Бактерии рода Geobacillus из высокотемпературных заводняемых нефтяных пластов и гены биодеградации h-алканов (alkB) тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.03, кандидат биологических наук Михайлова, Екатерина Михайловна
Михайлова, Екатерина Михайловна
кандидат биологических наук
2012
- Специальность ВАК РФ03.02.03
- Количество страниц 144
Оглавление диссертации кандидат биологических наук Михайлова, Екатерина Михайловна
СОДЕРЖАНИЕ
Стр.
1 ВВЕДЕНИЕ
2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
2.1. Распространение, видовое разнообразие и геохимическая деятельность микроорганизмов в месторождениях нефти с температурой выше 50°С
2.1.1 Характеристика нефтяных пластов как среды обитания микроорганизмов
2.1.2 Распространение и геохимическая деятельность микроорганизмов в нефтяных пластах
2.1.3 Метаболическое разнообразие прокариот в нефтяных пластах с температурой выше 50°С
2.2. Использование молекулярно-биологических методов для выявления биоразнообразия микроорганизмов нефтяных пластов
2.3. Деградация углеводородов прокариотами
2.4. Гены ферментативной системы биодеградации н-алканов у аэробных бактерий
2.5. Заключение по обзору литературы
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
3 ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
3.1 Характеристика нефтяного месторождения Даган
3.2 Отбор проб. Микроорганизмы, использованные в работе
3.3 Состав питательных сред; условия культивирования и учёта микроорганизмов
3.4 Микроскопические методы
3.5 Аналитические методы
3.6 Методы оценки интенсивности анаэробных микробных процессов в пластовых водах
3.7 Изотопный состав углерода нефти и растворенных карбонатов
3.8 Анализ клеточных жирных кислот
3.9 Молекулярно-биологические методы
3.10. Статистическая оценка достаточности размера библиотеки клонов
4 РЕЗУЛЬТАТЫ
4.1 Распространение микроорганизмов в высокотемпературных горизонтах нефтяного месторождения Даган
4.2 Фенотипические, генотипические и метаболические характеристики аэробных термофильных бактерий из нефтяных пластов
4.3 Использование н-алканов бактериями рода Geobacillus
4.4 Гены ферментативной системы биодеградации н-алканов у бактерий рода Geobacillus и первичная структура генов алкан-гидроксилаз
4.5 Разнообразие генов 16S рРНК и alkB в библиотеках клонов, созданных на основе ДНК и РНК, выделенных из пластовой воды призабойной зоны нагнетательной скважины в период биотехнологического воздействия
4.5.1 Разнообразие генов 16S рРНК представителей домена Archaea в ДНК-библиотеке клонов
4.5.2 Разнообразие генов 16S рРНК представителей домена Bacteria в ДНК-библиотеке клонов
4.5.3 Разнообразие филотипов бактерий в РНК-библиотеке клонов генов 16S рРНК
4.5.4 Детекция генов alkB в ДНК-библиотеке клонов
4.5.5. Статистический анализ библиотек клонов генов 16S рРНК пластовой воды из нагнетательной скважины
5 ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ
6 ВЫВОДЫ
7 СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
Рекомендованный список диссертаций по специальности «Микробиология», 03.02.03 шифр ВАК
Физиология и экология аэробных органотрофных бактерий нефтяных пластов2004 год, кандидат биологических наук Григорьян, Александр Алексеевич
Рибосомные и кодирующие белки гены (gyrB, alkB и parE) бактерий рода Geobacillus и использование их в таксономии и экологии2014 год, кандидат наук Коршунова, Алена Викторовна
Рибосомные и кодирующие белок (gyrB, alkB и parE) гены бактерий рода Geobacillus и использование их в таксономии и экологии2014 год, кандидат наук Коршунова Алена Викторовна
Филогенетическое разнообразие и активность микроорганизмов высокотемпературных нефтяных пластов2007 год, кандидат биологических наук Шестакова, Наталья Михайловна
Таксономия и метаболизм новых термофильных и галофильной сульфатвосстанавливающих бактерий, выделенных из месторождений углеводородов2006 год, кандидат биологических наук Белякова, Елена Владимировна
Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Бактерии рода Geobacillus из высокотемпературных заводняемых нефтяных пластов и гены биодеградации h-алканов (alkB)»
1. ВВЕДЕНИЕ
Первые работы, посвященные микроорганизмам из нефтяных пластов, относятся к началу XX века. С тех пор интерес к микрофлоре нефтяных месторождений не ослабевает. Выделены анаэробные микроорганизмы, относящиеся к различным метаболическим группам: восстанавливающие сульфат, тиосульфат, сульфит, элементную серу, Fe(III); бродильные бактерии, ацетогены и метаногены (Розанова, Кузнецов, 1974; Назина, Беляев, 2004; Magot, 2005). Установлено присутствие аэробных бактерий в пластовых водах нефтяных месторождений (Nazina et al., 2001; Нао et al., 2004a, Wang et al., 2006). Вероятнее всего, эти микроорганизмы проникают в пласт с буровым раствором при разработке месторождения и с нагнетаемой водой при его заводнении. В призабойной зоне нагнетательных скважин присутствует кислород в количестве, достаточном для роста аэробных микроорганизмов. Особый интерес представляют аэробные углеводород-окисляющие бактерии, которые служат первичным звеном в трофической цепи аэробно-анаэробного сообщества заводняемого нефтяного пласта, и оказывают влияние на развитие всего сообщества в целом (Назина и соавт., 2003).
Из пластовых вод выделен ряд мезофильных углеводородокисляющих бактерий. Термофильным аэробным бактериям посвящено немного работ. Выделенные из нефтяных пластов микроорганизмы относятся к родам Bacillus, Geobacillus, Thermoactinomyces, Thermus (Назина и соавт., 2000; Yakimov et al., 1997; Nazina et al., 2001; Hao et al., 2004a, b). Изучение углеводородокисляющих бактерий актуально для решения фундаментальных и прикладных задач. При окислении углеводородов бактерии вырабатывают поверхностно-активные вещества, которые существенно изменяют реологические свойства нефти и могут использоваться в технологиях повышения нефтеотдачи. Стимуляция углеводородокисляющих микроорганизмов в пласте также способствует повышению нефтеизвлечения.
В природе наиболее деградированные залежи нефти обнаруживаются при температуре до 80°С (Head et al., 2003). Однако до сих пор неизвестны микроорганизмы, осуществляющие биодеградацию нефти при столь высокой температуре. Имеется обширная информация о структуре и работе alk генов, кодирующих ферменты, ответственные за окисление н-алканов у мезофильных бактерий, тогда как сведений о генетических аспектах биодеградации углеводородов термофильными прокариотами практически нет. К началу настоящей работы в Генбанке было лишь два небольших фрагмента последовательностей alkB генов, кодирующих алкан-монооксигеназу, термофильных бактерий рода Geobacillus.
Для изучения разнообразия микробных сообществ нефтяных пластов сравнительно недавно начали применять методы молекулярной экологии, основанные на анализе генов 16S рРНК, выявленных во фракции ДНК, выделенной из пластовой воды. Подобные
исследования проведены на высокотемпературных нефтяных месторождениях Калифорнии (Orphan et al, 2000, 2003), Западной Сибири (Bonch-Osmolovskaya et al., 2003), Китая (Назина и соавт., 2006; Li et al., 2006; Shestakova et al., 2010), Норвегии (Kaster et al., 2009) и др. Использование методов гибридизации ДНК с олигонуклеотидными зондами, различных видов ПЦР позволяет выявить филогенетическое разнообразие присутствующих микроорганизмов, но не позволяет оценить степень их активности в пласте.
Известно, что в активно растущей клетке существенно возрастает количество рибосом, поэтому анализ рРНК позволяет выявить метаболически активные компоненты сообщества (Poulsen et al., 1993; Wawer et al., 1997). Данный подход для изучения микробных сообществ нефтяных пластов до сих пор не применялся.
Термофильные бактерии рода Geobacillus неоднократно выделяли из нефтяных пластов, тогда как об их обнаружении молекулярными методами имеется лишь одно сообщение (Bonch-Osmolovskaya et al., 2003). В связи с вышесказанным, представляется актуальным изучение распространения аэробных термофильных бактерий в нефтяных пластах микробиологическими и молекулярно-биологическими методами путем создания библиотек клонов генов 16S рРНК и 16S крДНК (комплементарной 16S рРНК) на основе тотальных ДНК и РНК, выделенных из пластовой воды, выяснение роли геобацилл в биотрансформации нефти и генетических аспектов этого процесса.
Цель и задачи исследования. Целью настоящей работы было выяснение разнообразия микроорганизмов высокотемпературных нефтяных пластов (на примере нефтяного месторождения Даган) и выявление метаболически активных прокариот, выделение аэробных термофильных углеводородокисляющих бактерий и поиск генов ферментативной системы окисления н-алканов у представителей рода Geobacillus и в подземном микробном сообществе.
Для достижения цели было необходимо решить следующие задачи.
1. Определить численность и распространение микроорганизмов основных метаболических групп в пластовых водах месторождения Даган.
