Функции ретиналя - хромофора зрительного пигмента родопсина, в норме и при патологии тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.02, доктор биологических наук Фельдман, Татьяна Борисовна

• Фельдман, Татьяна Борисовна
• доктор биологических наук
• 2013

Оглавление диссертации доктор биологических наук Фельдман, Татьяна Борисовна

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ЗРИТЕЛЬНЫЙ ПИГМЕНТ РОДОПСИН: СТРУКТУРА И ФУНКЦИИ.

1.1. Глаз, сетчатка, фоторецепторная клетка, наружный сегмент, фоторецепторная мембрана, зрительные пигменты.

1.2. Структура родопсина: рентгеноструктурный анализ и молекулярное моделирование.

1.3. Фотолиз родопсина.

1.3.1. Первичные фотохимические процессы в родопсине.

1.3.2. Стадии фотолиза родопсина.

1.3.3. Существование альтернативных путей фотолиза родопсина.

1.3.4. Обратные фотореакции родопсина.

1.4. Продукты фотолиза родопсина - полностью-транс-ретиналь и его производные как фотосенсибилизаторы деструктивных процессов в клетках ретинального пигментного эпителия и фоторецепторов.

1.5. Производные полностью-транс-ретиналя как источник аутофлуоресценции глазного дна.

ГЛАВА 2. ПРЯМАЯ И ОБРАТНАЯ ФОТОРЕАКЦИИ ХРОМОФОРА В

РОДОПСИНЕ.

2.1. Фемтосекундная лазерная спектроскопия родопсина при комнатной температуре.

2.1.1. Первичные реакции родопсина, индуцированные импульсами 500, 535 и 560 нм при возбуждении молекулы в а-полосе поглощения.

2.1.2. Первичные реакции родопсина, индуцированные импульсами 405 нм при возбуждении молекулы в ¡3-полосе поглощения.

2.1.3. Анизотропия сигналов поглощения первичных фотопродуктов родопсина.

2.1.4. Первичные реакции родопсина, индуцированные УФ импульсами 308 нм при возбуждении молекулы в у-полосе поглощения.

2.1.5. Сравнение фотоиндуцированных реакций родопсина при возбуждении импульсами 500, 405 и 308 нм.

2.1.6. Фотообратимые реакции родопсина в фемтосекундной шкале времени.

2.2. Низкотемпературная спектроскопия родопсина.

2.2.1. Особенности спектральных свойств продуктов превращения родопсина в ходе его фотолиза на стадии перехода батородопсина в люмиродопсин.

2.2.2. Изомерный состав ретиналя в продуктах фотопревращения родопсина при низких температурах.

2.2.2.1. Изомерный состав ретиналя в продуктах облучения родопсина при -196° С (стадия образования батородопсина).

2.2.2.2. Изомерный состав ретиналя в продуктах облучения родопсина при -40° С (стадия образования люмиродопсина).

2.2.2.3. Изомерный состав ретиналей в изохромных формах родопсина при -25° С (стадия образования метародопсина I).

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Функции ретиналя - хромофора зрительного пигмента родопсина, в норме и при патологии»

Родопсин является одним из самых древних белков животного царства -он возник в докембрийский период, около 550-580 миллионов лет назад (Lamb et al., 2007). Хромофорный центр этого белка исключительно консервативен, и фотоизомеризация хромофора как триггера процесса фототрансдукции является универсальной реакцией в процессе фоторецепции у всех организмов - от самых примитивных (фототаксис) до высокоорганизованных (зрение).

Интерес к этой молекуле возник еще в середине XVIII века, когда немецкий физиолог Генрих Мюллер извлек из лягушачьего глаза сетчатку и просто, без всяких приборов, взглянул на нее. Она оказалась розовато-пурпурной. Однако это любопытное наблюдение не привлекло особого внимания ученых. Лишь через четверть века австриец Ференц Болль повторил опыт Мюллера и написал в короткой статье 1876 года: «Вытащенная из глаза розовая сетчатка на свету выцветает, становится белесой. Выцветание должно быть как-то непосредственно связано с процессом зрения» (Boll, 1876). Сегодня это явление называют «обесцвечивание». Статья Ф. Болля положила начало систематическому изучению зрительных пигментов. С тех пор и по сегодняшний день светочувствительный зрительный пурпур, или родопсин, остается одним из самых интересных и подробно изучаемых белков.

Несмотря на столь внушительный период (более 150 лет) исследования зрительных пигментов остается ряд невыясненных вопросов, касающихся, в том числе, фотохимии родопсина.

В настоящее время одной из основных задач современных фотобиологических исследований процесса зрительной рецепции является изучение конформационных перестроек хромофорной группы (11 -цисретиналя) и белковой части (апобелка) на начальных стадиях фотопревращения молекулы родопсина. Эти перестройки и определяют, в

11 конечном счете, инициацию фототрансдукции - превращения энергии поглощенного кванта света в фоторецепторный сигнал в зрительной клетке.

Особое внимание в теоретических и экспериментальных исследованиях уделяется изучению конфигурационного состояния 11-г/мс-ретиналя и его взаимодействию с ближайшим белковым окружением в хромофорном центре темнового необлученного родопсина и в продуктах его фотопреващения. Именно это взаимодействие определяет уникальные фотохимические свойства родопсина: исключительно высокую скорость изомеризации хромофора (менее 200 фемтосекунд) и высокий квантовый выход этой реакции (0,65).

Кроме того, родопсин является типичным представителем большого семейства G-белок-связывающих рецепторов (G-protein-coupled receptors /GPCR/), играющих ключевую роль в регуляторных процессах организма (Mirzadegan et al., 2003). Сигнальные пути, регулируемые этими белками-рецепторами, определяют множество важнейших биологических процессов, включая процессы сенсорной рецепции, эндокринной регуляции и синаптической передачи. Около 5% генома человека (более 600 генов) содержит информацию об этих белках (Venter et al., 2001). Понимание молекулярных механизмов, лежащих в основе функционирования этих белковых рецепторов, может позволить управлять многими биохимическими процессами, происходящими в организме.

Зрительный пигмент родопсин, локализованный в фоторецепторной мембране наружного сегмента зрительной клетки, является прекрасной моделью для исследования структуры и функции G-белок-связывающих рецепторов. Запускаемый родопсином при поглощении им кванта света механизм фототрансдукции изучен достаточно хорошо. В этом механизме преобразования, передачи и многократного усиления первичного светового сигнала самым первым событием является фотохимическая реакция изомеризации хромофорной группы родопсина - 11-г/мс-ретиналя.

Изомеризация приводит, в конечном итоге, к конформационным

12 перестройкам белковой части молекулы, в результате чего родопсин переходит в физиологически активированное состояние (метародопсин II) и приобретает способность к взаимодействию с G-белком. Во всех других G-белок-связывающих рецепторах первой стадией активации является связывание специфического лиганда, например, пахучей молекулы, нейромедиатора или гормона. Это вызывает вполне определенные конформационные перестройки G-белок-связывающего рецептора и приводит к его переходу в активированное состояние (Gether et al., 1998). В фототрансдукции же физиологическим стимулом, запускающим G-белковый каскад, служит не химическое вещество, а свет. При этом уникальная особенность родопсина как G-белок-связывающего рецептора состоит в том, что в темновом состоянии его лиганд, 11 -г/ис-ретиналь, выступает в качестве мощного, эффективнейшего антагониста, обеспечивающего поддержание родопсина в неактивном состоянии. Другими словами, взаимодействие 11-г/мс-ретиналя с ближайшими аминокислотными остатками в хромофорном центре опсина приводит к значительному улучшению соотношения сигнал/шум. Борьба с темновым тепловым шумом - одна из важнейших физиологических задач, успешно решаемая фоторецепторной клеткой, в первую очередь палочкой, способной уверенно детектировать всего один квант света, поглощенный одной из, примерно, 109 молекул родопсина.

Фотоизомеризация 11-г/мс-ретиналя вызывает конформационные изменения сначала ближайшего белкового окружения, а затем и всей белковой части молекулы (Struts et al., 2011). При этом конформационные изменения цитоплазматических петель приводят к способности родопсина взаимодействовать с белками каскада фототрансдукции, прежде всего с G-белком трансдуцином. Цис-транс-изомеризацая хромофорной группы и ее дальнейшая релаксация в полностью-транс-состояние на последующих стадиях обесцвечивания родопсина обусловливает изменение спектральных характеристик промежуточных продуктов, что дает возможность подробно исследовать процесс фотолиза зрительного пигмента с помощью огромного арсенала современных спектральных методов.

На последней стадии фотопревращения родопсина (у позвоночных) происходит разрыв ковалентной связи опсина с полностью-транс-ретиналем (фотолиз) и последний высвобождается из молекулы. В норме «отработанный» хромофор восстанавливается до ретинола и быстро удаляется из фоторецепторной мембраны. При некоторых патологиях (например, при дефекте белка АВСЯ4 - АТФ-зависимом переносчике полностью-транс-ретиналя) или в условиях интенсивного воздействия света на сетчатку избыточный полностью-транс-ретиналь накапливается в фоторецепторной мембране наружного сегмента фоторецепторной клетки. В результате этого происходит его неспецифическое взаимодействие с аминогруппами фосфолипидов (фосфатидилэтаноламина) и белковых молекул. Образовавшиеся продукты, как и сам полностью-транс-ретиналь, обладают свойствами фотосенсибилизаторов и способны инициировать фотоокислительные деструктивные процессы в клетке.

Таким образом, изучение особенностей взаимодействия 11-г/ис-ретиналя с окружающими его аминокислотными остатками в хромофорном центре темнового родопсина, природы фотохимической реакции изомеризации 11-г/ис-ретиналя в транс-форму при поглощении родопсином кванта света, а также патологических процессов в фоторецепторных мембранах, вызванных избыточным накоплением продукта фотолиза родопсина, полностью-транс-ретиналя - одна из ключевых задач биофизики фоторецепции. фоторецепторных клеток - палочек и колбочек и нескольких слоев нервных клеток (рис. 2). Фоторецепторные клетки содержат зрительные пигменты, нейральная часть представляет собой несколько типов нервных клеток, отвечающих за первичную обработку зрительной информации.

Клетки РПЭ

Палочки

Колбочки

Внешняя пограничная мембрана

Мюллеровы клетки Горизонтальные клетки

Биполярные клетки

Амакриновые клетки

Ганглиозные клетки Слой нервных волокон

Внутренняя пограничная / мембрана

Рисунок 2 - Схема строения сетчатки и прилегающего к ней ретинального пигментного эпителия (РПЭ).

Фоторецепторный слой сетчатки состоит из 120 миллионов палочек и от 4 до 6 миллионов колбочек. Палочки, действительно, похожи на палочки, точнее, на цилиндры, содержащие зрительный пигмент родопсин (рис. 3). Они работают при низкой освещенности и отвечают за сумеречное, черно-белое зрение. Они очень чувствительны к свету и способны детектировать даже одиночный поглощенный квант света. Днем глаз воспринимает все цвета видимого спектра. Отвечают за это колбочки, которые работают при средних и высоких интенсивностях света. Они содержат сине-, зелено- и

Наружный сегмент палочки имеет цилиндрическую форму. Диаметр его у разных видов животных варьирует в пределах 1-6 мкм, длина - в пределах 10-50 мкм. Структурно наружный сегмент палочки представляет собой стопку плотно упакованных замкнутых мембранных образований -фоторецепторных дисков, содержащих большое количество зрительного пигмента родопсина. Диски морфологически и электрически отделены от плазматической мембраны палочки по всей длине наружного сегмента. Образуются диски в базальной части наружного сегмента как впячивания плазматической мембраны. Вновь образовавшиеся диски не отделены от плазматической мембраны, но в процессе формирования они отделяются и замыкаются таким образом, что наружная сторона цитоплазматической мембраны оказывается обращенной внутрь диска. «Диски» колбочек, в отличие от палочек, в онтогенезе не отделяются от плазматической мембраны и представляют собой просто складки цитоплазматической мембраны по всей длине наружного сегмента колбочки и, следовательно, внутридисковое пространство «диска» колбочки - это внеклеточное пространство между ее наружным сегментом и отростками клетки пигментного эпителия. Наружный сегмент колбочки в несколько раз короче наружного сегмента палочки и имеет коническую форму.

