Термолизиноподобные металлопротеазы бактерий и их роль в инвазии эукариотических клеток тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Божокина, Екатерина Сергеевна

• Божокина, Екатерина Сергеевна
• кандидат биологических наук
• 2008

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Божокина, Екатерина Сергеевна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Основные принципы классификации протеолитических ферментов

2. Протеолитические ферменты микроорганизмов

2.1. Сериновые протеиназы

2.2. Цистеиновые протеиназы

2.3. Аспарагиновые протеиназы

2.4. Металлопротеиназы

2.5. Бактериальные внеклеточные цинксодержащие металлопротеазы

3. Механизмы регуляции протеолитических ферментов

3.1. Роль протеолитических ферментов в биологической регуляции

3.2. Механизмы активации зимогена

3.3. «Цистеиновый свитч»

3.4. Регуляция активности бактериальных протеиназ

3.5. Организация генов бактериальных протеиназ

3.6. Контроль генетической экспрессии на уровне транскрипции и трансляции

3.7. Посттрансляционные модификации протеиназ

3.8. Внеклеточные бактериальные протеазы и из роль в патогенезе

3.9. Взаимодействие протеиназ с ингибиторами

3.10. Другие факторы, контролирующие активность протеиназ

4. Ограниченный протеолиз

4.1. Ограниченный протеолиз как метод исследования структуры и функции белков

4.2. Актин и его протеолиз

4.3. Протеолиз актина бактериальной протеазой ЕСР

5. Механизмы бактериальной инвазии 41 5.1. Инвазирующие бактерии 43 5.2 Инвазирующие бактерии, проникающие в цитоплазму

5.3. Генетические основы инвазии бактерий Sh. flexneri

5.4. Организация генов Sh. flexneri на большой вирулентной плазмиде

5.5. Хромосомные гены бактерий, связанные с вирулентностью 51 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

1. Бактериальные штаммы, использованные в работе, условия культивирования

2. Клеточные линии и условия культивирования

3. Получение актина скелетных мышц кролика

4. Определение протеолитической активности

5. Клонирование гена гримелизина

6. Определение сайта расщепления актина

7. Заражение эукариотических клеток бактериями

8. Лазерная сканирующая конфокальная микроскопия

9. Оценка количественной инвазии бактерий

10. Саузерн-гибридизация ДНК

11. Аффинная очистка белков

12. Методы компьютерного анализа 59 РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЯ

1. Ограниченный протеолиз актина и инвазивный фенотип бактерий, подвергшихся действию фуразолидона

1.1. Инвазивные свойства непатогенного мутанта Shigella flexneri 5а2с, полученного под действием фуразолидона

1.2. Анализ клинических изолятов ZF3, ZF7, и ZF53, полученных от пациентов, длительно лечившихся фуразолидоном

2. Исследование распространения ЕСР-подобной протеолитической 72 активности в различных бактериях

2.1. Выявление ЕСР32-подобной активности в энтеробактериях

2.2. Количественная инвазия штаммов энтеробактерий, обладающих и не обладающих ЕСР32/гримелизин-подобным фенотипом

3. Клонирование гена протеазы и характеристика фермента 76 3.1. Идентификация штамма А2, продуцента протеазы ЕСР

3.2. Последовательность гена гримелизина из штаммов-продуцентов Serratia grimesii А2 и Serratia grimesii 30063 DZMO

3.3. Экспрессия рекомбинантного белка с последовательностью His6 на N-конце

3.4. Экспрессия рекомбинантного белка с последовательностью His6 на С-конце

3.5. Исследование ограниченного протеолиза актина рекомбинантным белком

3.6. Исследование ограниченного протеолиза актина рекомбинантным белком

3.7. Определение сайта расщепления актина рекомбинантным гримелизином

3.8. Очистка рекомбинантного гримелизина на Ni-содержащих аффинных носителях

3.9. Очистка рекомбинантного гримелизина в денатурирующих условиях

ЗЛО. Анализ ДНК энтеробактерий

4. Анализ инвазии рекомбинантных штаммов-продуцентов гримелизина

4.1. Анализ инвазии по данным конфокальной микроскопии

4.2. Количественная инвазия рекомбинантных штаммов 103 ЗАКЛЮЧЕНИЕ 105 ВЫВОДЫ 110 СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Термолизиноподобные металлопротеазы бактерий и их роль в инвазии эукариотических клеток»

Актуальность проблемы. Исследования последних лет показали, что протеолитические ферменты не только участвуют в обмене веществ, но и играют фундаментальную роль во внутриклеточной регуляции на посттрансляционном уровне. Для понимания этих процессов необходимо изучение внутриклеточных протеаз и тех реакций, которые они катализируют. Кроме того, протеолитические ферменты все более активно применяются в промышленности, медицине и в различных биохимических исследованиях. Особенно перспективным является применение ферментов бактерий, так как бактерии обладают широким набором различающихся по субстратной специфичности протеаз. С этой точки зрения особый интерес вызывают металлопротеазы, поскольку они обладают высокой субстратной специфичностью. В частности металлопротеазы внеклеточного матрикса участвуют в формировании иммунного ответа на инфекцию, привлечении лейкоцитов, процессинге цитокинов и хемокинов, модулировании внеклеточного матрикса. Металлопротеазы бактерий активируют экспрессию металлопротеаз внеклеточного матрикса хозяина и тем самым влияют на развитие инфекции в организме (Elkington et al., 2005). Металлопротеазы также участвуют в процессах ограниченного протеолитического расщепления; например, в образовании активных ферментов из их предшественников (Neurath, 1989), в процессинге секреторных и мембранных белков (Cheyance, Hughes, 2008), морфогенезе вирусов (Galloway et al., 2005), разрушении колицинов (Gillor et al., 2004), инактивации некоторых регуляторных белков (Bramkamp et al., 2006) и др.

Кроме того, подобные ферменты находят применение в структурно-функциональных исследованиях белков с помощью метода ограниченного протеолиза. Примером такого использования протеиназ может служить исследование структуры и функций актина, одного из основных сократительных белков клетки. Актин обладает несколькими функциональными центрами, локализованными в разных частях молекулы. Одним из возможных подходов к изучению локализации этих центров в молекуле актина является исследование функциональных свойств фрагментов молекулы, полученных с помощью разных протеиназ. В ходе такого исследования был обнаружен ограниченный протеолиз актина бактериальной протеазой ЕСР32 в единственном сайте между Гли42 и Вал43. Актин, расщепленный протеазой ЕСР32, обратимо теряет способность к полимеризации (Khaitlina et al., 1991), а бактерии-продуценты протеазы ЕСР32 оказались способными к инвазии в эукариотические клетки (Efremova et al., 2001). Аналогичная протеолитическая активность была обнаружена в мутантных штаммах Shigella flexneri, полученных в результате обработки патогенных Shigella flexneri фуразолидоном (Федорова, Хайтлина, 1990).

