Иммунохимическая и молекулярная диагностика вирусных инфекций растений тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.06, доктор биологических наук Чирков, Сергей Николаевич

• Чирков, Сергей Николаевич
• доктор биологических наук
• 2009

Оглавление диссертации доктор биологических наук Чирков, Сергей Николаевич

Список сокращений

Введение

Обзор литературы

Глава 1. Иммунохимические методы определения вирусов растений

Метод иммуноферментного анализа (ИФА)

Метод иммунохроматографии (ИХА)

Глава 2. Молекулярные методы определения вирусов растений

Молекулярно-гибридизационный анализ (МГА)

Полимеразная цепная реакция (ПЦР)

ПЦР в реальном времени

ДНК-чипы

Экспериментальная часть

Глава 3. Разработка и усовершенствование методов препаративного 51 выделения вирусов растений и получение моноспецифических анти сывороток

Препаративное выделение вируса кольцевой пятнистости малины 57 Препаративное выделение неповирусов черной кольцевой пятнистости томатов и вируса мозаики арабиса Препаративное выделение латентного вируса кольцевой пятнистости 61 земляники

Препаративное выделение вируса некроза табака

Препаративное выделение вируса А картофеля

Препаративное выделение вируса шарки (оспы) сливы

Препаративное выделение вирусов X картофеля, табачной мозаики,

Y картофеля и крапчатости гвоздики

Препаративное выделение вируса мягкой мозаики фасоли

Определение таксономического положения ВММФ

Глава 4. Разработка тест-систем для иммуноферментного определения 83 вирусов растений

Аналитические характеристики тест-системы для диагностики вируса шарки сливы

Аналитические характеристики тест-систем для диагностики 93 вирусов картофеля

Аналитические характеристики тест-систем для диагностики неповирусов

Аналитические характеристики тест-систем для диагностики вирусов некроза табака, мягкой мозаики фасоли, табачной мозаики и крапчатости гвоздики Разработка и характеристика наборов для диагностики вирусов картофеля и вируса шарки сливы

Глава 5. Определение вирусов растений методом виробактериальной агглютинации (АБВ-тест)

Глава 6. Разработка имунохроматографических тест-систем для диагностики вирусов растений

Конструирование и оптимизация тест-полосок

Определение аналитических характеристик тест-полосок

Апробация тест-полосок для анализа зараженности растений картофеля 126 Разработка набора для внелабораторного применения тест-полосок

Глава 7. Определение вирусов растений с помощью МГА-ИФА-технологии 129 Разработка нового метода экстракции нуклеиновых кислот из вирусных частиц и растений с помощью трихлорацетата аммония Аналитические характеристики МГА-ИФА-технологии и ее применение для определения вирусов растений Разработка ОТ-ПЦР-МГА-ИФА-технологии для диагностики вирусов

Глава 8. Диагностика вируса шарки сливы с помощью полимеразной цепной реакции

Глава 9. Диагностика вирусов и вироида картофеля с помощью ДНКмикроплаты

Глава 10. Применение разработанных методов диагностики для решения 165 практических задач безвирусного растениеводства

Диагностика вирусных инфекций в элитном семеноводстве картофеля 165 Диагностика вирусных инфекций плодовых и ягодных культур для получения безвирусного посадочного материала Применение тест-системы для диагностики вируса шарки сливы в карантинных исследованиях Диагностика вирусных инфекций цветочно-декоративных культур для 173 получения безвирусного посадочного материала

Глава 11. Индукция у растений устойчивости к заражению вирусами

Характеристика противовирусной устойчивости, индуцированной 178 хитозаном

Роль структуры в противовирусной активности хитозана

Изучение механизма противовирусной активности хитозана

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Иммунохимическая и молекулярная диагностика вирусных инфекций растений»

Вирусные инфекции культурных растений вызывают ощутимые потери урожая, заметно ухудшают качество сельскохозяйственной продукции и все чаще рассматриваются как серьезная угроза продовольственной безопасности. Эта проблема касается всех продовольственных, кормовых и технических культур, возделываемых в любом регионе мира, и особенно актуальна для вегетативно размножаемых растений, поскольку прогрессирующее накопление вирусов в ряду поколений приводит к полному заражению и вырождению сорта. Ежегодные убытки (когда их удается оценить), причиняемые вирусами одной культуре в определенном регионе, нередко выражаются сотнями миллионов и миллиардами долларов (Кеглер и др., 1986; Hull & Davies, 1992; Waterworth & Hadidi, 1998; Strange & Scott, 2005).

Прогнозируется, что в обозримом будущем роль вирусных заболеваний растений будет возрастать. Глобализация сельского хозяйства, развитие международной торговли продуктами растениеводства и расширение международного обмена семенным и посадочным материалом способствуют интродукции вирусов в новые регионы. Особую опасность в этом отношении могут представлять цветочно-декоративные культуры, часто зараженные комплексом вирусов, в связи с огромными объемами торговли и динамично меняющимся разнообразием видов, вовлеченных в обмен. При этом возникают резервуары новых для данного региона вирусных инфекций, имеющих экономическое значение также для продовольственных и садоводческих культур. Среди обнаруженных за последнее десятилетие новых (emerging) инфекционных болезней растений почти половина имеет вирусную природу. Непрерывно увеличивается число известных вирусов, а глобальное потепление расширяет ареалы насекомых — переносчиков и способствует увеличению их численности (Thresh, 1982; Rodoni, 2007; Boonham et al., 2007).

С другой стороны, мировая практика показывает, что использование свободного от вирусов («безвирусного») семенного и посадочного материала позволяет на десятки процентов повысить продуктивность сельскохозяйственных культур (Foster & Hadidi, 1998; Waterworth & Hadidi, 1998). Такая возможность интенсификации растениеводства особенно актуальна в связи с прогнозируемым ростом потребности в продовольственных, кормовых и топливных ресурсах (Edgerton, 2008). Для радикального снижения вредоносности вирусных инфекций необходим перевод растениеводства на безвирусную основу.

В настоящее время производство безвирусного семенного и посадочного материала основано главным образом на выбраковке зараженных и отборе здоровых растений с целью их последующего размножения. Очевидно, что для осуществления такого отбора необходимо располагать чувствительными методами массовой диагностики вирусов.

При тотальном заражении сорта, когда отбор неэффективен, растения оздоравливают от вирусов с помощью термотерапии и культуры меристем. Однако, существующие методы оздоровления не гарантируют полного избавления от патогена. Поэтому все этапы получения безвирусных растений должны сопровождаться анализами на присутствие вирусов с помощью высокочувствительных методов лабораторной диагностики вирусных инфекций.

Полученные здоровые растения поддерживаются в условиях защиты от повторного заражения и перед дальнейшим размножением подлежат сертификации, т.е. определению соответствия степени их зараженности требованиям государственных и отраслевых стандартов. Процедура сертификации предполагает тестирование большого количества образцов за короткое время, т.е. требует наличия быстрых и чувствительных методов массовой диагностики вирусных инфекций.

Поскольку безвирусное растениеводство обычно сосуществует с традиционными технологиями, при размножении, безвирусных растений не исключено их повторное заражение ввиду высокого инфекционного фона. Для постоянного мониторинга вирусных инфекций в насаждениях культурных растений (и в окружающей дикорастущей флоре) с целью своевременного выявления и ликвидации очагов инфекции, ограничения распространения вирусов и предупреждения эпифитотий нужны чувствительные методы точной идентификации вирусов.

Хорошо известно, что возделывание устойчивых сортов существенно снижает урон от вирусных заболеваний. Для обеспечения селекционной и генноинженерной работы по выведению новых сортов, устойчивых к вирусам, и изучения механизмов противовирусной устойчивости необходимы высокочувствительные методы лабораторной диагностики вирусных инфекций.

Важнейшую роль в предупреждении распространения вирусных инфекций играет карантинный контроль продукции растениеводства, особенно импортируемого семенного и посадочного материала. Для предотвращения интродукции вирусов карантинная служба должна располагать быстрыми и чувствительными методами их диагностики.

Таким образом, массовая диагностика вирусных инфекций является ключевой задачей безвирусного растениеводства, успешное решение которой зависит от доступности быстрых, чувствительных, специфичных, легко-выполнимых и недорогих методов детекции и идентификации вирусов. Следует подчеркнуть, что, как показывает весь мировой опыт, затраты на диагностику несоизмеримы с потерями от заражения вирусами и с расходами на искоренение инфекции (Martin et al., 2000).

В России большинство вегетативно размножаемых культур хронически заражено вирусами (Атабеков, 1984). Повсеместное использование зараженного семенного материала является главной причиной того, что Россия занимает одно из последних мест в мире по урожайности картофеля. Отмечается распространение и возрастание вредоносности тяжелых форм вирусного заражения на многих сортах картофеля, находящихся в хозяйственном и торговом обороте. В ряде случаев вызываемые ими потери достигают 90% (Малько и др., 2003; Симаков, 2004; Анисимов и др., 2005). Вирусные заболевания существенно снижают продуктивность плодовых, ягодных и овощных культур, возделываемых в РФ (Кашин, 2001; Белошапкина, 2005; Ахатов и др., 2006). Серьезной фитосанитарной проблемой для нашей страны является интродукция из-за рубежа зараженного семенного и посадочного материала (Санин и Филиппов, 2003).

Осознание значимости и масштабов проблемы вирусных инфекций сельскохозяйственных культур и начало работ по» оздоровлению, развернувшихся в бывшем СССР в начале 80-х годов, показало, что важнейшее звено этой работы — массовая диагностика вирусных инфекций — в нашей стране практически не было обеспечено.

Единственным методом массовой лабораторной диагностики фитопатогенных вирусов был в то время серологический метод, основанный на преципитации вирусных частиц антителами иммунной сыворотки в жидкой среде (т.н. «drop precipitation test», известный в России как «капельный метод диагностики»), который использовали для выявления четырех вирусов картофеля в листьях сильно зараженных растений. Однако, чувствительность капельного метода оказалась недостаточна для выявления вирусов в пробирочных растениях, получаемых при оздоровлении сорта методом культуры меристем. Поэтому его применение на ранних стадиях оздоровления и вегетативного размножения оздоровленного материала было неэффективным. Кроме того, ассортимент имеющихся антисывороток совершенно не отвечал реальным потребностям безвирусного растениеводства.

В то же время, в связи с ростом экономического значения вирусных инфекций, увеличением объема анализов и количества подлежащих определению вирусов существенно возрастали требования к чувствительности и специфичности методов массовой диагностики, обеспечивающих однозначность получаемых результатов. Первостепенное значение приобретала производительность метода, т.е. возможность выполнять большое количество анализов за короткое время, которая определяется не только скоростью выполнения анализа и подготовительных процедур, но и удобством в работе при массовом применении. Все большее внимание уделялось созданию таких методов анализа, которые позволяют одновременно выявлять все известные или, по крайней мере, наиболее вредоносные вирусы данной культуры в одном образце, что существенно ускоряет и удешевляет процедуру лабораторной диагностики. Отчетливо обозначилась потребность в быстрых и простых методах внелабораторного анализа, которые дают возможность проводить анализ самостоятельно, непосредственно в месте нахождения образца, и для применения которых не требуется высокой профессиональной подготовки.

Таким образом, было совершенно очевидно, что для устойчивого развития безвирусного растениеводства в РФ необходима разработка новых высокочувствительных, производительных и надежных методов диагностики и средств для их применения с учетом реальных запросов сельскохозяйственной практики, нормативной базы отрасли и современных тенденций в развитии методов массовой ~ диагностики вирусных инфекций растений.