Внутренний сегмент - соединен с наружным сегментом фоторецептора тонким цилиарным мостиком, содержащим модифицированную ресничку, в которой имеется девять пар фибрилл по периферии, но отсутствуют две центральные. По-существу, наружный сегмент является модифицированной ресничкой. Внутренний сегмент содержит метаболический аппарат клетки, в том числе большое скопление митохондрий, обеспечивающих энергетические потребности фоторецептора, и аппарат Гольджи, принимающий участие в интенсивном синтезе белка (опсина). В этой части клетки осуществляются все биосинтетические процессы, включая биогенез новых фоторецепторных дисков. Обновление фоторецепторных мембран

19 наружного сегмента палочки происходит примерно за две недели, в колбочках обновление происходит медленнее.

Ядерная часть фоторецепторной клетки содержит крупное ядро.

Пресинаптическое окончание фоторецептора (т.н. «ножка» колбочки и «сферула» палочки) осуществляет контакт с постсинаптической мембраной последующих нервных клеток сетчатки. Пресинаптическое окончание содержит синаптическую ленту, вокруг которой локализовано множество синаптических пузырьков, содержащих нейромедиатор (глутамат).

Фоторецепторный диск палочки (рис. 3) представляет собой два мембранных бислоя дисковидной формы, соединенных по краю диска. Диски ориентированы перпендикулярно продольной оси палочки. Расположение дисков строго периодично. Ориентация дисков в наружном сегменте обеспечивается цитоскелетом. Расстояние между центрами соседних дисков составляет 300 А, расстояние между дисками -150 А, толщина о фоторецепторной мембраны - 60-70 А, расстояние между мембранами о внутри диска - 10-30 А.

Мембрана фоторецепторного диска - это типичная биологическая мембрана, образованная липидным бислоем, в который погружены молекулы белков. Мембрана состоит примерно на 40 % из липидов и на 60 % - из белка. Основной белок в этой мембране (до 90-95% всех белков) - это светочувствительный трансмембранный белок родопсин. Его молекулярная масса около 40 кД. В «петлях» диска локализован также и другой белок с гораздо большей молекулярной массой (около 220 кД) - АТФ-зависимый переносчик полностью-транс ретиналя (ABCR4). Двойной липидный слой мембраны образован, в основном, тремя типами фосфолипидов фосфатилэтаноламином, фосфатидилсерином и фосфатидилхолином.

Особенностью липидного состава этой мембраны является её жирнокислотный состав. Это полиненасыщенные жирные кислоты, основная из которых - длинноцепочечная докозогексоеновая кислота, имеющая 22

20 углеродных атома и 4 двойных связи. Благодаря этому, а также очень низкому содержанию холестерина (около 2 %), константа диффузии

9 2 1 родопсина в мембране равна примерно 5.10" см с" , а вязкость мембраны составляет около 1-2 Пуаз. Фактически, вязкость мембраны сравнима с вязкостью оливкового масла. Молекулы родопсина в «жидкой» фоторецепторной мембране испытывают Броуновское движение; они обладают быстрой вращательной (время релаксации около 20 мкс) и более медленной латеральной диффузией. Тем самым в фоторецепторной мембране диска наружного сегмента обеспечивается свободная подвижность родопсина и других примембранных белков. Такая высокая подвижность обеспечивает, согласно ставшими классическими представлениям, взаимодействие любой поглотившей квант света молекулы родопсина со многими молекулами ферментативного, усилительного каскада фототрансдукции.

В последнее время развивается «революционное» представление, согласно которому родопсин в фоторецепторной мембране, на самом деле, не диффундирует, а существует в виде димерных или даже олигомерных комплексов. Представление это основано на данных рентгеноструктурного анализа родопсина, молекулярных расчетов, исследования фоторецепторной мембраны с помощью атомно-силовой микроскопии, масс-спектрометрии и микроспектрофотометрии (Fotiadis et al., 2003; Liang et al., 2003; Cordomi et al., 2009; Govardovskii et al., 2009; Neri et al., 2010; Knepp et al., 2012) (рис. 5). Так, авторы теоретической работы (Neri et al., 2010) предполагают, что в димерном комплексе молекулы родопсина осуществляют разные физиологические функции: одна молекула поглощает квант света, а вторая работает как активный центр связывания с трансдуцином. Если такая точка зрения справедлива, то под сомнение может быть поставлено общепринятое в настоящее время представление о молекулярном механизме фототрансдукции, световой и темновой адаптации. в молекуле ретиналя2 имеется одна дополнительная двойная связь в (3-иононовом кольце. В первом случае зрительные пигменты попадают в класс родопсинов, во втором - в класс порфиропсинов, спектры поглощения которых за счет этой дополнительной двойной связи в Р-иононовом кольце, как правило, расположены в более длинноволной области спектра, нежели у родопсинов.

Широкий разброс положения максимумов спектров поглощения зрительных пигментов - от ультрафиолетовой области (А.макс =360 нм) до красной (Х,макс. = 620 нм) - определяется составом аминокислотных остатков в хромофорном центре опсина, их расположением относительно 11 -цис-ретиналя в этом хромофорном центре (Кайа е1 а1., 2012). Так, например, в палочках сетчатки человека содержится пигмент родопсин с максимумом спектра поглощения А.макс = 498 нм, а в трех типах колбочек (сине-, зелено- и красночувствительных) содержится, соответственно, три типа зрительных пигментов с максимумами спектров поглощения в синей (420 нм), зеленой (531 нм) и красной (558 нм) областях видимого спектра. Красный колбочковый пигмент часто называют йодопсином.

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Фельдман, Татьяна Борисовна

ОСНОВНЫЕ РЕЗУЛЬТАТЫ И ВЫВОДЫ

1. Методами фемтосекундной лазерной спектроскопии изучены механизмы фотохимической реакции изомеризации 11-г/мс-ретиналя в родопсине при комнатной температуре. Показано, что реакция ^мс-тиранс-фотоизомеризации ретиналя в родопсине протекает в когерентном режиме: выявлены частоты и амплитуды колебательных мод, участвующих в фотореакции молекулы родопсина (44 и 142 см"1 - для родопсина и 62 и 160 см"1 - для фотородопсина).

2. Впервые продемонстрирована обратная фотореакция зрительного пигмента родопсина в фемтосекундном диапазоне времени. Это позволяет рассматривать молекулу родопсина как прообраз сверхбыстрого молекулярного фотопереключателя.

3. Методом низкотемпературной спектрофотометрии получены спектральные характеристики продуктов фотопревращения родопсина в температурном диапазоне от -196° до -80°С (стадии образования бато- и люмиродопсина) и определен изомерный состав ретиналя в этих продуктах.

333

Показано, что при облучении родопсина синим светом (436 нм) образуется, как минимум, две спектральные формы батородопсина. Эти результаты предполагают существование альтернативных путей фотопревращения родопсина.

4. Методом молекулярного моделирования показано, что процесс «адаптации» остатка 11 -г/ис-ретиналя в хромофорном центре темнового родопсина сопровождается конформационными перестройками в ближайшем белковом окружении ретиналя и в цитоплазматическом домене. Предполагается, что эти внутримолекулярные перестройки важны для поддержания молекулы родопсина в темновом, физиологически неактивном состоянии, в котором 11-г/мс-ретиналь выступает в качестве лиганда-антагониста.

5. На примере модели мутантной формы родопсина Е181К, характерной для патологии (пигментного ретинита), методом молекулярного моделирования описан механизм нарушения хромофор-белкового взаимодействия, при котором в хромофорном центре не формируется устойчивая ковалентная связь 11 -^мс-ретиналя с остатком Ьуз296, а в цитоплазматическом домене не блокируется активный центр связывания с О-белком (трансдуцином).

6. Подробно изучены спектральные характеристики и относительное содержание флуорофоров (производных полностью-/я/?анс-ретиналя - бис-ретиноидов) в хлороформном экстракте липофусциновых гранул, выделенных из ретинального пигментного эпителия кадаверных глаз человека.

Показано, что в процессе старения относительное содержание продуктов фотоокисления и фотодеградации бис-ретиноидов в липофусциновых гранулах увеличивается. Впервые показано в двух случаях офтальмологически визуализированной патологии, что относительное содержание практически всех флуорофоров в том же возрастном диапазоне отличается от нормы. Предполагается, что в суммарную картину аутофлуоресценции глазного дна, помимо А2Е, существенный вклад вносят продукты его фотоокисления и фотодеградации.

Спектральная оценка вклада неокисленных и окисленных форм флуорофоров может стать основой для компонентного спектрального анализа картины аутофлуоресценции глазного дна - современного неинвазивного метода диагностики старческих и дегенеративных заболеваний сетчатки и ретинального пигментного эпителия глаза человека. 7. Совокупность полученных данных представляет собой новые знания о хромофорной группе молекулы зрительного пигмента родопсина: а) об 11-z/ис-ретинале как лиганде-антагонисте родопсина в его темновом состоянии; б) о когерентной природе реакции фотоизомеризации остатка ретиналя из 11-цис в транс-форму; в) о динамике накопления с возрастом и при патологии побочных продуктов превращения полностью-тракс-ретиналя - бис-ретиноидов. Эти знания вносят важный вклад в понимание молекулярных механизмов зрительной рецепции в норме и при патологии.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Фотобиологический парадокс зрения состоит в том, что свет несет не только зрительную информацию, но и способен оказать на структуры глаза в определенных условиях повреждающее действие. Основным источником парадокса выступает хромофор зрительного пигмента - 11-г/мс-ретиналь.

С одной стороны, он поглощает квант света и в результате фотохимической реакции запускает процесс фототрансдукции -трансформации световой энергии в фоторецепторный сигнал. С другой стороны, «отработанный» хромофор, но уже в потостыо-транс-конфигурации, а также продукты его взаимодействия с липидами и белками, становятся фотосенсибилизаторами, способными инициировать фотодеструктивные процессы в фоторецепторной клетке и клетке ретинального пигментного эпителия.

11-цис-Ретиналь как хромофор зрительного пигмента

Зрительные пигменты - одни из самых древних белков животного царства, появившиеся у многоклеточных организмов около миллиарда лет назад, а у билатеральных - около 600 миллионов лет назад. С тех пор молекула 11 -г/мс-ретиналя является, практически, единственным хромофором этих пигментов у всех животных организмов. Этот факт говорит о том, что это была удачная находка природы в процессе эволюции фоторецепторной системы: 11-^мс-ретиналь в молекуле зрительного пигмента приобретает уникальные свойства.

Ретиналь является универсальным хромофором, чьи спектральные свойства зависят от аминокислотного окружения в хромофорном центре. Спектральная настройка ретиналя может варьировать в диапазоне от 350 до 650 нм.

Структура молекулы ретиналя и ее динамические свойства позволяют хромофору выполнять функцию как лиганда-антагониста (inverse agonist), так и мощнейшего лиганда-агониста в процессе трансдукции.

Уникальное взаимодействие двух частей молекулы зрительного пигмента (ll-^wc-ретиналя и опсина) позволило стать фотохимической реакции изомеризации хромофора одной из самых быстрых в природе, что позволяет эффективно использовать квант света как источник информации.

Полностью-т/шнс-ретиналь как источник фотодеструктивных процессов в фоторецепторной клетке

Несмотря на то, что в ходе эволюции органов зрения у животных возникла сложная, многоступенчатая и надежная система защиты структур глаза от опасности светового повреждения, тем не менее, свет может выступать усугубляющим фактором при наследственных или благоприобретенных дефектах, который способен привести к частичной или даже полной потере зрения. Речь может идти как о дефектах в механизме фоторецепции, так и в системе ее защиты от опасности фотоповреждения.

Основная опасность для сетчатки - свет в ультрафиолетовой и фиолетово-синей областях спектра. Свет этих длин волн способен запустить деструктивные фотохимические реакции свободно-радикального окисления. Для этого необходимы и достаточны три фактора: окрашенные вещества, поглощающие свет (фотосенсибилизаторы), субстраты окисления и кислород.

В сетчатке и в ретинальном пигментном эпителии все эти факторы присутствуют в полной мере. Фотосенсибилизаторами в них могут служить как сам «отработанный» хромофор - полностью-диранс-ретиналь, так и продукты его превращения. Сетчатка очень хорошо обеспечена кислородом, и она содержит легко окисляющиеся субстраты, в первую очередь полиненасыщенные жирные кислоты в составе фосфолипидов фоторецепторной мембраны.

