Формирование конечного мозга крыс после нарушения эмбрионального развития, вызванного пренатальной гипоксией тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.13, кандидат биологических наук Васильев, Дмитрий Сергеевич

• Васильев, Дмитрий Сергеевич
• кандидат биологических наук
• 2007

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Васильев, Дмитрий Сергеевич

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР.

1.1. Особенности структурно-функционального созревания различных отделов конечного мозга в онтогенезе крыс.

1.1.1 Развитие сенсомоторной коры крыс в онтогенезе.

1.1.2 Развитие стриатума крыс в онтогенезе.

1.1.3 Развитие гипокампа крыс в онтогенезе.

1.2. Нейродегенерация и типы клеточной гибели.

1.3. Влияние гипоксического воздействия на нервную ткань

1.4 Нарушение формирования отделов конечного мозга в эмбриогенезе.

1.5 Влияние условий пренатального развития на формирование двигательного поведения, памяти и способности к обучению в онтогенезе крыс.

ГЛАВА 2. МЕТОДИКА ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1 Модель пренатальной нормобарической гипоксии.

2.2 Светооптический метод Ниссля.

2.3 Иммуногистохимические методы.

2.4 Компьютерная морфометрия.

2.5 Классификация клеток при помощи кластерного анализа

2.6 Исследование поведения животных.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

3.1 Исследование поведения животных.

3.2 Иммуногистохимическое исследование белка шипикового аппарата синаптоподина.

3.2.1 Сенсомоторная кора.

3.2.2 Дорсальный гиппокамп.

3.2.3 Дорсолатеральный стриатум.

3.3 Количественные изменения клеточного состава и общей плотности расположения клеток у животных, перенесших пренатальное гипоксическое воздействие.

3.3.1 Сенсомоторная кора.

3.3.2 Дорсальный гиппокамп.

3.3.3 Дорсолатеральный стриатум.

3.4 Нейродегенеративные процессы в нервной ткани сенсомоторной коры, дорсального гиппокампа и стриатума.

3.4.1 Сенсомоторная кора.

3.4.2 Дорсальный гиппокамп.

3.4.3 Дорсолатеральный стриатум.

3.5 Иммуногистохимическое исследование экспрессии апоптоз-ассоциированных белков в нервной ткани.

3.5.1 Сенсомоторная кора.

3.5.2 Дорсальный гиппокамп.

3.5.3 Дорсолатеральный стриатум.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Формирование конечного мозга крыс после нарушения эмбрионального развития, вызванного пренатальной гипоксией»

Актуальность проблемы: Известно, что основные этапы формирования головного мозга млекопитающих происходят в период эмбриогенеза, и воздействие внешних факторов в определённые периоды пренатального развития может приводить к нарушению структурнофункциональной организации мозга и, как результат, вызывать изменение поведенческих реакций в дальнейшем онтогенезе [Dobbing, 1968; Nyakas et al., 1996; Berger-Sweeney, Hohman, 1997; Кассиль и др., 2000; Журавин, 2002; Отеллин и др., 2002; Хожай и др., 2002]. Действительно, у животных, перенесших пренатальное воздействие, выявлено отставание в физиологическом развитии и формировании двигательных реакций, снижение способности к обучению [Nyakas et al., 1996; Дубровская и др.,2002]. Наиболее вероятной причиной таких сдвигов в поведении животных может являться изменение морфофункциональной организации центральной нервной системы, вызываемое нарушением процессов пролиферации и миграции нейробластов тех отделов мозга, которые закладываются во время действия патологического фактора [Rakic, 1982; Журавин и др., 2003, 2005]. Выяснение этих механизмов необходимо для понимания принципов развития нервной системы и может иметь важное прикладное значение для диагностики нарушений пренатального развития мозга, лечения заболеваний у человека, связанных с нейродегенеративными процессами и гибелью нервных клеток [Пальчик, Шабалов, 2001]. Деструктивные воздействия в период эмбриогенеза также повышают риск когнитивных нарушений в постнатальный период [Журавин и др., 2003; Nalivaeva et al., 2004], вплоть до развития опасных заболеваний, например, болезни Альцгеймера у человека.

Одним из основополагающих свойств нервной системы, обеспечивающих адекватный поведенческий ответ организма на изменяющиеся условия среды, является её пластичность. Она имеет прямое отношение к обучению и запоминанию у животных. Синаптическая пластичность считается важным условием адаптивных изменений мозга, а также компенсации нарушения функционирования нейронных сетей при нейродегенеративных процессах, вызванных наследственными нарушениями, либо патологическими воздействиями [Segal, 2005]. В настоящее время представление о ведущей роли нейродегенеративных процессов в изменении двигательной активности, когнитивных функций и памяти сменяется концепцией преобладающего значения нарушений формирования нейронных сетей и межклеточных контактов, а также изменения пластичности нервной ткани в качестве причины этих функциональных нарушений. Таким образом, исследование механизмов пластичности мозга является приоритетным в нейробиологии [Arendt, 2003; Попов и др., 2003]. Однако комплексные исследования формирования отделов головного мозга в онтогенезе при нормальном и изменённом онтогенетическом развитии, в которых анализировались изменения клеточного состава, нарушения формирования нейронных сетей, а также изменения пластичности нервной ткани, проводились редко, и проблема патогенеза развития головного мозга остаётся недостаточно изученной.

Известно, что при патогенезе развития в наибольшей степени страдают отделы конечного мозга, вносящие наиболее существенный вклад в осуществление когнитивных функций. В связи с этим, в настоящей работе приводятся результаты исследования нарушения эмбрионального развития (модель пренатальной гипоксии) новой коры и стриатума, которым принадлежит ведущая роль в осуществлении организации движения и реализации процесса обучения [Толкунов, 1978; Goldman-Rakic, Selemon, 1990; Shapovalova, 1993], а также гиппокампа, являющегося структурной основой способности к запоминанию [Broadbent et al., 2004; Moses et al., 2005].

Цели и задачи исследования:

Цель настоящей работы состояла в изучении особенностей морфофункционального формирования кортикальных отделов конечного мозга (сенсомоторная кора, гиппокамп), в сравнении с развитием стриатума, на разных этапах постнатального онтогенеза крыс после нормального и нарушенного эмбрионального развития.

Для достижения поставленной цели предполагалось решить следующие задачи:

1. изучить двигательную активность и пространственную память взрослых животных, перенесших пренатальную гипоксию, с целью выявления отставленных во времени нарушений поведения;

2. оценить функциональное состояние нервной ткани (в частности, её пластичности) путём сравнительного анализа плотности расположения синаптоподин-позитивных дендритных шипиков в постнатальном онтогенезе контрольных животных и крыс, перенесших пренатальное гипоксическое воздействие, при помощи иммуногистохимического выявления белка шипикового аппарата синаптоподина;

3. провести исследование количественных характеристик клеточного состава и структуры нервной ткани сенсомоторной коры, гиппокампа и дорсолатерального стриатума в постнатальном онтогенезе крыс, перенесших пренатальное гипоксическое воздействие в сравнении с контрольными животными;

4. изучить нейродегенеративные процессы в нервной ткани сенсомоторной коры, гиппокампа и стриатума в постнатальном онтогенезе крыс, перенесших пренатальное гипоксическое воздействие;

5. выполнить иммуногистохимическое исследование экспрессии апоптоз-ассоциированных белков Р53 и каспазы-3 в нервной ткани сенсомоторной коры, гиппокампа и стриатума в постнатальном онтогенезе крыс, перенесших гипоксическое воздействие, в сравнении с контрольными животными, с целью определения механизма гибели клеток.

Положения выносимые на защиту:

1. Количественные и нейродегенеративные изменения в разных отделах конечного мозга животных, перенесших пренатальную гипоксию в определённый момент развития, различны. Проявления последствий деструктивного воздействия максимальны в случае совпадения времени воздействия с критическим периодом развития отдела головного мозга, в частности, с периодом интенсивной пролиферации и миграции нейробластов.

2. Снижение количества и процент гибели клеток относящихся к разным клеточным популяциям у животных, перенесших пренатальное воздействие, неодинаковы.

3. Основным механизмом гибели нейронов в исследуемых отделах конечного мозга животных, перенесших пренатальную гипоксию, является механизм каспаз-зависимого апоптоза.

