Ген swiss cheese Drosophila melanogaster, его экспрессия и роль в нервной системе тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Рябова Елена Владимировна

• Рябова Елена Владимировна
• кандидат наук
• 2022

Оглавление диссертации кандидат наук Рябова Елена Владимировна

Введение

1. Обзор литературы

1.1. Фосфолипиды - важные компоненты всех биологических мембран

1.2. Семейство пататин-подобных фосфолипаз PNPLA млекопитающих

1.2.1. Подгруппа PNPLA6-7

1.3. Функции гена swiss cheese (sws) Drosophila melanogaster ортолога PNPLA6 человека

1.3.1. Структура, функции и локализация продукта гена sws в нервной системе Drosophila melanogaster

1.4. Drosophila melanogaster как модель для изучения нейродегенеративных процессов

1.5. Развитие, строение и функции нервной системы Drosophila melanogaster22

1.5.1. Нейро- и глиогенез

1.5.2. Нейромышечный аппарат Drosophila melanogaster

1.5.3. Глиальные клетки млекопитающих и Drosophila melanogaster

1.5.3.1. Краткая характеристика глии млекопитающих: глиогенез, строение и функции

1.5.3.2. Строение и функции глии Drosophila melanogaster

2. Методы и материалы

2.1. Линии Drosophila melanogaster, использованные в работе

2.2. Получение линий мух с изменённой экспрессией генов sws и PNPLA6 в нейронах и глиальных клетках

2.3. Иммуногистохимия и получение изображений на лазерном конфокальном микроскопе

2.4. Анализ митохондрий в нервной системе

2.4.1. Анализ митохондрий в мозге

2.4.2. Анализ митохондрий в крыле

2.5. Метод прижизненной оценки транспорта органелл по аксону имаго Drosophila melanogaster

2.7. Приготовление образцов для измерений активных форм кислорода

2.7.2. Измерение проб

2.8. Определение эстеразной активности SWS

2.8.1. Приготовление препарата 9S фракции гомогената голов Drosophila melanogaster

2.8.2. Измерение активности SWS

2.8.2.1. Подготовка проб

2.8.2.2. Инкубирование проб

2.8.2.3. Определение активности фермента

2.9. Статистическая обработка результатов

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.2. Анализ эстеразной активности SWS

3.3.1. Ген sws Drosophila melanogaster регулирует пластичность нервно-мышечных соединений личинок 3 возраста

3.3. Анализ глиальных клеток в ЦНС и ПНС дрозофилы при нокдауне sws

3.3.2. sws необходим для нормальной функциональности глиальных клеток периферической нервной системы

3.4. Оценка уровня активных форм кислорода в мозге Drosophila melanogaster при дисфункции гена sws в нейронах и глии

3.5. Нокдаун sws в нейронах снижает число мобильных митохондрий в длинных аксонах крыла и общее число митохондрий в мозге

3.6. Анализ структуры и функций клеток нервной системы Drosophila melanogaster при гиперэкспрессии гена sws Drosophila и PNPLA6 человека

3.6.1. Анализ нервно-мышечных соединений нейронов при гиперэкспрессии гена sws Drosophila melanogaster и PNPLA6 человека

3.6.1.1. Анализ морфологии цитоскелета НМС при гиперэкспрессии гена sws Drosophila и PNPLA6 человека

3.6.2. Гиперэкспрессии sws Drosophila и PNPLA6 человека изменяет форму митохондрий в аксонах

3.6.3. Гиперэкспрессия sws Drosophila melanogaster и PNPLA6 человека не влияет на функциональность гематоэнцефалического барьера, но критична для глии кортекса

Заключение

Выводы

Список публикаций по теме диссертации

Список сокращений

Список литературы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Ген swiss cheese Drosophila melanogaster, его экспрессия и роль в нервной системе»

Введение

Актуальность исследования и современное состояние проблемы

Нейродегенеративные заболевания (НДЗ) человека представляют собой гетерогенную группу заболеваний с характерными патологическими изменениями, происходящими в нервной системе. В структуре неврологической патологии НДЗ занимают значительное место, являясь основной причиной деменции и различных двигательных расстройств. Большинство НДЗ представлены спорадическими и наследственными формами, часто связаны с возрастом, но также могут возникать вследствие действия широко спектра стрессовых факторов, начиная от образа жизни, диеты или воздействия токсичных веществ. Интересно, что нарушения функций гена пататин-подобной фосфолипазы 6 (PNPLA6, также известного как NTE или нейротоксической эстеразы) связаны с обоими типами нейродегенерации, наследственной и индуцированной токсинами.

PNPLA6 кодирует эволюционно-консервативную (лизо)фосфолипазу, ортологи которой найдены у различных организмов - от бактерий до человека. Показано, что в клетке PNPLA6 локализуются в эндоплазматическом ретикулуме (ЭР) и отвечают за расщепление фосфатидилхолина (ФХ) и лизофосфатидилхолина (ЛФХ) [Muhlig-Versen et al., 2005, Kmoch et al., 2015]. Мутации в PNPLA6 приводят к наследственной спастической параплегии (НСП), форма 39, а также к таким синдромам как Буше-Нойхаузера, Оливера-Макфарлана, Лоренса-Муна, Гордона Холмса, когнитивному амаврозу Лебера и чистой мозжечковой атаксии. С PNPLA6 связана отсроченная нейропатия (поражение периферических нервов и их сопутствующая дисфункция), возникающая вследствие отравления фосфорорганическими соединениями. Однако в большинстве случаев для каждого заболевания было описано лишь несколько пациентов, и механизмы, лежащие в основе того, как эти мутации приводят к развитию заболеваний, до сих пор в основном неизвестны.

Вследствие этических ограничений механизмы, лежащие в основе нейродегенеративных заболеваний, широко изчаются на модельных животных. Большое разнообразие доступных генетических инструментов для контроля временной и пространственной экспрессии любого заданного гена, а также тот факт, что почти 75% генов, вызывающих болезни человека, имеют функциональный ортолог у мух, делают Drosophila melanogaster удобной системой для изучения основных молекулярных механизмов, лежащих в основе нейродегенеративных заболеваний человека.

Ген swiss cheese (sws) Drosophila melanogaster является ортологом PNPLA6. Потеря его функции приводит у взрослых особей к образованию многочисленных вакуолей, а также глиальных аберрантных структур вокруг аксонов в мозге. В свою очередь, это вызывает нарушение локомоторной активности и преждевременную гибель особей [Kretzschmar et al. 1997]. У линии мух с нонсенс мутацией в гене sws (sws7), приводящей к потере каталитического домена в процессе синтеза белка, в клетках накапливается ЛФХ, что, предположительно, приводит к апоптотической гибели клеток у Drosophila melanogaster [Sunderhaus, 2019a; Chang et al., 2017; Wang et al., 2016]. Тем не менее, механизм развития нейродегенерации у мух и наследственных заболеваний у человека не до конца ясен, несмотря на интенсивные исследования данной фосфолипазы. Таким образом, изучение роли sws Drosophila melanogaster и PNPLA6 человека в развитии и функционировании нервной системы Drosophila может прояснить патогенез заболеваний, связанных с дисфункцией PNPLA6 у человека.

Цель и задачи исследования

Целью данной работы является изучение роли генов sws и PNPLA6 в центральной и периферической нервной системе на разных стадиях развития Drosophila melanogaster.

Задачи:

1. Проанализировать профиль экспрессии гена и распределение его белкового продукта в нервной системе Drosophila melanogaster.

2. Исследовать роль гена в нервно-мышечных соединениях моторных нейронов личинок дрозофилы.

3. Определить, как изменение экспрессии гена в глиальных клетках влияет на их структуру и функции на разных стадиях развития насекомого. Оценить уровень активных форм кислорода в нейронах и глии.

4. Исследовать, как зависит состояние митохондрий в центральной и периферической нервной системе от изменения экспрессии гена ^w^ в нейронах.

5. Охарактеризовать структурно-функциональные изменения нервно-мышечных соединений моторных нейронов и глиальных клеток при гиперэкспрессии гена PNPLA6 человека и sw Drosophila.

Научная новизна работы В данной работе впервые подробно изучена локализация SWS в нервной системе личинок и имаго Drosophila melanogaster, и также впервые показано, что белок является пресинаптическим. Функция sws необходима для нормального развития и функционирования моторных нейронов и глиальных клеток в периферической нервной системе личинок 3 возраста и имаго. Проведена оценка состояния митохондрий в периферических нервах и центральной нервной системе. Впервые показаны нарушения, связанные с функционированием митохондрий.

Теоретическая и практическая значимость работы Дисфункция липаз в организме человека приводит к развитию различных заболеваний, включая нейродегенеративные, поэтому изучение их функций в нервной системе является важнейшей задачей. Настоящая работа позволяет углубить понимание механизмов развития данных патологий, что необходимо для разработки эффективных методов их диагностики и лечения.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Продукт гена sws локализуется в пресинаптической мембране нервно-мышечных соединений.

2. Нокдаун sws Drosophila melanogaster вызывает нарушение структуры и функции нервно-мышечных соединений моторных нейронов в процессе их развития.

3. Нокдаун sws в глиальных клетках приводит к нарушению морфологии и функции определенных типов глии, а также повышению уровня активных форм кислорода.

4. Изменение экспрессии гена sws в нейронах влияет на функциональность митохондрий в периферических нервах.

Степень достоверности и апробация результатов Достоверность результатов представленной работы обеспечивается использованием эффективных и конвенциональных методик и протоколов приготовления биологических образцов. В работе была применена лазерная конфокальная микроскопия (микроскоп LeicaTCS SP5) с высоким уровнем разрешения, а также автоматизированные методы анализа и оценки количественных параметров объектов на полученных снимках (программное обеспечение ImageJ и его модификации), обеспечивающих высокую надежность полученных результатов. Статистический анализ проводился с использованием разработанных в лаборатории программ на специализированном языке R, адаптирующих традиционные статистические методы для обрабатываемых выборок с контролем ошибок. Доказываемые утверждения формулировались с опорой на обширные исследования зарубежных и отечественных исследователей, исходя из системного и многопланового представления об исследуемых процессах и явлениях.

Материалы данного исследования прошли апробацию на следующих конференциях: Симбиоз (Иркутск, 2013), Нейронаука для медицины и психологии (Судак, Крым, 2015), Современные биотехнологии для науки и практики (Санкт-Петербург, 2016) German Drosophila meeting (Кёльн,

Германия, 2016), The 42nd FEBS Congress (Иерусалим, Израиль, 2017), Дрозофила в генетике и медицине (Гатчина, 2017), VII съезд ВОГиС (Санкт-Петербург, 2019), XX Зимняя молодежная школа ПИЯФ по биофизике и молекулярной биологии (Гатчина, 2019), 26th EDRC (Швейцария, 2019), Horizons in molecular biology (Гёттинген, Германия, 2019), Нейронаука для медицины и психологии (Судак, Крым, 2020), VII Всероссийский молодёжный научный форум с международным участием Open Science (Гатчина, 2020), XXI Зимняя молодежная школа по биофизике и молекулярной биологии (Гатчина, 2020), Дрозофила в генетике и медицине (Гатчина, 2020), VIII Всероссийский молодёжный научный форум с международным участием Open Science (Гатчина, 2021).