Молекулярные механизмы фотодеструктивного действия полностью-трянс-ретиналя и продуктов его превращения на клеточные структуры в настоящее время хорошо описаны (Маеёа е! а1. 2012).

Схематично это можно представить следующим образом. В условиях интенсивного воздействия света на сетчатку происходит высвобождение избыточного количества полностью-транс-ретиналя. Следует отметить, что в такой ситуации скорость восстановления ретиналя до ретинола с помощью ретинолдегидрогеназы не достаточно высокая, чтобы утилизировать весь высвободившийся ретиналь (В1аке1еу е1 а1., 2011). Как следствие, избыточный свободный полностью-транс-ретиналь может ингибировать и белок АВСЯ4, удаляющий ретиналь из фоторецепторной мембраны, и саму ретинолдегидрогеназу. В результате этого концентрация свободного полностью-шранс-ретиналя в билипидном матриксе фоторецепторной мембраны существенным образом повышается. Вследствие этого происходит взаимодействие полностью-транс-ретиналя с аминогруппами фосфатидилэтаноламина и белков, в результате чего образуется А2-РЕ, который является предшественником А2Е. При фагоцитозе обломков наружных сегментов фоторецепторов все побочные продукты фотолиза зрительного пигмента (производные полностью-/яранс-ретиналя) попадают в клетки ретинального пигментного эпителия. В этих клетках они, действуя на лизосомы, понижают их активность, при этом происходит образование А2Е и ускоренное формирование липофусциновых гранул, о фототоксичных свойствах которых уже известно достаточно много (Островский и др., 1992; ВоиИоп е1 а1., 2004; Островский, 2005). Продукты превращения ретиналя также специфически ингибируют ЯРЕ65 (изомерогидролазу) - ключевой фермент зрительного цикла, изомеризующий в клетке ретинального пигментного эпителия ретинол из полностью-транс в 11-г/мс-изомер.

Исследование прямых и обратных фотореакций родопсина, а также выявление особенностей протекания первичных процессов его фотопревращения в фемтосекундном масштабе времени открывает перспективы создания молекулярных фотопереключателей для оптической обработки информации, т.е. молекулярных переключателей. Другими словами, молекула родопсина как модель такого рода наноустройтв вполне может стать их прообразом. Обоснование для такого вывода изложено в патенте РФ на изобретение № 2420773 «Способ фотопереключения ретинальсодержащего белка и оптический логический элемент на его основе». Изобретение относится к области фотоники и вычислительной техники, конкретно к созданию оптических устройств, действие которых основано на фотохромных свойствах молекул ретинальсодержащих белков, и может быть использовано для создания устройств оптической обработки данных высокого быстродействия. Задачей настоящего изобретения является разработка способа сверхбыстрого фотопереключения молекул ретинальсодержащих белков при комнатной температуре в субпикосекундной шкале времени, а также разработка оптического логического элемента, действие которого основано на применении этого способа, и предназначенного для использования в сверхбыстрых оптических устройствах, работающих в субпикосекундной шкале времени. В основе решения поставленной задачи лежат результаты проведенных нами исследований, которые показали, что с помощью следующих друг за другом первого Ьу1 и второго 1ту2 импульсов фемтосекундной длительности при комнатной температуре возможно осуществить возвращение в исходное состояние интермедиатов фотопревращений ретинальсодержащих белков, содержащих изомеризованный ретиналь.

На основе результатов исследований спектральных свойств, как родопсина, так и побочных продуктов фотолиза - производных полностьютранс-ретиналя, была создана фотохромная композиция для светофильтров защитно-профилактического действия с физиологически обоснованными

331 требованиями к их спектральным характеристикам. Был получен патент РФ на изобретение № 2466173 «Светочувствительная композиция для светофильтров защитно-профилактического назначения». Изобретение относится к области офтальмооптики, конкретно к светочувствительной композиции, предназначенной для создания светофильтров защитно-профилактического назначения - фотохромных полимерных покрытий для очковых УФ-абсорбирующих линз, с целью защиты глаз и профилактики офтальмологических заболеваний, связанных с повреждающим действием светового излучения в видимой области спектра. Задачей настоящего изобретения явилось создание светочувствительной композиции, которая при включении ее в полимерные материалы придает этим материалам заданные оптические свойства. При освещении дневным светом светофильтры «отсекают» область спектра в интервале от 400 до 555 нм, понижая избыточное накопление полностью-тряноретиналя в фоторецепторной мембране, а в условиях сумеречного освещения низкой интенсивности эти материалы обеспечивают полное пропускание света с длиной волны более 400 нм.

Изучение флуоресцентных свойств липофусциновых гранул в экспериментах in vitro привело к пониманию необходимости использования более нативной системы в проведении такого рода экспериментов, с тем, чтобы в дальнейшем можно было использовать эти результаты в усовершенствовании и расширении возможностей неинвазивного метода диагностики зрительных патологий - метода аутофлуоресценции глазного дна. Для исследования флуоресцентных свойств липофусциновых гранул в клетках ретинального пигментного эпителия в экспериментах in situ был разработан оригинальный способ получения монослоя клеток РПЭ из кадаверных глаз человека. Был получен патент РФ на изобретение №

2464783 «Способ выделения и фиксации клеток ретинального пигментного эпителия трупных глаз человека». Изобретение относится к области медицины, в частности к офтальмологии, и может быть

332 использовано для проведения цитологического спектрального анализа флуорофоров липофусциновых гранул ретинального пигментного эпителия нормальных и атипических (патологических) трупных глаз человека с помощью конфокального флуоресцентного микроскопа. Задачей изобретения является разработка способа выделения и фиксации клеток ретинального пигментного эпителия трупных глаз человека с целью проведения спектрального анализа флуорофоров липофусциновых гранул в более нативной системе {in situ) по сравнению с хлороформными экстрактами липофусциновых гранул, полученных из клеток ретинального пигментного эпителия. С учетом полученных нами данных, предлагаемое изобретение позволит разработать технологию селективной аутофлуоресцентной диагностики возрастных макулярных дистрофий.

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Фельдман, Татьяна Борисовна, 2013 год

1. Вавилов С.И. Флуктуации света и их измерения визуальным методом. // Тр. физиол. оптики. Л. 1936. - С.332-342.

2. Гланц С. Медико-биологическая статистика. Пер. с англ. // Практика, М.: -1998.-С.459.

3. Гостев Ф.Е., Качанов A.A., Коваленко С.А., Лозовой В.В., Панов СИ., Саркисов О.М., Свиреденков Э.А., Титов A.A., Товбин Д.Г. Приборы и техника эксперимента. // Изв. АН. Сер. Хим. 1996.'- № 4. - С. 104-112.

4. Джемесюк O.A., Антипин С.А., Гостев Ф.Е., Саркисов О.М., Островский М.А. Перенос энергии с аминокислотных остатков триптофана на ретиналь в молекуле бактериородопсина в фемтосекундном масштабе времени. //ДАН. 2002. - Т. 382. - № 5. - С. 699-702.

5. Донцов А.Е., Сакина Н.Л., Островский М.А. Исследование механизмов фототоксического действия бис-ретинилиденэтаноламина (А2Е) на фоторецепторные мембраны. // Сенсорные системы. 2006. - Т. 20. - № 4. С. 265-269.

6. Каламкаров Г.Р., Островский М.А. Молекулярные механизмы зрительной рецепции, М.: Наука, 2002. 279 е.: ил.

7. Кронгауз В.А., Шифрина P.P., Федорович И.Б., Островский М.А. Фотохимия зрительных пигментов. II. Кинетика фотопревращения зрительного пигмента. // Биофизика. 1975. - Т.20. - С. 419-425.

8. Кронгауз В.А., Шифрина P.P., Федорович И.Б., Островский М.А. Фотохимия зрительных пигментов. III. Сравнительное исследование фотопревращения родопсина быка и лягушки. // Биофизика. 1975. - Т.20. -С. 426-431.

9. Лившиц В.А. Использование эффектов СВЧ-насыщения для изучения медленного скачкообразного вращения в спектрах ЭПР нитроксильных радикалов. // Теоретическая и экспериментальная химия. 1977. - Т. 13. -С. 363-370.

10. Овчинников Ю.А., Абдулаев Н.Г., Фейгина Н.Ю., Артамонов И.Д., Золотарев A.C. Полная аминокислотная последовательность зрительного родопсина. // Биоорган, химия. 1982. - Т. 8. - № 10. - С. 1424-1427.

11. Омельяненко В.Г., Михайлов А.И., Каламкаров Г.Р., Островский М.А., Голъданский В.И. Исследование динамических характеристик фоторецепторной мембраны рекомбинационно-кинетическим методом. // Доклады АН СССР. 1977. - Т. 273. - С. 1498-1501.

12. Островский М.А. Молекулярные механизмы повреждающего действия света на структуры глаза и системы защиты от такого повреждения. // Успехи биологической химии. 2005. - Т. 45. - С. 173-204.

13. Островский М.А., Федорович КБ. Фотосенсибилизированное окисление как механизм повреждающего действия света на сетчатку глаза. // Химическая физика. 1996. - Т. 15. - С. 73-80.

14. Погожева И.Д., Кузнецов В.А., Лившиц В.А., Островский М.А. Конформационная подвижность и взаимодействие доменов родопсина. // Биологические мембраны. 1985. - Т. 2. - № 9. - С. 897-905.

15. Саркисов О.М., Уманский С.Я. Фемтохимия. // Успехи химии. 2001. - Т. 70.-№6.-С. 515-538.

16. Симонова М.В., Черный В.В., Донат Е., Соколов B.C., Маркин B.C. Граничные потенциалы на бислойной мембране в присутствии ремантадина. Анализ трех методов измерения. // Биологические мембраны. 1986. - Т. 3. - С.846-857.

17. Симонова М.В., Черный ВВ., Соколов B.C., Маркин B.C. Транспорт нейтральной формы ремантадина через плоскую бислойную липидную мембрану. // Биологические мембраны. 1986. - Т. 3. - С. 397-403.

18. Стальная Н.О., Гарнишвили Т.Г. Метод определения малонового диальдегида с помощью тиобарбитуровой кислоты. // Современные методы в биохимии (под ред. В.Н. Орехович). М. - 1977. - С. 66-68.

19. ЪХ.Федорович КБ., Островский М.А., Поляк С.Е. Изменение рН среды при освещении сетчатки, суспензии наружных сегментов. // Биофизика. -1968. Т. 13. - № 2. - С. 338-339.

20. ХолмуродовХ.Т., Алтайский М.В., Пузынин КВ., Дардин Т., Филатов Ф.П. Методы молекулярной динамики для моделирования физических и биологических процессов. //В кн. Физика элементарных частиц и атомного ядра. 2003. - Т. 34(вып.2). С. 474-515.

21. Ahuja S., Eilers М., Hirshfeld A., Yan E.C.Y., Ziliox М., Sakmar Т.P., Sheves M., Smith S. 6-s-cis Conformation and polar binding pocket of the retinal chromophore in the photoactivated state of rhodopsin. // J. Am. Soc. 2009. -V. 131.-P. 15160-15169.

22. Andruniow T., Ferre N., Olivucci M. Structure, initial excited-state relaxation, and energy storage of rhodopsin resolved at the multiconfigurational perturbation theory level. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. - V. 101. - P. 17908-17913.

23. Avalle L.B., Wang Z., Dillon J.P., Gaillard E.R. Observation of A2E oxidation products in human retinal lipofuscin. // Exp. Eye Res. 2004. - Vol. 78. - № 4.- P.895-898.

24. Azuma K., Azuma M. Absorbance and circular dichroism spectra of 1-cis photoproduct formed by irradiating frog rhodopsin. // Photochem. Photobiol. -1985. V. 41. - № 2. - P. 229-234.

25. M.Bachilo S.M., Bondarev S.L., Gillbro T. Fluorescence properties of protonated and unprotonated Schiff bases of retinal at room temperature // J. Photochem. Photobiol. B: Biol. 1996. - V. 34. - P. 39-46.

26. Baker B.N., Williams T.P. Photolysis of metarhodopsin I: rate and extent of conversion to rhodopsin. //Vision Res. 1971. - V. 11. - P. 449-458.

27. Bartl, F.J., Ritter, E., and Hofmann, K.K. Signaling states of rhodopsin: absorption of light in active metarhodopsin II generates an all-iram'-retinal bound inactive state. // J. Biol. Chem. 2001. - V. 276. - P. 30161-30166.