Целью наших исследований* являлась разработка высокочувствительных методов массовой экспресс-диагностики вирусных инфекций сельскохозяйственных культур для развития безвирусного растениеводства в РФ.

Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи:

1) Усовершенствование известных и разработка новых эффективных методов препаративного выделения вирусов важнейших сельскохозяйственных культур с целью получения высокоочищенных вирусных препаратов и моноспецифических кроличьих антисывороток с высоким титром; >

2) Разработка методов лабораторной диагностики вирусных инфекций картофеля, плодовых, ягодных, овощных и цветочно-декоративных культур на основе иммуноферментного анализа, полимеразной цепной реакции и дот-гибридизации;

3) Разработка методов внелабораторной диагностики вирусных инфекций на основе реакции агглютинации и иммунохроматографического анализа, а также наборов для иммуноферментного определения основных вирусов картофеля и вируса шарки сливы;

4) Практическое применение разработанных методов и средств диагностики вирусных инфекций для оздоровления, контроля качества и сертификации семенного и посадочного материала картофеля, плодовых, ягодных и цветочных культур, а также для изучения распространенности ряда вирусных инфекций.

5) Изучение возможности индукции у растений устойчивости к вирусным инфекциям с помощью биогенного элиситора (хитозана).

Обзор литературы

К настоящему времени разработаны различные методы детекции вирусов, большинство из которых основано на обнаружении вирусспецифических антигенов (иммунохимические методы) или вирусной нуклеиновой кислоты (молекулярные методы) (Cheng et al., 2009). Однако, с учетом поставленных в диссертационной работе задач, целесообразно проанализировать в первую очередь те из них, которые широко используются для массовой диагностики вирусных инфекций растений или имеют необходимый для этого потенциал.

Безусловно доминирующими в лабораторной диагностике вирусов являются метод иммуноферментного анализа (ИФА), различные варианты полимеразной цепной реакции (ПЦР) и молекулярно-гибридизационный анализ (МГА) ввиду их высокой чувствительности, специфичности и производительности. Для одновременного выявления нескольких патогенов в одном образце предложены различные технические решения, из которых наиболее перспективным представляется развитие чиповой технологии. Ведущую роль среди методов внелабораторной диагностики играет в настоящее время метод иммунохроматографии (ИХА) в пористых мембранах (тест-полосках).

Таким образом, предметом данного обзора является сопоставление аналитических характеристик, диагностического потенциала и ближайших перспектив этих методов для массовой диагностики вирусных инфекций растений.

Заключение диссертации по теме «Вирусология», Чирков, Сергей Николаевич

Выводы

1. Разработаны тест-системы на основе планшетного сэндвич-варианта ИФА для лабораторной диагностики основных вирусов картофеля (ХВК, SBK, МВК, YBK, АВК, ВСЛК), неповирусов (ВКПМ, ВМА, ВЧКПТ), а также ЛВКПЗ, ВШС, ВНТ, ВТМ, ВММФ и ВКГ. Аналитические характеристики тест-систем позволяют определять перечисленные вирусы в концентрации до 1 нг/мл в очищенном препарате и с высокой специфичностью выявлять зараженные растения картофеля, овощных, ягодных, плодовых и цветочных культур.

2. Для экспресс-диагностики фитовирусов во внелабораторных условиях разработаны метод виробактериальной агглютинации (АБВ-тест), основанный на коагглютинации вирусных частиц и клеток Staphylococcus aureus, покрытых антителами к вирусу, и метод иммунохроматографии на тест-полосках, основанный на применении поликлональных антител и наночастиц коллоидного золота в качестве маркера. Методы позволяют выявлять вирусы с чувствительностью до 80 нг/мл за 2 — 10 мин и проводить анализ без вспомогательного оборудования как специалистами, так и лицами без профессиональной подготовки.

3. На основе иммуноферментного анализа с использованием неорганической пирофосфатазы E.coli в качестве ферментной метки разработаны наборы реагентов для определения основных вирусов картофеля, а также вируса шарки сливы, содержащие все необходимое для выполнения анализа.

4. Разработан способ экстракции РНК из вирусных частиц и из растений, основанный на выделении нуклеиновых кислот с помощью нового хаотропного агента трихлорацетата аммония и очистке РНК с помощью целлюлозного сорбента на основе хлопковой ваты. Способ не требует применения токсичных соединений и позволяет получать РНК высокого качества при комнатной температуре. Процедура получения очищенного препарата РНК из одного образца занимает 30 мин.

5. Разработан метод определения вирусов растений с помощью дот-гибридизации с кДНК-зондами, меченными (диен)Р1, и последующем выявлении образующихся гетеродуплексов в непрямом ИФА с помощью антител, специфичных к (диен)Р1. Метод позволяет выявлять до 10 пг вирусной РНК в образце объемом 1 мкл и, в силу его высокой чувствительности, специфичности и производительности, пригоден для массовой диагностики вирусных заболеваний растений.

6. Разработан метод диагностики вируса шарки сливы, основанный на применении полимеразной цепной реакции. При наличии в образце вируса амплифицированный фрагмент гена Nib (репликазы) идентифицируется в агарозном геле как зона размером 560 пар нуклеотидов. Метод позволяет выявлять вирус в пробирочных растениях косточковых культур.

7. Для одновременной диагностики вирусов и вироида картофеля разработан прототип ДНК-чипа - ДНК-микроплата, в ячейках которой фиксированы рекомбинантные ДНК, комплементарные РНК определяемого патогена. ДНК-микроплата позволяет выявлять меченную (qneH)Pt РНК вируса или вироида в концентрации не менее 10 пг/мкл. Применение ДНК-микроплаты позволяет обеспечить, значительно ускорить и существенно удешевить процедуру сертификации семенного картофеля.

8. Разработанные тест-системы для диагностики вирусных инфекций растений с помощью ИФА и АБВ-теста были широко использованы в Системе сертификации семян Минсельхоза РФ, производителями безвирусного посадочного материала в России, Белоруссии и на Украине для контроля качества и производства безвирусного посадочного материала картофеля, плодовых, ягодных и цветочно-декоративных культур и Федеральной службой карантина растений РФ для диагностики карантинного вируса шарки сливы.

9. Установлено таксономическое положение вируса мягкой мозаики фасоли (ВММФ). Изучение структуры вирусной частицы и вирусного генома, а также состава белковых продуктов, образующихся при трансляции вирионной РНК in vitro, позволили отнести ВММФ к представителям рода Carmovirus.

10. Показана возможность индукции противовирусной устойчивости у различных видов растений хитозаном. Протективный эффект опосредован влиянием хитозана на растение и зависит от вида растения, концентрации и молекулярной формы хитозана.

Заключение

Перспективы развития безвирусного растениеводства в РФ определяются доступностью для сельскохозяйственной практики надежных методов массовой экспресс-диагностики вирусных инфекций растений.

Результатом проведенных исследований явилась разработка нескольких методов определения вирусов, основанных на принципе иммуноферментного анализа, дот-гибридизации, полимеразной цепной реакции, агглютинации и иммунохроматографии, которые, в силу их высокой чувствительности, специфичности и производительности, позволяют с высокой достоверностью выявлять зараженные растения различных сельскохозяйственных культур на всех стадиях производства безвирусного семенного и посадочного материала. Ряд усовершенствований процедуры диагностики и применение новых технических решений, таких как ДНК-микроплата и способ выделения вирусных РНК с помощью трихлорацетата аммония, существенно облегчают повседневное практическое применение этих методов.

Создание наборов для иммуноферментного определения вирусов и иммунохроматографических тест-систем дает возможность производителям безвирусного материала самостоятельно и постоянно контролировать его качество, а службам фитосанитарного надзора и карантинного контроля быстро и эффективно осуществлять диагностику во внелабораторных условиях, непосредственно в месте нахождения образца. Таким образом, применение наборов и тест-полосок позволяет расширить сферу, географию и масштабы мониторинга вирусных инфекций растений и способствует радикальному повышению его эффективности.

Широкое применение разработанных методов диагностики в Системе сертификации семян РФ, производителями безвирусного посадочного материала и службой карантина растений РФ позволяло осуществлять эффективный контроль экономически значимых вирусных инфекций и получать высококачественный семенной и посадочный материал картофеля, плодовых, ягодных и цветочно-декоративных культур.

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Чирков, Сергей Николаевич, 2009 год

1. Амбросова С.М., Малофеева Ю.С., Дзиркале JI.T. 1994. Характеристика моноклоиальных антител к вирусу аспермии томатов и их применение в диагностике. Биоорг. химия 20, 1169 1174.

2. Анисимов Б.В. 2003. Состояние семеноводства и проблемы обеспечения качества оригинального, элитного и репродукционного семенного картофеля. Агр. Россия № 3, 5 — 9.

3. Анисимов Б.В., Усков А.И., Симаков Е.А., и др. 2005. Методика проведения полевых обследований и послеуборочного контроля качества семенного картофеля. М.: «ИКАР». -112 с.

4. Атабеков И.Г. 1984. Иммунодиагностика вирусов растений — резервные миллиарды в сельском хозяйстве. Биотехнология. М.: Наука, 234 238.

5. Атабеков И.Г., Чирков С.Н. 1985. Методические рекомендации по применению реакции виробактериальной агглютинации (АБВ-теста) для диагностики вирусов растений. М.: ВАСХНИЛ 20 с.

6. Атабеков И.Г., Морозов С.Ю., Дрыгин Ю.Ф., Кондакова О.А., Савенков Е.И., Можаева К.А., Васильева Т.Я., Кастальева Т.Б. 1999. Методические указания по диагностике вироида веретеновидности клубней картофеля. М.: РАСХН, ВНИИФ, МГУ, ВНИИКХ. 24 с.

7. Ахатов А.К., Джалилов Ф.С., Белошапкина О.О., Стройков Ю.М., Чижов В.Н., Трусевич А.В. 2006. Защита овощных культур и картофеля от болезней. М. — 352 с.

8. Банникова Г.Е., Тимофеева Г.Н., Лопатин С.А., Варламов В.П., Рогожин С.В. 1988. Лигандообменная хроматография бактериальной эндонуклеазы Serratia marcescens. Биотехнология 4,231-234.

9. Барский В.Е. Колчинский A.M., Лысов Ю.П., Мирзабеков А.Д. 2002. Биологические микрочипы, содержащие иммобилизованные в гидрогеле нуклеиновые кислоты, белки и другие соединения: свойства и приложения в геномике. Мол. биол., 36, 563 584.

10. Белошапкина О.О. 2005. Биологические и технологические основы оздоровления посадочного материала земляники от вирусов. М.: Изд-во МСХА.- 162 е.

11. Бобкова А.Ф., Чирков С.Н. 1983. Применение иммуноферментного анализа для диагностики вирусных заболеваний растений. Сельскохоз. биол., № 5, 32 — 36.

12. Бобкова А.Ф., Нацвлишвили Н.М.,. Новиков В.К., Дзантиев Б.Б., Егоров A.M., Атабеков И.Г. 1985. Диагностика Y-вируса картофеля методом иммуноферментного анализа. Изв. АН СССР, сер. биол. № 1, 128-133

13. Бобкова А.Ф., Нацвлишвили Н.М., Чирков С.Н., Сургучева Н.А., Варицев Ю.А., Атабеков И.Г. 1987. Характеристика отечественных коммерческих, антисывороток к вирусам картофеля в АБВ-тесте и иммуноферментном анализе. Изв. АН СССР, сер. биол., № 1, 28-34.