Поскольку прокариоты не содержат актина, функция протеазы в бактериях остается неясной, и выяснение этой функции актуально в свете широко развивающихся сегодня исследований внутриклеточной инвазии бактериальных патогенов. Известно, что воздействие энтеробактерий на эукариотическую клетку проявляется, в частности, в активной перестройке ее актинового цитоскелета. Можно предположить, что ЕСР32 вовлечена в механизмы, обусловливающие патогенность бактерий. Протеаза обладает высокой избирательностью к субстратам, очевидно являясь ферментом, чувствительным к их конформации. Более того, протеаза гидролизует в актине лишь одну, не затрагиваемую другими протеазами, связь, которая играет особую роль в функционировании актиновой молекулы. Широкое распространение актина в живых клетках и большое разнообразие и важность выполняемых им функций вызывают огромный интерес исследователей к этому белку, и продукт ЕСР32-протеолиза является уникальной моделью для исследования актина in vitro и in vivo. Таким образом, протеаза ЕСР32 важна и как объект, и как инструмент в исследованиях процессов в про- и эукариотической клетке и механизмов взаимодействия бактерия — эукариотическая клетка в патогенезе.

Цель и задачи исследования. Целью данной работы является исследование ЕСР32 и ЕСР32-подобных бактериальных металлопротеаз, ограниченно расщепляющих актин, в связи с их возможным участием в инвазии бактерий в эукариотические клетки.

Задачами данной работы было:

1. Выяснить, содержат ли непатогенные мутанты Sh. flexneri 5а2с, полученные с помощью фуразолидона, известные вирулентные гены Sh. flexneri, и сохраняют ли они способность к инвазии.

2. Провести скрининг бактерий, выделенных из клинических изолятов, для выявления штаммов, способных к синтезу ЕСР32-подобных акгин-специфических протеаз.

3. Клонировать и экспрессировать ген протеазы ЕСР32.

4. Исследовать свойства рекомбинантного фермента ЕСР32.

5. Исследовать инвазивную активность природных и рекомбинантных бактерий, синтезирующих актин-специфические протеазы.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. В референтном штамме Serratia grimesii 30063 DZMO обнаружена новая металлопротеаза - гримелизин, сходная по молекулярной массе, N-концевой последовательности, способности ограниченно расщеплять молекулу актина между Гли42 и Вал43 и чувствительности к действию хелаторов с протеазой ЕСР32. Таким образом, ЕСР32, по-видимому, является гримелизином.

2. Клонирован и экспрессирован ген гримелизина. Сравнение гримелизина с металлопротеазой протеализином из Serratia proteamaculans выявило различия по 8 аминокислотным остаткам, большинство из которых находится на N-конце молекулы фермента и, возможно, имеет функциональную значимость.

3. Скрининг бактерий из клинических изолятов выявил бактериальные штаммы, способные к ограниченному протеолизу актина, сходному с ограниченным протеолизом актина ЕСР32/гримелизином. Протеолиз актина термолизиноподобными металлопротеазами энтеробакгерий видов Serratia, Proteus и Pseudomonas может быть частью механизма инвазии этих бактериальных штаммов в эукариотические клетки.

Научная новизна. Впервые установлено точное систематическое положение штамма бактерий-продуцентов протеазы ЕСР32, специфически расщепляющей актин. Показано, что по данным 47 биохимических реакций и последовательности 16S-pPHK бактерии, определенные ранее как Eschericha coli А2, идентичны энтеробактериям Serratia grimesii А2. В референтном штамме Serratia grimesii 30063 DZMO впервые выявлена и охарактеризована протеаза гримелизин. Ген гримелизина клонирован и экспрессирован в штамме Е. coli К-12. Показано, что фермент является нейтральной термолизиноподобной металлопротеиназой семейства М4. Показано, что гримелизин и ЕСР32 - это один и тот же белок. Впервые выявлена ЕСР32/гримелизиноподобная актиназная активность в широком спектре бактериальных штаммов. Впервые показано, что бактерии S. grimesii 30063 DZMO способны к инвазии в эукариотические клетки. Впервые установлена корреляция между протеолитической активностью рекомбинантных штаммов, продуцентов ЕСР32/гримелизина и их инвазией в эукариотические клетки.

Теоретическое и практическое значение работы. Рекомбинантный гримелизин может быть использован для ораниченного протеолиза актина с целью изучения его свойств и процесса полимеризации, лежащего в основе функционирования актина в клетке, а также при исследовании внутриклеточных функций актина. Кроме того, возможно использование рекомбинантного гримелизина при изучении структуры и функций других белков.

Рекомбинантные бактерии-продуценты могут быть использованы для изучения инвазии бактерий в эукариотические клетки, а также для изучения функциональных особенностей клетки. Поскольку высокой чувствительностью к инвазии обладают только трансформированные клетки, инвазия рекомбинантных бактерий, экспрессирующих гримелизин, может использоваться в качестве физиологического теста при изучении факторов, связанных с трансформацией клеток, и фармакологических агентов, влияющих на трансформацию.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Божокина, Екатерина Сергеевна

выводы

1. Бактериальный штамм А2, продуцент протеазы ЕСР32, ранее определенный как Е. coli, сходен или идентичен Serratia grimesii.

2. В референтном штамме Serratia grimesii 30062 обнаружена новая металлопротеаза гримелизин. Гримелизин и ЕСР32 сходны по молекулярному весу, N-концевой последовательности, способности ограниченно расщеплять актин между Гли42-Вал43 и чувствительности к действию хелаторов. Таким образом, ЕСР32, по-видимому, является гримелизином.

3. Клонирован и секвенирован ген гримелизина, анализ его последовательности позволяет отнести протеазу гримелизин к семейству М4 термолизин-подобных металлопротеиназ. Гримелизин отличается от протеализина из бактерий S. proteamaculans восемью аминокислотными заменами, что, возможно, приводит к различиям в их субстратной специфичности.

4. Рекомбинантные штаммы Е. coli К-12, экспрессирующие ген гримелизина, приобретают способность к инвазии в эукариотические клетки.

