Функциональная роль и регуляция альтернативного (цианидустойчивого) дыхания растений тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.05, доктор наук Гармаш Елена Владимировна

• Гармаш Елена Владимировна
• доктор наук
• 2021

Оглавление диссертации доктор наук Гармаш Елена Владимировна

СОДЕРЖАНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. АЛЬТЕРНАТИВНЫЙ ПУТЬ ДЫХАНИЯ МИТОХОНДРИЙ РАСТЕНИЙ: СТРУКТУРА И ГЕНЫ АОХ, МЕХАНИЗМЫ РЕГУЛЯЦИИ, РОЛЬ В ПОДДЕРЖАНИИ МЕТАБОЛИЧЕСКОГО И ЭНЕРГЕТИЧЕСКОГО БАЛАНСА (ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ)

1.1. Развитие представлений об окислительно-восстановительных процессах и терминальных оксидазах. Открытие альтернативного пути дыхания

1.2. Дыхательные пути в растительной клетке

1.3. Альтернативный путь дыхания (АП)

1.3.1. Гены АОХ. Транскрипционный и посттранскрипционный контроль экспрессии. Паттерны экспрессии

1.3.2. Альтернативная оксидаза: структура белка, происхождение, механизмы активации и посттрансляционной регуляции активности

1.3.3. Ингибиторы комплексов мЭТЦ. Активность и способность АОХ

1.3.4. Физиологическая роль АП

1.3.5. Перспективы использования АОХ для решения практических задач

1.4. Другие нефосфорилирующие пути мЭТЦ, их возможная связь с АОХ

1.4.1. Альтернативные ротенон-нечувствительные НАД(Ф)Н-зависимые дегидрогеназы II типа

1.4.2. Разобщающие белки как митохондриальные компоненты разобщенного дыхания

1.5. Суперкомплексы системы окислительного фосфорилирования митохондрий. Ассоциации альтернативных ферментов с суперкомплексами, их возможная роль

1.6. Место АОХ в концепции функциональных составляющих дыхания

1.7. Роль альтернативного дыхания в дыхательном энергообмене и регуляции энергетической эффективности дыхания

Заключение к главе

ГЛАВА 2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

2.1. Объекты исследований

2.2. Условия выращивания растений

5

2.3. Определение ростовых параметров

2.4. Определения СО2-газообмена (видимый фотосинтез, темновое дыхание, фотодыхание)

2.5. Определения скорости теплопродукции

2.6. Определения содержания общего азота и углерода

2.7. Расчет показателей суточного баланса сухого вещества и продуктивности азота

2.8. Определения интенсивности дыхания по поглощению О2

2.9. Определение активности дыхательных путей. Концентрационные кривые

2.10. Оценка энергетической эффективности дыхания (ЭЭД)

2.11. Электронная микроскопия

2.12. Определения флуоресценции хлорофилла

2.13. Определения содержания фотосинтетических пигментов

2.14. Спектры низкотемпературной флуоресценции листа

2.15. Выделение, очистка и определение окислительной активности митохондрий

2.16. Получение суммарного белка митохондрий и Вестерн-блоттинг в эксперименте по деэтиоляции листа яровой пшеницы

2.17. Выделение белковой фракции из листа Arabidopsis thaliana и Вестерн-блоттинг

2.18. Анализ экспрессии генов

2.19. Определение изоферментного состава и активности изоформ супероксиддисмутазы (SOD) с помощью нативного электрофореза методом селективного ингибирования

2.20. Определение активности антиоксидантных ферментов спектрофотометрическим методом

2.21. Определение активности ПОЛ и содержания активных форм кислорода

2.22. Определение содержания окисленной и восстановленной форм аскорбата

2.23. Определение содержания окисленной (GSSG) и восстановленной форм глутатиона (GSH)

2.24. Определение содержания углеводов

2.25. Определение содержания антоцианов

2.26. Определение содержания тяжелых металлов

2.27. Статистический анализ

ГЛАВА 3. РОЛЬ АЛЬТЕРНАТИВНОГО ДЫХАНИЯ И ДРУГИХ НЕФОСФОРИЛИРУЮ-ЩИХ ПУТЕЙ ДЫХАНИЯ (НФП) В ПРОЦЕССЕ ДЕЭТИОЛЯЦИИ ЛИСТА ПШЕНИЦЫ

3.1. Функционирование систем диссипации энергии в развивающихся хлоропластах в процессе деэтиоляции листа пшеницы

3.2. Регуляция митохондриального дыхания зеленеющих листьев и его роль в становлении и защите фотосинтетического аппарата автотрофных клеток

3.2.1. Дыхание и вовлечение АП листа пшеницы при деэтиоляции и изменении световых условий

3.2.2. Связь дыхательных путей с углеводами, ростом и энергетической эффективностью зеленеющего листа

3.2.3. Дыхательная активность изолированных митохондрий в процессе деэтиоляции листа

3.2.4. Световая регуляция экспрессии генов АОХ и других компонентов дыхательной цепи в процессе деэтиоляции листа пшеницы

3.2.5. Функционирование систем антиоксидантной защиты в процессе деэтиоляции листа

пшеницы

Заключение к Главе

ГЛАВА 4. ДЫХАНИЕ И ВОВЛЕЧЕНИЕ АП В СВЯЗИ С ВОЗРАСТОМ И ФЕНОЛОГИЧЕСКОЙ СТРАТЕГИЕЙ ЛИСТА, ОБУСЛОВЛЕННОЙ СЕЗОННЫМ РИТМОМ РАЗВИТИЯ РАСТЕНИЙ

4.1. Дыхание и его энергетическая эффективность в молодом и зрелом листе пшеницы и ржи

4.2. Активность альтернативного дыхания в разных частях листовой пластинки пшеницы

и ржи

Заключение к главе

ГЛАВА 5. ДЫХАНИЕ И СООТНОШЕНИЕ ДЫХАТЕЛЬНЫХ ПУТЕЙ РАСТЕНИЙ В ЗАВИСИМОСТИ ОТ ИХ ОТНОСИТЕЛЬНОЙ СКОРОСТИ РОСТА, МОДУЛИРУЕМОЙ УРОВНЕМ МИНЕРАЛЬНОГО ПИТАНИЯ И ТЕМПЕРАТУРНЫМ РЕЖИМОМ

5.1. Рост и морфофизиологические адаптации растений ячменя при разном сочетании уровня минерального питания и температуры

5.2. Влияние скорости роста ячменя, выращиваемого при разной температуре и

обеспеченности минеральным питанием, на вовлечение АП

Заключение к главе

ГЛАВА 6. РОЛЬ АЛЬТЕРНАТИВНОГО ДЫХАНИЯ В УСТОЙЧИВОСТИ МЕТАБОЛИЗМА РАСТЕНИЙ ЯЧМЕНЯ К ДЕЙСТВИЮ КАДМИЯ ПРИ ДВУХ

ТЕМПЕРАТУРНЫХ РЕЖИМАХ ВЫРАЩИВАНИЯ

Заключение к главе

ГЛАВА 7. УРОВЕНЬ ЭКСПРЕССИИ АОХ1А ОПРЕДЕЛЯЕТ МЕТАБОЛИЧЕСКИЕ ПУТИ АДАПТАЦИИ РАСТЕНИЙ ARABIDOPSIS THALIANA К ВОЗДЕЙСТВИЮ УФ-B РАДИАЦИИ

7.1. Рост и развитие растений с разным уровнем экспрессии АОХ1а при действии УФ-В радиации

7.2. Разный уровень экспрессии АОХ1а определяет изменение метаболических путей при адаптации растений к воздействию УФ-В радиации

7.2.1. Уровень экспрессии АОХ1а определяет реакцию альтернативного пути дыхания растений к УФ-B облучению

7.2.2. Другие НФП в АОХ1а трансформантах также по-разному реагируют на воздействие УФ-В

7.2.3. Линия AS-12 проявляет компенсаторный эффект в ответ на воздействие УФ-В активацией антиоксидантной системы

7.2.4. Изучение связи альтернативного дыхания с синтезом антоцианов

7.2.5. Стабильность ЭЭД - признак эффективной адаптации разных линий арабидопсиса к

УФ-В

Заключение к главе

ГЛАВА 8. ДЫХАНИЕ И ПРО-/АНТИОКСИДАНТНЫЙ СТАТУС БРАЗИЛЬСКОЙ ЭЛОДЕИ (EGERIA DENSA PLANCH. CASP.) ПРИ ДЕЙСТВИИ КАДМИЯ И МАРГАНЦА

В ПРИСУТСТВИИ ЭКЗОГЕННЫХ АНТОЦИАНОВ

Заключение к главе

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Функциональная роль и регуляция альтернативного (цианидустойчивого) дыхания растений»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы

Дыхание - универсальный процесс и фундаментальная основа жизнедеятельности клетки. Ежесуточно растения окисляют в дыхании от 30 до 70% ассимилированного при фотосинтезе углерода (Головко, 1999а; Amthor, 2000). Получаемые в дыхании интермедиаты и энергия в форме АТФ и восстановителей (НАД(Ф)Н) необходимы для синтеза de novo и поддержания целостности и функциональной активности клеточных структур, тканей и органов растительного организма.

Во внутренней мембране растительных митохондрий, наряду с основным (цитохромным) путем транспорта электронов, присутствует альтернативный (цианидустойчивый) путь (АП) через альтернативную оксидазу (АОХ), передающую электроны с пула убихинона на кислород (Vanlerberghe, Mcintosh, 1997). Перенос электронов на кислород с участием АОХ, минуя два участка генерации мембранного потенциала (комплексы III и IV) приводит к диссипации энергии в виде тепла. Это снижает энергетическую эффективность дыхания (ЭЭД) как минимум на треть, но снимает дыхательный контроль, регулирующий скорость образования АТФ и НАДН в зависимости от нужд клетки. Полагают, что вовлечение АП способствует поддержанию окислительно-восстановительного баланса в митохондриальной ЭТЦ (мЭТЦ) за счет более быстрого окисления НАДН и препятствует генерации избыточного количества АФК (Maxwell et al., 1999; Millenaar, Lambers, 2003).

Активация АП при адаптации растений к действию неблагоприятных факторов приводит к снижению ЭЭД, в том числе за счет увеличения дыхательных затрат на адаптацию (Семихатова, 1990; Lambers et al., 2005; Рахманкулова, 2009). Следует отметить, что функционированию дыхания растений в норме и при стрессе посвящены работы и обзоры ряда отечественных (О.А. Семихатова, 1990, 1995; Т.К. Головко, 1999а; Шугаев, 1999; З.Ф. Рахманкулова, 2009; В.К. Войников, 2013) и зарубежных ученых (Amthor, 1994; Tjoelker et al. 1999; Lambers et al., 2005; Atkin et al., 2005). Роль АП в регуляции ЭЭД и, в целом, энергетического баланса растения неоднократно обсуждалась в работах О.А. Семихатовой (1967, 1974, 1990, 1995) и других авторов (Головко, 1999а; Amthor, 2000; Рахманкулова, 2009). Однако актуальность проблемы все возрастает и вопросы регуляции ЭЭД и использования дыхательной энергии в растении в меняющихся условиях среды концептуально не решены (Plant respiration..., 2005). Теоретически, альтернативное дыхание снижает ЭЭД, при этом являясь непременной функцией клетки и целого организма, участвующей в регуляции энергетического метаболизма.

Имеющиеся в литературе расчеты количества образованного в дыхании АТФ и, в целом, баланса дыхательного АТФ проведены без учета вклада АП (Edwards et al., 2012; Li et al., 2017). Для оценки ЭЭД были разработаны различные показатели, которые имеют свои ограничения (Семихатова, 1990; Головко, 1999а, с. 92-99). Показано, что для учета количественной оценки вклада нефосфорилирующих путей в расчеты бюджета АТФ целесообразно использовать величину Yat®/^]^, называемую коэффициентом эффективности окисления глюкозы для образования АТФ (Amthor, 2000).

До недавнего времени альтернативное дыхание, а также другие митохондриальные системы, снижающие энергетическую эффективность окислительного фосфорилирования, рассматривали как «холостое дыхание» («wastage respiration»), которое может увеличивать затраты на рост и поддержание (Thornley, 1971; Amthor, 2000). Высказано мнение, что АП, скорее, относится к дыханию поддержания, нежели роста (Florez-Saraza et al., 2007; Priault et al., 2007; Рахманкулова и др., 2003). В связи с этим интерес представляет изучение функционирования АП в зависимости от возраста, скорости роста и жизненной стратегии растений. Это позволит углубить понимание того, какое значение в процессах роста и поддержания играет энергетически мало эффективный АП.

Актуальным является вопрос о роли дыхательной ЭТЦ в поддержании взаимодействия между хлоропластами и митохондриями, защите фотосинтетического аппарата и оптимизации протекания фотосинтеза. Полагают, что в процессе фотосинтеза восстановительные эквиваленты, экспортируемые из хлоропластов в митохондрии через разные челноки, окисляются в мЭТЦ с участием АП. Это способствует стабилизации редокс-баланса в ЭТЦ хлоропластов (Noguchi, Yoshida, 2008; Dinakar et al., 2010). Однако сведений, позволяющих объяснить механизмы взаимодействия АП и других нефосфорилирующих путей с фотосинтетическим метаболизмом, явно недостаточно. Не совсем ясен характер совместного функционирования фотопротекторных хлоропластных и митохондриальных систем диссипации энергии, регуляции экспрессии генов АОХ и активности АП, координации вовлечения нефосфорилирующих путей дыхания в фотосинтезирующей клетке.

АОХ называют «белком выживания» и рассматривают как часть антиоксидантной системы растений (Vanlerberghe et al., 2009; Szal et al., 2009; Vishwakarma et al., 2015). Имеются данные, позволяющие предположить, что АОХ участвует в запуске сигнала для цепи реакций, обеспечивающих поддержание про-/антиоксидантного и энергетического статуса клетки при стрессе (Van Aken et al., 2009; Juszczuk et al., 2011). Вместе с тем, проблема вовлечения и функционирования АП совместно с другими элементами антиоксидантной системы клетки, включая вопросы совместной и дифференциальной

10

регуляции экспрессии генов АОХ и ферментов антиоксидантной защиты, нуждается в расширенных экспериментальных исследованиях.

Итак, несмотря на значительный успех в изучении физиологической роли АП, структуры АОХ и генов АОХ (Vanlerberghe, Mcintosh, 1997; Millenaar, Lambers, 2003; Шугаев, 2001; Грабельных, 2014; Garmash, 2014), актуальными остаются вопросы регуляции вовлечения АОХ и оценка роли АП в энергетическом метаболизме клетки, органа и целостного растения (Lambers et al., 2005; Vanlerberghe, 2013; Del-Saz et al., 2017). Исследования дыхания и регуляции путей транспорта электронов в мЭТЦ позволят выявить механизмы вовлечения АП как процесса определяющего энергетический баланс растения в норме и при адаптации к изменяющимся условиям среды, рассмотреть роль АОХ в фотосинтезирующей клетке, внести вклад в развитие представлений о функционировании этого важного для растительной клетки и всего растительного мира дыхательного электрон-транспортного пути.

Цель и задачи исследования. Цель работы состояла в изучении закономерностей вовлечения энергетически мало эффективного альтернативного пути дыхания растений, механизмов регуляции транспорта электронов в митохондриях и оценке влияния АП на энергетическую эффективность дыхания, в связи с выявлением его функциональной роли в жизнедеятельности растений.

Задачи:

1. Исследовать участие альтернативного и других нефосфорилирующих путей дыхания при становлении фотосинтетической функции листа в процессе деэтиоляции проростков пшеницы.

2. Изучить дыхательную способность и вовлечение АП листа в связи с возрастом и фенологической стратегией, обусловленной сезонным ритмом развития растений.

3. Проанализировать изменения дыхания, соотношение дыхательных путей и углеродный баланс растений в зависимости от относительной скорости роста растений, модулируемой уровнем минерального питания и температурой.

4. Изучить устойчивость AOXla-трансформантов Arabidopsis thaliana к повышенному уровню УФ-В облучения и проанализировать взаимосвязь уровня экспрессии AOXla в растениях с активностью других защитных метаболических путей.

5. Рассмотреть влияние ионов тяжелых металлов (Cd, Мп) в сочетании с другими факторами (температурный режим выращивания, добавка экзогенных антоцианов) на дыхание и соотношение дыхательных путей для оценки роли АОХ как важного компонента антиоксидантной защиты растительной клетки.

6. Дать количественную оценку энергетической эффективности дыхания с учетом АП и проанализировать изменения в дыхательном энергобалансе растений при активации АОХ под влиянием условий среды.

Научная новизна

На основе изучения дыхания, соотношения дыхательных путей и регуляции активности альтернативного пути разработана концепция о вовлечении альтернативного дыхания как процесса, модулирующего энергетический баланс клетки и целого растения. Доказано, что увеличение доли АП в дыхании до 50% отражает глубокую перестройку метаболизма и не оказывает заметного влияния на энергетический баланс растений. Превышение доли АП по отношению к ЦП существенно снижает ЭЭД. Уменьшение ЭЭД в течение длительного периода до и ниже половины теоретически возможной величины (15 моль АТФ/моль глюкозы) критично для жизни растений. Величина 20-25 моль АТФ/моль глюкозы оптимальна для жизнедеятельности. Предложен алгоритм развития событий при модуляции АП и сопряженных изменениях величины ЭЭД.

Впервые установлены закономерности вовлечения АП и соотношения электрон-транспортных дыхательных путей в процессе становления фотосинтетической функции листа при деэтиоляции проростков пшеницы. Свет индуцировал экспрессию АОХ1а. Обнаружены три изоформы белка АОХ с молекулярными массами 34, 36 и 38 кДа. Вовлечение АП коррелировало с уровнем экспрессии гена АОХ1а и мало зависело от количества белка АОХ, что указывает на существование в клетке дополнительных механизмов регуляции активности фермента на посттрансляционном уровне. Одной из причин снижения активности АП при сохранении количества белка АОХ является ограничение в доступности дыхательного субстрата (растворимых углеводов). На изолированных митохондриях показано, что вовлечение АОХ на первых этапах деэтиоляции могло создавать дополнительную возможность неконкурентного функционирования малатдегидрогеназы и, как следствие, способствовать работе цикла Кребса и обеспечению клетки углеродными скелетами для быстрого формирования хлоропластов.

Выявлено запаздывание относительно АОХ1а экспрессии генов ротенон-нечувствительных внутренних и внешних НАД(Ф)Н-зависимых дегидрогеназ типа II и

12

разобщающих белков (NDA1, NDA2, NDB2 and UCP1b). Экспрессия генов предшествовала активации окислительной способности митохондрий в присутствии глицина и экзогенного НАДН, что указывает на увеличение поступления в мЭТЦ восстановителей фотосинтетического и фотодыхательного происхождения. После 24-часовой деэтиоляции, когда фотосинтетический аппарат и собственные системы его защиты были полностью сформированы, уровень экспрессии всех исследованных дыхательных генов снижался.

Предложена схема световой регуляции АОХ и других нефосфорилирующих путей. Сделано заключение, что альтернативный путь дыхания через АОХ действует как модулятор митохондриальной функции во время деэтиоляции.

Впервые выявлена взаимосвязь экспрессии генов митохондриальных энергодиссипирующих систем и антиоксидантных ферментов (MnSOD, Cu-ZnSOD, t-APX, GR, GRX) в зеленеющих листьях проростков пшеницы. Доказан их скоординированный контроль уровня накопления АФК и регуляции биосинтеза аскорбата. Показано сходство динамики изменения АП и диссипации энергии в хлоропластах, свидетельствующее о кооперативном функционировании защитных систем фототрофных клеток. Динамика изменения величины коэффициента Yajwi^kom в процессе деэтиоляции отражает направленность энергетического обмена на поддержание оптимального уровня ЭЭД зеленеющего листа, АП дыхания участвует в поддержании гомеостаза фотосинтезирующей клетки в период становления фотосинтетической функции.

Установлены закономерности влияния возраста листа и его фенологической стратегии, связанной с сезонным ритмом развития растения, на вовлечение дыхательных путей: в интенсивно растущем молодом листе яровой пшеницы и озимой ржи цитохромный и альтернативный пути вносили равный вклад в дыхание, в функционально зрелом - их соотношение определялось фенологической стратегией листа (растения). Отсутствие корреляции с относительной скоростью роста листа согласуется с представлением об АП как компоненте дыхания поддержания.

Впервые на примере холодостойкого сорта ячменя проанализирована зависимость дыхания и вовлечения АП от относительной скорости роста, регулируемой уровнем минерального питания и температуры. Установлено, что в пределах физиологической нормы вовлечение АП зависит от скорости роста и направлено на поддержание максимальной ЭЭД на уровне целого растения. Показана активация АП в условиях, способствующих высокой скорости роста. При ограничении роста недостатком тепла и/или минеральных элементов дыхание протекает в основном по цитохромному пути.

Выявлено участие АП в развитии устойчивости растений Arabidopsis thaliana с генетически модифицированным уровнем экспрессии AOX.1а к УФ облучению.

13

Установлена связь уровня экспрессии АОХ1а с формированием защитных механизмов. Повышенная активность АОХ у мутантной линии ХХ-2 со сверэкспрессией АОХ1а приводила увеличению дыхания за счет вовлечения АП и способствовала формированию ассимилирующей поверхности и семенной продуктивности. Подавление экспрессии АОХ1а в геноме антисенсовой линии AS-12 компенсировалось усилением активности клеточных систем защиты от АФК, включая активацию биосинтеза антоцианов. Характер экспрессии генов НФП в разных линиях и содержание в промоторах общих регуляторных элементов указывают на их взаимодействие на транскрипционном уровне и зависимость от уровня экспрессии АОХ1а. Поддержание постоянной ЭЭД указывает на способность обеих трансформантных линий адаптироваться к УФ-В радиации.

Выявлены эффекты ионов Cd и Мп на дыхание и соотношение дыхательных путей. Доказано участие АП в поддержании гомеостаза растений. Выявлено, что температурные условия роста модулировали эффект Cd на дыхание корней ячменя. При сильном кадмиевом стрессе вовлечение АП на фоне уменьшения активности ЦП снижало ЭЭД до 16 моль АТФ/моль глюкозы, что свидетельствует о сублетальном состоянии растений.

Анализ субстратной (углеводной) регуляции АП выявил существование сложного характера зависимости альтернативного дыхания от содержания растворимых углеводов. Активность АП зависит от уровня сахаров в условиях ограничения их доступности и контролируется другими внутренними факторами при их накоплении.

Практическая значимость работы.

Результаты работы вносят существенный вклад в представления о функционировании и механизмах регуляции вовлечения уникального энергетически мало эффективного альтернативного пути дыхания растений, его физиологической роли и влиянии на энергетическую эффективность дыхания. На основе количественных расчетов ЭЭД с учетом АП предложен алгоритм развития реакции растений на действие факторов внутренней природы и внешней среды. Установлено, что величина YAтФ/глюKo3a в диапазоне 20-25 моль АТФ/моль глюкозы является признаком оптимальных для роста условий и успешной адаптации растения к изменению факторов среды. На основе собственных результатов и данных литературы (Arnho1dt-Schmitt et а1., 2006) обоснована целесообразность использования ЭЭД с оценкой АОХ как функционального маркера в селекции на получение (отбор) стрессоустойчивых генотипов сельскохозяйственных культур.