2. Выделить доминирующие термофильные углеводородокисляющие бактерии, определить их таксономическое положение и метаболические свойства, способствующие распространению и деятельности в нефтяных пластах. Исследовать рост выделенных штаммов на углеводородах нефти и индивидуальных н-алканах.
3. Осуществить поиск генов ферментативной системы биодеградации н-алканов у бактерий рода Geobacillus.
4. Определить филогенетическое разнообразие прокариот и выявить метаболически активные группы путем создания библиотек клонов генов 16S рРНК и alkB и 16S крДНК
(комплементарной 16Б рРНК) на основе тотальных ДНК и РНК, выделенных из пластовой воды прнзабойной зоны нагнетательной скважины в период биотехнологического воздействия.
Научная новизна работы. Впервые для анализа микробного сообщества нефтяного
пласта применен комплексный подход, сочетающий микробиологические и радиоизотопные
методы с молекулярно-экологическим методом, основанным на анализе генов 168 рРНК и
а1кВ в библиотеках клонов, созданных на основе ДНК и РНК, выделенных из пластовой
воды. Показано, что аэробные спорообразующие бактерии рода ОеоЬасШш доминируют в
посевах наибольших разведений пластовой воды на среды с н-алканами и сырой нефтью, что
подтверждается выделением чистых культур (О. зиЫеггапеш, О. &1еаю1кегторШ1ш) и
доминированием генов 16Б рРНК геобацилл в ДНК-библиотеке клонов микробного
сообщества пластовой воды. Выделенные и коллекционные штаммы геобацилл окисляют н-
алканы нефти с длиной цепи С12-С29-31 при температуре инкубации от 45 до 70-75°С. При
исследовании 11 штаммов, принадлежащих к разным видам рода ОеоЬасШш, впервые
обнаружено 8 различных гомологов гена а1кВ {а1кВ-%ео1 - а1кВ^ео8), кодирующего фермент
алкан-монооксигеназу. В геноме каждого штамма геобацилл присутствовало от 3-х до 6-и
гомологов гена а1кВ, из которых только а1кВ-%ео1 и а1кВ^ео4 были универсальны для всех
штаммов. Последовательности alkB-geol - а1кВ^еоб гомологов геобацилл имеют 87.7-99.2%
сходства с генами а1кВ бактерий рода Шойососсш, что позволяет использовать эти гены для
детекции геобацилл в природном местообитании только совместно с анализом генов 168
рРНК. Впервые выявлено доминирование последовательностей геобацилл в библиотеках
клонов генов 168 рРНК и а1кВ, созданных на основе ДНК из пластовой воды призабойной
зоны нагнетательной скважины высокотемпературного нефтяного пласта. Биодеградация
нефти в пласте сопровождается увеличением содержания растворенных минеральных
12
карбонатов, обогащенных изотопом С, и летучих кислот в пластовой воде. Выявлены последовательности 168 рРНК мезофильных и термофильных аэробных органотрофных и бродильных бактерий, а также микроорганизмов цикла серы, что свидетельствует о метаболической активности этих микроорганизмов в нефтяном пласте.
Научно-практическая значимость работы. Выделенные бактерии рода ОеоЬасШш могут использоваться в биотехнологиях очистки от нефти при высокой температуре, а также в биотехнологиях повышения нефтеизвлечения для интродукции в высокотемпературные нефтяные пласты. Метод анализа ДНК- и РНК-библиотек клонов генов 168 рРНК и 168 крДНК микроорганизмов пластовой воды, позволяющий полнее охарактеризовать микробное сообщество и выявить метаболически активные микроорганизмы, может быть рекомендован для выбора участков пласта, пригодных для применения биотехнологии
повышения нефтеизвлечения, основанной на активации пластовой микрофлоры. Результаты изучения генов биодеградации н-алканов у термофильных прокариот и экологии микроорганизмов нефтяных пластов могут быть использованы при чтении лекций по микробиологии в высших учебных заведениях.
Исследования выполняли в 2002-2012 годах при поддержке РФФИ (гранты №№ 02-0439002, 05-04-39029 и 06-04-49128), Китайской национальной нефтяной компании (контракт DFT04-122-IM-18-20RU), Американского фонда гражданских исследований и развития (CRDF RBO-1364-MO и RBO-1364-M0-02) и Миннауки РФ (Ведущая научная школа академика РАНМ.В. Иванова, 2006-РИ-112.0/001/367 и НШ-1189.2012.4).
Материалы диссертации были представлены на 3-м Московском Международном конгрессе "Биотехнология: состояние и перспективы развития" (Москва, 2005), II и III Международной молодежной школе-конференции "Актуальные аспекты современной микробиологии" (Москва, 2006, 2007) и симпозиумах (International Symposium for Subsurface Microbiology) (Джексон-Холл, США, 2005; Шизуока, Япония, 2008).
Публикации. По теме диссертационной работы опубликовано 10 печатных работ, в том числе 5 статей и 5 тезисов.
Место проведения работы. Работа проводилась в Федеральном государственном бюджетном учреждении науки Институт микробиологии им. С.Н. Виноградского Российской академии наук (лаборатория нефтяной микробиологии) под руководством д.б.н. Т.Н. Назиной и в Федеральном государственном бюджетном учреждение науки Институт молекулярной биологии им. В.А. Энгельгардта Российской академии наук (ЦКП "Геном") под руководством к.б.н. А.Б. Полтарауса. В отдельных этапах работы принимали участие Н.М. Шестакова, B.C. Ивойлов и Д.Ш. Соколова. В полевых исследованиях на нефтяном месторождении участвовали Фенг Циньсян и Ни Фангтиан (Даганская нефтяная компания, КНР). Геносистематические работы проводили совместно с д.б.н. Т.П. Туровой, жирные кислоты клеточной стенки анализировали под руководством д.б.н. Г.А. Осипова.
Автор выражает искреннюю признательность научному руководителю д.б.н. Т.Н. Назиной, профессору, д.б.н. С.С. Беляеву, к.б.н. А.Б. Полтараусу и д.б.н. Т.П. Туровой за помощь при выполнении работы и обсуждении результатов. Автор благодарит всех коллег, друзей и свою семью за полезные советы и постоянную поддержку.
Объем и структура диссертации. Материалы диссертации изложены на 144 страницах машинописного текста и включают 17 рисунков и 19 таблиц. Диссертация состоит их разделов: "Введение", "Обзор литературы", "Экспериментальная часть", включающая главы "Объекты и методы исследования", "Результаты", "Обсуждение результатов", "Выводы" и "Список литературы", содержащий 54 отечественных и 215 зарубеж наименование.
СПИСОК ПУБЛИКАЦИЙ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ Экспериментальные статьи
1. Назина Т.Н., Соколова Д.Ш., Шестакова Н.М., Григорьян А.А., Михайлова Е.М., Бабич Т.Л., Лысенко A.M., Турова Т.П., Полтараус А.Б., Циньсян Фенг, Фангтиан Ни, Беляев С.С. Филогенетическое разнообразие аэробных органотрофных бактерий из высокотемпературного нефтяного месторождения Даган // Микробиология. 2005. Т. 74. № 3. С. 401-409.
2. Nazina, T.N., Sokolova, D.Sh., Grigoryan, A.A., Shestakova, N.M., Mikhailova, E.M., Poltaraus, A.B., Tourova, T.P., Lysenko, A.M., Osipov, G.A., Belyaev, S.S. 2005. Geobacillus jurassicus sp. nov., a new thermophilic bacterium isolated from a high-temperature petroleum reservoir, and the validation of the Geobacillus species // Syst. Appl. Microbiol. 28. 43-53.
3. Назина Т.Н., Шестакова H.M., Григорьян A.A., Михайлова Е.М., Турова Т.П., Полтараус А. Б., Циньсян Фен, Фангтиан Ни, С.С. Беляев. Филогенетическое разнообразие и активность анаэробных микроорганизмов высокотемпературных горизонтов нефтяного месторождения Даган (КНР) // Микробиология. 2006. Т. 75. № 1. С. 70-81.
4. Турова Т.П., Назина Т.Н., Михайлова Е.М., Родионова Т.А., Екимов А.Н., Машукова А.В., Полтараус А.Б. Гомологи alkB гена термофильных бактерий рода Geobacillus II Молекулярная биология. 2008. № 2. С. 247-257.
2 5
5. Назина Т.Н., Михайлова Е.М., Шестакова Н.М., Соколова Д.Ш., Ивойлов B.C., Коршунова А.В., Турова Т.П., Полтараус А.Б., Беляев С.С., Иванов М.В. Биодеградация нефти и гены alkB аэробных термофильных бактерий из нефтяных пластов. Труды Института микробиологии имени С.Н. Виноградского РАН. Вып. 16. Термофильные микроорганизмы. / Ин-т микробиологии им. С.Н. Виноградского РАН. Отв. редактор В.Ф. Гальченко. М.: МАКС Пресс, 2011.С.193-216.
Тезисы конференций
6. Михайлова Е.М., Соколова Д.Ш., Григорьян А.А., Гавура М.А., Павлова Н.К., Ивойлов B.C., Божонг My, Назина Т.Н. Биодеградация нефти и образование биосурфактантов термофильными аэробными бактериями. Материалы третьего московского международного конгресса "Биотехнология: состояние и перспективы развития". Москва, Россия, 14-18 марта 2005 г. ч. 2. с. 239.
