.and Kumar A. The evolution of Ту 1-copia group retrotransposons in eukariote genomes// Genetics. 1997. V. 100. P. 185-195.

83. Fourcade-Peronnet F., d'Auriol L., Becker J., Galibert F. and Best-Belpomme M. Primary structure and functional organization of Drosophila 1731 retrotransposon // Nucleic Acids Res. 1988. V. 16. P. 6113-6125.

84. Frame I.G., Cutfield J.F. and Poulter R.T.M. New BEL-like LTR retrotransposons in Fugu rubripes, Caenorhabditis elegans, and Drosophila melanogaster // Gene. 2001. V. 263. P. 219-230.

85. Friesen N., Brandes A. and Heslop-Harrison J.S. Diversity, origin, and distribution of retrotransposons (gypsy and copia) in conifers // Mol. Biol. Evol. 2001. V. 18. P. 1176-1188.

86. Fujiwara H., Osanai M., Matsumoto T. and Kojima K.K. Telomere-specific non-LTR retrotransposons and telomere maintenance in the silkworm, Bombyx mori // Chromosome Res. 2005. V. 13. P. 455-467.

87. Furano A.V., Robb S.M. and Robb F.T. The structure of the regulatory region of the rat LI (LIRn, long interspersed repeated) DNA family of transposable elements // Nucleic Acids Res. 1988. V. 16. P. 9215-9231.

88. Galagan J.E. and Selker E.U. RIP: the evolutionary cost of genome defense // Trends Genet. 2004. V. 20. P. 417-423.

89. Garner K.J. and Slavicek J.M. Identification of a non-LTR retrotransposon from the gypsy moth // Insect Mol. Biol. 1999. V. 8. P. 231-242.

90. Gasior S.L., Wakeman T.P., Xu B. and Deininger P.L. The human LINE-1 retrotransposon creates DNA double-strand breaks // J. Mol. Biol. 2006. V. 357. P. 1383-1393.

91. Gaunt M.W. and Miles M.A. An insect molecular clock dates the origin of the insects and accords with palaeontological and biogeographic landmarks // Mol. Biol. Evol. 2002. V. 19. P. 748-761.

92. Geiser D.M., Timberlake W.E.and Arnold M.L. Loss of meiosis in Aspergillus // Mol. Biol. Evol. 1996. V. 13. P. 809-817.

93. George J.A. and Eickbush Т.Н. Conserved features at the 5 end of Drosophila R2 retrotransposable elements: implications for transcription and translation // Insect Mol. Biol. 1999. V. 8. P. 3-10.

94. Gilbert N. and Labuda D. CORE-SINEs: eukaryotic short interspersed retroposing elements with common sequence motifs // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. V. 96. P. 28692874.

95. Goodwin T.J. and Poulter R.T. A new group of tyrosine recombinase-encoding retrotransposons // Mol. Biol. Evol. 2004. V. 21. P. 746-759.

96. Goodwin T.J. and Poulter R.T. The diversity of retrotransposons in the yeast Cryptococcus neoformans //Yeast. 2001a V. 18. P. 865-880.

97. Goodwin T.J. and Poulter R.T. The DIRS1 group of retrotransposons // Mol. Biol. Evol. 2001b. V. 18. P. 2067-2082.

98. Goodwin T.J., Ormandy J.E. and Poulter R.T. LI-like non-LTR retrotransposons in the yeast Candida albicans II Curr. Genet. 2001. V. 39. P. 83-91.

99. Goodwin T.J. and Poulter R.T. Multiple LTR-Retrotransposon Families in the Asexual Yeast Candida albicans // Genome Res. 2000. V. 10. P. 174-191.

100. Gow N.A., Brown A.J. and Odds F.C. Candida's arranged marriage // Science. 2000. V. 289. P. 256-257.

101. Gowher H., Leismann O. and Jeltsch A. DNA of Drosophila melanogaster contains 5-methylcytosine // EMBO J. 2000. V. 19. P. 6918-6923.

102. Gowher H., Ehrlich K.C. and Jeltsch A. DNA from Aspergillus flavus contains 5-methylcytosine // FEMS Microbiol. Lett. 2001. V. 205. P. 151-155.

103. Grandbastien M.A., Lucas H., Morel J.B., Mhiri C., Vernhettes S. and Casacuberta J.M. The expression of the tobacco Tntl retrotransposon is linked to plant defense responses // Genetica. 1997. V. 100. P. 241-252.