14. Брок И. 1979. Выделение иммуноглобулина G. Иммунологические методы. Под ред. Х.Фримеля. М.: Мир, 264 273.

15. Бунцевич JI.JI. 2004. Изучение восприимчивости различных сортов сливы к вирусу шарки. Плодоводство и ягодоводство России. Т. XI, 361-364.

16. Быкова В.М., Немцев С.В. 2002. Сырьевые источники и способы получения хитина и хитозана. Хитин и хитозан: получение, свойства и применение. Под ред. К.Г.Скрябина, Г.А.Вихоревой, В.П.Варламова. М.: Наука, 7 - 23.

17. Вердеревская Т.Д., Маринеску В.Г. 1985. Вирусные и микоплазменные заболевания плодовых культур и винограда. Кишинев: Штиинца — 312 с.

18. Вуд К.Р. 1989. Методы культуры тканей в фитопатологии: вирусы. Биотехнология' растений: культура клеток. Под ред. Р.Г.Бутенко. М.: Агропромиздат, 234 — 258.

19. Гамзазаде А.И. 2002. Структурная неоднородность как фактор изменчивости свойств хитина и хитозана. Хитин и хитозан: получение, свойства и применение. Под" ред. К.Г.Скрябина, Г.А.Вихоревой, В.П.Варламова. — М.: Наука, 112—118.

20. Гиббс А., Харриеон Б. Основы вирусологии растений. М.': Мир, 1978. 430 с.

21. Гнутова Р.В. 1993. Серология и иммунохимия вирусов растений. М.: Наука. — 301 с.

22. Гнутова Р.В. 2005. Стратегия подходов при изучении вирусов, поражающих картофель в дальневосточном регионе. Сельскохоз. биол., № 1, 46 54.

23. ГОСТ 29267-91. Картофель семенной. Одоровленный исходный материал. Приемка и методы анализа.

24. ГОСТ 29268-91. Картофель семенной. Оздоровленный семенной f материал. Технические условия.

25. Демидова А.А. 2001. Ставропольский центр производства безвирусного картофеля. Картофель и овощи, №1,10—11.

26. Дзантиев Б.Б., Жердев А.В., Попов В.О., Венгеров Ю.Ю., Старовойтова Т.А., Тогузов Р.Т. 2002. Системы экспрессной иммунодетекции биологически активных соединений. Клин. лаб. диагн., № 8, 25-32.

27. Дрампян А.Х., Бобкова А.Ф., Новиков В.К., Атабеков И.Г. 1986. Диагностика вируса скручивания листьев картофеля методом иммуноферментного анализа. Докл. ВАСХНИЛ №9; 20-22.

28. Дрыгин Ю.Ф., Афонина И.А., Байер К., Николаева О.В., Атабеков И.Г. 1989. Детекция Х- и М-вирусов картофеля с помощью ДНК-зондов, меченных пероксидазой хрена. Биоорг. химия 15, 947-951.

29. Дыкман JI.A., Богатырев В.А. 1997. Коллоидное золото в твердофазных методах анализа. Биохимия 62, 411—418.

30. Дымшиц Г.М. 2001. Нерадиоактивно меченые олиго- и полинуклеотидные зонды -инструмент изучения структуры генома и диагностики. Сорос, обр. журнал № 9, 30 37.

31. Ерохина Т.Н. 1995. Моноклональные антитела к вирусу желтой карликовости ячменя. Иммуноферментная тест-система для диагностики вируса. Биоорг. химия 21, 35 -41.

32. Ильина А.В., Варламов В.П. 2002. Энзимология синтеза и деградации хитина и хитозана. Хитин и хитозан: получение, свойства и применение. Под ред. К.Г.Скрябина, Г.А.Вихоревой, В.П.Варламова. М.: Наука, 79 - 90.

33. Ильина А.В., Ткачёва Ю.В., Варламов В.П. 2002. Деполимеризация высокомолекулярного хитозана ферментным препаратом целловиридин Г20х. Прикл. биохим. микробиол., 38, 132-135.

34. Кастальева Т.Б., Можаева К.А. 2002. Оптимизация методики определения вируса желтой карликовости ячменя с помощью иммуноферментного анализа. Вестн. защиты растений 2, 49 52.

35. Каплан И.Б., Тальянский М.Э., Алексеева К.Л., Атабеков И.Г. 1986. Методические указания по иммунодиагностике и профилактике вирусных болезней шампиньонов. М.: ВАСХНИЛ, МГУ-21 с.

36. Кашин В.И., ред. 2001. Технологический процесс получения безвирусного посадочного материала плодовых и ягодных культур. Методические указания. М.:ВСТИСП. 109 с.

37. Кеглер X., Клейнхемпель X., Эртель К., Презелер Г., Шимански Х.-Х., Шмидт X., Шпаар Д., Вердеревская Т.Д. 1986. Борьба с вирусными болезнями растений. М.: Агропромиздат. — 480 с.

38. Киселева В.И., Турчинский М.Ф., Колесник Т.В., Поверенный A.M., 1994. Использование диэтилентриаминхлорплатины в гибридизационном анализе специфических последовательностей нуклеиновых кислот. Биоорг. химия 20, 14 — 20.

39. Козлов Л.П., Хазенсон С.Л., Обручков B.C., Шосталь В.П. 1983. АБВ-тест -высокочувствительная реакция для быстрой диагностики вирусов картофеля и овощных культур. Биол. науки № 5, 109 —111.

40. Кондакова О.А., Дрыгин Ю.Ф. 1999. Диагностика вироидного заболевания картофеля зондами (диен)Р^ДНК. Биотехнология № 4, 83 90.

41. Кондакова О.А., Дрыгин Ю.Ф., Мусин С.М., Бойко В.В., Бабоша А.В., Атабеков И.Г., 2000. Проблема вироида в семеноводстве картофеля: диагностика, формирование генобанка, производство исходного материала. Картофель и овощи № 2, 38 40.

42. Куликов С.Н., Варламов ВП. 2008. Роль структуры в элиситорной активности хитозана. Уч. зап. Казанского гос. университета 150, 1-16.

43. Куст С.В. 2002а. Различные методы выделения очищенного препарата ВТМ. Практикум по общей вирусологии. Под ред. И.Г.Атабекова. М.: Изд-во МГУ, 52 - 58.

44. Куст С.В. 20026. Выделение очищенного препарата Х-вируса картофеля (ХВК). Практикум по общей вирусологии. Под ред. И.Г.Атабекова. М.: Изд-во МГУ, 58 - 60.

45. Кэтти Д., Райкундалиа Ч. 1991. Иммуноферментный анализ. Антитела. Методы. В 2-х кн. Кн.2. Под ред. Д.Кэтти. М.:Мир, 152 - 238.

46. Малько А.М., Анисимов Б.В., Трофимов Н.В., и др. 2003. Контроль качества и сертификация семенного картофеля (практическое руководство). М.: ФГНУ «Росинформагротех». 316 с.

47. Метлицкая К.В., Приходько Ю.Н., Цубера Л.В. 1997. Вирусные болезни сливы в средней полосе России и вопросы совершенствования технологии получения безвирусных клонов этой культуры. Плодоводство и ягодоводство России. Т. IV, 90-95.

48. Метлицкая К.В. 1999. Распространенность сокопереносимых вирусов на косточковых культурах в Центральной России. Теория и практика борьбы с паразитарными болезнями. М., 154-155.

49. Метлицкая К.В. 2000. Вирусные болезни косточковых пород в Европейской части России. Плодоводство и ягодоводство России. T.VII, 237-242.

50. Метлицкая К.В., Холод Н.А. 2001. Диагностика и распространенность вирусных болезней косточковых пород в Европейской части России. Теория и практика борьбы спаразитарными болезнями. М., 158-160.

51. Мусин С.М., Бабоша А.В., Кондакова О.А., Дрыгин Ю.Ф., Атабеков И.Г. 2001. Диагностика и контроль вироида веретеновидности клубней картофеля. Защита и карантин растений № 10, 22 23.

52. Николаева О.В., Новиков В.К., Каграманов В.Н., Бобкова А.Ф., Атабеков И.Г. 1985. Определение М и S-вирусов картофеля методом иммуноферментного анализа. Сельскохоз. биол., № 2, 96-102

53. Одинец А.Г., Кулинич А.В., Чирков С.Н., Козицкий Ю.Н., Атабеков И.Г. 1983. Сравнительное испытание иммунологических методов для массовой диагностики вируса крапчатости гвоздики. Сельскохоз. биол., № 5, 37-41.

54. Озерецковская O.JL, Роменская И.Г. 1996. Олигосахарины как регуляторные молекулы растений. Физиол. раст., 43, 743 752.

55. Озерецковская О.Л., Васюкова Н.И., Зиновьева С.В. 2002. Хитозан как элиситор индуцированной устойчивости растений. Хитин и хитозан: получение, свойства и применение. Под ред. К.Г.Скрябина, Г.А.Вихоревой, В.П.Варламова. М.: Наука, 339 -345.

56. Озерецковская О.Л., Васюкова Н.И., Панина Я.С., Чаленко Г.И. 2006. Действие иммуномодуляторов на устойчивость и восприимчивость картофеля к Phytophthora infestans. Физиол. растений 53, 546-553.

57. Практикум по общей вирусологии. Под ред. И.Г.Атабекова. М.: МГУ, 2002. - 184 с.

58. Приходько Ю.Н., Чирков С.Н., Метлицкая К.В., Цубера Л.В. 2008. Распространенность вирусных болезней косточковых культур в европейской части России. Сельскохоз. биол., № 1, 26 — 32.

59. ПЦР в реальном времени. Под ред. Д.В.Ребрикова. М.: БИНОМ. Лаборатория знаний. 2009.-215 с.

60. Рязанцев Д.Ю., Завриев С.К. 2009. Эффективный метод диагностики и идентификации вирусных патогенов картофеля. Мол. биол., в печати.

61. Санин С.С., Филиппов А.В. 2003. Проблемы фитосанитарии. Защита и карантин растений № 1, 10-12.

62. Сибирякова И.В., Гнутова Р.В., Толкач В.Ф., Рублева Н.В., Чуян А.Х., Крылов А.В. 1987. Биологические свойства местного изолята вируса некроза табака и получение специфических антисывороток. Сельскохоз. биол., № 5, 55 60.

63. Симаков Е.А. 2004. О совершенствовании научного обеспечения производства оригинального, элитного и репродукционного семенного картофеля в России. М.: ВНИИКХ. 31 с.

64. Ситник Т.С., Аваева С.М. 2007. Связывание субстрата в эффекторном центре пирофосфатазы увеличивает скорость гидролиза субстрата в активном центре. Биохимия 72, 80-90.

65. Трофимов Н.В., Уланов В.И., Кокина Т.П., Анисимов Б.В., Семенова JI.H. 2003. Система классификации и схема сертификации семенного картофеля в России и странах ЕС. Агр. Россия № 3, 10 14.

66. У сков А.И. 2003. Лабораторная идентификация вирусных и бактериальных фитопатогенов в системе контроля качества и сертификации семенного картофеля. Агр. Россия №3,21 -23.

67. Усов А.И. 1993. Олигосахарины — новый класс сигнальных молекул в растениях. Успехи химии 62, 1119 1144.

68. Халл Р. 1988. Очистка, биофизическая и биохимическая характеристика вирусов (преимущественно вирусов растений). Вирусология. Методы. Под ред Б.Мейхи. М.: Мир, 12 - 43.

