Доменная организация IgA1-специфичной протеазы Neisseria meningitidis тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Казеева, Тамара Николаевна

• Казеева, Тамара Николаевна
• кандидат биологических наук
• 2008

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Казеева, Тамара Николаевна

1. ВВЕДЕНИЕ

2. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

2.1. Иммуноглобулины А - молекулярная мишень IgAl-протеаз ^ микроорганизмов

2.1.1. Структурная организация IgA

Первичная структура тяжелых цепей IgA

Доменная организация тяжелых цепей IgA человека

2.1.2. Биосинтез и распределение IgA в организме человека и j g животных

2.1.3. Функционирование IgA в качестве распознающего 9? элемента системы>гуморального иммунитета

2.2. IgAl-специфичные протеазы патогенных микроорганизмов

2.2.1. Представленность IgAl-протеаз и их структурных ^q гомологов у патогенов различных групп и их вклад в вирулентность

Классические» IgA 1-протеазы 3 О

Функциональные аналоги IgAl-протеаз

Структурные гомологи IgAl-протеаз

2.2.2. Секреция и локализация IgAl-протеаз

2.2.3. Особенности первичной специфичности IgAl-протеаз

2.3. Специфические факторы патогенов как инструмент для исследования новых функций IgA

2.3.1. IgA-связывающие М-подобные белки стрептококков ло

А , О группы А

2.3.2. /3-антигеп S. agalactiae

2.3.3. IgA-связывающие белки стафилококков

2.3.4. Сайты связывания белков патогенов в молекуле IgA

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Доменная организация IgA1-специфичной протеазы Neisseria meningitidis»

Протеазы, расщепляющие иммуноглобулины А1 (IgAl) человека, представляют собой высокоспецифичные ферменты, действующие на строго определенные пептидные связи в шарнирном регионе субстрата. Продукция IgAl-протеаз характерна для таких удаленных в систематическом отношении бактериальных патогенов человека, как Neisseria meningitidis, N. gonorrhoeae, Haemophilus influenzae, Streptococcus pneumoniae, S. sanguis, которые вызывают у человека ряд опасных заболеваний: менингит, синусит, отит, бронхит, пневмонию, венерические заболевания и др. Ряд косвенных данных позволяет рассматривать эти ферменты в качестве одного из факторов патогенности микроорганизмов [1]. Так показано, что все патогенные представители родов Neisseria и Haemophilus обладают способностью * синтезировать данные ферменты, тогда как непатогенные штаммы являются в основном носителями молчащих генов IgAl-протеаз [2, 3]. 1

Общепринятой является точка зрения, что роль IgAl-протеаз в развитии инфекции сводится к расщеплению секреторных IgAl, которые в больших количествах присутствуют на слизистых оболочках и обеспечивают первую линию защиты от бактериальных патогенов. Деградация антител IgAl-протеазами, таким образом, ослабляет иммунитет слизистых, что приводит к адгезии бактерий на стенках эпителия и колонизации ими слизистых. Однако активность IgAl-протеаз была экспериментально выявлена в таких биологических средах как кровь, цереброспинальная жидкость и др., взятых от пациентов с соответствующими заболеваниями, что не позволяет рассматривать расщепление секреторных антител в качестве единственной функции [3]. Тем не менее, до сих пор остается не понятным, каким образом подобное расщепление защитных молекул оказывает влияние на развитие инфекции.

Работа по исследованию IgAl-протеаз осложнена, в первую очередь, отсутствием эффективных подходов, позволяющих получать функционально активный фермент в необходимом количестве. В результате до настоящего времени не установлена пространственная структура ферментов данного типа. Выделение IgAl-протеаз из природных источников связано с рядом трудностей: работа с патогенными микроорганизмами, подбор сред сложного состава для их культивирования, низкий уровень продукции фермента. Таким образом, для изучения функций IgAl-протеаз в патогенезе, особенностей фермент-субстратных взаимодействий и разработки эффективных ингибиторов требуется создание рекомбинантных продуцентов, позволяющих получать достаточные количества фермента и его мутантных производных. Однако, эта техническая проблема до настоящего времени остается нерешенной.

Важной предпосылкой настоящей работы является впервые высказанная нами гипотеза о мультидоменной организации сериновых IgAl-протеаз (ЕС 3.4.21.72) по аналогии с другими известными протеазами с большой молекулярной массой: энтеропептидазой и бутулиническим токсином. В рамках данной работы впервые выдвинуто предположение о существовании у сериновой IgAl-протеазы из N. meningitidis как минимум двух доменов, выполняющих различные функции. N-концевая часть полипептидной цепи, включающая в себя типичный для сериновых протеиназ каталитический сайт (VLGDSGSPLF), отвечает за протеолитическую активность фермента, формируя каталитический домен (КТД). Другая же, большая С-концевая часть молекулы ответственна за специфичное распознавание и связывание субстрата в виде IgA человека -некаталитический субстрат-связывающий домен (НСД).

Эта гипотеза имеет теоретическую значимость, позволяя планировать эксперименты в области изучения ферментативной кинетики и субстратной специфичности IgAl-протеаз. Она важна и с точки зрения разработки ингибитора этих ферментов, который традиционно рассматривается в качестве перспективного агента для терапии менингококковой инфекции. Наконец, расчленение IgAl-протеазы на изолированные домены могло бы оказаться удобным средством для создания рекомбинантных продуцентов фермента в условиях, когда продукция полноразмерного фермента в существующих системах экспрессии затруднена.

В качестве цели работы рассматривалась экспериментальная проверка впервые выдвинутой нами гипотезы о двухдоменной организации сериновых IgAl-протеаз на примере фермента из N. meningitidis, что обусловливает наличие в их структуре двух «центров взаимодействия с субстратом: 1 каталитического и некаталитического субстрат-связывающего.

В экспериментальные задачи работы входило:

1. Определение границ предполагаемых КТД и НСД доменов путем сопоставления аминокислотных последовательностей различных сериновых протеиназ и IgAl-протеазы менингококка; клонирование выбранных фрагментов генов, соответствующих доменам, с помощью ПЦР и разработка < систем экспрессии рекомбинантных белков в Е. coli.

2. Разработка систем очистки и ренатурации полученных белков-доменов.

3. Изучение субстратной специфичности изолированного КТД и сопоставление показанной активности с активностью нативного фермента из ' культуральной жидкости менингококка.

4. Разработка критериев оценки выхода нативного продукта при ренатурации изолированного НСД.

5. Изучение специфичности и аффинности распознавания белков-лигандов изолированным НСД.

2. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

IgAl-протеазы - группа ферментов, объединяемая общим типом субстратной специфичности: все они расщепляют определенные связи в шарнирном регионе иммуноглобулинов класса А1 человека. Уже в первых работах, посвященных обнаружению IgAl-протеаз у Haemophilus, Neisseria и Streptococcus, этим ферментам была приписана роль факторов патогенности. Действительно, все известные бактерии, продуцирующие IgAl-протеазы, вне зависимости от систематического положения способны к адгезии на слизистых оболочках дыхательных или мочеполовых путей [4]. Более того, высокий уровень продукции IgAl-протеаз является обязательным атрибутом патогенных представителей групп Haemophilus, Neisseria и Streptococcus, тогда как штаммы с низкой патогенностью проявляют низкий уровень активности фермента или даже совершенно лишены соответствующих структурных генов. [2, 3]. Это наблюдение хорошо соотносится с современными представлениями о роли IgA: в обзорах последних трех лет они рассматриваются лишь в качестве средства пассивной нейтрализации антигенов [5, б]. Таким образом, участие IgAl-протеаз в патогенезе традиционно сводят к инактивации специфических антител класса IgAl, блокирующих поверхностные адгезины бактерий. На этом основании IgA 1 -протеазы- иногда относят даже к числу бактериальных адгезинов.

Не оспаривая факта стимуляции адгезии патогенных бактерий за счет активности IgAl-протеаз, необходимо подчеркнуть, что это явление не дает удовлетворительного объяснения жесткой корреляции между энцнефалотропностью наиболее патогенных штаммов* менингококка и их высокой способностью к продукции IgAl-протеазы. Адгезивная функция IgA 1-протеазы представляется [наиболее важной для- непатогенных г комменсалитических штаммов, населяющих носоглотку и верхние дыхательные пути человека: ведь в отличие от родственных им патогенных штаммов, они способны выживать, лишь прикрепившись к поверхности 9 эпителия. Однако, именно эти штаммы нередко оказываются лишены способности к продукции IgAl-протеазы [7].

Кроме того, расщепление антител класса IgAl на Fab и Fc фрагменты не снижает их сродства к антигену и, следовательно, не может непосредственно подавлять антиадгезивного эффекта антител в отношении патогенов [8]. Эти два наблюдения послужили основанием для выдвижения гипотезы о наличии у IgAl-протеаз дополнительных функций в процессе патогенеза, не связанных с адгезивным действием и, вероятно, реализуемых во внутренней среде организма, а пе па поверхности слизистых оболочек.

Однако, разработка этого предположения столкнулась с фундаментальной проблемой: недостаточностью наших представлений о роли самих молекул субстрата IgAl-протеаз - IgA - в развитии защитных реакций человека. Как упоминалось выше, традиционно функционирование

IgA сводят лишь к первичному распознаванию антигена, находящегося в составе серозно-слизистых секретов. При этом исключается существование механизмов атаки вторичных эффекторных механизмов против распознанных мишеней, аргументируя это невозможностью доставки компонентов этих механизмов за пределы крови или тканевой жидкости. Эта точка зрения не кажется нам убедительной, поскольку в крови человека и животных содержится значительное количество IgA, среди которых могут находиться антитела ко многим важным антигенам. Отсутствие механизмов распознавания иммунных комплексов IgA автоматически сделало бы такие комплексы эффективным механизмом, защищающим патогены, которые могли бы в этом случае использовать их в качестве маски-конкурента против

IgG и IgM и рецепторов лимфоцитов.

Логика функционирования гипотетических эффекторных механизмов уничтожения иммунных комплексов IgA требует от них способности отличать иммунные комплексы IgA от свободных IgA. В противном случае эффекторные механизмы были бы лишены специфичности и несли бы угрозу для собственных структур организма. Решение указанной задачи, как и в случае IgG, может быть достигнуто за счет передачи сигнала от Fab- к Fc-супердомену за счет конформационных перестроек. В качестве инструментов для решения поставленных задач можно рассматривать данные структурных исследований о взаимодействии IgA с известными рецепторами CD89 и рецептором полимерных IgA.

Важным средством визуализации конформационных перестроек в IgA под действием связывания антигена могут выступить также специализированные IgA-связывающие белки патогенных бактерий. Сам факт существования этих белков, взаимодействующих преимущественно с Fc-еупердоменами IgA, является веским аргументом в пользу существования иммунных механизмов IgA-зависимого уничтожения мишеней.

С учетом актуальности перечисленных проблем, мы сочли необходимым начать обзор литературы главой, посвященной современным представлениям о структуре и функции IgA. Далее следуют главы, в которых представлены сведения о структуре и функционировании IgAl-протеаз и IgA-связывающих белков патогенных бактерий. Эти данные рассматриваются, в первую очередь, с точки зрения выявления неизвестных функций IgA в иммунитете. Вскрытие подобных механизмов и возможные последствия их отмены при расщеплении IgAl-протеазами несомненно позволит улучшить понимание роли этой группы ферментов в адаптации патогенных микроорганизмов и обеспечении их вирулентности.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Казеева, Тамара Николаевна

5. ВЫВОДЫ

1. В соответствии с выдвинутой нами гипотезой о двухдоменной организации IgAl-специфичной протеазы N. meningitidis впервые получены рекомбинантные продуценты, позволяющие синтезировать в виде телец включения в Е. coli изолированные каталитический и некаталитический субстрат-связывающий домены.

2. Предложена методика очистки и ренатурации, позволившая получить функционально активные рекомбинантные производные IgAl-протеазы N.meningitidis.

3. Показано наличие протеолитической активности у каталитического домена IgAl-протеазы менингококка в отношении IgAl человека.

4. Показано высокоаффинное связывание некаталитического субстрат-связывающего домена IgAl-протеазы менингококка с сывороточными и секреторными IgA человека. Обнаружена способность домена распознавать IgA2 человека, причем с большей аффинностью, чем IgAl.

2.4. Заключение

Вопрос о роли IgAl-протеаз патогенных бактерий в развитии инфекции до сих пор остается открытым. Общепринятой является точка зрения, что роль этих ферментов сводится к расщеплению S-IgA, которые в больших количествах присутствуют на слизистых оболочках и обеспечивают первую линию защиты от бактериальных патогенов. Деградация антител IgAl-протеазами, таким образом, ослабляет иммунитет слизистых, что приводит к адгезии бактерий на эпителии и колонизации ими слизистых [42]. Однако, на наш взгляд, эти ферменты нельзя рассматривать только как механизм, обеспечивающий нормальную колонизацию бактерий на эпителии хозяина, в Г частности, и потому, что активность IgAl-протеаз патогенов была экспериментально выявлена в таких биологических средах как кровь, цереброспинальная жидкость и др. от пациентов с заболеваниями, причиной которой являются обсуждаемые микроорганизмы [2]. Кроме того, исследованные IgAl-протеазы, как правило, эффективнее расщепляют сывороточные IgAl по сравнению с секреторными [3]. Наконец, наличие генов IgAl-протеаз и их высокий уровень экспрессии являются неотъемлемым признаком именно патогенных штаммов родов Neisseria и Streptococcus, проникающих во внутреннюю среду организма. Напротив, для непатогенных представителей этих родов, персистирующих на эпителии верхних дыхательных путей, IgAl-протеаза является распространенным, но не обязательным фактором адаптивности [172].