Публикации

Результаты работы опубликованы в 5 научных журналах, три из которых входят в перечень ВАК, а также в 16 сборниках научных международных и российских конференций

Личный вклад автора Основная часть работы выполнена автором лично. Изучение транспорта митохондрий в периферических нервах при дисфункции sws Drosophila melanogaster, структуры и функционирования нервно-мышечных соединений при гиперэкспрессии PNPLA6 человека выполнено совместно с Жмуйдиной Д.Р. Анализ уровня активных форм кислорода проведен совместно с Комиссаровым А.Е. и Мелентьевым П.А. Описание совместных исследований, анализ и интерпретация результатов сделаны лично автором.

Структура и объём диссертации

Диссертационная работа изложена на 134 страницах и состоит из введения, обзора литературы, разделов материалы и методы, результаты и обсуждение, включающих 47 рисунков и 1 таблицу, раздела заключение, выводов и списка литературы, содержащего 253 источника.

1. Обзор литературы 1.1. Фосфолипиды - важные компоненты всех биологических мембран

Фосфолипиды являются основными компонентами клеточных мембран, необходимыми для экспорта и синтеза белков, гомеостаза холестерина и хранения триацилглицеридов в клетках, а ЭР - основное место их синтеза. Состав фосфолипидов в ЭР постоянно меняется из-за экспорта в другие органеллы, а также из-за секреции во внеклеточную среду с помощью гепатоцитов, кишечных эпителиальных клеток и макрофагов. Сеть ЭР обеспечивает правильный синтез липидов и широко распространяется в клетке и, взаимодействуя c органеллами, обеспечивает целостность и функциональность мембраносодержащих компонентов [Lagace, 2013].

Одним из наиболее распространённых фосфолипидов в мембранах клеток, особенно нервных, является фосфатидилхолин (ФХ). Его биосинтез важен для секреции липидов, а также поддержания и/или увеличения размеров мембран ЭР во время реакции развёрнутого белкового ответа (Unfolded protein response).

Существуют несколько путей биосинтеза ФХ de novo. Например, в мозге млекопитающих основным является цитидиндифосфат (ЦДФ)-холиновый путь или цикл Кеннеди, который был открыт в 1956 году [Kennedy et al., 1956]. Он состоит из трёх ферментативных реакций, превращающих холин в ФХ: фосфорилирование холина до фосфохолина под действием холинкиназы, образование цитидиндифосфатхолина/цитиколина (ЦДФ-холин), катализируемое фосфохолинцитидилтрансферазой [Karim et al., 2003] и перенос фосфохолина на диацилглицерин холинфосфотрансферазой с образованием ФХ. Последний этап происходит в аппарате Гольджи и далее с помощью транспортного белка фосфатидилхолина/фосфатидилинозитола перемещается в ЭР [Richardson et al., 2020; Lagace et al., 2013], где подвергается последующему гидролизу

липазамами, в частности из семейства пататин-подобных фосфолипаз (PNPLA).

1.2. Семейство пататин-подобных фосфолипаз PNPLA млекопитающих

Ферменты, такие как липазы триацилглицеридов, фосфолипазы, церамидазы, а также ферменты сложных эфиров холестерина и ретинола, участвующих в гидролизе сложноэфирных и амидных связей жирных кислот, участвуют во многих внутри- и внеклеточных процессах (поддержание целостности мембран, липидного гомеостаза, энергетического обмена клеток). Семейство гидролаз липидов млекопитающих, таких как PNPLA (patatin-like phospholipase domain-containing protein) [Kienesberger et al., 2009], играют важную роль в различных аспектах метаболизма, развитии и целостности нейронов. Белки PNPLA - это члены семейства пататина1, эпонимом которых является картофельный пататин. Он проявляет неспецифичную ацилгидролазную активность за счёт эволюционно-консервативного домена сериновой липазы - диады Ser-Asp, а не триады Ser-His-Asp/Glu, как в классических липолитических ферментах [Rydel et al., 2003]. Благодаря пататин-подобному домену фосфолипазы, PNPLA млекопитающих проявляют гидролазную, трансацилазную или ацилтрансферазную активности с различными липидными субстратами, такими как фосфолипиды, ацилглицерины и ретиноиды. Известно, что данные ферменты участвуют в обновлении клеточных мембран, генерации сигнальных молекул и мобилизации запасных липидов [Zaccheo et al., 2004; Zimmermann et al., 2004], а их физиологическая значимость определяется существованием целого спектра наследственных заболеваний различной этиологии: болезнь накопления нейтральных липидов, неалкогольная жировая болезнь печени, ихтиоз, наследственная спастическая параплегия и некоторых других, развивающихся при дисфункции указанных фосфолипаз [Gral et al., 2012; Fischer et al., 2007; Rainier et al., 2008].

1 Пататин - это гликопротеин, представляющий собой неспецифическую ацилгидролазу, который обнаруживается в высоких концентрациях в зрелых клубнях картофеля [Andrews, 1988].

В 2006 году пататин-подобные фосфолипазы человека были сгруппированы в семейство PNPLA (PNPLA1-9), а позже разделены на три подгруппы [Kienesberger et al., 2009; Wilson et al., 2006]. Первая подгруппа состоит из PNPLA1-5, их называют семейством адипонутрина. Известно, что в кератиноцитах человека PNPLA1 играет важную роль, участвуя в биосинтезе липидного компонента омега-О-ацетилцерамида, необходимого для поддержания функций кожного барьера. Мутации в гене PNPLA1 вызывают аутосомно-рецессивную форму ихтиоза [Hirabayashi et al., 2017]. В отличие от первого представителя данной группы, PNPLA2, PNPLA3 и PNPLA4 - липазы триацилглицеридов, функционирующие в адипоцитах (клетках жировой ткани) и гепатоцитах (клетках печени). Каждый из данных ферментов локализуется в ЭР и обладает гидролазной активностью по отношению к триацилглицеридам, а PNPLA3 и PNPLA4 и к ретиноловым эфирам [Dong et al., 2019, Taxiarchis et al., 2019]. PNPLA3 и PNPLA4 вовлечены в развитие стеатоза (накопления триацилглицеридов), со временем прогрессирующего до цирроза или злокачественных новообразований печени [Dong et al., 2019]. PNPLA5 экспрессируется во многих тканях человека: лёгких, мозге и жировой ткани. Данная липаза локализуется в липидных каплях (внутриклеточных органеллах, являющимися основным «хранилищем» триглицеридов), необходима для инициации аутофагии: запасы нейтральных липидов мобилизуются во время аутофагии для поддержания образования мембран лизосом [Dupont et al., 2014].

Во вторую подгруппу входят PNPLA6-7, обычно называемые нейротоксическими эстеразами, которые более подробно будут описаны в разделе 1.2.1.

Последняя подгруппа содержит PNPLA8 и PNPLA9 [Kienesberger et al., 2009]. Экспрессия гена PNPLA8 наиболее выражена в сердце человека. Кодируемый им белок проявляет функции фосфолипазы А1 и А2 (PLA1 и

PLA2) в отношении насыщенных и мононенасыщенных жирных кислот в фосфолипидах. В клетке данная липаза локализуется на внутренней мембране митохондрий и участвует в регуляции окислительного стресса [Mancuso et al., 2007; Yan et al., 2005].

Ген PNPLA9 кодирует Са-независимую фосфолипазу А2 группы VI (имеет названия: PLA2G6, iPLA2P). Она обнаружена в различных тканях человека, но особенно важна для нервной ткани (нейроны и глия). Было показано, что PNPLA9 экспрессируется в нейронах коры головного мозга, мозжечке, спинном мозге и ганглиях задних корешков [Shinzawa et al., 2008]. В клетке PNPLA9 локализуется в цитоплазме, однако при стимуляции фермент перемещается в перинуклеарную область [Larsson et al., 1998]. PNPLA9 обладает ацилгидролазной активностью и участвует в расщеплении ФХ и фосфатидилэтаноламина, гидролизуя ацильную связь в sn-2 положении, образуя ЛФХ и одну жирную кислоту [Balsinde et al., 1997]. Также показано его участие в пролиферации клеток и их апоптотической гибели [Turk and Ramanadham, 2004]. Мутации в гене PNPLA9 вызывают детские нейродегенеративные расстройства: детскую нейроаксональную дистрофию (INAD) и идиопатическую нейродегенерацию с накоплением железа в мозге (NBIA) [Gregory et al., 2008].

1.2.1. Подгруппа PNPLA6-7

Эстеразы PNPLA6 и PNPLA7 имеют высококонсервативную доменную архитектуру, состоящую из аминоконцевого трансмембранного домена, регуляторной области с тремя предсказанными циклическими нуклеотидмонофосфатат-связывающими доменами, а также

карбоксиконцевого участка эстеразы, включающей в себя домен пататина [Li et al., 2003; Kienesberger et al., 2008]. PNPLA6 и PNPLA7 являются фосфолипазами и локализуются в мембране ЭР благодаря N-концевому трансмембранному домену, при этом карбоксиконцевой участок обращён в цитозоль [Heier et al., 2017, Li et al., 2003].

PNPLA7 гидролизует несколько лизофосфолипидов, в том числе содержащих ненасыщенные жирные кислоты [Heier et al., 2017, Kienesberger et al., 2008]. C-концевая область проявляет каталитическую активность [Atkins et al, 2000; Li et al., 2003; Heier et al., 2017]. PNPLA7 экспрессируется в яичках, тканях-мишенях инсулина, таких как скелетные мышцы, сердце и жировая ткань, где она регулирует концентрацию инсулина в зависимости от окончания или начала приёма пищи [Chang et al., 2012; Kienesberger et al., 2008]. В клетке PNPLA7 взаимодействует с липидными каплями через каталитическую область, и это взаимодействие стимулируется повышенным уровнем циклических нуклеотидмонофосфатов (цАМФ и цГМФ). Следовательно, экспрессия этой эстеразы, её каталитическая активность и локализация тесно связаны с метаболизмом липидов и энергетическим гомеостазом [Chang et al., 2020]. В отличие от других представителей семейства, PNPLA7 является менее изученной и до сих пор неясно, каким образом этот фермент влияет на гомеостаз липидов в клетках.