7. Nazina T.N., Grigoryan А.А., Shestakova N.M., Sokolova D.S., Babich T.L., Mikhailova E.M., Feng Q., Ni F., Poltaraus А.В., Belyaev S.S., Ivanov M.V. From microbial ecology to the microbial enhancement of oil recovery (MEOR) of high-temperature petroleum reservoirs. 1. Characterization of a microbial community from the Dagang high-temperature oil field (P.R. China) by culture-based, radioisotopic and molecular methods. // Abstracts of the Joint International
Symposia for Subsurface Microbiology (ISSM 2005) and Environmental Biogeochemistry (ISEB XVII). P. 121. Jackson Hole, Wyoming, August 14-19, 2005. P. 121.
8. Михайлова E.M., Турова Т.П., Назина Т.Н., Родионова Т.А., Екимов А.Н., Машукова А.В., Полтараус А.Б. Гомологи алкан-гидроксилаз термофильных бактерий рода Geobacillus. Тезисы III Международной молодежной школы-конференции "Актуальные аспекты современной микробиологии", 22-23 ноября 2007 г., Москва: Макс-Пресс. С. 77-78.
9. Михайлова Е.М., Соколова Д.Ш., Ивойлов B.C., Назина Т.Н., Полтараус А.Б. Биодеградация нефти и гены биодеградации углеводородов у термофильных бактерий рода Geobacillus. Тезисы II Международной молодежной школы-конференции "Актуальные аспекты современной микробиологии" (1-3 ноября 2006 г., г. Москва). М.: Макс-Пресс. С. 98-99.
10. Mikhailova Е.М., Shestakova N.M., Rodionova Т.A., Mashukova A.V., Tourova Т.Р., Nazina T.N., Poltaraus A.B. Alkane hydroxylase homologues and its localization in thermophilic bacteria of the genus Geobacillus. In Abstract Book: 7th Int. Symp. for Subsurface Microbiology. Shizuoka, Japan, November 16-21, 2008. P. 172.
Похожие диссертационные работы по специальности «Микробиология», 03.02.03 шифр ВАК
Исследование процессов биодеградации вязких нефтей Монголии для создания методов увеличения нефтеотдачи и рекультивации нефтезагрязненных почв2010 год, кандидат химических наук Тумэндэмбэрэл Гэрэлмаа
Экология бактерий рода Rhodococcus из глубоководных битумных построек озера Байкал2011 год, кандидат биологических наук Лихошвай, Александр Викторович
Исследование микробных сообществ в районах естественных выходов нефти на озере Байкал2010 год, кандидат биологических наук Ломакина, Анна Владимировна
Влияние микробиологического воздействия на углеводородный состав нефтей при увеличении нефтеотдачи пластов нефтевытесняющими композициями с регулируемой щелочностью2008 год, кандидат химических наук Овсянникова, Варвара Сергеевна
Фотогетеротрофные пурпурные бактерии в почвах, загрязненных углеводородами2004 год, кандидат биологических наук Драчук, Сергей Владимирович
Заключение диссертации по теме «Микробиология», Михайлова, Екатерина Михайловна
6. выводы
1. Бактерии рода ОеоЬасШия являются наиболее многочисленной группой культивируемых аэробных термофильных прокариот в высокотемпературном заводняемом нефтяном пласте. Представители рода СеоЬасШия (С. stearothermophilus, О. яиЫеггапеиз, & thermoglucosidans, О. (оеЬИ), выделенные из пластов, приспособлены к среде обитания, используют широкий спектр органических субстратов и С10-С29-31 н-алканы нефти в интервале температуры от 45 до 65-75°С.
2. У бактерий рода ОеоЪасШш обнаружено 8 различных гомологов гена а1кВ (сйкВ-geol - а1кВ^ео8), кодирующего фермент алкан-монооксигеназу. Впервые у термофильных бактерий показано наличие 3-6 гомологов в геноме одного штамма. Последовательности шести а1кВ-го\юпогов геобацилл имеют 87.7-99.2% сходства с генами а1кВ бактерий рода Шюйососст, что позволяет использовать эти гены для детекции геобацилл в природном местообитании только совместно с анализом генов 168 рРНК.
3. Впервые выявлено доминирование последовательностей геобацилл в библиотеках клонов генов 168 рРНК и а1кВ, созданных на основе ДНК из пластовой воды призабойной зоны нагнетательной скважины высокотемпературного нефтяного пласта. Биодеградация нефти в пласте сопровождается увеличением содержания растворенных минеральных карбонатов, обогащенных изотопом 12С, и летучих кислот в пластовой воде.
4. Впервые на основе тотальных ДНК и РНК, выделенных из пластовой воды, выявлены последовательности гена 168 рРНК и 168 крДНК мезофильных и термофильных аэробных органотрофных и сероокисляющих бактерий, бродильных, сульфат-, серо- и железо-редуцирующих бактерий, что свидетельствует о метаболической активности этих микроорганизмов в нефтяном пласте.
5. Геохимическая активность микроорганизмов цикла серы в нефтяном пласте, изначально лишенном сульфатов, подтверждается появлением сульфатов в пластовой воде и регистрацией термофильных и мезофильных процессов сульфатредукции в призабойной зоне нагнетательных скважин. Термофильный метаногенез доминирует в зоне добывающих скважин нефтяного пласта.
Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Михайлова, Екатерина Михайловна, 2012 год
7. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1 Беляев С.С., Иванов М.В. Радиоизотопный метод определения интенсивности бактериального метанобразования. // Микробиология. 1975. Т. 44. С. 166-168.
2 Беляев С.С., Лауринавичус К.С., Образцова А.Я., Горлатов С.Н., Иванов М.В. Микробиологические процессы в призабойной зоне нагнетательных скважин нефтяных месторождений//Микробиология. 1982. Т. 51. С. 997-1001.
3 Беляев С.С., Розанова Е.П., Борзенков И.А., Чарахчьян И.А., Миллер Ю.М., Соколов М.Ю., Иванов М.В. Особенности микробиологических процессов в заводняемом нефтяном месторождении Среднего Приобья. // Микробиология. 1990 а. Т. 59. № .6. С. 1075-1081.
4 Беляев С.С., Борзенков И.А., Милехина Е.И., Чарахчьян И.А., Иванов М.В. Развитие микробиологических процессов в разрабатываемых пластах Ромашкинского нефтяного месторождения. // Микробиология. 1990 б. Т. 59. С. 1119-1125.
5 Беляев С.С., Борзенков И.А., Назина Т.Н., Розанова Е.П., Глумов И.Ф., Ибатуллин P.P., Иванов М.В. Использование микроорганизмов в биотехнологии повышения нефтеизвлечения // Микробиология. 2004. Т. 73. № 5. С. 687-697.
6 Борзенков И.А., Теличенко М.М., Милехина Е.И., Беляев С.С., Иванов М.В. Метанокисляющие бактерии и их активность в пластовых водах нефтяных месторождений Татарской АССР. // Микробиология. 1991. Т. 60. № 3. С. 558-564.
7 Борзенков И.А., Беляев С.С., Миллер Ю.М., Давыдова И.А., Иванов М.В. Метаногенез в высокоминерализованных пластовых водах Бондюжского нефтяного месторождения // Микробиология. 1997. Т. 66. №1. С. 122-129.
8 Галушко A.C., Иванова А.Е. Окисления метана в призабойной зоне нагнетательной скважины нефтяного пласта Апшерона. // Микробиология. 1989. Т. 58. № 2. С. 248-349.
9 Гинзбург-Карагичева Т.Л. Микробиологическое исследование серно-соленых вод Апшерона. // Азерб. нефт. хоз-во. 1926. № 3. С. 30-55.
10 Давыдова-Чарахчьян И.А., Кузнецова В.Г., Митюшина Л.Л., Беляев С.С. Метанобразующие палочковидные бактерии из нефтяных месторождений Татарии и Западной Сибири. //Микробиология. 1992 а. Т. 61. С. 299-305.
11 Звягинцева И.С., Суровцева Э.Г., Поглазова М.Н., Ивойлов B.C., Беляев С.С. Деградация нефтяных масел нокардиоподобными бактериями. // Микробиология. 2001а. Т. 70. №3. С. 321-328.
12 Звягинцева И.С., Поглазова М.Н., Готоева М.Т., Беляев С.С. Влияние солености среды на деструкцию нефтяных масел нокардиоподобными бактериями. // Микробиология.
121
20016. Т. 70. № 6. С. 759-764.
13 Иванов М.В. Применение изотопов для изучения активности процесса редукции сульфатов в озере Беловодь. // Микробиология. 1966. Т. 25. С. 12.
14 Иванов М.В., Беляев С.С., Лауринавичус К.С., Образцова А .Я., Горлатов С.Н. Распространение и геохимическая деятельность микроорганизмов в заводняемом нефтяном месторождении. // Микробиология. 1982. Т. 51. С. 336-341.