5. В клинических изолятах выявлены штаммы бактерий Serratia marcesense, Pseudomonas aeruginosa, Proteus mirablis, способные к ограниченному протеолизу актина, и штаммы, которые этой способностью не обладают. Способность штаммов к ограниченному протеолизу актина коррелирует с инвазивной активностью этих бактерий.

6. Полученные данные позволяют предположить, что ограниченный протеолиз актина может быть частью механизма бактериальной инвазии.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Ограниченный протеолиз является одним из важнейших регуляторных механизмов клетки. Большинство ферментов, гормонов и физиологически активных белков синтезируются в виде неактивных предшественников (зимогенов), которые затем превращаются в активную форму с помощью избирательного расщепления пептидных связей (ограниченного протеолиза). Каскады протеолитических реакций являются частью процессов коагуляции крови, оплодотворения, метаморфоза, иммунного ответа, апоптоза и многих других (Neurath, 1986; Groettrup et al., 1996; Khan, James 1998; Donepudi, Griitter, 2002; Goulet, Nepveu 2004). В частности, все ткани живого организма содержат матричные металлопротеиназы, которые расщепляют белки внеклеточного матрикса и другие субстраты, играя при этом ключевую роль в пролиферации, дифференцировке, миграции клеток, межклеточных взаимодействиях и других процессах жизнедеятельности организма в норме и при патологиях (Elkington et al., 2005; Mannello et al., 2006). Активация протеаз, как и других ферментов, может происходит с помощью разных механизмов, в том числе, регулируемого автолиза или ограниченного протеолиза другими протеазами (Van Wart, Birkedal-Hansen, 1990). Поэтому патологические состояния могут возникать в результате внедрения в этот механизм чужеродных протеаз. Так, некоторые бактерии секретируют протеазы, которые становятся вирулентными факторами, активируя или ингибируя матричные металлопротеиназы (Elkington et al., 2005). С другой стороны, бактериальные факторы могут взаимодействовать с белками клеточной поверхности и цитоскелета непосредственно, а не через компоненты внеклеточного матрикса (Cossart and Sansonetti, 2004). Изучение роли этих взаимодействий существенно не только для понимания механизмов вирулентности/инвазивности бактерий, но и для выявления лиганд-рецепторных связей, которые определяют чувствительность клетки к инфекции.

При исследовании свойств актина был обнаружен, выделен и частично охарактеризован новый фермент, бактериальная металлопротеиназа ЕСР 32 (ЕС 3.4.24), специфически расщепляющая актин (Khaitlina et al., 1988; Усманова,

Хайтлина, 1990; Matveyev et al., 1996). Кроме того, была выявлена корреляция между появлением протеолитической активности и способностью бактерий, синтезирующих протеазу ЕСР32, проникать в эукариотические клетки (Ефремова и др., 1998; Efremova et al., 2001). Протеаза ЕСР 32 - это внутриклеточный фермент непатогенного штамма бактерий, идентифицированного с помощью рутинных микробиологических тестов как атипичный штамм E.coli А2" (Хайтлина и др., 1989). В молекуле актина протеаза ЕСР 32 расщепляет только одну полипептидную связь между Gly 42 и Val 43 в ДНКазной петле субдомена 2, эта связь не расщепляется другими известными протеазами, а ее расщепление приводит к обратимой потере способности актина к полимеризации (Khaitlina et al., 1991; 1993). Поэтому протеаза EGP 32 успешно применяется для изучения структурно-функциональных связей в молекуле актина и механизмов его полимеризации (Khaitlina et al., 1993; Strzelecka-Golaszewska et al., 1993; 1996; Khaitlina and' Strzelecka-Golaszewska, 2002; Moraczewska et al., 2004). Очистка небольшого количества.фермента позволила определить его N-концевую последовательность AKTSSAGWIRDIFL (Matveyev et al, 1996). Однако фрагменты ДНК, соответствующие этой последовательности, не были найдены в полностью секвенированном геноме E.coli. С другой стороны, N-концевая последовательность и некоторые свойства активной формы протеализина, недавно охарактеризованной металлопротеазы из Serratia proteamaculans (Demidyuk et al. 2006); оказались сходными с N-концевой последовательностью и свойствами ЕСР 32. Поэтому существенным этапом' нашей работы было дополнительное исследование систематического положения штамма А2 с помощью автоматизированной системы.биохимических тестов VITEK-2 (BioMerieux) и секвенирования гена 16S-MPHK. Эти исследования1 показали, что штамм А2 сходен или идентичен энтеробактериям Serratia grimesii (Bozhokina et al., 2008).

Для обнаружения? гена протеазы в штамме А2 и в референтном штамме Serratia grimesii DMZO 30063 была использована последовательность гена протеализина (Demidyuk et al. 2006). Обнаруженный ген был клонирован, секвенирован и экспрессирован в E.coli К12. Белок, кодируемый обнаруженным геном, содержит 50-аминокислотный пропептид, идентичный пропептиду протеализина, однако различия в нуклеотидной последовательности основной части ферментов указывают на то, что белок Serratia grimesii не является протеализином. Лизаты бактерий, в которых экспрессировался ген, расщепляли актин с образованием 36 кДа-фрагмента, N-концевая последовательность которого Val-Met-Val-Gly-Met-Gln соответствует сайту расщепления актина Gly 42-Val 43 протеазой ЕСР 32 (Khaitlina et al., 1991). Аналогично расщепляют актин лизаты бактерий референтного штамма Serratia grimesii DMZO 30063. Протеолиз актина ингибируется ЭДТА и о-фенантролином, что — в сочетании с присутствием в первичной структуре белка Zn-связывающего мотива — позволяет отнести фермент к классу термолизиноподобных металлопротеиназ MEROPS М4. Таким образом, протеиназа, обнаруженная нами в Serratia grimesii и названная гримелизином, сходна с протеазой ЕСР 32 по ряду свойств, включая способность ограниченно расщеплять актин.

В свою очередь, последовательность гена гримелизина сходна с последовательностью гена протеализина, выделенного из Serratia proteamaculans (Demidyuk et al., 2006), что предполагает сходство этих белков, в том числе и по отношению к актину. Таким образом, существует несколько бактериальных металлопротеиназ, которые могут ограниченно расщеплять актин. Возможно, они представляют собой один и тот же белок или его изоформы. Эти белки отличаются на 8 а.к., которые образуют кластеры, расположенные на поверхности белковой глобулы гримелизина (И.В.Демидюк, личное сообщение). Возможно, эти замены существенны для взаимодействия фермента с субстратом. Протеализин расщепляет актин между Gly 42 и Val 43, т.е. в том же сайте, котором актин расщепляется гримелизином (Bozhokina et al., 2008). Для того, чтобы выяснить в какой мере эти различия связаны с различиями в структуре этих белов, необходимо сравнить очищенные белки в одинаковых соотношениях фермент: субстрат и исследовать рекомбинантный гримелизин с мутациями по различающимся аминокислотным остаткам.