PNPLA6 (исторически известная как нейротоксическая эстераза (NTE)) идентифицирована как мишень фосфорорганических соединений (ФОС), вызывающих отложенную нейропатию, характеризующуюся параличом нижних конечностей вследствие дегенерации длинных аксонов [Richardson R.J., 2013].

Мутации в функциональном домене PNPLA6 вызывают наследственную спастическую параплегию (форма 39; НСП39). Это первое наследственное заболевание, которое было связано с PNPLA6 [Rainier et al., 2008]. Наследственная спастическая параплегия представляет собой заболевание с широким спектром гетерогенных симптомов, среди которых преобладающим является прогрессирующая спастичность, в основном нижних конечностей, вызванная аксонопатией кортикоспинального тракта [Blackstone et al., 2018]. Иногда в развитие данного заболевания вовлечены восходящие пути (тонкие волокна Голля и спиномозжечковые пути). Основными клиническими проявлениями при чистых формах (например,

НСП39) являются прогрессирующая слабость в ногах, спастическая походка, повышение сухожильных рефлексов нижних конечностях. В осложнённых формах могут встречаться некоторые другие проявления, включая когнитивные нарушения, атрофию мозжечка, полинейропатию, эпилепсию, амиотрофию и атрофию зрительного нерва [Lo Giudice et al., 2014]. В России первый случай НСП39 был зарегистрирован в 2019 году в семье из Татарстана у мальчика 10 лет. У пациента наблюдались клонус стоп, спастическая походка, умеренное повышение тонуса по пирамидному типу в положении лёжа, гиперрефлексия. С помощью секвенирования по Сэнгеру были показаны мутации в компаунд-гетерозиготном состоянии. Со стороны матери выявлена мутация, приводящая к изменению сайта сплайсинга и вторая - со стороны отца, ранее не описанная [Руденская и др., 2019].

Позднее, с PNPLA6 был ассоциирован ряд аутосомно-рецессивных синдромов: Буше-Нойхаузера (атаксия, ретинопатия, гипогонадотропный гипогонадизм), Оливера-МакФарлейна (трихомегалия, пигментный ретинит, гипогонадотропный гипогонадизм, низкорослость из-за недостаточности гормона роста), Лоренса-Муна (пигментный ретинит, спастическая параплегия, гипогонадотропный гипогонадизм), Гордона Холмса (атаксия, пирамидный синдром, гипогонадотропный гипогонадизм), единственный случай конгенитального амавроза Лебера (пигментный ретинит) и чистая мозжечковая атаксия [Crosby and Proukakis, 2002; Hufnagel et al., 2015; Synofzik et al., 2014; Topaloglu et al., 2014; Kmoch et al., 2015; Wiethoff et al., 2017; Мелентьев, 2020]. В России было зарегистрировано только 2 пациента с классической клинической картиной синдромом Буше-Нойхаузера и синдромом Гордона Холмса с ранее не описанными мутациями в компаунд-гетерозиготном состоянии [Нужный и др., 2020].

PNPLA6 картирован на коротком плече 19 хромосомы (19p13.2). В результате альтернативного сплайсинга образуется 4 изоформы белка. Первичная структура PNPLA6 (каноническая изоформа А по классификации NCBI) состоит из 1375 аминокислотных остатков (а.к.) и включает в себя 3

домена: трансмембранный домен, три домена связывания циклических нуклеотидмонофосфатов и каталитический домен с остатком Ser1014 в активном центре (рис. 1) [NCBI, 2019]. N-концевой трансмембранный домен (участок 60-80 а.к.) рекрутирует белок на ЭР, область 1-59 а.к. находится в просвете ЭР. C-конец белка (положение 81-1375) находится на цитоплазматической стороне. Циклические нуклеотидмонофосфаты являются универсальными регуляторами биохимических процессов в живых клетках. В недавнем исследовании на Drosophila было показано, что циклические нуклеотидмонофосфаты участвуют в регуляции каталитической активности PNPLA6 [Sunderhaus et al., 2019b]. Каталитический домен проявляет эстеразную активность по отношению к субстрату благодаря активному центру, состоящему из диады Ser1014-Asp1034 [Rydel et al., 2003].

ТМ ЦНМФ1 ЦНМФ2 цНМФЗ каталитический домен

Рис. 1. Схема первичной структуры продукта гена PNPLA6, изоформа А. ТМ - трансмембранный домен (60-80 а.к.); цНМФ1-3 - три домена связывания циклических нуклеотидмонофосфатов (цНМФ1, 195-322 а.к.; цНМФ2, 511-633 а.к.; цНМФ3, 629-749 а.к.); каталитический домен (положение 981-1147 а.к.).

PNPLA6 обладает фосфолипазной активностью, деацетилируя липиды мембран, такие как ФХ и ЛФХ [Quistad et al., 2003; Zaccheo et al., 2004]. Исследования, проведенные на млекопитающих, показали, что фермент локализуется, в основном, в нервной системе, но также в клетках почек, печени, яичках и играет критическую роль в развитии эмбрионов млекопитающих [Winrow et al., 2003; Moser et al., 2004]. Белок не колокализуется с липидными каплями, взаимодействию с которыми препятствует регуляторный домен. Последний способствует нормальному распределению PNPLA6 на ЭР. Отсутствие регуляторного домена приводит к агрегации каталитического домена [Chang et al, 2019].

Большинство мутаций в PNPLA6, вызывающих заболевания человека, были обнаружены именно в функциональном домене. Данные мутации

приводят к дисфункции белка и повышению уровня ЛФХ в клетке. [Kmoch et al., 2015; Hufnagel et al., 2015; Sunderhaus et al., 2019a]. Однако выявлено несколько мутаций и в регуляторном домене, играющем ключевую роль в стабилизации белка на ЭР [Yoon, 2013; Sunderhaus, 2019a; Chang et al., 2019].

Ортологи PNPLA6 проявляют удивительное архитектурное сходство первичной последовательности белка у различных организмов: нематод, дрожжей, бактерий, дрозофилы и позвоночных [Lush et al., 1998]. При этом, у разных животных, мутации в ортологах PNPLA6 проявляли схожие нейродегенеративные фенотипы, что указывает на эволюционно-консервативную роль семейства PNPLA6 в функционировании мозга [Akassoglou et al., 2004; Mühlig-Versen et al., 2005; Song et al., 2013].

1.3. Функции гена swiss cheese (sws) Drosophila melanogaster ортолога

PNPLA6 человека

Благодаря высокой консервативности гена PNPLA6 человека, его функции исследуются на модельных организмах [Moser et al., 2004; Winrow et al., 2003; Muhlig-Versen et al., 2005; Faria et al., 2018; Zaccheo et al., 2004]. Например, нокаут PNPLA6 у мышей вызывает эмбриональную летальность из-за нарушения васкулогенеза и дефектов плаценты [Moser et al., 2004]. Однако особи с делециями PNPLA6 в нервной системе не погибали, но показывали заметные патологии в гиппокампе, таламусе и мозжечке, что приводило к нарушениям координации движений [Akassoglou et al., 2004].

Drosophila melanogaster является удобным объектом для изучения функций различных генов, а также достаточно простым для содержания в лаборатории. Благодаря ей в последние 20 лет получены важные данные для более глубокого понимания структуры и функций гена SWS/ PNPLA6.

1.3.1. Структура, функции и локализация продукта гена sws в нервной

системе Drosophila melanogaster

Ортолог гена PNPLA6 человека у Drosophila melanogaster - ген swiss cheese, который был идентифицирован при анализе мутантов с анатомическими дефектами мозга, возникающих в результате воздействия химического мутагена этилметансульфоната [Heisenberg and Böhl, 1979]. Так в гене sws было выявлено несколько мутаций в функциональном эстеразном домене, а также нонсенс мутация, приводящая к потере одной трети белка. У мутантных особей наблюдали многочисленные вакуоли в мозге, возникающие в результате гибели нейронов путём апоптоза. При этом развитие нервной системы проходило нормально, а нейродегенерация возникала только у имаго на 5 день жизни, но прогрессировала с возрастом [Kretzschmar et al., 1997].

Ген sws картирован в положении 7D1. Ген экспрессируется на всех четырёх стадиях развития особей, включая имаго. В результате альтернативного сплайсинга образуется два транскрипта sws-RA и sws-RC длиной 5571 пар оснований и короткий третий транскрипт sws-RB, длина которого составляет 1928 пар оснований. Их продукты содержат 1425 аминокислот и 341 аминокислоту, соответственно.

TM IKA ЦНМФ1 ЦНМФ2 цНМФЗ каталитический домен

Рис. 2. Схема продукта гена sws Drosophila melanogaster, изоформа А. ТМ - трансмембранный домен (положение 35-55 а.к.); цНМФ - домен связывания циклических нуклеотидмонофосфатов (цНМФ1, положение 174301 а.к.; цНМФ2 - 482-609 а.к.; цНМФЗ - 598-727 а.к.); каталитический домен (участок 952-1118 а.к.); ПКА - домен связывания протеинкиназы А (положение 128-157 а.к.).

Как PNPLA6 человека, SWS содержит эстеразный домен, и его делеция приводит к увеличению ФХ и ЛФХ [Muhlig-Versen et al., 2005; Kmoch et al., 2015]. Помимо N-концевого-трансмембранного домена и регуляторной области с тремя циклическими нуклеотидмонофосфатат-

связывающими доменами, белок содержит четвёртый домен связывания каталитической субъединицы C3 протеинкиназы А (PKA (C3)) (рис. 2) [Bettencourt da Cruz et al., 2008]. Схожесть первичных последовательностей белков SWS мыши и Drosophila melanogaster составляет 39%; эстеразного домена - 61%. В свою очередь, последовательности SWS мыши и PNPLA6 человека схожи на 96%, а их эстеразные домены идентичны, за исключением одной аминокислоты [Moser et al., 2000].

В клетке sws локализуется в ЭР, дисфункция каталитического домена вызывает нарушения его структуры и функций, по-видимому, из-за накопления фосфолипидов в клетке [Muhlig-Versen et al., 2005]. В результате данных изменений в клетках активируется реакция развёрнутого белкового ответа как следствие образования неправильно свёрнутых белков. Данный путь обеспечивает ингибирование трансляции, а также некоторых путей для деградации патологических белков и способствует увеличенному синтезу шаперонов - белков, приводящих к снижению стресса и восстанавливающих реализацию нормальных функций ЭР. Однако в результате продолжительной реакции развёрнутого белкового ответа, запускается апоптоз, и клетка погибает [Hetz et al., 2014]. Активация данной реакции может, как предотвратить нейродегенерацию, так и наоборот, усугубить её [Hetz et al., 2014; Roussel et al., 2013]. Инициирование реакции развёрнутого белкового ответа происходит и при ингибировании Ca2+-АТФазы саркоплазматического ретикулума (SERCA), что вызывает нарушение транспорта Ca2+ в ЭР [Paran et al., 2015]. У мух с мутацией sws1 (нонсенс-кодон, мутация приводит к потере четверти первичной аминокислотной последовательности белка) обнаружено увеличение цитоплазматического кальция, что свидетельствует о нарушении его доставки в ЭР и экспрессии SERCA. Известно, что экспрессия SERCA и транскрипционного фактора XBP1 при дисфункции sws снижает соотношение уровней ЛФХ/ФЭ, но не ФХ/ФЭ, а также уменьшает нейродегенерацию и восстанавливает подвижность мух [Sunderhaus et al., 2019a]. Следовательно, это может указывать на то, что различные

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Рябова Елена Владимировна, 2022 год

Список литературы

1. Мелентьев П.А., Агранович О.Е., Саранцева С.В. Заболевания человека, ассоциированные с геном NTE// Экологическая генетика. 2020. № 2 (18). С. 229-242.