15 Иванов М.В., Беляев С.С., Розанова Е.П., Мац A.A., Уваров Г.Н., Скрябин Г.К., Сургучев М.Л., Муслимов Р.Х., Розенберг М.Д., Борисов Ю.П., Лауринавичус К.С., Образцова А.Я., Бондарь В.А., Вагин В.П., Зякун А.М., Назина Т.Н., Путилов М.Ф. Способ разработки заводненной нефтяной залежи. АС 1483944. Приоритет от 11.06.87.
16 Колганова Т.В., Кузнецов Б.Б., Турова Т.П. Подбор и тестирование олигонуклеотидных праймеров для амплификации и секвенирования генов 16S рРНК архей. // Микробиология. 2002. Т. 71. С. 283-285.
17 Кузнецова В.А., Ли А.Д. Закономерности развития сульфатвосстанавливающих бактерий в нефтяных пластах Д1 Ромашкинского месторождения при их заводнении. // Микробиология. 1964. Т. 33. С. 314-320.
18 Кузнецова В.А., Горленко В.М. Влияние температуры на развитие микроорганизмов из заводняемых пластов Ромашкинского нефтяного месторождения. // Микробиология. 1965. Т. 34. С. 329-334.
19 Куличевская И.С., Милехина Е.И., Борзенков И.А., Звягинцева И.С., Беляев С.С. Окисление углеводородов нефти экстремально галофильными архебактериями. // Микробиология. 1991. Т. 60. № 5. С. 860-866.
20 Лауринавичус К.С. Беляев С.С. Определение интенсивности микробиологического образования метана радиоактивным методом. // Микробиология. 1978. Т. 47. С. 11151117.
21 Методы исследования нуклеиновых кислот. // М. Мир. Ред. Гроссман Л., Молдейв К. 1970.280 С.
22 Назина Т.Н. Образование молекулярного водорода под воздействием пластовой микрофлоры на нефть. // Микробиология. 1981. Т. 50. С. 163-166.
23 Назина Т.Н. Анаэробная микрофлора терригенных нефтяных пластов. Автореф. дис. канд. биол. наук. М. ИНМИ РАН. 1983. 24 с.
24 Назина Т.Н., Розанова Е.П. Термофильные сульфатвосстанавливающие бактерии из нефтяных пластов. // Микробиология. 1978. Т. 47. № 1. С. 142-148.
25 Назина Т.Н. Микроорганизмы нефтяных пластов и использование их в биотехнологии повышения нефтеотдачи. // Дис. на соискание степени докт. биол. наук. М. 2000а. 67 с.
26 Назина Т.Н., Иванова А.Е., Канчавели Л.П., Розанова Е.П. Новая спорообразующая термофильная метилотрофная сульфатвосстанавливающая бактерия Desulfotomaculum kuznetsovii sp. nov. // Микробиология. 1988. Т. 57. С. 823-827.
27 Назина Т.Н., Иванова А.Е., Ивойлов B.C., Миллер Ю.М., Ибатуллин P.P., Беляев С.С., Иванов М.В. Микробиологическая и геохимическая характеристика карбонатных нефтяных коллекторов Татарии. // Микробиология. 1998 а. Т. 67. С. 694-700.
28 Назина Т.Н., Иванова А.Е., Кандаурова Г.Ф., Ибатуллин P.P., Беляев С.С., Иванов М.В. Микробиологические исследования карбонатного коллектора Ромашкинского нефтяного месторождения в связи с испытанием биотехнологии повышения нефтеотдачи. Предварительные исследования. // Микробиология. 1998 б. Т.67. С. 701709.
29 Назина Т.Н., Иванова А.Е., Ивойлов В.С, Кандаурова Г.Ф., Ибатуллин P.P., Беляев С.С., Иванов М.В. Микробиологические исследования пластовой воды Ромашкинского нефтяного месторождения в процессе испытания биотехнологии повышения нефтеотдачи // Микробиология. 1999а. Т. 68. № 2. С. 252-260.
30 Назина Т.Н., Иванова А.Е., Ивойлов В.С, Миллер Ю.М., Кандаурова Г.Ф., Ибатуллин P.P., Беляев С.С., Иванов М.В. Результаты испытания микробиологического метода повышения нефтеотдачи в условиях карбонатного коллектора Ромашкинского нефтяного месторождения. Биогеохимические и продукционные характеристики // Микробиология. 1999 б. Т. 68. № 2. С. 261-266.
31 Назина Т.Н., Турова Т.П., Полтараус А.Б., Новикова Е.В., Иванова А.Е., Григорьян A.A., Лысенко A.M., Беляев С.С. Физиологическое и филогенетическое разнообразие термофильных спорообразующих углеводородокисляющих бактерий из нефтяных пластов. // Микробиология. 2000. Т. 69. С. 113-119.
32 Назина Т.Н., Григорьян A.A., Ян-Фен С., Соколова Д.Ш., Новикова Е.В., Турова Т.П., Полтараус А.Б., Беляев С.С., Иванов М.В. Филогенетическое разнообразие аэробных сапротрофных бактерий из нефтяного месторождения Дацин. // Микробиология. 2002. Т. 71. № 1. С. 103-110.
33 Назина Т.Н., Соколова Д.Ш., Григорьян A.A., Сюэ Я.-Ф., Беляев С.С., Иванов М.В. Образование нефтевытесняющих соединений микроорганизмами из нефтяного месторождения Дацин (КНР) // Микробиология. 2003. Т. 72. С. 206-211
34 Назина Т.Н., Беляев С.С. Биологическое и метаболическое разнообразие микроорганизмов нефтяных месторождений. Труды Ин-та микробиологии им. С.Н. Виноградского. М.: Наука. 2004. Вып. XII. 289-316.
35 Назина Т.Н., Соколова Д.Ш., Шестакова Н.М., Григорьян A.A., Михайлова Е.М., Бабич
Т.Д., Лысенко A.M., Турова Т.П., Полтараус А.Б., Фенг Ц., Ни Ф., Беляев С.С. Филогенетическое разнообразие аэробных органотрофных бактерий из высокотемпературного нефтяного месторождения Даган // Микробиология. 2005. Т. 74. С. 401-409.
36 Назина Т.Н., Розанова Е.П., Белякова Е.В., Лысенко A.M., Полтараус А.Б., Турова Т.П., Осипов Г.А., Беляев С.С.. Описание "Desulfotomaculum nigrificans subsp. salinus" в качестве нового вида Desulfotomaculum salinum sp. nov. // Микробиология. 2005. Т. 74. № 5, с. 654-662.
37 Назина Т.Н., Шестакова Н.М., Григорьян A.A., Михайлова Е.М., Турова Т.П., Полтараус А.Б., Фен Ц., Ни Ф., Беляев С.С. Филогенетическое разнообразие и активность анаэробных микроорганизмов высокотемпературных горизонтов нефтяного месторождения Даган (КНР). // Микробиология. 2006. Т. 75. С. 70-81.
38 Назина Т.Н., Григорьян A.A., Шестакова Н.М., Бабич Т.Л., Ивойлов B.C., Циньсян Фенг, Фангтиан Ни, Джинциан Ванг, Уехие Ше, Тингшен Сиан, Жибин Луо, Беляев
С.С., Иванов М.В. Микробиологические исследования высокотемпературных нефтяных пластов залежи Кондиан в связи с испытанием биотехнологии повышения нефтеизвлечения. //Микробиология. 2007а. Т. 76. № 3. С. 329-339.
39 Назина Т.Н., Григорьян A.A., Циньсян Фенг, Шестакова Н.М., Бабич Т.Л., Павлова Н.К., Ивойлов B.C., Фангтиан Ни, Джинциан Ванг, Уехие Ше, Тингшен Сиан, Бовен Мей, Жибин Луо, Беляев С.С., Иванов М.В. Микробиологические и продукционные характеристики высокотемпературной нефтяной залежи Кондиан в процессе испытания биотехнологии повышения нефтеотдачи. // Микробиология. 20076. Т. 76. № 3. С. 340353.
40 Назина Т.Н., Павлова Н.К., Фангтиан Ни, Шестакова Н.М., Ивойлов B.C., Циньсян Фенг, Джао Донюн, Прусакова Т.С., Беляев С.С., Иванов М.В. Регуляция геохимической активности микроорганизмов в нефтяном пласте путем нагнетания водно-воздушной смеси или Н2Ог // Микробиология. 2008. Т. 77. № 3. С. 370-379.
41 Попова H.A., Николаев Ю.А., Турова Т.П., Лысенко A.M., Осипов Г.А., Верховцева Н.В., Паников Н.С. Geobacillus uralicus sp. nov. новый вид термофильных бацилл. // Микробиология. 2002. Т. 71. С. 335-342.
42 Розанова Е.П., Мехтиева H.A., Алиева Н.Ш. Микробиологические процессы и коррозия металлического оборудования в заводняемом нефтяном пласте. // Микробиология. 1969. Т.38. С. 860-867.
43 Розанова Е.П., Кузнецов С.И. Микрофлора нефтяных месторождений. // М. Наука. 1974. С. 198.
44 Розанова Е.П., Худякова А.И. Новый бесспоровый термофильный организм, восстанавливающий сульфаты, Desulfovibrio thermophilus nov. sp. // Микробиология. 1974. Т. 43. С. 1069-1073.