4. Причины отсроченной гибели и нейродегенерации нейронов в постнатальном онтогенезе животных, перенесших пренатальное воздействие, связаны с нарушениями формирования нейронных сетей и клеточной организации нервной ткани в эмбриогенезе и раннем постнатальном онтогенезе, а не с гибелью клеток в результате гипоксии-реоксигенации.

5. Нейродегенеративные процессы в постнатальном онтогенезе крыс, перенесших пренатальное воздействие, сопровождаются снижением плотности расположения синаптоподин-позитивных дендритных шипиков в нейропиле исследуемых отделов конечного мозга, что может указывать на изменение пластичности нервной ткани. Эти процессы могут являться причиной нарушения памяти у взрослых животных, перенесших пренатальное воздействие.

Научная новизна: Исследование показало, что воздействие, совпадающее во времени с периодом интенсивной пролиферации и миграции клеточного материала формирующегося отдела мозга, вызывает наиболее выраженные изменения состава и структуры нервной ткани в постнатальном онтогенезе.

Впервые было проведено иммуногистохимическое исследование экспрессии актин-ассоциированного белка шипикового аппарата синаптоподина в нервной ткани животных, перенесших пренатальную гипоксию. Это исследование позволило описать изменения плотности расположения синаптоподин-позитивных шипиков в нейропиле исследованных отделов мозга в раннем онтогенезе крыс при нормальном и нарушенном формировании нервной ткани в эмбриогенезе. Снижение количества синаптоподин-позитивных шипиков в сенсомоторной коре и гиппокампе взрослых животных, перенесших гипоксию, сопровождалось нарушением пространственной памяти.

Автором были впервые привлечены специальные математические методы (кластерный анализ, анализ по методу К-средних) с целью создания размерной классификации клеток нервной ткани, окрашенной по Нисслю. Это первое применение данного метода для создания классификации клеток нервной ткани.

Используя комплексный методический подход к изучаемой проблеме (светооптический, гистохимический, морфометрический анализ), автор подробно описывает динамику изменений клеточного состава и плотности расположения клеток разных типов в исследуемых отделах конечного мозга в ходе постнатального онтогенеза. На данной модели пренатального нарушения развития головного мозга были впервые показаны полиморфизм, различная степень выраженности и гетерохронность наблюдаемых изменений, охватывающих разные клеточные популяции в изучаемых отделах конечного мозга, а также их зависимость от срока проведения гипоксического воздействия.

Было обнаружено, что изменения плотности расположения клеток нервной ткани животных, перенесших пренатальное гипоксическое воздействие, не всегда совпадают с периодами усиления нейродегенеративных процессов. Возможно, это указывает на основную роль нарушения миграции и дифференцировки нейробластов в сокращении нейронной популяции в нервной ткани таких животных в раннем постнатальном онтогенезе.

Теоретическая и практическая значимость: Полученные данные о количественных различиях состава и структуры нервной ткани отделов конечного мозга контрольных и экспериментальных животных имеют существенное значение для понимания механизмов формирования нервной ткани отделов конечного мозга, как в ходе нормального онтогенеза, так и при нарушении эмбрионального развития.

Результаты исследования вносят определённый вклад в представление о том, что изменение цитоархитектоники и клеточного состава нервной ткани у животных, перенесших пренатальное воздействие, сопровождается изменением синаптической пластичности.

Полученные данные дополняют наши знания о возможных механизмах нарушения памяти и способности к обучению у животных после пренатального воздействия.

Материалы диссертации могут быть использованы в курсах лекций по онтогенетической нейроморфологии и нейрофизиологии. Кроме того, полученные данные могут быть использованы при разработке методов диагностики нарушений пренатального развития головного мозга и лечения пренатальной патологии.

Структура и объём диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания методик, результатов собственных исследований, обсуждения, заключения и основных выводов. Работа изложена на 157 страницах текста, включает 49 рисунков, 5 таблиц и 253 литературных источника.

Заключение диссертации по теме «Физиология», Васильев, Дмитрий Сергеевич

ВЫВОДЫ

1. В нервной ткани сенсомоторной коры, поля СА1 гиппокампа и дорсолатерального стриатума животных, перенесших гипоксию на Е13.5, происходит увеличение количества нейронов, дегенерирующих по типу хроматолиза в сравнении с контролем, на протяжении первого месяца постнатального онтогенеза. Максимальное количество таких клеток наблюдается на 20 - 30-е сутки после рождения

2. Наблюдаемая нейродегенерация в исследуемых отделах мозга животных, перенесших гипоксию на Е 13.5, сопровождается увеличением количества клеток, с повышенной экспрессией проапоптотичесих белков Р53 и каспаза-3. Это, по-видимому, указывает на гибель дегенерирующих нейронов по механизму каспаз-зависимого апоптоза.

3. В течение первого месяца постнатального онтогенеза у животных, перенесших гипоксию на Е13.5, происходит снижение общей плотности расположения клеток в нервной ткани сенсомоторной коры, поля СА1 гиппокампа и дорсолатерального стриатума. Максимальное снижение плотности расположения клеток наблюдается на 20 - 30-е сутки после рождения, что связано с гибелью клеток в этот период. Снижение общей плотности расположения клеток у крыс, перенесших гипоксию на Е 13.5, сопровождается уменьшением количества крупных пирамидных нейронов сенсомоторной коры и дорсального гиппокампа, а также крупных нейронов в дорсолатеральном стриатуме.

4. Разные клеточные популяции развивающегося мозга в разной степени подвержены воздействию пренатальной гипоксии. Выделенные с помощью кластерного анализа крупные пирамидные нейроны сенсомоторной коры, а также крупные мультиполярные нейроны в дорсолатеральном стриатуме, интенсивная пролиферация и миграция которых происходят на Е13.5, составляют основную часть клеток, дегенерирующих по типу хроматолиза, а также клеток с повышенной экспрессией проапоптотичесих белков.

5. У животных, перенесших гипоксию на Е 13.5, дегенеративные изменения и интенсивная апоптотическая гибель нейронов в сенсомоторной коре и стриатуме были выражены сильнее, чем в дорсальном гиппокампе. У крыс, перенесших гипоксию на Е18.5, не выявлено изменение состава и структуры нервной ткани в исследуемых отделах конечного мозга. Это подтверждает гипотезу о зависимости последствий пренатального воздействия на формирование отдела головного мозга от времени проведения данного воздействия.

6. К концу второго месяца постнатального онтогенеза различия в общей плотности расположения клеток, а также в количестве дегенерирующих нейронов и клеток с повышенной экспрессией проапоптотических белков, между контрольными животными и крысами, перенесшими гипоксию на Е13.5, не выявлены.

7. Иммуногистохимическое исследование актин-ассоциированного белка шипикового аппарата синаптоподина показало статистически значимое снижение плотности расположения синаптоподин-позитивных шипиков в нейропиле 1-го слоя сенсомоторной коры и слоя stratum radiatum-moleculare гиппокампа у животных, перенесших гипоксию на Е13.5 (а также Е18.5 в случае гиппокампа), в сравнении с контролем. Эти различия сохраняются и у взрослых животных. Уменьшение количества синаптоподин-позитивных шипиков может указывать на снижение пластичности нервной ткани мозга крыс, перенесших пренатальное воздействие.

8. Исследование поведения в радиальном лабиринте взрослых крыс, перенесших пренатальное гипоксическое воздействие, выявило у них нарушение пространственной памяти, в сравнении с контролем.

9. Изменения клеточного состава, плотности расположения клеток, увеличение количества дегенерирующих и гибнущих по механизму апоптоза нейронов в нервной ткани исследуемых отделов конечного мозга, а также предполагаемое снижение пластичности неокортекса и гиппокампа свидетельствуют о комплексных, специфических для каждого отдела нарушениях формирования нервной ткани сенсомоторной коры, стриатума и гиппокампа в постнатальном онтогенезе крыс, перенесших пренатальное воздействие. Это может являться причиной снижения способности к запоминанию у взрослых животных.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Результаты изучения поведения годовалых животных в радиальном восьмилучевом лабиринте показали нарушение памяти у животных, перенесших пренатальное воздействие, не зависимо от срока проведения этого воздействия в сравнении с контролем. Причинами изменения поведения животных могут являться изменения структуры нервной ткани исследуемых отделов конечного мозга в постнатальном онтогенезе, в частности изменение клеточного состава, снижение пластичности нервной ткани в раннем постнатальном онтогенезе крыс перенесших гипоксию.