104. Grandbastien M.A., Spielmann A. and, Caboche M. Tntl, a mobile retroviral-like transposable element of tobacco isolated by plant cell genetics // Nature. 1989. V. 337. P. 376-380.

105. Haas N.B., Grabowski J.M., Sivitz A.B. and Burch J.B. Chicken repeat 1 (CR1) elements, which define an ancient family of vertebrate non-LTR retrotransposons, contain two closely spaced open reading frames // Gene. 1997. V. 19. P. 305-309.

106. Hamlet M.R., Yergeau D.A., Kuliyev E., Takeda M., Taira M., Kawakami K. and Mead P.E. Tol2 transposon-mediated transgenesis in Xenopus tropicalis // Genesis. 2006. V. 44. P. 438-445.

107. Hartl D.L., Lohe A.R. and Lozovskaya E.R. Modern thoughts on an ancyent marinere: function, evolution, regulation//Annu. Rev. Genet. 1997. V. 31. P.337-358.

108. Hata K. and Sakaki Y. Identification of critical CpG sites for repression of LI transcription by DNA methylation // Gene. 1997. V. 189. P. 227-234.

109. Havecker E.R., Gao X. and Voytas D.F. 2004. The diversity of LTR retrotransposons // Genome Biol. V. 5. P. 225.

110. Heslop-Harrison J.S. Comparative genome organization in plants: from sequence and markers to chromatin and chromosomes // Plant Cell. 2000. V. 12. P. 617-636.

111. Hirochika H. Activation of tobacco retrotransposons during tissue culture // EMBO J. 1993. V. 12. P. 2521-2528.

112. Hirochika H., Sugimoto K., Otsuki Y., Tsugawa H. and Kanda M. Retrotransposons of rice involved in mutations induced by tissue culture // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V. 93. P. 7783-7788.

113. Hohjoh H. and Singer M.F. Sequence-specific single-strand RNA binding protein encoded by the human LINE-1 retrotransposon // EMBO J. 1997. V. 16. P. 6034-6043.

114. Hood M.E. Repetitive DNA in the automictic fungus Microbotryum violaceum // Genetica. 2005. V. 124. P. 1-10.

115. Jakubczak J.L., Xiong Y. and Eickbush Т.Н. Type I (Rl) and type II (R2) ribosomal DNA insertions of Drosophila melanogaster are retrotransposable elements closely related to those of Bombyx mori // J. Mol. Biol. 1990. V. 212. P. 37-52.

116. Jakubczak J.L., Burke W.D. and Eickbush Т.Н. Retrotransposable elements Rl and R2 interrupt the rRNA genes of most insects // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. V. 88. P. 32953299.

117. Jensen S. and Heidmann T. An indicator gene for detection of germline retrotransposition in transgenic Drosophila demonstrates RNA-mediated transposition of the LINE I element // EMBO J. 1991. V. 10. P. 1927-1937.

118. Jordan I.K. and McDonald J.F. Evidence for the role of recombination in the regulatory evolution of Saccharomyces cerevisiae Ту elements // J. Mol. Evol. 1998. V. 47. P. 14-20.

119. Jordan I.K., Matyunina L.V. and McDonald J.F. Evidence for the recent horizontal transfer of long terminal repeat retrotransposon // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. V. 96. P. 1262112625.

120. Judelson H.S. Sequence variation and genomic amplification of a family of Gypsy-like elements in the oomycete genus Phytophthora// Mol. Biol. Evol. 2002. V. 19. P. 1313-1322.

121. Jurka J., Kapitonov V.V., Pavlicek A., Klonowski P., Kohany O. and Walichiewicz J. Repbase Update, a database of eukaryotic repetitive elements // Cytogenet. Genome Res. 2005. V. 110. P. 462-467.

122. Kaiser V.B., van Tuinen M. and Ellegren H. Insertion events of CR1 retrotransposable elements elucidate the phylogenetic branching order in galliform birds // Mol. Biol. Evol. 2007. V. 24Г P. 338-347.

123. Kajikawa M. and OkadaN. LINEs mobilize SINEs in the eel through a shared 3' sequence //Cell.2002. V. 111.P.433-444.

124. Kajikawa M., Ohshima K. and Okada N. Determination of the entire sequence of turtle CR1: the first open reading frame of the turtle CR1 element encodes a protein with a novel zinc finger motif// Mol. Biol. Evol. 1997. V. 14. P. 1206-1217.