28. Beck M., Sakmar T.P., Siebert F. Spectroscopic evidence for interaction between transmembrane helices 3 and 5 in rhodopsin. // Biochemistry. 1998.- V. 37. P. 7630-7639.

29. Ben-Shabat S., Parish C.A., Vollmer H.R., Itagaki Y., Fishkin N., Nakanishi K., Sparrow J.R. Biosynthetic studies of A2E, a major fluorophore of retinal pigment epithelial lipofuscin. // J. Biol. Chem. 2002. - V. 277. - № 9. - P. 7183-7190.

30. Berendsen H.J.C., Postma J.P.M., van Gunsteren W.F., DiNola A., Haak J.R. Molecular dynamics with coupling to an external bath. // J. Chem. Phys. -1984.-V. 81.-P. 3684-3690.

31. Borhan B., Souto M.L., Imai H., Shichida Y., and Nakanishi K. Movement of retinal along the visual transduction path. // Science. 2000. - V. 288. - P. 2209-2212.

32. Boucher F., Leblanc R.M. Energy storage in the primary photoreaction of bovin rhodopsin. A photoacoustic study. // Photochem. Photobiol. 1985. - V. 41. -№ 4. - P. 459-465.

33. Bravaya K.B., Bochenkova A. V., Granovsky A.A., and Nemukhin A. V. An opsin shift in rhodopsin: retinal S0-S1 excitation in protein, in solution, and in the gas phase. //J. Am. Chem. Soc. 2007. - V. 129. - P. 13035-13042.

34. Bridges C.D.B. Studies on the flash photolysis of visual pigments. 1. Pigments present in frog-rhodopsin solution after flash irradiation. // Biochem. J. 1961. -V. 79.-P. 128.

35. Bridges C.D.B. Studies on the flash photolysis of visual pigments. 2. Production of thermally stable photosensitive pigments in flash-irradiated solution of frog rhodopsin. // Biochem. J. 1961. - V. 79. - P. 135-143.

36. Brown M.F., Martinez-Mayorga K., Nakanishi K., Salgado G.F.J., Struts A. V. Retinal conformation and dynamics in activation of rhodopsin illuminated by solid-state 2H NMR spectroscopy. // Photochem. Photobiol. 2009. - V. 85. -№ 2. - P. 442-453.

37. Brunk U. T., Terman A. Lipofuscin: mechanisms of age-related accumulation and influence on cell function. // Free Radical Biol. Med. 2002. - V. 33. - P. 611-619.

38. Carrell R.W., Lomas D.A. Conformational disease. // Lancet. 1997. - V. 350. -№9071.-P. 134-138.

39. Chabre M., Brenton J. Observation by linear dichroism of the rotation of a tryptophan upon meta I—»meta II transition in illuminated rhodopsin. // Photochem. Photobiol. 1975. - V. 30. - P. 295-299.

40. Chariton J., Lea C.A. Some Experiments Concerning the Counting of Scintillations Produced by Alpha Particles. // Proc. Roy. Soc. 1929. V. CXXII.-A. - P.304-352.

41. Chen H., Chen Y., Horn R., Yang Z., Wang C., Turner M.J., Zhang K. Clinical features of autosomal dominant retinitis pigmentosa associated with a Rhodopsin mutation. // Ann. Acad. Med. Singap. 2006. - V. 35. - № 6. - P. 411-415.

42. Chen Y., Ratnam K, Sundquist S.M. Lujan B., Ayyagari R., Gudiseva V.H., Roorda A., Duncan J.L. Cone Photoreceptor Abnormalities Correlate with Vision Loss in Patients with Stargardt Disease. // IOVS. 2011. - V. 52. - № 6. - P. 3281-3292

43. Creemers A.F., Kiihne S., Bovee-Geurts P.H., DeGrip W.J., Lugtenburg J., de1 13

44. Groot H.J. H and C MAS NMR evidence for pronounced ligand-protein interactions involving the ionone ring of the retinylidene chromophore in rhodopsin. // Proc. Natl. Acad. Sei. USA.- 2002. V. 99. - P. 9101-9106.

45. Cruickshanks K.J., Klein R., Klein B.E., Nondahl D.M. Sunlight and the 5-year incidence of early age-related maculopathy: the beaver dam eye study. // Arch. Ophthalmol. 2001. - V. 119. - P. 246-250.

46. De S., Sakmar T.P. Interaction of A2E with model membranes. Implications to the pathogenesis of age-related macular degeneration. // J. Gen. Physiol. -2002. V. 120. - P.147-157.

47. Delmelle M. Retinal damage by light possible implication of singlet oxygen. // Biophys. Struct, and Mech. - 1977. - V. 3. - P.195-198.

48. Delori F.C., Goger D.G., Dorey C.K. Age-related accumulation and spatial distribution of lipofuscin in RPE of normal subjects. // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2001. - V. 42. - P. 1855-1866.

49. Delori F.C., Staurenghi G., Arend O., Dorey C.K., Goger D.G., Weiter J.J. In Vivo Fluorescence of the Ocular Fundus ExhibitsRetinal Pigment Epithelium Lipofuscin Characteristics. // IOVS. 1995. - V. 36. - № 11. - P. 2327-2331.

50. Dillon J.P., Wang Z., Avalle L.B., Gaillard E.R. The photochemical oxidation of A2E results in the formation of a 5,8,5',8',-bis-furanoid oxide. // Exp. Eye Res. 2004. V. - 79. - P. 537-542.

51. Dryja T.P., McGee T.L., Reichel E.,Hahn L.B., Cowley G.S., Yandell D.W., Sandberg M.A., Berson E.L. A point mutation of the rhodopsin gene in one form of retinitis pigmentosa. // Nature. 1990. - V. 343. - № 6256. - P. 364366.

52. Dupuis P., Harosi F.J., Sandorfy C., Leclerco J.M., Vocell D. First step in vision: proton transfer or isomerization. // Rev. Can. Biol. 1980. - V. 39. - № 4. - P. 247-258.

53. Edert D., Williams T. A method of isorhodopsin analysis and the photoreversal of rhodopsin intermediates. // Am. J. Optometry. 1973. - V. 50. № 10. - P. 765-776.

54. Einterz C.M., Hug S.J., Lewis J.W., Kliger D.S. Early photolysis intermediates of the artificial visual pigment 13-demethylrhodopsin. // Biochemistry. 1990. -V. 29.-P. 1485-1491.

55. Einterz C.M., Lewis J. W., Kliger D.S. Spectral and kinetic evidence for the existence of two forms of bathorhodopsin. // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. -1987. V. 84. - P. 3699-3703.

56. Eldred G.E., Katz M.L. Fluorophores of the human retinal pigment epithelium: separation and spectral characterization. // Exp. Eye Res. 1988. - V. 47. - P. 71-86.

57. Eldred G.E., Lasky M.R. Retinal Age Pigments Generated by Self-Assembling Lysosomotropic Detergents. // Nature. 1993. - V. 361. - P. 724-726.

58. Emeis D., Kühn H., Reichert J., Hofmann K.P. Complex formation between metarhodopsin II and GTP-binding protein in bovine photoreceptor membranes leads to a shift of the photoproduct equilibrium. // FEBS Lett. 1982. - V. 143. - P. 29-34.

59. Epps J., Lewis J.W., Szundi I., Kliger D.S. Lumi I —> Lumi II: the last detergent independent process in rhodopsin photoexcitation. // Photochem. Photobiol. 2006. - V. 82. - P. 1436-1441.

60. Ermakov Yu.A., Sokolov V.S. Boundary potentials of bilayer lipid membranes: methods and interpretations. // Planar Lipid Bilayers (BLMs) and their applications. Ed. H.T.Tien, A.Ottova-Leitmannova. New York: Elsevier. -2003. P.109-141.

61. Farrens D.L. What site-directed labeling studies tell us about the mechanism of rhodopsin activation and G-protein binding. // Photochem. Photobiol. Sei. -2010.-V. 9. P.1466-1474.

62. Fedorovich I.B., Semenova E.M., Grant K., Converse C.A., Ostrovsky M.A. Photosensitized light-induced damage of IRBP (interphotoreceptor retinoid-binding protein): effects on binding properties. // Current Eye Research. 2000. -V. 21.-P. 975-980.

63. Fishkin N.E., Jang Y-P, Itagaki Y, Sparrow J.R, Nakanishi K. A2-Rhodopsin: a new fluorophore isolated from photoreceptor outer segments. // Org. Biomol. Chem. 2003. - V. 1. - P. 1101-1105.

64. Fishkin N.E., Sparrow J.R., Allikmets R., Nakanishi K. Isolation and characterization of a retinal pigment epithelial cell fluorophore: an all-trans-retinal dimer conjugate. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2005. - V. 102. - №. 20. - P. 7091-7096.

65. Folch J., Lees M., Stanley G.H.S. A simple method for the isolation and purification of total lipids from animal tissues. // Journal of Biological Chemistry. 1957. - V. 226. - P. 497-509.

66. Fotiadis D., Liang Y., Filipek S., Saperstein D.A., Engel A., Palczewski K. Atomic-force microscopy: rhodopsin dimmers in native disc membranes. // Nature. 2003. - V. 421. - P. 127-128.

67. Frutos L.M., Andruniow T., Santoro F., Ferre N., Olivucci, M. Tracking the excited-state time evolution of the visual pigment with multiconfigurational quantum chemistry. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 2007. V. 104. - P. 7764-7769.

68. Fu P.P., Cheng S.-H., Coop L., Xia Q., Culp S.J., Tolleson W.H., Warner W.G., Howard P.C. Photoreaction, phototoxicity and photocarcinogenisity of retinoids. // J. Environ. Sci. Health. Part 3. 2003. - V. C21. - № 2. - P. 165197.

69. Fukada Y., Shichida Y., Yoshizawa T., Ito M., KodamaA., Tsukida K. Studies on structure and function of rhodopsin by use of cyclopentatrienylidene 11-cis-loced-rhodopsin. // Biochemistry. 1984. - V. 23. - № 24. - P. 5826-5832.

70. Fukuda M.N., Papermaster D.S., Hargrave P.A. Structural analysis of carbohydrate moiety of bovine rhodopsin. // Methods Enzymol. 1982. - V. 81.-P. 214-223.

71. Garavelli M., Celani P., Bernardi F., Robb M.A., Olivucci M. The C5H6NH2+ protonated Schiff base: an ab initio minimal model for retinal photoisomerization. // J. Am. Chem. Soc. 1997. - V. 119. - P. 6891-6901.

72. Garavelli M, Vreven T., Celani P., Bernardi F., Robb M.A., Olivucci M. Photoisimerization path for a realistic retinal chromophore model: the nonatetraenimium cation. // J. Am. Chem. Soc. 1998. - V. 120. - P. 12851288.

73. Gascon J.A., Batista V.S. QM/MM study of energy storage and molecular rearrangements due to the primary events in vision. // Biophys. 2004. - V. 87. -P. 2931-2941.

74. Gascon J.A., Sproviero E.M., Batista V.S. Computational studies of the primary photo-transduction event in visual rhodopsin. // Acc. Chem. Res. -2006. V. 39. - P. 184-193.

75. Geng L., Wihlmark U., Algvere P.V. Lipofuscin accumulation in iris pigment epithelial cells exposed to photoreceptor outer segments. // Exp. Eye Res.1999. V. 69. - № 5. - P. 539-546.

76. Gether U., Kobilka B.K. G protein-coupled receptor. G protein-coupled receptors. II. Mechanism of agonist activation. // J. Biol. Chem. 1998. - V. 273. - P. 17979-17982.

77. Gonzalez-Luque R., Garavelli M., Bernardi F., Merchan M., Robb M.A., Olivucci M. Computational evidence in favor of a two-state, two-mode model of the retinal chromophore photoisomerization. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.2000. V. 97. - P. 9379-9384.

78. Govardovskii V.I., Korenyak D.A., Shukolyukov S.A., Zueva L.V. Lateral diffusion of rhodopsin in photoreceptor membrane: a reappraisal. // Mol. Vis. -2009. V. 15. - P. 1717-1729.

79. Grellmann K-H., Livingston R., Pratt D. A flash-photolytic investigation of rhodopsin at low temperatures. // Nature. 1962. - V. 193. - P. 1258-1260.

80. Grobner G., Burnett I.J., Glaubitz C., Choi G., Mason A.J., Watts A. Observations of light-induced structural changes of retinal within rhodopsin. // Nature. 2000. - V. 405. - P. 810-813.

