Эволюция короткого ретропозона В1 тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Вениаминова, Наталья Александровна

• Вениаминова, Наталья Александровна
• кандидат биологических наук
• 2007

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Вениаминова, Наталья Александровна

Основные обозначения и сокращения.

Введение.

1. Обзор литературы

Мобильные генетические элементы.

1.1. Ретротранспозоны.

1.2. Длинные ретропозоны (LINE).

1.3. Короткие ретропозоны (SINE).

1.3.1. Структура SINE.

1.3.1.1. «Голова».

1.3.1.2. «Тело».

1.3.1.3. «Хвост».

1.3.1.4. SINE с нетипичной структурой.

1.3.2. Механизм амплификации SINE.

1.3.2.1. Транскрипция.

1.3.2.2. Посттранскрипционная модификация.

1.3.2.3. Транспорт в цитоплазму.

1.3.2.4. Ретропозиция SINE.

1.3.3. SINE, произошедшие из 7SL РНК.

1.3.3.1. Alu SINE.

1.3.3.2. B1 SINE.

1.3.3.3. 7SL РНК-родственные SINE из геномов тупай.

1.3.4. Возможные функции SINE и их роль в эволюции генома.

1.3.4.1. SINE, как источник последовательностей, регулирующих транскрипцию генов.

1.3.4.2. SINE и альтернативный сплайсинг.

1.3.4.3. Alu-элементы и аденозин-инозиновое редактирование.

1.3.4.4. Роль SINE при стрессовых воздействиях.

1.3.4.5. Гены малых РНК, произошедшие от SINE.

1.3.4.6. SINE как филогенетические маркеры.

2. Материалы и методы.

2.1. Материалы, реактивы и приборы, использованные в работе.

2.1.1. Ферменты и наборы.

2.1.2. Плазмидные векторы.

2.1.3. Другие реактивы.

2.1.4. Материалы.

2.1.5. Приборы.

2.2. Выделение геномной ДНК.

2.3. Полимеразная цепная реакция.

2.4. Электрофорез ДНК в агарозном геле.

2.4.1. Выделение ДНК из геля.

2.5. Радиоактивное мечение ДНК.

2.6. Дот-гибридизация.

2.7. Получение компетентных клеток.

2.8. Создание геномных библиотек и их скрининг.

2.9. Выделение плазмидной ДНК.

2.9.1. Метод 1.

2.9.2. МетодН.

2.10. Секвенирование ДНК.

2.11. Компьютерный анализ.

2.12. Выделение ядерного экстракта клеток асцитной карциномы Эрлиха (АКЭ).

2.13. Получение конструкций для транскрипции.

2.14. Транскрипция in vitro.

3. Результаты.

3.1. Число копий В1 в геномах разных семейств грызунов.

3.2. Варианты нуклеотидных последовательностей В1-элементов грызунов различных семейств.

3.3. Структура рВ1 грызунов различных семейств.

3.4. Структура В1 и филогенетические связи грызунов различных семейств.

3.5. Транскрипция рВ1 in vitro.

3.6. Поиск повторяющихся последовательностей в геноме Castor fiber.

4. Обсуждение результатов.

4.1. Эволюция В1 SINE.

4.2. В1 и филогения грызунов.

4.3. Транскрипционная активность рВ1.

Выводы.

Благодарности.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Эволюция короткого ретропозона В1»

Мобильные генетические элементы, известные под названием короткие ретропозоны, или SINE (Short Interspersed Elements), представляют собой рассеянные по геномам эукариот повторяющие последовательности длиной от 80 до 400 п.н., амплификация которых происходит с помощью обратной транскрипции. Первые SINE были описаны более 25 лет назад. Все эти годы исследования SINE интенсивно развивались; в результате чего наши знания об этих мобильных генетических элементах значительно расширились. Стали в общих чертах известны механизмы их размножения, и выяснилось, что они играют важную роль в эволюции геномов и самих организмов. Однако многие вопросы, в частности, связанные с путями и механизмами эволюции самих SINE остаются малоизученными.

В геномах млекопитающих одного вида имеется 2-4 семейства коротких ретропозонов, каждое из которых содержит десятки или сотни тысяч копий, чьи нуклеотидные последовательности обычно обладают 65-90%-ным сходством.

SINE транскрибируются РНК-полимеразой III, благодаря наличию в своей 5' -концевой части промотора РНК-полимеразы III, состоящего из двух боксов (А и В), которые разделены последовательностью длиной 30-40 п.н. Короткие ретропозоны относятся к неавтономным мобильным элементам, поскольку не кодируют собственных ферментов и используют для своего размножения обратную транскриптазу, закодированную в одном из видов длинных ретропозонов, или LINE (Long Interspersed Elements). Большинство SINE млекопитающих размножаются с помощью длинного ретропозона L1.

Наиболее распространены семейства SINE, ведущие свое происхождение от молекул тРНК, поскольку их нуклеотидные последовательности обладают выраженным сходством с тем или иным видом тРНК. Однако имеются два класса SINE, чье происхождение связано с другими РНК, синтезирующимися РНК-полимеразой III. Один из них включает несколько недавно открытых семейств SINE рыб, произошедших из 5S рРНК (Kapitonov and Jurka, 2003; Nishihara et al., 2006). Короткие ретропозоны другого класса (Alu приматов и В1 грызунов) были среди первых описанных SINE (Deininger et al., 1981; Haynes et al., 1981; Kramerov et al., 1979; Krayev et al., 1980). Они ведут происхождение от цитоплазматической 7SL РНК, имеющей длину 300 нуклеотидов и входящей в состав рибонуклеопротеидных частиц SRP (signal recognition particles). SRP участвуют в узнавании сигнальных пептидов секретируемых и мембранных белков.

В процессе возникновения Alu и В1, произошла потеря центральной части 7SL РНК длиной 144-182 нуклеотидов. Alu (300 п.н.) состоит из двух таких сходных, но неидентичных последовательностей - левого (L) и правого (R) мономеров. Alu были найдены в геномах всех изучавшихся в этом отношении приматов, включая полуобезьян (Prosimiae), что свидетельствует о возникновении Alu у общего предка всех приматов (Roos et al., 2004; Zietkiewicz et al., 1998). В отличие от Alu, В1-элемент из геномов домовой мыши {Mus musculus) и серой крысы {Rattus norvegicus) представляет собой мономер и имеет длину около 140 п.н.

Грызуны (Rodentia) образуют самый обширный отряд млекопитающих, состоящий, по крайней мере, из 30 семейств (Hartenberger, 1985; Павлинов, 2003). Если В1 у мышей и крыс (сем. Muridae) изучены сравнительно хорошо (Bains and Temple-Smith, 1989; den Dunnen and Schoenmakers, 1987; Krayev et al., 1982), в частности, благодаря секвенированию геномов М. musculus (Waterston et al., 2002) и R. norvegicus (Gibbs et al., 2004), то этот SINE из геномов других грызунов остается очень мало изученным.

Недавно, используя гибридизацию с В1-зондом М. musculus, в нашей лаборатории было показано наличие 7SL РНК-родственных SINE, помимо приматов (Alu), у грызунов всех 15 тестированных семейств, а также у тупай (отр. Scandentia), но не у представителей других отрядов млекопитающих (Vassetzky et al., 2003). Предварительные опыты по клонированию и секвенированию геномных фрагментов ДНК подтвердили наличие копий В1 у таких грызунов как тушканчики, мышовки, белки, бобры и морские свинки (Vassetzky et al., 2003). Однако подробного систематического исследования В1, включающего большинство семейств грызунов до сих пор не проводилось.

Целью данной диссертационной работы было изучение распространенности, структуры, возможных путей и механизмов эволюции короткого ретропозона В1 в отряде грызунов. Для чего были поставлены следующие задачи:

1. Оценить число копий В1 в геномах грызунов различных семейств.

2. Клонировать и секвенировать копии В1 из представителей большого числа семейств грызунов.

3. Проанализировать установленные нуклеотидные последовательности В1 и выявить их специфические структурные черты. Основываясь на этих чертах проанализировать филогению грызунов.

4. Построить схему эволюции В1 в отряде грызунов.

В ходе данной работы было клонировано, секвенировано и проанализировано более 300 копий В1 из геномов грызунов, относящихся к 22 семействам. Еще недавно исследования такого рода были не осуществимы в нашей стране. Однако благодаря тому, что автоматическое секвенирование ДНК стало вполне доступным методом исследования, решение вышеописанных задач оказалось выполнимым.

I, ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

МОБИЛЬНЫЕ ГЕНЕТИЧЕСКИЕ ЭЛЕМЕНТЫ

Выделяют два основных класса подвижных (мобильных) элементов эукариот: Д11К-транспозоны и ретротранспозоны. Эта классификация основана на молекулярных механизмах, с помощью которых происходит перемещение таких элементов (Рис. 1). ДНК-транспозоны (или просто транспозоны) перемещаются с участием комплекса белков, обеспечивающего активность фермента транепозазы. которая узнает элемент и переносит его на новое место.

ДНК-транспозон механизм «с lit-and-paste»)

Ретротранспозон механизм «сору-and-paste»)

ДНК-донор транспозаза транспозаза прилегающие последовательности

ДНК-донор

РНК-пол и мепаза

РНК обратная транскриптаза I свободная ДНК-копия

Новые вставки мобильных элементов

Рис. f. Упрощенная схема, иллюстрирующая два механизма появления копий мобильных элементов в новых участках генома.

Транспозоны ограничены с двух сторон так называемыми инвертированными повторами, то есть одинаковыми последовательностями, имеющими противоположную ориентацию (Рис. 2). Инвертированные повторы необходимы для перемещения элемента, которое осуществляется благодаря их сближению друг с другом и узнаванию транспозазой.

ДНК-донор, содержащая ДНК-транс п озш

ДНК-мишень з

З1 3

3' инвертированные аовторы сайт-мишень дупликации ф Транспозаза делает тупые разрывы в донорной ДНК и липкие разрывы в ДНК-мишени 5

3'

3 '<

3'

5'-нес паренные основания Транспозаза лигирует транспозонс

5'-одноцепочечными разрывами донорной ДНК

5' н и б1 Клеточная ДНК-полимераза достраивает 3"-концы сайта-мишени и соединяет их с ДНК-транспозоном

Я—И сайт-мишень дупликации (прямые повторы)

Рис. 2. Схема нерепликативнойтранспозиции ДНК-траиспозонов.

Инвертированные повторы сближаются и точно отрезаются транспозазой от соседних участков ДНК хозяина. Успешному вырезанию элемента способствует дополнительная сверхспирализация двунитеевоЙ спирали ДНК, обеспечивающая изгибы двойной спирали и сближение отдельных ее участков. Вырезанный гранспозон внедряется в район разрыва, вносимого транспозазой, в молекуле-мишени и сшивается с ДНК хозяина в новом месте. Разрыв и сшивание осуществляются транспозазой и вспомогательными белками.

Транспозаза может кодироваться как самим подвижным элементом, который будет перемещаться, так и другой копией элемента, локализованной в том же геноме в отдалении.