Иммуногистохимическое исследование распределения актин-ассоциированного белка шипикового аппарата синаптоподина в нервной ткани сенсомоторной коры и поля СА1 гиппокампа, показало статистически значимое снижение плотности расположения синаптоподин-позитивных шипиков в нейропиле I слоя сенсомоторной коры и stratum radiatum-moleculare гиппокампа у животных, перенесших гипоксию на Е13.5 (а в гиппокампе также и на Е18.5), в сравнении с контролем, что указывает на нарушение формирования нейрональных сетей и возможно, на изменение пластичности. Полученные данные не согласуются с концепцией компенсации гибели клеток в нейронных сетях кортикальных структур за счёт установления дополнительных межнейронных контактов.

Степень выраженности количественных изменений и нейродегенерации в разных отделах конечного мозга животных, перенесших пренатальную гипоксию различна. Полученные данные подтверждают предположение о том, что проявления последствий деструктивного воздействия максимальны в случае совпадения времени воздействия с критическим периодом развития отдела головного мозга, в частности, с периодом интенсивной пролиферации и миграции нейробластов. Так у крыс, перенесших пренатальное воздействие на Е13.5 происходит массовая нейродегенерация и гибель нейронов сенсомоторной коры и стриатума. Гипоксия на Е18.5 не вызывала нейродегенерацию и массовую апоптотическую гибель нейронов в этих отделах, изменения в плотности расположения нейронов и в количестве апоптотически гибнущих клеток, у таких животных были выявлены только в дорсальном гиппокампе.

Разные клеточные популяции оказались в разной степени подвержены действию пренатального воздействия. Крупные пирамидные нейроны сенсомоторной коры и аммонова рога и гигантские мультиполярные нейроны стриатума составляли большую часть клеток, дегенерирующих по типу хроматолиза и клеток экспрессирующих белки Р53 и каспаза-3. Таким образом, снижение количества и гибель клеток у животных, перенесших пренатальное воздействие, было различно в разных популяциях нейронов, что может быть объяснено нарушением образования и миграции определённых групп нейробластов в период проведения воздействия.

Пики повышенной интенсивности нейродегенерации и массового апоптоза в сенсомоторной коре и стриатуме животных перенесших гипоксию на Е13.5 не всегда совпадали по времени с изменениями плотности расположения клеток. Так в стриатуме наиболее сильные изменения общей плотности расположения нейронов и клеточного состава происходили на 5 -20-е сутки, предшествуя пику нейродегенеративных и апоптотических процессов на 20 - 30-е сутки. Есть основания считать, что причины отсроченной гибели и нейродегенерации нейронов в постнатальном онтогенезе животных, перенесших пренатальное воздействие, связаны с нарушениями формирования нейронных сетей и клеточной организации нервной ткани в эмбриогенезе и раннем постнатальном онтогенезе, а не с гибелью клеток в результате гипоксии-реоксигенации.

Есть основания полагать, что основным механизмом наблюдаемой гибели нейронов в сенсомоторной коре, поле СА1 гиппокампа и дорсолатеральном стриатуме животных, перенесших гипоксию на Е13.5 является механизм каспаз-зависимого апоптоза. Определённый вклад в элиминацию клеток могут вносить механизмы аутофагии и некротической гибели.

Таким образом, полученные данные свидетельствуют о том, что причиной нарушения поведения у животных, перенесших пренатальное воздействие, является нарушение формирования нервной ткани сенсомоторной коры, базальных ганглиев и гиппокампа в ходе пренатального - раннего постнатального онтогенеза. Нарушение формирования и использования памяти может быть обусловлено изменением структуры нейронных сетей в кортикальных структурах.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Васильев, Дмитрий Сергеевич, 2007 год

1. Акулинин В А, Семченко В.В., Степанов С.С., Беличенко П.В. Структурные изменения дендритных шипиков пирамидных нейронов слоя III сенсомоторной коры большого мозга крыс в отдалённом постишемическом периоде II Морфология. 2002. Т. 122. №5. С. 39-44

2. Андреева Н.Г., Обухов Д.К., Эволюционная морфология нервной системы позвоночных С-Пб.: Изд. СПбГУ. 1991.296 С.

3. Бабминдра В.П., Брагина Т.А. Структурные основы межнейронной интеграции Л.: Наука. 1982.250 С.

4. Бабминдра В.П., Брагина Т.А., Ионов И.П., Нуртдинов Н.Р. Структура и модели нейронных комплексов головного мозга Л: Наука 1988.96 С.

5. Батуев А.С. Нейрофизиология коры головного мозга: Модульный принцип организации Л.: Изд. Ленинградского университета. 1984.216 С.

6. Батуев А.С., Бабминдра В.Л. Нейронные объединения в коре больших полушарий II Журнал ВНД. 1977. т.27. №25. С.715-722

7. Белехова М.Г. Таламо-Телэнцефальная система рептилий. Афферентная организация, межцентральные взаимоотношения и филогенетическая интерпретация Л.: Наука. 1977.208 С.

8. Белехова М.Г., Веселкин Н.П. Телэнцефализация и принцип перемещения функций в свете современных данных II Журнал эвол. биохим. физиол. 1985. Т. 21. С. 531541

9. Боголепов Н.Н. Ультраструктура мозга при гипоксии АМН СССР. М.: Медицина. 1979.168 С.

10. Боголепов Н.Н., Яковлева Н.И., Фрумкина Л.Е. Некоторые структурные аспекты развития и формирования конусов роста в сенсомоторной коре и хвостатом ядре в онтогенезе II Журн. невропат, и психиатр, им. С.С.Корсакова. 1984. Т.84. вып. 7. С. 961-966.

11. И.Боголепова И.Н. Показатели структурной организации некоторых корковых формаций в левом и правом полушариях мозга человека II Журн. Невропат, и Психиатр, им. С.С.Корсакова. 1980. Т. 81. №7. С. 974-977

12. Боголепова И.Н., Белогрудь Т.В. Некоторые количественные показатели структурной ассиметрии полей 41 и 22 слуховой роры мозга человека II Морфология. 2004. Т. 125. № 2. С. 7-9

13. Боголепова И.Н., Малофеева Л.И., Белогрудь Т.В. Особенности строения речедвигательной коры лобной области мозга глухонемого ребёнка II Морфология. 2002. Т. 122. №5. С. 28-30

14. Болдырев А.А. Дискриминация между апоптозом и некрозом нейронов под влиянием окислительного стресса II Биохимия 2000. Т. 65. вып.7. С. 981-990

15. Буреш Я., Бурешова 0., Хьюстон Дж.П. Методики и основные эксперименты по изучению мозга и поведения М. :Высшая школа. 1991.399 С.

16. Вайнштейн Г.Б., Журавин И.А., Ровайнен К., Вулсей Т.А., Семерня В.Н., Заяц Н.Д., Москаленко Ю.Е. Мозговой кровоток и цереброваскулярная реактивность в раннем постнатальном онтогенезе крыс II Журнал эвол. биохим. физиол. 1996. Т.32. № 2. С. 160-166

17. Виноградова О.С. Гиппокамп и память М.: Наука. 1975.330 С.

18. Галицкий В.А. Возникновение эукариотических клеток и происхождения апоптоза II Цитология. 2005. Т. 47. №2. С.103-119

19. Гамбарян, Л.С., Коваль, И.Н. Гиппокамп. Ереван. 1973.103 С.

20. Дмитриева Н.И. Развитие хвостатого ядра в постнатальном онтогенезе у собаки, крысы и морской свинки //Архив анат. гистол. эмбриол. 1983. Т. 85. № 9. С. 32-40

21. Дубровская Н.М., Наливаева Н.Н., Тернер Э.Дж., Журавин И.А. Влияние ингибитора а-секретазы, метабилизирующей предшественник амилоидного пептида, на формирование памяти у крыс II Журнал ВНД. 2005. №6. С. 725-728

22. Дубровская Н.М., Потапов Д.О., Туманова Н.Л. Влияние пренатальной гипоксии на развитие крыс в постнатальном онтогенезе II Вестник молодых ученых. Серия: Науки о жизни. № 1.2002. С. 9-15

23. Жаботинский Ю.М. Нормальная и патологическая морфология нейрона Л.: Медицина. 1965.323 С.