Модифицирован метод выделения митохондрий из зеленеющих листьев пшеницы (Garmash et а1., 2015). Разработаны и предложены праймеры для определения экспрессии генов АОХ, других дыхательных нефосфорилирующих путей и некоторых антиоксидантных ферментов пшеницы (Garmash et а1., 2017) и арабидопсиса (Garmash et а1., 2019). Отработана методика проведения Вестерн-блоттинга для выявления разных форм белка АОХ (димерной и мономерной) в белковом экстракте, полученном из листьев Arabidopsis thaliana (Гармаш и др., 2019).

Теоретические обобщения и совокупность экспериментальных данных используются при чтении курса лекций по физиологии растений, подготовке курсовых и магистерских работ студентами Сыктывкарского университета.

Положения, выносимые на защиту:

1. Альтернативный путь транспорта электронов в митохондриях участвует в становлении фотосинтетической функции листа пшеницы при деэтиоляции. Экспрессия гена АОХ1а светоиндуцируема, активируется одновременно с формированием тилакоидной системы хлоропласта. Запаздывающая относительно АОХ1а экспрессия генов других энергодиссипирующих систем и антиоксидантных ферментов (NDA1, NDA2, NDB2, UCP1b, MnSOD, Cu-ZnSOD, ^^ DHAR) осуществляет дополнительный контроль за накоплением АФК и регулирует синтез аскорбата.

2. Онтогенетические изменения интенсивности дыхания и соотношения дыхательных путей в листьях злаковых растений (яровая пшеница, озимая рожь) связаны с ростом, сезонным ритмом развития и жизненной стратегией растений. Уменьшение вклада АП обеспечивает необходимый для подготовки растений озимой ржи к перезимовке уровень энергетической эффективности дыхания. Градиент дыхания и изменение соотношения дыхательных путей вдоль листовой пластинки существенно не влияет на ЭЭД листа.

3. Рост, дыхание и вовлечение АП модулируется уровнем минерального питания и температурой среды. В оптимальных условиях высокая активность АП молодых растений холодостойкого сорта ячменя коррелировала с интенсивным ростом. Снижение активности АП и увеличение ЭЭД на фоне низкой интенсивности процессов роста способствовало адаптации растений к культивированию при пониженной температуре.

4. Альтернативный путь и АОХ является неотъемлемой частью сбалансированной защитной системы клетки, участвует в сигналлинге, поддержании окислительно-восстановительного баланса и регуляции биоэнергетики в норме и при стрессах, вызываемых различными факторами (тяжелые металлы, УФ-радиация и др.). Антисенсовые по АОХ1а растения более чувствительны к неблагоприятным воздействиям.

5. Количественная и функциональная оценка зависимости ЭЭД от степени вовлечения АП. АП в дыхании до 50% отражает перестройку метаболизма растений, не нарушая существенно их энергетический баланс. Понижение ЭЭД в течение длительного периода до и ниже 15 моль АТФ/моль глюкозы, что составляет половину от теоретически возможной, критично для жизнедеятельности растительных клеток. Величина ЭЭД 20-25 моль АТФ/моль глюкозы указывает на оптимальные для жизнедеятельности растений условия.

Личный вклад автора. Автором разработана концепция и алгоритм исследования, подобраны модельные объекты, получены, проанализированы и обобщены основополагающие результаты. Сбор экспериментальных данных осуществлялся лично автором или при непосредственном его участии. Анализ полученных результатов и их последующая интерпретация выполнены автором лично. В диссертации использованы работы, опубликованные в соавторстве, в совместных публикациях вклад автора не менее 70%. Автору принадлежит идея и окончательный текст диссертации.

Апробация работы. Основные результаты работы были доложены на международных конференциях «Актуальные вопросы экологической физиологии растений в XXI веке» (Сыктывкар, 2001), «Экологическая ботаника: наука, образование, прикладные аспекты» (Сыктывкар, 2002), International Workshop "Conversion of solar energy in photosynthesis: structures, mechanisms and cellular regulation" (Польша, 2002), «Обеспечение высокой экономической активности и экологической безопасности приемов использования удобрений и других средств химизации в агротехнологиях» (Москва, 2003), 6th Symposium on Structure and Function of Roots "Plant Root Development and Adaptation to Stresses" (Словакия, 2003), Congress Federation of European Societies of Plant Biology (FESPB) (Польша, 2004; Финляндия, 2008; Германия, 2012), Conference of Polish Society of Experimental Plant Biology (Польша, 2009), Annual Main Meeting of Society for Experimental Biology (SEB) (Чехия, 2010), Всероссийском симпозиуме «Растение и стресс» (Москва, 2010), Всероссийской научно-практической конференции «Современное

состояние и перспективы развития особо охраняемых территорий европейского Севера и Урала» (Сыктывкар, 2010), международной научной конференции «Резервуары и потоки углерода в лесных и болотных экосистемах бореальной зоны» (Сыктывкар, 2011), XX Пущинских чтениях по фотосинтезу и Всероссийской конференции «Разнообразие путей электронного транспорта и углеродного метаболизма при фотосинтезе» (Пущино, 2012), The 3rd International Symposium: Inracellular Signalling and Bioactive Molecules Design (Украина, 2012), Всероссийской научной конференции «Факторы устойчивости растений в экстремальных природных условиях и техногенной среде» (Иркутск, 2013), Первом международном сисмпозиуме «Молекулярные аспекты редокс-метаболизма растений» (Казань, 2013), Съездах и Годичных собраниях Общества Физиологов растений России (Петрозаводск, 2004; Сыктывкар, 2007; Екатеринбург, 2008; Нижний Новгород, 2011; Москва, 2013; Казань, 2019).

Связь с плановыми исследованиями и научными программами. Исследования проведены в рамках планов НИР лаборатории экологической физиологии растений Института биологии Коми НЦ УрО РАН: № ГР 01.9.20000504 (1991-1995), «Физиология многолетних травянистых растений на Севере» (№ ГР 01.9.60003715) (1996-2000), «Физиолого-биохимические основы адаптации и репродукции растений в холодном климате» (№ ГР 01.2.00107254) (2001-2004), «Физиолого-биохимические механизмы роста и адаптации растений в холодном климате: роль фотосинтеза и дыхания (№ ГР 0120.0 500821) (2005-2007), «Экофизиология и стресс-физиология растений на Севере» (№ ГР 0120.0 801346) (2008-2010), «Физиолого-биохимические механизмы адаптации растений к неблагоприятным воздействиям природных и антропогенных факторов» (№ ГР 01201150200) (2011-2013), «Фотосинтез и сопряженные процессы: молекулярные, физиолого-биохимические и экологические аспекты» (№ ГР 01201461097) (2014-2016), «Физиология и стресс-устойчивость фотосинтеза растений и пойкилогидрических фотоавтотрофов в условиях Севера» (№ ГР AAAA-A17-117033010038-7) (2017-2019), а также в рамках Договора о научно-практическом сотрудничестве между ИБ Коми НЦ УрО РАН и СИФИБР СО РАН по организации и проведению исследовательских работ в изучении механизмов регуляции дыхательного метаболизма и выяснению роли диссипативных митохондриальных систем в устойчивости растений к стрессу (отв. исполнитель).

Исследования поддержаны грантами, в которых автор являлся (является) руководителем (проект молодых ученых РАН № 283 (2001-2003), грант УрО РАН для молодых ученых и аспирантов (2003), инициативный проект УрО РАН № 12-У-4-1008

17

(2012-2014), грант РФФИ № 19-04-00476а (2018-2020)) и исполнителем (грант УрО РАН № 18-4-4-20 (2018-2020), совместный российско-польский проект «Physiological mechanisms responsible for increased stress tolerance in plants» (2012-2014), гранты РФФИ № 04-04-48255а, 04-04-96013р_г, 07-04-00436а).

Публикации. По теме диссертации автором опубликовано 102 работы, в том числе 19 статей в журналах списка ВАК РФ и включенных в базу «Сеть науки» (Web of Science, Scopus), три статьи в рецензируемых журналах, три раздела в российских и зарубежных изданиях, 77 публикаций в сборниках трудов, материалах и тезисах конференций.

Структура и объём диссертации. Диссертация изложена на 342 страницах машинописного текста и состоит из введения, восьми глав (обзор литературы, объекты и методы исследований, шести глав результативной части), заключения, выводов и списка литературы. В работе представлено 68 рисунков, 15 таблиц. Список литературы включает 639 источников, из них 488 - зарубежных.

Благодарности. Автор выражает глубокую благодарность своему учителю и наставнику д.б.н., проф. Т.К. Головко за неоценимую помощь, плодотворное обсуждение результатов, ценные советы и поддержку на всех этапах работы. Искренне признательна всем сотрудникам лаборатории экологической физиологии растений, особенно к.б.н. Р.В. Малышеву, к.б.н. О.В. Дымовой, к.б.н. И.В. Далькэ, д.б.н. С.П. Масловой, к.б.н. М.А. Шелякину, асп. Е.В. Силиной за поддержку, сотрудничество и помощь в выполнении работы. Благодарю ведущего инженера-химика О.А. Кузиванову и инженера-химика К.В. Ермолину за помощь в проведении биохимических анализов, к.б.н. С.Н. Плюснину (Отдел лесобиологических проблем Севера ИБ Коми НЦ УрО РАН) - за сотрудничество и электронно-микроскопические исследования. Особую благодарность автор выражает научному сотруднику ЦКП «Молекулярная биология» и Отдела радиоэкологии ИБ Коми НЦ УрО РАН к.б.н. И.О. Велегжанинову за плодотворную совместную работу в изучении экспрессии генов. Благодарна научным сотрудникам СИФИБР СО РАН - д.б.н. О.И. Грабельных, к.б.н. О.А. Боровик, д.б.н., проф. В.К. Войникову за возможность и проведение совместных исследований по выделению и определению активности митохондрий, д.б.н. О.И. Грабельных - за постоянные консультации в области митохондриологии. Признательна к.б.н. М.С. Христину ИФПБ РАН (Пущино), к.б.н. М.Г. Малёвой, к.б.н. Н.В. Чукиной (УрФУ, Екатеринбург), а также коллегам из Ягиеллонского университета (Краков, Польша) - проф. K. Strzalka, P. Malec, A. Waloszek за сотрудничество и его результативность на разных этапах диссертационной работы.

Заключение диссертации по теме «Физиология и биохимия растений», Гармаш Елена Владимировна

ВЫВОДЫ

1. Установлены закономерности изменения дыхания и соотношения дыхательных путей в процессе деэтиоляции проростков пшеницы. Дыхание и вклад альтернативного пути возрастали, достигая максимума в течение первых 4-6 ч деэтиоляции, когда формировалась тилакоидная система. Вовлечение АП коррелировало с увеличением активности фотопротекторных механизмов хлоропласта.

2. Выявлены механизмы регуляции низкоэнергетического альтернативного пути транспорта электронов при деэтиоляции. Вовлечение АП коррелирует с уровнем экспрессии индуцируемого светом гена АОХ1а, слабо зависит от количества белка АОХ и не влияет существенно на энергетическую эффективность дыхания.

3. Показано кооперативное функционирование АОХ1а, энергодиссипирующей и антиоксидантной систем, контролирующих уровень накопления АФК и регулирующих синтез аскорбата в фотосинтезирующей клетке.

4. Выявлены онтогенетические закономерности изменения дыхания листьев двух видов злаков с разной жизненной стратегией. В дыхании молодых листьев яровой пшеницы и озимой ржи доминировал цитохромный путь. В зрелых листьях пшеницы вклад альтернативного пути повышался, а озимой ржи, наоборот, снижался, что обеспечивает необходимый для подготовки к перезимовке уровень энергопластических веществ.

5. Выявлено, что в оптимальных для роста условиях температуры (день/ночь 21/17°С) и минерального питания дыхание растений ячменя было интенсивным и чувствительным к ингибитору альтернативной оксидазы. При ограничении роста недостатком тепла (день/ночь 13/8°С) и/или минеральных элементов дыхание ячменя осуществлялось без заметного участия АП, что способствовало поддержанию ЭЭД в пределах 20-24 моль АТФ/моль глюкозы.

6. Выявлены эффекты CdSO4 (30, 60, 100 мкмоль) на рост, дыхание и соотношение дыхательных путей в растениях ячменя, выращиваемых при двух температурных режимах. Высокие дозы Cd снижали скорость дыхания в 2-3 раза, сильнее при пониженной температуре. Дыхание корней подавлялось сильнее, чем листьев. Низкие дозы Cd активировали связанное с АП поглощение О2 в корнях растений, выращиваемых при 21/17°С, тогда как высокие дозы Cd - при 13/8°С. ЭЭД корней всех вариантов, кроме высокой дозы Cd при 13/8°С, варьировало в пределах 20-25 мкмоль АТФ/ моль глюкозы.

7. Выявлено влияние уровня экспрессии гена АОХ1а на формирование путей адаптации растений Arabidopsis thaliana к воздействию УФ-В радиации в физиологически

288

приемлемой дозе. Дыхание листьев растений дикого типа и трансформантов со сверхэкспрессией АОХ1а возрастало за счет активации АП на 20 и 45% соответственно, антисенсовой по АОХ1а линии - на 20% за счет активации немитохондриальных оксидаз. УФ усиливал индукцию синтеза белка АОХ1 34 кДа и появление белка 30 кДа у всех линий арабидопсиса, включая антисенсовую.

8. Показана АОХ1а-зависимая экспрессия генов других нефосфорилирующих путей (1^А1, 2, ШС1, ШВ1,2,3, иСР1,5). В промоторах АгАОХ1а и генов НФП выявлены общие УФ-В, свето- и стрессозависимые ^ис-регуляторные элементы (CAREs).

9. Установлено, что растения арабидопсиса антисенсовой по АОХ1а линии адаптировались к действию УФ-В путем усиления активности антиоксидантной системы и накопления антоцианов, тогда как у линии со сверхэкспрессией АОХ1а ключевую роль в адаптации к фактору играет альтернативный путь дыхания. Общим признаком успешной адаптации всех линий является сохранение ЭЭД на уровне около 23 моль АТФ/моль глюкозы.

10. Выявлены закономерности изменения дыхания обработанных антоцианами растений бразильской элодеи при действии Cd и Мп. Обработка экзогенными антоцианами снижала фитотоксичность металлов, активировала дыхание растений, в основном за счет вовлечения АП. При увеличении АП от 20 до 40-50% от общего дыхания величина ЭЭД варьировала в пределах 18-21 моль АТФ/моль глюкозы.

11. Альтернативный путь и АОХ является неотъемлемой частью сбалансированной защитной системы клетки, участвует в сигналлинге, поддержании окислительно-восстановительного баланса и регуляции биоэнергетики в норме и при стрессах, вызываемых различными факторами (тяжелые металлы, УФ-радиация и др.). Антисенсовые по АОХ1а растения более чувствительны к неблагоприятным воздействиям. Увеличение доли АП в дыхании до 50% отражает адаптивную перестройку метаболизма и не влияет существенно на энергетический баланс.

Список литературы диссертационного исследования доктор наук Гармаш Елена Владимировна, 2021 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Абдрахимова Й.Р., Хохлова Л.П., Абдрахимов Ф.А. Особенности дыхания и морфологии митохондрий узлов кущения озимой пшеницы при действии низких температур и картолина // Физиология растений. 1998. Т. 45. № 2. С. 253-261.

Базилевская Н.А., Белоконь И.П., Щербакова А.А. Краткая история ботаники. М.: Наука, 1968. 310 с.

Балаур Н.С., Воронцов В.А., Клейман Э.И., Тон Ю.Д. Новая технология мониторинга СО2-обмена у растений // Физиология растений. 2009. Т. 56. № 3. С. 466-470.

Бараненко В.В. Супероксиддисмутаза в клетках растений // Цитология. 2006. Т. 48. № 6. С. 465-474.

Бах А.Н. О роли перекисей в процессах медленного окисления / // Журнал русского физико- химического общества. 1897. Т. XXIX. Вып. 6. С. 373-398.

Беденко В.П. Пшеница. В кн.: Частная физиология полевых культур. М.: Колос, 2005. С. 50-87.

Белицер В.А., Цыбакова Е.Т. О механизме фосфорилирования, сопряженного с дыханием // Биохимия. 1939. 4,5. С. 516-535.

Болдырев А.А., Кяйвяряйнен Е.И., Илюха В.А. Мембранология: Учебное пособие. Петрозаводск: Изд-во Кар НЦ РАН, 2006. 226. с.

Борисова Г.Г., Кислицина М.Н., Малева М.Г., Чукина Н.В. Изменение структурно-функциональных характеристик элодеи при загрязнении водной среды. // Водное хозяйство России. 2011. № 5. С. 42-50.

Боровский Г. Б., Ступникова И.В., Антипина А. И., Анучина О.С., Войников В.К. Ассоциация дегидринов с митохондриями пшеницы при низкотемпературной адаптации // Физиология растений. 2005. Т. 52. № 2. С. 1-6.

Ванюшин Б.Ф. Апоптоз у растений // Успехи биологической химии. 2001. Т. 41. С.

3-38.

Вознесенский В.Л., Заленский О.В., Семихатова О.А. Методы исследования фотосинтеза и дыхания растений. М.- Л.: Наука, 1965. 305 с.

Войников В.К. К вопросу о выделении интактных растительных митохондрий // Изв. Сиб. отд-ния АН СССР. Сер. биол. наук. 1980. Т.10. Вып.2. С.121-125.

Войников В.К. Энергетическая и информационная системы растительных клеток при гипотермии. - Новосибирск: Наука, 2013. 212 с.

Войников В.К., Иванова Г.Г., Рудиковский А.В. Белки теплового шока растений // Физиология растений. 1984. Т. 31. №5. С. 970-979.

290

Газарян И.Г., Хушпульян Д. М., Тишков В. И. Особенности структуры и механизма действия пероксидаз растений // Успехи биологической растений химии. 2006. Т. 46. С. 303-322.

Гармаш Е.В. Зависимость роста растений ячменя от уровня минерального питания кон- тролируется температурным режимом // Физиология растений. 2005. Т. 52. № 3. С. 384-391.

Гармаш Е.В. Митохондриальное дыхание фотосинтезирующей клетки // Физиология растений. 2016. Т. 63. № 1. С. 17-30.

Гармаш Е.В., Головко Т.К. Влияние кадмия на рост и дыхание ячменя при двух температурных режимах выращивания // Физиология растений. 2009. Т.56. № 3. С. 382387.

Гармаш Е.В., Головко Т.К. Влияние скорости роста ячменя, выращиваемого при разных температуре и обеспеченности минеральным питанием, на активность альтернативного пути дыхания // Физиология и биохимия культурных растений. 2011. Т. 43. № 2. С. 113-121.

Гармаш Е.В., Головко Т.К. СО2 -газообмен и рост Rhaponticum carthamoides ^ПЫ.) Щт в условиях подзоны средней тайги европейского Северо-Востока. 1. Зависимость фотосинтеза и дыхания от внешних факторов // Физиология растений. 1997. Т.44. №6. С.854-863.

Гармаш Е.В., Епова А.А. Сверхэкспрессия гена альтернативной оксидазы способствует поддержанию роста и развития растений арабидопсиса при действии ультрафиолетовой радиации // Известия Самарского научного центра Российской академии наук. 2013. Т. 15. № 3. С. 1254-1257.

Гармаш Е.В., Малышев Р.В., Головко Т.К. Соотношение дыхательных путей в молодом и зрелом листе пшеницы // Известия Нижегородского государственного университета. Биология. 2011. № 2(2). С. 52-59.

Гармаш Е.В., Малышев Р.В., Шелякин М.А., Головко Т.К. Активность дыхательных путей и фонд неструктурных углеводов в листе зеленеющих проростков яровой пшеницы // Физиология растений. 2014. Т.56. № 3. С. 382-387.

Гармаш Е.В., Маслова С.П., Далькэ И.В., Плюснина С.Н. Сравнительное исследование роста, фотосинтеза и дыхания некоторых бореальных видов в условиях средней и крайне-северной тайги // Теоретическая и прикладная экология. 2014. № 2. С. 27-36.

Голик К.Н. Темновое дыхание растений. Киев: Наукова думка, 1990. 140 с.

291

Головко Т. К., Пыстина Н. В. Альтернативный путь дыхания в листьях Rhodiola rosea L. и Ajuga reptans L.: возможная физиологическая роль // Физиология растений. 2001. Т. 48. С. 846-853.

Головко Т.К. Дыхание растений (физиологические аспекты). СПб.: Наука, 1999а. 204

с.

Головко Т.К. Количественное соотношение фотосинтеза и дыхания травянистых растений // Ботанический журн. 1983. Т. 68. № 6. С. 779-787.

Головко Т.К. Система показателей в исследованиях роли дыхания в продукционном процессе растений // Физиология растений. 1985. Т. 32. Вып. 5. С. 1004-1013.

Головко Т.К. Эколого-физиологические факторы продуктивности культурных растений в холодном климате // Агробиологические ресурсы Республики Коми и их рациональное использование / Под ред. Головко Т.К. и др. Сыктывкар (Коми научный центр УрО Российской АН), 19996. С. 55-60.

Головко Т.К., Гармаш Е.В. СО2-газообмен и рост Rhaponticum carthamoides (Willd.) Iljin в условиях подзоны средней тайги европейского Северо-востока. 2. Соотношение фотосинтеза и дыхания как показатель продуктивности и адаптивных реакций растений // Физиология растений. 1997. Т.44. С.864-872.

Головко Т.К., Добрых Е.В. Связь дыхания с содержанием азота в биомассе райграса однолетнего // Физиология растений. 1993. Т.40. № 3. С. 438-442.

Головко Т.К., Родина Н.А., Куренкова С.В., Табаленкова Г.Н. Ячмень на Севере (селекционно-генетические и физиолого-биохимические основы продуктивности). Екатеринбург: УрО РАН, 2004. 149 с.

Грабельных О. И., Побежимова Т. П., Павловская Н. С., Королева Н. А., Боровик О. А., Любушкина И. В., Войников В. К. Антиоксидантная фукнция альтернативной оксидазы в митохондриях озимой пшеницы при холодовом закаливании // Биологические мембраны. 2011. Т. 28. № 4. С. 274-283.

Грабельных О.И. Митохондриальные энергорассеивающие системы растений при действии низких температур. Автореф. дисс. ... докт. биол. наук. Иркутск: ФГБУН СИФИБР СО РАН, 2014. 47 с.

Грабельных О.И. Энергетические функции митохондрий растений в стрессовых условиях // Journal of Stress Physiology & Biochemistry. 2005. V. 1. No. 1. P. 37-54.

Грабельных О.И., Боровик О.А., Таусон Е.Л., Побежимова Т.П., Катышев А.И., Павловская Н.С., Королева Н.А., Любушкина И.В., Башмаков В.Ю., Попов В.Н., Боровский Г.Б., Войников В.К. Митохондриальные энергорассеивающие системы

(альтернативная оксидаза, разобщающие белки и «внешняя» NADH-дегидрогеназа) вовлечены в развитие морозоустойчивости проростков озимой пшеницы // Биохимия. 2014. Т. 79. В. 6. С. 647 - 662.