45 Розанова Е.П., Быков В.Н., Балдина A.JL, Косогорова Т.А. Биогенные элементы и сульфатредукция в заводняемом нефтяном карбонатном пласте // Микробиология. 1976. Т. 45. Вып. 2. С. 365-368.
46 Розанова Е.П., Назина Т.Н. Углеводородокисляющие бактерии и их активность в нефтяных пластах. // Микробиология. 1982. Т. 51. С. 342-348.
47 Розанова Е.П., Савичев A.C., Каравайко С.Г., Миллер Ю.М. Микробиологическая обстановка в нефтяном месторождении Приобья. //Микробиология. 1995. Т. 64. С. 104111.
48 Розанова Е.П., Борзенков H.A., Тарасов A.JL, Сунцова JI.A., Донг Ч.Л., Беляев С.С., Иванов М.В. Микробиологические процессы в высокотемпературном нефтяном месторождении. // Микробиология. 2001 а. Т. 70. С. 118-127.
49 Розанова Е.П., Турова Т.П., Колганова Т.В., Лысенко А.М., Митюшина Л.Л., Юсупов С.К, Беляев С.С. Desulfacinum subterraneum sp. nov. - новая термофильная сульфатвосстанавливающая бактерия, выделенная из высокотемпературного нефтяного пласта. //Микробиология. 2001 б. Т. 70. С. 536-542.
50 Романенко В.И., Кузнецов С.И. Экология микроорганизмов пресных водоёмов. // Л. Наука. 1974. 196 С.
51 Тарасов А.Л., Борзенков И.А., Милехина Е.И., Беляев С.С., Иванов М.В. Динамика микробных процессов в пластовых водах Ромашкинского нефтяного месторождения. // Микробиология. 2002. Т. 71. С. 849-857.
52 Турова Т.П., Коршунова A.B., Михайлова Е.М., Соколова Д.Ш., Полтараус А.Б., Назина Т.Н. Применение анализа сходства нуклеотидных последовательностей генов gyrB и рагЕ для дифференциации видов рода Geobacillus. // Микробиология. 2010. Т. 79. № 3. С. 376-389.
53 Шестакова Н.М. Филогенетическое разнообразие и активность микроорганизмов высокотемпературных нефтяных пластов. Дис. на соискание степени канд. биол. наук. М. 2007. 183 с.
54 Шестакова Н.М., Коршунова A.B., Михайлова Е.М., Соколова Д.Ш., Турова Т.П., Беляев С.С., Полтараус А.Б., Назина Т.Н. Сравнение библиотек клонов, полученных на основе ДНК и РНК из накопительных культур аэробных углеводородокисляющих бактерий из высокотемпературного нефтяного пласта. // Микробиология. 2011. Т. 80. № 1. С. 63-67.
55
56
57
58
59
60
61
62
63
64
65
66
67
68
Adkins J.P., Cornell L.A., Tanner R.S. Microbial composition of carbonate petroleum reservoir fluids //Geomicrobiol. J. 1992. V. 10. P. 87-97.
Aeckerberg F., Rainey F.A., Widdel F. Growth, natural relationships, cellular fatty acids and metabolic adaptation of sulfate-reducing bacteria that utilize long-chain alkanes under anoxic conditions. //Arch. Microbiol. 1998. V. 170. P. 361-369.
Aitken C.M., Jones D.M., Larter S.R. Anaerobic hydrocarbon biodégradation in deep subsurface oil reservoirs. //Nature. 2004. V. 16. P. 291-295.
Al-Maghrabi I.M.A., Bin Aqil A.O., Islam M.R., Chaalal O. Use of thermophilic bacteria for bioremediatiom of petroleum contaminants. // Energy Sour. 1999. V. 21. P. 17-29. Atlas R.M. Microbial degradation of petroleum hydrocarbons: an environmental perspective. // Microbiol. Rev. 1981. V. 45.No.l. P. 180-209.
Banat I.M., Marchant R., Rahman T.J. Geobacillus debilis sp. nov., a novel obligately thermophilic bacterium isolated from a cool soil environment, and reassignment of Bacillus pallidus to Geobacilluspallidus comb. nov. // Int. Jour, of Syst. Evol. Microbiol. 2004. V. 54. P. 2197-2201.
Baptist J.N., Gholson R.K., Coon M.J. Hydrocarbon oxidation by a bacterial enzyme system: I. Products of octane oxidation. // Biochimica et Biophysica Acta. 1963. V. 69. P. 40-47. Bastin E.S. The presence of sulfate-reducing bacteria in oilfield waters. // Science. 1926. V. 63. P. 21-24.
Beeder J., Torsvik T., Lien T. Thermodesulforhabdus norvegicus gen. nov., sp. nov., a novel thermophilic sulfate-reducing bacterium from oil field water. // Arch. Microbiol. 1994. V. 164. P. 331-336.
Belyaev S.S., Wolkin R., Kenealy W.R., DeNiro M.J., Epstein S., Zeikus J.G. Methanogenic bacteria from the Bondyuzhskoe oil field: general characterization and analysis of stable-carbon oisotopic fractionation. //Appl. Environ. Microbiol. 1983. V. 45. P. 691-697. Belyaev S.S., Borzenkov I.A. Microbial transformation of low-molecular-weight carbon compounds in the deep subsurface. // In: Biogeochemistry of global change. Chapman & Hall. NY-London. 1993. P. 825-838.
Blanc, M., Marilley, L., Beffa, T. and Aragno, M. Thermophilic bacterial communities in hot composts as revealed by most probable number counts and molecular (16S rDNA) methods.// FEMS Microbiol. Ecol. 1999 V. 28. P. 141-149.
Blotevogel K.H., Fischer U. Isolation and characterization of a new thermophilic and autotrophic methane producing bacterium: Methanobacterium thermoaggregans sp. nov. // Arch. Microbiol. 1985. V. 142. P. 218-222.
Bodtker G., Lysnes K., Torsvik T., Bjornestad E.O., Sunde E. Microbial analysis of back
flowed injection water from a nitrate-treated North Sea oil reservoir. // J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 2009. V. 36, P. 439-450.
69 Bonch-Osmolovskaya E.A., Miroshnichenko M.L., Lebedinsky A.V., Chernyh N.A., Nazina T.N., Ivoilov V.S., Belyaev S.S., Boulygina E.S., Lysov Yu.P., Perov A.N., Mirzabekov A.D., Hippe H., Stackebrandt E., L'Haridon S., Jeanthon C. Radioisotopic, culture-based, and oligonukleotide microchip analyses of thermophilic microbial communities in a continental high-temperature petroleum reservoir. // Appl. Environ. Microbiol. 2003. V. 69. No. 10. P. 6143-6151.
70 Brakstad O.G. and Lodeng A.G.G. Microbial diversity during biodégradation of crude oil in sea water from the North sea. // Microbial Ecol. 2005. V. 49. P. 94-103.
71 Bremer H. and Dennis P.P. Modulation of chemical composition and other parameters of the cell growth rate. // In: (Neidhart F.C., Curlus R., Ingraham J.L., Lin E.C.C., Low B., Magasanik B., Reznikoff W.S., Riley M., Schaechter M. and Umbarger H.E., Eds.). ASM Press, Washington, DC. 1996. P. 1553-1569.
72 Caparello D.M. and LaRock P.A. A Radioisotope Assay for the Quantification of Hydrocarbon Biodégradation Potential in Environmental Samples. Microb. Ecol. 1975. V. 2. No. LP. 28-42.
73 Cayol J.-L., Ollivier B., Patel B.K.C., Ravot G., Magot M., Ageron E., Grimont P.A.D., Garcia J.-L. Description of Thermoanaerobacter brockii subsp. lactiethylicus subsp. nov., isolated from a deep subsurface French oil well, a proposal to reclassify Thermoanaerobacter finnii as Thermoanaerobacter brockii subsp. finnii comb, nov., and an emended description of Thermoanaerobacter brockii. II Int. J. Syst. Bacteriol. 1995. V. 45. P. 783-789.
74 Chaineau C.H., Morel J., Dupont J., Bury E., Oudot J. Comparison of the fuel oil biodégradation potential of hydrocarbon-assimilating microorganisms isolated from a temperate agricultural soil. // The Science of the Total Environment. 1999. V. 227. P. 237247.
75 Chakrabarty A.M., Chou G. and Gunsalus I.C. Genetic regulation of octane dissimulation plasmid in Pseudomonas. II Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1973. V. 70. P. 1137-1140.
76 Chen S., Liu X. and Dong X. Syntrophobacter sulfatireducens sp. nov., a novel syntrophic, propionate-oxidizing bacterium isolated from UASB reactors. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2005. V. 55. P. 1319-1324.
77 Cheng L., Qui T.-L., Yin X.-B., Wu X.-L., Hu G.-Q., Deng Y„ Zhang H. Methermicoccus shengliensis gen nov., sp. nov.,a thermophilic, methylotrophic methanogen isolated from oil-producing water, and proposal of Methermicoccaceae fam. //Nov. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2007. V. 57. P. 2964-2969.