24. Журавин И.А. Формирование центральных механизмов регуляции двигательных функций млекопитающих в зависимости от условий эмбрионального развития II Журнал, эвол. биохим. физиол. 2002. Т. 38. №5. С. 478-484

25. Журавин И.А., Дубровская Н.М. Участие холинергической системы сенсомоторной коры мозга крысы в регуляции разных типов движений II Журнал. ВНД. 2000. Т.50. №1. С. 103-112

26. Журавин И.А., Дубровская Н.М., Туманова Н.Л. Постнатальное физиологическое развитие крыс после острой пренатальной гипоксии II Российский физиол. журнал им. И.М.Сеченова. 2003 (а). Т. 89. № 5. С. 522-532

27. Журавин И А, Туманова Н.Л., Дубровская Н.М., Федосеева К.Н. Нарушение формирования старой и новой коры при изменении условий эмбрионального развития II Журнал эвол. биохим. физиол. 2003 (б). Т.39. №6. С. 609-618

28. Карамян А.И. Эволюция конечного мозга позвоночных Л.: Наука. 1976.256 С.

29. Кассиль В.Г., Отеллин В.А., Хожай Л.И., Косткин В.Б. Критические периоды развития головного мозга II Российский физиол. журн. им. И.М.Сеченова. 2000. т. 86. №11. С. 1418-1425

30. Коржевский Д.Э., Отеллин В.А., Григорьев И.П., Косткин В.Б., Поленов С.А., Ленцман М.В., Балестрино М. Структурная организация астроцитов гиппокампа крысы в постишемический период II Морфология. 2004. Т. 125. № 2. С. 19-21

31. Коржевский Д.Э., Талантова О.Е., Павлова Н.Г. Экспрессия белка bcl-2 в развивающемся головном мозге человека II Морфология. 2002. Т. 122. №5. С. 31-33

32. Краснощёкова Е.И., Зыкин П.А., Ткаченко J1.A. Нейронная и гистохимическая характеристика пространственно-упорядоченных образований некоторых центров мозга II Сб. «Нервная система». СПб.: Изд. СПбГУ. 2000. С. 112-123

33. Крепе Е.М., Вержбинская НА, Ченыкаева Е.Ю., Чирковская Е.В., Говурина Ц.К. О приспособлении животных к хронической гипоксии II Физиол. Журн. СССР. 1956. Т. 42. №2. С. 149-158

34. Куликов Г.А. Кортикальные механизмы сенсомоторной интеграции II Сб. «Нервная система». СПб.: Изд. СПбГУ 2000. С. 123-133

35. Леонтович ТА, Михальченко Н.А. Структура и связи базальных ганглиев. Стриатум II Успехи физиол. наук. 1997. т. 28. №1. С. 3-26

36. Леонтович Т.Л. Крупные нейроны стриатума человека и их возможная роль в его нейронных сетях II Журнал эвол. биохим. и физиол. 1994. Т.80. №1. С.44-52

37. Леонтович, Т.Л. Нейронная организация подкорковых образований конечного мозга М. "Медицина" 1978.384 С.

38. Максимова Е.В. Онтогенез коры больших полушарий II Москва. Наука. 1990.184 С.

39. Оленев С.Н. Развивающийся мозг. Клеточные, молекулярные и генетические аспекты нейроэмбриологии Л.: Наука: 1978.222 С.

40. Оленев С.Н., Оленев А.С. Нейробиология-95. Учебно-методическо-справочное издание СПб: изд. СПбГПМА. 1995.247 С.

41. Пальчик А.Б., Шабалов Н.П. Гипоксически-ишемическая энцефалопатия новорождённых: руководство для врачей СПб: Питер. 2001. 224 С. (Серия Современная медицина)

42. Пигарева З.Д. Биохимия развивающегося мозга М.: Медицина. 1972.312 С.

43. Поляков Г.И. Основы систематики нейронов новой коры большого мозга человека М.: Медицина. 1973.309 С.

44. Попова Э.Н., Вавилов A.M. Развитие хвостатого ядра крыс в постнатальном онтогенезе и становление холинергической медиации в нем II Архив анат. гист. эмбр. 1975. Т. 68. № 3. С. 65-71

45. Резников К.Ю. Пролиферация клеток мозга позвоночных в условиях нормального развития мозга и при его травме М: Наука. 1981. 152 С.

46. Резников К.Ю., Назаревская Г.Д. Пролиферация и цитогенез в развивающемся гиппокампе М: Наука. 1989.125 С.

47. Самойлов М.О. Мозг и адаптация: молекулярно-клеточные механизмы СПб.: Ин-т физиологии им И.П. Павлова РАН. 1999.272 С.

48. Самойлов М.О. Реакции нейронов мозга на гипоксию Л.: Наука. 1985.190 С.

49. Суворов Н.Ф. Стриарная система и поведение Л. Наука. 1980. 280 С.

50. Толкунов Б.Ф. Роль нейронной сети в функциональной эволюции конечного мозга млекопитающих II Журн. эвол. биохим. Физиол. 2002. Т.38. №5. С. 469-477

51. Толкунов Б.Ф. Стриатум и сенсорная специализация нейронной сети Л.: Наука. 1978.176 С.

52. Флеров М.А., Герасимова И.А., Вьюшина А.В. Влияние пренатального стресса на свободно-радикальное окисление липидов головного мозга в постнатальном онтогенезе II Нейрохимия 2005. Т. 22. №2. С. 102-107

53. Хожай Л.И., Отеллин В.А., Косткин В.Б. Формирование неокортекса у крыс после пренатальной гипоксии II Морфология. 2002. Т. 122. №5. С. 34-38

54. Acker Т., Acker Н. Cellular oxygen sensing need in CNS function: physiological and pathological implications II J. Experim. Biol. 2004. Vol. 207. P. 3171-3188

55. Alexander, G.E., Crutcher, M.D. Functional architecture of basal ganglia circuits: neural substrates of parallel processing II TINS. 1990. Vol.13. №7. P. 2266-271

56. Algan O., Rakic P. Radiation-induced area- and lamina-specific deletion of neurons in the primate visual cortex II J. Сотр. Neurol. 1997. Vol. 381. P. 335-352

57. Altman J., Das G. Postnatal neurogenesis in the guinea-pig II Nature. 1967. Vol. 214. №5093. P. 1098-1101

58. Altman J., Sudarshan K. Postnatal development of locomotion in the laboratory rat II Anim. Behav. 1975. Vol. 23. P. 896-920

59. Altman, B.Y.J. Postnatal neurogenesis and the problem of neural plasticity II Developmental neurobiology. Springfield. 1990. P. 197-240

60. Alvarez-Buylla A., Garcia-Verdugo J.M. Neurogenesis in adult subventricular zone II J. Neurosci. 2002. Vol. 22. №3. P. 629-634

61. Amundson S.A., Myer T.G., Fornace A.J. jr., Roles for P53 in growth arrest and apoptosis: putting on the brakes after genotoxic stress // Oncogene 1998. Vol. 17. №25. P. 32873299

62. Anderson S.A., Marin O., Horn C., Jennings K., Rubenstein J.L.R. Distinct cortical migrations from the medial and lateral ganglionic eminences II Development 2001. Vol. 128. P. 353-363

63. Andine P., Thordstein M., Kjellmer I., Nordborg C., Thiringer K., Wennberg E., Hagberg H. Evaluation of brain damage in a rat model of neonatal hypoxic ischemia II J. Neurosci. Methods. 1990. Vol. 35. P. 439-447

64. Arendt T. Neurodegeneration and plasticity II Int. J. Dev. Neurosci. 2004. Vol. 22. P. 507514

65. Asanuma K., Kim K., Oh J., Giardino L., Chabanis S., Faul C., Reiser J., Mundel P. Synaptopodin regulates the actin-bundling activity of a-actinin in an isoform-specific manner//J. Clin. Invest. 2005. doi:10.1172/JCI200523371. P. 1-11

66. Barron K.D., Doolin P.F. Ultrastructural observations on retrograde atrophy of lateral geniculate body//J. Neuropath. Exp. Neurol. 1968. Vol. 27. P. 401-420

67. Bayer S.A. Development of the hippocampal region in the rat. II. Morphogenesis during embryonic and early postnatal life//J. Сотр. Neurol. 1980. Vol. 190. №1-2. P. 115-134