Таким образом, можно предполагать, что IgAl-протеазы могут выполнять важные функции во внутренней среде организма, не связанные непосредственно с деградацией антиадгезиивных секреторных антител. Можно допустить, что IgA l-протеазы обеспечивают защиту патогенов от гипотетических механизмов IgA-зависимой атаки антигенов или же принимают участие в ориентировке патогенов во внутренней среде организма, обеспечении их гистотропности (в частности, энцефалотропности) [173].

Неизвестные функции, предположительно выполняемые IgAl-протеазами во внутренней среде макроорганизма, в сочетании с большим г размером белков этого типа, могут предполагать наличие у них структурных элементов, обеспечивающих контакт с различными факторами и рецепторами как организма человека, так и самого патогена.

3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

3.1. Штаммы Е. coli и N. meningitidis. Клинические материалы

Для клонирования, получения плазмидной ДНК и получения биомассы рекомбинантных продуцентов использовался штамм Е. coli NM522 (thi, supE, F'proАВ, laclq ZAM15).

Штаммы M9 и А208 N. meningitidis серогруппы А, вызвавшие эпидемические вспышки в 1979 и 1984 г, получены из коллекции Государственного института стандартизации и контроля им. Л.А. Тарасевича РАМН. Геномная ДНК и культуральные жидкости этих штаммов, обладающие активностью IgAl-протеазы, предоставлены Государственным научным центром промышленной микробиологии (г. Оболенск, Московская область). Г

Образцы плазмы крови больных миеломой, обогащенные моноклональными IgAl или IgA2, были предоставлены Е.Ю. Варламовой (Гематологический научный центр РАМН). Концентрация IgA в предоставленных препаратах составляла 20 мг/мл.

3.2. Методы генной инженерии

3.2.1. Среды для культивирования Е. coli и основные растворы

Бактериальные среды:

• Минимальная среда Адамса для поддержания штаммов Е. coli:

10 г/л минимальные соли М9 (Gibco); 1,5% бактоагар (Difco);

0,4% глюкоза (Уфавита); витамин В1 (тиамин) в конечной I концентрации 100 мкг/мл (Уфавита)

• бульон LB: 10 г/л пептон (Difco), 5 г/л дрожжевой экстракт (Difco), 10 г/л NaCl (Лаверна)

• агаризованная селективная среда LB: бульон LB, 15 г/л бактоагар (Difco), 100 мг/л ампициллин

• бульон 2YT: (10 г/л пептон (Difco), 10 г/л дрожжевой экстракт S

Difco), 5 г/л NaCl (Лаверна), 100 мг/л ампициллин Основные растворы:

• раствор «Р1»: 30 мМ трис-HCl, рН 8.0; ЮмМ ЭДТА; панкреатическая РНКаза А 10 мг/мл (Реанал)

• раствор «В»: 200 мМ NaOH; 1% ДСН

• раствор «С»: 3 М ацетат К, рН 4.8

• ТАЕ Г: 50 мМ трис-ацетат, 2 мМ ЭДТА, рН 8.3

• ПЦР-буфер: 67 мМ Tris-HCl, рН 8.3; 17 мМ (NH^SO^ 0.001% Твин-20, 2.5 мМ MgCl2

3.2.2. Приготовление компетентных клеток Е. coli и трансформация плазмидной ДНК

Клетки Е. coli из одиночной колонии вносили в 3 мл бульона LB и выращивали при 30 °С в течение ночи. Ночную культуру разводили в 100 раз с помощью бульона LB и подращивали при 30 °С до достижения Абоо=0-6. Клетки осаждали центрифугированием при 4000 об/мин в течение 1 мин при 4 °С. Осадок ресуспендировали в 500 мкл охлажденного во льду 0.07 М СаС12 и инкубировали в ледяной бане в течение 30 мин. Затем клетки осаждали центрифугированием при тех же условиях и осадок ресуспендировали в I

100 мкл 0.07 М СаСЬ. Для проведения трансформации к 100 мкл суспензии компетентных клеток Е. coli добавляли плазмидную ДНК в количестве 0.01

0.2 мкг либо 3-10 мкл смеси ДНК, полученной в результате реакции лигирования, и инкубировали 20-40 мин во льду. Затем прогревали при 42 °С в течение 1.5 мин, охлаждали 1-2 мин во льду, добавляли 500 мкл LB и инкубировали 45-60 мин при 37 °С. Клеточную суспензию высевали на чашки Петри, содержащие агаризованную селективную среду LB.

3.2.3. Выделение плазмидной ДНК (вариант минипреп)

Выделение плазмидной ДНК из клеток Е. coli проводилось по следующему модифицированному протоколу щелочного лизиса по Бирнбойму и Долли:

1. Жидкую культуру Е. coli, несущую плазмиду, получали выращиванием в 3 мл бульона 2YT при 37°С в течение 16-18 часов при интенсивной аэрации.

2. Клетки из 3 мл культуры собирали в пробирку типа Eppendorf с помощью двух последовательных осаждений 1.5 мл аликвот центрифугированием на настольной центрифуге «Eppendorf» 5414 (Германия) в течение 20 сек при 8000 об/мин.

3. Клетки суспендировали в 100 мкл раствора «Р1».

4. Лизис клеток проводили при добавлении 200 мкл раствора «В».

5. После просветления лизата его нейтрализовывали добавлением 150 мкл раствора «С».

6. Осветление лизата проводили центрифугированием на настольной центрифуге в течение 10 мин при 8000 об/мин.

7. Нуклеиновые кислоты из грубого лизата осаждали добавлением 350 мкл полиэтиленгликоля 6000 (Loba Chemie - Austranal) до конечной концентрации 8-12%.

8. Супернатант отбрасывали, а осадок промывали 70% этанолом и высушивали при +37°С до исчезновения запаха этанола.

9. Осадок растворяли в 100 мкл воды при +65°С в течение 10 мин, примеси полисахаридов и РНК удаляли высаливанием, для чего к раствору ДНК добавляли 50 мкл насыщенного нейтрального раствора ацетата аммония и 50 мкл 12 М LiCl и инкубировали при +65°С в течение 15 мин. Выпавший осадок РНК, полисахаридов и денатурированного белка отделяли центрифугированием в течение 10 минут при 8000 об/мин.

10. Супернатант переносили в чистую пробирку типа Eppendorf. ДНК осаждали добавлением 200 мкл изопропанола с последующим центрифугированием в течение 10 мин при 8000 об/мин.

11. Супернатант отбрасывали, а осадок промывали 70% этанолом и высушивали при +37°С до исчезновения запаха этанола.

12. Осадок растворяли в 50 мкл воды при +65°С в течение 15 мин.

Для получения препаратов плазмидной ДНК высокой степени чистоты использовали кит для выделения ДНК «Rapid Plasmid DNA Daily Mini-prep Kit» согласно инструкции производителя (V-gene).