78 Cheng L., Qiu T.L, Li X., Wang W.D., Deng Y., Yin X.B., Zhang H. Isolation and characterization of Methanoculleus receptaculi sp. nov. from Shengli oil field, China. // FEMS Microbiol Lett. 2008. V. 285.No. l.P. 65-71.
79 Cheng L., Dai L., Li X., Zhang H., Lu Y. Isolation and characterization of Methanothermobacter crinale sp. nov., a novel hydrogenothrophic methanogen from the Shengli oil field. //Appl. Environ. Microbiol. 2011. V. 77. No. 15. P. 5212-5219.
80 Cole S.T., Brosch R., Parkhill J., Gamier T., Churcher C., Harris D., Gordon S.V., Eiglmeier K., Gas S., Barry C.E. Ill, Tekaia F., Badcock K., Basham D., Brown D., Chillingworth T., Connor R., Davies R., Devlin K., Feltwell T., Gentles S., Hamlin N., Holroyd S., Hornsby T., Jagels K., Krogh A., McLean J., Moule S., Murphy L., Oliver K., Osborne J., Quail M.A., Rajandream M.A., Rogers J., Rutter S., Seeger K., Skelton J., Squares R., Squares S., Sulston J.E., Taylor K., Whitehead S. and Barrell B.G. Deciphering the biology of Mycobacterium tuberculosis from the complete genome sequence. //Nature. 1998. V. 393. No. 6685. P. 537544.
81 Coleman N.V., Bui N.B., Holmes A.J. Soluble di-iron monooxygenase gene diversity in soils, sediments and ethene enrichments. // Environ Microbiol. 2006. V. 8. No. 7. P. 1228-39.
82 Coorevits A., Dinsdale A.E., Halket G., Lebbe L., de Vos P., Van Landschoot A. and Logan N.A. Taxonomic revision of the genus Geobacillus: emendation of Geobacillus, G. stearothermophilus, G. jurassicus, G. toebii, G. thermodenitrificans and G. thermoglucosidans (nom. corrig., formerly 'thermoglucosidasiusy, transfer of Bacillus thermantarcticus to the genus as G. thermantarcticus; proposal of Caldibacillus debilis gen. nov., comb, nov.; transfer of G. tepidamans to Anoxybacillus as A. tepidamans and proposal of Anoxybacillus caldiproteolyticus sp. nov. // IJSEM August 2011, ijs.0.030346-0
83 Craig H. The geochemistry of stable carbon isotopes. // Geochim. Cosmochim. Acta. 1953. V. 3. P. 53-92
84 Cravo-Laureau, C., Matheron, R., Cayol, J.-L., Joulian, C. and Hirschler-Rea, A. Desulfatibacillum aliphaticivorans gen. nov., sp. nov., an n-alkane- and n-alkene-degrading, sulfate-reducing bacterium. I/ Int JSyst Evol Microbiol. 2004a. V. 54, 77-83.
85 Cravo-Laureau, C., Matheron, R., Joulian, C., Cayol, J.-L. and Hirschler-Rea, A. Desulfatibacillum alkenivorans sp. nov., a novel n-alkene-degrading, sulfate-reducing bacterium, and emended description of the genus Desulfatibacillum. II Int J Syst Evol Microbiol. 2004b. V. 54, 1639-1642.
86 Dahle H., Birkeland N.K. Thermovirga lienii gen. nov., sp. nov., a novel moderately thermophilic, anaerobic, amino-acid-degrading bacterium isolated from a North Sea oil well. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2006. V. 56. P. 1539-45.
87 Dahle H., Garshol F., Madsen M., Birkeland N.-K. Microbial community structure analysis of produced water from a high-temperature North Sea oil-field. // Antonie van Leeuwenhoek. 2008. V. 93. P. 37-49.
88 Davey M.E., Wood W.A., Key R., Nakamura K., Stahl D.A. Isolation of three species of Geotoga and Petrotoga: two new genera, representing a new lineage in the bacterial line of descent distantly related to the "Thermotogales". // Syst. Appl. Microbiol. 1993. V. 16. P. 191200.
89 Davidova I.A., Duncan K.E., Choi O.K., Suflita J.M. Desulfoglaeba alkanexedens gen. nov., sp. nov., an n-alkane-degrading, sulfate-reducing bacterium. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2006. V. 56. P. 2737-2742.
90 Dauga C. Evolution of the gyrB gene and the molecular phylogeny of Enterobacteriaceae: a model molecule for molecular systematic studies. // Int. J. Syst. Evol. Mircobiol. 2002. V. 52. P. 531-547.
91 De Ley J., Cattoir H., Reynaerts A. The quantitative measurement of DNA hybridization from renaturation rates. // Eur. J. Biochem. 1970. V. 12. P. 133-142.
92 Edwards U., Rogall T., Bloeker H., Ende M.D., Boeettge E.C. Isolation and direct complete nucleotide determination of entire genes, characterization of gene coding for 16S ribosomal RNA. // Nucl. Acids Res. 1989. V. 17. P. 7843-7853.
93 Euzeby J.P. List of prokaryotic names with standing in nomenclature - genus Geobacillus. http://www.bacterio.cict.fr/g/geobacillus.html (accessed 4 February 2008).
94 Fardeau M.-L., Cayol J.-L., Magot M., Ollivier B. H2 oxidation in the presence of thiosulfate by a Thermoanaerobacter strain isolated from an oil-producing well. // FEMS Microbiol. Lett. 1993. V. 113. P. 327-332.
95 Fardeau M.-L., Faudon C., Cayol J.-L., Magot M., Patel B.K.C., Ollivier B. Effect of thiosulfate as electron acceptor on glucose and xylose oxidation by Thermoanaerobacter finnii and Thermoanaerobacter sp. isolated from oil field water. // Res. Microbiol. 1996. V. 147. P. 159-165.
96 Fardeau M.-L., Ollivier B., Patel B.K.C., Magot M., Thomas P., Rimbault A., Rocchiccioli F., Garcia J.-L. Thermotoga hypogea sp. nov., a xylanolytic, thermophilic bacterium from an oil-producing well. // Int. J. Syst. Bacterid. 1997. V. 47. P. 1013-1019.
97 Fardeau M.-L., Salinas M.B., L'Haridon, S„ Jeanthon C., Verhe F„ Cayol J.-L., Patel B.K.C., Garcia J.-L., Ollivier B. Isolation from oil reservoirs of new thermophilic anaerobes phylogenetically related to Thermoanaerobacter subterraneus. Proposal to reassign T. subterraneus, T. yonseiensis, T. tengcongensis and Carboxydobrachium pacificum, to Caldanaerobacter subterraneus gen. nov., sp. nov., comb, nov., with creation of four
subspecies: subterraneus, yonseiensis, tengcongensis andpacificus subspp. nov., comb. nov. // Int. J. System. Environ. Microbiol. 2004. V. 54. P. 467-474.
98 Fedorak P.M. and Westlake D.W.S. Microbial degradation of aromatics and saturates in Prudhoe Bay crude oil as determined by glass capillary gas chromatography. // Can. J. Microbiol. 1981. V. 27. P. 432-443.
99 Fegatella F., Lim J., Kjelleberg S. And Cavicchioli R. Implications of rRNA operon copy number and ribosome content in the marine oligothrophic ultramicrobium Sphingomonas sp. strain RB2256. // Appl. Environ. Microbiol. 1998. V. 64. P. 4433-4438.
100 Feitkenhauer H., Muller R., Markl H. Degradation of polycyclic aromatic hydrocarbons and long chain alkanes at 60 - 70°C by Thermus and Bacillus spp. // Biodégradation. 2003. V. 14. P. 367-372.
101 Feng L., Wang W., Cheng J., Ren Y., Zhao G., Gao C., Tang Y., Liu X., Han W., Peng X., Liu R., and Wang L. Genome and proteome of long-chain alkane degrading Geobacillus thermodenitrificans NG80-2 isolated from a deep-subsurface oil reservoir. // Proc Natl Acad Sci USA. 2007. V. 104. No. 13. P. 5602-5607.
102 Fennewald M. and Shapiro J. Regulatory mutations of the Pseudomonas plasmid alk regulon. //J. Bacteriol. 1977. V. 132. P. 622-627.
103 Gieg L.M., Davidova I.A., Duncan K.E., Suflita J.M. Methanogenesis, sulfate reduction and crude oil biodégradation in hot Alaskan oilfields. // Environmental Microbiology. 2010. V. 12, Issue 11, P. 3074-3086.
104 Gittel A., Sorensen K.B., Skovhus T.L., Ingvorsen K., and Schramm A., Prokaryotic community structure and sulfate reducer activity in water from high-temperature oil reservoirs with and without nitrate treatment. //Appl. Environ. Microbiol. 2009. P. 7086-7096.
105 Good I.J. The population frequencies of species and the estimation of population parameters. // Biometrika. 1953. Vol. 40, No. 3/4. P. 237-264.
106 Grabowski A., Blanchet D., Jeanthon C. Characterization of long-chain fatty acid-degrading syntrophic associations from a biodegraded oil reservoir // Res. Microbiol. 2005. V. 156. P. 814-821.