69. Харбоу Н., Ингильд А. 1977. Иммунизация, выделение иммуноглобулинов, определение титра антител. Руководство по количественному иммуноэлсктрофорезу. Методы и применение. Под ред. Акссльсен Н., Крелль Й., Вееке Б. М: Мир, 200 - 205.

70. Цуканова Е.М. 1998. Состояние насаждений вишни и сливы в ЦЧР и выращивание безвирусного посадочного материала. Автореф. канд. дис. Мичуринск.

71. Чирков С.Н., Осипов А.П., Атабеков И.Г. 2002. Наборы «Пиротест» для лабораторной диагностики вирусов картофеля. Картофель и овощи № 15 29.

72. Шутская О.В., Бардышев М.А. 1978. Нарушение метаболизма минеральных веществ у растений картофеля при поражении А-вирусом. Защита растений (Минск) № 2, 32-38.

73. Adams A.N., Davies D.L., Kirby M.J. 2001. Virus and phytoplasma detection in fruit trees. Outlook in Agriculture 30, 45 54.

74. Agindotan В., Perry К. 2007. Maeroarray detection of plant RNA viruses using randomly primed and amplified complementary DNAs from infected plants. Phytopathology 97, 119 — 127.

75. Agindotan В., Perry K. 2008. Maeroarray detection of eleven potato-infecting viruses and Potato spindle tuber viroid. Plant Dis., 92, 730 740.

76. Al Rwahnih M., Myrta A., Herranz M.C., Pallas V. 2004. Monitoring american plum line pattern virus in plum by ELISA and dot-blot hybridization throughout the year. J. Plant Pathol., 86, 167- 169.

77. Alsberheim P., Darvill A., Augur A., Cheong J.J., Eberhard S., Hahn M.G., Marfa V., Mohnen D., O'Neil M.A., Spiro M.D., York W.S. 1992. Oligosaccharins: oligosaccharide regulatory molecules. Acc. Chem. Res., 25, 77 83.

78. Anes-Lingerfclt M., Fox G.E., Willson R.C. 2009. Reduction of DNA contamination in RNA samples for reverse transcription-polymerase chain reaction using selective precipitation by compaction agents. Analyt. Biochem., 384, 79 — 85.

79. Aparico F., Soler S., Aramburu J., Galipienso L., Nuez F., Pallas V., Lopez C. 2009. Simultaneos detection of six RNA plant viruses affecting tomato crops using a single digoxigenin-labelled polyprobe. Eur. J. Plant Pathol., 123, 117— 123.

80. Audy P., Parent J., Asselin A. 1991. A note on four non-radioactive labeling systems for dot hybridization detection of potato viruses. Phytoprotection 72, 81 86.

81. Avrameas S. 1969. Coupling of enzymes to proteins with glutaraldehyde. Immunochemistry 6, 43 — 52.

82. Baranwal V.K., Majumder S., Ahlavat Y.S., Singh R.P. 2003. Sodium sulphite yields improved DNA of higher stability for PCR detection of citrus yellow mosaic virus from citrus leaves. J. Virol. Meth., 112, 153 156.

83. Bartels R. 1971. Potato virus A. CMI/AAB Descriptions of plant viruses, № 54.

84. Baulcombe D., Flavell R.B., Boukton R.E., Gellis G.J. 1984. The sensitivity and specificity of a rapid nucleic acid hybridization method for the detection of potato virus X in crude sap samples. Plant Pathol., 33, 361 370.

85. Baykov A.A., Kasho V.N., Avaeva S.M. 1988. Inorganic pyrophosphatase as a label in heterogeneous enzyme immunoassay. Analyt. Biochem., 171, 271 276.

86. Beemster D., de Bokx J.A. 1987. Survey of properties and symptoms. Viruses of potato and seed-potato production, de Bokx, J.A., van der Want, J.P.H., Eds. Wageningen: Pudoc, 84 -113.

87. Beffa R.S., Hofer R.-M., Thomas M., Meins F., Jr. 1996. Decreased susceptibility to viral disease of P-l,3-glucanase-deficient plants generated by antisense transformation. Plant Cell 8, 1001 1011.

88. Bell A.A. 1981. Biochemical Mechanisms of Disease Resistance. Annu. Rev. Plant Physiology 32, 21 -81.

89. BenhamouN. 1996. Elicitor-induced plant defence pathways. Trends in Plant Sci., 1, 233 —240.

90. Bergervoet J.H.W., Peters J., van Beckhoven J.R.C.M., van den Bovenkamp G.W., Jacobson J.W., van der Wolf J.M. 2008. Multiplex microsphere immuno-detection of potato virus Y, X and PLRV. J. Virol. Meth., 149, 63 68.

91. Bertolini E., Moreno A., Capote N., Olmos A., de Luis A., Vidal E., Peres-Panades J., Cambra M. 2008. Quantitative detection of Citrus tristeza virus in plant tissue and single aphids by real-time PCR. Eur. J. Plant Pathol., 120, 177 188.

92. Billitewski U. 2009. DNA microarrays: an introduction to the technology. Meth. Mol. Biol., 509, 1 14.

93. Boben J., Kramberger P., Petrovic N., Cankar K., Peterka M., Strankar A., Ravnikar M. 2007. Detection and quantification of tomato mosaic virus in irrigation waters. Eur. J. Plant Pathol., 118, 59-71.

94. Boonham N., Walsh K., Mumford R.A., Barker I. 2000. Use of multiplex real-time PCR (TaqMan) for the detection of potato viruses. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin 30, 427 430.

95. Boonham N., Walsh K., Smith P., Madagan K., Graham I., Barker I. 2003. Detection of potato viruses using microarray technology: towards a gencrie method for plant viral disease diagnosis. J. Virol. Meth., 108, 181-187.

96. Boonham N., Tomlinson J., Mumford R. 2007. Microarrays for rapid identification of plant viruses. Annu. Rev. Phytopathol., 45, 307 — 328.

97. Boonham N., Glover R., Tomlinson J., Mumford R. 2008. Exploiting generic platform technologies for the detection and identification of plant pathogens. Eur. J. Plant Pathol., 121, 355-363.

98. Boscia D., Zeramdini H., Cambra M., Potere O., Gorris M.T., Myrta A., Di Terlizzi В., Savino V. 1997. Production and characterization of a monoclonal antibody specific to the M serotype of plum pox potyvirus. Eur. J. Plant Pathol., 103, 477 480.

99. Braisted A.C., Wells J.A. 1996. Minimizing a binding domain from protein A. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 93, 5688 5692.

100. Brodelius P., Funk C., Haner A., Villegas M. 1989. A procedure for the determination of optimal chitosan concentrations for elicitation of cultured plant cells. Phytochemistry 28, 2651 -2654.

101. Brunt A.A., Martelli G.P. 2008. Carnation mottle virus. CMI/AAB Descriptions of plant viruses, № 420.

102. Bucher G.L., Tarina C., Heinlein M., Di Serio F., Meins F., Jr., Iglesias V.A. 2001. Local expression of enzymatically active class I p-l,3-glucanase enhances symptoms of TMV infection in tobacco. Plant J., 28, 361 369.

103. Bystricka D., Lenz O., Mraz I., Dedic P., Sip M. 2003. DNA microarray: parallel detection of potato viruses. Acta Virologica 47, 41 — 44.

104. Bystricka D., Lenz O., Mraz I., Piherova L., Kmoch S., Sip M. 2005. Oligonucleotide-based microarray: a new improvement in microarray detection of plant viruses. J. Virol. Meth. 128, 176-182.

105. Caciagli P., Bosco D. 1996. Quantitative determination of tomato yellow leaf curl geminivirus DNA by chemiluminescent assay using digoxigenin-labelled probes. J. Virol. Meth., 57, 19-29.

106. Cambra M., Capote N., Myrta A., Llacer G. 2006. Plum pox virus and the estimated costs associated with sharka disease. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin 36, 202 204.

107. Cambra M., Boscia D., Myrta A., Palkovics L., Navratil M., Barba M., Gorris M.T., Capote N. 2006. Detection and characterization of plum pox virus: serological methods. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin 36, 254 261.

108. Candresse Т., Mac Quaire G., Lanne M., Bousalem M., Quoit-Douine L., Quoit J.B., Dunez L. 1995. Analysis of plum pox virus variability and development of strain-specific PCR assay. Acta Horticulturac 386, 357 369.

109. Candresse Т., Cambra M., 2006. Causal agent of sharka disease: historical perspective and current status of Plum pox virus strain. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin 36, 239 246.

110. Canning E.S.G., Penrose M.J., Barker I., Coates D. 1996. Improved detection of barley yellow dwarf virus in single aphids using RT-PCR. J. Virol. Meth., 56, 191 197.

111. Chandelier A., Dubois N., Baelen F., De Leener F., Warnon S., Remacle J., Lepovivre P. 2001. RT-PCR-ELOSA tests on pooled sample units for the detection of virus Y in potato tubers. J.Virol. Meth., 91, 99- 108.

112. Chang S., Puryear J., Caimcy J. 1993. A simple and efficient method for isolating RNA from pine trees. Plant Mol. Biol. Rept., 11, 113 116.

113. Cheng X., Chen G., Rodriguez W.R. 2009. Micro- and nanothcchnology for viral detection. Anal. Bioanal.Chem., 393, 487 501.

114. Chia T.-F., Chan Y.-S., Chua N.-H. 1992. Detection and localization of viruses in orchids by tissue print hybridization. Plant Pathol., 41, 355 361.

115. Chomczynski P. 1993. A reagent for the single-step simultaneous isolation of RNA, DNA and proteins from cell and tissue samples. BioTechniqucs 15, 532 537.

116. Clark M.F., Adams A.N. 1977. Characterization of the microplate method of enzyme-linked immunosorbent assay for the detection of plant viruses. J. Gen. Virol., 34, 475 483.

117. Crowther J.H. 2009. Monoclonal antibodies. Methods in Mol. Biol. The ELISA Guidebook 516, 225-289.

118. Danks C., Barker I. 2000. On-site detection of plant pathogens using lateral flow devices. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin 30, 421 426.

119. DeDent A.C., McAdow M., Schneewind O. 2007. Distribution of protein A on the surface of Staphylococcus aureus. J. Bacteriology 189, 4473 — 4484.

120. De Roe C., Courtoy P. J., Baudhuin P. 1987. A model of protein-colloidal gold interaction. J. Histohem. Cytochem., 35, 1191 1198.

121. Deyong Z., Willingmann P., Heinze C., Agam G., Pfunder M., Frey В., Frey J.E. 2005. Differentiation of cucumber mosaic virus isolates by hybridization to oligonucleotides in a microarray format. J. Virol. Meth., 123, 101 108.

122. De Wald D.B., Adams L.D., Pearson J.D. 1986. A nonurea electrophoretic gel system for resolurion of polypeptides of Mr 2000 to Mr 200,000. Analyt. Biochem., 154, 502 508.

123. Doares S.H., Syrovets Т., Weiler E.W., Ryan C.A. 1995. Oligogalacturonides and chitosan activate plant defensive genes through the octadecanoid pathway. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 92, 4095 4098.

124. DSMZ Catalogue of Plant Viruses, Antisera and Cloned Nucleic Acids, 1998.

125. Du Z.Y., Chen J.S., Hiruki C. 2005. Optimization and application of a multiplex RT-PCR system for simultaneous detection of five potato viruses using 18S rRNA as an internal control. Plant Disease 90, 185- 189.