2. Нужный Е.П. PNPLA6-ассоциированные атаксии в России: описание двух клинических случаев: 1 / Е.П. Нужный и др. // Нервные болезни. Россия, Москва: Общество с ограниченной ответственностью «Издательское предприятие «Атмосфера», 2020. № 1. С. 46-51.

3. Пожилова.Е.В. Активные формы кислорода в физиологии и патологии клетки / Е.В. Пожилова и др. // Вестник Смоленской государственной медицинской академии. 2015. № 2 (14). C. 13-22.

4. Руденская Г.Е. Редкие аутосомно-рецессивные спастические параплегии: 11 / Г.Е Руденская и др. // Медицинская генетика. 2019. № 11 (18). С. 26-35.

5. Abbott N. J., Ronnback L., Hansson E. Astrocyte-endothelial interactions at the blood-brain barrier // Nature Reviews Neuroscience. 2006. № 1 (7). P. 41-53.

6. Akassoglou K. Brain-specific deletion of neuropathy target esterase/swiss cheese results in neurodegeneration/ K. Akassoglou et al. // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2004. № 14 (101). P. 5075-5080.

7. Allen N.J., Lyons D.A. Glia as architects of central nervous system formation and function // Science. American Association for the Advancement of Science, 2018. № 6411 (362). P. 181-185.

8. Altenhein B. Glial cell progenitors in the Drosophila embryo // Glia. 2015. № 8 (63). P. 1291-1302.

9. Andersen J.K. Oxidative stress in neurodegeneration: cause or consequence? 7 // Nat Med. Nature Publishing Group, 2004. № 7 (10). P. S18-S25.

10. Andreyev A. Y., Kushnareva Y. E., Starkov A. A. Mitochondrial metabolism of reactive oxygen species // Biochemistry. Biokhimiia. 2005. № 2 (70). P. 200-214.

11. Artiushin G. Endocytosis at the Drosophila blood-brain barrier as a function for sleep / G. Artiushin et al. // eLife. 2018. (7). P. e43326.

12. Atkins J., Glynn P. Membrane Association of and Critical Residues in the Catalytic Domain of Human Neuropathy Target Esterase* // Journal of Biological Chemistry. 2000. № 32 (275). P. 24477-24483.

13. Awasaki T. Organization and Postembryonic Development of Glial Cells in the Adult Central Brain of Drosophila / T. Awasaki et al. // Journal of Neuroscience. 2008. № 51 (28). P. 13742-13753.

14. Bailey A.P. Antioxidant Role for Lipid Droplets in a Stem Cell Niche of Drosophila / A.P. Bailey et al. // Cell. The Authors, 2015. № 2 (163). P. 340353.

15. Bainton R.J. moody Encodes Two GPCRs that Regulate Cocaine Behaviors and Blood-Brain Barrier Permeability in Drosophila / R.J. Bainton et al. // Cell. 2005. № 1 (123). P. 145-156.

16. Balsinde J., Balboa M. A., Dennis E. A. Antisense Inhibition of Group VI Ca2+-independent Phospholipase A2 Blocks Phospholipid Fatty Acid Remodeling in Murine P388D1 Macrophages* // Journal of Biological Chemistry. 1997. № 46 (272). P. 29317-29321.

17. Barber S.C., Shaw P.J. Oxidative stress in ALS: key role in motor neuron injury and therapeutic target // Free Radic Biol Med. 2010. № 5 (48). P. 629-641.

18. Barja G. Mitochondrial Free Radical Production and Aging in Mammals and Birdsa // Annals of the New York Academy of Sciences. 1998. № 1 (854). P. 224-238.

19. Barres B. A. The Mystery and Magic of Glia: A Perspective on Their Roles in Health and Disease // Neuron. 2008. № 3 (60). P. 430-440.

20. Barres B.A. Five Electrophysiological Properties of Glial Cells // Annals of the New York Academy of Sciences. 1991. № 1 (633). P. 248-254.

21. Barrientos A., Moraes C.T. Titrating the Effects of Mitochondrial Complex I Impairment in the Cell Physiology // Journal of Biological Chemistry. Elsevier, 1999. № 23 (274). P. 16188-16197.

22. Beal M.F. Mitochondria and the pathogenesis of ALS // Brain. 2000. № 7 (123). P. 1291-1292.

23. Besson M.-T., Soustelle L., Birman S. Selective high-affinity transport of aspartate by a Drosophila homologue of the excitatory amino-acid transporters // Current Biology. 2000. № 4 (10). P. 207-210.

24. Bittern J. Neuron-glia interaction in the Drosophila nervous system / J. Bittern et al. // Developmental Neurobiology. 2020. № n/a .

25. Blackstone C. Converging cellular themes for the hereditary spastic paraplegias // Current Opinion in Neurobiology. 2018. (51). P. 139-146.

26. Blesa J. Oxidative stress and Parkinson's disease / J. Blesa et al. // Front Neuroanat. 2015. (9). P. 91.

27. Blunk A.D. Postsynaptic actin regulates active zone spacing and glutamate receptor apposition at the Drosophila neuromuscular junction / A.D. Blunk et al. // Molecular and Cellular Neuroscience. 2014. V. 61. P. 241-254.

28. Bradford M. M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Analytical Biochemistry. 1976. V. 72. P. 248-254.

29. Brand A. H., Perrimon N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes // Development. 1993. № 2 (118). P. 401-415.

30. Broadus J. New neuroblast markers and the origin of the aCC/pCC neurons in the Drosophila central nervous system / J. Broadus et al. // Mechanisms of Development. 1995. № 3 (53). P. 393-402.

31. Brosius Lutz A., Barres B. A. Contrasting the Glial Response to Axon Injury in the Central and Peripheral Nervous Systems // Developmental Cell. 2014. № 1 (28). P. 7-17.

32. Brown A. Axonal transport of membranous and nonmembranous cargoes // The Journal of Cell Biology. 2003. № 6 (160). P. 817-821.

33. Budnik V. Regulation of Synapse Structure and Function by the Drosophila Tumor Suppressor Gene dlg/ V. Budnik et al. // Neuron. 1996. № 4 (17). P. 627-640.

34. Cabirol-Pol M.-J. Glial lipid droplets and neurodegeneration in a Drosophila model of complex I deficiency/ M.-J. Cabirol-Pol et al. // Glia. 2018. № 4 (66). P. 874-888

35. Calabrese V. Oxidative stress, mitochondrial dysfunction and cellular stress response in Friedreich's ataxia/ V. Calabrese et al. // Journal of the Neurological Sciences. Elsevier, 2005. № 1 (233). P. 145-162.

36. Campos-Ortega J.A., Hartenstein V. A Summary of Drosophila Embryogenesis // The Embryonic Development of Drosophila melanogaster / ed. Campos-Ortega J.A., Hartenstein V. Berlin, Heidelberg: Springer, 1985. P. 3-8.

37. Cao X. In vivo imaging reveals mitophagy independence in the maintenance of axonal mitochondria during normal aging/ X. Cao et al. //Aging Cell. 2017. №. 5 (16). P. 1180-1190.

38. Cardona A. An Integrated Micro- and Macroarchitectural Analysis of the Drosophila Brain by Computer-Assisted Serial Section Electron Microscopy/ A. Cardona et al. // PLOS Biology. 2010. № 10 (8). P. e1000502.

39. Carlson S. D. Blood Barriers of the Insect/ S.D. Carlson et al. // Annual Review of Entomology. 2000. № 1 (45). P. 151-174.

40. Caygill E.E., Brand A.H. The GAL4 System: A Versatile System for the Manipulation and Analysis of Gene Expression // Drosophila: Methods and Protocols / ed. Dahmann C. New York, NY: Springer, 2016. P. 33-52.

41. Chang M.-C. Lysophosphatidylcholine induces cytotoxicity/apoptosis and IL-8 production of human endothelial cells: Related mechanisms/ M.-C. Chang et al. // Oncotarget. 2017. № 63 (8). P. 106177-106189.

42. Chang P. Characterization of the Interaction of Neuropathy Target Esterase with the Endoplasmic Reticulum and Lipid Droplets/ P. Chang et al. // Biomolecules. 2019. № 12 (9).

43. Chang P. Interaction of the Lysophospholipase PNPLA7 with Lipid Droplets through the Catalytic Region/ P. Chang et al. // Molecules and Cells. 2020. № 3 (43). P. 286-297.

44. Chang P.-A. Identification of two novel splicing variants of murine NTE-related esterase/ P.-A. Chang et al. // Gene. 2012. № 2 (497). P. 164-171.

45. Chee F.C. Over-expression of tau results in defective synaptic transmission in Drosophila neuromuscular junctions/ F.C. Chee et al. // Neurobiology of Disease. 2005. № 3 (20). P. 918-928.

46. Cheon C. K. Autosomal dominant transmission of complicated hereditary spastic paraplegia due to a dominant negative mutation of KIF1A, SPG30 gene/ C.K. Cheon et al. // Scientific Reports. 2017. № 1 (7). P. 12527.

47. Chiurchiu V., Orlacchio A., Maccarrone M. Is Modulation of Oxidative Stress an Answer? The State of the Art of Redox Therapeutic Actions in Neurodegenerative Diseases // Oxidative Medicine and Cellular Longevity. Hindawi, 2015. P. e7909380

48. Cho K.-O., Hunt C. A., Kennedy M. B. The rat brain postsynaptic density fraction contains a homolog of the drosophila discs-large tumor suppressor protein // Neuron. 1992. № 5 (9). P. 929-942.

49. Cohen R.S. The structure of postsynaptic densities isolated from dog cerebral cortex. I. Overall morphology and protein composition/ R.S. Cohen et al. // J Cell Biol. 1977. Vol. 74, № 1. P. 181-203.

50. Collins C.A., DiAntonio A. Synaptic development: insights from Drosophila // Current Opinion in Neurobiology. 2007. № 1 (17). P. 35-42.