107 Greene A.C., Patel B.K.C., Sheehy A.J. Deferribacter thermophilus gen nov., sp. nov., a novel thermophilic manganese- and iron-reducing bacterium isolated from a petroleum reservoir.// Int. J. Syst. Bacteriol. 1997. V. 47. No. 2. P. 505-509.
108 Gropkopf R., Janssen P.H., Liesack W. Diversity and structure of the methanogenic community in anoxic rice paddy soil microcosms as examined by cultivation and direct 16S rRNA gene sequence retrieval. //Appl. Environ. Microbiol. 1998. V. 64. P. 960-969.
109 Hamamura N., Yeager C.M., Arp D.J. Two distinct monooxygenases for alkane oxidation in
Nocardioides sp. strain CF8. // Appl. Environ. Microbiol. 2001. V. 67. No. 11. P. 4992^1998.
110 Hao R., Lu A., Wang G. Crude-oil-degrading thermophilic bacterium isolated from an oil field. // Can. J. Microbiol. 2004a. V. 50. P. 175-182.
111 Hao R., Lu A., Zeng Y. Effect on crude oil by thermophilic bacterium. // J. Pet. Scien. Engin. 2004b. V. 43. P. 247-258.
112 Hara A., Baik S., Syutsubo K., Misawa N., Smits T.H.M., van Beilen J.B., and Harayama S. Cloning and functional analysis of alkB genes in Alcanivorax borkumensis SK2. // Environ. Microbiol. 2004. V. 6. No 3. P. 191-197.
113 Head I.M., Jones D.M., Larter S. Biological activity in the deep subsurface and the origin of heavy oil. //Nature. 2003, V. 426. P. 344-352.
114 Hedlund B.P., Geiselbrecht A.D., Bair T.J., Staley J.T. Polycyclic aromatic hydrocarbon degradation by a new marine bacterium, Neptunomonas naphthovorans gen. nov., sp. nov. // Appl. Environ. Microbiol. 1999, V. 65. No. 1. P. 251-259.
115 Heider J., Spormann A.M., Beller H.R., and Widdel F. Anaerobic Bacterial Metabolism of Hydrocarbons. // FEMS Microbiol. Rev. 1998. V. 22. No. 5. P. 459-473.
116 Horner-Devine, M.C., Carney K.M., and Bohannan B.J.M. An ecological perspective on bacterial biodiversity. // Proceedings of the Royal Society of London B. 2004. V. 271. P. 113122.
117 Hungate R.E. A roll tube method for the cultivation of strict anaerobes. // Methods in Microbiology. Ed. Norris J.L., Ribbons D.W. Academic Press, New York. 1969. V. 3b. P. 117-132.
118 Ivanov M.V. and Belyaev S.S. Biotechnology of enhancement of oil recovery based on
the geochemical activity of microorganisms (Field Experiments). //Dev. Petrol. Sci. 1991. V. 31 P.421-432.
119 Jeanthon C., Reysenbach A.-L., L'Haridon S., Gambacorta A., Pace N.R., Glénat P. and Prieur D. Thermotoga subterránea sp. nov., a new thermophilic bacterium isolated from a continental oil reservoir. //Arch. Microbiol. 1995. V. 164. P. 91-97.
120 Jobson A., Cook F.D., Westlake D.W.S. Microbial utilization of crude oil. // J. Appl. Microbiol. 1972. V. 23. No. 6. P. 1082-1089.
121 Jones D.M., Head I.M., Gray N.D., Adams J.J., Rowan A.K., Aitken C.M., Bennett B., Huang H., Brown A., Bowler B.F.J., Oldenburg T., Erdmann M. and Larter S.R. Crude-oil biodegradation via methanogenesis in subsurface petroleum reservoirs.//Nature. 2007. V. 451. P. 176-180.
122 Kachholz T. and Rehm H.J. Degradation of long chain alkanes by bacilli. // J. Appl. Microbiol. Biotechnol. 1980. V. 10. P. 95-97.
123 Kaster K.M., Bonaunet K., Berland H., Kjeilen-Eilertsen G., Brakstad O.G. Characterization of culture-independent and -dependent microbial communities in a high-temperature offshore chalk petroleum reservoir. // Antonie van Leeuwenhoek. 2009. V. 96. P. 423^-39.
124 Kato T., Haruki M., Imanaka T., Morikawa M., Kanaya S. Isolation and characterization of psychrotrophic bacteria from oil-reservoir water and sands. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2001a. V. 55. P. 794-800.
125 Kato T., Haruki M., Imanaka T., Morikawa M., Kanaya S. Isolation and characterization of long-chain-alkane degrading Bacillus thermoleovorans from deep subterranean petroleum reservoirs. // J. Bioscien. and Bioeng. 2001b. V. 91. No. 1. P. 64-70.
126 Kieft T.L., Fredrickson J.K., Onstott T.C., Gorby Y.A., Kostandarithes H.M., Bailey T.J., Kennedy D.W., Li S.W., Plymale A.E., Spadoni C.M. and Gray M.S. Dissimilatory reduction of Fe(III) and other electron acceptors by a Thermus isolate. // Appl. Environ. Microbiol. 1999. V. 65. No.3. P. 1214-1221.
127 Klappenbach J.A., Dunbar J.M., and Schmidt T.M. rRNA operon copy number reflects ecological strategies of bacteria. //Appl. Environ. Microbiol. 2000. V. 66, P. 1328-1333.
128 Ko S.H. and Lebeault J.M. Effect of a mixed culture on co-oxidation during the degradation of saturated hydrocarbon mixture. // J. Appl. Microbiol. 1999. V. 87. P. 72-79.
129 Kohno T., Sugimoto Y., Sei K., Mori K. Design of PCR primers and gene probes for extensive detection of alkane-degrading bacteria. // Microb. Environ. 2002. V. 17. P. 114-121
130 Kotelnikova S.V., Obraztsova A.Y., Blotevogel K-H., Popov I.N. Taxonomic analysis of thermophilic strains of the genus Methanobacterium: reclassification of Methanobacterium thermoalcaliphilum as a synonym of Methanobacterium thermoautotrophicum. II Int. J. Syst. Bacteriol. 1993 a. V. 43. P. 591-596.
131 Kotelnikova S. Microbial production and oxidation of methane in deep subsurface. // Earth-Science Rev. 2001. V. 58. P 367-395.
132 Kuever, J., Rainey, F.A. and Widdel F. Genus III. Desulfothermus gen. nov.// In Brenner D.J., Krieg N.R., Staley J.T., and Garrity G.M. (eds.), Berg. Man. of Syst. Bacteriol. Springer, New York. 2005. V. 2. Part C. P. 955-956.
133 Kuisiene N., Raugalas J. and Chitavichius D. Geobacillus lituanicus sp. nov. // Int. J. Syst Evol. Microbiol. 2004. V. 54. P. 1991-1995.
134 Larter S., Wilhelms A., Head I., Koopmans M., Aplin A., Di Primio R., Zwach C., Erdmann M., Telnaes N. The controls on the composition of biodegraded oils in the deep subsurface -part 1: biodégradation rates in petroleum reservoirs. // Organic Geochemistry. 2003. V. 34. P. 601-613.
135 Lappe M., Kallmeyer J. A cell extraction method for oily sediments. // Front. Microbiol. 2011.
V. 2. Articlle 233.
136 L'Haridon S.L., Miroshnichenko M.L., Hippe H., Fardeau M.-L., Bonch-Osmolovskaya E.A., Stackebrandt E., Jeanthon C. Thermosipho geolei sp. nov., a thermophilic bacterium isolated from a continental petroleum reservoir in Western Siberia. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2001. V. 51. P. 1327-1334.
137 L'Haridon S., Miroshnichenko M.L., Hippe H., Fardeau M.-L., Bonch-Osmolovskaya E.A., Stackebrandt E., Jeanthon C. Petrotoga olearia sp. nov. and Petrotoga sibirica sp. nov., two thermophilic bacteria isolated from a continental petroleum reservoir in Western Siberia. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2002. V. 52. P. 1715-1722.
138 Li H., Yang S.-Z., Mu B.-Z., Rong Z.-F., Zhang J. Molecular analysis of the bacterial community in a continental high-temperature and water-flooded petroleum reservoir. // FEMS Microbial. Lett. 2006. V. 257. P. 92-98.
139 Li H., Yang S.-Z., Mu B.-Z., Rong Z.-F., Zhang J. Molecular phylogenetic diversity of the microbial community associated with a high-temperature petroleum reservoir at an offshore oilfield. // FEMS Microbiol. Ecol. 2007. V. 60. P. 74-84.
140 Lien T., Madsen M., Rainey F., Birkeland N.-K. Petrotoga mobilis sp.nov., from a North Sea oil-producing well. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1998. V. 48. P. 1007-1013.
141 Lloyd-Jones G. and Trudgill P.W. The degradation of alicyclic hydrocarbons by a microbial consortium. // In Biodeterioration. 1989. V. 25. P. 197-206.