126. Du Z., Jin В., Liu W., Chen L., Chen J. 2007. Highly sensitive fluorescent-labelled probes and glass slide hybridization for the detection of plant RNA viruses and viroid. Acta Biochem. Biophys. Sinica 39, 326 334.

127. Dunez J., Ravelonandro M., Candresse T. 1994. Plum pox: advances in research on the disease and its causal agent, and possible means to control. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin 24, 537 542.

128. Durrant W.E., Dong X. 2004. Systemic acquired resistance. Annu.Rev.Phytopathol., 42, 185-209.

129. Eads В., Cash A., Bogart K., Costello J., Andrews J. 2006. Troubleshooting microarray hybridization. Meth. Enzymol., 411, 34 49.

130. Edgerton M.D. 2009. Increasing crop productivity to meet global needs for feed, food and fuel. Plant Physiol., 149, 7-13.

131. EPPO, 2004. Diagnostic protocols for regulated pests. Plum pox potyvirus. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin 34, 247 256.

132. EPPO, 2004. Diagnostic protocols for regulated pests. Tomato spotted wilt tospovirus, impatiens necrotic spot tospovirus and watermelon silver mottle tospovirus. OEPP Bulletin/EPPO Bulletin 34, 271 279.

133. EPPO, 2006. Diagnostic protocols for regulated pests. Beet necrotic yellow vein virus (benyvirus). OEPP Bulletin/EPPO Bulletin 36, 429 440.

134. Eun A.J.-Ch., Wong S.-K. 2000. Molecular beacons: a new approach to plant virus detection. Phytopathology 90, 269 275.

135. Fabre F., Kervarrec C., Mieuzet L., Riault G., Vialatte A., Jacquot E. 2003. Improvement of Barley yellow dwarf virus PAV detection in single aphids using a fluorescent real time RT-PCR. J. Virol. Meth., 110, 51 - 60.

136. Faoro F., Sant S., Iriti M., Maffi D., Appiano A. 2001. Chitosan-elicited resistance to plant viruses: a histochemical and cytochemical study. Chitin Enzymology. Muzzarelli R.A.A., Ed. Atec Edizioni, 57 62.

137. Flores R., Hernandez C., Martinez de Alba A.E., Daros J.-A., Di Serio F. 2005. Viroids and viroid-host interactions. Annu. Rev. Phytopathol., 43, 117 139.

138. Forsgren A., Sjoquist J., 1966. «Protein А» from Staphylococcus aureus. I. Pseudo-immune reactions with human y-globulin. J. Immunol., 97, 822 — 826.

139. Forsgern A., Forsum U. 1972. Agglutination of Staphylococcus aureus by rabbit sera. Infection and Immunity 5, 524 — 530.

140. Foster J.A., Hadidi A. 1998. Exclusion of plant viruses. «Plant Virus Disease Control». Hadidi A., Khetarpal R.K., Koganezawa H., Eds. St. Paul: APS Press, 208 - 229.

141. Frens G. 1973. Controlled nucleation for the regulation of the particle size in monodisperse gold suspensions. Nat. Phys. Sci., 241, 20 22.

142. Gallitelli D. 2004. Nucleic acid-based assay for the diagnosis of viral pathogens. Phytopathol. Mediterr., 43, 221 227.

143. Gentit P., 2006. Detection of Plum pox virus: biological methods. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin 36, 251 -253.

144. Geoghegan W.D. 1988. The effect of three variables on adsorbtion of rabbit IgG to colloidal gold. J. Histochem. Cytochem., 36, 401-407.

145. Ghosh A., Dasgupta R., Salerno-Rife Т., Rutgers Т., Kaesberg P. 1979. Southern bean mosaic viral RNA has a 5'-linked protein but lacks 3' terminal poly(A). Nucl. Acids Res., 7, 2137-2146.

146. Gilliland A., Murphy A.M., Carr J.P. 2006. Induced resistance mechanisms. Natural Resistance Mechanisms of Plant to Viruses. G. Loebenstein & J.P.Carr, Eds. Springer, 125 — 145.

147. Glasa M., Candresse T. 2005. Plum pox virus. CMI/AAB Descriptions of plant viruses, №410.

148. Gnutova R.V., Krylov A.V. 1975. Potato A virus diagnosis by serological methods. Phytopath. Z. 83, 311-319.

149. Gratecos D., Astier M., Semeriva M., 1987. A new approach to monoclonal antibody production. In vitro immunization with antigen on nitrocellulose using Drosophila myosin heavy chain as an example. J. Immunol. Meth., 103: 247 252.

150. Gray A.P., Barber M.S. 1994. Purification and biological activity of partially acetylated chitosan oligosaccharides. Plant Physiol. Suppl. 105, 161.

151. Gruden K., Pompe-Novak M., Baebler S., Krecic-Stres H., Toplak N., Hren M., Kogovcek P., Gow L., Foster G.D., Boonham N., Ravnikar M. 2008. Expression microarrays in plant-virus interaction. Meth. Mol. Biol., 451, 583 613.

152. Guilley H., Carrington J.C., Balazs E., Jonard G., Richards K., Morris T.J. 1985. Nucleotide sequence and genome organization of carnation mottle virus RNA. Nucl. Acids Res., 13, 6663-6677.

153. Guo Z., Chen Yu., Zang E., Sadler P.J. 1997. 'N,1sN. Nuclear magnetic resonance studies of [Pt(dien)Cl]+ (dien = diethylentriamine): hydrolysis and reactions with nucleotides. J.Chem.Soc., Dalton Trans., 4107 -4111.

154. Hadidi A., Flores R., Randies J.W., Semancik J.S., Eds. 2003. Viroids. CSIPO Publ. 392pp.

155. Hadidi A., Czosnek H., Barba M. 2004. DNA microarrays and their potential applications for the detection of plant viruses, viroids and phytoplasmas. J. Plant Pathol., 86, 97 104.

156. Hadwiger L.A., Ogawa Т., Kuyama H. 1994. Chitosan polymer sizes effective in inducing phytoalexin accumulation and fungal suppression are verified with synthezied oligomers. Mol. Plant-Microbe Interact., 7, 531 533.

157. Harrison B.D., Murant A.F., Mayo M.A. 1972. Evidence for two functional RNA species in raspberry ringspot virus. J. Gen. Virol. 16, 339 348.

158. Harrison B.D., Murant A.F. 1977. Nepovirus group. CMI/AAB Descriptions of plant viruses, № 185.

159. Harrison B.D., Reavy B. 2002. Potato mop-top virus. CMI/AAB Descriptions of plant viruses, № 389.

160. Hayes R.J., Brunt A.A., Buck K.W. 1988. Gene mapping and expression of tomato bushy stunt virus. J.Gen. Virol., 69, 3047 3057.

161. Helias V., Jaquot E., Guillet M., Le Hingrat Y., Giblot-Ducray D. 2003. Production of recombinant Potato mop-top vims coat protein in Escherichia coli and generation of antisera recognizing native virus protein. J. Virol. Meth, 110, 91 — 97.

162. Henson J.M., French R. 1993. The polymerase chain reaction and plant disease diagnosis. Annu. Rev. Phytopathol., 31, 81 109.

163. Hermanson G.T. 1995. Bioconjugate techniques. London: Acad.Press 785 p.

164. Hill S.A., Jackson E.A. 1984. An investigation of the reliability of ELISA as a practical test for detecting potato leaf roll virus and potato virus Y in tubers. Plant Pathol., 33, 21 — 26.

165. Hinrichs J., Berger S., Shaw J.G. 1997. Induction of antibodies to plant viral proteins by DNA-based immunization. J. Virol. Meth., 66, 195 202.

166. Holland P.M., Abramson R.D., Watson R., Gelfand D.H. 1991. Detection of specific polymerase chain reaction by utilizing the 5' to 3' exonuclease activity of Thermus aquaticus DNA polymerase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 88, 7276 7280.

167. Howe G.A., Lighter J., Browse J., Ryan C.A. 1996. An octadecanoid pathway mutant (JL5) of tomato is compromised in signaling for defense against insect attack. Plant Cell 8, 2067 -2077.

168. Hsu H. 2009. Development of enzyme linked, tissue blot and dot dlot immunoassays for plant virus detection. Meth.Mol. Biol., 508, 15 25.

169. Hull R. 1976. The behavior of salt-labile plant viruses in gradients of cesium sulphate. Virology 75, 18-25.

170. Hull R., Davies J.W. 1992. Approaches to nonconventional control of plant virus diseases. Crit. Rev. Plant Sci., 11, 17 33.

171. James D., Vagra A., Thompson D., Hayes S. 2003. Detection of a new and unusual isolate of plum pox potyvirus in plum {Primus domestica). Plant Dis., 87, 1119 1124.

172. James D., Vagra A. 2005. Nucleotide sequence analysis of plum pox virus isolate W3174: evidence of a new strain. Virus Res., 110, 143 150.

173. James D., Varga A., Pallas V., Candresse T. 2006. Strategies for simultaneous detection of multiple plant viruses. Can. J. Plant Pathol., 28, 16 29.

174. Jendeberg L., Tashiro M., Tejero R., Lyons B.A., Uhlen M., Montelione G.T., Nilsson B. 1996. The mechanism of binding staphylococcal protein A to immunoglobulin G does not involve helix unwinding. Biochemistry 35, 22 31.

175. Johnson N.P., Macquet J.P., Wiebers J.L., Monsarrat B. 1982. Strucrure of the adducts formed between Pt(dien)Cl.Cl and DNA in vitro. Nucl. Acids Res., 10, 5255 5271.

176. Jones P., Qiu J., Rickwood D. 1994. RNA Isolation and Analysis. Oxford: BIOS. 220 pp.

177. Kassanis B. 1970. Tobacco necrosis virus. CMI/AAB Descriptions of plant viruses, № 14.

178. Kauss H., Jeblick W., Domard A. 1989. The degree of polymerization and N-acylation of chitosan determine its ability to clicit callose formation in suspension cells and protoplasts of Cathranthus roseus. Planta 178, 385 392.

179. Kerlan C. 2006. Potato virus Y. CMI/AAB Descriptions of plant viruses, № 414.

180. Kim S.-K., Rajapakse N. 2005. Enzymatic production and biological activities of chitosan oligosaccharides (COS): a review. Carbohydr. Polymers 62, 357 368.

181. Knoblauch M., van Bel A.J.E. 1998. Sieve Tubes in Action. Plant Cell 10, 35 -50.

182. Kohle H., Jeblick W., Poten F., Blaschek W., Kauss H. 1985. Chitosan-elicited callosenisynthesis in soybean cells as a Ca dependent process. Plant Physiol., 77, 544-551.

183. Kohler G., Milstein C. 1975. Continuous culture of fused cells secrcting antibody of predicted specificity. Nature 256, 495 497.

184. Korschinek I., Himmler G., Sagl R., Steinkeller H., Katinger H.W.D. 1991. A PCR membrane spot assay for the detection of plum pox virus RNA in bark of infected trees. J. Virol. Meth., 31, 139- 145.

185. Kronvall G., Seal U.S., Finstad J., Williams R.C. 1970. Phylogenetic insight into evolution of mammalian Fc fragments of G globulin using staphylococcal protein A. J. Immunol., 104, 140 147.

186. Kronvall G., Quie P.G., Williams R.G., Jr. 1970. Quantitation of staphylococcal protein A: determination of equilibrium constant and number of protein A residues on bacteria. J. Immunol., 104, 273-277.