51. Crosby A. H., Proukakis C. Is the Transportation Highway the Right Road for Hereditary Spastic Paraplegia? // American Journal of Human Genetics. 2002. № 5 (71). P. 1009-1016.

52. Cruz A. B. da, Wentzell J., Kretzschmar D. Swiss Cheese, a Protein Involved in Progressive Neurodegeneration, Acts as a Noncanonical Regulatory Subunit for PKA-C3 // Journal of Neuroscience. 2008. № 43 (28). P. 10885-10892.

53. Danjo R., Kawasaki F., Ordway R. W. A Tripartite Synapse Model in Drosophila // PLOS ONE. 2011. № 2 (6). P. e17131.

54. Deas E. Alpha-Synuclein Oligomers Interact with Metal Ions to Induce Oxidative Stress and Neuronal Death in Parkinson's Disease/ E. Deas et al. // Antioxidants & Redox Signaling. Mary Ann Liebert, Inc., publishers, 2016. № 7 (24). P. 376-391.

55. Desalvo M. K. Physiologic and anatomic characterization of the brain surface glia barrier of Drosophila/ M.K. Desalvo et al. // Glia. 2011. № 9 (59). P. 1322-1340.

56. Devireddy S. Chapter Eight - Analysis of Mitochondrial Traffic in Drosophila Mitochondrial Function/ S. Devireddy et al. / под ред. A. N. Murphy, D. C. Chan, Academic Press, 2014. P. 131-150.

57. Doherty J. Ensheathing Glia Function as Phagocytes in the Adult Drosophila Brain/ J. Doherty et al. // Journal of Neuroscience. 2009. № 15 (29). P. 4768-4781.

58. Dong X. C. PNPLA3—A Potential Therapeutic Target for Personalized Treatment of Chronic Liver Disease // Frontiers in Medicine. 2019. (6).

59. Dupont N. Neutral Lipid Stores and Lipase PNPLA5 Contribute to Autophagosome Biogenesis/ N. Dupont et al. // Current Biology. 2014. № 6 (24). P. 609-620.

60. Dutta S. Glial expression of Swiss cheese (SWS), the Drosophila orthologue of neuropathy target esterase (NTE), is required for neuronal

ensheathment and function/ S. Dutta et al. // Disease Models & Mechanisms. 2016. № 3 (9). P. 283-294.

61. Eroglu C., Barres B.A. Regulation of synaptic connectivity by glia: 7321 // Nature. Nature Publishing Group, 2010. Vol. 468, № 7321. P. 223-231.

62. Fahn S., Sulzer D. Neurodegeneration and neuroprotection in Parkinson disease // NeuroRX. 2004. № 1 (1). P. 139-154.

63. Faria M. Analysis of the neurotoxic effects of neuropathic organophosphorus compounds in adult zebrafish/ M. Faria et al. // Scientific Reports. 2018. № 1 (8). P. 4844.

64. Featherstone D. E. Glial solute carrier transporters in Drosophila and mice // Glia. 2011. № 9 (59). P. 1351-1363.

65. Fernandez-Fernandez S., Almeida A., Bolanos J. P. Antioxidant and bioenergetic coupling between neurons and astrocytes // Biochemical Journal. 2012. № 1 (443). P. 3-11.

66. Fischer J. The gene encoding adipose triglyceride lipase ( PNPLA2) is mutated in neutral lipid storage disease with myopathy/ J. Fisher et al. // Nature Genetics. 2007. № 1 (39). P. 28-30.

67. Franco B. Shaggy, the Homolog of Glycogen Synthase Kinase 3, Controls Neuromuscular Junction Growth in Drosophila/ B. Franco et al. // J. Neurosci. Society for Neuroscience, 2004. № 29 (24). P. 6573-6577.

68. Freeman M. R. Drosophila Central Nervous System Glia // Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 2015. № 11 (7). P. a020552.

69. Fukushima N. Post-translational modifications of tubulin in the nervous system/ N. Fukushima et al. // Journal of Neurochemistry. 2009. № 3 (109). P. 683-693

70. Gargano J.W. Rapid iterative negative geotaxis (RING): a new method for assessing age-related locomotor decline in Drosophila/ J.W. Gargano et al. // Experimental Gerontology. 2005. № 5 (40). P. 386-395.

71. Ghosh A. A Global In Vivo Drosophila RNAi Screen Identifies a Key Role of Ceramide Phosphoethanolamine for Glial Ensheathment of Axons/ A.A. Ghosh et al. // PLOS Genetics. 2013. № 12 (9). P. e1003980.

72. Giaume C. Glia: the fulcrum of brain diseases/ C. Giaume et al. // Cell Death & Differentiation. 2007. № 7 (14). P. 1324-1335.

73. Gil-Mohapel J., Brocardo P.S., Christie B.R. The role of oxidative stress in Huntington's disease: are antioxidants good therapeutic candidates? // Curr Drug Targets. 2014. № 4 (15). P. 454-468.

74. Gluchowski N. Lipid droplets and liver disease: from basic biology to clinical implications/ N. Gluchowski et al. // Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 2017. № 6 (14). P. 343-355.

75. Glynn P. Neuronal phospholipid deacylation is essential for axonal and synaptic integrity // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Molecular and Cell Biology of Lipids. 2013. № 3 (1831). P. 633-641.

76. Grall A. PNPLA1 mutations cause autosomal recessive congenital ichthyosis in golden retriever dogs and humans/ A. Grall et al. // Nature Genetics. 2012. № 2 (44). P. 140-147.

77. Gregory A. Neurodegeneration associated with genetic defects in phospholipase A2/ A. Gregory et al. // Neurology. 2008. № 18 (71). P. 1402-1409.

78. Greter M., Merad M. Regulation of microglia development and homeostasis // Glia. 2013. № 1 (61). P. 121-127.

79. Griffin J. W., Thompson W. J. Biology and pathology of nonmyelinating Schwann cells // Glia. 2008. № 14 (56). P. 1518-1531.

80. Griffin W. S. T. Glial-Neuronal Interactions in Alzheimer's Disease: The Potential Role of a 'Cytokine Cycle' in Disease Progression/ W.S.T. Griffin et al. // Brain Pathology. 1998. № 1 (8). P. 65-72.

81. Guan B. The Drosophila tumor suppressor gene, dlg, is involved in structural plasticity at a glutamatergic synapse/ B. Guan et al. // Current Biology. 1996. № 6 (6). P. 695-706.

82. Gücüyener K. Is oxidative damage in operation in patients with hereditary spastic paraparesis?/ K. Gücüyener et al. // Brain and Development. Elsevier, 2010. № 2 (32). P. 130-136

83. Hansen J. J. Hereditary Spastic Paraplegia SPG13 Is Associated with a Mutation in the Gene Encoding the Mitochondrial Chaperonin Hsp60/ J.J. Hansen et al. // The American Journal of Human Genetics. 2002. № 5 (70). P. 1328-1332.

84. Harris K. P., Littleton J. T. Transmission, Development, and Plasticity of Synapses // Genetics. 2015. № 2 (201). P. 345-375.

85. Heier C. The phospholipase PNPLA7 functions as a lysophosphatidylcholine hydrolase and interacts with lipid droplets through its catalytic domain/ C. Heier et al. // Journal of Biological Chemistry. 2017. № 46 (292). P. 19087-19098.

86. Hettiarachchi N. T. Heme oxygenase-1 derived carbon monoxide suppresses A ß 1-42 toxicity in astrocytes/ N.T. Hettiarachchi et al. // Cell Death & Disease. 2017. № 6 (8). P. e2884-e2884.

87. Hetz C., Mollereau B. Disturbance of endoplasmic reticulum proteostasis in neurodegenerative diseases // Nature Reviews Neuroscience. 2014. № 4 (15). P. 233-249.

88. Higashi T., Miller A. L. Tricellular junctions: how to build junctions at the TRICkiest points of epithelial cells // Molecular Biology of the Cell. 2017. № 15 (28). P. 2023-2034.

89. Hilu - Dadia R. Draper-mediated JNK signaling is required for glial phagocytosis of apoptotic neurons during Drosophila metamorphosis/ R. Hilu-Dadia et al. // Glia. 2018. № 7 (66). P. 1520-1532.

90. Hindle S. J., Bainton R. J. Barrier mechanisms in the Drosophila blood-brain barrier // Frontiers in Neuroscience. 2014. (8).

91. Hirabayashi T. PNPLA1 has a crucial role in skin barrier function by directing acylceramide biosynthesis/ T. Hirabayashi et al. // Nature Communications. 2017. (8).

92. Hoang B., Chiba A. Single-Cell Analysis of Drosophila Larval Neuromuscular Synapses // Developmental Biology. 2001. № 1 (229). P. 55-70.

93. Hollenbeck P.J., Saxton W.M. The axonal transport of mitochondria // Journal of Cell Science. 2005. № 23 (118). P. 5411-5419.

94. Holloway R. L. The human brain in figures and tables: A quantitative handbook. By S. M. Blinkov and I. I. Glezer. Basic Books, New York. 482 pp. and 305 tables. 1968. / R. L. Holloway, 1968.

95. Hoyle G. Glial cells of an insect ganglion // Journal of Comparative Neurology. 1986. № 1 (246). P. 85-103.

96. Huang W.-J., Zhang X., Chen W.-W. Role of oxidative stress in Alzheimer's disease // Biomedical Reports. 2016. № 5 (4). P. 519-522.

97. Hufnagel R. B. Neuropathy target esterase impairments cause Oliver-McFarlane and Laurence-Moon syndromes/ R.B. Hufnagel et al. // J. Med. Gen. 2015. № 2 (52). P. 85-94.

98. Hummel T. Drosophila Futsch/22C10 Is a MAP1B-like Protein Required for Dendritic and Axonal Development/ T. Hummel et al. // Neuron. 2000. № 2 (26). P. 357-370.

99. Ioannou M. S. Neuron-Astrocyte Metabolic Coupling Protects against Activity-Induced Fatty Acid Toxicity/ M.S. Ioannou et al. // Cell. 2019. № 6 (177). P. 1522-1535.e14.

100. Jeibmann A., Paulus W. Drosophila melanogaster as a Model Organism of Brain Diseases // International Journal of Molecular Sciences. 2009. № 2 (10). P. 407-440.

101. Jendrach M. Short- and long-term alterations of mitochondrial morphology, dynamics and mtDNA after transient oxidative stress/ M. Jendrach et al. // Mitochondrion. 2008. № 4 (8). P. 293-304.

102. Jiménez A. J. Structure and function of the ependymal barrier and diseases associated with ependyma disruption/ A.J. Jimenez et al. // Tissue Barriers. 2014. V.2.