125. Kaneko I., Tanaka A. and Tsuge T. REAL, an LTR retrotransposon from the plant pathogenic fungus Alternaria alternata // Mol. Gen. Genet. 2000. V. 263. P. 625-634.

126. Kang S. Organization and distribution pattern of MGLR-3, a novel retrotransposon in the rice blast fungus Magnaporthe grisea // Fungal Genet. Biol. 2001. V. 32. P. 11-19.

127. Kapitonov V.V. and Jurka J. The esterase and PHD domains in CRl-like non-LTR retrotransposons // Mol. Biol. Evol. 2003. V. 20. P. 38-46.

128. Kazazian H.H. Jr. and Moran J.V. The impact of LI retrotransposons on the human genome //Nat. Genet. 1998. V. 19. P. 19-24.

129. Keiper F.J., Hayden M.J., Park R.F. and Wellings C.R. Molecular genetic variability of Australian isolates of five cereal rust pathogens // Mycol. Res. 2003. V. 107. P. 545-556.

130. Kentner E.K., Arnold M.L. and Wessler S.R. Characterization of high-copy-number retrotransposons from the large genomes of the Iouisiana iris species and their use as molecular markers // Genetics. 2003. V. 164. P. 685-697.

131. Kidwell M.G. Transposable elements and the evolution of genome size in eukaryotes // Genetica. 2002. V. 115. P. 49-63.

132. Kidwell M.G. Horizontal transfer// Curr. Opin. Genet. Dev. 1992. V. 2. P. 868-873.

133. Kidwell M.G. and Lisch D.R. Transposable elements and host genome evolution // Trends Ecol. Evol. 2000. V. 15. P. 95-99.

134. Kidwell M.G. and Lisch D. Transposable elements as sources of variation in animals and plants // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. P. 7704-7711.

135. Knight M., Miller A., Raghavan N., Richards C. and Lewis F: Identification of a repetitive element in the snail Biomphalaria glabrata: relationship to the reverse transcriptase-encoding sequence in LINE-1 transposons // Gene. 1992. V. 18. P. 181-187.

136. Kojima K.K. and Fujiwara H. An extraordinary retrotransposon family encoding dual endonucleases // Genome Res. 2005. V. 15. P. 1106-1117.

137. Kojima K.K. and Fujiwara H. Cross-genome screening of novel sequence-specific non-LTR retrotransposons: Various multicopy RNA genes and microsatellites are selected as targets // Mol. Biol. Evol. 2004. V. 21. P. 207-217.

138. Kordis D. A genomic perspective on the chromodomain-containing retrotransposons: Chromoviruses // Gene. 2005. V. 347.161-173.

139. Kordis D. and Gubensek F. Unusual horizontal transfer of a long interspersed nuclear element between distant vertebrate classes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V. 95. P. 10704-10709.

140. Kricker M.C., Drake J.W. and Radman M. Duplication-targeted DNA methylation and mutagenesis in the evolution of eukaryotic chromosomes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. V. 89. P. 1075-1079.

141. Kumar A. and Bennetzen J.L. Plant retrotransposons // Annu. Rev. Genet. 1999. V. 33. P. 479-532.

142. Kumar S., Tamura K., Jakobsen I.B. and Nei M. MEGA2: Molecular Evolutionary Genetic Analysis software // Bioinformatics. 2001. V. 17. P. 1244-1245.

143. International Human Genome Sequencing Consortium. Initial sequencing and analysis of the human genome // Nature. 2001.409. P. 860-921.

144. Langdon Т., Seago C., Mende M., Legett M., Thomas H., Forster J.W., Thomas H., Jones R.N. and Jenkins G. Retrotransposon evolution in diverse plant genomes // Genetics. 2000. V. 156. P. 313-325

145. Latge J.P. Aspergillus fiimigatus and aspergillosis // Clin. Microbiol. Rev. 1999. V. 12. P. 310-350.

146. Leeton P.R. and Smyth D.R. An abundant LINE-like element amplified in the genome of Lilium speciosum // Mol. Gen. Genet. 1993. V. 237. P. 97-104.

147. Levin H.L. A novel mechanism of self-primed reverse transcription defines a new family of retroelements // Mol. Cell. Biol. 1995. V. 15. P. 3310-3317.

148. Li E., Bestor Т.Н. and Jaenisch R. Targed mutation of the DNA methyltranferase gene results in embryonic lethality // Cell. 1992. V. 69. P. 915-926.