Грабельных О.И., Пивоварова Н.Ю., Побежимова Т.П., Колесниченко А.В., Войников В.К. Роль свободных жирных кислот в энергетическом метаболизме митохондрий проростков озимой пшеницы // Физиология растений. 2009. Т. 56. С. 369381.

Гудвин Т., Мерсер Э. Введение в биохимию растений: в 2 т. М.: Мир, 1986.

Джеймс В. Дыхание растений. Под ред. А.А. Ничипоровича. М.: Изд-во иностранной литературы, 1956. С. 1-440.

Жолкевич В.Н. Энергетика дыхания высших растений в условиях водного дефицита. М.: Наука, 1968. 230 с.

Жученко А.А. Рожь - важнейшая продовольственная и кормовая культура России / А.А. Жученко // Агропродовольственная политика. 2012. №3. С.14-21

Звягильская P.A. и Котельникова A.B. () Структура и функциональная активность дрожжевых митохондрий (монография). М.: ВИНИТИ, сер. Биол. Хим., 1991. Т. 36. 172 с.

Иванова Т.И., Кирпичникова О.В., Шерстнева О.А., Юдина О.С. Годичный цикл дыхания листьев вечнозеленых растений // Физиология растений, 1998. Т.45. С. 906-913.

Иванова Т.И., Семихатова О.А. Альтернативный транспорт электронов в дыхании растений разных климатических зон // Физиология растений. 1990. Т. 37. № 2. С. 258-262.

Кальве Э., Прат А. Микрокалориметрия. Применение в физической химии и биологии. М.: Изд-во ин. лит., 1963. 478 с.

Киселевский Д.Б., Самуилов В.Д., Гусев М.В. Программируемая гибель клеток растений: сигналы, передача сигналов, роль митохондрий и хлоропластов // Вестн. Моск. ун-та. 2006. Т. 16.ж С. 51-60.

Климов С.В. Пути адаптации растений к низким температурам // Успехи современной биологии. 2001. Т. 121. С. 3-22.

Колупаев Ю.Е., Горелова Е.И., Ястреб Т.О. Механизмы адаптации растений к гипотермии: роль антиоксидантной системы // Вюник ХНАУ. Серiя Бюлопя. 2018. Вип. 1(43). С. 6-33.

Кольман Я., Рём К.-Г. Наглядная биохимия. М.: Мир. 2000. 469 с.

Кондакова М.А. Влияние гипотермии на состав и активность суперкомплексов системы окислительного фосфорилирования митохондрий проростков гороха Pisum

sativum. Автореф. дисс. ... канд. биол. наук. Иркутск: ФГБУН СИФИБР СО РАН, 2017. 22 с.

Кондакова М.А., Уколова И.В., Боровский Г.Б., Войников В.К. Влияние гипотермии на содержание суперкомплексов и комплексов системы окислительного фосфорилирования в митохондриях проростков гороха Pisum sativum L. // Вестник ИрГСХА. 2016а. Выпуск 77. С. 71-78.

Кондакова М.А., Уколова И.В., Боровский Г.Б., Войников В.К. Новые суперкомплексы в системе окислительного фосфорилирования митохондрий проростков гороха Pisum sativum L. // Известия вузов. Прикладная химия и биотехнология. 20166. Т. 6, № 3. С. 143-146.

Костюк В.А., Потапович А.И. Биорадикалы и биоантиоксиданты. Минск: БГУб 2004.

174 с.

Кравец В.С. Развитие представлений об адаптации растений к низким температурам // Физиология и биохимия растений. 1996. Т. 28. № 3. С. 167-182.

Кравець В.С. Особливосп метаболiзму злаюв при дп низьких температур на рослини: Автореф. дис. ... докт. бюл. наук. - Чершвщ, 1999. - 34 с.

Криддл P.C., Брайденбах Р.В., Фонтана А.Дж., Генри Дж.-М., Смит Б.Н., Хансен Л.Д. Реакция дыхания растений на климат определяет их географическое распространение // Физиология растений. 1996. Т. 43. С. 813-821.

Кузнецов В.В. Гормональная регуляция биогенеза хлоропластов. Тимирязевские чтения LXXII. М.: Наука. 2018. 112 с.

Кузнецов Вл.В., Дмитриева Г.А. Физиология растений. В 2 т. Т. 2. Учебник для академического бакалавриата. М.: Юрайт, 2016. 459 с.

Кузнецов Вл.В., Шевякова Н.И. Пролин при стрессе: биологическая роль, метаболизм, регуляция // Физиология растений. 1999. Т. 46. С. 321-336.

Кулаева О.Н. Гормональная регуляция физиологических процессов на уровне синтеза РНК и белка. Тимирязевские чтения XLI. М.: Наука. 1982. 83 с.

Кулаева О.Н., Кузнецов В.В. Новейшие достижения и перспективы в области изучения цитокининов // Физиология растений. 2002. Т. 49. С. 626-640.

Кумаков В.А. Физиология яровой пшеницы. М.: Колос, 1980. 207 с.

Куперман И.А., Хитрово Е.В. Дыхательный газообмен как элемент продукционного процесса растений. Новосибирск: Наука. Сибирское отделение, 1977. 183 с.

Куперман Ф.М. Морфофизиология растений. М.: Высш. шк., 1973. 255 с.

294

Ленинджер А. Биохимия. Молекулярные основы структуры и функций клетки. М.: Мир, 1974. 960 с.

Лось Д.А. Молекулярные механизмы холодоустойчивости растений // Вестн. Российск. АН. 2005. Т. 7. № 4. С. 338-345.

Лузиков В.Н. Принципы контроля за формированием структур, осуществляющих дыхательные функции митохондрий // Успехи биологической химии. 2009. Т. 49. С. 77106.

Любимова, М.Н., Энгельгардт В.А. Аденозинтрифосфатаза и миозин мышцы // Биохимия. 1939. Т. 4. 716 с.

Май В.В., Андреева Т.Ф., Ничипопрович А.А. Рост и газообмен горчицы сарептской в отсутствие экзогенного азота // Физиология растений. 1987. Т. 34. Вып. 2. С. 244-253.

Май В.В., Головко Т.К. Дыхание корней овса в растворах солей // Дыхательный газообмен растений в посевах и природных фитоценозах / Под ред. Семихатовой О.А. и др. Сыктывкар (Тр. Коми НЦ УрО АН СССР, № 94), 1988. С. 82-88.

Малева М. Г., Некрасова Г. Ф., Борисова Г. Г., Чукина Н. В., Ушакова О. С. Влияние тяжелых металлов на фотосинтетический аппарат и антиоксидантный статус элодеи // Физиология растений. 2012. Т. 59. № 2. С. 216-224.

Малышев Р.В., Скупченко Л.А., Головко Т.К. Рост и устойчивость Syringa vulgaris L. и Syringa josikaea Jacq. (Oleaceae) в условиях таежной зоны Республики Коми // Растительные ресурсы. 2009. Вып. 3. С. 44-50.

Малышев Р.В., Шелякин М.А., Головко Т.К. Нарушение покоя почек влияет на дыхание и энергетический баланс побегов черники обыкновенной на начальном этапе роста // Физиология растений. 2016. Т. 63. № 3. С. 434 - 442.

Мамушина Н.С., Зубкова Е.К. Функционирование цикла Кребса на свету в условиях естественной концентрации СО2 в автотрофных тканях листа С3-растений // Физиология растений. 1992. Т. 39. № 4. С. 692-697.

Медведев С.С. Физиология растений. Учебник. СПб: Изд-во С.-Петерб. ун-та, 2004. 336. с.

Мокроносов А.Т. Онтогенетический аспект фотосинтеза. Москва: Наука, 1981. 196 с.

Мокроносов А.Т. Фотосинтетическая функция и целостность растительного организма. Тимирязевские чтения XLII. М.: Наука, 1983. 64 с.

Ничипорович А.А. Задачи работ по изучению фотосинтетической деятельности растений как фактора продуктивности // Фотосинтезирующие системы высокой продуктивности. Под ред. А.А. Ничипоровича. М.: Наука, 1966. С. 7-50.

Ничипорович А.А. Фотосинтез и теория получения высоких урожаев. XV Тимирязевские чтения. М.: Изд-во АН СССР, 1956. 94 с.

Ничипорович А.А. Фотосинтетическая деятельность растений как основа их продуктивности в биосфере и земледелии. Фотосинтез и продукционный процесс. М.: Наука, 1988. С. 5-28.

Одинцова М.С., Юрина Н.П. Сигнальные системы митохондрий растений: ретроградная регуляция // Физиология растений. 2010. Т. 57. № 1. С. 9-22.

Опритов В.А. Н -АТФаза плазматической мембраны - основная электрогенная система высших растений // Соровский образовательный журнал. 2000. Т. 6. № 3. С. 28-32.

Пастер Л. Исследования о брожениях. Серия: Классики естествознания. Перевод с французского под редакцией и с комментариями проф. Г.Л. Селибера. С приложением статьи К.А. Тимирязева «Луи Пастер». Москва-Ленинград: ОГИЗ-СЕЛЬХОЗГИЗ, 1937. 488 с.

Побежимова Т.П., Колесниченко А.В., Грабельных О.И. Методы изучения митохондрий растений. Полярография и электрофорез. Отв. ред. Р.К. Саляев. М.: ООО "НПК "ПРОМЭКОБЕЗОПАСНОСТЬ", 2004. 98 с.

Попов В.Н., Федорин Д.Н., Епринцев А.Т. Световая регуляция экспрессии сукцинатдегидрогеназы в листьях Arabidopsis thaliana // Физиология растений. 2007. Т. 64. № 3. С. 409-415.

Радюкина Н.Л., Иванов Ю.В., Шевякова Н.И. Методы оценки содержания активных форм кислорода, низкомолекулярных антиоксидантнов и активностей основных антиоксидантных ферментов // Молекулярно-генетические и биохимические методы в современной биологии растений / под ред. Вл.В. Кузнецова, В.В. Кузнецова, Г.А. Романова. М.: БИНОМ. Лаборатория знаний, 2011. С. 347-365.

Рахманкулова З. Ф. Уровни регуляции энергетического обмена в растениях // Вестник Башкирского университета. 2009. Т. 14. №3(1). С. 1141-1154.

Рахманкулова З.Ф. Взаимосвязь дыхания и фотосинтеза в норме и при стрессе у разных видов растений // Вестник Башкирского университета. 2001. № 2 (I). С. 68-70.

Рахманкулова З.Ф. Дыхательные суперкомплексы растительных митохондрий: структура и возможные функции // Физиология растений. 2014. Т. 61. С. 1-13.

Рахманкулова З.Ф. Фотодыхание: роль в продукционном процессе и в эволюции С4-растений // Физиология растений. 2018. Т. 65. С. 163-180.

Рахманкулова З.Ф., Рамазанова Г.А., Мустафина А.Р., Усманов И.Ю. Оценка дыхательных затрат на адаптацию у растений с разной устойчивостью к дефициту и избытку элементов минерального питания // Физиология растений. 2001. Т. 48. С. 753-759.

Рахманкулова З.Ф., Федяев В.В., Подашевка О.А., Усманов И.Ю. Альтернативные пути дыхания и вторичный метаболизм у растений с разными типами адаптивных "стратегий" при дефиците минерального питания // Физиология растений. 2003. Т. 50. №2. С. 231-237.

Рогов А. Г., Суханова Е.И., Уральская Л.А., Аливердиева Д.А., Звягильская Р.А. Альтернативная оксидаза: распространение, индукция, свойства, структура, регуляция, функции // Успехи биологической химии. 2014. Т. 54. С. 413-456.

Рубин Б.А. Курс физиологии растений. 1971. 672 с.

Рэкер Э. Биоэнергетические механизмы: новые взгляды. М.: Мир, 1979. 216 с.

Семихатова О. А., Чулановская М. В. Манометрические методы изучения дыхания и фотосинтеза растений. Л.: Наука, 1965. 168 с.

Семихатова О.А. Дыхание поддержания и адаптация растений // Физиология растений. 1995. Т. 42. № 2. С. 312-319.

Семихатова О.А. Методы оценки энергетической эффективности дыхания растений. Л.: Наука, 1967. 96 с.

Семихатова О.А. Смена дыхательных систем. Критический анализ методов исследования. Л.: Наука, 1969. С. 1-128.

Семихатова О.А. Энергетика дыхания растений в норме и при экологическом стрессе. ХЦУШ Тимирязевские чтения. Л.: Наука, 1990. 72 с.

Семихатова О.А. Энергетика дыхания растений при повышенной температуре. Л.: Наука, 1974. 112 с.

Семихатова О.А., Чиркова Т.В. Физиология дыхания растений: Учеб. пособие. СПб.: Изд-во С.-Петерб. ун-та, 2001. 224 с.

Семихатова О.А., Юдина О.С. 60 лет изучения темнового дыхания растений разных биомов в лаборатории экологической физиологии Ботанического института им. В.Л. Комарова РАН // Ботанический журнал. 2012. Т. 97. № 4. С. 538-557.

Серегин И.В., Иванов В.Б. Физиологические аспекты токсического действия кадмия и свинца на высшие растения // Физиология растений. 2001. Т. 48. С. 606-630.

Скулачев В.П. Аккумуляция энергии в клетке. М.: Наука, 1969.

Скулачев В.П. Законы биоэнергетики // Соросовский Образовательный Журнал. 1997. № 1. С. 9-14.

Скулачев В.П. Кислород в живой клетке: добро и зло // Соросовский Образовательный Журнал. 1996. № 3. С. 4-16.

Скулачев В.П. Эволюция, митохондрии и кислород // Соросовский Образовательный Журнал. 1999. № 9. С. 4-10.

Скулачев В.П. Энергетика биологических мембран. М.: Наука, 1989, 564 с.

Стржалка К., Костецка-Гугала А., Латовски Д. Каротиноиды растений и стрессовое воздействие окружающей среды: роль модуляции физических свойств мембран каротиноидами // Физиология растений. 2003. Т. 50. С. 188-193.

Тарасенко В.И., Гарник Е.Ю., Константинов Ю.М. Экспрессия гена gdh2 арабидопсиса зависит от активности альтернативного переноса электронов в митохондриях // Biopolymers and Cell. 2012. V. 28. P. 363-367.

Тарчевский И.А. Метаболизм растений при стрессе (избранные труды). Казань: Фэн, 2001. 448 с.

Тооминг Х.Г. Экологические принципы максимальной продуктивности посевов. Ленинград: Гидрометеоиздат, 1984. 246 с.

Трунова Т.И. Растение и низкотемпературный стресс: 64-е Тимиряз. чт. - М.: Наука, 2007. 54 с.

Фамицин А.С. Обмен веществ и превращения энергии в растениях. СПб., 1883. 816

с.

Хансен Л.Д., Тейлор Д.С., Смит Б.Н., Кридл Р.С. Связь между ростом растения и дыханием: экологические аспекты и отбор лучших сортов культурных растений // Физиология растений. 1996. Т. 43. № 6. С. 805-812.

Чиков В.И. Фотодыхание // Соровский образовательный журнал. 1996. № 11. С. 2-8.

Шакирова Ф.М., Аллагулова Ч.Р., Безрукова М.В., Авальбаев А.М., Гималов Ф.Р. Роль эндогенной АБК в индуцируемой холодом экспрессии TADHN гена дегидрина в проростках пшеницы // Физиология растений. 2009. Т. 56, № 5. С. 796-800.

Шелякин М.А., Захожий И.Г., Головко Т.К. Онтогенетические аспекты дыхания растений (на примере Rubus chamaemorus L.) // Физиология растений. 2016. Т. 63. № 1. С. 98-107.

Шугаев А.Г. Альтернативная CN-резистентная оксидаза митохондрий растений: структурная организация, механизмы регуляции активности, возможная физиологическая роль // Физиология растений. 1999. Т. 46. № 2. С. 307-320.

Шугаев А.Г. Дыхание запасающих органов растений и его регуляция в ходе онтогенеза. Автореф. дисс. докт. биол. наук. Москва: ИФР им. К.А. Тимирязева РАН, 2003. 47 с.

Шугаев А.Г., Буцанец П.А., Андреев И.М., Шугаева Н.А. Влияние салициловой кислоты на метаболическую активность митохондрий растений // Физиология растений. 2014. Т. 61 С. 555-564.

Шугаев А.Г., Выскребенцева А.И., Шугаева Н.А. Сезонные изменения активности митохондриальных оксидаз в высечках из взрослых листьев сахарной свеклы, опредляемые с помощью традиционных методов ингибиторного анализа // Физиология растений. 1998. Т. 45, № 5. С. 670-678.

Шугаев А.Г., Выскребенцева Э.И. Сукцинат «монополизирует» дыхательную цепь митохондрий растущих корнеплодов сахарной свеклы // Физиология растений. 1988. Т. 35. Вып. 3. С. 421-426.

Шугаева Н.А., Выскребенцева Э.И., Орехова С.О., Шугаев А.Г. Влияние водного дефицита на дыхание проводящих пучков листового черешка сахарной свеклы // Физиология растений. 2007. Т. 54. №. 3. С. 373-380.

Шугаева Н.А., Выскребенцева Э.И., Орехова С.О., Шугаев А.Г. Влияние водного дефицита на дыхание проводящих пучков листового черешка сахарной свеклы // Физиология растений. 2007. Т. 54. №. 3. С. 373-380.

Энгельгардт В.А. Анаэробный распад и аэробный ресинтез пирофосфата в красных кровяных клетках птиц // Казанский медицинский журнал. 1931. № 4-5. С. 496-501.

Юрина Н.П., Одинцова М. С. Сигнальные системы митохондрий растений: ретроградная регуляция // Физиология растений. 2010. Т. 57. № 1. С. 9-22.

Abe M.K., Saelzler M.P., Espinosa R., Kahle K.T., Hershenson M.B., Le Beau M.M., Rosner M.R. ERK8, a new member of the mitogen-activated protein kinase family // J. Biol. Chem. 2002. V. 277. P. 16733-16743.

Aebi H. Catalase. In: Hans Ulrich Bergmeyer (Ed.), Methods Enzymat. Anal. (Second Edition). Elsevier, 1974. V. 3. P. 673-684.

Agius S.C., Bykova N.V., Igamberdiev A.U., Moller I.M. The internal rotenone-insensitive NADPH dehydrogenase contributes to malate oxidation by potato tuber and pea leaf mitochondria // Physiol. Plant. 1998. V. 104. P. 329-336.

Albury M.S., Elliott C., Moore A.L. Towards a structural elucidation of the alternative oxidase in plants // Physiol. Plant. 2009. V. 137. P. 316-327.

Alscher R.G., Erturk N., Heath L.S.J. Role of superoxide dismutases (SODs) in controlling oxidative stress in plants // J. Exp. Bot. 2002. V. 3(372). P. 1331-1341.

Amirsadeghi S., Robson C.A., McDonald A.E., Vanlerberghe G.C. Changes in plant mitochondrial electron transport alter cellular levels of reactive oxygen species and susceptibility to cell death signaling molecules // Plant Cell Physiol. 2006. V. 47(11). P. 1509-1519.

Amirsadeghi S., Robson C.A., Vanlerberghe G.C. The role of the mitochondrion in plant responses to biotic stress // Physiol. Plant. 2007. V. 129. P. 253-266.

Amthor J.S. Respiration and carbon assimilate use. In: Physiology and Determination of Crop Yield. American Society of Agronomy etc.: Madison, USA, 1994. P. 221-249.

Amthor J.S. The McCree-de Wit-Penning de Vries-Thornley respiration paradigms: 30 years later // Annals of Botany. 2000. V. 86. P. 1-20.

Amthor J.S., Bar-Even A., Hanson A.D., Millar A.H., Stitt M., Sweetlove L.J., Tyerman S.D. Engineering strategies to boost crop productivity by cutting respiratory carbon loss // Plant Cell. 2019. V. 31. P. 297-314.

Andersson M.E., Nordlund P. A revised model of the active site of alternative oxidase // FEBS Lett. 1999. V. 449(1). P. 17-22.

Anekonda T.S., Criddle R.S., Bacca M., Hansen L.D. Contrasting adaptation of two Eucalyptus subgenera is related to differences in respiratory metabolism // Funct. Ecol. 1999. V. 13. P. 675-682.

Armstrong A.F., Badger M.R., Day D.A., Barnet M.M., Smith P.M.C., Millar A.H., Whelan J., Atkin O.K. Dynamic changes in the mitochondrial electron transport chain underpinning cold acclimation of leaf respiration // Plant Cell Environ 2008. V. 31. P. 11561169.

Arnholdt-Schmitt B. Efficient cell reprogramming as a target for functional-marker strategies? Towards new perspectives in applied plant-nutrition research // Journal of Plant Nutrition and Soil Science. 2005. V. 168. P. 617-624.

Arnholdt-Schmitt B., Costa J.H., de Melo D.F. AOX - a functional marker for efficient cell reprogramming under stress? // Trends Plant Sci. 2006. V. 11. P. 281-287.

Asada K. The water-water cycle in chloroplasts: scavenging of active oxygens and dissipation of excess photons // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1999. V. 50. P. 601639.

Atkin O.K., Macherel D. The crucial role of plant mitochondria in orchestrating drought tolerance // Annals of Botany. 2009. V. 103. P. 581-597.

Atkin O.K., Tjoelker M.G. Thermal acclimation and dynamic response of plant Respiration to temperature // Trends in Plant Science. 2003. V. 8. P. 343-351.

Atkin O.K., Zhang Q., Wiskich J.T. Effect of temperature on rates of alternative and cytochrome pathway respiration and their relationship with the redox poise of the quinone pool // Plant Physiol. 2002. V. 128. P. 212-222.

Azcon-Bieto J., Lambers H., Day D.A. Respiratory properties of developing bean and pea leaves // Australian Journal of Plant Physiology. 1983. V. 10. P. 237-245.

Baek K.-H., Skinner D.Z. Alteration of antioxidant enzyme gene expression during cold acclimation of near isogenic wheat lines // Plant Sci. 2003. V. 165. P. 1221-1227.

Bahr J.T., Bonner W.D., Jr. Cyanide-insensitive respiration. II. Control of the alternative pathway // J. Biol. Chem. 1973. V. 248. P. 3446-3450.

Baker D., Nelson J.M. Tyrosinase and plant respiration // J. Gen. Physiol. 1943. V. 26. № 3. P. 269.

Bartoli C.G., Pastori G.M., Foyer C.H. Ascorbate bioshynthesis in mitochondria is linked to the electron transport chain between complexes III and IV // Plant Physiol. 2000. V. 123. P. 335-343.

Bartoli C.G., Yu J., Gómez F., Fernández L., McIntosh L., Foyer C.H. Inter-relationships between light and respiration in the control of ascorbic acid synthesis and accumulation in Arabidopsis thaliana leaves // J. Exp. Bot. 2006. V. 57(8). P. 1621-1631.

Bazán S., Mileykovskaya E., Mallampalli V.K., Heacock P., Sparagna G.C., Dowhan W. Cardiolipin-dependent reconstitution of respiratory supercomplexes from purified Saccharomyces cerevisiae Complexes III and IV // J. Biol. Chem. 2013. V. 288 (1). P. 401-411.