Наиболее важным свойством протеазы ЕСР 32 является высокая субстратная специфичность фермента. Среди множества проверенных нативных белков субстратами протеазы, кроме актина, оказались только гистоны, белки бактерий HU и DnaK и мелиттин (Усманова, Хайтлина, 1989; Matveyev et al., 1996) С другой стороны, протеализин и другие металлопротеазы семейства М4 расщепляют множество различных белков, в том числе белки внеклеточного матрикса (Demidyuk et al., 2006). Поэтому нужно провести детальное сравнение субстратной специфичности гримелизина, протеализина и ЕСР 32 по отношению к актину и другим белкам.

Способность бактерий синтезировать протеазу ЕСР32 коррелирует со способностью этих бактерий проникать в эукариотические клетки, вызывая реорганизацию их цитоскелета (Efremova et al., 2001). Мы обнаружили такую же корреляцию мутантах дизентирийных бактерий Shigella flexneri, полученных с помощью фуразолидона (Ефремова и др., 2004), и бактериях, выделенных из линических изолятов пациентов, длительно принимаших фуразолидон (Божокина, Матвеев, 2005). По данным конфокальной "микроскопии и предварительным данным количественной инвазии, к инвазии способны также бактерии референтного штамма Serratia grimesii (Божокина и др., 2007).

Для того, чтобы подтвердить корреляцию между появлением активности протеазы ЕСР 32 в бактериях и их способностью проникать в эукариотические клетки, необходимо было выяснить, появляется ли способность к инвазии при введении гена протеазы в неинвазирующие бактерии. Полученные нами данные конфокальной микроскопии и количественный анализ показали, что введение гена гримелизина в неинвазивные бактерии E.coli К12 приводит к появлению в бактериях инвазивного фенотипа (Божокина и др., 2007)

Возникает вопрос о механизмах активации этих протеаз и их присутствии в разных бактериях. Ранее мы предполагали, что одним из таких механизмов может быть мутагенный эффект фуразолидона (Ефремова и др., 2004). Однако обработка фуразолидоном бактерий E.coli и Sh. flexneri in vitro с последующим пассированием полученных клонов с клетками Нер-2 или HeLa не привела к появлению в бактериях актин-расщепляющей активности. Эти результаты, хотя они и не исключают мутагенную роль фуразолидона в появлении специфической актин-расщепляющей активности бактерий, делают более перспективным поиск аналогичных протеаз в условно-патогенных бактериях, которые могут проявлять инвазивную активность (Божокина, Матвеев, 2005).

Микроинъекция протеазы ЕСР 32 в клетки амебы Amoeba proteus приводит к обратимой остановке двигательной активности амеб и локальным разрушениям цитоскелета (Морозова и др., 2001). В сочетании с литературными данными о роли цитоскелета в инвазии (Cossart, Sansonetti, 2004; Gouin et al., 2005), наши данные позволяют предположить, что актин является белком-мишенью, протеолиз которого способствует проникновению бактерий в клетки.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Божокина, Екатерина Сергеевна, 2008 год

1. Akiba S., Yamamoto К., Kumagai H., 1995. Effects of size of carbohydrate chain on protease digestion of Aspergillus niger endo-beta-l,4-glucanase. Biosci. Biotechnol. Biochem. 59:1048-51.

2. Askolin S., Nakari-Setala Т., Tenkanen M., 2001. Overproduction, purification, and characterization of the Trichoderma reesei hydrophobin HFBI. Appl. Microbiol. Biotechnol. 57:124-30.

3. Bayer M.G., Heinrichs J.H., Cheung A.L. 1996. The molecular architecture of the sar locus in Staphylococcus aureus. J. Bacteriol. 178:4563-4570.

4. Beaudet R., Saheb S.A., Drapeau G.R. 1974. Structural heterogenicity of the protease isolated from several strains of Staphylococcus aureus. J. Biol. Chem. 249:6468-6471.

5. Bond M. D., Van Wart H. E. 1984. Relationship between the individual collagenases of Clostridium histolyticum: evidence for evolution by gene duplication. Biochemistry. 23:3092-3099.

6. Bourdet-Sicard R., Rudiger M., Jockusch B.M., Gounon P., Sansonetti P.J., Nhieu G.T. 1999. Binding of the Shigella protein IpaA to vinculin induces F-actin depolymerization. EMBO J. 18:5853-5862.

7. Bozhokina E., Khaitlina S., Adam T. 2008. Grimelysin, a novel metalloprotease from Serratia grimesii, is similar to ECP32. Biochem. Biophys. Res. Commun. 367:888-92.

8. Braga V.M. 2002. Cell-cell adhesion and signalling. Curr. Opin. Cell. Biol. 14:546556.

9. Bramkamp M., Weston L., Daniel R.A., Errington J., 2006. Regulated intramembrane proteolysis of FtsL protein and the control of cell division in Bacillus subtilis. Mol. Microbiol. 62:580-91.

10. Braun P., de Groot A., Bitter W., Tommassen J. 1998. Secretion of elastolytic enzymes and their propeptides by Pseudomonas aeruginosa. J. Bacteriol. 173:3467-3469.

11. Brinckerhoff C.E., Matrisian L.M. 2002. Matrix metalloproteinases: a tail of a frog that became a prince. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 3:207-14.

12. Burns E.H, Jr., Marciel A.M., Musser J.M., 1997. Structure-function and pathogenesis studies of Streptococcus pyogenes extracellular cysteine protease. Adv. Exp. Med. Biol. 418:589-92.

13. Carmona C., Gray G.L. 1987. Nucleotide sequence of the serine protease gene of Staphylococcus aureus, strain V8. Nucleic Acids. Res. 15: 6757.

14. Cheyance F.F., Hughes K.T., 2008. Coordinating assembly of a bacterial macromolecular machine. Nat. Rev. Microbiol. 6:455-65.

15. Clausen Т., Southan C., Ehrmann M. 2002. The HrtA family of proteases: implications for protein coposition and cell fate. Mol. Cell 10:443-455.