3.2.4. Электрофорез ДНК

Электрофорез ДНК проводили в 0.8% агарозном геле (агароза производства «Chemapol»), приготовленном на буфере ТАЕ Iх. Окраску гелей осуществляли бромистым этидием в концентрации 0.4 мкг/мл. Гели просматривали при помощи трансиллюминатора «Vilbert-Lourmat» при длине волны 260 нм. Фотографирование проводилось с помощью видеосистемы Vitran (Россия).

Для определения размеров фрагментов более 500 п.н. в качестве молекулярно-весового стандарта использовался GeneRuler 1 kb DNA Ladder (MBI Fermentas, кат. №SM0311); от 100 до 500 п.н. - GeneRuler 100 b DNA

Ladder (MBI Fermentas, кат. №SM0241). t t

3.2.5. ПЦР и олигонуклеотидные праймеры i

ПЦР-амплификация производилась в 30 мкл ПЦР-буфера с Taq-полимеразой производства «Бионем», 0.3-1.0 ед. акт на мкл. Остальные реактивы добавляли до конечных концентраций: 200 мкМ dNTP (Сибэнзим), 0.3 пмоль/мкл соответствующих праймеров (табл. 2). В качестве матрицы для амплификации фрагментов генов IgAl-протеазы менингококка использовали геномную ДНК штаммов N. meningitidis А208 и М9 в количестве 0.01 мкг/мкл. Амплификацию гена GFP (ECFP1, Clontech, каталожный номер 6901-1), осуществляли на базе плазмидной ДНК pQE-GFP, несущей соответствующий ген, полученной ранее в нашей лаборатории.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Казеева, Тамара Николаевна, 2008 год

1. Mistry D, Stockley RA. IgAl protease. Int J Biochem Cell Biol. 2006; 3 8(8): 1244-1248.

2. Vitovski S, Read RC, Sayers JR. Invasive isolates of Neisseria meningitidis possess enhanced immunoglobulin A1 protease activity compared to colonizing strains. FASEB J. 1999; 13(2):331-337.

3. Vitovski S, Dunkin KT, Howard AJ, Sayers JR. Nontypeable Haemophilus influenzae in carriage and disease: a difference in IgAl protease activity levels. JAMA. 2002; 287(13): 1699-1705.

4. Plaut AG. The IgAl proteases of pathogenic bacteria. Annu Rev Microbiol. 1983; 37:603-622.

5. Woof JM, Mestecky J. Mucosal immunoglobulins. Immunol Rev. 2005; 206:64-82.

6. Woof JM, Kerr MA. The function of immunoglobulin A in immunity. J Pathol. 2006; 208(2): 270-282.

7. Jose J, Otto GW, Meyer TF. The integration site of the iga gene in commensal Neisseria sp. Mol Genet Genomics. 2003; 269(2): 197-204.

8. Mansa B, Kilian M. Retained antigen-binding activity of Fab alpha fragments of human monoclonal immunoglobulin A1 (IgAl) cleaved by IgAl protease. Infect Immun. 1986; 52(1):171-174.

9. Ройт А., Бростофф Дж., Мейл Д. Иммунология. Пер. с англ. М: Мир, 2000. - 592 с.

10. Mestecky J, Russell MW. IgA subclasses. Monogr Allergy. 1986; 19:277-301.

11. Kerr MA. The structure and function of human IgA. Biochem J. 1990; 271(2):285-296.

12. Biewenga J. Structure of IgA: facts and gaps in our data on disulfide bonds. Adv Exp Med Biol. 1995; 371 A: 575-579.

13. Sumiyama К, Saitou N, Ueda S. Adaptive evolution of the IgA hinge region in primates. Mol Biol Evol. 2002; 19(7): 1093-1099.

14. Chintalacharuvu KR, Raines M, Morrison SL. Divergence of human alpha-chain constant region gene sequences. A novel recombinant alpha 2 gene. J Immunol. 1994; 152(11):5299-5304.

15. Almogren A, Senior BW, Loomes LM, Kerr MA. Structural and functional consequences of cleavage of human secretory and human serum immunoglobulin A1 by proteinases from Proteus mirabilis and Neisseria meningitidis. Infect Immun. 2003; 71(6):3349-3356.

16. Chintalacharuvu KR, Yu LJ, Bhola N, Kobayashi K, Fernandez CZ, Morrison SL. Cysteine residues required for the attachment of the light chain in human IgA2.J Immunol. 2002; 169(9):5072-5077.

17. Bertrand FE 3rd, Billips LG, Gartland GL, Kubagawa H, Schroeder HW Jr. The J chain gene is transcribed during В and T lymphopoiesis in humans. J Immunol. 1996; 156(11): 4240-4244.

18. Atkin JD, Pleass RJ, Owens RJ, Woof JM. Mutagenesis of the human IgAl heavy chain tailpiece that prevents dimer assembly. J Immunol. 1996; 157( 1): 156-159.

19. Krugmann S, Pleass RJ, Atkin JD, Woof JM. Mutagenesis of J chain residues critical for IgA dimer assembly. Biochem Soc Trans. 1997; 25(2):323S.

20. Braathen R, Sorensen V, Brandtzaeg P, Sandlie I, Johansen FE. The carboxyl-terminal domains of IgA and IgM direct isotype-specific polymerization and interaction with the polymeric immunoglobulin receptor. J Biol Chem. 2002; 277(45):42755-42762.

21. Krugmann S, Pleass RJ, Atkin JD, Woof JM. Structural requirements for assembly of dimeric IgA probed by site-directed mutagenesis of J chain and a cysteine residue of the alpha-chain CH2 domain. J Immunol. 1997; 159(1):244-249.

22. Mestecky J, Russell MW, Jackson S, Brown ТА. The human IgAisystem: a reassessment. Clin Immunol Immunopathol. 1986; 40(1): 105-114.j 133i

23. Perrier C, Sprenger N, Corthesy B. Glycans on secretory component participate in innate protection against mucosal pathogens. J Biol Chem. 2006; 281(20): 14280-14287.

24. Strong RK. This little plgR went to the mucosa. Structure. 2004; 12(11): 1919-1920.

25. Chang Y, Lee TC, Li JC, Lai TL, Chua HH, Chen CL, Doong SL, Chou CK, Sheen TS, Tsai CH. Differential expression of osteoblast-specific factor 2 and polymeric immunoglobulin receptor genes in nasopharyngeal carcinoma. Head Neck. 2005; 27(10):873-882.

26. Johansen FE, Braathen R, Brandtzaeg P. The J chain is essential for polymeric Ig receptor-mediated epithelial transport of IgA. J Immunol. 2001; 167(9):5185-5192.

27. Kaetzel CS. The polymeric immunoglobulin receptor: bridging innate and adaptive immune responses at mucosal surfaces. Immunol Rev. 2005; 206:8399.