ДНК-транспозоны в геноме человека заметно активнее, чем у мыши. В геноме мыши идентифицировано 4 семейства ДНК транспозонов (mariner-элемент MMAR1, hAT-элементы URRI, RMER30 и RCharl), в то время как у человека выделяют 14 семейств таких элементов. Для своего выживания в ходе эволюции ДНК-транспозоны приобрели способность к горизонтальному переносу в геном нового хозяина, используя в качестве вектора вирусы или другие внутриклеточные паразиты. Примером может служить транспозон mariner: в геноме мыши он представлен элементом MMAR1, а у человека -элементом HMAR1, последовательности которых идентичны на 97 процентов (Waterston et al., 2002).

1.1. Ретротранспозоны

Другой большой класс подвижных элементов - это ретротранспозоны, они не вырезаются из хромосомы, как это делают транспозоны (механизм «cut-and-paste»), а амплифицируются, то есть образование их новых копий в геноме не сопряжено с потерей уже существующих («copy-and-paste») (Рис. 1). Механизм такой амплификации основан на открытой в 1970 году Г. Теминым и Д. Балтимором реакции обратной транскрипции -синтеза цепи ДНК на матрице РНК. Обратная транскрипция была обнаружена при изучении ретровирусов, содержащих РНК, которая служит матрицей при образовании ДНК-копии. Фермент, осуществляющий эту реакцию синтеза ДНК на РНК, называют обратной транскриптазой или (в русской литературе) ревертазой. Ревертаза не только ведет синтез нити ДНК на РНК, но и осуществляет синтез второй комплементарной нити ДНК, а РНК-матрица распадается и удаляется. Двухнитевая ДНК синтезируется в цитоплазме, а затем перемещается в ядро и встраивается в геном. Оказавшись в хромосоме, ДНК ретровируса (провирус) стабильно наследуется в ряду клеточных поколений как обычный ген. Большой класс ретротранспозонов по своей структуре очень напоминает провирусы (Arkhipova et al., 1995). По-видимому, многие такие ретротранспозоны ведут прямое происхождение от ретровирусов, хотя, в свою очередь сами ретровирусы, по-видимому, возникли из древних вариантов ретротранспозонов. Ретротранспозоны этого класса, как и провирусы, имеют на концах длинные повторы (Long Terminal Repeat - LTR), благодаря чему их называют LTR-ретротранспозоны (хотя нередко для краткости используется просто термин «ретротранспозоны») (Рис. 3). м- 5-8 тпн -►

LTR (250-600 пн) кодирующий район LTR (250-600 пи)

Рис. 3. Общая схема строения LTR-рефотранспозонов.

LTR-ретротранспозоны, как следует из названия, ограничены с двух сторон левым (51) и правым (3') длинными концевыми повторами и реплицируются подобно ретровирусам. Эти элементы транскрибируются РНК-полимеразой II. с промотора, который находится в 5'-концевом LTR. Кроме того, ретротранспозоны кодируют белки, необходимые для их амплификации. Эти белки закодированы в двух открытых рамках считывания (open reading frames, ORF). Белок gag считываегся с первой рамки - ORF1 . После процессинга полипептидного продукта гена gag образуются структурные белки нуклеокапсиды, связывающейся с РНК ретротранспозона. ORF2 кодирует полипротеин pol, который содержит: (1) домены аспарагиновой протеиназы. необходимой для посттранскрипционного процессинга этого полипептида; (2) обратную транскриптазу и рибонуклеазу Н, которые, образуя бифункциональный полипептид, осуществляют обратную транскрипцию и удаление РНК-матрицы; (3) интегразу. которая «встраивает» новую копию ретротранспозона в геном.

По мере того как происходит накопление данных по определению нуклеотидных последовательностей различных эукариотических геномов, становится ясно, что геномы большинства организмов содержат LTR-ретротранспозоны. Несмотря на то, что практически все эти ретротранспозоны содержат гены gag и pol, указанные гены значительно отличаются своей нуклеотидной последовательностью и геномной организацией в различных элементах. Международным комитетом по таксономии вирусов (ICTV) было предложено разделить LTR-ретротранспозоны в зависимости от порядка расположения в них функциональных доменов в гене pol на группы: Ty3/gypsy (Boeke et al., 2004) и Tyl/copia (Boeke et al., 2002). В элементах группы Tyl/copia в гене pol функциональный домен обратной транскриптазы располагается за интегразой, а у элементов группы Ty3/gypsy функциональный домен интегразы следует за доменом обратной транскриптазы, подобно организации гена pol у ретровирусов позвоночных (Рис. 4). Комитетом ICTV элементы группы Tyl/copia предложено называть исевдовирусами (Psevdoviridae), a Ty3/gypsy - метавирусами (Metaviridae).

5 ltr Кодирующая последовательность 3 ltr

ЕТН-^АР, 'l^T-ftMA.^H-1 1М 1 Ty3/gypsy I Г.ЛП I-Il. ' AW' I IK! I 4-!МАЛД Tyl/copia

Рис. 4. Два типа LTR-ретротранспозонок, отличающихся порядком расположения в них функциональных доменов в гене pol.

Семейство Metaviridae населяет геномы многих эукариот, такие, как грибы (Neuveglise et al., 2002). миксомицеты, растения (Friesen et al., 2001; Marin and Llorens, 2000; Siioniemi et al., 1998) и животные (Bae et al., 2001; Butler et al., 2001; Volff et al., 2001). Metaviridae классифицируют на группы в зависимости от присутствия (Errantiviruses) или отсутствия (Metaviruses) дополнительной третьей рамки считывания, обладающей сходством с геном env настоящих ретровирусов. Группа Chromoviruses (Marin and Llorens, 2000), отличается наличием хромодомена (CD), который располагается на С-конце интегразы и содержит 40-50 аминокислот (Kordis, 2005). Кроме того, выделяют группу Semotiviruses (BEL-ретротранспозоны) (Goodwin and Рои Iter. 2002). Филогенетический анализ Metaviridae показывает наличие 10 клад: Chromovirits, CsRnl, Mdh3, Osvaldo (включая Gmrl и Cigr2 семейства), Athila, Mag, Gypsy, Mdgl, Ccr или Tor клады (Bae et al., 2001; Gorinsek et al., 2004; Malik and Eickbush, 1999; Marin and Llorens, 2000; Volff et al., 2004, Семин и Ильин, 2005). Большинство клад Metaviridae имеют ограниченное распространение и встречаются только в отдельных таксономических группах, такнх как членистоногие (Mdgl, Mdg3 и Gypsy), нематоды (Сег), оболочники (Cigrl и Тог) и растения (Athila). И только клада Chromoviruses широко распространена среди грибов, растений и позвоночных. Psevdoviridae предложено разделить на три группы: Psevdoviruses (идентифицированы в геномах растений), Hemiviruses и Sireviruses (Havecker et al., 2004; Malik et al., 2000).

Наличие гена env не ограничено представителями Errantivirus. Открытая рамка считывания, соответствующая env-подобному гену, обнаружена также в элементах, принадлежащих к представителям отдельных родов семейств Metaviridae (Metaviruses, Semotiviruses) и Psevdoviridae (Sireviruses) (Malik et al., 2000). Например, следующие метавирусы имеют еиг-подобный ген: Boudicca, недавно обнаруженный в геноме паразита человека Schistosoma mansoni (Copeland et al„ 2003), Athila, распространенный в геноме Arabidopsis (Wright and Voytas, 2002) и Baggy-2 ячменя (Vicient et al., 2001). В геномах нематод, дрозофилы и рыбы фугу также тестированы последовательности семотивирусов с дополнительным елу-подобным геном (Bowen and McDonald, 1999; Frame et al., 2001). Кроме того, около трети LTR-ретротранспозонов, относящихся к Sireviruses, имеют эту последовательность в своем составе (Havecker et al., 2004).

В последнее время обнаружено немало LTR-ретротранспозонов, у которых присутствует одна или несколько других дополнительных рамок считывания. Например, в элементах RIRE2 из риса (Ohtsubo et al., 1999) и Grande 1 из кукурузы (Martinez-Izquierdo et al., 1997) дополнительные рамки считывания кодируют антисмысловую РНК к некоторым транскриптам генов хозяйского генома. А ретротранспозон Bsl кукурузы (Bureau et al., 1994; Jin and Bennetzen, 1994) в качестве дополнительной ORF приобрел часть последовательности гена, кодирующего АТФазу. Приобретенные LTR-ретротранспозонами дополнительные ORF могут также находиться и в генах gag и pol (Claypool et al., 2001).

В геномах многих эукариот обнаружены также неавтономные элементы, которые не кодируют необходимые для транспозиции белки и активизируются in trans белками автономных элементов. К таким LTR-ретротранспозонам относятся LARD (large retrotransposon derivatives) (Kalendar et al., 2004), TRIM (terminal repeats in miniature) (Witte et al., 2001) и Morgane (Sabot et al., 2006). LARD-элементы обнаружены в ячмене и пшенице, они содержат протяженные LTR и длинные консервативные внутренние домены, которые не обладают белок-кодирующей способностью. TRIM-элементы имеют укороченные LTR и внутренние домены, содержащие лишь сигналы для обратной транскрипции. Представители этого класса обнаружены в геномах картофеля и арабидопсиса. Morgane-элементы являются промежуточным звеном между автономными и полностью неавтономными элементами и имеют небольшой остаток pol ORF2.

LTR-ретротранспозоны в геномах млекопитающих представлены эндогенными ретровирусами (ERV) и неавтономными их производными (Maksakova et al., 2006). ERV в геноме мыши разделяют на три класса: класс I - мышиный вирус лейкемии (MuLV), класс II - интроцистенальная А-частица (IAP) и MMTV (mouse mammary tumor virus), класс III -MuERV-L. ERV-элементы почти вымерли (потеряли способность к амплификации) в геноме человека, в то время как все три класса в геноме мыши остаются активными и в настоящее время (Waterston et al., 2002).

Элементы класса I у человека встречаются в 4 раза чаще, чем у мыши. У мыши этот класс включает такие активные ERV, как мышиный вирус лейкемии, MuRRS, MuRVY и VL30, у человека - HERVK10, HERBK113.

Копии ретротранспозонов класса II в 10 раз более распространены в геноме мыши, чем человека. У мыши выделяют два основных активных элемента - интроцистернальная А-частица (IAP) и ранние ретротранспозоны (ЕТп).

Класс III самый большой по числу копий, он составляет около 80% всех выявленных ретротранспозонов. Этот класс включает неавтономные MaLR-элементы, которые «успешны» в геноме мыши (MuERV-L, МТ и ORR1) и в настоящее время, но потерявшие активность в линии приматов, ведущей к человеку, около 50 миллионов лег назад.

LTR-ретротранспозоны, являясь неотъемлемой частью геномной ДНК, передаются как менделеевские гены от родителей к потомству, то есть вертикально. Кроме того, существуют доказательства их горизонтального переноса (Jordan et al., 1999). Скорее всего, это происходит в тех случаях, когда ретро в и русы переходят с хозяина одного вида на хозяина другого вида. Затем, вследствие накопления мутаций а провирусах, они теряют инфекционность и превращаются в эндогенные ретровирусы. Дальнейшие изменения в таких провирусах, в частности потеря гена ет>, превращают их в классические ретротранспозоны, которые часто не способны формировать даже внутриклеточные вирионы.