68. Bayer S.A. Development of the hippocampal region in the rat. I. Neurogenesis examined with 3H -thymidine autoradiography II J. Сотр. Neurol. 1980. Vol. 190. №1-2. P. 87-114

69. Ben-Ari Y. Excitatory actions of GABA during development the nature of the nurture II Nature. 2002. Vol. 3. №9. P. 728-730

70. Berger-Sweeney J., Hohmann C.F. Behavioral consequences of abnormal cortical development: insights into developmental disabilities II Behav. Brain Res. 1997. Vol. 86. P. 121-142

71. Bignami A., Dahl D. Astrocyte-specific protein and neuroglial differentiation. An immunofluorescence study with antibodies to the glial fibrillary acidic protein II J. Сотр. Neurol. 1974. Vol. 153. P. 27-38

72. Blakemore W.F. The ultrastructure of the subependymal plate in the rat. II J. Anat 1969, Vol.104. P. 423-433

73. Broadbent N.J., Squire L.R., Clark R.E. Spatial memory, recognition memory, and the hippocampus IIPNAS 2004. Vol. 101. №40. P. 14515-14520

74. Bursch W. The autophagosomal lysosomal compartment in programmed cell death II Cell Death and Differentiation 2001. Vol. 8. P. 569-581

75. Camm E.J., Gibbs M.E., Harding R., Mulder Т., Rees S.M. Prenatal hypoxia impairs memory function but does not result in overt structural alterations in the postnatal chick brain II Developmental Brain Res. 2005. Vol. 160. P. 9-18

76. Campbell K., Gotz M. Radial glia: multi-purpose cells for vertebrate brain development II Trends in Neurosciences 2002. Vol.25. No.5. P. 235-238

77. Cantagre S., Krier C., Ducrocq S., Bodard S., Payen V., Laugier J., Guilloteau D., Chalon S. Hypoxic preconditioning reduces apoptosis in a rat model of immaturebrain hypoxia-ischaemia II Neuroscience Letters 2003. vol. 347. P. 106-110

78. Chanas-Sacre G., Rogister В., Moonen G., Leprince P. Radial glia phenotype: origin, regulation and transdifferentiation //J. Neurosci. Res. 2000. Vol. 61. P. 357-363

79. Chen J., Nagayama Т., Jin K., Stetler R.A., Zhu R.L., Graham S.H., Simon R.P. Induction of caspase-3-like protease may mediate delayed neuronal death in the hippocampus after transient cerebral ischemia//J. Neurosci. 1998. Vol. 18. №13. P. 4914-4928

80. Chesselet, M.-F., Delfs, J.M. Basal ganglia and movement disorders: an update II T.I.N.S. 1996. Vol.19. №10. P. 417-422

81. Clark D.A., Mitra P.P., Wang S. S.-H. Scalable architecture in mammalian brains II Nature 2001. Vol. 411. P. 189-193

82. Clark R.S., Kochanec P.M., Dixon C.E. et al. Early neuropatalogic effects of mild hypoxemia after controlled cortical impact injury in rats II J. Neurotrauma 1997. Vol.14. №.4. P. 179-189

83. Cohen N.J., Ryan J., Hunt C., Romine L., Wszalek Т., Nash C. Hippocampal system and declarative (relational) memory: summarizing the data from functional neuroimaging studies II Hippocampus. 1999. Vol. 9. №1. P. 83-98

84. Connor J.A., Shuttleworth C.W.R. Intracellular Ca2+ signals underlying rapid and delayed excitotoxicity in mature CNS II in New Concepts in Cerebral Ischemia, ed. Lin R.C.S. (Methods and New Frontiers in Neuroscience. CRC Press 2002. Vol. 13.) P. 23

85. Cory S., Adams J.M., The Bcl-2 family: regulators of the cellular life-or-death switch II Nat. Rev. Cancer. 2002. Vol. 2. №9. P. 647-656

86. Dai X., Lercher L.D., Clinton P.M., Du Y., Livingston D.L., Viera C., Yang L.( Shen M.M.,

87. Dreyfus C.F. The trophic role of oligodendrocytes in the basal forebrain II J. Neurosci. 2003. Vol. 23. P. 5846-5853

88. Davanlou M., Smith D.F. Unbiased stereological estimation of different cell types in ratcerebral cortex II Image Anal Stereol. 2004. Vol.23. №1. P. 1-11

89. DeFelipe J., Hendry S.H.C., Hashikawa Т., Molinar M., Jones E.G. A microcolumnar structure of monkey cerebral cortex revealed by immunocytochemical studies of double bouquet cell axons II Neurosci. 1990. Vol. 23. P. 655-673

90. Del Bigio M. The ependyma: a protective barrier between brain and cerebrospinal fluid II Glia.1995.Voi.14. P. 1-13

91. DeLong M. E., Strick P. L., Relation of basal ganglia, cerebellum and motor cortex units to ramp and ballistic limb movements II Brain Res. 1974. Vol. 71. P.327-335

92. Dobbing J. Vulnerable periods in developing brain II in: Applied Neurochemistry, eds. Davison A.N., Dobbing J., Blackwell, Oxford 1968. P. 287-316

93. Doetsch F. Garcia-Verdugo J.M., Alvarez-Buylla A. Cellular composition and three-dimensional organization of the subventricular germinal zone in the adult mammalian brain //J. Neurosci. 1997. Vol. 17. №13. P. 5046-5061

94. Doetsch F., Alvarez-Buylla A. Network of tangential pathways for neuronal migration in adult mammalian brain II PNAS. 1996. Vol. 93. P. 14895-14900

95. Doetsch F., Caille I., Urn D.A., Garcia-Verdugo J.M., Alvarez-Buylla A. Subventricular zone astrocytes are neural stem cells in the adult mammalian brain II Cell. 1999. Vol. 97. №6. P. 703-716

96. Edgar J.M., Garbern J. The myelinated axon is dependent on the myelinating cell for support and maintenance: molecules involved II J. Neurosci. Res. 2004. Vol. 76. P. 593598

97. Fawcett J.W., Asher R.A. The glial scar ad central nervous system repair II Brain Res. Bull. 1999. Vol. 49. P. 377-391

98. Fentress J.C., Stanfield B.B., Cowan W.M. Observation on the development of the striatum in mice and rats II Anat Embryol (Berl). 1981. Vol.163. №3. P.275-298

99. Fetler L., Amigorena S. Brain under surveillance the microglia patrol II Science 2005. Vol. 309. P. 392-393

100. Fink S.L., Cookson B.T. Apoptosis, pyroptosis, and necrosis: mechanistic description of dead and dying eukaryotic cells. Minireview II Infection and immunity. 2005. Vol. 73. №4. P. 1907-1916

101. Finkel L. Oxygen radical and signaling II Curr. Opin. Cell. Biol. 1998. Vol. 10. P. 248

102. Fosslien E. Review: Mitochondrial medicine -molecular pathology of defective oxidative phosphorylation //Annals of Clinical & Laboratory Science 2001. Vol. 31. №1. P. 25-67

103. Furuta M., Bridges R.S. Gestation-induced cell proliferation in the rat brain II Developmental Brain Research 2005. Vol. 156. P. 61-66

104. Gerfen C.R., Baimbridge K.G., Thibault J., The neostriatal mosaic: III. Biochemical and developmental dissociation of patch-matrix mesostriatal systems //J. Neurosci. 1987. Vol. 7. P. 3935-3944

105. Gidday J.M., Fitzgibbons J.C., Shah A.R., Park T.S. Neuroprotection from ischemic brain injury by hypoxic preconditioning in the neonatal rat II Neurosci Lett. 1994. Vol.28. №168. P. 221-224

106. Giordana M.T., Attanasio A., Cavalla P., Migheli A., Vigliani M.C., Schiffer D. Reactive cell proliferation and microglia following injury to the rat brain II Neuropathol. Appl. Neurobiol. 1994. Vol. 20. P. 163-174

107. Goedert M. Tau protein and neurodegeneration II Seminars in Cell & Developmental Biology 2004. Vol. 15. P. 45-49

108. Gohlke J.M., Griffith W.C., Bartell S.M., Lewandowsky T.A., Faustman E.M. A computational model for neocortical neuronogenesis predicts ethanol-induced neocortical neuron number deficits II Dev. Neurosci. 2002. Vol. 24. P. 467-477