28. Lewis MJ, Pleass RJ, Batten MR, Atkin JD, Woof JM. Structural requirements for the interaction of human IgA with the human polymeric Ig receptor. J Immunol. 2005; 175(10):6694-6701.

29. Brandtzaeg P, Johansen FE. Confusion about the polymeric Ig receptor. Trends Immunol. 2001; 22(4):545-546.

30. Hamburger AE, West AP Jr, Bjorkman PJ. Crystal structure of a polymeric immunoglobulin binding fragment of the human polymeric immunoglobulin receptor. Structure. 2004; 12(11): 1925-1935.

31. Brandtzaeg P, Johansen FE. Mucosal В cells: phenotypic characteristics, transcriptional regulation, and homing properties. Immunol Rev. 2005; 206:32-63.

32. Mestecky J, Lue C, Russell MW. Selective transport of IgA. Cellular and molecular aspects. Gastroenterol Clin North Am. 1991; 20(3):441-471.

33. Mestecky J, Moldoveanu Z, Prince SJ, Kutteh WH, Kulhavy R, McGhee JR, Moro I, Crago SS. Immunological properties and differentiation potential of human colostral lymphocytes of В cell lineage. Adv Exp Med Biol. 1991 ;310:123-129.

34. McGhee JR, Fujihashi K, Lue C, Beagley KW, Mestecky J, Kiyono H. Role of IL-6 in human antigen-specific and polyclonal IgA responses. Adv Exp Med Biol. 1991; 310:113-121.

35. Gilbert JV, Plaut AG, Wright A. Analysis of the immunoglobulin A protease gene of Streptococcus sanguis. Infect Immun. 1991; 59(1):7-17.

36. Mulks MH, Plaut AG, Feldman HA, Frangione B. IgA proteases of two distinct specificities are released by Neisseria meningitidis. J Exp Med. 1980; 152(5): 1442-1447.

37. Plaut AG. Production and isolation of neissereal IgA proteases. Methods Enzymol. 1988;165:117-120.

38. Monteiro RC, Van De Winkel JG. IgA Fc receptors. Annu Rev Immunol. 2003; 21:177-204.

39. Morton НС, Brandtzaeg P. CD89: the human myeloid IgA Fc receptor. Arch Immunol Ther Exp (Warsz). 2001; 49(3):217-229.

40. Yan H, Lamm ME, Bjorling E, Huang YT. Multiple functions of immunoglobulin A in mucosal defense against viruses: an in vitro measles virus model. J Virol. 2002; 76(21):10972-10979.

41. Asahi-Ozaki Y, Yoshikawa T, Iwakura Y, Suzuki Y, Tamura S, Kurata T, Sata T. Secretory IgA antibodies provide cross-protection against infection with different strains of influenza В virus. J Med Virol. 2004; 74(2):328-335.

42. Pal K, Kaetzel CS, Brundage K, Cunningham CA, Cuff CF. Regulation of polymeric immunoglobulin receptor expression by reovirus. J Gen Virol. 2005; 86(Pt 8):2347-2357.

43. Schneeman ТА, Bruno ME, Schjerven H, Johansen FE, Chady L, Kaetzel CS. Regulation of the polymeric Ig receptor by signaling through TLRs 3 and 4: linking innate and adaptive immune responses. J Immunol. 2005; 175(l):376-384.

44. Russell MW, Reinholdt J, Kilian M. Anti-inflammatory activity of human IgA antibodies and their Fab alpha fragments: inhibition of IgG-mediated complement activation. Eur J Immunol. 1989; 19(12):2243-2249.

45. Jarvis GA, Griffiss JM. Human IgAl initiates complement-mediated killing of Neisseria meningitidis. J Immunol. 1989; 143(5): 1703-1709.

46. Van Spriel AB, van de Winkel JG. CD89 (Fc alphaRI). J Biol Regul Homeost Agents. 2001; 15(2): 179-181.

47. Mazanec MB, Coudret CL, Fletcher DR. Intracellular neutralization ofinfluenza virus by immunoglobulin A anti-hemagglutinin monoclonal antibodies. J Virol. 1995; 69(2): 1339-1343.

48. Bomsel M, Heyman M, Hocini H, Lagaye S, Belec L, Dupont C, Desgranges C. Intracellular neutralization of HIV transcytosis across tight epithelial barriers by anti-HIV envelope protein dlgA or IgM. Immunity. 1998; 9(2):277-287.

49. Mazengera RL, KeiT MA. The specificity of the IgA receptor purified from human neutrophils. Biochem J. 1990;272(1): 159-165.

50. Morton HC, Pleass RJ, Woof JM, Brandtzaeg P. Characterization of the ligand binding site of the bovine IgA Fc receptor (bFc-alpha R). J Biol Chem. 2004; 279(52): 54018-54022.

51. Morton HC, Pleass RJ, Storset AK, Brandtzaeg P, Woof JM. Cloning and characterization of equine CD89 and identification of the CD89 gene in chimpanzees and rhesus macaques. Immunology. 2005; 115(l):74-84.

52. Morton HC, Pleass RJ, Storset AK, Dissen E, Williams JL, Brandtzaeg P, Woof JM. Cloning and characterization of an immunoglobulin A Fc receptor from cattle. Immunology. 2004; 111(2):204-211.

53. Pleass RJ, Dunlop JI, Woof JM. Multiple transcripts of human IgA Fc receptor CD89 in neutrophils, eosinophils and the monocyte-like cell line THP-1. Biochem Soc Trans. 1997; 25(2):327S.

54. Herr AB, Ballister ER, Bjorkman PJ. Insights into IgA-mediated immune responses from the crystal structures of human Fc-alphaRI and its complex with IgAl-Fc. Nature. 2003; 423(6940):614-620.

55. Pleass RJ, Dehal PK, Lewis MJ, Woof JM. Limited role of charge matching in the interaction of human immunoglobulin A with the immunoglobulin A Fc receptor (Fc alpha RI) CD89. Immunology. 2003; 109(3):331-335.

56. Pleass RJ, Dunlop JI, Anderson CM, Woof JM. Identification of residues in the CH2/CH3 domain interface of IgA essential for interaction with the human Fc-alpha receptor (Fc-alphaR) CD89. J Biol Chem. 1999; 274(33):23508-23514.

57. Mattu TS, Pleass RJ, Willis AC, Kilian M, Wormald MR, Lellouch AC, Rudd PM, Woof JM, Dwek RA. The glycosylation and structure of human serum

58. Al, Fab, and Fc regions and the role of N-glycosylation on Fc alpha receptor interactions. J Biol Chem. 1998; 273(4): 2260-2272.

59. Pleass RJ, Anderson CM, Dunlop JI, Woof JM. Probing the Fc alpha R binding site on IgA by mutagenesis of the IgA Fc region. Biochem Soc Trans. 1997; 25(2):328S.