16. Colman P. M., Jansonius J. N., Matthews B. W., 1972. The structure of thermolysin: an electron density map at 2.3 A resolution. J. Mol. Biol. 70:701-724.

17. Cossart P., Pizarro-Cerda J., Lecuit M. 2003. Invasion of mammalian cells by Listeria monocytogenes: functional mimicry to subvert cellular functions. Trends Cell Biol. 13:23-31.

18. Cossart P., Sansonetti P.J. 2004. Bacterial invasion: the paradigms of enteroinvasive pathogens. Science. 304:242-248.

19. Croux C., Paquet V., Goma G., Soucallle P. 1990. Purification and characterization of acidolysin, an acidic metalloprotease produced by Clostnidium acetobutylicum ATCC 824. Appl. Environ. Microbiol. 56:3634-3642.

20. DasGupta B. R., Tepp W. 1993. Protease activity of botulinum neurotoxin type E and its light chain: cleavage of actin. Biochem. Biophys. Res. Commun. 190:470474.

21. Ding L., Becker A.B., Suzuki A., Roth R.A., 1992. Comparison of the enzymatic and biochemical properties of human insulin-degrading enzyme and Escherichia coli protease III. J. Biol. Chem. 267:2414-20.

22. Donepudi M., Griitter M.G. 2002. Structure and zymogen activation of caspases. Biophys. Chem. 101-102:145-153.

23. Drapeau G.R. 1978. Role of a metalloprotease in activation of the precursor of staphylococcal protease. J. Bacteriol. 136:607-613.

24. Dubin G., Krajewski M., Popowicz G., Stec-Niemczyk J., Bochtler M., Potempa J., Dubin A., Holak T.A. 2003. A novel class of cysteine protease inhibitors: solution. structure of staphostatin A from Staphylococcus aureus. Biochemistry 42:13449-13456.

25. Duong F., Lazdunski A., Cami В., Murgier M. 1992. Sequence of a cluster of genes controlling synthesis and secretion of alkaline proteinase in Pseudomonas aeruginosa: relationships to other secretory pathways. Gene 121:47-54.

26. Efremova Т., Ender N., Brudnaja M., Komissarchik Y., Khaitlina S. 2001. Specific invasion of transformed cells by Escherichia coli A2 strain. Cell Biol. Int. 25:557-561.

27. Elkington P.T., O'Kane C.M., Friedland J.S., 2005. The paradox of matrix metalloproteinases in infectious disease. Clin. Exp. Immunol. 142:12-20.

28. Elzinga M., Collins J.H., Kuehl W.M., Adelstein R.S. 1973. Complete amino-acid sequence of actin of rabbit skeletal muscle. Proc. Natl. Acad. Sci. 70:2687-2691.

29. Ergin A., Biissow K., Sieper J., Thiel A., Duchmann R., Adam Т., 2007. Homologous high-throughput expression and purification of highly conserved E coli proteins. FEBS Lett. 242:211-4.

30. Foisner R. 1997. Dynamic organisation of intermediate filaments and associated proteins during the cell cycle. Bioessays. 19(4):297-305.

31. Fontana A. 1988. Structure and stability of thermophilic enzymes. Studies on thermolysin. Biophys. Chem. 29:181-193.

32. Galloway C.S., Wang P., Winstanley D., Jones I.M., 2005. Comparison of the bacterial Enhancin-like proteins from Yersinia and Bacillus spp. with a baculovirus Enhancin. J. Invertebr. Pathol. 90:134-7.

33. Gambello M.J., Kaye S., Iglewski B.H. 1993. LasR of Pseudomonas aeruginosa is a transcriptional activator of the alkaline protease gene (apr) and an enhancer of exotoxin A expression. Infect. Immun. 61:1180-1184.

34. Giles N.M., Watts A.B., Giles G.I., Fry F.H., Littlechild J.A., Jacob C. 2000. Metal and redox modulation of cysteine protein function. Chem. Biol. 10:3677-1093.

35. Gillor O, Kirkup B.C., Riley M.A., 2004. Colicins and microcins: the next generation antimicrobials. Adv. Appl. Microbiol. 54:129-46.

36. Goldberg M.B. 2001. Actin-based motility of intracellular microbial pathogens. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 65:595-626.

37. Gouin S.G., Pilgrim W., Porter R.K., Murphy P.V. 2005. Synthesis of a glycolipid for studying mechanisms of mitochondrial uncoupling proteins. Carbohydr. Res. 340:15471552.

38. Goulet В., Nepveu A. 2004. Complete and limited proteolysis in cell cycle progression. Cell Cycle. 3:986-989.

39. Heiburger N., 1974. Bayer-Symposium V. Proteinase Ingibitors, eds. Fritz, H. Tschesche H., Greese L.J., Truescheit E. (Springer-Verlag, New York) pp 14-22.

40. Hertle R., Sehwarz H. 2004. Serratia marcescens internalization and replication in human bladder epithelial cells. BMC. Infect. Dis. 4:16.

41. Herwald H., Collin M., Muller-Esterl W., Bjorck L. 1996. Streptococcal cysteine proteinase releases kinins: a virulence mechanism. J. Exp. Med. 184:665-673.

42. Higaki J. N., Fletterick R. J., Craik C. S., 1992. Engineered metalloregulation in enzymes. Trends. Biochem. Sci. 17:100-104.

43. Holmes M. A., Matthews B. W., 1982. Structure of thermolysin refined at 1.6 A resolution. J. Mol. Biol. 160:623-639.

44. Hueck C.J. 1998. Type III protein secretion systems in bacterial pathogens of animals and plants. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 62:379-433.

45. Ireton K., Cossart P. 1998. Interaction of invasive bacteria with host signalingpathways. Curr. Opin. Cell. Biol. 10:276-283. 57.1sberg R.R., Barnes P. 2001. Subversion of integrins by enteropathogenic Yersinia. J. Cell Sci. 114:21-28.

46. Jacobson G.R., Rosenbusch J.P. 1976. ATP binding to a protease-resistant core of actin. Proc. Natl. Acad. Sci. 73:2742-2746.

47. Janmey P.A., Chaponnier C. 1995. Medical aspects of the actin cytoskeleton. Curr. Opin. Cell. Biol. 7:111-117.

48. Jany K.D., Mayer В., 1985. Proteinase К from Tritirachium album limber. I. Molecular mass and sequence around the active site serine residue. Biol. Chem. Hoppe. Seyler. 366:485-92.