1.2, Длшшые ретропозоны (LINE)

В геномах эукариот широко распространены также другие мобильные элементы, размножающиеся с помощью обратной транскрипции. Один из классов таких элементов -длинные ретропозоны. Они не имеют длинных концевых повторов и поэтому в англоязычной литературе иногда называются «non-LTR-retrotransposons». Другое часто используемое обозначение этих элементов генома - LINE (Long Interspersed Elements). Типичные полноразмерные LINE имеют длину 6-7 т.п.н. и содержат две открытые рамки считывания (ORF1 и ORF2). ORF1 длиной ~ I т.п.н. кодирует РНК-связывающий белок. ORF2 (~ 4 т.п.н.) кодирует полипептид, обладающий определенным сходством с обратной транскриптазой ретровирусов и LTR-ретротранспозонов (Рис. 5).

ORF1 . , >к 1 тпн

ORF2 4 тпн

->1

5'-не транслируемый район кодирующая последовательность З'-нетранслируемый район

Рис. 5. Общая схема строения полноразмерного LINE.

Наиболее распространенный длинный ретропозон в геномах млекопитающих -LINE1, часто обозначаемый как LI (Smit, 1996). Этот ретропозон составляет по массе около 17 % всей ДНК человека, и представлен в геноме 5x105 копиями (Lander et al., 2001). Лишь небольшая их часть - полноразмерные L1, тогда как остальные представляют собой укороченные с 5'-конца копии (то есть они содержат только З'-концевые районы). Несмотря на то, что L1 -элементы рассеяны по всему геному, их концентрация варьирует в зависимости от геномного района. Обычно L1 -элементы сконцентрированы в АТ-богатых районах генома, которые характеризуются низким уровнем рекомбинации и где отсутствуют гены. Например, L1-элементы составляют 89% одного из районов (длиной 100 т.п.н.) хромосомы X, в то время как они практически отсутствуют в кластерах генов, содержащих гомеобоксы (Lander et al., 2001). Относительно «молодые» L1 -элементы нередко обнаруживаются вблизи генов, тогда как многочисленные «старые» копии концентрируются в районах, не содержащих генов (Medstrand et al., 2002). Полагают, что такое распределение L1 объясняется отрицательным их воздействием на работу генов и вследствие этого, отбором, направленным против их сохранения вблизи генов.

Полноразмерный L1 содержит внутренний промотор для РНК-полимеразы II в 5'-нетранслируемом районе (5'UTR), в то время как на З'-конце располагается (А)П/(Т)П последовательность, которую обычно называют поли (А)-хвостом. После транскрипции L1 и транспорта РНК в цитоплазму, ORF1 и ORF2 в ее составе подвергаются трансляции. Полипептид, закодированный в ORF1, представляет собой РНК-связывающий белок р40, для которого in vitro была показана шаперонная активность в отношении нуклеиновых кислот (Kolosha and Martin, 2003; Martin and Bushman, 2001). Роль этого белка в репликации L1-элементов пока не вполне ясна. Белок, закодированный в ORF2, имеет эндонуклеазную (Feng et al., 1996) и ревертазную (Mathias et al., 1991) активности. Белки L1-элементов и их РНК собираются в рибонуклепротеиновые частицы (Martin, 1991), которые в основном находятся в цитоплазме, но, по-видимому, некоторая их часть транспортируется в ядро.

В ядре образуется цепь ДНК на матрице РНК L1 при участии ревертазы L1 в процессе, называемом мишень-затравляемой обратной транскрипцией (TPRT - target-primed reverse transcription). TPRT была впервые обнаружена при изучении ретропозона R2 из генома тутового шелкопряда Bombyx mori (Luan et al., 1993; Yang et al., 1999) и позднее показана также для L1 и других длинных ретропозонов (Cost et al., 2002; Feng et al., 1996). В процессе TPRT домен эндонуклеазы ORF2 разрезает одну из цепей геномной ДНК, оставляя свободную гидроксильную группу на З'-конце. Ревертаза ORF2 использует этот конец цепи ДНК как праймер для обратной транскрипции РНК L1-элемента. Вторая цепь (верхняя) ДНК-мишени также разрезается эндонуклеазой ORF2, но правее (для L1 расстояние между двумя разрывами составляет 4-20 п.н.) и образовавшийся З'-конец используется для синтеза второй цепи ДНК, видимо, клеточной ДНК-полимеразой. В результате образуется новая копия LINK!, фланкированная прямыми повторами длиной 4-20 п.н. (Рис. 6). Надо отметить, что предпочтительными сайтами расщепления ДНК для эндонуклеазы L1 являются последовательности TTJAAAA и TYTN для первого и второго разрывов соответственно.

Геномная ДНК

Сайт-мишень мипипиммттш ТТТТТТП 11 IIII II Till IIIII II HIT т

Первый разрыв I

ДЕЙСТВИЕ ЭНДОНУКЛЕАЗ, ПРАЙМИРОВАНИЕ

РНК LINE 5* II I I I I I I I 1 I гтт

Второй разрыв * I

ОБРАТНАЯ ТРАНСКРИПЦИЯ, ИНТЕГРАЦИЯ

I'lihiMlin

ЕШДШШШДПЕ.

Дупликация сайта-мишени шшшшп

РЕПАРАЦИЯ

Дупликация сайта-ми hi ен и

11IIII1IIIIIIII

Новая копия LP4E

Рис. 6. Схема мишень-затравляемой обратной транскрипцией (TPRT - target-primed reverse transcription).

Прямо или косвенно L1-элементы вовлечены в эволюцию генома. Интеграция LI-элементов в новые сайты генома чаще имеет отрицательные или нейтральные последствия, чем положительные. Вставка L1 в кодирующую последовательность гена обычно инактивирует белок-кодирующую функцию, что было обнаружено, в случае некоторых мутаций в экзоны генов фактора VIII свертываемости крови и дистрофина (Kazazian et al,, 1988; Narita et a]., 1993). С другой стороны известны случаи того, что в результате интеграции участки L1-элемента оказываются составной частью кодирующих последовательностей генов. Интеграция Ll-элементов в интроны может изменять структуру мРНК благодаря появлению в генах новых сайтов сплайсинга (Meischl et al., 2000; Schwahn et al., 1998) и сигналов полиаденилирования (Perepelitsa-Belancio and Deininger, 2003). Вставка копии LI перед геном, может нарушать работу его регуляторных последовательностей. В то же время, привнося свои собственные регуляторные последовательности, L1 может изменять экспрессию гена, что иногда может быть полезным и закрепляться в эволюции.

При транскрипции активных копий L1 происходит считывание З'-фланкирующих последовательностей, в результате чего, РНК L1 часто содержит на своем конце длинные дополнительные последовательности, в частности, экзоны генов. При ретропозиции таких последовательностей в другие гены, последние могут приобретать новые экзоны. Посредством такого механизма, получившего название «перетасовка экзонов» (ехоп shuffling) (Moran et al., 1999), LI-элементы играют важную роль в эволюции генов.

Широкое распространение Ll-элементов в геноме делает их частыми участниками неравного кроссинговера, то есть процесса рекомбинации, который происходит между неаллельными копиями этого длинного ретропозона. Такое явление приводит к образованию протяженных (более 3 тыс.п.н.) дупликаций и делеций (Gilbert et al., 2002; Symer et al., 2002).

Была выдвинута гипотеза о том, что L1-элементы способствуют инактивации одной из X хромосом у самок млекопитающих. В основе этой гипотезы лежит тот факт, что район центра инактивации Х-хромосомы сильно обогащен L1-элементами. Кроме того, инактивация аутосомных транслокаций на Х-хромосому зависит от концентрации Ll-элементов в траснлоцированном фрагменте хромосомы (Lyon, 1998).

Существует также гипотеза о том, что интеграция Ll-элементов в межгенные районы увеличивает расстояние между генами и тем самым увеличивает частоту рекомбинации, то есть уменьшают сцепленность этих генов. Это в свою очередь должно увеличивать эффективность независимого отбора генов и способствовать эволюции организмов (Comeron, 2001).

Идентифицированные в настоящее время LINE можно сгруппировать в 11 различных клад. Все они характеризуются наличием домена обратной транскриптазы (RT), единственного домена, общего для всех LINE-элементов. Клада «CRE» включает SLACS, CZAR, CRE1, CRE2 элементы, которые проявляют сайт-специфичность в отношении мини-экзонов у трипаносом (Aksoy et al., 1990; Gabriel et al., 1990). Клада «R2» широко распространена среди членистоногих (Burke et al., 1987). Элементы R4 и Dong клады «R4» идентифицированы в геномах нематод и членистоногих (аскарида и тутовый шелкопряд) (Burke et al., 1995). 112-элементы сайт-специфичны для генов рРНК, в то время как элементы клады «R4» специфичны как для генов рРНК (R4), так и для простых повторов (Dong). Элементы клады «LI» (Malik et al., 1999) обнаружены в геномах позвоночных, различных растений, водорослей и миксомицетов. Некоторые представители этой клады сайт-специфичны (например, Тх1 у Xenopus и Zepp у Chlorella), другие не обладают специфичностью (Tall арабидопсиса и L1 позвоночных).

В геномах нематод, насекомых и позвоночных обнаружены элементы, относящиеся к кладе «RTE» (Bov-B коровы, JAM1 малярийного комара, RTE1 и RTE2 нематоды С. elegans) (Youngraan et al., 1996). Кроме того, выделяют три сестринские клады «Tadl» (Cambareri et al., 1994), «LOA» (Felger and Hunt, 1992), «Rl» (Xiong and Eickbush, 1988), а также две другие родственные клады: «CR1» (Silva and Burch, 1989) и «Jockey» (Priimagi et al., 1988). Клада Tadl представлена только в геномах грибов (Cgtl 3 из генома Glomerella, Mgr583 из Magnoporthe, Marsl из Ascobulu и Tadl из Neurospora), в то время как представители клад LOA, Jockey, и R1 распространены в геномах членистоногих. LINE клады R1 сайт-специфичны в отношении генов рРНК (Rl, RT1) или - теломерных повторов (TRAS, SAR1). Клада CR1 имеет самое широкое распространение, элементы этой клады идентифицированы в геномах позвоночных, насекомых, нематод и трематод. К этой кладе также относится LINE2 (L2) из генома человека, однако копии этого элемента у плацентарных млекопитающих неактивны и довольно сильно разрушены. И, наконец, последняя клада «I». К этой кладе относятся элементы BGR, I, ingi и LITc, обнаруженные в геномах моллюсков, насекомых и трипаносом.

LINE-элементы стабильные составные части геномов эукариот, которые передаются в ряду поколений (то есть вертикально) и сохраняются на протяжении огромных исторических периодов. Однако известны случаи горизонтального переноса длинных ретропозонов. Так, LINE Bov-B, впервые обнаруженный в геноме быка (Duncan, 1987) (Majewska et al., 1988), и как выяснилось, свойственный всем жвачным (Ruminantia) (Jobse et al., 1995) (Modi et al., 1996), но не другим млекопитающим, оказался характерным и для чешуйчатых рептилий (Squamata) (Kordis and Gubensek, 1997). Единственным объяснением такого распределения LINE Bov-B среди позвоночных может быть только горизонтальный перенос этого ретропозона между рептилиями и жвачными.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Вениаминова, Наталья Александровна

выводы

1. Число копий короткого ретропозона (SINE) В1 варьирует в геномах исследованных грызунов от 104 до 106. Низким числом копий В1 характеризуются виды относительно рано возникших семейств грызунов.