60. Pleass RJ, Areschoug T, Lindahl G, Woof JM. Streptococcal IgA-binding proteins bind in the Calpha 2-Calpha 3 interdomain region and inhibit binding of IgA to human CD89. J Biol Chem. 2001; 276(11):8197-8204.

61. Podbielski A, Schnitzler N, Beyhs P, Boyle MD. M-related protein (Mrp) contributes to group A streptococcal resistance to phagocytosis by human granulocytes. Mol Microbiol. 1996; 19(3):429-441.

62. Boehm MK, Woof JM, Kerr MA, Perkins SJ. The Fab and Fc fragments of IgAl exhibit a different arrangement from that in IgG: a study by X-ray and neutron solution scattering and homology modelling. J Mol Biol. 1999; 286(5):1421-1447.i

63. Bachovchin WW, Plaut AG, Flentke GR, Lynch M, Kettner CA. Inhibition of IgAl proteinases from Neisseria gonorrhoeae and Hemophilus influenzae by peptide prolyl boronic acids. J Biol Chem. 1990;265(7):3738-3743.

64. Plaut AG, Bachovchin WW. IgA-specific prolyl endopeptidases: serine type. Methods Enzymol. 1994; 244:137-151.

65. Meyer TF, Halter R, Pohlner J. Mechanism of extracellular secretion of an IgA protease by gram-negative host cells. Adv Exp Med Biol. 1987; 216B.-1271-1281.

66. Gilbert JV, Plaut AG, Wright A. Analysis of the immunoglobulin A protease gene of Streptococcus sanguis. Infect Immun. 1991; 59(1):7-17.

67. Poulsen K, Reinholdt J, Jespersgaard С, Boye K, Brown ТА, Hauge M, Kilian M. A comprehensive genetic study of streptococcal immunoglobulin A1 proteases: evidence for recombination within and between species. Infect Immun. 1998; 66(1): 181-190.'

68. Lomholt JA, Kilian M. Immunoglobulin A1 protease activity in Gemella haemolysans. J Clin Microbiol. 2000; 38(7):2760-2762.

69. Muller HE. Lack of immunoglobulin A protease in Neisseria lactamica. Eur J Clin Microbiol. 1983; 2(2): 153-154.

70. Mulks MH, Moxon ER, Bricker J, Wright A, Plaut AG. Examination of Haemophilus pleuropneumoniae for immunoglobulin A protease activity. Infect Immun. 1984; 45(l):276-277.

71. Hogg SD, Whiley RA, De Soet JJ. Occurrence of lipoteichoic acid in oral streptococci. Int J Syst Bacteriol. 1997; 47(l):62-66.

72. Talcenouchi-Ohlcubo N, Mortensen LM, Drasbek KR, Kilian M, Poulsen K. Horizontal transfer of the immunoglobulin A1 protease gene (iga) from Streptococcus to Gemella haemolysans. Microbiology. 2006; 152(Pt 7): 21712180.

73. Reinholdt J, Tomana M, Mortensen SB, Kilian M. Molecular aspects of immunoglobulin A1 degradation by oral streptococci. Infect Immun. 1990; 58(5):1186-1 194.

74. Frandsen EV, Kjeldsen M, Kilian M. Inhibition of Prevotella and Capnocytophaga immunoglobulin A1 proteases by human serum. Clin Diagn Lab Immunol. 1997; 4(4):458-464.

75. Jansen HJ, Grenier D, Van der Hoeven JS. Characterization of immunoglobulin G-degrading proteases of Prevotella intermedia and Prevotella nigrescens. Oral Microbiol Immunol. 1995; 10(3): 138-145.

76. Benjelloun-Touimi Z, Sansonetti PJ, Parsot C. SepA, the major extracellular protein of Shigella flexneri: autonomous secretion and involvement in tissue invasion. Mol Microbiol. 1995; 17(1): 123-135.

77. Provence DL, Curtiss R 3rd. Isolation and characterization of a gene involved in hemagglutination by an avian pathogenic Escherichia coli strain. Infect Immun. 1994; 62(4): 1369-1380.

78. Henderson IR, Czeczulin J, Eslava C, Noriega F, Nataro JP. Characterization of pic, a secreted protease of Shigella flexneri and enteroaggregative Escherichia coli. Infect Immun. 1999; 67(11):5587-5596.

79. Johnson TJ, Wannemuehler YM, Nolan LK. Evolution of the iss gene in Escherichia coli. Appl Environ Microbiol. 2008; 74(8):2360-2369.

80. Houdouin V, Bonacorsi S, Bidet P, Bingen E. Antimicrobial susceptibility of 136 Escherichia coli isolates from cases of neonatal meningitis and relationship with virulence. Clin Microbiol Infect. 2007; 13(12): 1207-1210.

81. Restieri C, Garriss G, Locas MC, Dozois CM. Autotransporter-encoding sequences are phylogenetically distributed among Escherichia coli clinical isolates and reference strains. Appl Environ Microbiol. 2007; 73(5): 1553-1562.

82. Navarro-Garcia F, Canizalez-Roman A, Vidal JE, Salazar MI. Intoxication of epithelial cells by plasmid-encoded toxin requires clathrin-mediated endocytosis. Microbiology. 2007; 153(Pt 9): 2828-2838.

83. Dutta PR, Cappello R, Navarro-Garcia F, Nataro JP. Functional comparison of serine protease autotransporters of enterobacteriaceae. Infect Immun, 2002; 70(12):7105-7113.

84. Stathopoulos C, Provence DL, Curtiss R 3rd. Characterization of the avian pathogenic Escherichia coli hemagglutinin Tsh, a member of the immunoglobulin A protease-type family of autotransporters. Infect Immun. 1999; 67(2):772-781.

85. Vitovski S, Sayers JR. Relaxed cleavage specificity of an immunoglobulin A1 protease from Neisseria meningitidis. Infect Immun. 2007; 75(6):2875-2885.

86. Renn JP, Clark PL. A conserved stable core structure in the passenger domain beta-helix of autotransporter virulence proteins. Biopolymers. 2008; 89(5):420-427.

87. Shin EK, Jung R, Hahn TW. Polymorphism of pertactin gene repeat regions in Bordetella bronchiseptica isolates from pigs.J Vet Med Sci. 2007; 69(7): 771-774.

88. Wells TJ, Tree JJ, Ulett GC, Schembri MA. Autotransporter proteins: novel targets at the bacterial cell surface. FEMS Microbiol Lett. 2007; 274(2): 163

89. Gangwer KA, Mushrush DJ, Stauff DL, Spiller B, McClain MS, Cover TL, Lacy DB.Proc Natl Acad Sci USA. Crystal structure of the Helicobacter pylori vacuolating toxin p55 domain. 2007; 104(41): 16293-16298.

90. Bender MH, Weiser JN. The atypical amino-terminal LPNTG-containing domain of the pneumococcal human IgAl-specific protease is required for proper enzyme localization and function. Mol Microbiol. 2006; 61(2):526-543.