109. Goldman-Rakic P.S. Cytoarchitectonic heterogenity of the primate neostriatum: subdivision into island and matrix cellular compartments // J. Сотр. Neurol. 1982. Vol. 205. №4. P. 398-415

110. Goldman-Rakic P.S., Selemon L.D. New frontiers in basal ganglia research II TINS. 1990. Vol.13. №7. P. 241-244

111. Gordon N. Apoptosis (programmed cell death) and other reasons for elimination of neurons and axons (Review) II Brain Develop. 1995. Vol.17. P. 73-77

112. Graeber M.B., Moran L.B. Mechanisms of cell death in neurodegenerative diseases: fashion, fiction, and facts II Brain Pathol. 2002. Vol. 12. P. 385-390

113. Granholm L., Seisjo B.K. Signs of tissue hypoxia in infantile hydrocephalus II Developmental Medicine and Child Neurology. 1970. Vol. 12. Supp. 22. P. 73-77

114. Graybiel A.M. The basal ganglia II Curr Biol. 2000. Vol. 10. №14. P. 509-511.

115. Graybiel, A.M. Neurotransmitters and neuromodulators in the basal ganglia II TINS. 1990. Vol.13. №7. P. 244-245

116. Graybiel A.M. The basal ganglia. II Trends Neurosci. 1995. Vol.18. P. 60-62

117. Guillemin F., Devaux M.-F., Guidon F. Evaluation of plant histology by automatic clustering based on individual cell morphological features II Image Anal Stereol. 2004. Vol.23. №1. P. 13-22

118. Gwag B.J., Won S.J., Kim D.Y. Excitotoxicity, oxidative stress, and apoptosis in ischemic neuronal death II in New Concepts in Cerebral Ischemia, ed. Lin R.C.S. (Methods and New Frontiers in Neuroscience. CRC Press 2002. Vol. 13). P. 34

119. Halliday A.L., Cepko C.L. Generation and migration of cells in the developing striatum II Neuron 1992. Vol. 9. P. 15-26

120. Hamasaki Т., Goto S., Nishikawa S. Early generated preplate neurons in the developing telencephalon: inward migration into developing striatum II Cerebral Cortex 2001. Vol. 11. P. 474-484

121. Hartigan, J. A. & Wong, M. A. Algorithm 136. A k-means clustering algorithm II Applied Statistics. 1978. Vol. 28. P. 100

122. Hermans R.H., Longo L.D. Altered catecholaminergic behavioral and hormonal responses in rats following early postnatal hypoxia II Physiol. Behav. 1994, Vol. 55. №3. p. 469-475

123. Hsu S.Y., Hsueh A.J.W. Tissue-specific Bcl-2 protein partners in apoptosis: an Ovarian Paradigm II Phisiological Reviews. 2000. Vol. 80. №2. p. 593-614

124. Hudome S., Palmer C., Roberts R.L., Mauger D., Housman C., Towfighi J. The role of neutrophils in the production of hypoxic-ischemic brain injury in the neonatal rat II Pediatr. Res. 1997. Vol.41. №5. P. 607-616

125. Ivacko J.A., Sun R., Silverstein F.S. Hypoxic-ischemic brain injury induces an acute microglial reaction in perinatal rats II Pediatric Research. 1996. Vol. 39. №1. P. 39-47

126. Janick В., Coper H. The effects of prenatal exposure to hypoxia on the behavior of rats during their lifespan II Pharmacol. Biochem. Behav. 1994. Vol. 48. №4. P. 863-873

127. Jessel T.M., Sanes J.R. Development. The decade of the developing brain II Current Opinion in Neurobiology 2000. Vol. 10. P. 599-611

128. Jiang X., Mu D., Manabat C., Koshy A.A., Christen S., Tauber M.G., Vexler Z.S., Ferriero D.M. Differential vulnerability of immature murine neurons to oxygen-glucose deprivation II Experimental Neurology 2004. Vol. 190. P. 224- 232

129. Jilek L. The reaction and adaptation of the central nervous system to stagnant hypoxia and anoxia during ontogeny II in Developmental Neurobiology, ed. Himwich W.A., Charles С Tomas Publisher. Springfield. 1990. P. 331-369

130. Johnson M.V. Neonatal hypoxic-Ischemic brain insults and their mechanisms II in New Concepts in Cerebral Ischemia, ed. Lin R.C.S. (Methods and New Frontiers in Neuroscience. CRC Press 2002, Vol. 13). P. 30

131. Jones E.G. Microcolumns in the cerebral cortex// PNAS. 2000. Vol. 97. P. 5019-5021

132. Jones E.G. Wise S.P. Laminar and columnar distribution of efferent cells in the sensory motor cortex of monkeys II J. Сотр. Neurol. 1981. Vol. 175. P. 391-438

133. Kato H., Takahashi A., Itoyama Y. Cell cycle protein expression in proliferating microglia and astrocytes following transient global cerebral ischemia in the rat II Brain Res. Bull. 2003. Vol. 60. P. 215-221

134. Kawaguchi Y., Wilson C.J., Emson P.C. Projection subtypes of rat neostriatal matrix cells revealed by intracellular injection of biocytin. II J. Neurosci. 1990. Vol.10. P. 3421-3438

135. Kemp J.M., Powell T.P.S. The cortico-striate projections in the monkey. II Brain. 1970. Vol.93. Part.3. P. 525-546

136. Kempermann G., Jessberger S., Steiner В., Kronenberg G. Milestones of neuronal development in the adult hippocampus II Trends in Neurosci. 2004. Vol.27. №.8. P. 447452

137. Kempermann G., Kuhn H.G., Gage F.H. Experience-induced neurogenesis in the senescent dentate gyrus II J. Neurosci. 1998. Vol. 18. P. 3206- 3212

138. Kernack D.R., Rakic P. Generation and migration of new neurons in the forebrain II Neuron. 1995. Vol. 15. P. 311-321

139. Kerr J.F., Wyllie A.H., Currie A.R., Apoptosis: a basic biological phenomenon with wide-ranging implication implications in tissue kinetics II Br. J. Cancer. 1972. Vol. 26. №4. P. 239-257

140. Kingsbury M.A., Rehen S.K., Ye X., Chun J. Genetics and cell biology of lysophosphatidic acid receptor-mediated signaling during cortical neurogenesis II J. Cell. Biochem. 2004. Vol. 92. P. 1004-1012

141. Kirino T. Delayed neuronal death in the gerbil hippocampus following ischemia II Brain Res. 1982. Vol. 239. №1.P. 57-69

142. Kirpatrick J.B. Chromatolysis in the hypoglossal nucleus of the rat: An electron microscopic analysis II J. Neurol. 1968. Vol. 192. P. 189-212

143. Koh J.-Y., Kim Y.-H., Park J.A., Lee J.-Y. Mechanism of zinc-induced neuronal death II in New Concepts in Cerebral Ischemia, ed. Lin R.C.S. (Methods and New Frontiers in Neuroscience.) CRC Press 2002. Vol. 13. P. 16

144. Kostovic I., Judas M., Correlation between the sequential ingrowth of afferents and transient patterns of cortical lamination in preterm infants II Anatomical Record. 2002. Vol. 267. P. 1-6

145. Kostovic I., Judas M., Rados M., Hrabak P. Laminar organization of the human fetal cerebrum revealed by histochemical markers and magnetic resonance imaging II Cerebral Cortex. 2002. Vol. 12. P. 536-544

146. Kudryashov I.E., Yakovlev A.A., Kudryashova I.V., Gulyaeva N.V. Footshock stress alters early postnatal development of electrophysiological responses and caspase-3 activity in rat hippocampus II Neurosci. Let. 2002. Vol. 332. P. 95-98

147. Laforet G.A., Sapp E., Chase K. Changes in cortical and striatal neurons predict behavioral and electrophysiological abnormalities in a transgenic murine model of Huntington's Disease//J. Neurosci. 2001. Vol.21. №23. P. 9112-9123

148. Lee S.H., Sheng M. Development of neuron—neuron synapses II Current Opinion in Neurobiology 2000. Vol. 10. P. 125-131

149. Leon-Velarde F., Monge С С. Avian embryos in hypoxic environments II Respiratory Physiology & Neurobiology 2004. Vol. 141. P. 331-343

150. Levine M.S., Cepeda C., Hickey M.A., Fleming S.M., Chesselet M.-F. Genetic mouse models of Huntington's and Parkinson's diseases: illuminating but imperfect II Trends in Neurosci. 2004. Vol.27. №11. P. 691-697