49. Ji G., Beavis R.C., Novick R.P. 1995. Cell density control of staphylococcal virulence mediated by an octapeptide pheromone. Proc. Natl. Acad. Sci. 92:12055-12059.

50. Jongeneel С. V., Bouvier J., Bairoch A. 1989. A unique signature identifies a family of zinc-dependent metallopeptidases. FEBS Lett. 242:211-214.

51. Kagawa T.F., O'Toole P.W., Cooney J.C. 2005. SpeB-Spi: a novel protease inhibitor pair from Streptococcus pyogenes. Mol. Microbiol. 57:650-666.

52. Karakiulakis G., Papadimitriu E., Missirlis E., Maragoudakis M. E. 1991. Effect of divalent metal ions on collagenase from Clostridium histolyticum. Biochem. Int. 24:397404.

53. Kenny J., 1993.Endopeptidase-24.ll: putative substrates and possible roles. Biochem. Soc. Trans. 3:663-668.

54. Khaitlina S., Hinssen H. 1997. Conformational changes in actin induced by its interaction with gelsolin. Biophys. J. 73:929-37.

55. Khaitlina S.Y., Moraczewska J., Strzelecka-Goiaszewska H. 1993. The actin/actin interactions involving the N-terminus of the DNase-I-binding loop are crucial for stabilization of the actin filament. Eur. J. Biochem. 218:911-920.

56. Khaitlina S.Y., Strzelecka-Goiaszewska H. 2002. Role of the DNase-I-binding loop in dynamic properties of actin filament. Biophys. J. 82:321-34.

57. Khaitlina S.Yu. 1986. Polymerization of beta-like actin from scallop adductor muscle. FEBS Lett. 198:221-224.

58. Khaitlina S.Yu. Polymerization of beta-like actin from scallop adductor muscle. FEBS Lett. 1988. 198:221-224.

59. Khaitlina S.Yu., Collins J.H., Kuznetsova I.M., Pershina V.P., Synakevich I.G., Turoverov K.K., Usmanova A.M., 1991. Physico-chemical properties of actin cleaved with bacterial protease from E.coli A2 strain. Biochim. Biophys. Acta. 279: 49-51

60. Khan A.R., James M.N. 1998. Molecular mechanisms for the conversion of zymogens to active proteolytic enzymes. Protein Sci. 7:815-836.

61. Kubori Т., Galan J.E. 2003. Temporal regulations of salmonella virulence effector function by proteasome-dependent protein degradation. Cell. 115:333-342.

62. Kumaran S., Datta D., Roy R.P. 1997. ConformationalIy driven protease-catalyzed splicing of peptide segments: V8 protease-mediated synthesis of fragments derived from thermolysin and ribonuclease A. Protein Sci. 6:2233-2241.

63. Laemmli U.K. 1970. Cleavage of the structural proteins during the assembly of the head of bacteriophag T4. Nature. 227: 680-685.

64. Lecuit M., Hurme R., Pizarro-Cerda J., Ohayon H., Geiger В., Cossart P. 2000. A role for alpha-and beta-catenins in bacterial uptake. Proc. Natl. Acad. Sci. 97:10008-10013.

65. Lin X., Tang J., 1990. Purification, characterization, and gene cloning of thermopsin, a thermostable acid protease from Sulfolobus acidocaldarius. J. Biol. Chem. 265:1490-5.

66. Lindsay J., Foster S. 1999. Interactive regulatory pathways control virulence determinant production and stability in response to the environment in Staphylococcus aureus. Mol. Gen. Genet. 262:323-331.

67. Lowther W.T., Matthews B.W. 2000. Structure and function of the methionine aminopeptidases. Biochim. Biophys. Acta. 1477:157-167.

68. MacArthur M.W., Driscoll P.C., Thornton J.M. 1994. NMR and crystallography-complementary approaches to structure determination. Trends Biotechnol. 12:149-53.

69. MacfarIane G. Т., Macdarlane S. 1992. Physiological and nutritional factors affecting synthesis of extracellular metalloproteases by Clostridium bifermentans NCTC 2914. Appl. Environ. Microbiol. 58:1195-1200.

70. Maeda S., Molla Т., Oda A., Katsuki T. 1987. Internalization of serratial protease into cells as an enzyme-inhibitor complex with a2-macroglobulin and regeneration of protease activity and cytotoxicity. J. Biol. Chem. 262:10946-10950.

71. Massimi I., Park E., Rice K., Muller-Esterl W., Sauder D., McGavin M.J. 2002. Identification of a novel maturation mechanism and restricted substrate specificity for the SspB cysteine protease of Staphylococcus aureus. J. Biol. Chem. 277: 41770-41777.

72. Matsumoto K. 2004. Role of bacterial proteases in pseudomonal and serratial keratitis. Biol. Chem. 385:1007-1016.

73. Matveyev V.V., Usmanova A.M., Morozova A.V., Collins J.H., Khaitlina S.Y. 1996. Purification and characterization of the proteinase ECP 32 from Escherichia coli A2 strain. Biochim. Biophys. Acta. 1296:55-62.

74. McGee K., Holmfeldt P., Fallman M. 2003. Microtubule-dependent regulation of Rho GTPases during internalisation of Yersinia pseudotuberculosis. FEBS Lett. 533:35-41.

75. McKerrow J. H. 1987. Human fibroblast collagenase contains an amino acid sequence homologous to the zinc-binding site of Serratia protease. J. Biol. Chem. 262:5943.

76. Menard R., Sansonetti P.J., Parsot C. 1993. Nonpolar mutagenesis of the ipa genes defines IpaB, IpaC, and IpaD as effectors of Shigella flexneri entry into epithelial cells. J. Bacteriol. 175:5899-906.

77. Miyoshi S., Shinoda S. 2000. Microbal metalloproteases and pathogenesis. Microbes. Infect. 2: 91-98.

78. Miyoshi S., Wakae H., Tomochika K., Shinoda, S. 1997. Functional domains of a zinc metalloprotease from Vibrio vulnificus. Infect. Immun. 179:7606-7609.

79. Mizusawa S., Gottesman S. 1983. Protein degradation in Escherichia coli: the Ion gene controls the stability of sulA protein. Proc. Natl. Acad. Sci. 80:358-62.

80. Molla A., Tanase S., Hong Y.M., Maeda H. 1989. Interdomain cleavage of plasma fibronectin by zinc-metalloproteinase from Serratia marcescens. Biochim. Biophys. Acta. 955:77-85.