187. Kronvall G. 1973. A rapid slide agglutination test for typing pneumococci by means of specific antibodies adsorbed to protein A-containing staphylococci. J. Med. Microbiol., 6, 187 -195.

188. Kurstack E., Ed. 1981. Handbook of Plant Virus Infections and Comparative Diagnosis. Amsterdam: Elsevier/North Holland Biomedical Press. 944 p.

189. MacKenzie D.J., McLean M.A., Mukeiji S., Green M. 1997. Improved RNA extraction from woody plants for the detection of viral pathogens by reverse transcription polymerase chain reaction. Plant Dis., 81, 222 226.

190. Maiss E., Timpe U., Brisske A., Jelkmann W., Casper R., Himmler G., Mattanovich D., Katinger H.W. 1989. The complete nucleotide sequence of plum pox virus RNA. J.Gen. Virol., 70,513- 524.

191. Maniatis Т., Fritsch E.F., Sambrook J. 1989. Molecular Cloning. A laboratory manual. Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, NY.

192. Mansky L.M., Andrews R.E., Durand D.P., Hill J.H. 1990. Plant virus lacation in leaf tissue by press blotting. Plant Mol. Biol. Rept., 8, 13 17.

193. Martin R.R., James D., Levesque C.A. 2000. Impact of molecular diagnostic technologies on plant disease management. Annu. Rev. Phytopathol., 38, 207 239.

194. Matic S., Minafra A., Boscia D., da Cunta A.T.P., Martelli G.P. 2009. Production of antibodies to Little cherry virus 1 coat protein by DNA prime and protein boost immunization. J. Virol. Meth., 155, 72-76.

195. Maule A.J., Hull R., Donson J. 1983. The application of spot hybridization to the detection of DNA and RNA viruses in plant tissues. J. Virol. Meth., 6, 215 224.

196. Mavrodieva V., Mock R., Levy L. 2006. Molecular characterization of PPV isolates from plum germplasm illegally imported from Ukraine. 20th International Symposium on Virus and Virus-like diseases of Temperate Fruit Crops, Antalya, Turkey, 112.

197. Menzel W., Jelkmann W., Maiss E. 2002. Detection of four apple viruses by multiplex RT-PCR assays with coamplification of plant mRNA as internal control. J. Virol. Meth., 99, 81 92.

198. Miller G.L. 1959.Use of Dinitrosalicylic Acid Reagents for Determination of Reducing Sugar. Anal. Chem., 31, 426-428.

199. Mizenina O.A., Borisova O.V., Novikov V.K., Evtushenko O.A., Baykov A.A., Atabekov J.G. 1991. Inorganic pyrophosphatase from E. coli as a label for the detection of plant viruses by ELISA. J. Phytopathol., 133, 278-288.

200. Moks Т., Abrahmsen L., Nilsson В., Hellman U., Sjoquist J., Uhlen M. 1986. Staphylococcal protein A consists of five IgG-binding domains. Eur.J.Biochem. 156, 637 643.

201. Morais S., Marco-Moles R., Puchades R., Maquieira A. 2006. DNA microarraying on compact disc surface. Application to the analysis of single nucleotide polymorphisms in plum pox virus. Chem. Commun., 22, 2368 — 2370.

202. Morales F.J., Niessen A.I. 1988. Comparative response of selected Phaseolus vulgaris germ plasm inoculated artificially and naturally with bean golden mosaic virus. Plant Dis., 72, 1020- 1023.

203. Moreno P., Ambros S., Albiach-Marti M.R., Guerri J., Pena L. 2008. Citrus tristeza virus: a pathogen that changed the course of the citrus industry. Mol. Plant Pathol., 9, 251 268.

204. Morris, T. J. and Carrington, J. C. 1988. Carnation mottle virus and viruses with similar properties. The Plant Viruses, Vol. 3, Polyhedral Virions with Monopartite RNA Genome Koenig R., Ed! New York: Plenum Press, 73-112.

205. Morris J., Clover G.R.G., Haiju V.A., Hugo S.A., Henry C.M. 2001. Development of a highly sensitive nested RT-PCR method for beet necrotic yellow vein virus detection. J. Virol. Meth., 95, 163 169.

206. Mullis K.B., Foloona F. 1987. Specific synthesis of DNA in vitro via a polymerase-catalyzed chain reaction. Meth. Enzymol., 155, 335 — 350.

207. Mumford R., Boonham N., Tomlinson J., Barker I. 2006. Advances in molecular phytodiagnostics new solutions for old problems. Eur. J. Plant Pathol. 116, 1 -19.

208. Murant A.F. 1970a. Arabis mosaic virus. СМ1УААВ Descriptions of plant viruses, № 16.

209. Murant A.F. 1970b. Tomato black ring virus. СМ1УААВ Descriptions of plant viruses, №38.

210. Murant A.F. 1974. Strawberry latent ringspot virus. CMI/AAB Descriptions of plant viruses, № 126.

211. Murant A.F., Mayo M.A., Harrison B.D., Goold R.A. 1972. Properties of virus and RNA components of raspberry ringspot virus. J. Gen. Virol. 16, 327 338.

212. Murant A.F. 1978. Raspberry ringspot virus. CMI/AAB Descriptions of plant viruses, №198.

213. Murant A.F. 1981. Nepoviruses. Handbook of Plant Virus Infections and Comparative Diagnosis. Kurstack E., Ed. Amsterdam: Elsevier/North Holland Biomedical Press, pp. 198 — 238.

214. Murphy J.F. 2006. Applied aspects of induced resistance to plant virus infection. Natural Resistance Mechanisms of Plants to Viruses. Loebenstein G. & Carr J.P., Eds. Springer, 1 — 11.

215. Myrta A., Potere O., Boscia D., Candresse Т., Cambra M., Savino V. 1998. Production of a monoclonal antibody specific to the El Amar strain of plum pox virus. Acta Virologica 42, 248 -250.

216. Myrta A., Potere O., Crescenzi A., Nuzzaci M., Boscia D. 2000. Properties of two monoclonal antibodies specific to the cherry strain of Plum pox virus. J. Plant Pathol., 82, 95 -101.

217. Nakane P.K., Kawaoi A. 1974. Peroxidase-labelled antibody. A new method of conjugation. J. Histochem. Cytochem. 22, 1084- 1091.

218. Nassuth A., Pollari E., Helmeczy K., Stewart S., Kofalvi S.A. 2000. Improved RNA extraction and one-tube RT-PCR assay for simultaneous detection of control plant RNA plus several viruses in plant extracts. J. Virol. Meth., 90, 37 49.

219. Nie X., Singh R.P. 2001. A novel usage of random primers for multiplex RT-PCR detection of virus and viroids in aphids, leaves and tubers. J. Virol. Meth., 91, 37 49.

220. Nikolaeva O.V., Morosov S.Yu., Zakhariev V.M., Skryabin K.G. 1990. Improved dot-blot hybridization assay for large-scale detection of potato viruses in crude potato tuber extracts. J. Phytopathol., 129, 283 290.

221. Nikolaeva O.V., Karasev A.V., Gumpf D.E., Lee R.F., Garnsey S.M. 1995. Production of polyclonal antisera to thr coat protein of citrus tristeza virus expressed in Escherichia coli: application for immunodiagnosis. Phytopathology 85, 691 694.

222. Ning W., Chen F., Мао В., Liu Z., Gao Z., He Z. 2004. N-acetylchitooligosaccharides elicit rice defense responses including hypersensitive response-like cell death, oxidative burst and defense gene expression. Physiol. Mol. Plant Pathol., 64, 263 271.

223. Olmos A., Cambra M., Dasi M.A., Candresse Т., Esteban O., Gorris M.T., Asensio M. 1997. Simultaneuods detection and typing of plum pox potyvirus (PPV) isolates by Heminested-PCR and PCR-ELISA. J. Virol. Meth., 68, 127 137.

224. Olmos A., Capote N., Candresse T. 2006. Detection and characterization of Plum pox virus: molecular methods. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin 36, 262 266.

225. Oosten H.J. van, 1972. Purification of plum pox (sharka) virus with the use of Triton X-100. Neth. J. Plant Pathol., 78: 33 44.

226. Oostendorp M., Kunz W., Dietrich В., Staub T. 2001. Inducer resistance in plants by chemicals. Eur. J. Plant Pathol., 107, 19-28.

227. Pallas V., Mas P., Sanchez-Navarro J.A. 1998. Detection of plant RNA viruses by nonisotopic dot-blot hybridization. Meth. Mol. Biol., 81, 461 -468.

228. Palukaitis P., Carr J.P. 2008. Plant Resistance responses to viruses. J. Plant Pathol., 90, 153 -171.

229. Parella G., Gognalons P., Gebre-Selassie K., Vovlas C., Marchoux G. 2003. An update of the host range of tomato spotted wilt virus. J. Plant Pathol., 85, 227 264.

230. Pospieszny H., Atabekov J.G. 1989. Effect of chitosan on the hypersensitive reaction of bean to alfalfa mosaic virus. Plant Sci., 62, 29 31.

231. Pospieszny H. 1995a. Inhibition of tobacco mosaic virus (TMV) infection by chitosan. Phytopath. Polonica № 10, 69 74.

232. Pospieszny H. 1995b. Use of chitin derivatives in control of viruses in bean. XIII International Plant Protection Coingress. The Hague, the Netherlands. Abstract № 1305.

233. Pospieszny H. 1997. Antiviroid activity of chitosan. Plant Protection 16, 105 106.

234. Pospieszny H. 1999. Potential use of chitosan in plant protection. Chitin and Chitosan. Struszczyk H., Pospieszny H., Gamzazade A., Eds. Lodz: Polish Chitin Society, 115 130.

235. Posthuma-Trumpie G.A., Korf J., van Amerongen A. 2009. Lateral flow (immuno)assay: its strengths, weakness, opportunities and threats. A literature survey. Anal. Bioanal. Chem., 393, 569 582.

236. Prichodko Y. 2006. Plum pox virus (PPV) in Russia. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin 36,213.

237. Prins M., Laimer M., Noris E., Schubert J., Wassenegger M., Tepfer M. 2008. Strategies for antiviral resistance in transgenic plants. Mol. Plant Pathol., 9, 73-83.

238. Querfurth G., Paul H.L., 1979. Protein A-coated latex-linked antisera (PALLAS): new reagent for a sensitive test permitting the use of antisera unsuitable for the latex test. Phytopathol. Z., 94: 282 285.

239. Quin Sh., Bau H.H. 2003. A mathematical model of lateral flow bioreactions applied to sandwich assays. Analyt. Biochem., 322, 89 98.

240. Quintero A., Fritsch C., Hirth L. 1988. In vitro translation of tomato bushy stunt virus RNA. Arch. Virology, 100, 273 278.

241. Richins R.D., Scholthof H.B., Shepherd R.J. 1987. Sequence of figwort mosaic virus DNA (caulimovirus group). Nucl. Acids Res., 15, 8451 8466.

242. Robinson D.J. 2003. Tobacco rattle virus. CMFAAB Descriptions of plant viruses, № 398.

243. Rodoni B. 2007. The role of plant biosecurity in preventing and controlling emerging plant virus disease epidemics. Abstracts of the 10th Plant Virus Epidemiology Symposium, 15 19 October, ICRISAT, India, 14.

244. Rott M.E., Jelkmann W. 2001. Characterization and detection of several filamentous viruses of cherry: adaptation of an alternative cloning method (DOP-PCR), and modification of an RNA extraction protocol. Eur. J. Plant Pathol. 107, 411 420.