2. Клонировано и секвенировано более 300 копий В1 из геномов грызунов 22 семейств. Все последовательности В1 относились к одной из трех категорий: (I) канонические В1, содержащие внутреннюю тандемную дупликацию длиной 29 п.н.; (II) pBl, лишенные такой дупликации и рассматриваемые как эволюционные предшественники других вариантов Bl; (III) сложные SINE, состоящие из двух мономеров: В1 (или pBl) и ID-родственной последовательности. В большинстве семейств канонический В1 преобладает над pBl, тогда как у рано возникших семейств грызунов pBl или сложные SINE доминируют по числу копий над В1.

3. Большинство последовательностей pBl содержат специфическую делецию длиной 7 или 10 п.н. (d7, dlO). ВI из геномов большинства грызунов имеют делецию d7 или в более редких случаях (Muridae и Thryonomyidae) - d9. В геномах белок, аплодонтий и сонь последовательности В1 имеют внутреннюю тандемную дупликацию длиной 20 п.н., делецию dlO и входят в состав сложного SINE Bl-dID.

4. Сравнение Bl из геномов грызунов разных семейств выявило характерные черты - однонуклеотидные замены, вставки, делеции и протяженные дупликации. Анализ распространения этих черт В1 среди исследованных семейств свидетельствует в пользу существования трех больших клад грызунов: I - семейства, родственные белкам (Sciuridae, Aplodontidae и Gliridae); II - Hystricognathi; III - остальные 11 семейств, включая 6 семейств мышеподобных грызунов (Myodonta). На филогенетическом древе клада I расположена базально.

5. Предложена схема эволюции короткого ретропозона В1. Образовавшийся из последовательности 7SL РНК pBl приобрел специфическую делецию dlO, затем в результате дупликации тринуклеотида CGC эта делеция превратилась в d7. В результате дупликации 29-нуклеотидного участка внутри pBld7 возник канонический В1-элемент. В тех или иных семействах грызунов все эти формы pBl и В1, соединяясь с ID-элементом, образовывали новые сложные SINE.

6. Показана способность некоторых копий pBl транскрибироваться РНК-полимеразой III in vitro. Это указывает на то, что такие копии pBl могли сохранить способность к ретропозиции до настоящего времени.

Благодарности

Автор выражает искреннюю благодарность своему научному руководителю -Дмитрию Александровичу Крамерову за терпеливое обучение навыкам работы, а также за внимательное и чуткое руководство. Автор благодарит Н.С. Васецкого за помощь и ценные советы в компьютерной обработке данных, а также всех сотрудников лаборатории эволюции геномов эукариот за хорошую творческую атмосферу в лаборатории. Отдельная благодарность всем, кто предоставил образцы тканей и ДНК, которые были использованы в данной работе.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Вениаминова, Наталья Александровна, 2007 год

1. Adkins, R.M., Gelke, E.L., Rowe, D., and Honeycutt, R.L. (2001). Molecular phylogeny and divergence time estimates for major rodent groups: evidence from multiple genes. Mol Biol Evol 18,777-791.

2. Adkins, R.M., Walton, A.H., and Honeycutt, R.L. (2003). Higher-level systematics of rodents and divergence time estimates based on two congruent nuclear genes. Mol Phylogenet Evol 26,409-420.

3. Aksoy, S., Williams, S., Chang, S., and Richards, F.F. (1990). SLACS retrotransposon from Trypanosoma brucei gambiense is similar to mammalian LINEs. Nucleic Acids Res 18, 785792.

4. Allen, T.A., Von Kaenel, S., Goodrich, J.A., and Kugel, J.F. (2004). The SINE-encoded mouse B2 RNA represses mRNA transcription in response to heat shock. Nature structural & molecular biology 11,816-821.

5. Arkhipova, I.R., Lyubomirskaya, N.V., and Ilyin, Y.V. (1995). Drosophila Retrotransposons (Austin, R.G. Landes Company).

6. Arnaud, P., Yukawa, Y., Lavie, L., Pelissier, Т., Sugiura, M., and Deragon, J.M. (2001). Analysis of the SINE SI Pol III promoter from Brassica; impact of methylation and influence of external sequences. Plant J 26,295-305.

7. Athanasiadis, A., Rich, A., and Maas, S. (2004). Widespread A-to-I RNA editing of AIu-containing mRNAs in the human transcriptome. PLoS biology 2, e391.

8. Babich, V., Aksenov, N., Alexeenko, V., Oei, S.L., Buchlow, G., and Tomilin, N. (1999). Association of some potential hormone response elements in human genes with the Alu family repeats. Gene 239,341-349.

9. Bachvarova, R. (1988). Small B2 RNAs in mouse oocytes, embryos, and somatic tissues. Dev Biol 130,513-523.

10. Bains, W., and Temple-Smith, K. (1989). Similarity and divergence among rodent repetitive DNA sequences. J Mol Evol 28,191-199.

11. Batzer, M.A., and Deininger, P.L. (2002). Alu repeats and human genomic diversity. Nature reviews 3,370-379.

12. Batzer, M.A., Deininger, P.L., Hellmann-Blumberg, U., Jurka, J., Labuda, D., Rubin, C.M., Schmid, C.W., Zietkiewicz, E., and Zuckerkandl, E. (1996). Standardized nomenclature for Alu repeats. J Mol Evol 42,3-6.

13. Batzer, M.A., Kilroy, G.E., Richard, P.E., Shaikh, Т.Н., Desselle, T.D., Hoppens, C.L., and Deininger, P.L. (1990). Structure and variability of recently inserted Alu family members. Nucleic Acids Res 18,6793-6798.

14. Bhattacharya, R., Perumal, K., Sinha, K., Maraia, R., and Reddy, R. (2002). Methylphosphate cap structure in small RNAs reduces the affinity of RNAs to La protein. Gene Expr 10, 243253.

15. Bird, A.P. (1980). DNA methylation and the frequency of CpG in animal DNA. Nucleic Acids Res 8,1499-1504.

16. Boeke, J.D. (1997). LINEs and Alus~the polyA connection. Nat Genet 16,6-7.

17. Boeke, J.D., Eickbush, Т.Н., Sandmeyer, S.B., and Voytas, D.F. (2002). Pseudoviridae. In Virus Taxonomy: Eighth Report of International Committee on Taxonomy of Viruses. Edited by Fauquet C.M. New York: Academic Press.

18. Boeke, J.D., Eickbush, Т.Н., Sandmeyer, S.B., and Voytas, D.F. (2004). Metaviridae. In Virus Taxonomy: Eighth Report of International Committee on Taxonomy of Viruses. Edited by Fauquet C.M. New York: Academic Press.

19. Borchert, G.M., Lanier, W., and Davidson, B.L. (2006). RNA polymerase III transcribes human microRNAs. Nature structural & molecular biology 13,1097-1101.

20. Borodulina, O.R., and Kramerov, D.A. (1999). Wide distribution of short interspersed elements among eukaryotic genomes. FEBS Lett 457,409-413.

21. Borodulina, O.R., and Kramerov, D.A. (2001). Short interspersed elements (SINEs) from insectivores. Two classes of mammalian SINEs distinguished by A-rich tail structure. Mamm Genome 12,779-786.

22. Borodulina, O.R., and Kramerov, D.A. (2005). PCR-based approach to SINE isolation: Simple and complex SINEs. Gene 349,197-205.

23. Bowen, N.J., and McDonald, J.F. (1999). Genomic analysis of Caenorhabditis elegans reveals ancient families of retroviral-like elements. Genome Res 9,924-935.

24. Brini, A.T., Lee, G.M., and Kinet, J.P. (1993). Involvement of Alu sequences in the cell-specific regulation of transcription of the gamma chain of Fc and T cell receptors. J Biol Chem 268,1355-1361.

25. Britten, R.J. (1994). Evidence that most human Alu sequences were inserted in a process that ceased about 30 million years ago. Proc Natl Acad Sci U S A 91,6148-6150.

26. Brookfield, J.F. (2005). The ecology of the genome mobile DNA elements and their hosts. Nature reviews 6,128-136.

27. Bureau, Т.Е., White, S.E., and Wessler, S.R. (1994). Transduction of a cellular gene by a plant retroelement. Cell 77,479-480.

28. Burke, W.D., Calalang, C.C., and Eickbush, Т.Н. (1987). The site-specific ribosomal insertion element type II of Bombyx mori (R2Bm) contains the coding sequence for a reverse transcriptase-like enzyme. Mol Cell Biol 7,2221-2230.

29. Burke, W.D., Muller, F., and Eickbush, Т.Н. (1995). R4, a non-LTR retrotransposon specific to the large subunit rRNA genes of nematodes. Nucleic Acids Res 23,4628-4634.

30. Butler, M., Goodwin, Т., Simpson, M„ Singh, M., and Poulter, R. (2001). Vertebrate LTR retrotransposons of the Tfl/sushi group. J Mol Evol 52,260-274.

31. Cambareri, E.B., Helber, J., and Kinsey, J.A. (1994). Tadl-1, an active LINE-like element of Neurospora crassa. Mol Gen Genet 242,658-665.

32. Carter, A.B., Salem, A.H., Hedges, D.J., Keegan, C.N., Kimball, В., Walker, J.A., Watkins, W.S., Jorde, L.B., and Batzer, M.A. (2004). Genome-wide analysis of the human Alu Yb-lineage. Human genomics 1,167-178.

33. Chesnokov, I., and Schmid, C.W. (1996). Flanking sequences of an Alu source stimulate transcription in vitro by interacting with sequence-specific transcription factors. J Mol Evol 42,30-36.

34. Chu, W.M., Ballard, R., Carpick, B.W., Williams, B.R., and Schmid, C.W. (1998). Potential Alu function: regulation of the activity of double-stranded RNA-activated kinase PKR. Mol Cell Biol 18,58-68.

35. Chu, W.M., Liu, W.M., and Schmid, C.W. (1995). RNA polymerase III promoter and terminator elements affect Alu RNA expression. Nucleic Acids Res 23,1750-1757.

36. Churakov, G., Smit, A.F., Brosius, J., and Schmitz, J. (2005). A Novel Abundant Family of Retroposed Elements (DAS-SINEs) in the Nine-Banded Armadillo (Dasypus novemcinctus). Mol Biol Evol 22,886-893.

37. Claypool, J.A., Malik, H.S., Eickbush, Т.Н., and Sandmeyer, S.B. (2001). Ten-kilodalton domain in Ty3 Gag3-Pol3p between PR and RT is dispensable for Ty3 transposition. J Virol 75,1557-1560.

38. Comeron, J.M. (2001). What controls the length of noncoding DNA? Curr Opin Genet Dev 11,652-659.

39. Cordaux, R., Hedges, D.J., Herke, S.W., and Batzer, M.A. (2006). Estimating the retrotransposition rate of human Alu elements. Gene 373,134-137.

40. Cost, G.J., Feng, Q., Jacquier, A., and Boeke, J.D. (2002). Human LI element target-primed reverse transcription in vitro. Embo J 21,5899-5910.

41. Dagan, Т., Sorek, R., Sharon, E., Ast, G., and Graur, D. (2004). AluGene: a database of Alu elements incorporated within protein-coding genes. Nucleic Acids Res 32, D489-492.

42. Daniels, G.R., and Deininger, P.L. (1983). A second major class of Alu family repeated DNA sequences in a primate genome. Nucleic Acids Res 11,7595-7610.