Beauchamp C.O., Fridovich I. Superoxide dismutase: improved assays and an assay applicable to acrylamide gels // Anal. Biochem. 1971. V. 44. P. 276-287.

Beavis A.D., Vercesi A.E. Anion uniport in plant mitochondria is mediated by a Mg2+-insensitive inner membrane anion channel // The Journal of Biological Chemistry. 1992. V. 267. No.5. P. 3079-3087.

Beevers H. Respiratory metabolism in plants. Harper & Row Publishers: New York, Evanston, London, 1961. 232 p.

Bellincampi D., Dipierro N., Salvi G., Cervone F., De Lorenzo G. Extracellular H2O2 induced by oligogalacturonides is not involved in the inhibition of the auxinregulated rolB gene expression in tobacco leaf explants // Plant Physiol. 2000. V. 122. P. 1379-1385.

Bendall D. S., Bonner W.D., Jr. Cyanide-insensitive respiration in plant mitochondria // Plant Physiol. 1971. V. 47. P. 236-245.

Berthold D.A., Siedow J.N. Partial purification of the cyanide-resistant alternative oxidase of skunk cabbage (Symplocarpus foetidus) mitochondria // Plant Physiol. 1993. V. 101(1). P. 113-119.

Berthold D.A., Voevodskaya N. Stenmark P. Grasland A., Nordlund P. EPR studies of the mitochondrial alternative oxidase: evidence for a diiron carboxylate center // J. Biol. Chem. 2002. V. 277. P. 43608-43614.

Bewley J.D., Hempel F.D. McCormick S., Zambryski P. Chapter 19. Reproductive development // Biochemistry and molecular biology of plants / Ed. Buchanan B.B., Gruissem W., Jones R.L. Rockville, Maryland: American Society of Plant Physiologists. 2000. P. 9881043.

Bhagvat K., Hill R. Cytochrome oxidase in higher plants // New Phytol. 1951. V. 50. № 1. P. 112-120.

Bishop T., Brand M. D. Process contributing to metabolic depression in hepatopancreas cells from thye snail Helix aspersa // J. Exp. Biol. 2000. V. 203. P. 3603-3612.

Blasing O.E., Gibon Y., Gunther M., Hohne M., Morcuende R., Osuna D., Thimm O., Usadel B., Scheible W.-R., Stitt M. Sugars and circadian regulation make major contributions to the global regulation of diurnal gene expression in Arabidopsis // The Plant Cell. 2005. V. 17. P. 3257-3281.

Borecky J., Maia I.G., Arruda P. Mitochondrial uncoupling proteins in mammals and plants // Biosci. Rep. 2001. V. 21. P. 201-211.

Borecky J., Nogueira F.T.S., de Oliveira K.A.P., Maia I.G., Vercesi A.E., Arruda P. The plant energy-dissipating mitochondrial systems: depicting the genomic structure and the expression profiles of the gene families of uncoupling protein and alternative oxidase in monocots and dicots // J. Exp. Bot. 2006. V. 57. P. 849-864.

Bouma T.J. Understanding plant respiration. In: Lambers H., Ribas-Carbo M. (eds) Plant Respiration: From Cell to Ecosystem, Vol. 18. Advances in Photosynthesis and Respiration Series, 2005. Springer: Dordrecht, The Netherlands. P. 177-194.

Boyes D C., Zayed A.M., Ascenzi R., McCaskill A.J., Hoffman N.E., Davis K.R., Gorlach J. Growth stage-based phenotypic analysis of Arabidopsis: A model for high throughput Functional genomics in plants // The Plant Cell. 2001. V. 13. P. 1499-1510.

Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. 1976. V. 72. P. 248254.

Brand M.D., Nicholls D.G. Assessing mitochondrial dysfunction in cells // Biochem. J. 2011. V. 435. P. 297-312.

Brandalise M., Maia I.G., Borecky J., Vercesi A.E., Arruda P. Overexpression of plant uncoupling mitochondrial protein in transgenic tobacco increases tolerance to oxidative stress // J. Bioenerg Biomembr. 2003b. V. 35. P. 203-209.

Brandalise M., Maia I.G., Borecky J., Vercesi A.E., Arruda P. ZmPUMP encodes a maize mitochondrial uncoupling protein that is induced by oxidative stress // Plant. Sci. 2003 a. V. 165. P. 329-335.

Breidenbach R.W., Saxton M.J., Hansen L.D., Criddle R.S. Heat generation and dissipation in plants: can the alternative oxidation phosphorylation pathway serve a thermoregulatory role in plant tissues other than specialized organs // Plant Physiol. 1997. V. 114. P. 1137-1140.

Brown B.A., Jenkins G.I. UV-B signalling pathways with different fluence-rate response profiles are distinguished in mature Arabidopsis leaf tissue by requirement for UVR8, HY5, and HYH // Plant Physiol. 2008. V. 146. P. 576-88.

Bultema J.B., Braun H.-P., Boekema E.J., Kouril R. Megacomplex organization of the oxidative phosphorylation system by structural analysis of respiratory supercomplexes from potato // Biochim. Biophys. Acta. 2009. V. 1787. P. 60-67.

Caldwell M.M., Bornman J.F., Ballare C.L., Flint S.D., Kulandaivelu G. Terrestrial ecosystems, increased solar ultraviolet radiation, and interactions with other climate change factors // Photochem. Photobiol. Sci. 2007. V. 6. P. 252-266.

Campos M.D., Cardoso H.G., Linke B., Costa J.H., Fernandes de Melo D., Justo L., Frederico A.M., Arnholdt-Schmitt B. Differential expression and co-regulation of carrot AOX genes (Daucus carota) // Physiol. Plant. 2009. V. 137. P. 578-591.

Cannell M.G.R., Thornley J.H.M. Modelling the components of plant respiration: some guiding principles // Ann. Bot. 2000. V. 85. P. 45-54.

Cardoso H.G., Campos M.D., Costa A.R., Campos M.C., Nothnagel T., Arnholdt-Schmitt B. Carrot alternative oxidase gene AOX2a demonstrates allelic and genotypic polymorphisms in intron 3 // Physiol. Plant. 2009. V. 137. P. 592-608.

Cecconi D., Orzetti S., Vandelle E., Rinalducci S., Zolla L., Delledonne M. Protein nitration during defense response in Arabidopsis thaliana // Electrophoresis. 2009. V. 30. P. 2460-2468.

Chaban Y., Boekema E.J., Dudkina N.V. Structures of mitochondrial oxidative phosphorylation supercomplexes and mechanisms for their stabilisation // Biochim. Biophys. Acta. 2014. V. 1837(4). P. 418-426.

Chai T.-T., Simmonds D., Day D.A., Colmer T.D., Finnegan P.M. A GmAOX2b antisense gene compromises vegetative growth and seed production in soybean // Planta. 2012. V. 236. P. 199-207.

Chaitanya K.S.K., Naithani S.C. Role of superoxide, lipid peroxidation and superoxide dismutase in membrane perturbation during loss of viability in seeds of Shorea robusta Gaertn. New Phytol. // 1994. V. 126. P. 623-627.

Chalker-Scott L. Environmental significance of anthocyanins in plant stress responses // J. Raman Spectroscopy. 1999. V. 70. P. 1-9.

Chance B., Maehly A.C. Assay catalase and peroxidase. In: Colowick, S.P., Kaplan, N.O. (Eds.), Methods in Enzymology. Academic Press, New York, 1955. pp. 764-775.

Chance B., Williams G.R. Rerpiratory enzymes in oxidative phosphorylation: IV. The respiratory chain // J. Biol. Chem. 1955. V. 217. P. 409-428.

Chance B.W., Williams V.R. The respiratory chain and oxidative phosphorylation // Adv. Enzymol. 1956. V.17. No 1. P. 65-132.

Chapin III, F.S. The mineral nutrition of wild plants // Annual Review of Ecology and Systematics. 1980. V. 11. P. 233-260.

Cheah M.H., Millar A.H., Myers R.C., Day D.A., Roth J., Hillier W., Badger M R. Online oxygen kinetic isotope effects using membrane inlet mass spectrometry can differentiate between oxidases for mechanistic studies and calculation of their contributions to oxygen consumption in whole tissues // Anal. Chem. 2014. V. 86. P. 5171-5178.

Childs K.L., Hamilton J.P., Zhu W., Ly E., Cheung F., Wu H., Rabinowicz P.D., Town C.D., Buell C.R., Chan A.P. The TIGR plant Transcript Assemblies database // Nucleic Acids Res. 2007. V. 35. D846-851 (Database issue).

Choi S.M., Jeong S.W., Jeong W.J., Kwon S.Y., Chow W.S., Park Y.I. Chloroplast Cu/Zn-superoxide dismutase is highly sensitive site in cucumber leaves chilled in the light // Planta 2002. V. 216. P. 315-324.

Clifton R., Lister R., Parker K.L., Sappl P.G., Elhafez D., Millar A.H., Day D.A., Whelan J. Stress-induced co-expression of alternative respiratory chain components in Arabidopsis thaliana // Plant Mol. Biol. 2005. V. 58. P. 193-212.

Clifton R., Millar A.H., Whelan J. Alternative oxidases in Arabidopsis: a comparative analysis of differential expression in the gene family provides new insights into function of non-phosphorylating bypasses // Biochim. Biophys. Acta. 2006. V. 1757. P. 730-741.

Cogliati S., Calvo E., Loureiro M., Guaras A.M., Nieto-Arellano R., Garcia-Poyatos C., Ezkurdia I., Mercader N., Vázquez J., Enriquez J.A. Mechanism of super-assembly of respiratory complexes III and IV // Nature. 2016. V. 539(7630). P. 579-582.

Considine M.J., Daley D.O., Whelan J. The expression of alternative oxidase and uncoupling protein during fruit ripening in mango // Plant Physiol. 2001. V. 126. P.1619-1629.

Considine M.J., Goodman M., Echtay K.S., Laloi M., Whelan J., Brand M.D., Sweetlove L.J. superoxide stimulates a proton leak in potato mitochondria that is related to the activity of uncoupling protein // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. No.25. P. 22298-22302.

Considine M.J., Holtzapffel R.C., Day D.A., Whelan J., Millar A.H. Molecular distinction between alternative oxidase from monocots and dicots // Plant Physiol. 2002. V. 129. P. 949953.

Costa J.H., Cardoso H.G., Campos M.D., Zavattieri A., Frederico A.M., Fernandes de Melo D., Arnholdt-Schmitt B. Daucus carota L. - an old model for cell reprogramming gains new importance through a novel expansion pattern of alternative oxidase (AOX) genes // Plant Physiol. Biochem. 2009. V. 47. P. 753-759.

Costa J.H., Hasenfratz-Sauder M.P., Pham-Thi A.T., Lima M.D.S., Dizengremel P., Jolivet Y., de Melo D.F. Identification in Vigna unguiculata (L.) Walp. of two cDNAs encoding mitochondrial alternative oxidase orthologous to soybean alternative oxidase genes 2a and 2b // Plant Sci. 2004. V. 167. P. 233-239.

Costa J.H., Mota E.F., Cambursano M.V., Lauxmann M.A., Oliveira L.M.N., Silva Lima M.G., Orellano, E.G., Fernandes de Melo D. Stress-induced co-expression of two alternative oxidase (VuAox1 and 2b) genes in Vigna unguiculata // J. Plant Physiol. 2010. V. 167. P. 561570.

Costa J.H., Pereira dos Santos C., de Sousa e Lima B., Moreira Netto A. N., da Cruz Saraiva K.D., Arnholdt-Schmitt B. In silico identification of alternative oxidase 2 (AOX2) in monocots: A new evolutionary scenario // J. Plant Physiol. 2017. V. 210. P. 58-63.

Cui H., Gobbato E., Kracher B., Qiu J., Bautor J., Parker J.E. A core function of EDS1 with PAD4 is to protect the salicylic acid defense sector in Arabidopsis immunity // New Phytol. 2017. V. 213. P. 1802-1817.

Curi G.C., Welchen E., Chan R.L., Gonzalez D.H. Nuclear and mitochondrial genes encoding cytochrome c oxidase subunits respond differently to the same metabolic factors // Plant Physiol. Biochem. 2003. V. 41. P. 689-693.

Cuttriss A.J., Chubb A.C., Alawady A., Grimm B., Pogson B.J. Regulation of lutein biosynthesis and prolamellar body formation in Arabidopsis // Funct. Plant Biol. 2007. V. 34. P. 663-672.

Cvetkovska M., Dahal K., Alber N.A., Jin C., Cheung M., Vanlerberghe G.C. Knockdown of mitochondrial alternative oxidase induces the 'stress state' of signaling molecule pools in Nicotiana tabacum, with implications for stomatal function // New Phytol. 2014. V. 203. P. 449461.

Cvetkovska M., Vanlerberghe G.C. Alternative oxidase impacts the plant response to biotic stress by influencing the mitochondrial generation of reactive oxygen species // Plant Cell Environ. 2013. V. 36. P. 721-732.

Cvetkovska M., Vanlerberghe G.C. Coordination of a mitochondrial superoxide burst during the hypersensitive response to bacterial pathogen in Nicotiana tabacum // Plant Cell Environ. 2012. V. 35. P. 1121-1136.

Czechowski T., Stitt M., Altmann T., Udvardi M.K., Scheible W.R. Genome-wide identification and testing of superior reference genes for transcript normalization in Arabidopsis // Plant Physiol. 2005. V. 139. P. 5-17.

Dai L.-P., Xiong Z.-T., Huang Y., Li M.-J. Cadmium-induced changes in pigments, total phenolics, and phenylalanine ammonia-lyase activity in fronds of Azolla imbricata // Environ. Toxicol. 2006. V. 21(5). P. 505-512.

Dassa E.P., Dufour E., Goncalves S., Jacobs H.T., Rustin P. The alternative oxidase, a tool for compensating cytochrome c oxidase deficiency in human cells // Physiol. Plant. 2009. V. 137. P. 427-434.

Davies K.M., Anselmi C., Wittig I., Faraldo8Gomez J.D., Kuhlbrandt W. Structure of the yeast F1F0-ATP synthase dimer and its role in shaping the mitochondrial cristae // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2012. V. 109. P. 13602-13607.

Day D.A., De Vos O.S., Wilson D., Lambers H. Regulation of respiration in the leaves and roots of two Lolium perenne populations with contrasting mature leaf respiration rates and crop yield // Plant Physiol. 1985. V. 78. № 4. P. 678-683.

Day D.A., Krab K., Lambers H., Moore A.L., Siedow J.N., Wagner A.M., Wiskich J.T. The cyanide-resistant oxidase: to inhibit or not to inhibit, that is the question // Plant Physiol. 1996. V. 110. P. 1-2.

De Clercq I., Vermeirssen V., Van Aken O., Vandepoele K., Murcha M.W., Law S.R., Inzé A., Ng S., Ivanova A., Rombaut D., van de Cotte D., Jaspers P., Van de Peer Y., Kangasjärvi J., Whelan J., Van Breusegem F. The membrane-bound NAC transcription factor ANAC013 functions in mitochondrial retrograde regulation of the oxidative stress response in Arabidopsis // The Plant Cell. 2013. V. 25. P. 3472-3490.

De Gara L.D., Locato V., Dipierro S., de Pinto M.C. Redox homeostasis in plants. The challenge of living with endogenous oxygen production // Respir. Physiol. Neurobiol. 2010. P. S13-S19.

Dehal P., Satou Y., Campbell R.K. et al. The draft genome of Ciona intestinalis: insights into chordate and vertebrate origins // Science. 2002. V. 298(5601). P. 2157-2167.

Del-Saz N. F., Ribas-Carbo M., McDonald A. E., Lambers H., Fernie A.R., Florez-Sarasa I. An in vivo perspective of the role(s) of the alternative oxidase pathway // Trends Plant Sci. 2018. V. 23. P. 206-219.

Del-Saz N. F., Romero-Munar A., Cawthray G.R., Aroca R., Baraza E., Flexas J., Ribas-Carbo M. Arbuscular mycorrhizal fungus colonization in Nicotiana tabacum decreases the rate of both carboxylate exudation and root respiration and increases plant growth under phosphorus limitation // Plant and Soil. 2017b. V. 416. P. 97-106.

Del-Saz N.F. Ribas-Carbo M., Martorell G., Fernie A.R., Florez-Sarasa I. Measurements of electron partitioning between cytochrome and alternative oxidase pathways in plant tissues // Methods Mol. Biol. 2017a. V.1670. P. 203-217.

Del-Saz N.F., Clemente-Moreno M.J., Mhadhbi H., Flexas J., Fernie A.R., Ribas-Carbó M. Salinity tolerance is related to cyanide-resistant alternative respiration in Medicago truncatula under sudden severe stress // Plant Cell Environ. 2016. V. 39 P. 2361-2369.

DeLucia E.H., Drake J.E., Thomas R.B., Gonzalez-Meler M. Forest carbon use efficiency: is respiration a constant fraction of gross primary production? // Global Change Biology. 2007. V. 13. P. 1157-1167.

Demmig-Adams B. Carotenoids and photoprotection: a role for the xanthophyll zeaxanthin // Biochim. Biophys. Acta. 1990. V. 1020. P. 1-24.

Demming-Adams B., Adams W.W. III. Xanthophyll cycle and light stress in nature: uniform response to excess direct sunlight among higher plant species // Planta. 1996. V. 198. P. 460-470.

Desikan A.-H., Mackerness S., Hancock J.T., Neill S.J. Regulation of the Arabidopsis transcriptome by oxidative stress // Plant Physiol. 2001. V. 127. P. 159-172.

Dinakar C., Abhaypratap V., Yearla S.R., Raghavendra A.S., Padmasree K. Importance of ROS and antioxidant system during the beneficial interactions of mitochondrial metabolism with photosynthetic carbon assimilation // Planta. 2010. V. 231. P. 461-474.

Dinakar C., Raghavendra A.S., Padmasree K. Importance of AOX pathway in optimizing photosynthesis under high light stress: Role of pyruvate and malate in activating of AOX // Physiol. Plant. 2010. V. 139(1). P. 13-26.

Dojcinovic D., Krosting J., Harris A.J., Wagner D.J., Rhoads D.M. Identification of a region of the Arabidopsis AtAOXla promoter necessary for mitochondrial retrograde regulation of expression // Plant Molecular Biology. 2005. V. 58. P. 159-75.

Duarte M., Peters M., Schulte U., Videira A. The internal alternative NADH dehydrogenase of Neurospora crassa mitochondria // Biochem. J. 2003. V. 371. P. 1005-1011.

Du&9 T., Polle A. Manganese and copper toxicity and detoxification in plants // Brazil. J. Physiol. 2005.V. 172. P. 115-122.

Dudkina N.V., Eubel H., Keegstra W., Boekema E.J., Braun H.P., Structure of a mitochondrial supercomplex formed by respiratory-chain complexes I and III // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2005. V. 102. P. 3225-3229.

Dudkina N.V., Heinemeyer J., Sunderhaus S., Boekema E.J., Braun H.P. Respiratory chain supercomplexes in the plant mitochondrial membrane // Trends Plant Sci. 2006. V. 11. P. 232240.

Dudkina N.V., Kouril R., Bultema J.B., Boekema E.J. Imaging of organelles by electron microscopy reveals protein-protein interactions in mitochondria and chloroplasts // FEBS Letters. 2010. V. 584. P. 2510-2515.

Dudkina N.V., Kudryashev M., Stahlberg H., Boekema E.J. Interaction of complexes I, III, and IV within the bovine respirasome by single particle cryoelectron tomography // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2011. V. 108(37). P. 15196-15200.

Durr G., Strayle J., Plemper R., Elbs S., Klee S.K., Catty P., Wolf D.H., Rudolph H.K. The medial-Golgi ion pump Pmr1 supplies the yeast secretory pathway with Ca2+ and Mn2+ required for glycosylation, sorting, and endoplasmic reticulum-associated protein degradation // Mol. Biol. Cell. 1998. V.9. P. 1149-1162.

Dutilleul C., Driscoll S., Cornic G., De Paepe R., Foyer C.H., Noctor G. Functional mitochondrial complex I is required by tobacco leaves for optimal photosynthetic performance in photorespiratory conditions and during transients // Plant Physiol. 2003. V. 131. P. 264-275.

Dutilleul C., Lelarge C., Prioul J.-L., De Paepe R., Foyer C.H., Noctor G. Mitochondria-driven changes in leaf NAD status exert a crucial influence on the control of nitrate assimilation

and the integration of carbon and nitrogen metabolism // Plant Physiol. 2005. V. 139(1). P. 6478.

Dymova O., Khrystin M., Miszalski Z., Kornas A., Strzalka K., Golovko T. Seasonal variations of leaf chlorophyll-protein complexes in the wintergreen herbaceous plant Ajuga reptans L. // Func. Plant Biology. 2018. V. 45 (5). P. 519-527.

Edinger A.L., Thompson C.B. Death by design: apoptosis, necrosis and autophagy // Curr. Opin. Cell Biol. 2004. V. 16. P. 663-669.

Edwards J.M., Roberts T.H., Atwell B.J. Quantifying ATP turnover in anoxic coleoptiles of rice (Oryza sativa) demonstrates preferential allocation of energy to protein synthesis // J. Exp. Bot. 2012. V. 63. P. 4389-4402.

Elhafez D., Murcha M.W., Clifton R., Soole K.L, Day D.A., Whelan J. Characterization of mitochondrial alternative NAD(P)H dehydrogenases in Arabidopsis: intraorganelle location and expression // Plant Cell Physiol. 2006. V. 47(1). P. 43-54.

Elthon T.E., Nickers R.L., Mcintosh L. Monoclonal antibodies to the alternative oxidase of higher plant mitochondria // Plant Physiol. 1989. V. 89. P. 1311-1317.

Ernster L., Schatz G. Mitochondria: a historical review // J. Cell Biol. 1981. V. 91(3). P. 227-255.

Escobar M.A., Franklin K.A., Svensson A.S., Salter M.G., Whitelam G.C., Rasmusson A.G Light regulation of the Arabidopsis respiratory chain. Multiple discrete photoreceptor responses contribute to induction of type II NAD(P)H dehydrogenase genes // Plant Physiol. 2004. V.136. P. 2710-2721.

Eubel H., Heinemeyer J., Braun H.-P. Identification and characterization of respirasomes in potato mitochondria // Plant Physiol. 2004. V. 134. P. 1450-1459.

Eubel H., Jansch L., Braun H.-P. New insights into the respiratory chain of plant mitochondria. Supercomplexes and a unique composition of complex II // Plant Physiol. 2003. V. 133. P. 274-286.

Favory J., Stec A., Gruber H., Rizzini L., Oravecz A., Funk M., Albert A. , Cloix C., Jenkins G.I., Oakeley E.J., Seidlitz H.K., Nagy F., Ulmet R. Interaction of COP1 and UVR8 regulates UV-B-induced photomorphogenesis and stress acclimation in Arabidopsis // The EMBO Journal. 2009. V. 28. P. 591-601.

Felle H.H. pH: signal and messenger in plant cells // Plant Biol. 2001. V. 3. P. 577-591.

Feng H., Guan D., Sun K., Wang Y., Zhang T., Wang R. Expression and signal regulation of the alternative oxidase genes under abiotic stresses // Acta Biochim Biophys Sin. 2013. V 45. P. 985-994.