103. Johnson M. K. Improved assay of neurotoxic esterase for screening organophosphates for delayed neurotoxicity potential // Archives of Toxicology. 1977. № 2 (37). P. 113-115.

104. Kakisaka K. Mechanisms of lysophosphatidylcholine-induced hepatocyte lipoapoptosis/ K. Kakisaka et al. // American Journal of Physiology. Gastrointestinal and Liver Physiology. 2012. № 1 (302). P. G77-84.

105. Kanda H. Degradation of Extracellular Matrix by Matrix Metalloproteinase 2 Is Essential for the Establishment of the Blood-Brain Barrier in Drosophila/ H. Kanda et al. // iScience. 2019. №1 (16). P. 218-229.

106. Kapitein L. C., Hoogenraad C. C. Building the Neuronal Microtubule Cytoskeleton // Neuron. 2015. № 3 (87). P. 492-506.

107. Kawaguchi K. Role of Kinesin-1 in the Pathogenesis of SPG10, a Rare Form of Hereditary Spastic Paraplegia // The Neuroscientist. 2013. № 4 (19). P. 336-344.

108. Kennedy E. P., Weiss S. B. The function of cytidine coenzymes in the biosynthesis of phospholipids // Journal of Biological Chemistry. 1956. № 1 (222). P. 193-214.

109. Khwaja F. S. Carprofen induction of p75NTR-dependent apoptosis via the p38 mitogen-activated protein kinase pathway in prostate cancer cells/ F.S. Khwaja et al. // Molecular Cancer Therapeutics. 2008. № 11 (7). P. 3539-3545.

110. Kienesberger P. C. Identification of an insulin-regulated lysophospholipase with homology to neuropathy target esterase/ P.C. Kienesberger et al. // The Journal of Biological Chemistry. 2008. № 9 (283). P. 5908-5917.

111. Kienesberger P. C. Mammalian patatin domain containing proteins: a family with diverse lipolytic activities involved in multiple biological functions/ P.C. Kienesberger et al. // Journal of Lipid Research. 2009. № Suppl (50). P. S63-S68.

112. Kim M. D., Wen Y., Jan Y.-N. Patterning and organization of motor neuron dendrites in the Drosophila larva // Developmental Biology. 2009. № 2 (336). P. 213-221.

113. Kiryu-Seo S., Kiyama H. Mitochondrial behavior during axon regeneration/degeneration in vivo // Neuroscience Research. 2019. (139). P. 42-47.

114. Kis V. Specialized Cortex Glial Cells Accumulate Lipid Droplets in Drosophila melanogaster/ V. Kis ey al. // PLOS ONE. 2015. № 7 (10). P. e0131250.

115. Kmoch S. Mutations in PNPLA6 are linked to photoreceptor degeneration and various forms of childhood blindness/ S. Kmoch et al. // Nature Communications. 2015. V.6.

116. Koppen M. Variable and Tissue-Specific Subunit Composition of Mitochondrial m-AAA Protease Complexes Linked to Hereditary Spastic Paraplegia/ M. Koppen et al. // Molecular and Cellular Biology. 2007. № 2 (27). P. 758-767.

117. Kottmeier R. Wrapping glia regulates neuronal signaling speed and precision in the peripheral nervous system of Drosophila: 1/ R. Kottmeier et al. // Nature Communications. Nature Publishing Group, 2020. № 1 (11). P. 4491.

118. Kremer M. C. The glia of the adult Drosophila nervous system: Glia Anatomy in Adult Drosophila Nervous System/ M.C. Kremer et al. // Glia. 2017. № 4 (65). P. 606-638.

119. Kretzschmar D. The Swiss Cheese Mutant Causes Glial Hyperwrapping and Brain Degeneration in Drosophila/ D. Kretzschmar et al. // The Journal of Neuroscience. 1997. № 19 (17). P. 7425-7432.

120. Kuhn S. Oligodendrocytes in Development, Myelin Generation and Beyond/ S. Kuhn et al. // Cells. 2019. № 11 (8).

121. Kumar A., Ratan R. R. Oxidative Stress and Huntington's Disease: The Good, The Bad, and The Ugly // Journal of Huntington's disease. 2016. № 3 (5). P. 217-237.

122. Lagace T. A., Ridgway N. D. The role of phospholipids in the biological activity and structure of the endoplasmic reticulum // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Molecular Cell Research. 2013. № 11 (1833). P. 24992510.

123. Lahey T. The Drosophila tumor suppressor gene dlg is required for normal synaptic bouton structure/ T. Lahey et al. // Neuron. 1994. № 4 (13). P. 823-835.

124. Landgraf M. The origin, location, and projections of the embryonic abdominal motorneurons of Drosophila/ M. Landgraf et al. // The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 1997. № 24 (17). P. 9642-9655.

125. Larsson P. K. A., Claesson H.-E., Kennedy B. P. Multiple Splice Variants of the Human Calcium-independent Phospholipase A2 and Their Effect on Enzyme Activity* // Journal of Biological Chemistry. 1998. № 1 (273). P. 207214.

126. Lauwers E., Goodchild R., Verstreken P. Membrane Lipids in Presynaptic Function and Disease // Neuron. 2016. № 1 (90). P. 11-25.

127. Lavin Y. Regulation of macrophage development and function in peripheral tissues/ E. Lavin et al. // Nature Reviews Immunology. 2015. № 12 (15). P. 731-744.

128. Lee M. Drosophila Atlastin regulates the stability of muscle microtubules and is required for synapse development/ M. Lee et al. // Developmental Biology. 2009. № 2 (330). P. 250-262.

129. Lee Y.-M., Sun Y. H. Drosophila as a model to study the role of glia in neurodegeneration // Journal of Neurogenetics. 2015. № 2-3 (29). P. 69-79.

130. Lepicard S. A Presynaptic Role of Microtubule-Associated Protein 1/Futsch in Drosophila: Regulation of Active Zone Number and Neurotransmitter Release/ S. Lepicard et al. // Journal of Neuroscience. 2014. № 20 (34). P. 67596771.

131. Lewis K. T. Neuronal porosome lipidome/ K.T. Lewis et al. // Journal of Cellular and Molecular Medicine. 2014. № 10 (18). P. 1927-1937.

132. Lewis T. L. Jr., Courchet J., Polleux F. Cellular and molecular mechanisms underlying axon formation, growth, and branching // Journal of Cell Biology. 2013. № 6 (202). P. 837-848.

133. Li Y., Dinsdale D., Glynn P. Protein domains, catalytic activity, and subcellular distribution of neuropathy target esterase in Mammalian cells // The Journal of Biological Chemistry. 2003. № 10 (278). P. 8820-8825.

134. Liddelow S. A. Neurotoxic reactive astrocytes are induced by activated microglia/ S.A. Liddelow et al. // Nature. 2017. № 7638 (541). P. 481487.

135. Limmer S. The Drosophila blood-brain barrier: development and function of a glial endothelium/ S. Limmer et al. // Frontiers in Neuroscience. 2014. V.8.

136. Liu L. Glial Lipid Droplets and ROS Induced by Mitochondrial Defects Promote Neurodegeneration/ L. Liu et al. // Cell. 2015. № 0 (160). P. 177190.

137. Lo Giudice T. Hereditary spastic paraplegia: Clinical-genetic characteristics and evolving molecular mechanisms/ T. Lo Giudice et al. // Experimental Neurology. 2014. №0 (261). P. 518-539.

138. Lovick J. K. Postembryonic lineages of the Drosophila brain: I. Development of the lineage-associated fiber tracts/ J.K. Lovick et al. // Developmental Biology. 2013. № 2 (384). P. 228-257.

139. Lush M. J. Neuropathy target esterase and a homologous Drosophila neurodegeneration-associated mutant protein contain a novel domain conserved from bacteria to man/ M.J. Lush et al. // Biochemical Journal. 1998. № 1 (332). P. 1-4.

140. Makhaeva G. F. Further studies toward a mouse model for biochemical assessment of neuropathic potential of organophosphorus compounds/ G.F. Makhaeva et al. // Journal of Applied Toxicology. 2014. № 12 (34). P. 14261435.

141. Mancuso D. J. Dramatic Accumulation of Triglycerides and Precipitation of Cardiac Hemodynamic Dysfunction during Brief Caloric Restriction in Transgenic Myocardium Expressing Human Calcium-independent

Phospholipase A2y*/ D.J. Mancuso et al. // Journal of Biological Chemistry. 2007. № 12 (282). P. 9216-9227.

142. Marfatia S. M. Identification of the Protein 4.1 Binding Interface on Glycophorin C and p55, a Homologue of the Drosophila discs-large Tumor Suppressor Protein/ S.M. Marfatia et al. // Journal of Biological Chemistry. 1995. № 2 (270). P. 715-719.

143. Matzat T. Axonal wrapping in the Drosophila PNS is controlled by glia-derived neuregulin homolog Vein/ T. Matzat et al. // Development. 2015. № 7 (142). P. 1336-1345.

144. McFerrin J. NTE/PNPLA6 is expressed in mature Schwann cells and is required for glial ensheathment of Remak fibers/ J. McFerrin et al. // Glia. 2017. № 5 (65). P. 804-816.

145. Medina-Navarro R. Protein Antioxidant Response to the Stress and the Relationship between Molecular Structure and Antioxidant Function/ R. Medina-Navarro et al. // PLOS ONE. Public Library of Science, 2010. № 1 (5). P. e8971.

146. Melom J. E., Littleton J. T. Mutation of a NCKX Eliminates Glial Microdomain Calcium Oscillations and Enhances Seizure Susceptibility // Journal of Neuroscience. 2013. № 3 (33). P. 1169-1178.

147. Meyer S., Schmidt I., Klämbt C. Glia ECM interactions are required to shape the Drosophila nervous system // Mechanisms of Development. 2014. (133). P. 105-116.

148. Montani L. Lipids in regulating oligodendrocyte structure and function // Seminars in Cell & Developmental Biology. 2020.

149. Mosca T. J. Trans-synaptic Teneurin signalling in neuromuscular synapse organization and target choice/ T.J. Mosca et al. // Nature. 2012. № 7393 (484). P. 237-241.

150. Moser M. Cloning and expression of the murine sws/NTE gene/ M. Moser et al. // Mechanisms of Development. 2000. № 2 (90). P. 279-282.

151. Moser M. Placental Failure and Impaired Vasculogenesis Result in Embryonic Lethality for Neuropathy Target Esterase-Deficient Mice/ M. Moser et al. // Molecular and Cellular Biology. 2004. № 4 (24). P. 1667-1679.

152. Mou Y., Li X.-J. Rescue axonal defects by targeting mitochondrial dynamics in hereditary spastic paraplegias // Neural Regeneration Research. 2019. № 4 (14). P. 574-577.