91. Reinholdt J, Kilian M. Comparative analysis of immunoglobulin A1 protease activity among bacteria representing different genera, species, and strains. Infect Immun. 1997; 65(11):4452-4459.

92. Qiu J, Brackee GP, Plaut AG. Analysis of the specificity of bacterial immunoglobulin A (IgA) proteases by a comparative study of ape serum IgAs as substrates. Infect Immun. 1996; 64(3):933-937.

93. ICobayashi K, Fujiyama Y, Hagiwara K, Hodohara K, Hosoda S. IgA protease from Clostridium ramosum that cleaves IgAl and IgA2, A2m(l): the site of cleavage and digestion of secretory IgA. Adv Exp Med Biol. 1987; 216B:1289-1296.

94. Fujiyama Y, Kobayashi K, Senda S, Benno Y, Bamba T, Hosoda S. A novel IgA protease from Clostridium sp. capable of cleaving IgAl and IgA2 A2m(l) but not IgA2 A2m(2) allotype paraproteins. J Immunol. 1985; 134(1):573-576.

95. Spratt BG, Barrell BG. Complete DNA sequence of a serogroup A strain of Neisseria meningitidis Z2491. Nature. 2000; 404(6777):502-506.

96. Mulks MH, Simpson DA, Shoberg RJ. Restriction site polymorphism in genes encoding type 2 but not type 1 gonococcal IgAl proteases. Antonie Van Leeuwenhoek. 1987; 53(6):471-478.

97. Halter R, Pohlner J, Meyer TF. Mosaic-like organization of IgA protease genes in Neisseria gonorrhoeae generated by horizontal genetic exchange in vivo. EMBO J. 1989; 8(9):2737-2744.

98. Bricker J, Mulks M, Moxon ER, Plaut AG, Wright A. Physical and genetic analysis of DNA regions encoding the immunoglobulin A proteases of different specificities produced by Haemophilus influenzae. Infect Immun. 1985; 47(2):370-374.

99. Senior BW, Woof JM. Effect of mutations in the human immunoglobulin A1 (IgAl) hinge on its susceptibility to cleavage by diverse bacterial IgAl proteases. Infect Immun. 2005;73(3): 1515-1522.

100. Langley R, Wines B, Willoughby N, Basu I, Proft T, Fraser JD. The staphylococcal superantigen-like protein 7 binds IgA and complement C5 and inhibits IgA-Fc alpha RI binding and serum killing of bacteria. J Immunol. 2005;174(5): 2926-2933.

101. Kehoe MA. Group A streptococcal antigens and vaccine potential. Vaccine. 1991; 9(11):797-806.

102. Robinson JH, Kehoe MA. Group A streptococcal M proteins: virulence factors and protective antigens. Immunol Today. 1992; 13(9):362-367.

103. Dale JB. Multivalent group A streptococcal vaccine designed to optimize the immunogenicity of six tandem M protein fragments. Vaccine. 1999; 17(2): 193-200. ,

104. Batzloff MR, Pandey M, Olive C, Good MF. Advances in potential M-protein peptide-based vaccines for preventing rheumatic fever and rheumatic heart disease. Immunol Res. 2006; 35(3):233-248.

105. Carlsson F, Berggard K, Stalhammar-Carlemalm M, Lindahl G. Evasion of phagocytosis through cooperation between two ligand-binding regions in Streptococcus pyogenes M protein. J Exp Med. 2003; 198(7): 1057-1068.

106. Persson J, Beall B, Linse S, Lindahl G. Extreme sequence divergence but conserved ligand-binding specificity in Streptococcus pyogenes M protein. PLoS Pathog. 2006; 2(5): 47.

107. McArthur JD, Walker MJ. Domains of group A streptococcal M protein that confer resistance to phagocytosis, opsonization and protection: implications for vaccine development. Mol Microbiol. 2006; 59(1): 1-4.

108. Fischetti VA. Streptococcal M protein. Sci Am. 1991 Jun;264(6):58-65.

109. Jarva H, Jokiranta TS, Wurzner R, Meri S. Complement resistance mechanisms of streptococci. Mol Immunol. 2003; 40(2-4):95-107.

110. Sharma AK, Pangburn MK. Localization by site-directed mutagenesis of the site in human complement factor H that binds to Streptococcus pyogenes M protein. Infect Immun. 1997; 65(2):484-487.

111. Kotarsky H, Gustafsson M, Svensson HG, Zipfel PF, Truedsson L, Sjobring U. Group A streptococcal phagocytosis resistance is independent of complement factor H and factor H-like protein 1 binding. Mol Microbiol. 2001; 41(4):817-826.

112. Kihlberg BM, Collin M, ОЬёп A, Bjorck L. Protein H, an antiphagocytic surface protein in Streptococcus pyogenes. Infect Immun. 1999; 67(4): 1708-1714.

113. Johnsson E, Berggard K, Kotarsky H, Hellwage J, Zipfel PF, Sjobring U, Lindahl G. Role of the hypervariable region in streptococcal M proteins: binding of a human complement inhibitor. J Immunol. 1998; 161(9):4894-4901.

114. Sandin C, Carlsson F, Lindahl G. Binding of human plasma proteins to Streptococcus pyogenes M protein determines the location of opsonic and non-opsonic epitopes. Mol Microbiol. 2006; 59(l):20-30.

115. Andre I, Persson J, Blom AM, Nilsson H, Drakenberg T, Lindahl G, Linse S. Streptococcal M protein: structural studies of the hypervariable region, free and bound to human C4BP. Biochemistry. 2006; 45(14):4559-4568.

116. Jenkins HT, Mark L, Ball G, Persson J, Lindahl G, Uhrin D, Blom AM, Barlow PN. Human C4b-binding protein, structural basis for interaction with streptococcal M protein, a major bacterial virulence factor. J Biol Chem. 2006; 281(6):3690-3697.

117. Carlsson F, Sandin C, Lindahl G. Human fibrinogen bound to Streptococcus pyogenes M protein inhibits complement deposition via the classical pathway. Mol Microbiol. 2005; 56(l):28-39.

118. Wistedt AC, Ringdahl U, Muller-Esterl W, Sjobring U.Identification of a plasminogen-binding motif in РАМ, a bacterial surface protein. Mol Microbiol. 1995; 18(3):569-578.

119. Navarre WW, Schneewind O. Surface proteins of gram-positive bacteria and mechanisms of their targeting to the cell wall envelope. Microbiol Mol Biol Rev. 1999; 63(1): 174-229.

120. Akerstrom B, Lindahl G, Bjorck L, Lindqvist A. Protein Arp and protein H from group A streptococci. Ig binding and dimerization are regulated by temperature. J Immunol. 1992; 148(10):3238-3243.

121. Husmann LK, Scott JR, Lindahl G, Stenberg L. Expression of the Arp protein, a member of the M protein family, is not sufficient to inhibit phagocytosis of Streptococcus pyogenes. Infect Immun. 1995; 63(l):345-348.