43. Daniels, G.R., and Deininger, P.L. (1985). Repeat sequence families derived from mammalian tRNA genes. Nature 317, 819-822.

44. Deininger, P.L., and Batzer, M.A. (1999). Alu repeats and human disease. Molecular genetics and metabolism 67, 183-193.

45. Deininger, P.L., Batzer, M.A., Hutchison, C.A., 3rd, and Edgell, M.H. (1992). Master genes in mammalian repetitive DNA amplification. Trends Genet 8,307-311.

46. Dewannieux, M., Esnault, C., and Heidmann, T. (2003). LINE-mediated retrotransposition of marked Alu sequences. Nat Genet 35,41-48.

47. Dewannieux, M., and Heidmann, T. (2005a). LI-mediated retrotransposition of murine BI and B2 SINEs recapitulated in cultured cells. Journal of molecular biology 349,241-247.

48. Dewannieux, M., and Heidmann, T. (2005b). LINEs, SINEs and processed pseudogenes: parasitic strategies for genome modeling. Cytogenetic and genome research 110,35-48.

49. Dewannieux, M., and Heidmann, T. (2005c). Role of poly(A) tail length in Alu retrotransposition. Genomics 86,378-381.

50. Dignam, J.D., Lebovitz, R.M., and Roeder, R.G. (1983). Accurate transcription initiation by RNA polymerase II in a soluble extract from isolated mammalian nuclei. Nucleic Acids Res 11,1475-1489.

51. Doolittle, W.F., and Sapienza, C. (1980). Selfish genes, the phenotype paradigm and genome evolution. Nature 284,601-603.

52. Duncan, C.H. (1987). Novel Alu-type repeat in artiodactyls. Nucleic Acids Res 15,1340.

53. Elder, J.T., Pan, J., Duncan, C.H., and Weissman, S.M. (1981). Transcriptional analysis of interspersed repetitive polymerase III transcription units in human DNA. Nucleic Acids Res 9, 1171-1189.

54. Englert, M., Felis, M., Junker, V., and Beier, H. (2004). Novel upstream and intragenic control elements for the RNA polymerase Ill-dependent transcription of human 7SL RNA genes. Biochimie 86,867-874.

55. Esnault, C., Maestre, J., and Heidmann, T. (2000). Human LINE retrotransposons generate processed pseudogenes. Nat Genet 24,363-367.

56. Espinoza, C.A., Allen, T.A., Hieb, A.R., Kugel, J.F., and Goodrich, J.A. (2004). B2 RNA binds directly to RNA polymerase II to repress transcript synthesis. Nature structural & molecular biology 11,822-829.

57. Felger, I., and Hunt, J.A. (1992). A non-LTR retrotransposon from the Hawaiian Drosophila: the LOA element. Genetica 85,119-130.

58. Felsenstein, J. (1985). Phylogenies from Gene Frequencies: A Statistical Problem. Systematic Zoology 300-311.

59. Felsenstein, J. (1989). PHYLIP Phylogeny Inference Package (Version 3.2). Cladistics 5, 164-166.

60. Feng, Q., Moran, J.V., Kazazian, H.H., Jr., and Boeke, J.D. (1996). Human LI retrotransposon encodes a conserved endonuclease required for retrotransposition. Cell 87, 905-916.

61. Ferrigno, O., Virolle, Т., Djabari, Z., Ortonne, J.P., White, R.J., and Aberdam, D. (2001). Transposable B2 SINE elements can provide mobile RNA polymerase II promoters. Nat Genet 28, 77-81.

62. Fornace, A.J., Jr., and Mitchell, J.B. (1986). Induction of B2 RNA polymerase III transcription by heat shock: enrichment for heat shock induced sequences in rodent cells by hybridization subtraction. Nucleic Acids Res 14,5793-5811.

63. Fornasari, D., Battaglioli, E., Flora, A., Terzano, S., and Clementi, F. (1997). Structural and functional characterization of the human alpha3 nicotinic subunit gene promoter. Molecular pharmacology 51, 250-261.

64. Frame, I.G., Cutfield, J.F., and Poulter, R.T. (2001). New BEL-like LTR-retrotransposons in Fugu rubripes, Caenorhabditis elegans, and Drosophila melanogaster. Gene 263,219-230.

65. Friesen, N., Brandes, A., and Heslop-Harrison, J.S. (2001). Diversity, origin, and distribution of retrotransposons (gypsy and copia) in conifers. Mol Biol Evol 18,1176-1188.

66. Fuhrman, S.A., Deininger, P.L., LaPorte, P., Friedmann, Т., and Geiduschek, E.P. (1981). Analysis of transcription of the human Alu family ubiquitous repeating element by eukaryotic RNA polymerase III. Nucleic Acids Res 9,6439-6456.

67. Gabriel, A., Yen, T.J., Schwartz, D.C., Smith, C.L., Boeke, J.D., Sollner-Webb, В., and Cleveland, D.W. (1990). A rapidly rearranging retrotransposon within the miniexon gene locus of Crithidia fasciculata. Mol Cell Biol 10,615-624.

68. Gilbert, N., and Labuda, D. (1999). CORE-SINEs: eukaryotic short interspersed retroposing elements with common sequence motifs. Proc Natl Acad Sci USA 96,2869-2874.

69. Gilbert, N., Lutz-Prigge, S., and Moran, J.V. (2002). Genomic deletions created upon LINE-1 retrotransposition. Cell 110,315-325.

70. Gogolevskaya, I.K., Koval, A.P., and Kramerov, D.A. (2005). Evolutionary History of 4.5SH RNA. Mol Biol Evol.

71. Gogolevskaya, I.K., and Kramerov, D.A. (2002). Evolutionary history of 4.5SI RNA and indication that it is functional. J Mol Evol 54,354-364.

72. Gogolevsky, K.P., and Kramerov, D.A. (2006). Short interspersed elements (SINEs) of the Geomyoidea superfamily rodents. Gene 373,67-14.

73. Goodier, J.L., and Maraia, R.J. (1998). Terminator-specific recycling of a Bl-Alu transcription complex by RNA polymerase III is mediated by the RNA terminus-binding protein La. J Biol Chem 273,26110-26116.

74. Goodwin, T.J., and Poulter, R.T. (2002). A group of deuterostome ТуЗ/ gypsy-like retrotransposons with Tyl/ copia-like pol-domain orders. Mol Genet Genomics 267,481-491.

75. Gorinsek, В., Gubensek, F., and Kordis, D. (2004). Evolutionary genomics of chromoviruses in eukaryotes. Mol Biol Evol 21,781-798.

76. Hambor, J.E., Mennone, J., Coon, M.E., Hanke, J.H., and Kavathas, P. (1993). Identification and characterization of an Alu-containing, T-cell-specific enhancer located in the last intron of the human CD8 alpha gene. Mol Cell Biol 13, 7056-7070.

77. Hamdi, H.K., Nishio, H., Tavis, J., Zielinski, R., and Dugaiczyk, A. (2000). Alu-mediated phylogenetic novelties in gene regulation and development. Journal of molecular biology 299, 931-939.

78. Han, K., Xing, J., Wang, H., Hedges, D.J., Garber, R.K., Cordaux, R., and Batzer, M.A. (2005). Under the genomic radar: the stealth model of Alu amplification. Genome Res 15, 655-664.

79. Hanke, J.H., Hambor, J.E., and Kavathas, P. (1995). Repetitive Alu elements form a cruciform structure that regulates the function of the human CD8 alpha T cell-specific enhancer. Journal of molecular biology 246,63-73.

80. Hartner, J.C., Schmittwolf, C., Kispert, A., Muller, A.M., Higuchi, M., and Seeburg, P.H. (2004). Liver disintegration in the mouse embryo caused by deficiency in the RNA-editing enzyme ADAR1. J Biol Chem 279,4894-4902.

81. Hasler, J., and Strub, K. (2006). Alu elements as regulators of gene expression. Nucleic Acids Res 34,5491-5497.

82. Havecker, E.R., Gao, X., and Voytas, D.F. (2004). The diversity of LTR retrotransposons. Genome Biol 5,225.

83. Haynes, S.R., and Jelinek, W.R. (1981). Low molecular weight RNAs transcribed in vitro by RNA polymerase III from Alu-type dispersed repeats in Chinese hamster DNA are also found in vivo. Proc Natl Acad Sci USA 78,6130-6134.

84. Hellmann-Blumberg, U., Hintz, M.F., Gatewood, J.M., and Schmid, C.W. (1993). Developmental differences in methylation of human Alu repeats. Mol Cell Biol 13, 45234530.

85. Herrera, R.J., Rojas, D.P., and Terreros, M.C. (2007). Polymorphic Alu insertions among Mayan populations. Journal of human genetics 52,129-142.

86. Huchon, D., Chevret, P., Jordan, U., Kilpatrick, C.W., Ranwez, V., Jenkins, P.D., Brosius, J., and Schmitz, J. (2007). Multiple molecular evidences for a living mammalian fossil. Proc Natl Acad Sci U S A 104,7495-7499.

87. Huchon, D., and Douzery, E.J. (2001). From the Old World to the New World: a molecular chronicle of the phylogeny and biogeography of hystricognath rodents. Mol Phylogenet Evol 20,238-251.

88. Inoue, H., Nojima, H., and Okayama, H. (1990). High efficiency transformation of Escherichia coli with plasmids. Gene 96,23-28.

89. Jagadeeswaran, P., Forget, B.G., and Weissman, S.M. (1981). Short interspersed repetitive DNA elements in eucaryotes: transposable DNA elements generated by reverse transcription of RNA pol III transcripts? Cell 26,141-142.

90. Jin, Y.K., and Bennetzen, J.L. (1994). Integration and nonrandom mutation of a plasma membrane proton ATPase gene fragment within the Bsl retroelement of maize. Plant Cell 6, 1177-1186.

91. Jobse, C., Buntjer, J.B., Haagsma, N., Breukelman, H.J., Beintema, J.J., and Lenstra, J.A. (1995). Evolution and recombination of bovine DNA repeats. J Mol Evol 41,277-283.

92. Jordan, I.K., Matyunina, L.V., and McDonald, J.F. (1999). Evidence for the recent horizontal transfer of long terminal repeat retrotransposon. Proc Natl Acad Sci U S A 96,12621-12625.

93. Jurka, J. (1997). Sequence patterns indicate an enzymatic involvement in integration of mammalian retroposons. Proc Natl Acad Sci USA 94,1872-1877.

94. Jurka, J., and Milosavljevic, A. (1991). Reconstruction and analysis of human Alu genes. J Mol Evol 32,105-121.

95. Jurka, J., and Zuckerkandl, E. (1991). Free left arms as precursor molecules in the evolution of Alu sequences. J Mol Evol 33,49-56.

96. Kajikawa, M., and Okada, N. (2002). LINEs mobilize SINEs in the eel through a shared 3' sequence. Cell 111, 433-444.

97. Kalendar, R., Vicient, C.M., Peleg, 0., Anamthawat-Jonsson, K., Bolshoy, A., and Schulman, A.H. (2004). Large retrotransposon derivatives: abundant, conserved but nonautonomous retroelements of barley and related genomes. Genetics 166,1437-1450.

98. Kapitonov, V., and Jurka, J. (1996). The age of Alu subfamilies. J Mol Evol 42,59-65.

99. Kapitonov, V.V., and Jurka, J. (2003). A Novel Class of SINE Elements Derived from 5S rRNA. Mol Biol Evol 20,694-702.