153. MTrackJ URL: https://imagescience.org/meijering/software/mtrackj.

154. Mühlig-Versen M. Loss of Swiss Cheese/Neuropathy Target Esterase Activity Causes Disruption of Phosphatidylcholine Homeostasis and Neuronal and Glial Death in Adult Drosophila/ M. Mühlig-Versenet al. // Journal of Neuroscience. 2005. № 11 (25). P. 2865-2873.

155. Muthukumar A. K., Stork T., Freeman M. R. Activity-dependent regulation of astrocyte GAT levels during synaptogenesis // Nature Neuroscience. 2014. № 10 (17). P. 1340-1350.

156. Nave K.-A., Werner H. B. Myelination of the Nervous System: Mechanisms and Functions // Annual Review of Cell and Developmental Biology. 2014. № 1 (30). P. 503-533.

157. Nayak D., Roth T. L., McGavern D. B. Microglia Development and function // Annual review of immunology. 2014. (32). P. 367-402.

158. Nguyen C. T., Stewart B. A. The influence of postsynaptic structure on missing quanta at the Drosophila neuromuscular junction // BMC Neuroscience. 2016. V.17.

159. Nhiem N.X. Cytotoxic oleane-type triterpene saponins from Glochidion eriocarpum/ N. X. Nhiem et al. // Arch. Pharm. Res. 2012. № 1 (35). P. 19-26.

160. Oberheim N. A. et al. Uniquely Hominid Features of Adult Human Astrocytes/ N. A. Oberheim et al. // Journal of Neuroscience. 2009. № 10 (29). P. 3276-3287.

161. Olsen D. P., Keshishian H. Experimental Methods for Examining Synaptic Plasticity in Drosophila // Cold Spring Harbor Protocols. 2012. № 2. P. pdb.top067785.

162. Olzmann J. A., Carvalho P. Dynamics and functions of lipid droplets // Nature Reviews Molecular Cell Biology. 2019. № 3 (20). P. 137-155.

163. Omoto J. J., Lovick J. K., Hartenstein V. Origins of glial cell populations in the insect nervous system // Current Opinion in Insect Science. 2016. (18). P. 96-104.

164. Oshima K., Fehon R. G. Analysis of protein dynamics within the septate junction reveals a highly stable core protein complex that does not include the basolateral polarity protein Discs large // Journal of Cell Science. 2011. № 16 (124). P. 2861-2871.

165. Otto N. The sulfite oxidase Shopper controls neuronal activity by regulating glutamate homeostasis in Drosophila ensheathing glia/ N. Otto et al. // Nature Communications. 2018. № 1 (9). P. 3514.

166. Pandey U. B., Nichols C. D. Human disease models in Drosophila melanogaster and the role of the fly in therapeutic drug discovery // Pharmacological Reviews. 2011. № 2 (63). P. 411-436.

167. Pannasch U., Rouach N. Emerging role for astroglial networks in information processing: from synapse to behavior // Trends in Neurosciences. 2013. № 7 (36). P. 405-417.

168. Paran C. W. Lipogenesis mitigates dysregulated sarcoplasmic reticulum calcium uptake in muscular dystrophy/ C. W. Paran et al. // Biochimica et biophysica acta. 2015. № 12 (1851). P. 1530-1538.

169. Parinejad N. Disruption of an EAAT-Mediated Chloride Channel in a Drosophila Model of Ataxia/ N. Parinejad et al. // Journal of Neuroscience. 2016. № 29 (36). P. 7640-7647.

170. Patatin-like Phospholipase Domain-containing Protein 6 isoform A [Homo - Protein - NCBI [Electronic resource]. URL: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/protein/NP_001159583.1.

171. Pennetta G., Welte M. A. Emerging Links between Lipid Droplets and Motor Neuron Diseases // Developmental Cell. 2018. № 4 (45). P. 427-432.

172. Pereanu W., Shy D., Hartenstein V. Morphogenesis and proliferation of the larval brain glia in Drosophila // Developmental Biology. 2005. № 1 (283). P. 191-203.

173. Petley-Ragan L. M. Accumulation of Laminin Monomers in Drosophila Glia Leads to Glial Endoplasmic Reticulum Stress and Disrupted Larval Locomotion/ L. M. Petley-Ragan // Journal of Neuroscience. 2016. № 4 (36). P. 1151-1164.

174. Philips T., Robberecht W. Neuroinflammation in amyotrophic lateral sclerosis: role of glial activation in motor neuron disease // The Lancet Neurology. 2011. № 3 (10). P. 253-263.

175. Philips T., Rothstein J. D. Oligodendroglia: metabolic supporters of neurons // The Journal of Clinical Investigation. 2017. № 9 (127). P. 3271-3280.

176. Piemonte F. Glutathione in blood of patients with Friedreich's ataxia/ F. Piemonte et al. // European Journal of Clinical Investigation. 2001. № 11 (31). P. 1007-1011.

177. Pilling A.D. Kinesin-1 and Dynein Are the Primary Motors for Fast Transport of Mitochondria in Drosophila Motor Axons/ A.D. Pilling et al. // MBoC. American Society for Cell Biology (mboc), 2006. № 4 (17). P. 2057-2068.

178. Purice M. D. A novel Drosophila injury model reveals severed axons are cleared through a Draper/MMP-1 signaling cascade/ M.D. Purice et al. // eLife. 2017. (6). P. e23611.

179. Quistad G. B. Evidence that mouse brain neuropathy target esterase is a lysophospholipase/ G.B. Quistad et al. // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2003. № 13 (100). P. 7983-7987.

180. Raha S., Robinson B.H. Mitochondria, oxygen free radicals, and apoptosis // American Journal of Medical Genetics. 2001. № 1 (106). P. 62-70.

181. Rainier S. Neuropathy Target Esterase Gene Mutations Cause Motor Neuron Disease/ S. Rainier et al. // The American Journal of Human Genetics. 2008. № 3 (82). P. 780-785.

182. Read D. J. Organophosphates induce distal axonal damage, but not brain oedema, by inactivating neuropathy target esterase/ D.J. Read et al. // Toxicology and Applied Pharmacology. 2010. № 1 (245). P. 108-115.

183. Richardson R. J. Neuropathy target esterase (NTE): overview and future/ R. J. Richardson et al. // Chemico-Biological Interactions. 2013. № 1 (203). P. 238-244.

184. Richardson R. J. Neuropathy target esterase (NTE/PNPLA6) and organophosphorus compound-induced delayed neurotoxicity (OPIDN)/ R. J. Richardson et al. // Advances in Neurotoxicology. 2020. (4). P. 1-78.

185. Roos J. Drosophila Futsch Regulates Synaptic Microtubule Organization and Is Necessary for Synaptic Growth/ J. Roos et al. // Neuron. 2000. № 2 (26). P. 371-382.

186. Roussel B. D. Endoplasmic reticulum dysfunction in neurological disease/ B.D. Roussel et al. // The Lancet Neurology. 2013. № 1 (12). P. 105-118.

187. Rydel T. J. The Crystal Structure, Mutagenesis, and Activity Studies Reveal that Patatin Is a Lipid Acyl Hydrolase with a Ser-Asp Catalytic Dyad/ T.J. Rydel et al. // Biochemistry. 2003. № 22 (42). P. 6696-6708.

188. Salzer J. L. Schwann Cell Myelination // Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 2015. № 8 (7). P. a020529.

189. Schapira A.H. Mitochondrial disease // The Lancet. Elsevier, 2006. № 9529 (368). P. 70-82.

190. Schirmeier S., Klämbt C. The Drosophila blood-brain barrier as interface between neurons and hemolymph // Mechanisms of Development. 2015. (138). P. 50-55.

191. Schmid A., Chiba A., Doe C. Q. Clonal analysis of Drosophila embryonic neuroblasts: neural cell types, axon projections and muscle targets // Development. 1999. № 21 (126). P. 4653-4689.

192. Schmidt H. The Embryonic Central Nervous System Lineages of Drosophila melanogaster/ H. Schmidt et al. // Developmental Biology. 1997. № 2 (189). P. 186-204.

193. Sen A. Modeling spinal muscular atrophy in Drosophila links Smn to FGF signaling/ A. Sen et al. // Journal of Cell Biology. 2011. Vol. 192, № 3. P. 481-495.

194. Serasinghe M.N., Chipuk J.E. Mitochondrial Fission in Human Diseases // Pharmacology of Mitochondria / ed. Singh H., Sheu S.-S. Cham: Springer International Publishing, 2017. P. 159-188.

195. Shape Descriptors URL: http s://imagej.nih. gov/ij/plugins/descriptors.html.

196. Sherwood N.T. Drosophila Spastin Regulates Synaptic Microtubule Networks and Is Required for Normal Motor Function/ N.T. Sherwood et al. // PLoS Biol. 2004. № 12 (2). P. e429.

197. Shinzawa K. Neuroaxonal Dystrophy Caused by Group VIA Phospholipase A2 Deficiency in Mice: A Model of Human Neurodegenerative Disease/ K. Shinzawa et al. // Journal of Neuroscience. 2008. № 9 (28). P. 22122220.

198. Singhania A., Grueber W.B. Development of the embryonic and larval peripheral nervous system of Drosophila // WIREs Developmental Biology. 2014. № 3 (3). P. 193-210.

199. Smith G. M., Gallo G. The role of mitochondria in axon development and regeneration // Developmental Neurobiology. 2018. № 3 (78). P. 221-237.

200. Solowska J. M., Baas P. W. Hereditary spastic paraplegia SPG4: what is known and not known about the disease // Brain. 2015. № 9 (138). P. 24712484.

201. Somjen G. G. Nervenkitt: Notes on the history of the concept of neuroglia // Glia. 1988. № 1 (1). P. 2-9.

202. Song Y. Knockdown of Pnpla6 protein results in motor neuron defects in zebrafish/ Y. Song et al. // Disease Models & Mechanisms. 2013. № 2 (6). P. 404-413.

203. Sorolla M.A. Protein oxidation in Huntington disease/ M.A. Sorolla et al. // BioFactors. 2012. № 3 (38). P. 173-185.

204. Soustelle L. Terminal Glial Differentiation Involves Regulated Expression of the Excitatory Amino Acid Transporters in the Drosophila Embryonic CNS/ L. Soustelle // Developmental Biology. 2002. № 2 (248). P. 294306.

205. Souza P. V. S. Hereditary Spastic Paraplegia: Clinical and Genetic Hallmarks/ P. V. S. Souza et al. // The Cerebellum. 2017. № 2 (16). P. 525-551.

206. Stacey S. M. Drosophila Glial Glutamate Transporter Eaat1 Is Regulated by Fringe-Mediated Notch Signaling and Is Essential for Larval Locomotion/ S.M. Stacey et al.// Journal of Neuroscience. 2010. № 43 (30). P. 14446-14457.