151. Levison S.W., Goldman J.E. Both oligodendrocytes and astrocytes develop from progenitors in the subventricular zone of postnatal rat forebrain II Neuron. 1993. Vol. 10. P. 201-212

152. Lipton P. Ischemic cell death in brain neurons// Physiol. Rev. 1999. Vol.79. P.1431-1568

153. Lois C., Alvarez-Buylla A. Long-distance neuronal migration in the adult mammalian brain II Science 1994. Vol. 264. P. 1145-1148

154. Luhmann H.J., Hanganu I., Kilb W. Cellular physiology of the neonatal rat cerebral cortex II Brain Research Bulletin 2003. Vol. 60. p. 345-353

155. Luskin M.B., Prnavelas J.G., Barfield J.A. Neurons, astrocytes and oligodendrocytes of the rat cerebral cortex originate from separate progenitor cells: an ultrastructural analysis of clonally related cells II J. Neurosci. 1993. Vol. 13. P. 1730-1750

156. Marin-Teva J.L., Dusart I., Colin C., Gervais A., van Rooijen N., Mallat M. Microglia promote the death of developing purkinje cells II Neuron. 2004, vol. 41, p. 535-547

157. Martinou J.C., Green D.R. Breaking the mitochondrial barrier// Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 2001. Vol. 2. №1. P. 63-67

158. McDonald H.Y., Wojtowitcz J.M. Dynamics of neurogenesis in the dentate gyrus of adult rats II Neuroscience Letters 2005. Vol. 385. P. 70-75

159. Mishra O.P. and Delivoria-Papadopoulos M. Cellular mechanisms of hypoxic injury in the developing brain II Brain Res. Bull. 1999. Vol. 48. P. 233-238

160. Morimoto Y., Yamamura Т., Kemmotsu O. Influence of hypercapnic acidosis on brain water content after forebrain ischemia in the rat II Critical Care Medicine. 1993. Vol. 21. № 6. P. 907-913

161. Morozov Y.M., Freund T.F. Postnatal development and migration of cholecystokinine-immunoreactive interneurons in rat hippocampus II Neuroscience 2003. Vol. 120. P. 923939

162. Morshead C.M., Van der Kooy D. Postmitotic death is the fate of constitutively proliferating cells in the subependymal layer of the adult mouse brain II J. Neurosci. 1992. Vol. 12. P. 249-256

163. Moses S.N., Cole C., Ryan J.D. Relational memory for object identity and spatial location in rats with lesions of perirhinal cortex, amygdala and hippocampus II Brain. Res. Bull. 2005. Vol. 65. №6. P. 501-512

164. Murakami Т., Fujimoto Y., Yasunaga Y., Ishida O., Tanaka N., Ikuta Y., Ochi M. Transplanted neuronal progenitor cells in a peripheral nerve gap promote nerve repair II Brain Res. 2003. Vol. 974. P. 17-24

165. Muramatsu K., Fukuda A., Togari H., Wada Y., Nishino H. Vulnerability to cerebral hypoxic-ischemic insult in neonatal but not in adult rats is in parallel with disruption of the blood-brain barrier//Stroke. 1997. Vol. 28. №11. P. 2281-2289

166. Nalivaeva N.N., Fisk L., Canet Aviles R.M., Plesneva S.A., Zhuravin I.A., Turner A.J. Effect of prenatal hypoxia on expression of amyloid precursor protein and metallopeptidases in the rat brain II Lett. Peptide Sci. 2004. Vol. 10. P. 455-462

167. Nowak T.S., Ikeda J., Nakajima T. 70-kDa heat shock protein and c-fos gene expression after transient ischemia//Stroke 1990. Vol. 11. №11. (Suppl) P. III107-III111

168. Nyakas C., Buwalda В., Luiten P.G.M. Hypoxia and brain development // Progress in Neurobiology. 1996. Vol.49. P. 1-51

169. Onhuma S., Philpott A., Harris W.A. Cell cycle and cell fate in the nervous system II Curr. Opinion Neurobiol. 2001. Vol. 11. P. 66-73

170. Packard M.G., Knowlton B.J. Learning and memory functions of the basal ganglia II Annual Rev Neurosci. 2002. Vol. 25. P. 563-593

171. Parent A. Extrinsic connections of the basal ganglia II TINS. 1990. Vol.13. №7. P. 254258

172. Parnavelas J.G. The origin and migration of cortical neurones: new vistas II TINS. 2000. Vol. 23. №. 3. P. 126-131

173. Parnavelas J.G., Barfield J.A., Franke E., Luskin M.B. Separate progenitor cells give rise to pyramidal and nonpyramidal neurons in the rat telencephalon II Cereb. Cortex. 1991. Vol. 1.P. 463-468

174. Paxinos G. and Watson Ch. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. Fourth Edition. San Diego: Academic Press. 1998.474 P.

175. Peters A., Jones E.G., Classification of cortical neurons II in: Cellular components of the cerebral cortex. Eds. E.G. Jones and A. Peters. NY.: Plenum Press. 1984. P. 361-380

176. Polleux F. Genetic mechanisms specifying cortical connectivity: Let's make some projections together. Minireview. II Neuron. 2005. Vol. 46. P. 395-400

177. Portera-Cailliau С., Hedreen J.C., Price D.L., Koliatsos V.E. Evidence for apoptotic cell death in Huntington disease and excitotoxic animal models II J. Neurosci. 1995. Vol 15. P. 3775-3787

178. Portera-Cailliau C., Price D.L., Martin L.J. Excitotoxic neuronal death in the immature brain is an apoptosis-necrosis morphological continuum. II J. Сотр. Neurol. 1997. Vol. 378. №1. P. 70-81

179. Puelles L. Thoughts on the development, structure and evolution of the mammalian and avian telencephalic pallium II Phil. Trans. R. Soc. Lond. 2001. Vol. 356. P. 1-16

180. Rakic P. A small step for the cell, a giant leap for mankind: a hypothesis of neocortical expansion during evolution II TINS. 1995 a. Vol. 18. №9. P. 383-388

181. Rakic P. Early development events: cell lineages, acquisition of neuronal positions and laminar development//Neurosci. Res. Progr. Bull. 1982. Vol. 20. №4. P. 439-451

182. Rakic P. Mode of cell migrarion to the superficial layers of fetal monkey neocortex II J. Сотр. Neurol. 1972. Vol. 145. №1. P. 61-84

183. Rakic P. Neuron glia relationship during granule cell migration in developing cerebellar cortex: A Golgi and electronmicroscopic study in Macacus rhesus // J. Сотр. Neurol. 1971. Vol. 141. №3. P. 283-312

184. Rakic P. Neurons in rhesus monkey visual cortex: systemic relation between time of origin and eventual disposition II Science. 1974. Vol. 183. P. 425-427

185. Rakic P. Radial versus tangential migration of neuronal clones in the developing cerebral cortex II PNAS. 1995 b. Vol. 92. P. 11323-11327

186. Rakic P. Defects of neuronal migration and pathogenesis of cortical malformations II Prog. Brain. Res. 1988. Vol. 73. P. 15-37

187. Reed J.C. Cytochrome C: can't live with it can't live without it II Cell. 1997. Vol. 91. №5. P. 559-562

188. Reid C.B., Walsh C.A. Evidence of common progenitors and patterns of dispersion in rat striatum and cerebral cortex II J. of Neurosci. 2002. Vol. 22. №10. P. 4002-4014

189. Rice D., Baron S. Critical periods of vulnerability for the developing nervous system: evidence from humans and animal models II Environ. Health Perspect. 2000. Vol. 108. Suppl.3. P. 511-533

190. Rorke L.B. Anatomical features of the developing brain implicated in pathogenesis of hypoxic-ischemic injury II Brain pathology 1992. Vol. 2. P. 211-221

191. Roy T.S., Seidler F.J., Slotkin T.A. Morphologic effects of subtoxic neonatal chlorpyrifos exposure in developing rat brain: regionally selective alterations in neurons and glia II Develop. Brain. Res. 2004. Vol. 148. P. 197-206

192. Roy T.S., Sharma V., Seidler F.J., Slotkin T.A. Quantitative morphological assessment reveals neuronal and glial deficits in hippocampus after a brief subtoxic exposure to chlorpyrifos in neonatal rats II Develop. Brain. Res. 2005. Vol. 155. P. 71- 80