Feng H., Li H., Duan J., Liang H., Zhi D., Ma J. The flexible interrelation between AOX respiratory pathway and photosynthesis in rice leaves // Plant Physiol. Biochem. 2007. V. 45. P. 228-235.

Feng HQ., Li H.Y., Zhou G.M., Liang H.G., Duan J.G., Zhi D.J., Li X., Ma J. Influence of irradiation on cyanide-resistant respiration and AOX1 multi-gene family expression during greening of etiolated rice seedlings // Photosynthetica. 2007. V. 45. P. 272-279.

Feng Z., Jin-Kui G., Ying-Li Y., Wen-Liang H., Li-Xin Z. Changes in the pattern of antioxidant enzymes in wheat ex posed to water deficit and rewatering // Acta Physiol. Plant. 2004. V. 26 (3). P. 345-352.

Fey V., Wagner R., BraEutigam K., Pfannschmidt T. Photosynthetic redox control of nuclear gene expression // Journal of Experimental Botany. 2005. V. 56. No. 416. P. 1491-1498.

Finkemeier I., Goodman M., Lamkemeyer P., Kandlbinder A., Sweetlove L.J., Dietz K.J. The mitochondrial type II peroxiredoxin F is essential for redox homeostasis and root growth of Arabidopsis thaliana under stress // J. Biol. Chem. 2005. V. 280. P. 12168-12180.

Finnegan P.M., Whelan J., Millar A.H., Zhang Q., Smith M.K., Wiskich J.T., Day D.A. Differential expression of the multigene family encoding the soybean mitochondrial alternative oxidase // Plant Physiol. 1997. V. 114. P. 455-466.

Fiorani F., Umbach A.L., Siedow J.N. The alternative oxidase of plant mitochondria is involved in the acclimation of shoot growth at low temperature. A study of Arabidopsis AOX1a transgenic plants // Plant Physiol. 2005. V. 139. P. 1795-1805.

Florez-Sarasa I, Fernie A.R., Gupta K.J. Does the alternative respiratory pathway offer protection against the adverse effects resulting from climate change? // J. Exp. Bot. 2020. V. 71(2). P. 465-469.

Florez-Sarasa I., Araujo W.L.,Wallstrom S.V., Rasmusson A.G., Fernie A.R., Ribas-Carbo M. Light-responsive metabolite and transcript levels are maintained following a dark-adaptation period in leaves of Arabidopsis thaliana // New Phytol. 2012. V. 195. P. 136-148.

Florez-Sarasa I., Bouma T.J., Medrano H., Azcon-Bieto J., Ribas-Carbo M. Contribution of the cytochrome and alternative pathways to growth respiration and maintenance respiration in Arabidopsis thaliana // Physiol. Plant. 2007. V. 129. P. 143-151.

Florez-Sarasa I., Flexas J., Rasmusson A.G., Umbach A.L., Siedow J.N., Ribas-Carbo M. In vivo cytochrome and alternative pathway respiration in leaves of Arabidopsis thaliana plants with altered alternative oxidase under different light conditions // Plant Cell Environ. 2011. V. 34. P. 1373-1383.

Florez-Sarasa I., Lambers H., Wang X., Finnegan P.M., Ribas-Carbo M. The alternative respiratory pathway mediates carboxylate synthesis in white lupin cluster roots under phosphorus deprivation // Plant Cell Environ. 2014. V. 37. P. 922-928.

Florez-Sarasa I., Ostaszewska M., Galle A., Flexas J., Rychter A.M., Ribas-Carbo M. Changes of alternative oxidase activity, capacity and protein content in leaves of Cucumis sativus wild type and MSC16 mutant grown under different light intensities // Physiol. Plant. 2009. V. 137(4). P. 419-426.

Florez-Sarasa I., Ribas-Carbo M., Del-Saz N. F., Schwahn K., Nikoloski Z., Fernie A.R., Flexas J. Unravelling the in vivo regulation and metabolic role of the alternative oxidase pathway in C3 species under photoinhibitory conditions // New Phytol. 2016. V. 212. P. 66-79.

Florez-Sarasa I.D., Bouma T.J., Medrano H., Azcon-Bieto J., Ribas-Carbo M. Contribution of the cytochrome and alternative pathways to growth respiration and maintenance respiration in Arabidopsis thaliana // Physiol. Plant. 2007. V. 129. № 1. P. 143-151.

Forkman G. Flavonoid as flower pigments: The function of the natural spectrum and its extension by genetics engineering // Plant Breed. 1991. V. 106. P. 1-26.

Foyer C. H., Holliwell B. The presence of glutathione and glutathione reductase in cloroplasts: a proposed role in ascorbic acid metabolism // Planta 1976. V. 13. P. 21-25.

Foyer C.H., Noctor G. Ascorbate and glutathione: the heart of the redox hub // Plant Physiol. 2011. V. 155. P. 2-18.

Franck F., Mathis P. A short-lived intermediate in the photoenzymatic reduction of protochlorophyll(ide) into chlorophyll(ide) at a physiological temperature // Photochem. Photobiol. 1980. V. 32. P. 799-803.

Frohnmeyer H., Staiger D. Ultraviolet-B radiation-mediated responses in plants. Balancing damage and protection // Plant Physiology. 2003. V. 133. P. 1420-1428.

Gandin A., Koteyeva N.K., Voznesenskaya E.V., Edwards G.E., Cousins A.B. The acclimation of photosynthesis and respiration to temperature in the C3-C4 intermediate Salsola divaricata: induction of high respiratory CO2 release under low temperature // Plant Cell Environ. 2014. V. 37. P. 2601-2612.

Gandin A., Denysyuk M., Cousins A.B. Disruption of the mitochondrial alternative oxidase (AOX) and uncoupling protein (UCP) alters rates of foliar nitrate and carbon assimilation in Arabidopsis thaliana // J. Exp. Bot. 2014. V. 65 (12). P. 3133-3142.

Garcia A., Baquedano F. J., Navarro P., Castillo F. J. Oxidative stress induced by copper in sunflower plants // Free Radic. Res. 1999. V. 31. P. 51-57.

Gardestrom P., Igamberdiev A.U., Raghavendra A.S. Mitochondrial functions in the light and significance to carbon-nitrogen interaction // Photosynthetic nitrogen assimilation and associated carbon and respiratory metabolism. Eds. Foyer C.H., Noctor G. Dordrecht: Kluwer Academic Publishers, 2002. P. 151-72.

Garmash E.V., Grabelhych O.I., Velegzhaninov I.O., Borovik O.A., Dalke I.V., Voinikov V.K., Golovko T.K. Light regulation of AOX pathway during greening of etiolated wheat seedlings // J. Plant Physiol. 2015. V. 174. P. 75-84.

Garmash E.V., Velegzhaninov I.O., Grabelhych O.I., Borovik O.A., Silina E.V., Voinikov V.K., Golovko T.K. Expression profiles of genes for mitochondrial respiratory energy-dissipating systems and antioxidant enzymes in wheat leaves during de-etiolation // J. Plant Physiol. 2017. V. 215. P. 110-121.

Garmash E., Khristin M., Dymova O., Golovko T. Chloroplasts chlorophyll-protein complexes and chlorophyll fluorescence in wheat seedling during greening // Photosynthetic pigments - chemical structure, biological function and ecology. Eds. Golovko T., Gruszeski W., Prasad M.N.V., Strzalka K. Syktyvkar: Komi Scientific Centre of the Ural Branch of the Russian Academy of Sciences, 2014. P. 123-139.

Garmash E.V. Barley root responses to low and high mineral nutrition level under different temperatures // Biologia. Section Botany. 2004. V. 59 (13). P. 171-177.

Garmash E.V., Dymova O.V., Malyshev R.V., Plyusnina S.N., Golovko T.K. Developmental changes in energy dissipation in etiolated wheat seedlings during the greening process // Photosynthetica. 2013. V. 51(4). P. 497-508.

Garmash E.V., Velegzhaninov I.O., Ermolina K.V., Rybak A.V., Malyshev R.V. Altered levels of AOX1a expression result in changes in metabolic pathways in Arabidopsis thaliana plants acclimated to low dose rates of ultraviolet B radiation // Plant Science. 2020. 291. 110332. https://doi.org/10.1016/j.plantsci.2019.110332

Gechev T.S., Van Breusegem F., Stone J.M., Denev I., Laloi C. Reactive oxygen species as signals that modulate plant stress responses and programmed cell death // Bioessays. 2006. V. 28. P. 1091-1101.

Geisler D.A., Broselid C., Hederstedt L., Rasmusson A.G Ca2+-binding and Ca2+-independent respiratory NADH and NADPH dehydrogenases of Arabidopsis thaliana // The journal of biological chemistry. 2007. V. 282. No. 39. P. 28455-28464.

Gessler A., Tcherkez G., Karyanto O., Keitel C., Ferrio J.P., Ghashghaie J., Kreuzwieser J., Farguhar G.D. On the metabolic origin of the carbon isotope composition of CO2 evolved

from darkened light-acclimated leaves in Ricinus communis // New Phytologist. 2009. V. 181. P. 374-386.

Gilmore A.M. Mechanistic aspects of xanthophyll cycle-dependent photoprotection in higher plant chloroplasts and leaves // Physiol. Plant. 1997. V. 99. P. 197-209.

Giraud E., Aken O.V., Ho L.H.M., Whelan J. The transcription factor ABI4 is a regulator of mitochondrial retrograde expression of alternative oxidase1a // Plant Physiol. 2009. V. 150. P. 1286-1296.

Giraud E., Ho L.H.M., Clifton R., Carroll A., Estavillo G., Tan Y.F., Howell K.A., Ivanova A., Pogson B.J., Millar A.H., Whelan J. 2008. The absence of ALTERNATIVE OXIDASEla in Arabidopsis results in acute sensitivity to combined light and drought stress // Plant Physiol. V. 147. P. 595-610.

Glinska S., Bartczak M., Oleksiak S., Wolska A., Gabara B., Posmyk M., Janas K. Effects of anthocyanin-rich extract from red cabbage leaves on meristematic cells of Allium cepa L. roots treated with heavy metals // Ecotoxicol. Environ. Saf. 2007. V. 68 (3). P. 343-350. doi:10.1016/j.ecoenv.2007.02.004.

Glinska S., Gabara B. The effects of the anthocyanin-rich extract from red cabbage leaves on Allium cepa L. root tip cell ultrastructure // Ecotoxicol. Environ. Saf. 2011. V. 74 (1). P. 9398.

Glinska S., Gapinska M. The effect of pre-incubation of Allium cepa L. roots in the ATH-rich extract on Pb uptake and localization // Protoplasma. 2013. V. 250. P. 601-611.

Golovko T., Garmash, E. Root respiration and ion uptake // Proceedings of the 6th Symposium of the International Society of Root Research (Nagoya, Japan, November 11-15, 2001). Root Research (Ne no Kenkyu) (Published by Japanese Society for Root Research, Japan). 2001. V. 10. Extra № 1. P. 78-79.

Gomez-Casanovas N., Blanc-Betes E., Gonzalez-Meler M.A., Azcon-Bieto J. Changes in respiratory mitochondrial machinery and cytochrome and alternative pathway activities in response to energy demand underlie the acclimation of respiration to elevated CO2 in the invasive Opuntiaficus-indica // Plant Physiol. 2007. V. 145. P. 49-61.

Gomez-Porras J.L., Riano-Pachon D.M., Dreyer I., Mayer J.E., Mueller-Roeber B. Genome-wide analysis of ABA-responsive elements ABRE and CE3 reveals divergent patterns in Arabidopsis and rice // BMC Genomics. 2007. V. 8. P. 260.

Gonzalez-Meler M. A., Giles L., Thomas R.B., Siedow J.N. Metabolic regulation of leaf respiration and alternative pathway activity in response to phosphate supply // Plant Cell Environ. 2001. V. 24. P. 205-215.

Gonzalez-Meler M.A., Blanc-Betes E., Flower C.E., Ward J.K. Plastic and adaptive responses of plant respiration to changes in atmospheric CO2 concentration // Physiol. Plant. 2009. V.137. P. 473-484.

Gonzalez-Meler M.A., Ribas-Carbo M., Giles L., Siedow J.N. The effect of growth and measurement temperature on the activity of the alternative respiratory pathway // Plant Physiol. 1999. V. 120. P. 765-772.

Grabelnych O.I., Funderat S.P., Pobezhimova T.P., Kolesnichenko A.V., and Voinikov V.K. The function of different mitochondrial respiratory-chain pathways in winter wheat mitochondria during short-term cold stress and hardening // Ann. Wheat Newslett. 2003. V. 49. P. 108-112.

Guan L., Scandalios J.G. Two structurally similar maize cytosolic superoxide dismutase genes, Sod4 and Sod4A, respond differentially to abscisic acid and high osmoticum // Plant Physiol. 1998. V. 117. P. 217-224.

Guisti M.M., Wrolstad R.E. Characterization and measurement of anthocyanins by UV-visible spectroscopy. In: Curr. Protoc. Food Analytic. Chem. John Wiley & Sons, New York, 2001. P. 1-13.

Gupta K.J., Shah J.K., Brotman Y., Jahnke K., Willmitzer L., Kaiser W.M., Bauwe H., Igamberdiev A.U. Inhibition of aconitase by nitric oxide leads to induction of the alternative oxidase and to a shift of metabolism towards biosynthesis of amino acids // J. Exp. Bot. 2012. V. 63. No.4. P. 1773-1784.

Gupta K.J., Zabalza A., van Dongen J.T. Regulation of respiration when the oxygen availability changes // Physiol. Plant. 2009. V. 137. P. 383-391.

Gupta P.K., Kulwal P.L., Rustgi S. Wheat cytogenetics in the genomics era and its relevance to breeding // Cytogenetics and Genome Research. 2005. V. 109. P. 315-327.

Gutman M. Electron flux through the mitochondrial ubiquinine // Biochim. Biophys. Acta. 1980. V. 594. P. 53-84.

Guy R.D., Berry J.A., Fogel M.L., Hoering T.C. Differential fractionation of oxygen isotopes by cyanide-resistant and cyanide-sensitive respiration in plants // Planta. 1989. V. 177. P. 483-491.

Guy R.D., Vanlerberghe G.C., Partitioning of respiratory electrons in the dark in leaves of transgenic tobacco with modified levels of alternative oxidase // Physiol. Plant. 2005. V. 125. P. 171-180.

Hackett D.P. Respiratory inhibitors // Handbuch des Pflanzenphysiologie. 1960. V. 12/2. P. 23-37.

Hackett D.P., Schneiderman H.A., Thimann K.V. Terminal oxidases and growth in plant tissues. II. The terminal oxidase mediating water uptake by potato tissue // Arch. Biochem. Biophys. 1953. V. 47. P. 190-205.

Hackett D.P., Thimann K.V. The nature of the auxin-induced water uptake by potato tissue // Amer. Jour. Bot. 1952. V.39. P. 553-559.

Hakkaart G.A., Dassa E.P., Jacobs H.T., Rustin P. Allotopic expression of a mitochondrial alternative oxidase confers cyanide resistance to human cell respiration // EMBO Rep. 2006. V. 7. P. 341-345.

Hale K.L., McGrath S., Lombi E., Stack S., Terry N., Pickering I.J., George G.N., Pilon-Smits E.A.H. Molybdenum sequestration in Brassica: a role for anthocyanins? // Plant Physiol. 2001. V. 126. P. 1391-1402.

Hammer G.L., Sinclair T.R., Chapman S.C., van Oosterom E. On systems thinking, systems biology, and the in silico plant // Plant Physiol. 2004. V. 134. P. 909-911.

Han L., Qin G., Kang D., Chen Z., Gu H. & Qu L.J. A nuclear-encoded mitochondrial gene AtCIB22 is essential for plant development in Arabidopsis // Journal of Genetics &Genomics. 2010. V. 37. P. 667-683.

Hansen L.D., Hopkin M.S., Criddle R.S. Plant calorimetry: a window to plant physiology and ecology // Thermochim. Acta. 1997. V. 300. P. 183-187.

Hansen L.D., Hopkin M.S., Rank DR. Anekonda T.S., Breidenbach R.W., Criddle R.S. The relation between plant growth and respiration: A thermodynamic model // Planta. 1994. V. 194. № 1. P. 77-85.

Harter K., Kircher S., Frohnmeyer H., Krenz M., Nagy F., Schafer E. Light-regulated modification and nuclear translocation of cytosolic g-box binding factors in parsley // The Plant Cell. 1994 V. 6. P. 545-559.

Hartmann U., Valentine W.J., Christie J.M., Hays J., Jenkins G.I., Weisshaar B. Identification of UV/blue light-response elements in the Arabidopsis thaliana chalcone synthase promoter using a homologous protoplast transient expression system // Plant Mol. Biol. 1998. 36. P. 741-754.

Hatier J.-H.B., Gould K.S. Foliar anthocyanins as modulators of stress signals // J. Theoret. Biol. 2008. V. 253, 625-627.

Havsteen B.H. The biochemistry and medical significance of the flavonoids // Pharmacol. Therap. 2002. V. 96. P. 67-202.

Hayat S., Hayat Q., Alyemeni M.N., Wani A.S., Pichtel J., Ahmad A. Role of proline under changing environments. A review. // Plant Signal. Behav. 2012. V.7 (11). P. 1456-1466.

Health R. L., Packer L. Photoperoxidation in isolated chloroplasts: I. Kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation // Arch. Biochem. Biophys. 1968. V. 125. P. 189-198.

Hectors K., Jacques E., Prinsen E., Guisez Y., Verbelen J.-P., Jansen M.A.K., Vissenberg K. UV radiation reduces epidermal cell expansion in leaves of Arabidopsis thaliana // Journal of Experimental Botany. 2010. V. 61. P. 4339-4349.

Hectors K., Prinsen E., De Coen W., Jansen M.A.K., Guisez Y. Arabidopsis thaliana plants acclimated to low dose rates of ultraviolet B radiation show specific changes in morphology and gene expression in the absence of stress symptoms // New Phytol. 2007. V. 175. P. 255-270.

Herbette S., Lene C., de Iabrouhe D., Drevet J., Roeckel-Drevet P. Transcripts of sunflower antioxidant scavengers of the SOD and GPX families accumulate differentially in response to downy mildew infection, photohormones, reactive oxygen species, nitric oxide, protein kinase and phosphatase inhibitors // Physiol. Plant. 2003. V. 119. P. 418-428.

Herrmann K.M., Weaver L.M. The shikimate pathway // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1999. V. 50. P. 473-503.

Hill R., Bhagvat K. Cytochrome oxidase in flowering plants // Nature. 1939. V. 143. № 3626. P. 726.

Ho L.H.M., Giraud E., Lister R., Thirkettle-Watts D., Low J., Clifton R., Howell K.A., Carrie C., Donald T., Whelan J. Characterization of the regulatory and expression context of an alternative oxidase gene provides insights into cyanide-insensitive respiration during growth and development // Plant Physiol.. 2007. V. 143. P. 1519-1533.

Ho L.H.M., Giraud E., Uggalla V., Lister R., Clifton R., Glen A., Thirkettle-Watts D., Aken O.V., Whelan J. Identification of regulatory pathways controlling gene expression of stress-responsive mitochondrial proteins in Arabidopsis // Plant Physiol. 2008. V. 147. P. 18581873.

Holtzapffel R.C., Castelli J., Finnegan P.M., Millar A.H., Whelan J., Day D A. A tomato alternative oxidase protein with altered regulatory properties // Biochim. Biophys. Acta. 2003. V. 1606. P. 153-162.

Holtzapffel R.C., Finnegan P.M., Millar A.H., Badger M.R., Day D.A. Mitochondrial protein expression in tomato fruit during on-vine ripening and cold storage, Funct // Plant Biol. 2002. V. 29. P. 827- 834.

Hong H.T.K., Nose A., Agarie S. Respiratory properties and malate metabolism in Percoll-purified mitochondria isolated from pineapple, Ananas comosus (L.) Merr. cv. smooth cayenne // J. Exp. Bot. 2004. V. 55(406). P. 2201-2211.

Horton P., Ruban A.V., Walters R.G. Regulation of light harvesting in green plants. Indication by nonphotochemical quenching of chlorophyll fluorescence // Plant Physiol. 1994. V. 106. P. 415-420.

Hossain M.A., Asada K. Purification of dehydroascorbate reductase from spinach and its characterization as a thiol enzyme // Plant & Cell Physiol. 1984. V. 25. P. 85-92.

Hug S., Palmer J.M. Isolation of a cyanide-resistant duroquinol oxidase from Arum maculatum mitochondria // FEBS Lett. 1978. No. 95. P. 217-220.

Igamberdiev A.U., Bykova N.V., Lea P.J., Gardestrom P. The role of photorespiration in redox and energy balance of photosynthetic plant cells: A study with a barley mutant deficient in glycine decarboxylase // Physiol. Plant. 2001. V. 111. P. 427-438.

Igamberdiev A.U., Eprintsev A.T., Fedorin D.N., Popov V.N. Phytochrome-mediated regulation of plant respiration and photorespiration // Plant Cell Environ. 2014. V. 37(2). P. 290299.

Ikuma H., Bonner W.D., Jr. Properties of higher plant mitochondria. III. Effects of respiratory inhibitors // Plant Physiol. 1967. V. 42. P. 1535-1544.

Ingestad T. A shift paradigm is needed in plant science // Physiol. Plant. 1997. V. 101. P. 446-450.

Ingestad T., Agren G.I. Plant nutrition and growth. Basic principles // Plant and Soil. 1995. V. 168-169. P. 15-20.

Ingestad T., Lund, A.-B. Theory and techniques for steady state mineral nutrition and growth of plants // Scand. J. Forest Res. 1986. V. 1. P. 439-453.

Ingestad T. Nitrogen Stress in Birch Seedlings: I. N, K, P, Ca, and Mg Nutrition // Physiol. Plant. 1979. V. 45. P. 149-157.

Ito K. Isolation of two distinct cold-inducible cDNAs encoding plant uncoupling proteins from the spadix of skunk cabbage (Symplocarpus foetidus) // Plant Sci. 1999. V. 149. P. 167173.

Jansen M. A. K. Ultraviolet-B radiation effects on plants: Induction of morphogenic responses // Physiol. Plant. 2002. V. 116. P. 423-429.

Jarmuszkiewicz W., Fraczyk O., Hryniewiecka L. Effect of growth at low temperature on the alternative pathway respiration in Acanthamoeba castellanii mitochondria // Acta Biochim. 2001. Pol. 48. P. 729-737.

Javed M.T., Greger M. Cadmium triggers Elodea canadensis to change the surrounding water pH and thereby Cd uptake // International Journal of Phytoremediation. 2011. V. 13 (1). P. 95-106.

Javed M.T., Lindberg S., Greger M. Cadmium uptake in Elodea canadensis leaves and its interference with extra- and intracellular pH // Plant Biol. 2014. V. 16. P. 615-621.

Jenkins G.I. Signal transduction in responses to UV-B radiation // Annu. Rev. Plant Biol. 2009. V. 60. P. 407-431.