207. Stork T. Neuron-Glia Interactions through the Heartless FGF Receptor Signaling Pathway Mediate Morphogenesis of Drosophila Astrocytes/ T. Stork et al. // Neuron. 2014. № 2 (83). P. 388-403.

208. Stork T. Organization and Function of the Blood-Brain Barrier in Drosophila/ T. Stork et al. // Journal of Neuroscience. 2008. № 3 (28). P. 587-597.

209. Subramanian A. Remodeling of peripheral nerve ensheathment during the larval-to-adult transition in Drosophila/ A. Subramanian et al. // Developmental Neurobiology. 2017. № 10 (77). P. 1144-1160.

210. Sujkowski A. Delayed induction of human NTE (PNPLA6) rescues neurodegeneration and mobility defects of Drosophila swiss cheese (sws) mutants/ A. Sujkowski et al. // PLOS ONE. 2015. V. 10. № 12. P. e0145356.

211. Sun M., Xie W. Cell adhesion molecules in Drosophila synapse development and function // Sci. China Life Sci. 2012. № 1 (55). P. 20-26.

212. Sunderhaus E. R., Law A. D., Kretzschmar D. ER responses play a key role in Swiss-Cheese/Neuropathy Target Esterase-associated neurodegeneration // Neurobiology of Disease. 2019a. V. 130. P. 104520.

213. Sunderhaus E.R., Law A.D., Kretzschmar D. Disease-Associated PNPLA6 Mutations Maintain Partial Functions When Analyzed in Drosophila // Front Neurosci. 2019b. V. 13.

214. Synofzik M. PNPLA6 mutations cause Boucher-Neuhäuser and Gordon Holmes syndromes as part of a broad neurodegenerative spectrum/ M. Synofzik et al. // Brain. 2014. № 1 (137). P. 69-77.

215. Szuchet S. The genetic signature of perineuronal oligodendrocytes reveals their unique phenotype/ S. Szuchet et al. // The European journal of neuroscience. 2011. № 12 (34). P. 1906-1922.

216. Tasdemir-Yilmaz O. E., Freeman M. R. Astrocytes engage unique molecular programs to engulf pruned neuronal debris from distinct subsets of neurons // Genes & Development. 2014. № 1 (28). P. 20-33.

217. Taxiarchis A. PNPLA2 influences secretion of triglyceride-rich lipoproteins by human hepatoma cells/ A. Taxiarchis et al. // Journal of Lipid Research. 2019. № 6 (60). P. 1069-1077.

218. Tohgi H. Remarkable increase in cerebrospinal fluid 3-nitrotyrosine in patients with sporadic amyotrophic lateral sclerosis/ H. Tohgi et al. // Annals of Neurology. 1999. № 1 (46). P. 129-131.

219. Topaloglu A.K. Loss-of-Function Mutations in PNPLA6 Encoding Neuropathy Target Esterase Underlie Pubertal Failure and Neurological Deficits in Gordon Holmes Syndrome/ A.K. Topaloglu et al. // The Journal of Clinical Endocrinology & Metabolism. 2014. № 10 (99). P. E2067-E2075.

220. Torroja L. The Drosophila ß-Amyloid Precursor Protein Homolog Promotes Synapse Differentiation at the Neuromuscular Junction/ L. Torroja et al. // J. Neurosci. Society for Neuroscience, 1999. Vol. 19, № 18. P. 7793-7803.

221. Trindade de Paula M. High-Fat Diet Induces Oxidative Stress and MPK2 and HSP83 Gene Expression in Drosophila melanogaster/ de Paula M. Trindade et al. // Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2016. P. e4018157.

222. Tsui H. T. Novel organization of microtubules in cultured central nervous system neurons: formation of hairpin loops at ends of maturing neurites/ H.T. Tsui et al. // Journal of Neuroscience. 1984. № 12 (4). P. 3002-3013.

223. Turk J., Ramanadham S. The expression and function of a group VIA calcium-independent phospholipase A2 (iPLA2beta) in beta-cells // Canadian Journal of Physiology and Pharmacology. 2004. № 10 (82). P. 824-832.

224. Unhavaithaya Y., Orr-Weaver T. L. Polyploidization of glia in neural development links tissue growth to blood-brain barrier integrity // Genes & Development. 2012. № 1 (26). P. 31-36.

225. Vasile F., Dossi E., Rouach N. Human astrocytes: structure and functions in the healthy brain // Brain Structure and Function. 2017. № 5 (222). P. 2017-2029.

226. Velasco M., O'Sullivan C., Sheridan G. K. Lysophosphatidic acid receptors (LPARs): Potential targets for the treatment of neuropathic pain // Neuropharmacology. 2017. № Pt B (113). P. 608-617.

227. Vilanova E., Ángeles Escudero M., Barril J. NTE soluble isoforms: new perspectives for targets of neuropathy inducers and promoters // Chemico-Biological Interactions. 1999. P. 525-540.

228. Vilanova E., Barril J., Carrera V. Biochemical properties and possible toxicological significance of various forms of NTE // Chemico-Biological Interactions. 1993. № 1 (87). P. 369-381.

229. Viquez N.M. The B' Protein Phosphatase 2A Regulatory Subunit well-rounded Regulates Synaptic Growth and Cytoskeletal Stability at the Drosophila Neuromuscular Junction/ N.M. Viquez // J. Neurosci. Society for Neuroscience, 2006. № 36 (26). P. 9293-9303.

230. von Hilchen C.M. Predetermined embryonic glial cells form the distinct glial sheaths of the Drosophila peripheral nervous system/ C.M. von Hilchen // Development. 2013. № 17 (140). P. 3657-3668.

231. Wagh D.A. Bruchpilot, a Protein with Homology to ELKS/CAST, Is Required for Structural Integrity and Function of Synaptic Active Zones in Drosophila/ D.A. Wagh et al. // Neuron. Elsevier, 2006. Vol. 49, № 6. P. 833-844.

232. Wali G. Mitochondrial Function in Hereditary Spastic Paraplegia: Deficits in SPG7 but Not SPAST Patient-Derived Stem Cells/ G. Wali et al. // Frontiers in Neuroscience. 2020. V.14.

233. Wang Y., Wang Y., Li G.-R. TRPC1/TRPC3 channels mediate lysophosphatidylcholine-induced apoptosis in cultured human coronary artery smooth muscles cells // Oncotarget. 2016. № 32 (7). P. 50937-50951.

234. Wentzell J.S., Cassar M., Kretzschmar D. Organophosphate-Induced Changes in the PKA Regulatory Function of Swiss Cheese/NTE Lead to Behavioral Deficits and Neurodegeneration // PLOS ONE. Public Library of Science, 2014. № 2 (9). P. e87526

235. Welte M. A., Gould A. P. Lipid droplet functions beyond energy storage // Biochimica Et Biophysica Acta. Molecular and Cell Biology of Lipids. 2017. № 10 Pt B (1862). P. 1260-1272.

236. Wiethoff S. Pure Cerebellar Ataxia with Homozygous Mutations in the PNPLA6 Gene/ S. Wiethoff et al. // Cerebellum. 2017. № 1 (16). P. 262-267.

237. Wilfling F. Triacylglycerol synthesis enzymes mediate lipid droplet growth by relocalizing from the ER to lipid droplets/ F. Wilfing et al. // Developmental Cell. 2013. № 4 (24). P. 384-399.

238. Willems P.H.G.M. Redox Homeostasis and Mitochondrial Dynamics/ P.H.G.M. Willems et al. // Cell Metabolism. Elsevier, 2015. № 2 (22). P. 207-218.

239. Willott E. The tight junction protein ZO-1 is homologous to the Drosophila discs-large tumor suppressor protein of septate junctions/ E. Willott et al. // Proceedings of the National Academy of Sciences. 1993. № 16 (90). P. 78347838.

240. Wilson P. A. Characterization of the human patatin-like phospholipase families/ P.A. Wilson et al. // Journal of Lipid Research. 2006. № 9 (47). P. 19401949.

241. Winrow C. J. Loss of neuropathy target esterase in mice links organophosphate exposure to hyperactivity/ C.J. Winrow et al. // Nature Genetics. 2003. № 4 (33). P. 477-485.

242. Woods D. F., Bryant P. J. The discs-large tumor suppressor gene of Drosophila encodes a guanylate kinase homolog localized at septate junctions // Cell. 1991. № 3 (66). P. 451-464.

243. Xie X. Loss of focal adhesions in glia disrupts both glial and photoreceptor axon migration in the Drosophila visual system/ X. Xie et al. // Development. 2014. № 15 (141). P. 3072-3083.

244. Yan W. The Highly Selective Production of 2-Arachidonoyl Lysophosphatidylcholine Catalyzed by Purified Calcium-independent Phospholipase A2y: identification of a novel enzymatic mediator for the generation of a key branch point intermediate in eicosanoid signaling a/ W. Yan et al. // Journal of Biological Chemistry. 2005. № 29 (280). P. 26669-26679.

245. Yoon G. Autosomal recessive hereditary spastic paraplegia-clinical and genetic characteristics of a well-defined cohort/ G. Yoon et al. // Neurogenetics. 2013. № 3-4 (14). P. 181-188.

246. You S. Regulation of Circadian Behavior by Astroglial MicroRNAs in Drosophila/ S. You et al. // Genetics. 2018. № 3 (208). P. 1195-1207.

247. Zaccheo O. Neuropathy Target Esterase and Its Yeast Homologue Degrade Phosphatidylcholine to Glycerophosphocholine in Living Cells/ O. Zaccheo et al. // Journal of Biological Chemistry. 2004. № 23 (279). P. 2402424033.

248. Zhang Y. PAR-1 Kinase Phosphorylates Dlg and Regulates Its Postsynaptic Targeting at the Drosophila Neuromuscular Junction/ Y. Zhang et al. // Neuron. Elsevier, 2007. № 2 (53). P. 201-215.

249. Zhang Y. Purification and Characterization of Progenitor and Mature Human Astrocytes Reveals Transcriptional and Functional Differences with Mouse/ Y. Zhang et al. // Neuron. 2016. № 1 (89). P. 37-53.

250. Zhang Y. V., Ormerod K. G., Littleton J. T. Astrocyte Ca2+ Influx Negatively Regulates Neuronal Activity // eNeuro. 2017. № 2 (4).

251. Zimmermann R. Fat Mobilization in Adipose Tissue Is Promoted by Adipose Triglyceride Lipase/ R. Zimmermann et al. // Science. 2004. № 5700 (306). P. 1383-1386.

252. Zuchero J. B., Barres B. A. Glia in mammalian development and disease // Development. 2015. № 22 (142). P. 3805-3809.

253. Zulbahar S. Differential expression of Obek controls ploidy in the Drosophila blood-brain barrier/ S. Zulbahar et al. // Development. 2018. № 15 (145). P. dev164111.