149. Lovsin N., Gubensek F. and Kordis D. Evolutionary dynamics in a novel L2 clade of non-LTR retrotransposons in Deuterostomia // Mol. Biol. Evol. 2001. V. 18. P. 2213-2224.

150. Lloyd V. Parental imprinting in Drosophila // Genetica. 2000. V. 109. P. 35-44.

151. Luan D.D. and Eickbush Т.Н. RNA template requirements for target DNA-primed reverse transcription by the R2 retrotransposable element // Mol. Cell. Biol. 1995. V. 15. P. 38823891.

152. Luan D.D., Korman M.H., Jakubczak J.L. and Eickbush Т.Н. Reverse transcription of R2Bm RNA is primed by a nick at the chromosomal target site: a mechanism for non-LTR retrotransposition // Cell. 1993. V. 72. P. 595-605.

153. Malik H.S and Eickbush Т.Н. Phylogenetic analysis of ribonuclease H domains suggests a late, chimeric origin of LTR retrotransposable elements and retroviruses // Genome Res. 2001. V. 11. P. 1187-1197.

154. Malik H.S. and Eickbush Т.Н. NeSL-1, an ancient lineage of site-specific non-LTR retrotransposons from Caenorhabditis elegans // Genetics. 2000. V. 154. P. 193-203.

155. Malik H.S., Burke W.D. and Eickbush Т.Н. The age and evolution of non-LTR retrotransposable elements. Mol. Biol. Evol. 1999. V. 16. P. 793-805.

156. Malik H.S and Eickbush Т.Н. Modular evolution of the integrase domain in the Ty3/gypsy class of LTR retrotransposons // J. of Virol. 1999. V. 73. P. 5186-5190.

157. Malik H.S. and Eickbush Т.Н. The RTE class of non-LTR retrotransposons is widely distributed in animals and is the origin of many SINEs // Mol. Biol. Evol. 1998. V. 15. P. 1123-1134.

158. Manninen, I. and Schulman, A. H. (1993). BARE-1, a copia-like retroelement in barley (.Hordeum vulgare L.). Plant Molecular Biology 22, 829-846

159. Marr K.A., Patterson T. and Denning D. Aspegillosis. Pathogenesis, clinical manifestation, and therapy // Inf. Dis. Clin. North. Am. 2002. V. 16. P. 857-894.

160. Mitchell A., Cho S., Regier J.C., Mitter C., Poole R.W. and Matthews M. Phylogenetic utility of elongation factor-1 alpha in noctuoidea (Insecta: Lepidoptera): the limits of synonymous substitution//Mol. Biol. Evol. 1997. V. 14. P. 381-390.

161. Marin I. and Llorens C. Ty3/gypsy retrotransopons: Description of Arabidopsis thaliana elements and evolutionary perspectives derived from comparative genomic data // Mol. Biol. Evol. 2000. V. 17. P. 1040-1049.

162. Marin I., Plata-Rengifo P., Labrador M. and Fontdevila A. Evolutionary relationships among the members of an ancient class of non-LTR retrotransposons found in the nematode Caenorhabditis elegans//Mol. Biol. Evol. 1998. V. 15. P. 1390-1402.

163. Martin S.L. and Bushman F.D. Nucleic acid chaperone activity of the ORF1 protein from the mouse LINE-1 retrotransposon // Mol. Cell. Biol. 2001. V. 21. P. 467-475.

164. McClure M.A. The complexities of genome analysis, the Retroid agent perspective // Bioinformatics. 2000. V. 16. P. 79-95.

165. McHale M.T., Roberts I.N., Noble S.M., Beaumont C., Whitehead M.P., Seth D. and Oliver R.P. CfT-I: an LTR-retrotransposon in Cladosporium fulvum, a fungal pathogen of tomato. Mol. Gen. Genet. 1992. V. 233. P. 337-347.

166. Minchiotti G., Contursi C. and Di Nocera P.P. Multiple downstream promoter modules regulate the transcription of the Drosophila melanogaster I, Doc and F elements // J. Mol. Biol. 1997. V. 267. P. 37-46.

167. Mizrokhi L.J. and Mazo A.M. Evidence for horizontaltransmission of the mobile element jockey between distant Drosophila species // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. V. 86. P. 9216-9220.

168. Mizrokhi L.J., Georgieva S.G. and Ilyin Y.V. jockey, a mobile Drosophila element similar to mammalian LINEs, is transcribed from the internal promoter by RNA polymerase II // Cell. 1988. V. 54. P. 685-691.