81. Mornet D., Ue K. 1984. Proteolysis and structure of skeletal muscle actin. Proc. Natl. Acad. Sci. 81:3680-3684.

82. Mosher D.F. 1995. Organization of the provisional fibronectin matrix: control by products of blood coagulation. Thromb. Haemost. 74:529-533.

83. Nakai Т., Yamauchi D., Kubota K., 2005. Enhancement of linear gramicidin expression from Bacillus brevis ATCC 8185 by casein peptide. Biosci. Biotechnol. Biochem. 69:700-4.

84. Neurath H. 1986. The versatility of proteolytic enzymes. J. Cell Biochem. 32:35-49.

85. Neurath H., 1989. Proteolytic processing and physiological regulation. Trends Biochem. Sci. 14:268-71.

86. Niemann H. 1991. Molecular biology of clostridial neurotoxins, p. 303-348. In J. E. Alouf and J. H. Freer (ed.), A source book of bacterial protein toxins. Academic Press Ltd., London.

87. Novick R.P., Projan S.J., Kumar C.C., Carleton S., Gruss A., Highlander S.K., Kornblum J. 1985. Replication control for pT181, an indirectly regulated plasmid. Basic Life Sci. 30:299-320.

88. Nyberg P., Rasmussen M., Bjorck L. 2004. a2-macroglobulin-proteinase complexes protect Streptococcus pyogenes from killing by the antimicrobal peptide LL-37. J. Biol. Chem. 279:52820-52823.

89. Parsot C., Hamiaux C., Page A.L. 2003. The various and varying roles of specific chaperones in type III secretion systems. Curr Opin Microbiol. 6:7-14.

90. Passador L., Cook J.M., Gambello M.J., Rust L., Iglewski B.H. 1993. Expression of Pseudomonas aeruginosa virulence genes requires cell-to-cell communication. Science 260:1127-1130.

91. Pessi A., Bianchi E., Crameri A., Venturini S., Tramontano A., Sollazzo M., 1993. A designed metal-binding protein with a novel fold. Nature 362:367-369.

92. Potempa J., Golonka E., Filipek R., Shaw L.N. 2005. Fighting an enemy within: cytoplasmic inhibitors of bacterial cysteine proteases. Mol. Microbiol. 57:605-610.

93. Potempa J., Pike R.N., 2005. Bacterial peptidases Consents in Bacterial Virulence (Russell, W., Herward, H. Eds.) Contrib. Microbiol. 12:132-180.

94. Potempa J., Porwit-Bobr Z., Travis J. 1989. Stabilization vs. degradation of Staphylococcus aureus metalloproteinase. Biochim. Biophys. Acta. 993:301-304.

95. Rasmussen M., Bjorck L. 2002. Proteolysis and its regulation at the surface of Streptococcus pyogenes. Mol. Microbiol. 43:537-544.

96. Reed S.B., Wesson C.A., Liou L.E., Trumble W.R., Schlievert P.M., Bohach G.A., Bayles K.W., 2001. Molecular characterization of a novel Staphylococcus aureus serine protease operon. Infect. Immun. 69:1521-7.

97. Rice K., Peralta R., Bast D., De Azavedo J., McGavin M.J. 2001. Description of staphylococcus serine protease (ssp) operon in Staphylococcus aureus and nonpolar inactivation of sspA-encoded serine protease. Infect. Immun. 69:159-169.

98. Richards F.M., Vithayathil P.J. 1959. The preparation of subtilisn-modified ribonuclease and the separation of the peptide and protein components. J. Biol. Chem. 234:1459-65.

99. Rosenshine I., Finlay B.B. 1993. Salmonella's deceiving signals. J. Pediatr. Gastroenterol. Nutrl. 7:453-454.

100. Sabat A., Kosowska K., Poulsen K., Kasprowicz A., Sekowska A., Van der Burg В., Travis J., Potempa J. 2000. Two allelic forms of the aureolysin gene (aur) within Staphylococcus aureus. Infect. Immun. 68:973-976.

101. Sambrook J., Fritch E.F., Maniatis T. 1989. Molecular cloning: A laboratory Manual, second ed. Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor NY.

102. Sansonetti P. 2001. Phagocytosis of bacterial pathogens: implications in the host response. Semin. Immunol. 13:381-90.

103. Schiavo G., Poulain В., Rossetto 0., Benfenati F., Tauc L., Montecucco C. 1992. Tetanus toxin is a zinc protein and its inhibition of neurotransmitter release and protease activity depend on zinc. EMBO J. 11:3577-3583.

104. Schimke R.T., Doyle D., 1970. Control of enzyme levels in animal tissues Anuu. Rev. Biochem 39. 929-976.

105. Schuch R, Maurelli A.T. 1997. Virulence plasmid instability in Shigella flexneri 2a is induced by virulence gene expression. Infect. Immun. 65:3686-3692.

106. Shaw L., Golonka E., Potempa J., Foster S.J. 2004. The role and regulation of the extracellular proteases of Staphylococcus aureus. Microbiology 150:217-228.

107. Sottrup-Jensen L., Sand O., Kristensen L., Fey G.FI. 1989. The a-macroglobulin bait region. Sequence diversity and localization of cleavage sites for proteinases in five mammalian a-macroglobulins. J. Biol. Chem. 264:15781-15789.

108. Spiess C., Beil A., Ehrmann M. 1999. A temperature-dependent switch from chaperon to protease in widely conserved heat shock protein. Cell 97:339-347.

109. Spudich J.A., Pardee J.D., Simpson P.A., Yamamoto K., Kuczmarski E.R., Slryer L. 1982. Actin and myosin: control of filament assembly. B. Biol. Sci. 299:247-261.

110. Stark W., Pauptit R. A., Wilson K. S., Jansonius J. N. 1992. The structure of neutral protease from Bacillus cereus at 0.2-nm resolution. Eur. J. Biochem. 207:781-791.

111. Starkey P.M., Barrett A.J. 1973. Inhibition by a-macroglobulin and other serum proteins. Biochem. J. 131:823-831.

112. Steiner D.F., Kemmler W., Tager H.S., Rubenstein A.H., Lernmark A., Zuhlke H. 1975. Proteases and Biological Control, edc. Reich E., Rifkin D.B., Shaw (Cold Spring Harbor aboratory, Cold Spring Harbor, N.Y.) 12: 683-706.

113. Strzelecka-Golaszewska H., Mossakowska Mi, Wozniak A., Moraczewska J., Nakayama H. 1993. Long-range conformational effects of proteolytic removal of the last three residues of actin. Biochem. J. 307:527-534.