100. Kazazian, H.H., Jr., Wong, C., Youssoufian, H., Scott, A.F., Phillips, D.G., and Antonarakis, S.E. (1988). Haemophilia A resulting from de novo insertion of LI sequences represents a novel mechanism for mutation in man. Nature 332,164-166.

101. Khitrinskaia, I,, Stepanov, V.A., and Puzyrev, V.P. (2003). Alu repeats in the human genome. Molekuliarnaia biologiia 37,382-391.

102. Kim, D.D., Kim, T.T., Walsh, Т., Kobayashi, Y., Matise, T.C., Buyske, S., and Gabriel, A. (2004). Widespread RNA editing of embedded alu elements in the human transcriptome. Genome Res 14,1719-1725.

103. Kim, J., Martignetti, J.A., Shen, M.R., Brosius, J., and Deininger, P. (1994). Rodent BC1 RNA gene as a master gene for ID element amplification. Proc Natl Acad Sci U S A 91,36073611.

104. Kishore, S., and Stamm, S. (2006). The snoRNA HBII-52 regulates alternative splicing of the serotonin receptor 2C. Science 311,230-232.

105. Knebelmann, В., Forestier, L., Drouot, L., Quinones, S., Chuet, C., Benessy, F., Saus, J., and Antignac, C. (1995). Splice-mediated insertion of an Alu sequence in the COL4A3 mRNA causing autosomal recessive Alport syndrome. Hum Mol Genet 4,675-679.

106. Kobayashi, S., and Anzai, K. (1998). An E-box sequence acts as a transcriptional activator for BC1 RNA expression by RNA polymerase III in the brain. Biochemical and biophysical research communications 245,59-63.

107. Kolosha, V.O., and Martin, S.L. (2003). High-affinity, non-sequence-specific RNA binding by the open reading frame 1 (ORF1) protein from long interspersed nuclear element 1 (LINE-1). J Biol Chem 278,8112-8117.

108. Kordis, D. (2005). A genomic perspective on the chromodomain-containing retrotransposons: Chromoviruses. Gene 347,161-173.

109. Kordis, D., and Gubensek, F. (1997). Bov-B long interspersed repeated DNA (LINE) sequences are present in Vipera ammodytes phospholipase A2 genes and in genomes of Viperidae snakes. Eur J Biochem 246,772-779.

110. Kramerov, D., Vassetzky, N., and Serdobova, I. (1999). The evolutionary position of dormice (Gliridae) in Rodentia determined by a novel short retroposon. Mol Biol Evol, 715-716.

111. Kramerov, D.A., Lekakh, I.V., Samarina, O.P., and Ryskov, A.P. (1982). The sequences homologous to major interspersed repeats BI and B2 of mouse genome are present in mRNA and small cytoplasmic poly(A) + RNA. Nucleic Acids Res 10,7477-7491.

112. Kramerov, D.A., Tillib, S.V., Lekakh, I.V., Ryskov, A.P., and Georgiev, G.P. (1985). Biosynthesis and cytoplasmic distribution of small poly(A)-containing B2 RNA. Biochim Biophys Acta 824,85-98.

113. Kramerov, D.A., Tillib, S.V., Shumyatsky, G.P., and Georgiev, G.P. (1990). The most abundant nascent poly(A) + RNAs are transcribed by RNA polymerase III in murine tumor cells. Nucleic Acids Res 18,4499-4506.

114. Kramerov, D.A., and Vassetzky, N.S. (2001). Structure and origin of a novel dimeric retroposon В 1-diD. J Mol Evol 52,137-143.

115. Kramerov, D.A., and Vassetzky, N.S. (2005). Short retroposons in eukaryotic genomes. International review of cytology 247,165-221.

116. Krayev, A.S., Markusheva, T.V., Kramerov, D.A., Ryskov, A.P., Skryabin, K.G., Bayev, A. A., and Georgiev, G.P. (1982). Ubiquitous transposon-like repeats BI and B2 of the mouse genome: B2 sequencing. Nucleic Acids Res 10,7461-7475.

117. Kriegs, J.O., Churakov, G., Jurka, J., Brosius, J., and Schmitz, J. (2007). Evolutionary history of 7SL RNA-derived SINEs in Supraprimates. Trends Genet 23,158-161.

118. Labuda, D., Sinnett, D., Richer, C., Deragon, J.M., and Striker, G. (1991). Evolution of mouse BI repeats: 7SL RNA folding pattern conserved. J Mol Evol 32,405-414.

119. Labuda, D., and Striker, G. (1989). Sequence conservation in Alu evolution. Nucleic Acids Res 17,2477-2491.

120. Lander, E.S., Linton, L.M., Birren, В., Nusbaum, C., Zody, M.C., Baldwin, J., Devon, K., Dewar, K., Doyle, M., FitzHugh, W., et al. (2001). Initial sequencing and analysis of the human genome. Nature 409,860-921.

121. Laperriere, D., Wang, T.T., White, J.H., and Mader, S. (2007). Widespread Alu repeat-driven expansion of consensus DR2 retinoic acid response elements during primate evolution. BMC genomics 8,23.

122. Lawrence, C.B., McDonnell, D.P., and Ramsey, W.J. (1985). Analysis of repetitive sequence elements containing tRNA-Iike sequences. Nucleic Acids Res 13,4239-4252.

123. Lee, S.Y., and Rasheed, S. (1990). A simple procedure for maximum yield of high-quality plasmid DNA. BioTechniques 9,676-679.

124. Li, Т.Н., and Schmid, C.W. (2001). Differential stress induction of individual Alu loci: implications for transcription and retrotransposition. Gene 276,135-141.

125. Lin, Z., Nomura, O., Hayashi, Т., Wada, Y., and Yasue, H. (2001). Characterization of a SINE species from vicuna and its distribution in animal species including the family Camelidae. Mamm Genome 12,305-308.

126. Liu, W.M., Chu, W.M., Choudary, P.V., and Schmid, C.W. (1995). Cell stress and translational inhibitors transiently increase the abundance of mammalian SINE transcripts. Nucleic Acids Res 23,1758-1765.

127. Liu, W.M., Maraia, R.J., Rubin, C.M., and Schmid, C.W. (1994). Alu transcripts: cytoplasmic localisation and regulation by DNA methylation. Nucleic Acids Res 22,1087-1095.

128. Luan, D.D., Korman, M.H., Jakubczak, J.L., and Eickbush, Т.Н. (1993). Reverse transcription of R2Bm RNA is primed by a nick at the chromosomal target site: a mechanism for non-LTR retrotransposition. Cell 72,595-605.

129. Ludwig, A., Rozhdestvensky, T.S., Kuryshev, V.Y., Schmitz, J., and Brosius, J. (2005). An unusual primate locus that attracted two independent Alu insertions and facilitates their transcription. Journal of molecular biology 350,200-214.

130. Lyon, M.F. (1998). X-chromosome inactivation: a repeat hypothesis. Cytogenet Cell Genet 80,133-137.

131. Majewska, K., Szemraj, J., Plucienniczak, G., Jaworski, J., and Plucienniczak, A. (1988). A new family of dispersed, highly repetitive sequences in bovine genome. Biochim Biophys Acta 949,119-124.

132. Makalowski, W., Mitchell, G.A., and Labuda, D. (1994). Alu sequences in the coding regions of mRNA: a source of protein variability. Trends Genet 10,188-193.

133. Maksakova, I.A., Romanish, M.T., Gagnier, L., Dunn, C.A., van de Lagemaat, L.N., and Mager, D.L. (2006). Retroviral elements and their hosts: insertional mutagenesis in the mouse germ line. PLoS Genet 2, e2.

134. Malik, H.S., Burke, W.D., and Eickbush, Т.Н. (1999). The age and evolution of non-LTR retrotransposable elements. Mol Biol Evol 16,793-805.

135. Malik, H.S., and Eickbush, Т.Н. (1999). Modular evolution of the integrase domain in the Ty3/Gypsy class of LTR retrotransposons. J Virol 73,5186-5190.

136. Malik, H.S., Henikoff, S., and Eickbush, Т.Н. (2000). Poised for contagion: evolutionary origins of the infectious abilities of invertebrate retroviruses. Genome Res 10,1307-1318.

137. Maraia, R.J. (1991). The subset of mouse BI (Alu-equivalent) sequences expressed as small processed cytoplasmic transcripts. Nucleic Acids Res 19,5695-5702.

138. Maraia, R.J. (2001). La protein and the trafficking of nascent RNA polymerase iii transcripts. The Journal of cell biology 153, F13-18.

139. Maraia, R.J., Chang, D.Y., Wolffe, A.P., Vorce, R.L., and Hsu, K. (1992). The RNA polymerase III terminator used by a Bl-Alu element can modulate 3' processing of the intermediate RNA product. Mol Cell Biol 12,1500-1506.

140. Marin, I., and Llorens, C. (2000). Ty3/Gypsy retrotransposons: description of new Arabidopsis thaliana elements and evolutionary perspectives derived from comparative genomic data. Mol Biol Evol 17,1040-1049.

141. Martignetti, J.A., and Brosius, J. (1995). BC1 RNA: transcriptional analysis of a neural cell-specific RNA polymerase III transcript. Mol Cell Biol 15,1642-1650.

142. Martin, S.L. (1991). Ribonucleoprotein particles with LINE-1 RNA in mouse embryonal carcinoma cells. Mol Cell Biol //,4804-4807.

143. Martin, S.L., and Bushman, F.D. (2001). Nucleic acid chaperone activity of the ORF1 protein from the mouse LINE-1 retrotransposon. Mol Cell Biol 21,467-475.

144. Martinez-Izquierdo, J.A., Garcia-Martinez, J., and Vicient, C.M. (1997). What makes Grande 1 retrotransposon different? Genetica 100,15-28.

145. Mathias, S.L., Scott, A.F., Kazazian, H.H., Jr., Boeke, J.D., and Gabriel, A. (1991). Reverse transcriptase encoded by a human transposable element. Science 254,1808-1810.

146. Medstrand, P., van de Lagemaat, L.N., and Mager, D.L. (2002). Retroelement distributions in the human genome: variations associated with age and proximity to genes. Genome Res 12, 1483-1495.

147. Meischl, C., Boer, M., Ahlin, A., and Roos, D. (2000). A new exon created by intronic insertion of a rearranged LINE-1 element as the cause of chronic granulomatous disease. Eur J Hum Genet 8,697-703.

148. Modi, W.S., Gallagher, D.S., and Womack, J.E. (1996). Evolutionary histories of highly repeated DNA families among the Artiodactyla (Mammalia). J Mol Evol 42,337-349.

149. Modrek, В., and Lee, C. (2002). A genomic view of alternative splicing. Nat Genet 30,13-19.

150. Moran, J.V., DeBerardinis, R.J., and Kazazian, H.H., Jr. (1999). Exon shuffling by LI retrotransposition. Science 283,1530-1534.

151. Munclinger, P., Boursot, P., and Dod, B. (2003). Bl insertions as easy markers for mouse population studies. Mamm Genome 14,359-366.

152. Murphy, W.J., Pringle, Т.Н., Crider, T.A., Springer, M.S., and Miller, W. (2007). Using genomic data to unravel the root of the placental mammal phylogeny. Genome Res /7, 413421.