245. Rowhani A., Biardi L., Routh G., Daubert S.D., Golino D.A. 1998. Development of a sensitive colorimetric-PCR assay for detection of viruses in woody plants. Plant Dis., 82, 880884.

246. Rowhani A., Uyemoto J.K., Colino D.A., Martelli G.P. 2005. Pathogen testing and certification of Vitis and Primus species. Annu. Rev. Phytopathol., 43: 261 — 278.

247. Ruiz L., Janssen D., Velasco L., Segundo E., Cuadrado I.M. 2002. Quantitation of cucurbit yellow stunting disorder virus in Bemisia tabaci (Genn.) using digoxigenin-labelled hybridization probes. J. Virol. Meth., 101, 95 103.

248. Ryan C.A. 1987. Oligosaccharide signaling in plants. Annu. Rev. Cell Biol., 3, 295 317.

249. Ryan C.A. 1988. Oligosaccharides as recognition signals for the expression of defensive genes in plants. Biochemistry 27, 8879 8883.

250. Ryan C.A., Farmer E.E. 1991. Oligosaccharide signals in plants: a current assessment. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 42, 651 674.

251. Saiki R.K., Scharf S., Faloona F., Mullis K.B., Horn G.T., Erlich H.A., Arnheim N. 1985. Enzymatic amplification of beta-globin genomic sequences and restriction site analysis for diagnosis of sickle cell anemia. Science 230, 1350 — 1354.

252. Salazar L.F. Potato viruses and their control. Lima: International Potato Center, 1996. -213 p.

253. Saldarelli P., Barbarossa L., Grieco F., Gallitelli D. Digoxigenin-labelled riboprobes applied to phytosanitary certification of tomato in Italy. Plant Dis., 80, 1343 1346.

254. Salomone A., Roggero P. 2002. Host range, seed transmission and detection by ELISA and lateral flow of an italian isolate of pepino mosaic virus. J. Plant Pathol., 84, 65 68.

255. Salomone A., Bruzzone C., Minuto G., Minuto A., Roggero P. 2002. A comparison of lateral flow and ELISA for the detection of tomato mosaic virus in tomato. J. Plant Pathol., 84, 193.

256. Sanchez-Navarro J.A., Canizares M.S., Cano E.A., Pallas V. 1999. Simultaneos detection of five carnation viruses by non-isotopic molecular hybridization. J. Virol. Meth., 82, 167 175.

257. Sathiyabama M., Balasubramanian R. 1998. Chitosan induces resistance components in Arachis hypogaea against leaf rust caused by Puccinia arachidis Speg. Crop Protection 17, 307 — 313.

258. Schena L., Shalon D., Davis R.W., Brown P.O. 1995. Quantitative monitoring of gene expression patterns with a complementary DNA microarray. Science 270, 467 470.

259. Schiebel W., Haas В., Marinkivic S., Klanner A., Sanger H.L. 1993. RNA-directed RNA-polymerase from tomato leaves. I. Purification and physical properties. J. Biol. Chem., 263, 11851 11867.

260. Schiebel W., Pelissier Т., Riedel L., Thalmcir S., Schiebel R., Kempe D., Lottspeich F., Sanger H.L., Wassenegger M. 1998. Isolation of an RNA-directed RNA-polymerase specific cDNA clone from tomato. Plant Cell 10, 2087 2101.

261. Schoen C.D., Knorr D., Leone G. 1996. Detection of potato leafroll virus in dormant potato tubers by immunocapture and a fluorogenic 5' nuclease RT-PCR assay. Phytopathology 86, 993 -999.

262. Shamloul A.M., Abdallah N.A., Madkour M.A., Hadidi A. 2001. Sensitive detection of the Egyptian spesies of sugarcane streak virus by PCR-probe capture hybridization (PCR-ELISA) and its complete nucleotide sequence. J. Virol. Meth., 92, 45 54.

263. Shepherd R.J., Richins R.D., Duffus J.E., Handley M.K. 1987. Figwort mosaic virus: properties of the virus and its adaptation to a new host. Phytopathology 77, 1668 1673.

264. Shibuya N., Minami E. 2001. Oligisaccharide signalling for defence responses in plant. Physiol. Mol. Plant Pathol., 59, 223 233.

265. Shukla D.D., Strike P.M., Tracy S.L., Gough K.H., Ward C.W. 1988. The N and С terminal of the coat proteins of potyviruses are surface-located and the N terminus contains the major virus-specific epitopes. J. Gen. Virol., 69, 1497 1508.

266. Shukla D.D., Jilka J., Tosic M., Ford R.E. 1989. A novel approach to the serology of potyviruses involving affinity-purified polyclonal antibodies directed towards virus-specific N-termini of coat protein. J. Gen. Virol., 70, 13 23.

267. Singh M., Singh R.P. 1995. Digoxigcnin-labelled cDNA probes for the detection of potato virus Y in dormant potato tubers. J. Virol. Meth., 52, 133 — 143.

268. Singh R.P., Kurz J., Boiteau G. 1996. Detection of stylet-bome and circulative potato viruses in aphids by duplex reverse transcription polymerase chain reaction. J. Virol. Meth., 59, 189- 196.

269. Singh R.P. 1999. Development of the molecular methods for potato virus and viroid detection and prevention. Genome 42, 592 604.

270. Sjodahl J., 1977. Repetitive sequences in protein A from Staphylococcus aureus. Arrangement of five regions within the protein, four being highly homologous and Fc-binding. Eur.J.Biochem. 73: 343 351.

271. Stevens M., Hull R., Smith H.G. 1997. Comparison of ELISA and RT-PCR for the detection of beet yellows closterovirus in plants and aphids. J. Virol. Meth., 68, 9 16.

272. Sticher L., Mauch-Mani В., Metraux J.-P. 1997. Systemic acquired resistance. Annu.Rev.Phytopathol., 35, 235 270.

273. Strange R.N., Scott P.R. 2005. Plant disease: a threat to global food security. Annu. Rev. Phytopathol., 43, 83-116.

274. Struszczyk M.H., Pospieszny H., Schanzenbach D., Peter M.G. 1998. Biodegradation of chitosan. Progress on chemistry and application of chitin and its derivatives. Vol. 4. Struszczyk H., Ed. Lodz: Polish Chitin Society, 73 77.

275. Su X., Comcau A.M. 1999. Cellulose as a matrix for nucleic acid purification. Analyt. Biochem., 267, 415-418.

276. Sukhacheva E., Novikov V.K., Plaksin D., Pavlova I., Ambrosova S. 1996. Highly sensitive immunoassays for detection of barley stripe mosaic virus and beet necrotic yellow vein virus. J. Virol. Meth., 56, 199 207.

277. Tada Y., Hata S., Takata Y., Nakayashiki H., Tosa Y., Mayama S. 2001. Induction and signaling of an apoptotic response typified by DNA laddering in the defence response of oat to infection and elicitors. Mol. Plant-Microbe Interact., 14, 477-486.

278. Talley J., Warren F.H.J.B., Torrance L., Jones R.A.C. 1980. A simple kit for detection of plant viruses by the latex serological test. Plant Pathol., 29, 77 79.

279. Tanaka S., Nishii H., Ito S., Kameya-lwaki M., Sommartya P. 1997. Detection of cymbidium mosaic potexvirus and odontoglossum ringspot tobamovirus from Thai orchids by rapid immunofiltcr paper assay. Plant Dis., 81, 167-170.

280. Thompson D., Dietzgen R.G. 1995. Detection of DNA and RNA plant viruses by PCR and RT-PCR using a rapid virus release protocol without tissue homogenization. J. Virol. Meth. 54, 85-95.

281. Thresh J.M. 1982. Cropping practices and virus spread. Annu. Rev. Phytopathol., 20, 193

282. Tommeraas К., Varum K.M., Christensen B.E., Smidsrod O. 2001. Preparation and characterization of oligosaccharides produced by nitrous acid depolymerization of chitosan. Carbohydr. Res., 333, 137 144.

283. Torrance L., 1980. Use of protein A to improve sensitization of latex particles with antibodies to plant viruses. Ann. Appl. Biol., 96: 45- 50.

284. Torrance L., Jones R.A.C. 1981. Recent developments in serological methods suited for use in routine testing for plant viruses. Plant Pathol., 30, 1 — 24.

285. Towbin H., Staehelin Т., Gordon E., 1979. Electrophoretic transfer of proteins from polyacrylamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some applications. Proc. Natl. Acad. Sci.USA 76:4350-4354.

286. Tsuda S., Kameya-Iwaki M., Hanada K., Kouda Y., Hikata M., Tomaru K. 1992. A novel detection and identification technique for plant viruses: rapid immunofilter paper assay (RIPA). Plant Dis., 76, 466-469.

287. Uyemoto J. K. 1981. Tobacco necrosis and satellite viruses. Handbook of Plant Virus Infections and Comparative Diagnosis. Kurstak E., Ed. Amsterdam: Elsevier/North Holland, 123-146.

288. Vaira A.M., Vecchiati M., Masenga V., Accotto G.P. 1996. A polyclonal antiserum against a recombinant viral protein combines specificity with versatility. J. Virol. Meth., 56, 209 219.

289. Vallad G.E., Goodman R.M. 2004. Systemic acquired resistance and induced systemic resistance in conventional agriculture. Crop Science 44, 1920 — 1934.

290. Van Belkum A., Linkels E., Jelsma Т., van den Berg F.M., Quint W. 1994. Non-isotopic labeling of DNA by newly developed hapten-containing platinum compounds. BioTechniques 16, 148- 153.

291. Van Regenmortel M.H.V. 1982. Serology and Immunochemistry of Plant Viruses. New York & London: Acad. Press.

292. Vander P., Varum K.N., Domard A., El Gueddari N.E., Moerschbachter B.M. 1998. Comparison of the ability of partially N-acetylated chitosans and chitooligosaccharides to elicit resistance reactions in wheat leaves. Plant Physiol.,118, 1353 1359.

293. Varvery C., Ravelonandro M., Dunez J. 1987. Construction and use of a cloned cDNA probe for the detection of plum pox virus in plant. Phytopathology 77, 1221 1224.

294. Vernet G. 2002. DNA-chip technology and infectious diseases. Virus Res., 82, 65 71.

295. Vincelli P., Tisserat N. 2008. Nucleic acid-based pathogen detection in applied plant pathology. Plant Dis., 92, 660 669.

296. Vunsh R., Rosncr A., Stein A. 1990. The use of the polymerase chain reaction (PCR) for the detection of bean yellow mosaic virus in gladiolus. Ann. Appl. Biol., 117, 561 569.

297. Walker-Simmons M., Ryan C.A. 1984. Proteinase inhibitor synthesis in tomato leaves. Induction by chitosan oligomers and chemically modified chitosan and chitin. Plant Physiol., 76, 787 790.

298. Wang D., Coscoy L., Zylberberg M., Avila P.C., Boushey H.A., Ganem D., DeRisi J.L. 2002. Microarray-based detection and genotyping of viral pathogens. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 99, 15687- 15692.

299. Warsinke A., 2009. Point-of-care testing of proteins. Anal. Bioanal. Chem., 393, 1393 —1405.

300. Waterworth H. 1981. Bean mild mosaic virus. CMI/AAB Descriptions of plant viruses, №231.

301. Waterworth H.E., Meiners J.P., Lawson R.H., Smith F.F. 1987. Purification and properties of a virus from El Salvador that causes mild mosaic in bean cultivars. Phytopathology 67, 169 -173.