114. Sun Q.Y, Schatten H. 2006. Regulation of dynamic events by microfilaments during oocyte maturation and fertilization.» Reproduction: 131:193-205.

115. Svendsen I, Jensen B.R., Ottesen M., 1989. Complete amino acid sequence of alpha-acetolactate decarboxylase from Bacillus brevis. Carlsberg Res Commun. 54:157-63.

116. Szabova L., Yamada S.S., Birkedal-Hansen H., Holmbeck K. 2005. Expression pattern of four membrane-type matrix metalloproteinases in the normal and diseased mouse mammary gland. J. Cell. Physiol. 205:123-32.

117. Takahashi'M., Tezuka Т., Katunuma N., 1994. Inhibition-of growth and cysteine proteinase activity of Staphylococcus aureus V8 by phosphorylated cystatin alpha in skin cornified envelope: FEBS Lett. 355:275-8.

118. Takeuchi S., Kinoshita Т., Kaidoh Т., Hashizume N. 1999. Purification and characterization of protease produced by Staphylococcus aureus isolated , from a diseased chcken. Vet. Microbiol. 67:195-202.

119. Takeuchi S., Matsunaga K., Inubushi S., Higuchi H., Imaizumi K., Kaidoh T. 2002. Structural gene and. strain specificity of a novel cysteine protease produced by Staphylococcus aureus isolated from a diseased chicken. Vet. Microbiol. 89: 201-210.

120. Teplyakov A.V., Kuranova I.P., Harutyunyan E.H., Vainshtein BtK., Frommel C., Hohne W.E., Wilson K.S., 1990. Crystal structure of thermitase at* 1.4 A resolution. J. Mol. Biol. 214:261-79.

121. Thayer M. M., Flaherty К. M., McKay D. В. 1991. Three-dimensional structure of the elastase of Pseudomonas aeruginosa at 1.5-A resolution. J. Biol. Chem. 266:28642871.

122. Theriot J.A. 1995. The cell biology of infection by intracellular bacterial pathogens. Annu. Rev. Cell. Biol. 11:213-239.

123. Tsujibo H., Miyamoto K., Hasegawa Т., Inamori Y., 1990. Purification and characterization* of two types of alkaline serine proteases produced by an alkalophilic actinomycete. J. Appl. Bacterid. 69:520-9.

124. Tuteja R. 2005. Type I signal1 peptidase: an overview. Arch. Biochem. Biophys. 44:107-111.

125. Vallee B. L., Auld D. S., 1990. Zinc coordination, function, and structure of zinc enzymes and other proteins. Biochemistry 29:5647-5659.

126. Van Wart H.E., Birkedal-Hansen H. 1990. The cysteine switch: a principle of regulation of metalloproteinase activity with potential applicability to the entire matrix metalloproteinase gene family. Proc. Natl. Acad. Sci. 87:5578-5582.

127. Vargaftig B.B., Lefort J., Giroux E.L. 1976. Haemorrhagic and inflammatory properties of collagenase from C. histolyticum. Agents Actions. 6(5):627-35.

128. Velge P, Kaeffer B, Bottreau E, Van Langendonck N. 1995. The loss of contact inhibition and anchorage-dependent growth are key steps in the acquisition of Listeria monocytogenes susceptibility phenotype by non-phagocytic cells. Biol. Cell. 85:55-66.

129. Velge P., Bottreau E., Kaeffer В., Yurdusev N., Pardon P., Van Langendonck N. 1994. Protein tyrosine kinase inhibitors block the entries of Listeria monocytogenes and Listeria ivanovii into epithelial cells. Microb. Pathog. 17:37-50.

130. Verma R.P., Hansch C. 2007. Matrix metalloproteinases (MMPs): chemical-biological functions and (Q) SARs. Bioorg. Med. Chem. 15:2223-68.

131. Wang C.C., Tsou C.L. 1998. Enzymes as chaperones and chaperones as enzymes. FEBSLett. 425:382-4.

132. Wasylewski Z., Stryjewski W., Wasniowska A., Potempa J., Baran K. 1986. Effect of calcium binding on conformational changes of staphylococcal metalloproteinase measured by means of intrinsic protein fluorescence. Biochim. Biophys. Acta. 871:177181.

133. Wladyka В., Puzia K., Dubin A. 2005. Efficient co-expression of a recombinant staphopain A and its inhibitor staphostatin A in Escherichia coli. Biochem. J. 385:181187.

134. Yamaguchi Т., Hayashi Т., Takami H., Nakasone K., Ohnishi M., Nakayama K., Yamada S., Komatsuzawa H., Sugai M. 2000. Phage conversion of exfoliative toxin A production in Staphylococcus aureus. Mol. Microbiol. 38: 694-705.

135. Zhou D., Mooseker M.S., Galan J.E. 1999. An invasion-associated Salmonella protein modulates the actin-bundling activity of plastin. Proc. Natl. Acad. Sci. 96:1017610181.

136. Zhu X., Ohta Y., Jordan F., Inouye M. 1989. Pro-sequence of subtilisin can guide the refolding of denatured subtilisin in an intermolecular process. Nature 339:483-484.

137. Ефремова Т.Н., Эндер Н.А., Брудная М.С., Комиссарчик Я.Ю., Хайтлина С.Ю. 1998. Инвазия Escherichia coli А2 вызывает реорганизация актиновых микрофиламентов в клетках Нер-2. Цитология 40:524-8.

138. Мантуленко В.В., Хайтлина С.Ю., Шелудько Н.С.1983. Большой фрагмент актина, устойчивый к дальнейшему протеолизу. Биохимия 48:69-74.

139. Миргородская Е.П., Казанина Г.А., Миргородская О.А., Хайтлина С.Ю. 1995. Протеаза ЕСР32, характеристика фермента, изучение специфичности. Биоорг. Хим. 21(10):761-766.

140. Усманова, Хайтлина, 1989 Протеаза бактерий Е. coli А2, специфически расщепляющая актин. Биохимия. 54:1308-1314.

141. Федорова З.Ф. 1982. L-трансформирующий эффект фуразолидона на клетки Shigella flexneri. Антибиотики. 27:527-530.

142. Федорова З.Ф., Хайтлина С.Ю., 1990. Обнаружение протеазы, спцифически расщепляющей актин у ревертантах L-форм Shigella flexneri. Бюлл. Эксп. Мед. 110:46-8.