122. Lindahl G, Stenberg L. Binding of IgA and/or IgG is a common property among clinical isolates of group A streptococci. Epidemiol Infect. 1990; 105(l):87-93.

123. Lindahl G, Akerstrom B. Receptor for IgA in group A streptococci: cloning of the gene and characterization of the protein expressed in Escherichia coli. Mol Microbiol. 1989; 3(2):239-247.

124. Johnsson E, Andersson G, Lindahl G, Heden LO. Identification of the IgA-binding region in streptococcal protein Arp. J Immunol. 1994; 153(8):3557-3564.

125. Akerstrom B, Lindqvist A, Lindahl G. Binding properties of protein Arp, a bacterial IgA-receptor. Mol Immunol. 1991; 28(4-5):349-357.

126. Johnsson E, Areschoug T, Mestecky J, Lindahl G. An IgA-binding peptide derived from a streptococcal surface protein. Biol Chem. 1999;274(21): 14521-14524.

127. O'Toole PW, Stenberg L, Rissler M, Lindahl G. Two major classes in the M protein family in group A streptococci. Proc Natl Acad Sci USA. 1992;89(18):8661-8665.

128. Stenberg L, O'Toole PW, Mestecky J, Lindahl G. Molecular characterization of protein Sir, a streptococcal cell surface protein that binds both immunoglobulin A and immunoglobulin G. J Biol Chem. 1994;269(18):13458-13464.

129. Bessen DE. Localization of immunoglobulin A-binding sites within M or M-like proteins of group A streptococci. Infect Immun. 1994; 62(5): 1968-1974.

130. Sandin C, Linse S, Areschoug T, Woof JM, Reinholdt J, Lindahl G. Isolation and detection of human IgA using a streptococcal IgA-binding peptide. J Immunol. 2002; 169(3):1357-1364.

131. Grubb A, Mendez E, Fernandez-Luna JL, Lopez C, Mihaesco E, Vaerman JP. The molecular organization of the protein HC-IgA complex (HC-IgA). J Biol Chem. 1986; 261(30):14313-14320.

132. Vaerman JP, Hagiwara K, Kobayashi K, Rits M. Complexes of albumin and alpha 1-antitrypsin with Fc-fragment of IgA monomer are disulfide-bound to penultimate C-terminal cysteine in the С alpha 3-domain. Immunol Lett. 1987; 15(l):67-72.

133. Janoff EN, Fasching C, Orenstein JM, Rubins JB, Opstad NL, Dalmasso AP. Killing of Streptococcus pneumoniae by capsular polysaccharide-specific polymeric IgA, complement, and phagocytes. Clin Invest. 1999; 104(8):1139-1147.

134. Nohynek H. Diagnosis and prevention of pneumococcal disease. Adv Exp Med Biol. 2006; 582:137-150.

135. Lindahl G, Stalhammar-Carlemalm M, Areschoug T. Surface proteins of Streptococcus agalactiae and related proteins in other bacterial pathogens. Clin Microbiol Rev. 2005; 18(1): 102-127.

136. Kong F, Gowan S, Martin D, James G, Gilbert GL. Molecular profiles of group В streptococcal surface protein antigen genes: relationship to molecular serotypes. J Clin Microbiol. 2002; 40(2):620-626.

137. Nagano N, Nagano Y, Taguchi F. High expression of а С protein beta antigen gene among invasive strains from certain clonally related groups of type la and lb group В streptococci. Infect Immun. 2002; 70(8): 4643-4649.

138. Lachenauer CS, Baker CJ, Baron MJ, Kasper DL, Gravekamp C, Madoff LC. Quantitative determination of immunoglobulin G specific for group В streptococcal beta С protein in human maternal serum. J Infect Dis. 2002; 185(3):368-374.

139. Jerlstrom PG, Chhatwal GS, Timmis KN. The IgA-binding beta antigen of the с protein complex of Group В streptococci: sequence determination of its gene and detection of two binding regions. Mol Microbiol. 1991; 5(4):843-849.

140. Jerlstrom PG, Talay SR, Valentin-Weigand P, Timmis KN, Chhatwal GS. Identification of an immunoglobulin A binding motif located in the beta-antigen of the с protein complex of group В streptococci. Infect Immun. 1996; 64(7):2787-2793.

141. Nagano N, Nagano Y, Nakano R, Okamoto R, Inoue M. Genetic diversity of the С protein beta-antigen gene and its upstream regions within clonally related groups of type la and lb group В streptococci. Microbiology. 2006; 152(Pt 3):771-778.

142. Lowy FD. Staphylococcus aureus infections. N Engl J Med. 1998;339(8):520-532.

143. Dinges MM, Orwin PM, Schlievert PM. Exotoxins of Staphylococcus aureus. Clin Microbiol Rev. 2000; 13(l):16-34.

144. Woof JM. The human IgA-Fc alpha receptor interaction and its blockade by streptococcal IgA-binding proteins. Biochem Soc Trans. 2002; 30(4):491-494.

145. Kilian M, Reinholdt J, Lomholt H, Poulsen K, Frandsen EV. Biological significance of IgAl proteases in bacterial colonization and pathogenesis: critical evaluation of experimental evidence. APMIS. 1996; 104(5): 321-338.

146. Kazeeva TN, Shevelev AB. Unknown functions of immunoglobulins A. Biochemistry (Mosc). 2007; 72(5):485-494.

147. Патрушев Л.И.// Искусственные генетические системы. Генная и белковая инженерия./ М.: Наука, 2004. 526с.

148. Егоров A.M., Осипов А.П., Дзантиев Б.Б., Гаврилова Е.М.//Теория и практика иммуноферментного анализа./М.: Высш.шк., 1991. 288с.

149. Cowley DJ, Mackin RB. Expression, purification and characterization of recombinant human proinsulin. FEBS Lett. 1997; 402(2-3):124-130.

150. Cerletti N., McMaster G.IC., Cox D., Shmitz A., Mayback B. Process for refolding recombinantly produced TGF-{3-like proteins.// US Patent. 1997. No 5 650 494;

151. Bailey JL, Cole RD. Studies on the reaction of sulfite with proteins. Biol Chem. 1959; 234(7):1733-1739.

152. Chan WW. A method for the complete S sulfonation of cysteine residues in proteins. Biochemistry. 1968; 7(12):4247-4254.

153. Patrick JS, Lagu AL. Determination of recombinant human proinsulin fusion protein produced in Escherichia coli using oxidative sulfitolysis and two-dimensional HPLC. Anal Chem. 1992; 64(5):507-511.

154. Мальцев К.В., Вульфсон А.Н., Иванов В.Т. Метод получения проинсулина человека.// 1995. Пат. РФ № 2045535.

155. QuickFold™ Protein Refolding Kit, Athena Environmental Sciences, Inc. Baltimore, MD, 2005.