81. Groenendijk G.W.T., De Grip W.J., Daemen J.M. Quantitative determination of retinals with complete retention of their geometric configuration. // Biochim. Biophys. Acta. 1980. - V. 617. - P. 430-438.

82. Hamel C. Retinitis pigmentosa. // Orphanet Journal of Rare Diseases. 2006. -V. 1. - № 40. - P. 1-12.

83. Han M., Smith S.O. NMR constraints on the location of the retinal chromophore in rhodopsin and bathorhodopsin. // Biochemistry. 1995. - V. 34. - P. 1425-1432.

84. Haran G., Morlino E.A., Matthes J., Callender R.H., and Hochstrasser R.M. Femtosecond Polarized Pump Probe and Stimulated Emission Spectroscopy of the Isomerization Reaction of Rhodopsin. // J. Phys. Chem. A. - 1999. - V. 103. - P. 2202-2207.

85. Hayashi S., Tajkhorshid E., Schulten K. Photochemical reaction dynamics of the primary event of vision studied by means of a hybrid molecular simulation. // Biophys J. 2009. - V. 96. - P. 403-416.

86. Heck M., Schadel S.A., Maretzki D., Bartl F.J, Ritter E., Palczewski K., Hofmann K.P. Signaling states of rhodopsin: formation of the storage form, metarhodopsin III, from active metarhodopsin II. // J. Biol. Chem. 2003. - V. 278.-P. 3162-3169.

87. Heller J., Horwitz J. Photoselection and linear dichroism of retinal isomers and visual pigments. // Biochem. and Physiol. Visual Pigm. 1973. - P. 57-67.

88. Hofmann K.P., Scheerer P., Hildebrand P. W., Choe H. W., ParkJ.H., Heck M., Ernst O.P. AG protein-coupled receptor at work: the rhodopsin model. // Trends. Biochem. Sei. 2009. - V. 34. - P. 540-52.

89. Hollingsworth T.J., Gross A.K. Defective trafficking of rhodopsin and its role in retinal degenerations. // Int. Rev. Cell Mol. Biol. 2012. - V. 293. P. 1-44.

90. Holz F.G., Bellman C., Staudt S., Schutt F., Volcker H.E. Fundus autofluorescence and development of geographic atrophy in age related macular degeneration. // Invest. Ophthalmol. Vis. Sei. 2001. - V. 42. - P. 1051-1056.

91. Honig B., Dinur U., Nakanishi K., Balogh-Nair V., Gawinowicz M.A., Arnaboldi M., Motto M. An external point-charge model for wavelength regulation in visual pigments. // J. Am. Chem. Soc. 1979. - V. 101. - P. 70847086.

92. Hornak V., Ahuja S., Eilers M., Goncalves J.A., Sheves M., Reeves P. J., Smith S.O. Light activation of rhodopsin: insights from molecular dynamics simulations guided by solid-state NMR distance restraints. // J. Mol. Biol. -2010.-V. 396.-P. 510-527.

93. Huber T., Botelho A.V., Beyer K., Broun M.F. Membrane model for the G-protein-coupled receptor rhodopsin: hydrophobic interface and dynamical structure. 11 Biophys. J. 2004. - V. 86. - P. 2078-2100.

94. Hudson B.S., Kohler B.E., Schulten K. Linear polyene electronic structure and potential surfaces. // Excited States. 1982. - V. 6. - P. 1-95.

95. Hug S.J., Lewis J.W., Einterz C.M., Thorgeirsson T.E., Kliger D.S. Nanosecond photolysis of rhodopsin: evidence for a new, blue-shifted intermediate. // Biochemistry. 1990. - V. 29. - P. 1475-1486.

96. Hyde J.S. Saturation-transfer spectroscopy. // Methods in Enzymology. Enzyme Structure. Part G. 1978. - V. 49. - P. 480-511.

97. Imamoto Y., Sakai M., Katsuta Y., Wada A., Ito M., Shichida Y. Structure around C6-C7 bond of the chromophore in bathorhodopsin: low-temperature spectroscopy of 6s-cis-locked bicyclic rhodopsin analogs. // Biochemistry.1996. V. 35. - P. 6257-6262.

98. Is in B., Schulten K., Tajkhorshid E., Bahar I. Mechanism of signal propagation upon retinal isomerization: insights from molecular dynamics simulations of rhodopsin restrained by normal modes. // Biophys. J. 2008. -V. 95. - P. 789-803.

99. Jäger F., Fahmy K., Sakmar T.P., Siebert F. Identification of glutamic acid 113 as the Schiff base proton acceptor in the metarhodopsin II photointermediate of rhodopsin. // Biochemistry. 1994. - V. 33. - P. 1087810882.

100. Jäger S., Han M., Lewis J.W., Szundi L, Sakmar T.P., Kliger D.S. Properties of early photolysis intermediates of rhodopsin are affected by glycine 121 and phenylalanine 261. // Biochemistry. 1997. - V. 36. - P. 11804-11810.

101. Jager S., Lewis J.W., Zvyaga T.A., Szundi I., Sakmar T.P., Kliger D.S. Chromophore structural changes in rhodopsin from nanoseconds to microseconds following pigment photolysis. // Proc. Natl. Acad. Sei. USA.1997. V. 94. - P. 8557-8562.

102. Janz J.M., Fay J.F., Farrens D.L. Stability of dark state rhodopsin is mediated by a conserved ion pair in intradiscal loop E-2. // J. Biological Chem. 2003. -V. 278.-P. 16982-16991.

103. Janz J.M., Farrens D.L. Role of the retinal hydrogen bond network in rhodopsin Schiff base stability and hydrolysis. // J. Biol. Chem. 2004. - V. 279. - P. 55886-55894.

104. Johnson R.H. Absence of the effect of hydroxylamine upon production rates of some rhodopsin photointermediates. // Vision Res. 1970. - V. 10. - P. 897900.

105. Jorgensen W.L., Chandrasekhar J., Madura J.D. Comparison of simple potential functions for simulating liquid water. 11 J. Chem. Phys. 1983. - V. 79. - P. 926-935.

106. Kaila V.R.I., Send R, Sundholm D. The Effect of Protein Environment on Photoexcitation Properties of Retinal. // J. Phys. Chem. B. 2012. - V. 116. -P. 2249-2258.

107. Kandori H., Ichioka T., Sasaki M. Photoisomerization of the rhodopsin chromophore in clay interlayers at 77 K. // Chemical Physics Letters. 2002. -V. 354.-P. 251-255.

108. Kandori H., Furutani Y., Nishimura S., Shichida Y., Chosrowjan H., Shibata Y., Mataga N. Excited-state dynamics of rhodopsin probed by femtosecond fluorescence spectroscopy. // Chem. Phys. Lett. 2001. - V. 334. - P. 271-276.

109. Kandori H., Katsuta Y., Ito M., and Sasabe H. Femtosecond fluorescence study of the rhodopsin chromophore in solution. // J. Am. Chem. Soc. 1995. -V. 117.-P. 2669-2670.

110. Kandori H., Sasabe H., Nakanishi K, Yoshizawa T., Mizukami T., Shichida Y. Real-time detection of 60-fs isomerization in rhodopsin analog containing eight-membered-ring retinal. // J. Am. Chem. Soc. 1996. - V. 118. - P. 10021005.

111. Kandori H., Shichida Y., Yoshizawa T. Absolute absorption spectra of batho-and photorhodopsins at room temperature. Picosecond laser photolysis of rhodopsin in poly aery lamide. // Biophys. J. 1989. - V. 56. - P. 453-457.

112. Karnik S.S., Khorana H.G. Assembly of functional rhodopsin requires a disulfide bond between cysteine residues 110 and 187.11 J. Biol. Chem. 1990. - V. 265. - № 29. - P. 17520-17524.

113. Kaushal S., Khorana H.G. Structure and function in rhodopsin. 7. Point mutations associated with autosomal dominant retinitis pigmentosa. // Biochemistry. 1994. - V. 33. - № 20. - P. 6121-6128.

114. Kennedy C.J., Rakoczy P.E., Constable I.J. Lipofuscin of the retinal pigment epithelium: a review. // Eye. 1995. - V. 9. - P. 763-771.

115. Kholmurodov K, Ebisuzaki T. MD Simulation on the Structural Changes and Conformational Dynamics of the Retinal Proteins (Rhodopsins) in a Water Solvent. // ICMS-CSW. Tsukuba. 2004. - V. C4. - P. 9-11.

116. Kim J.E., Mathies R.A. Anti-stokes Raman study of vibrational cooling dynamics in the primary photochemistry of rhodopsin. // J. Phys. Chem. A. -2002. V. 106. - P. 8508-8515.

117. Kim S.R., Jang Y., Sparrow J.R. Photooxidation of RPE lipofuscin bisretinoids enhances fluorescence intensity. // Vision Res. 2010. - V. 50. - P. 729-736.

118. Kim S.R., Nakanishi K, Itagaki Y, Sparrow J. Photooxidation of A2-PE, a photoreceptor outer segment fluorophore, and protection by lutein and zeaxanthin. // Exp. Eye Res. 2006. - V. 82. - P. 828-839.

119. Kim J.E., Pan D., Mathies R.A. Picosecond dynamics of G-protein coupled receptor activation in rhodopsin from time-resolved UV resonance Raman spectroscopy. // Biochemistry. 2003. - V. 42. - P. 5169-5175.

120. Kim J.E., Tauber M.J., Mathies R.A. Wavelength dependent cis-trans isomerization in vision. // Biochemistry. 2001. - V. 40. - P. 13774-13778.

121. Kim J.E., Tauber M.J., Mathies R.A. Analysis of the mode-specific excited-state energy distribution and wavelength-dependent photoreaction quantum yield in rhodopsin. // Biophys. J. 2003. - V. 84. - P. 2491-2501.

122. Kim S.R., He J., Yanase E., Jang Y.P., Berova N., Sparrow JR., Nakanishi K. Characterization of Dihydro-A2PE: an intermediate in the A2E biosynthetic pathway. // Biochemistry. 2007. - V. 46. - P. 10122-10129.

123. Kliger D.S., Horwitz J.S., Lewis J.W., Einterz C.M. Evidence for a common batho-intermediate in the bleaching of rhodopsin and isorhodopsin. // Vision Res. 1984. - V. 24. - № 11. - P. 1465-1470.

124. Kliger D.S., Lewis J.W., Einterz C.M., Hug S.J., Thordeirsson T.E. Nanosecond time-resolved spectral studies of the early photolysis intermediates of visual pigments. // Photochem. Photobiol. 1989. - V. 49. - P. 99S.

125. Knepp A.M., Periole X., Marrink S.-J., Sakmar T.P., Huber T. Rhodopsin Forms a Dimer with Cytoplasmic Helix 8 Contacts in Native Membranes. // Biochemistry. 2012. - V. 51. - P. 1819-1821.

126. Kobayashi T. Existence of hypsorhodopsin as the first intermediate in the primary photochemical process of cattle rhodopsin. // Photochem. Photobiol. -1980. V. 32. - P. 207-215.

127. Kochendoerfer G.G., Mathies R.A. Spontaneous emission study of the femtosecond isomerization dynamics of rhodopsin. // J. Phys.Chem. 1996. -V. 100. - P. 14526-14532.

128. Kochendoerfer G.G., Verdegem P.J.E., van der Hoef I., Lugtemburg J., Mathies R.A. Retinal analog study of the role of steric interactions in the excited state isomerization dynamics of rhodopsin. // Biochemistry. 1996. - V. 35. -P. 16230-16240.

129. Kolesnikov, A.V., Golobokova, E.Y., Govardovskii, VI. The identity of metarhodopsin III. // Visual Neuroscience. 2003. - V. 20. - P. 249-265.

130. Koradi R., Billeter M., Wuthrich K. MOLMOL: a program for display and analysis of macromolecular structure. // J. Mol. Graphics. 1996. - V. 4. - P. 51-55.

131. Kropf A. Intramolecular energy transfer in rhodopsin. // Vision Res. 1967. -V. 7. - № 11.-P. 811-818.

132. Kukura P.; McCamant D.W., Yoon S., Wandschneider D.B., Mathies R.A. Structural observation of the primary isomerization in vision with femtosecond-stimulated Raman. // Science. 2005. - V. 310. - P. 1006-1009.