Jiao S.X., Thornsberry J.M., Elthon T.E., Newton K.J. Biochemical and molecular characterization of photosystem I deficiency in the NCS6 mitochondrial mutant of maize // Plant Mol. Biol. V. 57. 2005. P. 303-313.

Juszczuk .M., Szal B., Rychter A.M. Oxidation-Reduction and reactive oxygen species homeostasis in mutant plants with respiratory chain complex I dysfunction // Plant Cell Environ. 2012. V. 35. P. 296-307.

Juszczuk I.M., Flexas J., Szal B., D^browska Z., Ribas-Carbo M., Rychter A.M. Effect of mitochondrial genome rearrangement on respiratory activity, photosynthesis, photorespiration and energy status of MSC16 cucumber (Cucumis sativus) mutant // Physiol. Plant. 2007. V. 131. P. 527-541.

Juszczuk I.M., Rychter A.M. Alternative oxidase in higher plants // Acta biochimica polonica. 2003. V. 50. 2003. P. 1257-1271.

Kampfenkel K., Van Montagu M., Inze D. Extraction and determination of ascorbate and dehydroascorbate form plant tissue // Anal. Biochem. 1995. V. 225. P. 165-167.

Karpova O.V., Kuzmin E.V., Elthon T.E., Newton K.J. Differential expression of alternative oxidase genes in maize mitochondrial mutants // The Plant Cell. 2002. V. 14. P. 3271-3284.

Kay C.J. Palmer J.M. The role of quinine pools in regulating of electron transport in plant mitochondria // Plant mitochondria: structural, functional and physiological aspects / Eds. Moore A.L., Beechey R.B. New York etc.: Plenum Press, 1987. P. 27-36.

Keech O., Dizengremel P., Gardeström P. Preparation of leaf mitochondria from Arabidopsis thaliana // Physiol. Plant. 2005. V. 124. P. 403-409.

Keilin D. On cytochrome, a respiratory pigment, common to animals, yeast, and higher plants // Proc. R. Soc. London Ser. B. 1925. V. 100, P. 129-151.

Keilin D., Hartree E.F. Cytochrome oxidase // Proc Roy. Soc. (London), ser. B. 1938. V. 125. P. 171-186.

Kerbler S.M., Taylor N., Millar A.H. Cold sensitivity of mitochondrial ATP synthase restricts oxidative phosphorylation in Arabidopsis thaliana // New Phytol. 2019. V. 221. P. 1776-1788.

Keunen E., Jozefczak M., Remans T., Vangronsveld J., Cuypers A. Alternative respiration as a primary defense during cadmium-induced mitochondrial oxidative challenge in Arabidopsis thaliana // Environ. Exp. Bot. 2013. V. 91. P. 63-73.

Keunen E., Schellingen K., Van Der Straeten D., Remans T., Colpaert J., Vangronsveld J., Cuypers A. ALTERNATIVE OXIDASE1a modulates the oxidative challenge during moderate Cd exposure in Arabidopsis thaliana leaves // J. Exp. Bot. 2015. V. 66. P. 2967-2977.

Keys A.J, Leegood R.C. Photorespiratory carbon and nitrogen recycling: evidence from mutant and transgenic plants // Photosynthetic nitrogen assimilation and associated carbon and respiratory metabolism. Eds. Foyer C.H., Noctor G. Dordrecht: Kluwer Academic Publishers, 2002. P. 115-134.

Kikuzawa K. Leaf phenology as an optimal strategy for carbon gain in plants // Can. J. Bot., 1995. V. 73. P. 158- 163.

Kliebenstein D.J., Lim J.E., Landry L.G., and Last R.L. Arabidopsis UVR8 regulates ultraviolet-B signal transduction and tolerance and contains sequence similarity to human regulator of Chromatin Condensation 1 // Plant Physiol. 2002. V. 130. P. 234-243.

Klodmann J., Senkler M., Rode C., Braun H.-P. Defining the protein complex proteome of plant mitochondria // Plant Physiol. 2011. V. 157. P. 587-598.

Knight H., Knight M.R. Imaging spatial and cellular characteristics of low temperature calcium signature after cold acclimation in Arabidopsis // J. Exp. Bot. 2000. V. 51. P. 16791686.

Kramer D.M., Evans J.R. The importance of energy balance in improving photosynthetic productivity // Plant Physiol. 2011. V. 155. P. 70-78.

Krause F., Reifschneider N.H., Vocke D., Seelert H., Rexroth S., Dencher N.A. "Respirasome"-like supercomplexes in green leaf mitochondria of spinach // J. Biol. Chem. 2004. V. 279(46). P. 48369-48375.

Krause G.H., Weis E. Chlorophyll fluorescence and photosynthesis: the basics // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mo1. Biol. 1991. V. 42. P. 313-349.

Kravtsov A.K., Zubo Y.O., Yamburenko M.V., Kulaeva O.N., Kusnetsov V.V. Cytokininand abscisic acid control plastid gene transcription during barley seedling de-etiolation // Plant Growth Regul. 2011. V. 64. P. 173-83.

Kristensen B.K., Askerlund P., Bykova N.V., Egsgaard H., M0ller I.M. Identification of oxidized proteins in the matrix of rice leaf mitochondria by immunoprecipitation and two-dimensional liquid chromatography-tandem mass spectrometry // Phytochemistry. 2004. V. 65. P. 1839-1851.

Krömer S. Respiration during photosynthesis // Annu. Rev. Plant Physiol. & Plant Mol. Biol. 1995. V. 46. P. 45-70.

Kühn K., Yin G., Duncan O., Law S.R., Kubiszewski-Jakubiak S., Kaur P., Meyer E., Wang Y., Colas des Francs Small C., Giraud E., Narsai R., Whelan J. Decreasing electron flux through the cytochrome and/or alternative respiratory pathways triggers common and distinct cellular responses dependent on growth conditions // Plant Physiol. 2015. V. 167. P. 228-250.

Lacomme C., Roby D. Identification of new early markers of the hypersensitive response in Arabidopsis thaliana // FEBS Lett. 1999. V. 459. P. 149-153.

Lam E., Kato N., Lawton M. Programmed cell death, mitochondria and the plant hypersensitive response // Nature. 2001.V. 411. P. 848-853.

Lambers H. Cyanide-resistant respiration: a non-phosphorylating electron transport pathway acting as an overflow // Physiol. Plant. V. 1982. V. 55. P. 478-485.

Lambers H. Respiration in intact plants and tissues: Its regulation and dependence on environmental factors, metabolism and invaded organisms. In: Higher Plant Cell Respiration. Douce R., Day D A. (eds). Springer-Verlag: Berlin etc., 1985. P. 418-473.

Lambers H. The physiological significance of cyanide-resistant respiration // Plant Cell Environ. 1980. V. 3. P. 293-302.

Lambers H., Chapin III, F.S., Pons T.L. Plant physiological ecology. Springer-Verlag: New York, Berlin, Heidelberg, 1998. 540 p.

Lambers H., Day D.A., Azcon-Bieto J. Cyanide-resistant respiration in roots and leaves. Measurements with intact tissues and isolated mitochondria // Physiol. Plant. 1983. V. 58. P.148-154.

Lambers H., Posthumus F., Stulen I., Lanting L., van de Dijk S., Hofstra R. Energy metabolism of Plantago lanceolata as dependent on the supply of mineral nutrients // Physiol. Plant. 1981. V. 51. № 1. P. 85-92.

Lambers H., Robinson S., Ribas-Carbo M. Chapter 1. Regulation of respiration in vivo. In: Plant Respiration: From Cell to Ecosystem. Lambers H., Ribas-Carbo M. (eds). Advances in Photosynthesis and Respiration. V. 18. (Series Editor: Govinjee, University of Illinois, USA). Springer: Dordrecht, The Netherlands, 2005. P. 1-15.

Lance C., Chauveau M., Dizengremel P. The cyanide-resistant path of plant mitochondria. In: Encyclopedia of Plant Rhysiology. R. Douce, D.A. Day (eds.), 1985. Berlin: Springer-Verlag. P. 202-247.

Landi M., Tattini M., Gould K.S. Multiple functional roles of anthocyanins in plant-environment interactions // Environ. Exp. Bot. 2015. V. 119. P. 4-17.

Lapuente-Brun E., Moreno-Loshuertos R., Acín-Pérez R , Latorre-Pellicer A., Colás C., Balsa E., Perales-Clemente E., Quirós P.M., Calvo E., Rodríguez-Hernández M.A., Navas P., Cruz R., Carracedo Á., López-Otín C., Pérez-Martos A., Fernández-Silva P., Fernández-Vizarra E., Enríquez J.A. Supercomplex assembly determines electron flux in the mitochondrial electron transport chain // Science. 2013. V. 340(6140). P. 1567-1570.

Laties G.G. Respiration and cellular work and the regulation of the respiration rate in plants // Survey of Biological Progress. New York, 1957. V. 3. P. 216-287.

Latowski D., Kuczynska P., Strzalka K. Xanthophyll cycle - a mechanism protecting plants against oxidative stress // Redox Rep. 2011. V. 16 (2). P. 78-90.

Lavid N., Schwartz A., Lewinsohn E., Tel-Or E. Phenols and phenol oxidases are involved in cadmium accumulation in the water plants Nymphoides peltata (Menyanthaceae) and Nymphaea (Nymphaeaceae) // Planta. 2001. V. 214. P. 189-195.

Levy H., Shade A.L. Studies in the respiration of the white potato. II. Terminal oxidase system of potato tuber respiration // Arch. Biochem. 1948. V. 19. № 2. P. 273-286.

Li L., Nelson C.J., Trosch J., Castleden I., Huang S., Millar A.H. Protein degradation rate in Arabidopsis thaliana leaf growth and development // The Plant Cell. 2017. V. 29. P. 207-228.

Li Z., Xing D. Mechanistic study of mitochondria-dependent programmed cell death induced by aluminium phytotoxicity using fluorescence techniques // J. Exp. Bot. 2011. V. 62. P. 331-343.

Libik M., Konieczny R., Surowka E., Miszalski Z. Superoxide dismutase activity in organs of Mesembryanthenum crystallinum L: at different stages of CAM development // Acta Biologica. 2005. V. 47 (1). P. 199-204.

Liu J., Li Z., Wang Y., Xing D. Overexpression of ALTERNATIVE OXIDASE1a alleviates mitochondria-dependent programmed cell death induced by aluminium phytotoxicity in Arabidopsis // J. Exp. Bot. 2014. V. 65. P. 4465-4478.

Livak K.J., Schmittgen T.D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2(-Delta Delta C(T)) Method // Methods. 2001. V. 25(4). P. 402-408.

Logan D C. The mitochondrial compartment // J. Exp. Bot. 2006. V. 57. P. 1225-1243.

López-Juez E. Plastid biogenesis, between light and shadows // J. Exp. Bot. 2007. V. 58. P. 11-26.

Lowry O.H., Rosebrough N.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with the Folin phenol reagent // J. Biol. Chem. 1951. V. 193(1). P. 265-275.

Macedo E.S., Cardoso H.G., Hernandez A., Peixe A.A., Polidoros A., Ferreira A., Cordeiro A., Arnholdt-Schmitt B. Physiological responses and gene diversity indicate olive

alternative oxidase as a potential source for markers involved in efficient adventitious root induction // Physiol. Plant. 2009. V. 137. P. 532-552.

Malec P., Maleva M.G., Prasad M.N.V., Strzalka K. Identification and characterization of Cd-induced peptides in Egeria densa (water weed): Putative role in Cd detoxification // Aquat. Toxicol. 2009. V. 95. P. 213-221.

Maleva M., Borisova G., Chukina N., Prasad M.N.V. Urea-induced oxidative damage in Elodea densa leaves // Environ. Sci. Pollut. Res. 2015. V. 22 (17). P. 13556-13563.

Maleva M., Garmash E., Chukina N., Malec P., Waloszek A., Strzalka K. Effect of the exogenous anthocyanin extract on key metabolic pathways and antioxidant status of Brazilian elodea (Egeria densa (Planch.) Casp.) exposed to cadmium and manganese // Ecotoxicol. Environ. Saf. 2018. V. 160. P. 197-206.

Maleva M.G., Malec P., Prasad M.N.V., Strzalka K. Kinetics of nickel bioaccumulation and its relevance to selected cellular processes in leaves of Elodea canadensis during short-term exposure // Protoplasma. 2016. V. 253. V. 543-551.

Maleva M.G., Nekrasova G.F., Malec P., Prasad M.N.V., Strzalka K. Ecophysiological tolerance of Elodea canadensis to nickel exposure. Chemosphere. 2009. V. 77. P. 393-398.

Maleva M.G., Sinenko O.S., Chukina N.V., Shyryaev G.I. , Borisova G.G., Kiseleva I.S. Leaf mesophyll structure and photosynthetic activity in Calla palustris L. from natural habitats with different level of technogenic pollution // KnE Life Sciences. 2018. V. 4(7). P. 118-124.

Martin D., Rojo A.I. , Salinas M., Diaz R., Gallardo G., Alam J., Ruiz de Galarreta C.M., Cuadrado A. Regulation of heme oxygenase-1 expression through the phosphatidylinositol 3 kinase/Akt pathway and the Nrf2 transcription factor in response to the antioxidant phytochemical, carnosol // J. Biol. Chem. 2003.

Mathy G., Cardol P., Dinant M., Blomme A., Gerin S., Cloes M., Ghysels B., DePauw E., Leprince P., Remacle C. et al. Proteomic and functional characterization of a Chlamydomonas. reinhardtii mutant lacking the mitochondrial alternative oxidase 1 // J. Proteome Res. 2010. V. 9. P. 2825-2838.

Matos A.R., Mendesa A.T., Scotti-Campos P., Arrabaca J.D. Study of the effects of salicylic acid on soybean mitochondrial lipids and respiratory properties using the alternative oxidase as a stress-reporter protein // Physiol. Plant. 2009. V.137. P. 485-497.

Matus-Ortega M.G., Cardenas-Monroy C.A., Flores-Herrera O., Mendoza-Hernandez G., Miranda M., Gonzalez-Pedrajo B., Vázquez-Meza H., Pardo J.P. New complexes containing the internal alternative NADH dehydrogenase (Ndi1) in mitochondria of Saccharomyces cerevisiae // Yeast. 2015. V. 32. P. 629-641.

Maxwell D.P., Nickels R., McIntosh L. Evidence of mitochondrial involvement in the transduction of signals required for the induction of genes associated with pathogen attack and senescence // The Plant Journal. 2002. V. 29(3). P. 269-279.

Maxwell D.P., Wang Y., McIntosh L. The alternative oxidase lowers mitochondrial reactive oxygen production in plant cells // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1999. V. 96. P. 82718276.

Mazej Z., Germ M. Trace element accumulation and distribution in four aquatic macrophytes // Chemosphere. 2009. V. 74. P. 642-647.

McCabe T.C., Finnegan P.M., Harvey Millar A., Day D.A., Whelan J. Differential expression of alternative oxidase genes in soybean cotyledons during postgerminative development // Plant Physiol. 1998. V. 118. P. 675-682.

McCree K.J. An equation for the rate of respiration of white clover plants grown under controlled conditions // Prediction and measurement of photosynthetic productivity. Wageningen, 1970. P. 221-229.

McDonald A. E. Alternative oxidase: an inter-kingdom perspective on the function and regulation of this broadly distributed 'cyanide-resistant' terminal oxidase // Funct. Plant Biol. 2008. V. 35. P. 535-552.

McDonald A.E., Sieger S.M., Vanlerberghe G.C. Methods and approaches to study plant mitochondrial alternative oxidase // Physiol. Plant 2002. V. 116. P. 135-143.

McDonald A.E., Vanlerberghe G.C. Origins, evolutionary history, and taxonomic distribution of alternative oxidase and plastoquinol terminal oxidase // Comp. Biochem. Physiol. 2006. D 1. P. 357-364.

McDonald A.E., Vanlerberghe G.C., Staples J.F. Alternative oxidase in animals: unique characteristics and taxonomic distribution // J. Exp. Biol. 2009. V. 212. P. 2627-2634.

Meeuse B. J. D. Thermogenic respiration in aroids // Plant Physiol. 1975. V. 26. P. 117126

Menkens A.E., Schindler U., Cashmore A.R. The G-box: a ubiquitous regulatory DNA element in plants bound by the GBF family of bZIP proteins // Trends Biochem Sci. 1995. V. 20(12). P. 506-510.

Merkx M., Kopp D A., Sazinsky M.H., Blazyk J.L., Müller J., Lippard S.J. Dioxygen activation and methane hydroxylation by soluble methane monooxygenase a tale of two irons and three proteins // Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 2001. V. 40. P. 2782-2807.

Mhamdi A., Queval G., Chaouch S., Vanderauwera S., Van Breusegem .F, Noctor G. Catalase function in plants: a focus on Arabidopsis mutants as stress-mimic models // J. Exp. Bot. 2010. V. 61 (15). P. 4197-4220.

Michalecka A.M., Svensson A.S., Johansson F.I., Agius S.C., Johanson U., Brennicke A., Binder S., Rasmusson A.G. Arabidopsis genes encoding mitochondrial type II NAD(P)H dehydrogenases have different evolutionary origin and show distinct responses to light // Plant Physiol. 2003. V. 133. P. 642-652.

Mileykovskaya E., Penczek P.A., Fang J., Mallampalli V.K., Sparagna G.C., Dowhan W. Arrangement of the respiratory chain complexes in Saccharomyces cerevisiae supercomplex III2IV2 revealed by single particle cryo-electron microscopy // J. Biol. Chem. 2012. V. 287. P. 23095-23103.

Millaleo R., Reyes-Diaz M., Ivanov A.G., Mora M.L., Alberdi M. Manganese as essential and toxic element for plants: Transport, accumulation and resistance mechanisms // J. Soil Sci. Plant Nutrit. 2010. V. 10. P. 476-494.

Millar A.H., Day D.A. Nitric oxide inhibits the cytochrome oxidase but not the alternative oxidase of plant mitochondria // FEBS Letters. 1996. V. 398. P. 155-158.

Millenaar F. F., Lambers H. The alternative oxidase: in vivo regulation and function // Plant Biol. 2003. V. 5. P. 2-15.

Millenaar F.F., Gonzalez-Meler M.A., Fiorani F., Welschen R., Ribas-Carbo M., Siedow J.N., Wagner A.M., Lambers H. Regulation of alternative oxidase activity in six wild monocotyledonous species. An in vivo study at the whole root level // Plant Physiol. 2001. V. 126. P. 376-387.

Millenaar F.F., Lambers H. The Alternative oxidase: In vivo regulation and function // Plant Biol. 2003. V. 5. P. 2-15.

Miller A.J., Fan X., Orsel M., Smith S.J., Wells D M. Nitrate transport and signalling // J. Exp. Bot. 2007. V. 58. № 9. P. 2297-2306.

Minibayeva F., Dmitrieva S., Ponomareva A., Ryabovol V. Oxidative stress-induced autophagy in plants: The role of mitochondria // Plant Physiol. Biochem. 2012. V. 59. P. 11-19.

Mitchell P Coupling of phosphorylation to electron and hydrogen transfer by a chemi-osmotic type of mechanism // Nature. 1961. V. 191. P. 144-148.

Mittler R., Vanderauwera S., Gollery M., Van Breusegem, F. Reactive oxygen gene network of plants // Trends Plant Sci. 2004. V. 9. P. 490 - 498.

Mittler R., Vanderauwera S., Suzuki N., Miller G., Tognetti V.B., Vandepoele K., Gollery M., Shulaev V., Breusegem F.V. ROS signaling: the new wave? // Trends in Plant Science. 2011. V. 16. No. 6. P. 300-309.

Mizuno N., Sugie A., Kobayashi F., Takumi S. Mitochondrial alternative pathway is associated with development of freezing tolerance in common wheat // J. Plant Physiol. 2008. V. 165. P. 462-467.

Mokranjac D., Neupert W. Thirty years of protein translocation into mitochondria: unexpectedly complex and still puzzling // Biochim. Biophys. Acta. 2009. V. 1793. P. 33-41.

M0ller I.M. Plant mitochondria and oxidative stress: electron transport, NADPH turnover and metabolism of reactive oxygen species // Annu. Rev. Plant Physiol. & Plant Mol. Biol. 2001. V. 52. P. 561-591.

M0ller I.M. The oxidation of cytosolic NAD(P)H by external NAD(P)H dehydrogenases in the respiratory chain of plant mitohondria // Physiol. Plant. 1997. V. 100. P. 85-90.

M0ller I.M., Berczi A., Plas van der L.H.W., Lambers H. Measurement of the activity and capacity of the alternative pathway in intact plant tissue: identification of problems and possible solution // Physiol. Plant. 1988. V. 72. № P. 642-649.

Moller I.M., Sweetlove L.J. ROS signalling - specificity is required // Trends Plant Sci. 2010. V. 15. P. 370-374.

Moore A.L., Siedow J.N. The regulation and nature of the cyanid-resistant alternative oxidase of plant mitochondria // Biochim. Biophys. Acta. 1991. V.1059. P. 121-140.

Moore C.S., Cook-Johnson R.J., Rudhe C., Whelan J., Day D.A., Wiskich J.T., Soole K.L. Identification of AtNDI1, an internal non-phosphorylating NAD(P)H dehydrogenase in Arabidopsis mitochondria // Plant Physiol. 2003. V. 133. P. 1968-1978.

Moynihan M.R., Ordentlich A., Raskin I. Chilling-lnduced heat evolution in plants // Plant Physiol. 1995. V. 108. P. 995-999.

Mubarakshina M.M., Ivanov B.N., Naydov I.A., Hillier W., Badger M.R. and Krieger-Liszkay A. Production and diffusion of chloroplastic H2O2 and its implication to signaling // J. Exp. Bot. 2010. V. 61. No. 13. P. 3577-3587.

Muofhe M.L., Dakora F.D. Modification of rhizosphere pH by the symbiotic legume Aspalathus linearis growing in a sandy acidic soil // Aus. J. Plant Physiol. 2000. V. 27. P. 11691173.

Murayama S., Handa H. Isolation and characterization of cDNAs encoding mitochondrial uncoupling proteins in wheat: wheat UCP genes are not regulated by low temperature // Mol. Gen. Genet. 2000. V. 264. P. 112-118.

Nakano Y., Asada K. Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate specific peroxidase in spinach chloroplasts // Plant Cell Physiol. 1981. V. 22. P. 867-880.

Navrot N., Rouhier N., Gelhaye E., Jacquot J.-P. Reactive oxygen species generation and antioxidant systems in plant mitochondria // Physiol. Plant. 2007. V.129. P. 185-195.

Naydenov N.G., Khanam S.M., Atanassov A., Nakamura G. Expression profiles of respiratory components associated with mitochondrial biogenesis during germination and seedling growth under normal and restricted conditions in wheat // Genes Genet. Syst. 2008. V. 83. P. 31-41.

Nevo E., Ordentlich A., Beiles A., Raskin I. Genetic divergence of heat production within and between the wild progenitors of wheat and barley: Evolutionary and agronomical implications // Theoretical and Applied Genetics. 1992. V. 84(7-8). P. 958-962.