169. McAllister B.F. and Werren J.H. Phylogenetic analysis of a retrotransposon with implications for strong evolutionary constraints on reverse transcriptase // Mol. Biol. Evol. 1997. V. 14. P. 69-80.

170. McCarthy E.M. and McDonald J.F. LTR STRUC: a novel search and identification program for LTR retrotransposons // Bioinformatics. 2003. V. 19. P. 362-367.

171. Moran J.V., DeBerardinis R.J. and Kazazian H.H: Exon shuffling by LI retrotransposition // Science. 1999. V. 283. P. 1530-1534.

172. Mount S.M. and Rubin G.M. Complete nucleotide sequence of the Drosophila transposable element copia: homology between copia and retroviral proteins // Mol. Cell. Biol. 1985. V. 5. P. 1630-1638.

173. Murata H., Babasaki K., Miyazaki Y. and Yamada A. Genetic evidence that two types of retroelements evolved through different pathways in ectomycorrhizal homobasidiomycetes Tricholoma spp // Biosci. Biotechnol. Biochem. 2002. V. 66. P. 1880-1886.

174. Murphy N.B., Pays A., Tebabi P., Coquelet H., Guyaux M., Steinert M. and Pays E. Trypanosoma brucei repeated element with unusual structural and transcriptional properties // J. Mol. Biol. 1987. V. 195. P. 855-871.

175. Nakamura T.M. and Cech T.R. Reversing time: origin of telomerase // Cell. 1998. V. 92. P. 587-590.

176. Nakamura T.M., Morin G.B., Chapman K.B., Weinrich S.L., Andrews W.H., Lingner J., Harley C.B. and Cech T.R. Telomerase catalytic subunit homologs from fission yeast and human// Science. 1997.V.277. P. 955-959.

177. Navarro-Quezada A. and Schoen D.J. Sequence evolution and copy number of Tyl/copia retrotransposons in diverse plant genomes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2002. V. 99. P. 268273.

178. Nei M. and Kumar S. Molecular evolution and phylogenetics. Oxford University Press, New York. 2000.

179. Neuveglise C., Sarfati J., Latge J.-P. and Paris S. Afutl, a retrotransposon-like element from Aspergillus fumigatus II Nucleic Acids Res. 1996. V. 24. P. 1428-1434.

180. Neuveglise С., Feldmann H., Bon E., Gaillardin C. and Casaregola S. Genomic evolution of the long terminal repeat retrotransposons in hemiascomycetous yeasts // Genome Res. 2002. V. 12. P. 930-943.

181. Nielsen M.L., Hermansen T.D. and Aleksenko A. A family of DNA repeats in Aspergillus nidulans has assimilated degenerated retrotransposons // Mol. Genet. Genomics. 2001. V. 265. P. 883-887.

182. Norris D.P., Patel D., Kay G.F., Penny G.D., Brockdorff N., Sheardown S.A. and Rastan S. Evidence that random and imprinted Xist expression is controlled by preemptive methylation //Cell. 1994. V. 77. P. 41-51.

183. Ohshima K., Hamada M., Terai Y. and Okada N. The 3' ends of tRNA-derived short interspersed repetitive elements are derived from the 3' ends of long interspersed repetitive elements // Mol. Cell. Biol. 1996 V. 16. P. 3756-3764.

184. Okada N. SINEs. Curr. Opin. Genet. Dev. 1991. V.l. P. 498-504.

185. Okazaki S., Ishikawa H. and Fujiwara H. Structural analysis of TRAS1, a novel family of telomeric repeat-associated retrotransposons in the silkworm, Bombyx mori II Mol. Cell. Biol. 1995. V. 15. P. 4545^552.

186. Orlinsky K.J. and Sandmeyer S.B. The Cys-His motif of Ty3 NC can be contributed by Gag3 or Gag3-Pol3 polyproteins // J. Virol. 1994. V. 68. P. 4152-4166.

187. Paris S. and Latge J.P. Afut2, a new family of degenerate gypsy-like retrotransposon from Aspergillus fumigatus II Med. Mycol. 2001. V. 39. P. 195-198.

188. Pelisson A., Finnegan D.J. and Bucheton A. Evidence for retrotransposition of the I factor, a LINE element of Drosophila melanogaster И Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. V. 88. P. 4907-4910.