133. Kukura P., McCamant D. W., Mathies R.A. Femtosecond stimulated Raman spectroscopy. // Annu. Rev. Phys. Chem. 2007. - V. 58. - P. 461-488.

134. Kusnetzow A.K, Altenbach C., Hubbell W.L. Conformational states and dynamics of rhodopsin in micelles and bilayers. // Biochemistry. 2006. - V. 45.-P. 5538-5550.

135. Lamb T.D., Collin S.P., Pugh E.N. Evolution of the vertebrate eye: opsins, photoreceptors, retina and eye cup. // Nat. Rev. Neurosci. 2007. - V. 8. - P. 960-976.

136. Lamb T.D., Pugh E.N.Jr. Dark adaptation and the retinoid cycle of vision. // Progress in Retinal and Eye Research. 2004. - V. 23. - P. 307-380.

137. Lamb L.E., Ye T., Haralampus-Grynaviski N.M., Williams T.R., Pawlak A., Sarna T., Simopn J.D. Primary photophysical properties of A2E in solution. // J. Phys. Chem. 2001. - V. 105. - P. 11507-11512.

138. Lau P.W., Grossfield A., Feller S.E., Pitman M.C., Brown M.F. Dynamic structure of retinylidene ligand of rhodopsin probed by molecular simulations. // J. Mol. Biol. 2007. - V. 372. - № 4. - P. 906-917

139. Lewis J.W., Kliger D.S. Absorption spectroscopy in Studies of visual pigments: spectral and kinetic characterization of intermediates. // Methods in Enzymology. 2000. - V. 315. - P.164-178.

140. Lewis J.W., Szundi I., Kazmi M.A., Sakmar T.P., Kliger D.S. Proton movement and photointermediate kinetics in rhodopsin mutants. // Biochemistry. 2006. - V. 45. - P. 5430-5439.

141. Levine B.G., Martinez T.M. Isomerization through conical intersections. // Annu. Rev. Phys. Chem. 2007. - V. 58. - P. 613-634.

142. Li J., Edwards P.C., Burghammer M., Villa C., Schertler G.F. Structure of bovine rhodopsin in a trigonal crystal form. // J. Mol. Biol. 2004. - V. 343. - P. 1409-1438.

143. Liang Y., Fotiadis D., Filipek S., Saperstein D.A., Palczewski K, Engel A. Organization of the G protein-coupled receptors rhodopsin and opsin in native membranes. // J. Biol. Chem. 2003. - V. 278. - № 24. - P. 21655-21662.

144. Lin S.W., Han M., Sakmar T.P. Analysis of function microdomains of rhodopsin. // Meth. Enzymol. 2000. - V. 315. - P. 116-130.

145. Liu R.S.H., Colmenares L. U. The molecular basis for the high photosensitivity of rhodopsin. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 2003. V. 100. № 25. - P. 14639-14644.

146. Liu R.S.H., Hammand G.S. Photochemical reactivity of polyenes: from dienes to rhodopsin, from microseconds to femtoseconds. // Photochem. Photobiol. Sci. 2003. - V. 2. - P. 835-844.

147. Longstaff C., Calhoon R.D., Rando R.R. Deprotonation of the Schiff base of rhodopsin is obligate in the activation of the G protein. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1986. - V. 83. - P. 4209-4213.

148. Loppnow G.R., Mathies R.A. Excited-state structure and isomerization dynamics of the retinal chromophore in rhodopsin from resonance Raman intensities. // Biophys. J. 1988. - V. 54. - P. 35-43.

149. Ludeke S., Beck M., Yan E.C., Sakmar T.P., Siebert F., Vogel R. The role of Glu181 in the photoactivation of rhodopsin. // J. Mol. Biol. 2005. - V. 353. -P. 345-356.

150. Maeda T., Golczak M., Maeda A. Retinal Photodamage Mediated by All-trans-retinal. // Photochem. Photobiol. 2012. - V. 88. - P. 1309-1319.

151. Maeda A., Shichida Y., Yoshizawa T. Formation of 7-cis- and 13-cis-retinal pigments by irradiating squid rhodopsin. // Biochemistry. 1979. - V.18. - № 8. - P. 1449-1453.

152. Maeda A., Yoshizawa T. Molecular transducin system in visual cells. // Photochem. Photobiol. 1982. - V. 35. - P. 1881-1895.

153. Mao B., Tsuda M., Ebrey T.G., Acita H., Balogh-Nair V., Nakanishi K. Flash-photolysis and low temperature photochemistry of bovin rhodopsin with a fixed 11-ene. // Biophys. J. 1981. - V. 35. - P. 543-546.

154. Marmorstein A.D., Marmorstein L.Y., Sakaguchi H., Hollyfield J.G. Spectral Profiling of Autofluorescence Associated with Lipofuscin, Bruch's Membrane, and Sub-RPE Deposits in Normal and AMD Eyes. // IOVS. 2002. - V. 43. -№7.-P. 2435-2441.

155. Masutomi K., Chen C., Nakatani K., Koutalos Y. All-Trans Retinal Mediates Light-Induced Oxidation in Single Living Rod Photoreceptors. // Photochem. Photobiol. 2012. - V. 88. - P. 1356-1361.

156. Mathies R.A., Smith S.O., Palings T. Determination of retinal chromophore structure in rhodopsin. // In Biological Applications or Raman Spectrometry. -1987.-V. 2.-P. 59-108.

157. Mathies R., Stryer L. Retinal has a highly dipolar vertically excited singlet state: implications for vision. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1976. - V. 73. -№ 7. - P. 2169-2173.

158. Matsumoto H., Yoshizava T. Rhodopsin regeneration is accelerated via noncovalent 11 -cis retinal-opsin complex A role of retinal binding pocket of opsin. // Photochem. Photobiol. - 2008. - V. 84. - P. 985-989.

159. Matthews R.G., Hubbard R., Brown P.K., Wald G. Tautomeric forms of metarhodopsin. // The Journal of General Physiology. 1963. - V. 47. - P. 215-240.

160. Matuoaka M., Shichida Y., Yoshizava T. Formation of hypsorhodopsin at room temperature by picosecond green pulse. // Biochem. Biophys. Acta. -1984.-V. 165.-P. 38-42.

161. Melia T.J Jr., Cowan C.W., Angleson J.K., Wensel T.G. A comparison of the efficiency of G-protein activation by ligand-free and light-activated forms of rhodopsin. // Biophys. J. 1997. - V. 73. - P. 3182-3191.

162. Menon S.T., Han M., Sakmar T.P. Rhodopsin: structural basis of molecular Physiology. // Physiol. Rev. 2001. - V. 81. - № 4. - P. 1659-1688.

163. Michel-Villaz M., Roche C., Chabre M. Orientational changes of the absorbing dipol of retinal upon the conversion of rhodopsin to bathorhodopsin, lumirhodopsin, and isorhodopsin. // Biophys. J. 1982. - V. 37. - P. 603-616.

164. Mirzadegan T., Benko G., Filipek S., Palczewski K. Sequence analyses of G-protein-coupled receptors: similarities to rhodopsin. // Biochemistry. 2003. -V. 42. - № 10. - P. 2759-2767.

165. MOE. MOE (Molecular Operating Environment) (http://www.chemcomp.com; used within 2002-2003, by license of CAL RIKEN).

166. Molday R.S., Zhong M. Quazi F. The Role of the Photoreceptor ABC Transporter ABCA4 in Lipid Transport and Stargardt Macular Degeneration. // Biochim. Biophys. Acta. 2009. V. 1791. - P. 573-583.

167. Mueller P., Rudin D.O., Tien H.TL, Wescott W.C. Reconstitution of cell membrane structure in vitro and its transformation into an excitable system. // Nature. 1962. - V. 194. - P. 979-980.

168. Nagata T., Terakita A., Kandori H., Kojima D., Sichida Y., Maeda A. Water and peptide backbone structure in the active center of bovine rhodopsin. // Biochemistry. 1997. - V. 36. - P. 6164-6170.

169. Nakagava M., Iwasa T., Kikkawa S., Tsuda M., Ebrey T.G. How vertebrate and invertebrate visual pigments differ in their mechanism of photoactivation. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. - V. 96. - P. 6189-6192.

170. Nakanishi K., Zhang H., Lerro KA., Takekuma S., Yamamoto T., Lien T.H., Sastry L., Baek D.J., Moquin-Pattey C., Boehm M.F., et al. Photoaffinity labeling of rhodopsin and bacteriorhodopsin. // Biophys. Chem. 1995. - V. 56.-P. 13-22.

171. Narumi T., Susukita R., Ebisuzaki T., McNiven G., Elmegreen B. Molecular Dynamics Machine: Special-purpose Computer for Molecular Dynamics Simulations. // Molecular Simulation. 1999. - V. 21. - P. 401-408.

172. Narumi T., Susukita R., Furusawa H., Ebisuzaki T. 46 Tflops Special-purpose Computer for Molecular Dynamics Simulations: (WINE-2). // Proc. 5th Int. Conf. on Signal Processing. Beijing. 2000. - P. 575-582.

173. Nathans J., Determinants of visual pigment absorbance: identification of the retinylidene Schiff's base counterion in bovine rhodopsin. // Biochemistry. -1990. V. 29. - P. 937-942.

174. Neri M., Vanni S., Tavernelli I., Rothlisberger U. Role of aggregation in rhodopsin signal transduction. // Biochemistry. 2010. - V. 49. - № 23. - P. 4827-4832.

175. Okada T., Ernst O.P., Palczewski K, Hofmann K.P. Activation of rhodopsin: new insights from structural and biochemical studies. // Trends. Biochem. Sci. -2001.-V. 26.-P. 318-324.

176. Okada T., Fujiyoshi Y., Silow M., Navarro J., Landau E.M., Sichida Y. Functional role of internal water molecules in rhodopsin revealed by X-ray crystallography. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2002. - V. 99. - P. 5982-5987.

177. Okada T., Sugihara M., Bondar A.-N., Elstner M., Entel P., Buss V. Theoretinal conformation and its environment in rhodopsin in light of a new 2.2 A crystal structure. // J. Mol. Biol. 2004. - V. 342. - № 2. - P. 571-583.

178. Okada T., Takeda K, Kouyama T. Highly Selective Separation of Rhodopsin from Bovine Rod Outer Segment Membranes Using Combination of Divalent Cation and Alkyl(thio)glucoside. // Photochem. Photobiol. 1998. - V. 67. - № 5. - P. 495-499.

179. Ostrovsky M.A., Weetall H.H. Octopus rhodopsin photoreversibility of a crude extract from whole retina over several weeks duration. // Biosensors and Bioelectronics. 1998. - V. 13. - № 1. - P. 61-65.

180. Ota T., Furutani Y., Terakita A., Shichida Y., Kandori H. Structural changes in the Schiff base region of squid rhodopsin upon photoisomerization studied by low-temperature FTIR spectroscopy. // Biochemistry. 2006. - V. 45. - P. 2845-2851.

181. Ou W., Yi T., Kim J.-M., Khorana H.G. The roles of transmembrane domain helix-III during rhodopsin photoactivation. // PLoS ONE (www.plosone.org). -2011. V. 6. - Issue 2. el7398.

182. Palczewski K, Kumasaka 7!, Hori T., Behnke C.A., Motoshima H., Fox B.A., Le Trong I., Teller D.C., Okada T., Stenkamp R.E., Yamamoto M., Miyano M.

183. Crystal structure of rhodopsin: a G protein-coupled receptor. // Science. 2000. - V. 289. - P. 739-745.

184. Pande A. J., Callender R.H., Ebrey T.G., Tsuda M. Resonance Raman study of the primary photochemistry of visual pigments. // Biophys. J. 1984. - V. 45. -P. 573-576.

185. Papermaster D.S. Preparation of retinal rod outer segments. // Methods in Enzymology. 1982. - V. 81. - Biomembranes, Part H, Visual Pigments and purple membranes, Academic press.

186. Parish C.A., Hashimoto M, Nakanishi K, Dillon J., Sparrow J. Isolation and one-step preparation of A2E and iso-A2E, fluorophores from human retinal pigment epithelium. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. - V. 95. - № 25. -P. 14609-14613.

187. Park P.S.-H., Filipek S., Wells J.W., Palczewski K Oligomerization of G Protein-Coupled Receptors: Past, Present, and Future. // Biochemistry. 2004.- V. 43. № 50. - P. 15643-15656.