Ng S., Giraud E., Duncan O., Law S.R., Wang Y., Xu L., Narsai R., Carrie C., Walker H., Day D.A., Blanco N.E., Strand A., Whelan J., Ivanova A. Cyclin-dependent kinase E1 (CDKE1) provides a cellular switch in plants between growth and stress responses // J. Biol. Chem. 2013. V. 288 (5). P. 3449-3459.

Ng S., Ivanova A., Duncan O., Law S.R., Van Aken O., De Clercq I., Wang Y., Carrie C., Xu L., Kmiec B., Walker H., Van Breusegem F., Whelan J., Giraud E. A membrane-bound NAC transcription factor, ANAC017, mediates mitochondrial retrograde signaling in Arabidopsis // The Plant Cell. 2013. V. 25. P. 3450-3471.

Nicholls D.G., Rial E. A history of the first uncoupling protein, UCP1 // J. Bioenerg. Biomembr. 1999. V. 31. P. 399-406.

Nishimura M., Douce R., Akazawa T. Isolation and characterization of metabolically competent mitochondria from spinach leaf protoplast // Plant Physiol. 1982. V. 669. P. 916-920.

Niyogi K.K., Grossman A.R., Bjorkman O. Arabidopsis mutants define a central role for the xanthophylls cycle in the regulation of photosynthetic energy conversion // The Plant Cell. 1998. V. 10. P. 1121-1134.

Noctor G., Dutilleul C., De Paepe R., Foyer C.H. Use of mitochondrial electron transport mutants to evaluate the effects of redox state on photosynthesis, stress tolerance and the integration of carbon/nitrogen metabolism // J. Exp. Bot. 2004. V. 55. No. 394. P. 49-57.

Noguchi K. Chapter 5. Effects of light intensity and carbohydtrate status on leaf and root respiration. In: Plant Respiration: From Cell to Ecosystem. Lambers H., Ribas-Carbo M. (eds). Advances in Photosynthesis and Respiration. V. 18. (Series Editor: Govinjee, University of Illinois, USA). Springer: Dordrecht, The Netherlands, 2005. P. 63-83.

Noguchi K., Go C.-S., Terashima I., Ueda S., Noguchi T.Y. Activities of the cyanide-resistant respiratory pathway in leaves of sun and shade species // Aust. J. Plant Physiol. 2001. V. 28. P. 27-35.

Noguchi K., Taylor N.L., Millar A.H., Lambers H., Day D.A. Response of mitochondria to light intensity in the leaves of sun and shade species // Plant Cell Environ. 2005. V. 28. P. 760-771.

Noguchi K., Terashima I. Different regulation of leaf respiration between Spinacia oleracea, a sun species, and Alocasia odora, a shade species // Physiol. Plant. 1997. V. 101. P. 17.

Noguchi K., Yoshida K. Interaction between photosynthesis and respiration in illuminated leaves // Mitochondrion. 2008. V. 8. P. 887-899.

Norman C., Howell K.A., Millar A.H., Whelan J.M., Day D.A. Salicylic acid is an uncoupler and inhibitor of mitochondrial electron transport // Plant Physiol. 2004. V. 134. P. 492-501.

Nowicka B., Strzalka W., Strzalka K. New transgenic line of Arabidopsis thaliana with partly disabled zeaxanthin epozidase activity displays changed carotenoid composition, xanthopyll cycle activity and non-photochemical quenching kinetics // J. Plant Physiol. 2009. V. 166. P. 1045-1056.

Nunes-Nesi A., Araujo W.L., Fernie A.R. Targeting mitochondrial metabolism and machinery as a means to enhance photosynthesis //. Plant Physiol. 2011. V. 155. P. 101-107.

Nunes-Nesi A., Sweetlove L.J., Fernie A.R. Operation and function of the tricarboxylic acid cycle in the illuminated leaf // Physiol. Plant. 2007. V. 129. P. 45-56.

O'Leary B.M., Plaxton W.C. Plant Respiration. In: eLS. John Wiley & Sons, Ltd: Chichester. 2016.

Okunuki K. Über den Gaswechsel der Pollen. II. Über das Oxydasesystem der Pollen // Acta phytochim. 1939a. V. 11. № 1. P. 27-64.

Okunuki K. Uber den Gaswechsel der Pollen. III. Weitere Untersuchungen uber die dehydrasen aus den Pollenkornern // Acta phytochim. 1939b. V. 11. № 1. P. 65-80.

Oliveira M.G., Mazorra L.M., Souza A.F., Silva G.M., Correa S.F., Santos W.C., Saraiva KD., Jr T.A.J., Melo D.F., Silva M.G., Silva M.A., Ärraba9a J.D., Costa JH., Oliveira J G. Involvement of AOX and UCP pathways in the post-harvest ripening of papaya fruits // J. Plant. Physiol. 2015. V. 189. P. 42-50.

Onda Y., Kato Y., Abe Y., Ito T., Morohashi M., Ito Y., Ichikawa M., Matsukawa K., Kakizaki Y., Koiwa H., Ito K. Functional coexpression of the mitochondrial alternative oxidase

and uncoupling protein underlies thermoregulation in the thermogenic florets of skunk cabbage // Plant Physiol. 2008. V. 146. P. 636-645.

Oravecz A., Baumann A., Mate Z., Brzezinska A., Molinier J., Oakeley E.J., Adam E., Schafer E., Nagy F., Ulm R. CONSTITUTIVELY PHOTOMORPHOGENIC1 is required for the UV-B response in Arabidopsis // Plant Cell. 2006. V. 18. P. 1975-1990.

Ostroukhova M., Zalutskaya Z., Ermilova E. New insights into AOX2 transcriptional regulation in Chlamydomonas reinhardtii // European Journal of Protistology. 2017. V. 58. P. 18.

Palmer J.M. The organization and regulation of electron transport in plant mitochondria // Annu. Rev. Plant Physiol. 1976. V. 27. P. 133-157.

Panda S.K., Sahoo L., Katsuhara M., Matsumoto H. Overexpression of alternative oxidase gene confers aluminum tolerance by altering the respiratory capacity and the response to oxidative stress in tobacco cells // Mol. Biotechnol. 2012. V. 54(2). P. 551-563.

Paolacci A.R., Tanzarella O.A., Porceddu E., Ciaffi M. Identification and validation of reference genes for quantitative RT-PCR normalization in wheat // BMC Mol. Biol. 2009. 10, 11. http://dx.doi.org/10.1186/1471-2199-10-11.

Park H., Kreunen S.S., Cuttriss A.J. DellaPenna D., Pogson BJ. Identification of the carotenoid isomerase provides insight into carotenoid biosynthesis, prolamellar body formation, and photomorphogenesis // Plant Cell. 2002. V. 14. P. 321-332.

Pasqualini S., Paolocci F., Borgogni A., Morettini R., Ederli L. The overexpression of an alternative oxidase gene triggers ozone sensitivity in tobacco plants // Plant Cell Environ. 2007. V. 30. P. 1545-1556.

Penning de Vries F.W.T. Respiration and growth. In: Crop processes in controlled environments (A.R. Rees et al. Eds.). Applied Botany Series, No. 2. London: Academic Press, 1972. P. 372-346.

Penning de Vries F.W.T., Brunsting A.H.M., Laar van H.H. Products, requirements and efficiency of biosynthesis: a quantitative approach // J. Theor. Biol. 1974. V.45. N 3. P. 339-377.

Pennisi R., Salvi D., Brandi V., Angelini R., Ascenzi P., Polticelli F. Molecular evolution of alternative oxidase proteins: a phylogenetic and structure modeling approach // Journal of Molecular Evolution. 2016. V. 82 (4-5). P. 207-218.

Pfannschmidt T. Bräutigam K., Wagner R., Dietzel L., Schröter Y., Steiner S., Nykytenko A. al. Potential regulation of gene expression in photosynthetic cells by redox and energy state: approaches towards better understanding // Annals of Botany. 2009. V. 103. P. 599-607.

Plant Physiology. L. Taiz, E. Zeiger (Eds.). Third Edition. Sunderland, Massachusetts: Sinauer Associate, Inc., Publishers, 2002. 690 p.

Plant Respiration: From Cell to Ecosystem. Eds. H. Lambers, M. Ribas-Carbo (eds) / Advances in Photosynthesis and Respiration. Vol. 18. (Series Editor: Govinjee, University of Illinois, USA), 2005. Springer: Dordrecht, The Netherlands. 250 pp.

Plaxton W.C. The organization and regulation of plant glycolysis // Annu. Rev. Plant. Physiol. Plant Mol. Biol. 1996. V. 47. P. 185-214.

Polidoros A.N., Mylona P.V., Arnholdt-Schmitt B. Aox gene structure, transcript variation and expression in plants // Physiol. Plant. 2009. V. 137. P. 342-353.

Polidoros A.N., Mylona P.V., Pasentsis K., Scandalios J.G., Tsaftaris A.S. The maize alternative oxidase 1a (Aoxla) gene is regulated by signals related to oxidative stress // Redox Rep. 2005. V. 10. P. 71-78.

Popov V.N. Possible role of free oxidation processes in the regulation of reactive oxygen species production in plant mitochondria // Biochemical Society Transactions. 2003. V. 31, Part 6. P. 1316-1317.

Popov V.N., Eprintsev A.T., Fedorin D.N., Igamberdiev A.U. Succinate dehydrogenase in Arabidopsis thaliana is regulated by light via phytochrome A // FEBS Letters. 2010. V. 584. P. 199-202.

Popov V.N., Simonian R.A., Skulachev V.P., Starkov A.A. Inhibition of the alternative oxidase stimulates H2O2 production in plant mitochondria // FEBS Letters. 1997. 415. P. 87-90.

Posmyk M.M., Kontek R., Janas K.M. Red cabbage extract limits copper stress injury in meristematic cells of Vicia faba // Acta Physiol. Plant. 2008. V. 30. P. 481-491.

Prado C., Rosa M., Pagano E., Prado F. Metabolic interconnectivity among alternative respiration, residual respiration, carbohydrates and phenolics in leaves of Salvinia minima exposed to Cr(VI) // Environ. Exp. Bot. 2013. V. 87. P. 32-38.

Prasad M.N.V. Aquatic plants for phytotechnology. In: Environmental Bioremediation Technologies. Singh S.N., Tripathi R.D. (eds.). Berlin, Heidelberg: Springer-Verlag, 2007. P. 259-274.

Prasad M.N.V., Greger M., Aravind P. Biogeochemical cycling of trace elements by aquatic and wetland plants. In: Trace Elements in the Environment: Biogeochemistry, Biotechnology, And Bioremediation. Prasad M.N.V., Sajwan K.S., Naidu R. (eds.), 2006. CRC/Taylor and Francis: Boca Raton, London, New York. P. 451-482.

Priault P., Vidal G., De Paepe R., Ribas-Carbo M. Leaf age-related changes in respiratory pathways are dependent on complex I activity in Nicotiana sylvestris // Physiol. Plant. 2007. V. 129. P. 152-162.

Priault P., Vidal G., De Paepe R., Ribas-Carbo M. Leaf age-related changes in respiratory pathways are dependent on complex I Activity in Nicotiana sylvestris // Physiol. Plant. 2007. V. 129. P. 152-162.

Pu X.J., Lv X., Lin H.H. Unraveling the evolution and regulation of the alternative oxidase gene family in plants // Dev. Genes Evol. V. 2015. V. 225. P. 331-339.

Queval G., Noctor G. A plate reader method for the measurement of NAD, NADP, glutathione, and ascorbate in tissue extracts: Application to redox profilng during Arabidopsis rosette development // Analyt. Biochem. 2007. V. 363. P. 58-69.

Quick W.P., Stitt M. An examination of factors contributing to non-photochemical quenching of chlorophyll fluorescence in barley leaves // Biochim. Biophys. Acta. 1989. V. 977. P. 287-296.

Rachmilevitch S., Xu Y., Gonzalez-Meler M.A., Huang B., Lambers H. Cytochrome and alternative pathway activity in roots of thermal and non-thermal Agrostis species in response to high soil temperature // Physiol. Plant. 2007. V. 129. P. 163-174.

Radford P.J. Growth analysis formulae - their use and abuse // Crop Science. 1967. V. 7. P. 171-175.

Raghavendra A.S., Padmasree K. Beneficial interactions of mitochondrial metabolism with photosynthetic carbon assimilation // Trends in Plant Science. 2003. V. 8 No. 11. P. 546- 553.

Ramirez-Aguilar S.J., Keuthe M., Rocha M., Fedyaev V.V., Kramp K., Gupta K.J., Rasmusson A.G., Schulze W.X., van Dongen J.T. The composition of plant mitochondrial supercomplexes changes with oxygen availability // J. Biol. Chem. 2011. V. 286(50).P. 4304543053.

Rasmusson A.G., Escobar M. Light and diurnal regulation of plant respiratory gene expression // Physiol. Plant. 2007. V. 129(1). P. 57-67.

Rasmusson A.G., Fernie A.R., van Dongen J.T. Alternative oxidase: a defence against metabolic fluctuations? // Physiol. Plant. 2009. V. 137. P. 371-382.

Rasmusson A.G., Geisler D.A., Moller I.M. The multiplicity of dehydrogenases in the electron transport chain of plant mitochondria // Mitochondrion. 2008. V. 8. P. 47-60.

Rasmusson A.G., Soole K.L., Elthon T.E. Alternative NAD(P)H dehydrogenases of plant mitochondria // Annu. Rev. Plant. Biol. 2004. V. 55. P. 23-39.

Rasmusson A.G., Wallstrom S.V. Involvement of mitochondria in the control of plant cell NAD(P)H reduction levels // Biochem. Soc. Trans. 2010. V. 38. P. 661-666.

Raven J.A. An aquatic perspective on the concept of Ingestad relating plant nutrition to plant growth // Physiol. plant. 2001. V. 113. P. 301-307.

Rhoads D.M., McIntosh L. Isolation and characterization of a cDNA clone encoding an altemative oxidase protein of Sauromatum guttatum (Schott) // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. V. 88. P. 2122-2126.

Rhoads D.M., McIntosh L. Salicylic acid regulation of respiration in higher plants: alternative oxidase expression // The Plant Cell. 1992. V. 4. P. 1131-1139.

Rhoads D.M., Subbaiah C.C. Mitochondrial retrograde regulation in plants // Mitochondrion. 2007. V. 7(3). P. 77-94.

Ribas-Carbo M., Aroca R., Gonzalez-Meler M.A., Irigoyen J.J., Sanchez-Diaz M. The electron partitioning between the cytochrome and altenative respiratory pathways during chilling recovery in two cultivars of maize differing in chilling sensitivity // Plant Physiol. 2000. V. 122. № 1. P. 199-204.

Ribas-Carbo M., Berry J. A., Yakir D., Giles L., Robinson S. A., Lennon A. M., Siedow J. N. Electron partitioning between the cytochrome andalternative pathways in plant mitochondria // Plant Physiol. 1995. V. 109. P. 829-837.

Ribas-Carbo M., Robinson S.A., Gonzalez-Meler M.A., Lennon A.M., Giles L., Siedow J.N., Berry J.A. Effects of light on respiration and oxygen isotope fractionation in soybean cotyledons // Plant Cell Environ. 2000. V. 23. P. 983-989.

Rich P. Quinol oxidation in Arum maculatum mitochondria and its application to the assay, solubilization and partial purification of the alternative oxidase // FEBS Lett. 1978. N 96. P. 252-256.

Rich P.R. The molecular machinery of Keilin's respiratory chain // Biochemical Society Transactions. 2003. V. 31. Part 6. P. 1095-1105.

Robson C.A., Vanlerberghe G.C., Transgenic plant cells lacking mitochondrial alternative oxidase have increased susceptibility to mitochondria-dependent and -independent pathways of programmed cell death // Plant Physiol. 2002. V. 129. P. 1908-1920.

Ruban A.V., Berera R., Ilioaia C., van Stokkum I.H.M., Kennis J.T.M., Pascal A.A., van Amerongen H., Robert B., Horton P., van Grondelle R. Identification of a mechanism of photoprotective energy dissipation in higher plants // Nature. 2007. V. 450. P. 575-578.

Ruban A.V., Wentworth M., Horton P. Kinetic analysis of nonphotochemical quenching of chlorophyll fluorescence. 1. Isolated chloroplasts // Biochemistry. 2001. V. 40. P. 9896-9901.

Rustin P., Jacobs H.T. Respiratory chain alternative enzymes as tools to better understand and counteract respiratory chain deficiencies in human cells and animals // Physiol. Plant. 2009. V. 137. P. 362-370.

Rychter A.M., Ciesta E., Kasperska A. Participation of cyanide-resistant pathway in respiration of winter rape leaves as affexted by plant cold acclimation // Physiol. Plant. 1988. V. 73. P. 299-304.

Saari S., Garcia G.S., Bremer K., Chioda M.M., Andjelkovic A., Debes P.V., Nikinmaa M., Szibor M., Dufour E., Rustin P., Oliveira M.T., Jacobs H.T. Alternative respiratory chain enzymes: therapeutic potential and possible pitfalls // BBA - Molecular Basis of Disease. 2018. V. 1865(4). P. 854-866.

Sabar M., Balk J., Leaver C.J. Histochemical staining and quantification of plant mitochondrial respiratory chain complexes using blue-native polyacrylamide gel electrophoresis // Plant J. 2005. V. 44. P. 893-901.

Sabar M., De Paepe R., De Kouchkovsky Y. Complex I impairment, respiratory compensations, and photosynthetic decrease in nuclear and mitochondrial male sterile mutants of Nicotiana sylvestris // Plant Physiol. 2000. V. 124. P. 1239-1249.

Sachs J. Handbuch die Experimentalphysiologie der Pflanzen. Leipzig, 1865. 514 S.

Safrany J., Haasz V., Mate Z., Ciolfi A., Feher B., Oravecz A., Stec A., Dallmann G., Morelli G., Ulm R., Nagy F. Identification of a novel cis-regulatory element for UV-B-induced transcription in Arabidopsis // Plant J. 2008. V. 54. P. 402-414.

Saisho D., Nakazono M., Lee K.H., Tsutsumi N., Akita S., Hirai A. The gene for alternative oxidase-2 (AOX2) from Arabidopsis thaliana consists of five exons unlike other AOX genes and is transcribed at an early stage during germination // Genes Genet. Syst. 2001. V. 76. P. 89-97.

Saisho D., Nambara E., Naito S., Tsutsumi N., Hirai A., Nakazono M. Characterization of the gene family for alternative oxidase from Arabidopsis thaliana // Plant Mol. Biol. 1997. V. 35. P. 585-596.

Sánchez-Guerrero A., Del-Saz N.F., Florez-Sarasa I., Ribas-Carbó M., Fernie A.R., Jiménez A., Sevilla F. Coordinated responses of mitochondrial antioxidative enzymes, respiratory pathways and metabolism in Arabidopsis thaliana thioredoxin trxo1 mutants under salinity // Environ. Exp. Bot. 2019. https://doi.org/10.10167j.envexpbot.2019.02.026

Sanitá di Toppi L., Gabrielli R. Response to cadmium in higher plants // Environ. Exp. Bot. 1999. V. 41. P. 105-130.

Santiago L.J.M., Louro R.P., De Oliveira D.E. Compartmentation of phenolic compounds and phenylalanine ammonia-lyase in leaves of Phyllanthus tenellus Roxb and their induction by copper sulphate // Ann. Bot. 2000. V.18. P. 6023-1032.

Scandalios J.G. Molecular genetics of superoxide dismutase in plants // Oxidative stress and the molecular biology of antioxidant defenses / Ed. Scandalios J. G. New York: Cold Spring Harbor Lab. Press, 1997. P. 527-568.

Schagger H., Pfeiffer K. Supercomplexes in the respiratory chains of yeast and mammalian mitochondria // EMBO J. 2000. V. 19(8). P. 1777-1783.

Schoefs B., Franck F. Protochlorophyllide reduction: mechanisms and evolution // Photochem. Photobiol. 2003. V. 78. P. 543-557.

Schonbaum G.R., Bonner W.D., Jr., Storey B.T., Bahr J.T. Specific inhibition of the cyanide-insensitive respiratory pathway in plant mitochondria by hydroxamic acids // Plant Physiol. 1971. V. 47. P. 124-128.

Selinski J., Hartmann A., Deckers-Hebestreit G., Day D.A., Whelan J., Scheibe R. Alternative oxidase isoforms are differentially activated by tricarboxylic acid cycle intermediates // Plant Physiol. 2018a. V. 76(2). P. 1423-1432.

Selinski J., Hartmann A., Kordes A., Deckers-Hebestreit G., Whelan J., Scheibe R. Analysis of posttranslational activation of alternative oxidase isoforms // Plant Physiology. 2017. V. 174. P. 2113-2127.

Selinski J., Scheibe R., Day D.A., Whelan J. Alternative oxidase is positive for plant performance // Trends Plant Sci. 2018b. V. 23. P. 588-597.

Seo B.B., Kitajima-Ihara T., Chan E.K.L., Scheffler I.E., Matsuno-Yagi A., Yagi T. Molecular remedy of complex I defects: Rotenone-insensitive internal NADH-quinone oxidoreductase of Saccharomyces cerevisiae mitochondria restores the NADH oxidase activity of complex I-deficient mammalian cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V. 95. P. 91679171.

Seo P.J., Kim S.-G., Park C.-M. Membrane-bound transcription factors in plants // Trends Plant Sci. 2008. V. 13. P. 550-556.

Shane M.W., Cramer M.D., Funayama-Noguchi S., Cawthray G.R., Millar A.H., Day D.A., Lambers H. Developmental physiology of custer-root carboxylate synthesis and exudation in Harsh hakea. Expression of phosphoenolpyruvate carboxylase and the alternative oxidase // Plant Physiol. 2004. V. 135. P. 549-560.

Shiba T., Kido Y., Sakamoto K., Inaoka D.K., Tsuge C., Tatsumi R., Takahashi G., Balogun E.O., Nara T., Aoki T. et al. Structure of the trypanosome cyanide-insensitive alternative oxidase // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2013.

Siedow A.L., Umbach J.N. The cyanide-resistant alternative oxidases from the fungi Pichia stipitis and Neurospora crassa are monomeric and lack regulatory features of the plant enzyme // Arch Biochem. Biophys. 2000. V. 378(2). P. 234-245.

Siedow J. N., Day D.A. Chapter 14. Respiration and photorespiration. In: Biochemistry and Molecular Biology of Plants. B.B. Buchanan et al. (eds.). Rockwille, Maryland: American Society of Plant Physiologists, 2000. P. 676-728.

Sieger S.M., Kristensen B.K., Robson C.A., Amirsadeghi S., Eng E.W.Y., Abdel-Mesih A., Moller I.M., Vanlerberghe G.C. The role of alternative oxidase in modulating carbon use efficiency and growth during macronutrient stress in tobacco cells // Journal of Experimental Botany. 2005. V. 56. No. 416. P. 1499-1515.

Skorzynska-Polit E., Drazkiewicz M., Krupa Z. The activity of the antioxidant system in cadmium-treated Arabidopsis thaliana // Biol. Plant. 2003/4. V. 47. P. 71-78.

Skutnik M., Rychter A.M. Differential response of antioxidant systems in leaves and roots of barley subjected to anoxia and post-anoxia // Plant Physiol. 2009.V. 166. P. 926-937.