302. Waterworth H.E., Hadidi A. 1998. Economic losses due to the plant viruses. Plant Virus Disease Control. Hadidi A., Khetarpal R.K., Koganezawa H., Eds. St. Paul: APS Press, 1-13.

303. Watt G.W., Cude W.A. 1968. Diethylentriamine complexes of platinum (II) halides. Inorg. Chem., 7, 335-338.

304. Webster C.G., Wylie S.J., Jones M.G.K. 2004. Diagnosis of plant viral pathogens. Curr. Sci., 86, 1604- 1607.

305. Wetzel Т., Candresse Т., Ravelonandro M., Dunez J. 1991. A polymerase chain reaction assay adapted to plum pox virus detection. J. Virol. Meth., 33, 355 365.

306. Wetzel Т., Candresse Т., Macquaire G., Ravelonandro M., Dunez J. 1992. A highly sensitive immunocapture polymerase chain reaction method for Plum pox potyvirus detection. J. Virol. Meth., 39, 27 37.

307. Xie Z., Fan В., Chen C., Chen Z. 2001. An important role of an inducible RNA-dependent RNA-polymerase in plant antiviral defense. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 98, 6516 6521.

308. Yang L., Biswas M. E., Chen P. 2003. Study of binding between protein A and immunoglobulin G using a surface tension probe. Biophys. J., 84, 509 522.

309. Yang S.-J., Carter S.A., Cole A.B., Cheng N.-H., Nelson R.S. 2004. A natural variant of a host RNA-dependent RNA-polymerase is associated with increased susceptibility to viruses by Nicotiana benthamiana. Proc. Natl. Acad. Sci USA 101, 6297 6302.

310. Young D.H., Kohle H., Kauss H. 1982. Effect of chitosan on membrane permeability of suspension-cultured Glycine max and Phaseolus vulgaris cells. Plant Physiol., 70, 1449 — 1454.

311. Youssef S.A., Shalaby A.A., Mazyad H.M., Hadidi A. 2002. Detection and identification of Prune dwarf virus and Plum pox virus by standard and multiplex RT-PCR probe capture hybridization (RT-PCR-ELISA). J. Plant Pathol., 84, 113 119.

312. Yu D., Fan В., MacFarlane S.A., Chen Zh. 2003. Analysis of the involvement of an inducible Arabidopsis RNA-dependent RNA-polymerase in antiviral defense. Mol. Plant-Microbe Interact., 16, 206 216.

313. Zhang G., Guo J., Wang X. 2009. Immunochromatographic lateral flow strip test. Meth. Mol. Biol., 504, 169- 183.

314. Zhao X.M., Du Y.G., Bai X.F. 2004. Field experiments of oligochitosan controlling plant virus disease. Chinese Agricult. Sci. Bull., 20, 245 247.

315. Zhao J., Davis L.C., Verpoorte R. 2005. Elicitor signal transduction leading to production of plant secondary metabolites. Biotechnol. Adv., 23, 283 333.

316. Zhao X.M., She X.P., Yu W., Liang X.M., Du Y.G. 2007. Effects of oligochitosans on tobacco cells and role of endogenous nitric oxide burst in the resistance of tobacco to tobacco mosaic virus. J. Plant Pathol., 89, 55 65.1. ИНСТРУКЦИЯ

317. ПО ПРИМЕНЕНИЮ НАБОРА РЕАГЕНТОВ ДЛЯ ИММУНОФЕРМЕНТНОГО ОПРЕДЕЛЕНИЯ ВИРУСА СКРУЧИВАНИЯ ЛИСТЬЕВ КАРТОФЕЛЯ (ИммуноФА-ВСЛК-ПФ)1. НАЗНАЧЕНИЕ

318. Набор «ИммуноФА-ВСЛК-ПФ» предназначен для качественного определения вируса скручивания листьев картофеля (ВСЛК) в экстракте из листьев картофеля и других растений методом твердофазного иммуноферментного анализа.

319. Набор рассчитан на проведение анализа 46 неизвестных образцов экстрактов, 1 образца положительного контроля, 1 образца отрицательного контроля, в дубликатах, всего 96 определений.2. ПРИНЦИП РАБОТЫ НАБОРА

320. Все компоненты набора, за исключением стоп-реагента, в используемых концентрациях нетоксичны.

321. Приготовление рабочего раствора промывающего буфера.

322. Примечание: Если используется не весь планшет, а только часть стрипов, необходимый объем промывающего буфера следует рассчитать, исходя из того, что для промывания 1 лунки необходимо 2 мл рабочего раствора.

323. Приготовление рабочего раствора экстрагирующего буфера.

324. Примечание 1: Если используется не весь планшет, а только часть стрииов, необходимый объем экстрагирующего буфера следует рассчитать, исходя из того, что для экстракции 1 образца (0,2 г листовой ткани) необходимо 4 мл рабочего раствора.

325. Приготовление положительного контроля.

326. Приготовление отрицательного контроля.

327. К содержимому флакона с отрицательным контролем добавить 1 мл дистиллированной воды.

328. Неиспользованный остаток отрицательного контроля хранить при +4°С в течение ночи или замороженным при -20°С. Допускается только однократное замораживание и размораживание разведенных образцов отрицательного контроля.

329. Приготовление рабочего раствора конъюгата.

330. Развести необходимое количество конъюгата в рабочем растворе промывающего буфера (п. 6.1) в соотношении 1:100, тщательно перемешать. Готовится непосредственно перед использованием. Рабочий раствор конъюгата хранению не подлежит.

331. Приготовление рабочего раствора субстрата.

332. К 12 мл субстратного буферного раствора добавить 200 мкл субстрата, тщательно перемешать. Готовится непосредственно перед использованием, хранению не подлежит.7. ПРОВЕДЕНИЕ АНАЛИЗА

333. Павеску листьев (0,2 г листовой ткани) гомогенизировать в 4 мл экстрагирующего буфера (приготовленного согласно п. 6.2). Экстраю- осветлить центрифугированием (10 000 об/мин, 3 мин).

334. Вскрыть упаковку планшета, извлечь необходимое количество стрипов. Неиспользованные стрипы закрыть пленкой для заклеивания планшета и поместить обратно в упаковку. Хранить при (2-8)°С.

335. Внести в лунки по 100 мкл осветленного экстракта. Для каждого образца следует использовать отдельный сменный наконечник. В отдельные лунки внести по 100 мкл положительного контроля и по 100 мкл отрицательного контроля.

336. Закрыть планшет (стрипы) пленкой и инкубировать 1 ч при температуре +37°С.

337. Примечание: Предпочтительна инкубация на термостатируемом шейкере.

338. Опустошить планшет, вытряхнув содержимое лунок в раковину.

339. Примечание: ванночка для промывающего буфера (при использовании многоканальной пипетки) должна быть химически чистой.

340. Внести во все лунки по 100 мкл рабочего раствора конъюгата (п. 6.5).

341. Закрыть планшет (стрипы) пленкой и инкубировать 1 ч при температуре +37°С.

342. Опустошить планшет, вытряхнув содержимое лунок в раковину.

343. Промыть лунки промывающим буфером 5 раз, как описано в п. 7.6.

344. Внесли во все лунки по 100 мкл рабочего раствора субстрата (п. 6.6). Закрыть планшет пленкой и инкубировать 25 мин при температуре +37°С.

345. Измерить оитическую плотность в лунках планшета на спектрофотометре вертикального сканирования при длине волны 620 630 нм.

346. ОЦЕНКА РЕЗУЛЬТАТОВ АНАЛИЗА

347. Величина оптической плотности положительного контроля должна быть не менее 0,8 ед.опт. пл. через 10 мин инкубации со стоп-реагентом. >

348. Величина оптической плотности любого из отрицательных контролен не должна превышать 0,05 ед. опт. пл. через 10 мин инкубации со стоп-реагентом.

349. Положительными, т.е. содержащими вирус, считаются образцы, средняя арифметическая величина оптической плотности которых в три и более раз превышает значение оптической плотности в отрицательном контроле соответствующей косточковой культуры.

350. Этот критерий оценки положительных образцов применяется и при более длительной инкубации со стоп-реагентом при условии, что величина оптической плотности в отрицательных контролях не превышает 0,1 ед.опт. пл.

351. УСЛОВИЯ ХРАНЕНИЯ И ЭКСПЛУАТАЦИИ НАБОРА

352. Набор реагентов «ИммуноФА-ВСЛК-ПФ» должен храниться в упаковке предприятия-изготовителя при температуре (2-8)°С в течение всего срока годности — 6 месяцев.

353. Решением Международного Жюри1. СЕРЕБРЯНОЙ МЕДАЛЬЮнаграждается

354. Институт микробиологии РАН (Чирков С.Н.) за разработку <<Наборы для иммунодиагностики вирусных болезней сельскохозяйственных культур>>

355. Президент Салона Председатель1. Международного Жюри1. Д.И.Зезюлин И. С.О1. Силаев

356. Россия, Москва, 27.03 — 31.03.2002г.1. Инструкцияпо применению Комплекта иммунохроматографического для выявления Y-вируса картофеля в листьях картофеля1. Назначение

357. Комплект упакован в пластиковый пакет

358. Оборудование и материалы, необходимые для проведения анализа• металлическая ложка• ножницы• часы4. Приготовление экстракта

359. Извлечь тест-полоску и положить ее на горизонтальную поверхность {рис. 1д). Через 10-12 мин, но не более чем через 15 мин, визуально оценить результат реакции.

360. Для получения надежных результатов комплект следует применять при температуре

361. Оценка результатов анализа

362. Появление на тест-полоске двух параллельных линий разового цвета (рис. 2а) свидетельствует о положительном результате анализа, указывая на то, что в экстракте содержится YBK.

363. В тех случаях, когда не образуется ни одной окрашенной линии (рис, 2в) или образуется только нижняя линия {рис, 2г), результат анализа является недостоверным. Анализ следует повторить с использованием другой тест-полоски.1. Рис. 2.

364. Условия хранения и эксплуатации

365. Комплект иммунохроматографический для выявления YBK должен храниться при комнатной температуре (+18-25*С) в оригинальной упаковке в сухом месте в течение всего срока годности.

366. Срок годности комплекта -12 месяцев.

367. После вскрытия упаковки тест-полоски должны быть использованы в течение 2 часов при хранении в сухом мосте при комнатной температуре.

368. Для получения надежных результатов необходимо строгое соблюдение настоящей Инструкции.8. Меры предосторожности

369. Комплект предназначен только для in vitro диагностики и не может быть использован для других целей.

370. Все компоненты комплекта в используемых концентрациях являются нетоксичными.

371. МИНИСТЕРСТВО СЕЛЬСКОГО ХОЗЯЙСТВА РОССИЙСКОЙ ФЕДЕРАЦИИ

372. СИСТЕМА СЕРТИФИКАЦИИ СЕМЯН0018511. АТТЕСТАТ

373. АККРЕДИТАЦИИ ИСПЫТАТЕЛЬНОЙ ЛАБОРАТОРИИ1. Росс /Ш-SnCOI.6.1.11211. Действителен до" 21 " 0320 (Ж г.

374. Настоящий аттестат удостоверяет, что лаборатория ПО ВИРУСНЫМ ТЛ ВИроИДНЫМ бОЛбЗНЯМнаименование организации

375. Заместитель Министра сельского хозяйства Российской Федерации1. Г.Ю. Сажиновфамилия, инициалы

376. ЗАРЕГИСТРИРОВАН В государственном реестре системы09 ■■ 04 01 г.