188. Patel A.B., Crocker E., Eilers M., Hirshfeld A., Sheves M., Smith S.O. Coupling of retinal isomerization to the activation of rhodopsin. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. - V. 101. - № 27. - P. 10048-10053.

189. Pawlak A., Wrona M., Rozanowska M., Zareba M., Lamb L.E., Roberts J.E., Simon J.D., Sarna T. Comparison of the aerobic photoreactivity of A2E with its precursor retinal. // Photochem. Photobiol. 2003. - V. 77. - № 3. - P. 253258.

190. Pepe I.M., Schwemer J. An improved HPLC method for the separation of retinaldehyde isomers from visual pigments. // Photochem. Photobiol. 1987. -V. 45. - P. 679-687.

191. Peteanu L.A., Schoenlein R. W., Wang Q., Mathies R.A., Shank C. V. The first step in vision occurs in femtoseconds: complete blue and red spectral studies. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. - V. 90. - P. 11762-11766.

192. Phillips W.J., Cerione R.A. A C-terminal peptide of bovine rhodopsin binds to the transducin alpha-subunit and facilitates its activation. // Biochem. J. 1994. -V. 299 (Pt 2). - P. 351-357.

193. Pickar A.D., Benz R. Transport of oppositely charged lipophylic probe ions in lipid bilayer membranes having various structures. // J. Membrane Biol. 1978. v. 44. - P. 353-376.

194. Ponder J. W. and Case D.A. Force fields for protein simulations. // Adv. Prot. Chem. 2003. - V. 66. - P. 27-85.

195. Prokhorenko V.I., Nagy A.M., Waschuk S.A., Brown L.S., Birge R.R., Miller R.J.D. Coherent control of retinal isomerization in bacteriorhodopsin. // Science. 2006. - V. 313. - P. 1257-1261.

196. Radu R.A., Mata N.L., Bagla A., Travis G.H. Light exposure stimulates formation of A2E oxiranes in a mouse model of Stargardt's macular degeneration. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. - V. 101. - № 16. - P. 5928-5933.

197. Rao V.R., Oprian D.D. Activating mutations of rhodopsinand other G proteincoupled receptors. // Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 1996. - V. 25. - P. 287-314.

198. ResekJ.F., Farahbakhsh Z.T., Hubbell W.L., Khorana H.G. Formation of the meta II photointermediate is accompanied by conformational changes in the362cytoplasmic surface of rhodopsin. // Biochemistry. 1993. - V. 32. - P. 1202512032.

199. Rim J., Oprian D.D. Constitutive activation of opsin: interaction of mutants with rhodopsin kinase and arrestin. // Biochemistry. 1995. - V. 34. - № 37. -P. 11938-11945.

200. Ritter E., Elgeti M., Bartl F.J. Activity switchers of rhodopsin. // Photochem. Photobiol. 2008. - V. 84. - P. 911-920.

201. Robinson P.R., Cohen G.B., Zhukovsky E.A., Oprian D.D. Constitutively active mutants of rhodopsin. // Neuron. 1992. - V. 9. P. 719-725.

202. Rohrig U.F., Guidoni L., Rothlisberger U. Early steps of the intramolecular signal transduction in rhodopsin explored by molecular dynamics simulations. // Biochemistry. 2002. - V. 41. - P. 10799-10809.

203. Rokitskaya T.I., Antonenko Y.N., Kotova E.A. The interaction of phthalocyanine with planar lipid bilayers. Photodynamic inactivation of gramicidin channels. // FEBS Lett. 1993. - V. 329. - P. 332-335.

204. Rokitskaya T.I., Antonenko Y.N., Kotova E.A. Photodynamic inactivation of gramicidin channels:a flash-photolysis study. // Biochim. Biophys. Acta. -1996. V. 1275. - P.221-226.

205. Rosenfeld T., Honig B., Ottolenghi M., Harly J., Ebrey T.G. Cis-trans isomerization in the photochemistry of vision. // Pure. Appl. Chem. 1977. -V. 49.-P. 341-351.

206. Rozanowska. M., Sarna. T. Light-induced damage to the retina: role of rhodopsin chromophore revisited. // Photochem. Photobiol. 2005. - V. 81. -P. 1305-1330.

207. Rozanowska M., Sarna T., Land E.J., Truscott T.G. Free radical scavenging properties of melanin interaction of eu- and pheo-melanin models with reducing and oxidising radicals. // Free Radic. Biol. Med. 1999. - V. 26. - P. 518-525.

208. Ruhman S., Hou B., Friedman N., Ottolenghi M., Sheves M. Following evolution of bacteriorhodopsin in its reactive excited state via stimulated emission pumping. // J. Am. Chem. Soc. 2002. - V. 124. - P. 8854-8858.

209. Saam J., Tajkhorshid E., Hayashi S., Schulten K. Molecular dynamics investigation of primary photoinduced events in the activation of rhodopsin. // Biophys. J. 2002. V. 83. - P. 3097-3112.

210. Saari J.C. Biochemistry of visual pigment regeneration: the Friedenwald lecture. // IOVS. 2000. - V. 41. - P. 337-348.

211. Sachs K, Maretzki D., Meyer C.K., Hofmann K.P. Diffusible ligand all-trans-retinal activates opsin via palmitoylation-dependent mechanism. // J. Biol. Chem. 2000. - V. 275. - № 9. - P. 6189-6194.

212. Sakmar T.P. Rhodopsin: a prototypical G protein-coupled receptor. // Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. 1998. - V. 5. - P. 1-34.

213. Sakmar T.P., Franke R.R., Khorana H.G. Glutamic acid-113 serves as the retinylidene Schiff base counterion in bovine rhodopsin. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989. - V. 86. - P. 8309-8313.

214. Salgado G.F.J., Struts A. V., Tanaka K, Fujioka N., Nakanishi K, Brown M.F. Deuterium NMR Structure of Retinal in the Ground State of Rhodopsin. // Biochemistry. 2004. - V. 43. - P. 12819-12828.

215. Sandberg M.N., Amor a T.L., Ramos L.S., Chen M.H., Knox B.E., Birge R.R. Glutamic acid 181 is negatively charged in the bathorhodopsin photointermediate of visual rhodopsin. // J. Am. Chem. Soc. 2011. - V. 133. - P. 2808-2811.

216. Sarai A., Kakitani T., Kakitani H. Proton transfer in the primary process of vision. // Photochem. Photobiol. 1981. - V. 33. - P. 875-881.

217. Sasaki N., Tokunaga F., Yoshizawa T. The formation of two forms of bathorhodopsin and their optical properties. // Photochem. Photobiol. 1980. -V. 32.-P. 433-441.

218. Sasaki N., Tokunaga F., Yoshizawa T. Two forms of intermediates of frog rhodopsin in rod outer segments. // Biochim. Biophys. Acta. 1983. - V. 722. -P. 80-87.

219. Sasaki N., Yoshizawa T. Existence of two forms of hypsorhodopsin. // Photochem. Photobiol. 1981. - V. 2. - P. 365-371.

220. Sayle R.A., Milner-White E.J. RasMol: Biomolecular graphics for all. // Trends in Biochem. Sci. 1995. - V. 20. - P. 374-376.

221. Schadel S.A., Heck M., Maretzki D., Filipek S., Teller D.C., Palczewski K., Hofmann K.P. Ligand channeling within a G-protein-coupled receptor. The entry and exit of retinals in native opsin. // J. Biol. Chem. 2003. - V. 278. -№ 27. - P. 24896-24903.

222. Schapiro I., Melaccio F., Laricheva E.N., Olivucci M. Using the computer to understand the chemistry of conical intersections. // Photochem. Photobiol. Sci. 2011. - V. 10.-P. 867-886.

223. Schlegel B., Sippl W., Holtje H-D. Molecular dynamics simulations of bovine rhodopsin: influence of protonation states and different membrane-mimicking environments. // J. Mol. Model. 2005. - V. 12. - P. 49-64.

224. Schmitz-Valckenberg S., Holz F.G., Bird A.C., Spaide R.F. Fundus autofluorescence imaging: review and perspectives. 11 Retina. 2008. - V. 28. -№ 3. p. 385-409.

225. Schoenlein R.W., Peteanu L.A., Mathies R.A., Shank C.V. The first step in vision: femtosecond isomerization of rhodopsin. // Science. 1991. - V. 254. -P. 412-415.

226. Schraermeyer U., Heimann K. Current understanding on the role of retinal pigment epithelium and its pigmentation. // Pigment Cell Res. 1999. - V. 12.- № 4. P. 219-236

227. Secondi R., Kong J., Blonska A.M., Staurenghi G., Sparrow J.R. Fundus autofluorescence findings in a mouse model of retinal detachment. // IOVS. -2012. V. 53. - P. 5190-5197.

228. Sekharan S., Buss V. Glutamic acid 181 is uncharged in dark-adapted visual rhodopsin. // J. Am. Chem. Soc. 2008. - V. 130. - P. 17220-17221

229. Send R., Sundholm D. The role of the |3-ionone ring in the photochemical reaction of rhodopsin. // J. Phys. Chem. A. 2007. - V. 111. - P. 27-33.

230. Shichida Y. Primary intermediates of photobleaching of rhodopsin. // Photobiochem. Photobiophys. 1986. - V. 13. - № 3-4. - P. 287-307.

231. Shichida Y., Imai H. Visual pigment: G-protein-coupled receptor for light signals. // Cellular and molecular life sciences: CMLS. 1998. - V. 54. - № 12.- P. 1299-1315.

232. Smith H.G., Stubb G.W., Litman B.J. The isolation and purification of osmotically intact discs from retinal rod outer segments. // Exp. Eye Res. -1975.-V. 20.-P. 211-217.

233. Smith R.T., Gomes N.L., Barile G., Busuioc M., Lee N., Laine A. Lipofuscin and autofluorescence metrics in progressive STGD. // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2009. V. 50. - P. 3907-3914.

234. Smith R.T., Koniarek J.P., Chan J., Nagasaki T., Sparrow J.R., Langton K. Autofluorescence characteristics of normal foveas and reconstruction of foveal autofluorescence from limited data subsets. // IOVS. 2005. - V. 46. - № 8. -P. 2940-2946.

235. Smith S.O., Courtin J., De Groot H., Gebhard R., Lugtenburg J. Carbon-13 magic-angle spinning NMR studies of bathorhodopsin, the primary photoproduct of rhodopsin. // Biochemistry. 1991. - V. 30. - P. 7409-7415.

236. Sokolov V.S., Sokolenko E.A., Sokolov A. V., Dontsov A.E., Chizmadzhev Yi. A., Ostrovsky MA. Interaction of pyridinium bis-retinoid (A2E) with bilayer lipid membranes. // J. Photochem. Photobiol. B. 2007. - V. 86. - № 2. - P. 177-185.

237. Spalink J.D., Reynolds A.H., Rentzepis P.M., Sperling W., Applebury M.L. Bathorhodopsin intermediates from 11-czs-rhodopsin and 9-cw-rhodopsin. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1983. - V. 80. - P. 1887-1891.

238. Sparrow J.R., Gregory-Roberts E., Yamamoto K, Blonska A., Ghosh S.K., Ueda K, Zhou J. The bisretinoids of retinal pigment epithelium. // Prog. Retin. Eye Res. 2012. - V. 31. - P. 121-135.

239. Sparrow J.R., Kim S.R., Cuervo A.M., Bandhyopadhyayand U. A2E, a pigment of RPE lipofuscin, is generated from the precursor, A2PE by a lysosomal enzyme activity. // Adv. Exp. Med. Biol. 2008. - V. 613. - P. 393398.

240. Sparrow J.R., Wu Y., Nagasaki T., Yoon K.D., Yamamoto K, Zhou J. Fundus autofluorescence and the bisretinoids of retina. // Photochem. Photobiol. Sci. -2010. V. 9. - P. 1480-1489.

241. Sparrow J.R., Yoon K., Wu Y., Yamamoto K. Interpretations of fundus autofluorescence from studies of the bisretinoids of retina. // IOVS. 2010. -V.51.-P. 4351-4357.

242. Spooner P.J.R., Sharpies J.M., Verhoeven M.A., Lugtenburg J., Glaubitz C., Watts A. Relative orientation between P-ionone ring and the polyene chain for the chromophore of rhodopsin in native membranes. // Biochemistry. 2002. -V. 41.-P. 7549-7555.

243. Stewart J. G., Baker B.N., Williams T.P. Kinetic evidence for a conformational transition in rhodopsin. // Nature. 1975. - V. 258. - P. 89-90.