Sluse F.E., Almeida A.M., Jarmuszkiewicz W., Vercesi A.E. Free fatty acids regulate the uncoupling protein and alternative oxidase activities in plant mitochondria // FEBS Lett. 1998. V. 433. P. 237-240.

Smirnoff N., Cumbes Q.J. Hydroxyl radial scavenging activity of compatible solutes // Phytochemistry. 1989. V. 28(4). P. 1057-1060.

Smirnoff N., Wheeler G.L. Ascorbic acid in plants: biosynthesis and function // Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 2000. V. 35(4). P. 291-314.

Smith A.M.O., Ratcliffe R.G., Sweetlove L.J. Activation and function of mitochondrial uncoupling protein in plants // J. Biol. Chem. 2004. V. 279. No.50. P. 51944-51952.

Smith C.A., Melino V.J., Sweetman C., Soole K.L. Manipulation of alternative oxidase can influence salt tolerance in Arabidopsis thaliana // Physiol. Plant. 2009. V. 137. P. 459-472.

Solymosi K., Schoefs B. Etioplast and etio-chloroplast formation under natural conditions: the dark side of chlorophyll biosynthesis in angiosperms // Photosynth. Res. 2010. V. 105. V. 143-166.

Stewart F.G., Bidwell R.G.S., Yemm E.W. Nitrogen metabolism, respiration and growth of cultured plant tissue // J. Exp. Bot. 1985. V. 9. № 25. P. 11-51.

Steyn W.J., Wand S.J.E., Holcroft D.M., Jacobs G. Anthocyanins in vegetative tissues: a proposed unified function in photoprotection // New Phytol. 2002. V. 155. P. 349-361.

Stitt M., Gibon Y. Why measure enzyme activities in the era of systems biology? // Trends Plant Sci. 2014. V. 19: P. 256-265.

Storey D.T., Bahr J.T. The respiratory chain of plant mitochondria. II. Oxidative phosphorylation in skunk cabbage mitochondria // Plant Physiol. 1969. V. 44(1). P. 126-137.

Strodtkötter I., Padmasree K., Dinakar C., Speth B., Niazi P.S., Wojtera J., Voss I., Do P.T., Nunes-Nesi A., Fernie A.R., Linkea V., Raghavendra A.S., Scheibe R. Induction of the AOX1D isoform of alternative oxidase in A. thaliana T-DNA insertion lines lacking isoform AOX1A is insufficient to optimize photosynthesis when treated with antimycin A // Mol. Plant. 2009. V. 2. P. 284-297.

Strogolova V., Furness A., Robb-McGrath M., Garlich J., Stuart R.A . Rcf1 and Rcf2, members of the hypoxia-induced gene 1 protein family, are critical components of the mitochondrial cytochrome bc 1-cytochrome c oxidase supercomplex // Mol. Cell Biol. 2012. V. 32. P. 1363-1373.

Svensson A.S., Rasmusson A.G. Light-dependent gene expression for proteins in the respiratory chain of potato leaves // The Plant Journal. 2001. V. 28(1). P. 73-82.

Sweetlove L.J., Lytovchenko A., Morgan M., Nunes-Nesi A., Taylor N.L., Baxter C.J., Eickmeier I., Fernie A.R. Mitochondrial uncoupling protein is required for efficient photosynthesis // PNAS. 2006. V. 103. No.51. P. 19587-19592.

Sweetlove L.J., Lytovchenko A., Morgan M., Nunes-Nesi A., Taylor N.L., Baxter C.J., Eickmeier I., Fernie A.R. Mitochondrial uncoupling protein is required for efficient photosynthesis // PNAS. 2006. V. 103(51). P. 19587-19592.

Swidzinski J.A., Sweetlove L.J., Leaver C.J. A custom microarray analysis of gene expression during programmed cell death in Arabidopsis thaliana // The Plant Journal. 2002. V. 30(4). P. 431-446.

Szabo I., Bergantino E., Giacometti G.M. Light and oxygenic photosynthesis: energy dissipation as a protection mechanism against photo-oxidation // EMBO Reports 2005. V. 6. P. 629-634.

Szal B., Jolivet Y., Hasenfratz-Sauder M.-P., Dizengremel P., Rychter A.M. Oxygen concentration regulates alternative oxidase expression in barley roots during hypoxia and post-hypoxia // Physiol. Plant. 2003. V. 119. P. 494-502.

Szal B., Lukawska K., Zdolinska I., Rychter A.M. Chilling stress and mitochondrial genome rearrangement in the MSC16 cucumber mutant affect the alternative oxidase and antioxidant defense system to a similar extent // Physiol. Plant. 2009. V. 137. P. 435-445.

Takumi S., Tomioka M., Eto K., Naydenov N., Nakamura C. Characterization of two non-homoeologous nuclear genes encoding mitochondrial alternative oxidase in common wheat // Genes Genet. Syst. 2002. V. 77. P. 81-88.

Tanudji M., Sjoling S., Glaser E., Whelan J. Signals required for the import and processing of the alternative oxidase into mitochondria // The Journal of biological chemistry. 1999. V. 274 P. 1286-1293.

Tcherkez G., Boex-Fontvieille E., Mahe A., Hodges M. Respiratory carbon fluxes in leaves // Curr. Opin. Plant Biol. 2012. V. 15. P. 308-314.

Tepperman J.M., Hudson M.E., Khanna R., Zhu T., Chang S.H., Wang X., Quail PH. Expression profiling of phyB mutant demonstrates substantial contribution of other phytochromes to red-light-regulated gene expression during seedling de-etiolation // Plant Journal. 2004. V. 38. P. 725-739.

The Arabidopsis Genome Initiative. Analysis of the genome sequence of the flowering plant Arabidopsis thaliana // Nature, 2000. V. 408. P. 796-815.

Thimm O., Blasing O., Gibon Y., Nagel A., Meyer S., Kruger P., Selbig J., Muller L.A., Rhee S.Y., Stitt M. MAPMAN: a user-driven tool to display genomics data sets onto diagrams of metabolic pathways and other biological processes // Plant J. 2004. V. 37. P. 914-939.

Thirkettle-Watts D., McCabe T.C., Clifton R., Moore C., Finnegan P.M., Day D.A., Whelan J. Analysis of the alternative oxidase promoters from soybean // Plant Physiol. 2003. V. 133. P. 1158-1169.

Thornley J.H.M. Growth, maintenance and respiration, a re-interpretation // Ann. Bot. 1977. V. 41. N 176. P. 1191-1202.

Thornley J.H.M. Respiration, growth and maintenance in plants // Nature. 1970. № 227. P. 304-305.

Thum K.E., Shin M.J., Palenchar P.M., Kouranov A., Coruzzi G.M. Genome-wide investigation of light and carbon signaling interactions in Arabidopsis // Genome Biology. 2004. V5(2): R10. doi.org/10.1186/gb-2004-5-2-r10

Tilbrook K., Arongaus A.B., Binkert M., Heijde M., Yin R., Ulm R. The UVR8 UV-B photoreceptor: perception, signaling and response // The Arabidopsis Book. 2013. 11: e0164. doi/10.1199/ tab.0164.

Topisirovic I., Svitkin Y.V., Sonenberg N., Shatkin A.J. Cap and cap-binding proteins in the control of gene expression // WIREs RNA. 2011. V. 2(2). P. 277-298.

Tsukamoto S., Morita S., Hirano E., Yokoi H., Masumara T., Tanaka K. A novel cis-element that is responsive to oxidative stress regulates three antioxidant defense genes in rice // Plant Physiol. 2005. V. 137. P. 317-327.

Ulm R., Baumann A., Oravecz A., Mate Z., Adam E., Oakeley E.J., Schäfer E., Nagy F. Genome-wide analysis of gene expression reveals function of the bZIP transcription factor HY5 in the UV-B response of Arabidopsis // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. V. 101. P. 1397-1402.

Umbach A.L, Siedow J.N. The reaction of the soybean cotyledon mitochondrial cyanide-resistant oxidase with sulfhydryl reagents suggests that a-keto acid activation involves the formation of a thiohemiacetal // J. Biol. Chem.1996. V. 271. P. 25019-25026.

Umbach A.L., Fiorani F., Siedow J.N. Characterization of transformed Arabidopsis with altered alternative oxidase levels and analysis of effects on reactive oxygen species in Tissue // Plant Physiol. 2005. V. 139. P. 1806-1820.

Umbach A.L., Ng V.S., Siedow J.N. Regulation of plant alternative oxidase activity: a tale of two cysteines // Biochim. Biophys. Acta. 2006. V. 1757. P. 135-142.

Umbach A.L., Siedow J.N. Covalent and non-covalent dimers of the cyanide-resistant alternative oxidase protein in higher plant mitochondria and their relationship to enzyme activity // Plant Physiol.1993. V. 103. P. 845-854.

Van Aken O., Giraud E., Clifton R., Whelan J. Alternative oxidase: a target and regulator of stress responses // Physiol. Plant. 2009. V. 137. P. 354-361.

Van Aken O., Zhang B., Law S., Narsai R., Whelan J. AtWRKY40 and AtWRKY63 modulate the expression of stress-responsive nuclear genes encoding mitochondrial and chloroplast proteins // Plant Physiol. 2013. V. 162. P. 254-271.

Van der Plas L.H.W., Wagner M.J. Influence of ethanol on alternative oxidase in mitochondria from callus-forming potato tuber discs // Physiol. Plant. 1980. V. 49. P. 121-126.

Van Der Straeten D., Chaerle L., Sharkov G., Lambers H., Van Montagu M. Salicylic acid enhances the activity of the alternative pathway of respiration in tobacco leaves and induces thermogenicity // Planta. 1995. V. 196. P. 412-419.

Van der Werff M., Pruyt M.J. Long-term effects of heavy metals on aquatic plants // Chemosphere 1982. V. 11. P. 727-739.

Van Lis R., Atteia A. Control of mitochondrial function via photosynthetic redox signals // Photosynthesis Research. 2004. V. 79. P. 133-148.

Vanlerberghe G. C., Vanlerberghe A. E., Mcintosh L. Molecular genetic evidence of the ability of alternative oxidase to support respiratory carbon metabolism // Plant Physiol. 1997. V. 113. № 2. P. 657-661.

Vanlerberghe G.C. Alternative oxidase: a mitochondrial respiratory pathway to maintain metabolic and signaling homeostasis during abiotic and biotic stress in plants // International Journal of Molecular Sciences. 2013. V. 14. P. 6805-6847.

Vanlerberghe G.C. Alternative oxidase: a mitochondrial respiratory pathway to maintain metabolic and signaling homeostasis during abiotic and biotic stress in plants // Int J. Mol. Sci. 2013. V. 14. P. 6805-6847.

Vanlerberghe G.C. Alternative oxidase: a mitochondrial respiratory pathway to maintain metabolic and signaling homeostasis during abiotic and biotic stress in plants // Int. J. Mol. Sci. 2013. V. 14. P. 6805- 6847.

Vanlerberghe G.C., Cvetkovska M., Wang J. Is the maintenance of homeostatic mitochondrial signaling during stress a physiological role for alternative oxidase? // Physiol. Plant. 2009. V. 137. P. 392-406.

Vanlerberghe G.C., Day D.A., Wiskich J.T., Vanlerberghe A.E., Mclntosh L. Alternative oxidase activity in Tobacco leaf mitochondria. Dependence on tricarboxylic acid cycle-mediated redox regulation and pyruvate activation // Plant Physiol. 1995. V. 109. P. 353-361.

Vanlerberghe G.C., Mcintosh L. Alternative oxidase: From gene to function // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1997. V. 48. P. 703-734.

Vanlerberghe G.C., Mcintosh L., Mitochondrial electron transport regulation of nuclear gene expression. Studies with the alternative oxidase gene of tobacco // Plant Physiol. 1994. V. 105. P. 867-874.

Vanlerberghe G.C., Robson C.A., Yip J.Y.H. Induction of mitochondrial alternative oxidase in response to a cell signal pathway down-regulating the cytochrome pathway prevents programmed cell death // Plant Physiol. 2002. V. 129. P. 1829-1842.

Veen B.W. Energy costs of ion transport // Genetic engineering of osmoregulation: impact on plant productivity for food, chemicals and energy. New York, 1980. P. 187-195.

Vercesi A.E., Borecky J., Maia I., de G., Arruda P., Cuccovia I.M., Chaimovich H. Plant uncoupling mitochondrial proteins. Annu. Rev. Plant Biol. 2006. V. 57. P. 383-404.

Vetter J. Plant cyanogenic glycosides // Toxicon. 2000. V. 38. P. 11-36.

Vianello A., Zancani M., Peresson C., Petrussa C., Casolo V., Krajnakova J., Patui S., Braidot E., Macri F. Plant mitochondrial pathway leading to programmed cell death // Physiol. Plant. 2007. V. 129. P. 242-252.

Vidal G., Ribas-Carbo M., Garmier M., Dubertret G., Rasmusson A.G., Mathieu C., Foyer C.H., de Paepe R. Lack of respiratory chain Complex I impairs alternative oxidase engagement and modulates redox signaling during elicitor-induced cell death in tobacco // Plant Cell. 2007. V. 19. P. 640-655.

Vishwakarma A., Kumari A., Mur L.A.J., Gupta K.J. A discrete role for alternative oxidase under hypoxia to increase nitric oxide and drive energy production // Free Radical Biology and Medicine. 2018. V. 122. P. 40-51.

Vishwakarma A., Tetali S.D., Selinski J., Scheibe R., Padmasree K. Importance of the alternative oxidase 638 (AOX) pathway in regulating cellular redox and ROS homeostasis to optimize photosynthesis during 639 restriction of the cytochrome oxidase pathway in Arabidopsis thaliana // Ann Bot. 2015. V. 116. P. 555-569.

Vojnikov V, Korzun A, Pobezhimova T, Varakina N. Effect of cold shock on the mito-chondrial activity and on the temperature of winter wheat seedlings // Biochem. Physiol. Pflanzen. 1984. V. 179. P. 327-30.

Vojnikov V.K., Luzova G.B., Korzun A.M. The composition of free fatty acids and mitochondrial activity in seedlings of winter cereals under cold shock // Planta. 1983. V. 158. P. 194-198.

Wagner A.M., Krab K. The alternative respiration pathway in plants: role and regulation // Physiol Plant. 1995. V. 95. P. 318-325.

Wagner A.M., Krab K., Wagner M.J., Moore A.L. Regulation of thermogenesis in flowering Araceae: The role of the alternative oxidase // Biochim. Biophys. Acta. 2008. V. 1777. P. 993-1000.

Wallström S.V., Aidemark M., Escobar M.A., Rasmusson A.G. An alternatively spliced domain of the NDC1 NAD(P)H dehydrogenase gene strongly influences the expression of the ACTIN2 reference gene in Arabidopsis thaliana // Plant Sci. 2012. V. 183. P. 190-196.

Wallström S.V., Florez-Sarasa I., Araujo W.L., Aidemark M., Fernandez-Fernandez M., Fernie A.R., Ribas-Carbo M., Rasmusson A.G. Suppression of the external mitochondrial NADPH dehydrogenase, NDB1, in Arabidopsis thaliana affects central metabolism and vegetative growth // Mol. Plant. 2014a. V. 7. P. 356-368.

Wallström S.V., Florez-Sarasa I., Wagner L., Araujo W.L., Escobar M.A., Geisler D.A., Aidemark M., Lager I., Fernie A.R., Ribas-Carbo M., Rasmusson A.G. Suppression of NDA-type alternative mitochondrial NAD(P)H dehydrogenases in Arabidopsis thaliana modifies growth and metabolism, but not high light stimulation of mitochondrial electron transport // Plant Cell Physiol. 2014b. V. 55(5). P. 881-896.

Waloszek A., Wi^ckowski S., Planner A., Boguta A., Fr^ckowiak D. Photothermal spectra of thylakoides isolated from cucumber cotyledons at various stages of greening // Photosynthetica. 2002. V. 40. P. 279-288.

Wang H., Huang J., Liang X., Bi Y. Involvement of hydrogen peroxide, calcium, and ethylene in the induction of the alternative pathway in chilling-stressed Arabidopsis callus // Planta. 2012. V. 235. P. 53-67.

Wang J., Vanlerberghe G.C. A lack of mitochondrial alternative oxidase compromises capacity to recover from severe drought stress // Physiol. Plant. 2013. V. 149(4). P. 461-473.

Wang L., Zhao C., Li S., Kong L. Wu W., Kong W., Liu Y., Wei Y., Zhu J.K. The inhibition of protein translation mediated by AtGCN1 is essential for cold tolerance in Arabidopsis thaliana // Plant Cell Environ. 2017. V. 40(1). P. 56-68.

Wang P., Hendron R.-W., Kelly S. Transcriptional control of photosynthetic capacity: conservation and divergence from Arabidopsis to rice // New Phytol. 2017. V. 216. P. 32-45.

Warburg O, Christian W. Ein zweites sauerstoffübertragendes Ferment und sein Absorptionsspektrum // Naturwissenschaften. 1932. 20 P. 688.

Ward J.K., Antonovics J., Thomas R.D., Strain B.R. Is the atmospheric CO2 a selective agent on model C3 annuals // Oecologia. 2000. V. 123. P. 330-341.

Watanabe C.K., Hachiya T., Takahara K., Kawai-Yamada M., Uchimiya H., Uesono Y., Terashima I., Noguchi K. Effects of AOXla deficiency on plant growth, gene expression of respiratory components and metabolic profile under low-nitrogen stress in Arabidopsis thaliana // Plant Cell Physiol. 2010. V. 51(5). P. 810-822.

Watanabe C.K., Hachiya T., Terashima I., Noguchi K. The lack of alternative oxidase at low temperature leads to a disruption of the balance in carbon and nitrogen metabolism, and to an up-regulation of antioxidant defence systems in Arabidopsis thaliana leaves // Plant Cell Environ. 2008. V. 31. P. 1190-1202.

Waters M.T., Langdale J A. The making of a chloroplast // The EMBO J. 2009. V. 28. P. 2861-2873.

Welchen E., Chan R.L., Gonzalez D.H. Metabolic regulation of genes encoding cytochrome c and cytochrome c oxidase subunit Vb in Arabidopsis // Plant Cell Environ. 2002. V. 25. P. 1605-1615.

Wenz T., Hielscher R., Hellwig P., Schägger H., Richers S., Hunte C. Role of phospholipids in respiratory cytochrome bc1 complex catalysis and supercomplex formation // Biochim. Biophys. Acta. 2009. V. 1787. P. 609-616.

Wilhelm C., Selmar D. Energy dissipation is an essential mechanism to sustain the viability of plants: The physiological limits of improved photosynthesis // J. Plant Physiol. 2011. V. 168. P. 179-87.

Williams R.J., Spencer J.P.E., Rice-Evans C. Flavonoids: Antioxidants or signalling molecules? // Free Radical Biol. Medic. 2004. V. 36 (7). P. 838-849.

Winkler E., Klingenberg M. Effect of fatty acids on H+ transport activity of the reconstituted uncoupling protein // J. Biol. Chem. 1994. V. 269(4). P. 2508-2515.

Yamasaki H., Shimoji H., Ohshiro Y., Sakihama Y. Inhibitory effects of nitric oxide on oxidative phosphorylation in plant mitochondria // Nitric Oxide. 2001. V. 5. P. 261-270.

Ye J., Coulouris G., Zaretskaya I., Cutcutache I., Rozen S., Madden T.L. Primer-BLAST: a tool to design target-specific primers for polymerase chain reaction // BMC Bioinf. 2012. 13:134. doi: 10.1186/1471-2105-13-134.

Yoshida K., Noguchi K. Differential gene expression profiles of the mitochondrial respiratory components in illuminated Arabidopsis leaves // Plant Cell Physiol. 2009. V. 50. P. 1449-1462.

Yoshida K., Terashima I., Noguchi K. How and why does mitochondrial respiratory chain respond to light? // Plant Signal. Behav. 2011. V. 6. P. 864-866.

Yoshida K., Watanabe C., Kato Y., Sakamoto W., Noguchi K. Influence of chloroplastic photo-oxidative stress on mitochondrial alternative oxidase capacity and respiratory properties: a case study with Arabidopsis yellow variegated 2 // Plant Cell Physiol. 2008. V. 49(4). P. 592603.

Yoshida K., Watanabe C.K., Hachiya T., Tholen D., Shibata M., Terashima I., Noguchi K. Distinct responses of the mitochondrial respiratory chain to long- and short-term high-light environments in Arabidopsis thaliana // Plant Cell Environ. 2011. V. 34. P. 618-628.

Young N.D., Nagarajan N., Lin S.J., Korhonen P.K., Jex A.R., Hall R.S., Safavi-Hemami H., Kaewkong W., Bertrand D., Gao S. The Opisthorchis viverrini genome provides insights into life in the bile duct // Nat. Commun. 2014. V. 5. P. 4378.

Zalutskaya Z., Filina V., Ostroukhova M., Ermilova E. Regulation of alternative oxidase 1 in Chlamydomonas reinhardtii during sulfur starvation // Eur. J. Protistol. 2018. V.63. P. 26-33.

Zalutskaya Z., Lapina T., Ermilova E. The Chlamydomonas reinhardtii alternative oxidase 1 is regulated by heat stress // Plant Physiol. Biochem. 2015. V. 97. P. 229-234.

Zalutskaya Z., Ostroukhova M., Ermilova E. The Chlamydomonas alternative oxidase 1 is regulated by cadmium stress: new insights into control of expression // Environ. Exp. Bot. 2016. V. 130. P. 133-140.

Zhang D.-W., Xu F., Zhang Z.-W., Chen Y.-E., Du J.-B., Jia S-D., Yuan S., Lin H.-H. Effects of light on cyanide-resistant respiration and alternative oxidase function in Arabidopsis seedlings // Plant Cell Environ. 2010. V. 33. P. 2121-2131.

Zhang D.-W., Yuan S., Xu F., Zhu F., Yuan M., Ye H.-X., Guo H.-Q., Lv X., Yin Y., Lin H.-H. Light intensity affects chlorophyll synthesis during greening process by metabolite signal from mitochondrial alternative oxidase in Arabidopsis // Plant Cell Environ. 2016. V. 39. P. 1225.

Zhang M., Mileykovskaya E., Dowhan W. Cardiolipin is essential for organization of complexes III and IV into a supercomplex in intact yeast mitochondria // J. Biol. Chem. 2005. V. 280. P. 29403-29408.

Zhao C., Wang X., Wang X., Wu K., Li P., Chang N., Wang J., Wang F., Li J., Bi Y. Glucose-6-phosphate dehydrogenase and alternative oxidase are involved in the cross tolerance of highland barley to salt stress and UV-B radiation // J. Plant Physiol. 2015. V. 181. P. 83-95.

Zhao M.G., Liu Y.G., Zhang L.X., Zheng L., Bi Y.R. Effects of enhanced UV-B radiation on the activity and expression of alternative oxidase in red kidney bean leaves // J Integr. Plant Biol. 2007. V. 49. P. 1320-1326.

Zhu L.-J., Deng X.-G., Zou L.-J., Zhang D.-W., Lin H.-H. Enhancement of stress tolerance in cucumber seedlings by proanthocyanidins // Biol. Plant. 2017. V.61 (2). P. 323-332.