153. Muslimov, I.A., Santi, E„ Homel, P., Perini, S., Higgins, D., and Tiedge, H. (1997). RNA transport in dendrites: a cis-acting targeting element is contained within neuronal BC1 RNA. J Neurosci 17,4722-4733.

154. Nekrutenko, A., and Li, W.H. (2001). Transposable elements are found in a large number of human protein-coding genes. Trends Genet 17,619-621.

155. Neuveglise, C., Feldmann, H., Bon, E., Gaillardin, C., and Casaregola, S. (2002). Genomic evolution of the long terminal repeat retrotransposons in hemiascomycetous yeasts. Genome Res 12,930-943.

156. Nikaido, M., Nishihara, H., Hukumoto, Y., and Okada, N. (2003). Ancient SINEs from African endemic mammals. Mol Biol Evol 20,522-527.

157. Nikaido, M., Piskurek, O., and Okada, N. (2006). Toothed whale monophyly reassessed by SINE insertion analysis: The absence of lineage sorting effects suggests a small population of a common ancestral species. Mol Phylogenet Evol.

158. Nishihara, H., Smit, A.F., and Okada, N. (2006). Functional noncoding sequences derived from SINEs in the mammalian genome. Genome Res 16,864-874.

159. Nishihara, H., Terai, Y., and Okada, N. (2002). Characterization of Novel Alu- and tRNA-Related SINEs from the Tree Shrew and Evolutionary Implications of Their Origins. Mol Biol Evol 19,1964-1972.

160. Novoa, I., and Carrasco, L. (1999). Cleavage of eukaryotic translation initiation factor 4G by exogenously added hybrid proteins containing poliovirus 2Apro in HeLa cells: effects on gene expression. Mol Cell Biol 19,2445-2454.

161. Ogiwara, I., Miya, M„ Ohshima, K., and Okada, N. (2002). V-SINEs: a new superfamily of vertebrate SINEs that are widespread in vertebrate genomes and retain a strongly conserved segment within each repetitive unit. Genome Res 12,316-324.

162. Ohshima, К., Hamada, M., Terai, Y., and Okada, N. (1996). The 3' ends of tRNA-derived short interspersed repetitive elements are derived from the 3' ends of long interspersed repetitive elements. Mol Cell Biol 16,3756-3764.

163. Ohtsubo, H., Kumekawa, N., and Ohtsubo, E. (1999). RIRE2, a novel gypsy-type retrotransposon from rice. Genes Genet Syst 74,83-91.

164. Okada, N., and Hamada, M. (1997). The 3' Ends of tRNA-Derived SINEs Originated from the 3' Ends of LINEs: A New Example from the Bovine Genome. J Mol Evol 44,52-56.

165. Okada, N., and Ohshima, K. (1995). Evolution of tRNA-derived SINEs. In The impact of short interspersed elements (SINEs) on the host genome, R.J. Maraia, ed. (Austin, R.G. Landes), p. 61.

166. Opazo, J.C. (2005). A molecular timescale for caviomorph rodents (Mammalia, Hystricognathi). Mol Phylogenet Evol 37,932-937.

167. Orgel, L.E., and Crick, F.H. (1980). Selfish DNA: the ultimate parasite. Nature 284,604-607.

168. Paul, M.S., and Bass, B.L. (1998). Inosine exists in mRNA at tissue-specific levels and is most abundant in brain mRNA. Embo J 77,1120-1127.

169. Paule, M.R., and White, R.J. (2000). Survey and summary: transcription by RNA polymerases I and III. Nucleic Acids Res 28,1283-1298.

170. Pecon-Slattery, J., Pearks Wilkerson, A.J., Murphy, W.J., and O'Brien, S.J. (2004). Phylogenetic assessment of introns and SINEs within the Y chromosome using the cat family felidae as a species tree. Mol Biol Evol 21,2299-2309.

171. Pelissier, Т., Bousquet-Antonelli, C., Lavie, L., and Deragon, J.M. (2004). Synthesis and processing of tRNA-related SINE transcripts in Arabidopsis thaliana. Nucleic Acids Res 32, 3957-3966.

172. Perepelitsa-Belancio, V., and Deininger, P. (2003). RNA truncation by premature polyadenylation attenuates human mobile element activity. Nat Genet 35, 363-366.

173. Perez-Stable, C., Ayres, T.M., and Shen, C.K. (1984). Distinctive sequence organization and functional programming of an Alu repeat promoter. Proc Natl Acad Sci USA 81,5291-5295.

174. Piedrafita, F.J., Molander, R.B., Vansant, G., Orlova, E.A., Pfahl, M., and Reynolds, W.F. (1996). An Alu element in the myeloperoxidase promoter contains a composite SP1-thyroid hormone-retinoic acid response element. J Biol Chem 271,14412-14420.

175. Priimagi, A.F., Mizrokhi, L.J., and Ilyin, Y.V. (1988). The Drosophila mobile element jockey belongs to LINEs and contains coding sequences homologous to some retroviral proteins. Gene 70,253-262.

176. Quentin, Y. (1989). Successive waves of fixation of BI variants in rodent lineage history. J Mol Evol 28,299-305.

177. Quentin, Y. (1992). Origin of the Alu family: a family of Alu-like monomers gave birth to the left and the right arms of the Alu elements. Nucleic Acids Res 20,3397-3401.

178. Quentin, Y. (1994a). Emergence of master sequences in families of retroposons derived from 7sl RNA. Genetica 93,203-215.

179. Quentin, Y. (1994b). A master sequence related to a free left Alu monomer (FLAM) at the origin of the В1 family in rodent genomes. Nucleic Acids Res 22,2222-2227.

180. Roos, C., Schmitz, J., and Zischler, H. (2004). Primate jumping genes elucidate strepsirrhine phylogeny. Proc Natl Acad Sci U S A101,10650-10654.

181. Rothenburg, S., Eiben, M., Koch-Nolte, F., and Haag, F. (2002). Independent integration of rodent identifier (ID) elements into orthologous sites of some RT6 alleles of Rattus norvegicus and Rattus rattus. J Mol Evol 55,251-259.

182. Roy-Engel, A.M., Carroll, M.L., El-Sawy, M., Salem, A.H., Garber, R.K., Nguyen, S.V., Deininger, P.L., and Batzer, M.A. (2002). Non-traditional Alu evolution and primate genomic diversity. Journal of molecular biology 316,1033-1040.

183. Roy-Engel, A.M., Carroll, M.L., Vogel, E., Garber, R.K., Nguyen, S.V., Salem, A.H., Batzer, M.A., and Deininger, P.L. (2001). Alu insertion polymorphisms for the study of human genomic diversity. Genetics 159,279-290.

184. Roy-Engel, A.M., El-Sawy, M., Farooq, L., Odom, G.L., Perepelitsa-Belancio, V., Bruch, H., Oyeniran, O.O., and Deininger, P.L. (2005). Human retroelements may introduce intragenic polyadenylation signals. Cytogenetic and genome research 110,365-371.

185. Roy, A.M., Carroll, M.L., Nguyen, S.V., Salem, A.H., Oldridge, M., Wilkie, A.O., Batzer, M.A., and Deininger, P.L. (2000). Potential gene conversion and source genes for recently integrated Alu elements. Genome Res 10,1485-1495.

186. Rozhdestvensky, T.S., Kopylov, A.M., Brosius, J., and Huttenhofer, A. (2001). Neuronal BC1 RNA structure: evolutionary conversion of a tRNA(Ala) domain into an extended stem-loop structure. RNA (New York, NY 7,722-730.

187. Rubin, C.M., Kimura, R.H., and Schmid, C.W. (2002). Selective stimulation of translational expression by Alu RNA. Nucleic Acids Res 30,3253-3261.

188. Ryskov, A.P., Ivanov, P.L., Kramerov, D.A., and Georgiev, G.P. (1983). Mouse ubiquitous B2 repeat in polysomal and cytoplasmic poly(A)+RNAs: uniderectional orientation and 3'-end localization. Nucleic Acids Res 11,6541-6558.

189. Sabot, F., Sourdille, P., Chantret, N., and Bernard, M. (2006). Morgane, a new LTR retrotransposon group, and its subfamilies in wheats. Genetica 128,439-447.

190. Sakamoto, K., and Okada, N. (1985). Rodent type 2 Alu family, rat identifier sequence, rabbit С family, and bovine or goat 73-bp repeat may have evolved from tRNA genes. J Mol Evol 22,134-140.

191. Salem, A.H., Ray, D.A., Hedges, D.J., Jurka, J., and Batzer, M.A. (2005). Analysis of the human Alu Ye lineage. BMC evolutionary biology 5,18.

192. Schoeniger, L.O., and Jelinek, W.R. (1986). 4.5S RNA is encoded by hundreds of tandemly linked genes, has a short half-life, and is hydrogen bonded in vivo to poly(A)-terminated RNAs in the cytoplasm of cultured mouse cells. Mol Cell Biol 6,1508-1519.

193. Schramm, L., and Hernandez, N. (2002). Recruitment of RNA polymerase III to its target promoters. Genes Dev 16,2593-2620.

194. Schwahn, U., Lenzner, S., Dong, J., Feil, S., Hinzmann, В., van Duijnhoven, G., Kirschner, R., Hemberger, M., Bergen, A.A., Rosenberg, Т., et al. (1998). Positional cloning of the gene for X-linked retinitis pigmentosa 2. Nat Genet 19,327-332.

195. Serdobova, I.M., and Kramerov, D.A. (1998). Short retroposons of the B2 superfamily: evolution and application for the study of rodent phylogeny. J Mol Evol 46,202-214.

196. Shaikh, Т.Н., and Deininger, P.L. (1996). The role and amplification of the HS Alu subfamily founder gene. J Mol Evol 42,15-21.

197. Shaikh, Т.Н., Roy, A.M., Kim, J., Batzer, M.A., and Deininger, P.L. (1997). eDNAs derived from primary and small cytoplasmic Alu (scAlu) transcripts. Journal of molecular biology 271,222-234.

198. Sharan, C., Hamilton, N.M., Pari, A.K., Singh, P.K., and Chaudhuri, G. (1999). Identification and characterization of a transcriptional silencer upstream of the human BRCA2 gene. Biochemical and biophysical research communications 265,285-290.

199. Shedlock, A.M., and Okada, N. (2000). SINE insertions: powerful tools for molecular systematics. Bioessays 22,148-160.

200. Shimamura, M., Nikaido, M., Ohshima, K., and Okada, N. (1998). A SINE that acquired a role in signal transduction during evolution. Mol Biol Evol 15,923-925.

201. Shimamura, M., Yasue, H., Ohshima, K., Abe, H., Kato, H„ Kishiro, Т., Goto, M., Munechika, I., and Okada, N. (1997). Molecular evidence from retroposons that whales form a clade within even-toed ungulates. Nature 388,666-670.

202. Shimba, S., Buckley, В., Reddy, R., Kiss, Т., and Filipowicz, W. (1992). Cap structure of U3 small nucleolar RNA in animal and plant cells is different. gamma-Monomethyl phosphate cap structure in plant RNA. J Biol Chem 267,13772-13777.

203. Shumyatsky, G., Wright, D., and Reddy, R. (1993). Methylphosphate cap structure increases the stability of 7SK, B2 and U6 small RNAs in Xenopus oocytes. Nucleic Acids Res 21, 4756-4761.