244. Stieger K., Lorenz B. Gene therapy for vision loss recent developments. // Discov. Med. - 2010. - V. 10. - P. 425-433.

245. Struts A. V., Salgado G.F., Martinez-Mayorga K., Brown M.F. Retinal dynamics underlie its switch from inverse agonist to agonist during rhodopsin activation. 11 Nat. Struct. Mol. Biol. 2011. - V. 18. - P. 392-394.

246. Sugihara M, Buss V, Entel P., Elstner M., Frauenheim T. 11-cis-retinal protonated Schiff base: influence of the protein environment on the geometry of the rhodopsin chromophore. // Biochemistry. 2002. - V. 41. - № 51. - P. 15259-66.

247. Sung C.H., Schneider B.G., Agarwal N., Papermaster D.S., Nathans J. Functional heterogeneity of mutant rhodopsins responsible for autosomal dominant retinitis pigmentosa. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. - V. 88. - № 19. - P. 8840-8844.

248. Suzuki T., Fujita Y, Noda Y, Miyata S. A simple procedure for the extraction of the native chromophore of visual pigments: the formaldehyde method. // Vision. Res. 1986. - V. 26. - № 3. - P. 425-429.

249. Szabo G. Dual mechanism for the action of cholesterol on membrane permeability. // Nature. 1974. - V. 252. - P.47-49.

250. Szundi I., Epps J., Lewis J. W., Kliger D.S. Temperature Dependence of the Lumirhodopsin I-Lumirhodopsin II Equilibrium. // Biochemistry. 2010. - V. 49. - P. 5852-5858.

251. Szundi I., Lewis J.W., Kliger D.S. Two intermediates appear on the lumirhodopsin time scale after rhodopsin photoexcitation. // Biochemistry. -2003. V. 42. - P. 5091-5098.

252. Takeuchi S., Tahara T. Ultrafast fluorescence study on the excited singlet-state dynamics of all-trans-i&iindX. // J. Phys. Chem. 1997. - V. 101. - P. 3052-3060.

253. Tahara T., Hamaguchi H. Picosecond time-resolved fluorescence study of alltrans retinal: the existence of two fluorescent singlet excited states. // Chem. Phys. Lett. 1995. - V. 234. - P. 275-280.

254. Teller D.C., Okada T., Behnke C.A., Palczewski K, Stenkamp R.E. Advances in determination of a high-resolution three-dimensional structure of rhodopsin, a model of G-protein-coupled receptor (GPCRs). // Biochemistry. 2001. - V. 40. - P. 7761-7772.

255. Terakita A., Koyanagy M., Tsukamoto H., Yamashita T., Miyata 71, Shichida Y. Counterion displacement in the molecular evolution of the rhodopsin family. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2004. - V. 11. - P. 284-289.

256. Tokunaga F., Kawamura S., Yoshizawa T. Analysis by spectral difference of the orientational change of the rhodopsin chromophore during bleaching. // Vision Res. 1976. - V. 16. - P. 633-641.

257. Tokunaga F., Sasaki N., Yoshizawa T. Orientation of retinylidene chromophore of hypsorhodopsin in frog retina. // Photochem. Photobiol. -1980. V. 32. - P. 447-453.

258. Toledo D., Ramon E., Aguila M., Cordomí A., Pérez J.J., Mendes H.F., Cheetham M.E., Garriga P. Molecular mechanisms of disease for mutations at Gly-90 in rhodopsin. // J. Biol. Chem. 2011. - V. 286. - P. 39993-40001.

259. Travis G.H. Mechanisms of cell death in the inherited retinal degenerations. // Am. J. Hum. Genet. 1998. - V. 62. - P. 503-508.

260. Ujj L., Jager F., Atkinson G.H. Vibrational spectrum of the lumi intermediate in the room temperature rhodopsin photo-reaction. // Biophys. J. 1998. - V. 74.- № 3. - P. 1492-1501.

261. Unger V.M., Hargrove P.A., Baldwin J.M., Schertler G.F. Arrangement of rhodopsin transmembrane alpha-helices. // Nature. 1997. - V. 389. - № 6647. - P. 203-206.

262. Venter J.C., Adams M.D., Myers E.W., Li P.W., Mural R.J., Sutton G.G., Smith H.O., Yandell M., Evans C.A., Holt RA., et al. The sequence of the human genome. // Science. 2001. - V. 291. - P. 1304-1351.

263. Virshup A.M., Punwong C., Pogorelov T.V., Lindquist B.A., Ko C., Martinez T.J. Photodynamics in complex environments: ab initio multiple spawning quantum mechanical/molecular mechanical dynamics. // J. Phys. Chem. B. -2009. V. 113. - P. 3280-3291.

264. Vogel R., Siebert F., Zhang X.Y., Fan G., Sheves M. Formation of Meta III during the decay of activated rhodopsin proceeds via Meta I and not via Meta II // Biochemistry. 2004a. - V. 43. - P. 9457-9466.

265. Waddel W.H., Lecomte J., West J.L., Younes U.E. Quantitative studies of the low temperature photochemistry of rhodopsin and related pigments. // Photochem. Photobiol. 1984. - V. 39. - P. 213-219.

266. Wald G. The molecular basis of visual excitation. // Nature. 1968. - V. 219.- P. 800-807

267. Wald G., Brown P.K., Gibbons I.R. The problem of visual excitation. // Journal of the Optical Society of America. 1963. - V. 53. - P. 20-35.

268. Wang J.J., Klein R., Smith W. Cataract surgery and the 5-year incidence of late-stage age-related maculopathy: pooled findings from the Beaver Dam and Blue Mountains Eye Studies. // Ophthalmol. 2003. - V. 110. - P. 1960-1967.

269. Wang T., Duan Y. Retinal release from opsin in molecular dynamics simulations. // J. Mol. Recognit. 2011. - V. 24. - P.350-358.

270. Wang Q., Schoenlein R.W., Peteanu L.A., Mathies R.A., Shank C. Vibrationally Coherent Photochemistry in the Femtosecond Primary Event of Vision. // Science. 1994. - V. 266. - P. 422-424.

271. Wang Z., Keller L.M.M., Dillon J., Gaillard E.R. Oxidation of A2E Results in the Formation of Highly Reactive Aldehydes and Ketones. // Photochem. Photobiol. 2006. - V. 82. - P. 1251-1257.

272. Warshel A., Barlou N. Energy storage and reaction path way in the first step of the vision process. // J. Am. Chem. Soc. 1982. - V. 104. - P. 1476-1480.

273. Weingart O. The twisted C11=C12 bond of the rhodopsin chromophore a photochemical hot spot. // J. Am. Chem. Soc. - 2007. - V. 129. - P. 1061810619.

274. Weng J., Mata N.L., Azarian S.M., Tzekov R.T., Birch D.G., Travis G.H. Insights into the function of Rim protein in photoreceptors and etiology of Stargardt's disease from the phenotype in abcr knockout mice. // Cell. 1999. -V. 98.-P. 13-23.

275. White A. Effect of pH on fluorescence of tyrosine, tryptophan and related compounds. // Biochem. J. 1959. - V. 71. - P. 217-220.

276. Wielgus A.R., Collier R.J., Martin E., Lih F.B., Tomer K.B., Chignell C.F., Roberts J.E. Blue light induced A2E oxidation in rat eyes experimental animal model of dry AMD. I I Photochem. Photobiol. Sci. - 2010. - V. 9. - P. 1505-1512.

277. Worth G.A., Cederbaum L.S. Beyond Born-Oppenheimer: molecular dynamics through a conical intersection. // Annu. Rev. Phys. Chem. 2004. -V. 55.-P. 127-158.

278. Wu Y., Fishkin N.E., Pande A., Pande J., Sparrow J.R. Novel lipofuscin bisretinoids prominent in human retina and in a model of recessive Stargardt disease. // J. Biol. Chem. 2009. - V. 284. - № 30. - P. 20155-20166.

279. Wu Y., Yanase E., Feng X, Siegel M.M., Sparrow J.R. Structural characterization of bisretinoid A2E photocleavage products and implications for age-related macular degeneration. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 2010. - V. 107. № 16. - P. 7275-7280.

280. Wu Y., Zhou J., Fishkin N., Rittmann B.E., Sparrow J.R. Enzymatic Degradation of A2E, a Retinal Pigment Epithelial Lipofuscin Bisretinoid. // J. Am. Chem. Soc. 2011. - V. 133. - P. 849-857.

281. Wulff V.J., Adams R.G., Linschitz H., Kennedy D. The behavior of flash-illuminated rhodopsin in solution. // Archs.Ophthal. 1958. - V. 60. - P. 695701.

282. Yabushita A., Kobayashi T., Tsuda M. Time-resolved spectroscopy of ultrafast photoisomerization of octopus rhodopsin under photoexcitation. // Phys. Chem. B. 2012. - V. 116. - P. 1920-1926.

283. Yamada A., Yamato T., Kakitani T., Yamamoto S. Torsion potential works in rhodopsin. // Photochem. Photobiol. 2004. - V. 79. - P. 476-486.

284. Yamamoto K., Yoon K.D., Ueda K., Hashimoto M, Sparro J.R. A novel bisretinoid of retina is an adduct on glycerophosphoetanolamin. // IOVS. -2011. V. 52. - № 12. - P. 9084-9090.

285. Yamashita T., Terakita A., Shichida Y. Distinct roles of the second and third cytoplasmic loops of bovine rhodopsin in G protein activation. // J. Biol. Chem. 2000. - V. 275. - № 44. - P. 34272-34279.

286. Yan E.C.Y., Kazmi M.A., Ganim Z, Hou J.-M., Pan D„ Chang B.S.W., Sakmar T.P., Mathies R.A. Retinal counterion switch in the photoactivation of the G protein-coupled receptor rhodopsin. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -2003. V. 100. - P. 9262-9267.

287. Yan M., Manor D., Weng G., Chao H., Rothberg L., Jedju T.M., Alfano R.R., Callender R.H. Ultrafast spectroscopy of the visual pigment rhodopsin. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. - V. 88. - № 21. - P. 9809-9812.

288. Yan M., Rothberg L., Callender R. Femtosecond dynamics of rhodopsin photochemistry probed by a double pump spectroscopic approach. // J. Phys. Chem. B. 2001. - V. 105. - P. 856-859.

289. Yeagle P.L., Choi G., Albert A.D. Studies on the structure of the G-protein-coupled receptor rhodopsin including the putative G-protein binding site in inactivated and activated forms. // Biochemistry. 2001. - V. 40. - P. 1193211937.

290. Yoon K.D., Yamamoto K., Ueda K., Zhou J., Sparrow J.R. A Novel Source of Methylglyoxal and Glyoxal in Retina: Implications for Age-Related Macular Degeneration. // PLoS ONE (www.plosone.orgX 2012. - V. 7. - Issue 7. e41309.

291. Yoshizawa T. Simulation analysis of the photoconversion process in squid rhodopsin at liquid helium temperature. // Photochem. Photobiol. 1980. - V. 32. - P. 199-206.

292. Yoshizawa T., Kito Y. Chemistry of rhodopsin cycle. // Nature. 1958. - V. 182.-P. 1604-1605.

293. Yoshizawa T., Shichida Y. Picosecond laser analysis of rhodopsin. // Biomol.: electron aspects. Tokyo, Amsterdam. 1985. - P. 111-126.

294. Yoshizawa T., Shichida Y, Matuoka S. Primary intermediates of rhodopsin studies by low temperature spectrophotometry and laser photolysis. // Vision Res. 1984. - V. 24. - № 11. - P. 1455-1463.

295. Yoshizawa T., Wald G. Prelumirhodopsin and the bleaching of visual pigments. // Nature. 1963. - V. 196. - P. 1279-128.

296. Zhou J., Kim S.R., Westlund B.S., Sparrow J.R. Complement activation by bisretinoid constituents of RPE lipofuscin. // IOVS. 2009. - V. 50. - P. 13921399.

297. Zhukovsky E.A., Oprian D.D. Effect of carboxylic acid side chains on the absorption maximum of visual pigments. // Science. 1989. - V. 246. - P. 928930.

298. Zgrablic G., Novello A.M., Parmigiani F. Population branching in the conical intersection of the retinal chromophore revealed by multipulse ultrafast optical spectroscopy. // J. Am. Chem. Soc. 2012. - V. 134. P. 955-961.