189. Peterson-Burch B.D., Nettleton D. and Voytas D.F. Genomic neighborhoods for Arabidopsis retrotransposons: a role for targeted integration in the distribution of the Metaviridae // Genome Biol. 2004. V. 5. R78.

190. Petrov D.A. and Hartl D.L. Pseudogene evolution and natural selection for a compact genome// J. Hered. 2000. V. 91. P. 221-227.

191. Poch O., Sauvaget I., Delarue M. and Tordo N. Identification of four conserved motifs among the RNA-dependent polymerase encoding elements // EMBO J. 1989. V. 8. P. 38673874.

192. Poggeler S. Genomic evidence for mating abilities in the asexual pathogen Aspergillus fumigatus // Curr. Genet. 2002. V. 42. P. 153-160.

193. Pont-Kingdon G., Chi E., Christensen S. and Carroll D. Ribonucleoprotein formation by the ORF1 protein of the non-LTR retrotransposon TxlL in Xenopus oocytes // Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 3088-3094.

194. Poulter R.T. and Goodwin T.J. DIRS-1 and the other tyrosine recombinase retrotransposons // Cytogenet. Genome Res. 2005. V. 110. P. 575-588.

195. Powell J.R. and Gleason J.M. Codon usage and the origin of P elements // Mol. Biol. Evol. 1996. V. 13. P. 278-279.

196. Priimagi A.F., Mizrokhi L.J. and Ilyin Y.V. The Drosophila mobile element jockey belongs to LINEs and contains coding sequences homologous to some retroviral proteins // Gene. 1988. V. 70 P. 253-262.

197. Robertson H.M. and MacLeod E.G. Five major subfamilies of mariner transposable elements in insects, including the Mediterranean fruit fly, and related arthropods // Insect Mol. Biol. 1993. V. 2. P. 125-139.

198. Robertson H.M. The mariner transposable element is widespread in insects // Nature. 1993. V. 362. P. 241-245.

199. Rutherford K., Parkhill J., Crook J., Horsnell Т., Rice P., Rajandream M.A. and Barrell B. Artemis: sequence visualization and annotation // Bioinformatics. 2000. V. 16. P. 944-945.

200. Salem L.A., Boucher C.L. and Menees T.M. Relationship between RNA lariat debranching and Tyl element retrotransposition // J. Virol. 2003. V. 77. P. 12795-12806.

201. Saitou N. and Nei M. The neighbor-joining method: a new method for reconstructing phylogenetic trees // Mol. Biol. Evol. 1987. V. 4. P. 406-425.

202. Schmid-Berger N., Schmid B. and Barth G. 1994. Yltl, a highly repetitive retrotransposon in the genome of the dimorphic fungus Yarrowia lipolytica II J. Bacterid. V. 176. P. 24772482.

203. Selker E.U. Epigenetic phenomena in filamentous fungi: useful paradigms or repeated-induced confusion? // Trends Genet. 1999. V. 13. P. 296-301.

204. Severynse D.M., Hutchison C.A. 3rd. and Edgell M.H. Identification of transcriptional regulatory activity within the 5' A-type monomer sequence of the mouse LINE-1 retroposon // Mamm. Genome. 1992. V. 2. P. 41-50.

205. Sharma R., Bagchi A., Bhattacharya A. and Bhattacharya S. Characterization of a retrotransposon-like element from Entamoeba histolytica II Mol. Biochem. Parasitol. 2001. V. 116. P. 45-53.

206. Shedlock A.M., Botka C.W., Zhao S., Shetty J., Zhang Т., Liu J.S., Deschavanne P.J. and Edwards S.V. Phylogenomics of nonavian reptiles and the structure of the ancestral amniote genome // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2007. V. 104. P. 2767-2772.

207. Shedlock A.M. Phylogenomic investigation of CR1 LINE diversity in reptiles // Syst. Biol. 2006. V. 55. P. 902-911.

208. Shields D.C. and Sharp P.M. Evidence that mutation patterns vary among Drosophila transposable elements //J. Mol. Biol. 1989. V. 207. P. 843-846.

209. Silva R. and Burch J.B. Evidence that chicken CR1 elements represent a novel family of retroposons // Mol. Cell. Biol. 1989. V. 9. P. 3563-3566.

210. Silva J.C. and Kidwell M.G. Evolution of P elements in natural populations of Drosophila willistoni and D. sturtevanti II Genetics. 2004. V. 168. P. 1323-1335.