204. Shumyatsky, G.P., Tillib, S.V., and Kramerov, D.A. (1990). B2 RNA and 7SK RNA, RNA polymerase III transcripts, have a cap-like structure at their 5' end. Nucleic Acids Res 18, 6347-6351.

205. Silva, R., and Burch, J.B. (1989). Evidence that chicken CR1 elements represent a novel family of retroposons. Mol Cell Biol 9,3563-3566.

206. Singh, R., and Reddy, R. (1989). Gamma-monomethyl phosphate: a cap structure in spliceosomal U6 small nuclear RNA. Proc Natl Acad Sci USA 86, 8280-8283.

207. Smit, A.F. (1996). The origin of interspersed repeats in the human genome. Curr Opin Genet Dev 6,743-748.

208. Sorek, R., Ast, G., and Graur, D. (2002). Alu-containing exons are alternatively spliced. Genome Res 12,1060-1067.

209. Steppan, S., Adkins, R., and Anderson, J. (2004). Phylogeny and divergence-date estimates of rapid radiations in muroid rodents based on multiple nuclear genes. Syst Biol 53, 533-553.

210. Sun, F.J., Fleurdepine, S., Bousquet-Antonelli, C., Caetano-Anolles, G., and Deragon, J.M. (2007). Common evolutionary trends for SINE RNA structures. Trends Genet 23,26-33.

211. Suoniemi, A., Tanskanen, J., and Schulman, A.H. (1998). Gypsy-like retrotransposons are widespread in the plant kingdom. Plant J13,699-705.

212. Sutcliffe, J.G., Milner, R.J., Bloom, F.E., and Lerner, R.A. (1982). Common 82-nucleotide sequence unique to brain RNA. Proc Natl Acad Sci USA 79,4942-4946.

213. Symer, D.E., Connelly, C., Szak, S.T., Caputo, E.M., Cost, G.J., Parmigiani, G., and Boeke, J.D. (2002). Human 11 retrotransposition is associated with genetic instability in vivo. Cell 110,327-338.

214. Terai, Y., Takahashi, K., Nishida, M., Sato, Т., and Okada, N. (2003). Using SINEs to probe ancient explosive speciation: "hidden" radiation of African cichlids? Mol Biol Evol 20, 924930.

215. Thanaraj, T.A., Clark, F., and Muilu, J. (2003). Conservation of human alternative splice events in mouse. Nucleic Acids Res 31,2544-2552.

216. Tiedge, H., Chen, W., and Brosius, J. (1993), Primary structure, neural-specific expression, and dendritic location of human BC200 RNA. J Neurosci 13,2382-2390.

217. Tomilin, N.V. (1999). Control of genes by mammalian retroposons. International review of cytology 186,1-48.

218. Toyoda, N., Zavacki, A.M., Maia, A.L., Harney, J.W., and Larsen, P.R. (1995). A novel retinoid X receptor-independent thyroid hormone response element is present in the human type 1 deiodinase gene. Mol Cell Biol 15,5100-5112.

219. Ullu, E., and Tschudi, C. (1984). Alu sequences are processed 7SL RNA genes. Nature 312, 171-172.

220. Ullu, E., and Weiner, A.M. (1984). Human genes and pseudogenes for the 7SL RNA component of signal recognition particle. Embo J 3,3303-3310.

221. Vansant, G., and Reynolds, W.F. (1995). The consensus sequence of a major Alu subfamily contains a functional retinoic acid response element. Proc Natl Acad Sci U S A 92, 82298233.

222. Vassetzky, N.S., Ten, O.A., and Kramerov, D.A. (2003). BI and related SINEs in mammalian genomes. Gene 319,149-160.

223. Vervoort, R., Gitzelmann, R., Lissens, W., and Liebaers, I. (1998). A mutation (IVS8+0.6kbdelTC) creating a new donor splice site activates a cryptic exon in an Alu-element in intron 8 of the human beta-glucuronidase gene. Human genetics 103,686-693.

224. Vicient, C.M., Kalendar, R., and Schulman, A.H. (2001). Envelope-class retrovirus-like elements are widespread, transcribed and spliced, and insertionally polymorphic in plants. Genome Res 11, 2041-2049.

225. Volff, J., Korting, C., and Schartl, M. (2001). Ty3/Gypsy retrotransposon fossils in mammalian genomes: did they evolve into new cellular functions? Mol Biol Evol 18, 266270.

226. Volff, J.N., Lehrach, H., Reinhardt, R., and Chourrout, D. (2004). Retroelement dynamics and a novel type of chordate retrovirus-like element in the miniature genome of the tunicate Oikopleura dioica. Mol Biol Evol 21,2022-2033.

227. Wahle, E., and Ruegsegger, U. (1999). З'-End processing of pre-mRNA in eukaryotes. FEMS Microbiol Rev 23,277-295.

228. Walter, P., and Blobel, G. (1983). Disassembly and reconstitution of signal recognition particle. Cell 34,525-533.

229. Wang, H., Iacoangeli, A., Lin, D., Williams, K., Denman, R.B., Hellen, C.U., and Tiedge, H. (2005). Dendritic BC1 RNA in translational control mechanisms. The Journal of cell biology 777,811-821.

230. Waterston, R.H., Lindblad-Toh, K., Birney, E., Rogers, J., Abril, J.F., Agarwal, P., Agarwala, R., Ainscough, R., Alexandersson, M., An, P., et al. (2002). Initial sequencing and comparative analysis of the mouse genome. Nature 420,520-562.

231. Wei, W., Gilbert, N., Ooi, S.L., Lawler, J.F., Ostertag, E.M., Kazazian, H.H., Boeke, J.D., and Moran, J.V. (2001). Human LI retrotransposition: cis preference versus trans complementation. Mol Cell Biol 21,1429-1439.

232. Weil, P.A., Segall, J., Harris, В., Ng, S.Y., and Roeder, R.G. (1979). Faithful transcription of eukaryotic genes by RNA polymerase III in systems reconstituted with purified DNA templates. J Biol Chem 254,6163-6173.

233. Weiner, A.M. (2002). SINEs and LINEs: the art of biting the hand that feeds you. Curr Opin Cell Biol 14,343-350.

234. West, N. Roy-Engel, A.M., Imataka, H., Sonenberg, N., and Deininger, P. (2002). Shared protein components of SINE RNPs. Journal of molecular biology 321,423-432.

235. Wilson, E.T., Condliffe, D.P., and Sprague, K.U. (1988). Transcriptional properties of BmX, a moderately repetitive silkworm gene that is an RNA polymerase III template. Mol Cell Biol 8, 624-631.

236. Witte, C.P., Le, Q.H., Bureau, Т., and Kumar, A. (2001). Terminal-repeat retrotransposons in miniature (TRIM) are involved in restructuring plant genomes. Proc Natl Acad Sci U S A 98, 13778-13783.

237. Wright, D.A., and Voytas, D.F. (2002). Athila4 of Arabidopsis and Calypso of soybean define a lineage of endogenous plant retroviruses. Genome Res 12,122-131.

238. Wu, J., Grindlay, G.J., Bushel, P., Mendelsohn, L., and Allan, M. (1990). Negative regulation of the human epsilon-globin gene by transcriptional interference: role of an Alu repetitive element. Mol Cell Biol 10,1209-1216.

239. Xiong, Y., and Eickbush, Т.Н. (1988). The site-specific ribosomal DNA insertion element RIBm belongs to a class of non-long-terminal-repeat retrotransposons. Mol Cell Biol 8, 114123.

240. Xu, C.F., Chambers, J.A., and Solomon, E. (1997). Complex regulation of the BRCA1 gene. J Biol Chem 272,20994-20997.

241. Yang, J., Malik, H.S., and Eickbush, Т.Н. (1999). Identification of the endonuclease domain encoded by R2 and other site-specific, non-long terminal repeat retrotransposable elements. Proc Natl Acad Sci U S A 96,7847-7852.

242. Youngman, S., van Luenen, H.G., and Plasterk, R.H. (1996). Rte-1, a retrotransposon-like element in Caenorhabditis elegans. FEBS Lett 380,1-7.

243. Zhang, C.Y., Kim, S., Harney, J.W., and Larsen, P.R. (1998). Further characterization of thyroid hormone response elements in the human type 1 iodothyronine deiodinase gene. Endocrinology 139,1156-1163.

244. Zhou, Y.H., Zheng, J.B., Gu, X., Saunders, G.F., and Yung, W.K. (2002). Novel PAX6 binding sites in the human genome and the role of repetitive elements in the evolution of gene regulation. Genome Res 12,1716-1722.

245. Zietkiewicz, E., Richer, C., Sinnett, D., and Labuda, D. (1998). Monophyletic origin of Alu elements in primates. J Mol Evol 47,172-182.

246. Павлинов, И. (2003). Систематика современных млекопитающих. (Москва, Издательство Московского Университета).

247. Семин, Б.В., Ильин, Ю.В. (2005). Многообразие ДКП-ретротранспозонов и механизмы их участия в реорганизации генома. Генетика 41,542-548.

248. XTTTTAfAT^CTTTCATAt^l^ri^yT—gS ----—т т с с т с а т gg "vwy.^r----,ссдсэдДтДтаосталттссАт^Дт--ДД--------gGTGATTGGOgT^gCTT- -gfi

249. ТЭ2ТСАССН<ЗС2стадасщтЛССАТ—ДА tacgtgt?gtctc?ttcagg^*Itgcat—щ --------25jccttatgtggctggac2—аа-AgA^GSTGCAjjATTGTATGigA^AAG—ТА

250. А52ааааааааааааллА'"А^^А: ; ассааааааааааааалаааладдаЕv^pj^jaaaaaa^^assaa!

251. Sral-I3c Sfti-l€b Seal-2 Ob S mi-2lbami-23b AJ71S794 SEHCRYAAl ЛГ438211 ЛМ0399Э4 AJ715794a AF438220 AJ34B061 jJjS®11®1'

252. Тар—04а Тар-04с Тар—05 Твр-08 Тар-09 Тер-16 Т«р-17 T*p-ls» Т«р-25 тер-33 Т»р—40 Тар-44 тар-51 Тар-541. Qncx---GAXTTCTtjaTCT

253. FVGGCGGATC ТСГО TG^TTCAAI ag^cggatglgtgtgagttcaa a g g с? gat стщрз т g ас ттс аа1. ЗОЙАТСТЙТд1. ХЩАААгфЧС tcaaaaagacaaaaaaaaiJaJааааааа '*"*шvryw^AAA^

254. AY247042 TCATAA^jGACTAGAATAC

255. AY247041 ------—---------J

256. AY24 7040 AATTAJ^AAATTAAAAT' AY247039 AAAATA^AAAATCATGA'

257. AY247034 CATTAGGAAGCCTATTAA".

258. BlJUw Лвр-01 Аяр-02 Аир-ОЭ А*р-06 А*р-08 А*р-091. А*р-101. Аяр-11*1. А»р-11Ь1. А*р-11с1. Аар-12»

259. Аяр-12Ь А*р-13 А*р-14 А*р-151.GAG

260. Выравнивание последовательностей В1-элементов шипохвостов (семейство Anomaluridae). Консенсус (В1Апо) дан сверху. Последовательности Asp-nn были клонированы из Anomcilurus sp. (шипохвост) в этой работе.