193. Rubenstein J.I.R., Rakic P. Genetical control of cortical development II Cerebral Cortex. 1999. Vol. 9. P. 521-523

194. Rymar V.V., Sassevile R., Luk K.C., Sadikot A.F. Neurogenesis and stereological morphometry of calretinin-immunoreactive GABAergic interneurons of the neostriatum II J. Сотр. Neurol. 2004. Vol. 469. №3. P. 325-339

195. Saar D., Grossman Y., Barkai E. Reduced synaptic facilitation between pyramidal neurons in the piriform cortex after odor learning II J. Neurosci. 1999. Vol. 19. №19. P. 8616-8622

196. Sakahira H., Enari M., Nogata S. Cleavage of CAD inhibitor in CAD activation and DNA degradation during apoptosis II Nature. 1998. Vol. 391 P. 314-321

197. Schapira A.H. Mitochondrial involvement in Parkinson's disease, Huntington's disease, hereditary spastic paraplegia and Friedreich's ataxia. II Biochem. Biophys. Acta. 1999. №1410. P. 159-170

198. Schmitz С., Born M., Dolezel P., Rutten B.P.F., De Saint-Georges L., Hof P.R., Korr H. Prenatal protracted irradiation at very low dose rate induces severe neuronal loss in rat hippocampus and cerebellum II Neuroscience 2005. Vol. 130. P. 935-948

199. Schurr A. Neuronal energy requirements II in The Neuronal Environments: brain homeostasis in health and disease, ed. Walz W., Humana Press Inc 2002, p. 25-56

200. Segal M. Dendritic spines and long-term plasticity II Nature Rev. Neurosci. 2005. Vol. 6. №4. P. 277-284

201. Shapiro L.A., Rybak C.E. Integration of newly born dentate granule cells into adult brains: hypotheses based on normal and epileptic rodents II Brain. Res. Rev. 2005. Vol. 48. P. 43-56

202. Shapovalova K.B. Possible mechanism of participation of the neostriatum in regulation of voluntary movement// Physiology and general biology reviews. 1993. Vol.6, part.3.86 P.

203. Sharp P.E., LaRegina M.C.The laboratory rat IICRC Press 1998.616 P.

204. Simpson K.L., Lin R.C.S. Cellular and molecular mechanisms of ischemic tolerance II in New Concepts in Cerebral Ischemia, ed. Lin R.C.S. (Methods and New Frontiers in Neuroscience). CRC Press 2002. Vol. 13. P. 45

205. Smith D.A., Bolam J.P. The neural network of the basal ganglia as revealed by the study of synaptic connections of identified neurones II TINS. 1990. Vol.13. №7. P. 259-265

206. Soriano M.A., Ferrer I., Rodriguez-Farre E., Planas A.M. Apoptosis and c-Jun in the thalamus of the rat following cortical infarction II Neuroreport 1996. Vol. 7. №2. P. 425-428

207. Sorra K.E., Harris K.M. Overview on the structure, composition, function, development, and plasticity of hippocampal dendritic spines II Hippocampus 2000. Vol.10. P. 501-511

208. Stemple, D.L., Anderson, D.J. Isolation of a stem cell for neurons and glia from the mammalian neural crest. II Cell 1992. Vol. 71. P. 973-985

209. Stewart W.B., Ment L.R., Schwarrz M. Chronic postnatal hypoxia increases the numbers of cortical neurons II Brain Res. 1997. Vol. 760. P. 17-21

210. Sturrock R.R., Smart I.H.M. A morphological study of the mouse subependymal layer from embryonic life to old age//J. Anat. 1980. Vol. 130. P. 391-415

211. Temple S. The development of neural stem cells II Nature 2001. Vol. 414. №11. P. 112117

212. Tennyson V.M. The fine structure of developing nervous system. II Developmental neurobiology. Springfield. 1990. P. 47-116

213. Todd E.A., Klein C., Fishell G., Heintz N. Radial glia serve as neuronal progenitors in all regions of the central nervous system II Neuron. 2004. Vol. 41. №3. P. 881-890

214. Towfighi J., Housman C., Vannicci R.C., Heitjan D.F. Effect of unilateral perinatal hypoxic-ischemic brain damage on the gross-development opposite cerebral hemisphere II Biol. Neonate 1994. Vol. 65. P. 108-118

215. Tsacopoulos M., Magistretti P.J. Metabolic coupling between glia and neurons II J. Neurosci. 1996. Vol. 16. P. 877-885

216. Uylings H.B.M., Zilles K., Rajkowska G. Optimal staining methods for delineation of cortical areas and neuron counts in human brains II Neurolmage. 1999. Vol. 9. P.439-445

217. Uhl M.W., Biagas K.V., Grundl P.D., Barmada M.A., Schiding J.K., Nemoto E.M, Kochanek, P.M. Effects of neutropenia on edema, histology, and cerebral blood flow aftertraumatic brain injury in rats II J. Neurotrauma. 1994. Vol.11. №3. P. 303-315

218. Verdile G., Fuller S., Atwood C.S., Laws S.M., Gandy S.E.Martins R.N. The role of beta amyloid in Alzheimer's disease: still a cause of everything or the only one who got caught? II Pharmacological Research 2004. Vol. 50. P. 397-409

219. Vyas A, Mitra R., Rao B.S.S., Chattarji S. Chronic stress induces contrasting patterns of dendritic remodeling in hippocampal and amygdaloid neurons II J. Neurosci. 2002. Vol. 22. P. 6810-6818

220. Wan H., Aggleton J.P., Brown M.W. Different contributions of the hippocampus and perirhinal cortex to recognition memory II J. Neurosci. 1999. Vol. 19. №3. P. 1142-1148

221. Wang K.K.W. Calpain and caspase in ischemic and traumatic brain Injury II in New Concepts in Cerebral Ischemia, ed. Lin R.C.S. (Methods and New Frontiers in Neuroscience). CRC Press 2002. Vol. 13. P. 20

222. Ward J. H. Hierarchical grouping to optimize an objective function. II Journal of the American Statistical Association. 1963. Vol. 58. P. 236.

223. Westenbroek С., Den Boer J.A., Veenhuis M., Ter Horst G.J. Chronic stress and social housing differentially affect neurogenesis in male and female rats II Brain Res. Bull. 2004. Vol.64. P. 303-308

224. Wichmann T, DeLong MR. Models of basal ganglia function and pathophysiology of movement disorders II Neurosurg. Clin. N. Am. 1998. Vol.9. №2. P. 223-236.

225. Xie Y., Skinner E., Landry C., Handley V., Schonmann V., Jacobs E., Fisher R., Campagnoni A. Influence of the embryonic preplate on the organization of the cerebral cortex: A targeted ablation model II J. Neurosci. 2002. Vol. 22. P. 8981-8991

226. Yager J., Towfighi J., Vannucci R.C. Influence of mild hypothermia on hypoxic-ischemic brain damagein the immature rat II Pediatric Research, 1993, vol. 34, №4, p. 525-529

227. Yamaoka Y., Shimohama S., Kimura J., Fukunaga R., Taniguchi T. Neonatal damage in the rat hippocampus induced by in vivo hypoxia II Exp. Toxic. Pathol. 1993. Vol. 45. P. 205-209

228. Yasuoka N., Nakajima W., Ishido A., Takada G. Neuroprotection of edaravone on hypoxic-ischemic brain injury in neonatal rats II Develop. Brain Res. 2004. Vol. 151. P. 129-139

229. Zoog E.J. The potential role of hyperbaric oxygen in the treatment of stroke II in New Concepts in Cerebral Ischemia, ed. Lin R.C.S. (Methods and New Frontiers in Neuroscience). CRC Press 2002. Vol. 13. P. 18

230. Zou H., Li Y., Wang X. An Apaf-1 cytochrome С multimeric complex is a functional apoptosome that activates procaspase-9 II J. Biol. Chem. 1999. Vol. 274. №17. P. 11549115561. БЛАГАДОРНОСТИ

231. Автор благодарит своих учителей (кафедра зоологии позвоночных СПбГУ) В.Г. Борхварда, Т.О. Черепанова, Е.Е. Коваленко, а также А.О.Аверьянова (ЗИН РАН) способствовавших формированию его мировоззрения, профессиональных и личных качеств.