211. Simmen M.W. and Bird A. Sequence analysis of transposable elements in the sea squirt, Ciona intestinalis II Mol. Biol. Evol. 2000. V. 17. P. 1685-1694.

212. Soleglad M.E. and V. Fet. High-level systematics and phylogeny of the extant scorpions (Scorpiones:Orthosterni) // Euscorpius. 2003. V. 11. P. 1-175.

213. Soleglad M.E., Fet V. and Kovarik F. The systematic position of the scorpion genera Heteroscorpion Birula, 1903 and Urodacus Peters, 1861 (Scorpiones: Scorpionoidea) // Euscorpius. 2005. V. 20. P. 1-30.

214. St John J., Cotter J.P. and Quinn T.W. A recent chicken repeat 1 retrotransposition confirms the Coscoroba-Cape Barren goose clade // Mol. Phylogenet. Evol. 2005. V. 37. P. 83-90.

215. Sunnucks P. and Hales D.F. Numerous transposed sequences of mitochondrial cytochrome oxidase I-II in aphids of the genus Sitobion (Hemiptera: Aphididae) // Mol. Biol. Evol. 1996. V. 13. P. 510-524.

216. Suoniemi A., Taskanen J. and Schulman A.H. Gypsy-like retrotransposons are widespread in the plant kingdom // Plant J. 1998. V. 13. P. 699-705.

217. Takahashi H. and Fujiwara H. Transcription analysis of the telomeric repeat-specific retrotransposons TRAS1 and SART1 of the silkworm Bombyx mori II Nucleic Acids Res. 1999. V. 27. P. 2015-2021.

218. Taylor E.J., Konstantinova P., Leigh F., Bates J.A. and Lee D. Gypsy-like retrotransposons in Pyrenophora: an abundant and informative class of molecular markers // Genome. 2004. V. 47. P.519-525.

219. Temin H.M. and Mizutani S. RNA-directed DNA polymerase in virions of Rous sarcoma virus //Nature. 1970. V. 226. P. 1211-1213.

220. Thomas J.A. The behaviour and habitat requirements of Maculinea nausithous (the Dusky Large Blue butterfly) and M. teleius (the Scarce Large Blue) in France // Biol. Conserv. 1984. V. 28. P. 325-347.

221. Thomas J.A. The large blue butterfly a decade of progress // British Wildlife. 2002. V. 11. P. 22-27.

222. Tu Z. and Orphanidis S. P. Microuli, a family of miniature subterminal inverted-repeat transposable elements (MSITEs): transposition without terminal inverted repeats // Mol. Biol. Evol. 2001. V. 18. P. 893-895.

223. Ullu E. and Tschudi C. Alu sequences are processed 7SL RNA genes // Nature. 1984. V. 312. P. 171-172.

224. Van Swaay C.A.M. and Warren M.S. Red Data Book of European Butterflies (Rhopalocera). In Nature and Environment series. 99. Council of Europe, Strasbourg. 1999.

225. Vanyushin B.F. DNA methylation in plants // Curr. Top. Microbiol. Immunol. 2006. V. 301. P. 67-122.

226. Varga J. Mating type gene homologues in Aspergillus fumigatus II Microbiology. 2003. V. 149. P. 816-819.

227. Vershinin A.V., Allnutt T.R., Knox M.R., Ambrose M.J. and Ellis Т.Н. Transposable elements reveal the impact of introgression, rather than transposition, in Pisum diversity, evolution, and domestication // Mol. Biol. Evol. 2003. V. 20. P. 2067-2075.

228. Vicient C., Kalendar R. and Schulman A. Envelope-class retrovirus-like elements are widespread, transcribed and spliced, and insertionally polymorphic in plants // Genome Res. 2001. V. 11. P. 2041-2049.

229. Vitte C. and Panaud O. LTR retrotransposons and flowering plant genome size: emergence of the increase/decrease model // Cytogenet. Genome Res. 2005. V. 110. P. 91-107.

230. Volff J.N., Korting C., Froschauer A., Sweeney K. and Schartl M. Non-LTR retrotransposons encoding a restriction enzyme-like endonuclease in vertebrates // J. Mol. Evol. 2001a. V. 52. P. 351-360.

231. Volff J.N., Korting C. and Schartl M. Multiple lineages of the non-LTR retrotransposon Rexl with varying success in invading fish genomes // Mol. Biol. Evol. 2000. V. 17. P. 16731684.

232. Voytas D.F. Retroelements in genome organization // Science. 1996. V. 274. P. 737-738.

233. Warmington J.R., Waring R.B., Newlon C.S., Indge K.J. and Oliver S.G. Nucleotide sequence characterization of Ту 1-17, a class II transposon from yeast // Nucleic Acids Res. 1985. V. 13. P. 6679-6693.

234. Watanabe M., Nikaido M., Tsuda T.T., Inoko H„ Mindell D.P., Murata K. and Okada N. The rise and fall of the CR1 subfamily in the lineage leading to penguins // Gene. 2006. V. 365. P. 57-66.

235. Webster M.T., Axelsson E. and Ellegren H. Strong regional biases in nucleotide substitution in the chicken genome // Mol. Biol. Evol. 2006. V. 23. P. 1203-1216.

236. Weaver D.C., Shpakovski G.V., Caputo E., Levin H.L. and Boeke J.D. Sequence analysis of closely related retrotransposon families from fission yeast // Gene. 1993. V. 131. P. 135139.

237. Wells S.M., Pyle R.M. and Collins N.M. The RJCN Red Data Book: Invertebrates. Gland, Switzerland. 1983.

238. Wessler S.R. Transposable elements and the evolution of eukaryotic genomes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2006. V. 103. P. 17600-17601.

239. Wilhelm M., Boutabout M., Heyman Т. and Wilhelm F.X. Reverse transcription of the yeast Tyl retrotransposon: the mode of first strand transfer is either intermolecular or intramolecular//J. Mol. Biol. 1999. V. 288. P. 505-510.

240. Witek M., Sliwinska E.B., Skorka P., Nowicki P., Woyciechowski M. and Settele J. Polymorphic growth in larvae of Maculinea butterflies, as an example of biennialism in myrmecophilous insect// Oecologia. 2006. V. 148. P. 729-733.

241. Woodcock D.M., Lawler C.B., Linsenmeyer M.E., Doherty J.P. and Warren W.D. Asymmetric methylation in the hypermethylated CpG promoter region of the human LI retrotransposon//J. Biol. Chem. 1997. V. 272. P. 7810-7816.

242. Wostemeyer J. and Kreibich A. Repetitive DNA elements in fungi (Mycota): impact on genomic architecture and evolution // Curr. Genet. 2002V. 41. P. 189-198.

243. Wright D.A. and Voytas D.F. Athila4 of Arabidopsis and Calypso of soybean define a lineage of endogenous plant retroviruses // Genome Res. 2002. V. 12. P. 122-131.

244. Xiong Y. and Eickbush Т.Н. The site-specific ribosomal DNA insertion element RIBm belongs to a class of non-long-terminal-repeat retrotransposons // Mol. Cell. Biol. 1988. V. 8. P. 114-123.

245. Xiong Y. and Eickbush Т.Н. Origin and evolution of retroelements based upon their reverse transcriptase sequences // EMBO J. 1990. V. 9. P. 3353-3362.

246. Xiong Y. and Eickbush Т.Н. Dong, a non-long terminal repeat (non-LTR) retrotransposable element from Bombyx mori // Nucleic Acids Res. 1993. V. 21. P. 1318.

247. Xiong Y., Burke W.D. and Eickbush Т.Н. Pao, a highly divergent retrotransposable element from Bombyx mori containing long terminal repeats with tandem copies of the putative R region // Nucleic Acids Res. 1993. V. 21. P. 2117-2123.

248. Yang Z., Boffelli D., Boonmark N., Schwartz K. and Lawn R. Apolipoprotein(a) gene enhancer resides within a LINE element // J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 891-897.

249. Yang J., Malik H.S. and Eickbush Т.Н. Identification of the endonuclease domain encoded by R2 and other site-specific, non-long terminal repeat retrotransposable elements // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. V. 96. P. 7847-7852.

250. Youngman S., van Luenen H.G.A.M. and Plasterk R.H. A Rte-1, a retrotransposon-like element in Caenorhabditis elegans IIFEBS Lett. 1996. V. 380. P. 1-7.

251. Zingler N., Weichenrieder 0. and Schumann G.G. APE-type non-LTR retrotransposons: determinants involved in target site recognition // Cytogenet. Genome Res. 2005. V. 110. P. 250-268.

252. Zupunski V., Gubensek F. and Kordis D. Evolutionary dynamics and evolutionary history in the RTE clade of non-LTR retrotransposons // Mol. Biol. Evol. 2001. V. 18. P. 1849-1863.