142 Lomans B.P., Maas R., Ludder R., Huub J.M. den Camp O.P, Pol A., Van der Drift C., Vogels G.D. Isolation and characterization of Methanomethylovorans hollandica gen.nov., sp. nov., isolated from freshwater sediment, a methylotrophic methanogen able to grow on dimethyl sulfide and methanethiol. // Appl. Environ. Microbiol. 1999. V. 65. No. 8. P. 3641-3650.
143 Lowry O.H., Rosenbough N.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with the Folin phenol reagent. // J. Biol. Chem. 1951. V. 193. P. 265-275.
144 Lysnes K., Bodtker G., Torsvik T., Bjornestad E.O., Sunde E. Microbial response to reinjection of produce water in an oil reservoir. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2009. V. 83. P. 1143-1157.
145 Magot M., Ollivier B., Patel B.K.C. Microbiology of petroleum reservoirs. // Ant. van Leeuwenhoek. 2000. V. 77. P. 103-116.
146 Magot M. Indigenous microbial communities in oil fields. // Petroleum microbiology. Olivier B., and Magot M. (eds). Washington DC, USA: American Society for Microbiology Press 2005. P. 21-34.
147 Marchant R., Sharkey F.H., Banat I.M., Rahman T.J., Perfumo A., The degradation of n-hexadecane in soil by thermophilic geobacilli. // FEMS Microbiol. Ecol. 2006. V. 56. P. 44-
148
149
150
151
152
153
154
155
156
157
158
159
160
Marchant R., Banat I.M. The genus Geobacillus and hydrocarbon utilization. // In Timmis K. N. (éd.). Handbook of hydrocarbon and lipid microbiology.2010. DOI 10.1007/978-3-540-77587-4_138, Springer-Verlag Berlin Heidelberg. P. 1888-1896.
Marchesi J.R., Sato T., Weightman A.J., Martin T.A., Fry J.C., Hiom S.J., Dymock D, Wade W.G. Design and evaluation of useful bacterium-specific PCR primers that amplify genes coding for bacterial 16S rRNA. //Appl Environ Microbiol. 1998. V. 64. No. 2. P. 795-9. Margesin R., Schinner F. Biodégradation and bioremediation of hydrocarbons in extreme environments. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2001. V. 56. P. 650-663. Marin M.M., Yuste L., and Rojo F. Differential expression of the components of the two alkane hydroxylases from Pseudomonas aeruginosa. II J. Bacteriol. 2003. V. 185. No.10. P. 3232-3237.
Mbadinga S.M., Wang L.-Y., Zhou L., Liu J.-F., Gu J.-D., Mu B.-Z. Microbial communities involved in anaerobic degradation of alkanes. // International Biodeterioration & Biodégradation 65 (2011) 1-13
Mechichi T., Stackebrandt E., Gad'on N., Fuchs G. Phylogenetic and metabolic diversity of bacteria degrading aromatic compounds under denitrifying conditions, and description of Thaueraphenylacetica sp. nov., Thauera aminoaromatica sp. nov., and Azoarcus buckelii sp. nov. // Arch. Microbiol. 2002. V. 178. P. 26-35.
Medigue C., Rouxtel T., Vigier P., Henaut A., Danchin A. Evidence for horizontal gene transfer in Escherichia coli speciation. // J. Mol. Biol. 1991. V. 222. P. 851-856. Meintanis C., Chalkou K.I., Kormas K.Ar., Karagouni A.D. Biodégradation of crude oil by thermophilic bacteria isolated from a volcano island. // Biodégradation. 2006. P. 6495-6501 Meintanis C., Chalkou K.I., Kormas K.Ar., Lymperopoulou D.S., Katsifas E.A., Hatzinikolaou D.G., Karagouni A.D. Application of rpoB sequence similarity analysis, REP-PCR and BOX-PCR for the differentiation of species within the genus Geobacillus. II The Society for Applied Microbiology, Letters in Applied Microbiology. 2008. V. 46, P. 395-401. Merkel G.J., Underwood W.H., and Perry J.J. Isolation of thermophilic bacteria capable of growth solely in long-chain hydrocarbons. // FEMS Microbiol. Lett. 1978a.V. 3. P. 81-83. Merkel G.J., Stapleton S.S., Perry J.J. Isolation and peptidoglican of gram-negative hydrocarbon-utilizing thermophilic bacteria. // J. Gen. Microbiol. 1978b. V. 109. P. 141-148. Mills H.J., Martinez R.J., Story S., Sobecky P.A. Characterization of microbial community structure in Gulf of Mexico gas hydrates: comparative analysis of DNA- and RNA-derived clone libraries. // Appl. Environ. Microbiol. 2005. V. 71. No. 6. P. 3235-3247. Minana-Galbis D., Pinzon D.L., Loren J.G., Manresa A. and Oliart-Ros R.M. Reclassification
of Geobacilluspallidus (Scholz et al. 1988) Banat et al. 2004 as Aeribacilluspallidus gen. nov., comb. nov. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2010, 60, 1600-1604.
161 Miranda-Tello E., Fardeau M., Sepulveda J., Fernandez L., Cayol J., Thomas P., Ollivier B. Garciella nitratireducens gen. nov., sp. nov., an anaerobic, thermophilic, nitrate- and thiosulfate-reducing bacterium isolated from an oilfield separator in the Gulf of Mexico. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2003. V. 53. P. 1509-1514.
162 Miranda-Tello E., Fardeau M.-L., Thomas P., Ramirez F., Casalot L., Cayol J.-L., Garcia J.-L. and Olivier B. Petrotoga mexicana sp. nov., a novel thermophilic, anaerobic and xylanolytic bacterium isolated from an oil-producing well in the Gulf of Mexico. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2004. V. 54. P. 169-174.
163 Miranda-Tello E., Fardeau M.L., Joulian C., Magot M., Thomas P., Tholozan J.L., Ollivier B. Petrotoga halophila sp. nov., a thermophilic, moderately halophilic, fermentative bacterium isolated from an offshore oil well in Congo. // Int J Syst Evol Microbiol. 2007. V. 57. No. 1. P. 40^14.
164 Miroshnichenko M.L., Hippe H., Stackebrandt E., Kostrikina N.A., Chernyh N.A., Jeanthon C., Nazina T.N., Belyaev S.S., Bonch-Osmolovskaya E.A. Isolation and characterization of Thermococcus sibiricus sp. nov. from a Western Siberia high temperature oil reservoir. // Extremophiles. 2001. V. 5. P. 85-91.
165 Moeseneder M.M., Arrieta J.M., Herndl G.J.A comparison of DNA- and RNA-based clone libraries from the same marine bacterioplankton community. // FEMS Microbiol. Ecol. 2005. V. 51. No. 3.P.341-352.
167 Mutzel A., Reinscheid U.M., Antranikian G., Muller R. Isolation and characterization of a thermophilic bacillus strain, that degrades phenol and cresols as sole carbon source at 70°C. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1996. V. 46. P. 593-596.
168 Nakatsu C.H., Hristova K., Hanada S., Meng X.-Y., Hanson J.R., Scow K.M. and Kamagata Y. Methylibium petroleiphilum gen. nov., sp. nov., a novel methyl tetro-butyl ether-degrading methylotroph of the Betaproteobacteria. II Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2006. V. 56. P. 983— 989.
169 Nazina T.N., Rozanova E.P., Kuznetsov S.I. Microbial oil transformation processes accompanied by methane and hydrogen-sulfide formation. // Geomicrobiol. J. 1985. V. 4. P. 103-130.
170 Nazina T.N., Ivanova A.E., Borzenkov I.A., Belyaev S.S., Ivanov M.V. Occurrence and geochemical activity of microorganisms in high-temperature water-flooded oil fields of Kazakhstan and Western Siberia. // Geomicrobiol. J. 1995. V. 13. P. 181-192.
171 Nazina T.N., Xue Y.-F., Wang X.-Y., Belyaev S.S., Ivanov M.V. Microorganisms of the high-
temperature Liaohe oil field of China and their potential for MEOR. // Resource & Environ. Biotechnol. 2000a. V. 3. P. 109-120.
172 Nazina T.N., Xue Y.-F., Wang X.-Y., Grigoriyan A.A., Ivoilov V.S., Belyaev S.S., Ivanov M.V. Diversity and activity of microorganisms in the Daqing oil field of China and their potential for biotechnological applications. // Resource & Environ. Biotechnol. 2000b. V. 3. P. 121-132.
173 Nazina T.N., Tourova T.P., Poltaraus A.B., Novikova E.V., Grigoriyan A.A., Ivanova A.E., Petrunyaka V.V., Osipov G.A., Belyaev S.S., Ivanov M.V. Taxonomic study of aerobic thermophilic bacilli: descriptions of Geobacillus subterraneus gen. nov., sp. nov. and Geobacillus uzenensis sp. nov. from petroleum reservoirs and transfer of Bacillus stearothermophilus, Bacillus thermocatenulatus, Bacillus thermoleovorans, Bacillus kaustophilus, Bacillus thermoglucosidasius and Bacillus thermodenitrificans to Geobacillus as the new combinations G. stearothermophilus, G. thermocatenulatus, G. thermoleovorans, G. kaustophilus, G. thermoglucosidasius and G. thermodenitrificans. II Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2001. V. 51. P. 433-446.
174 Nazina T.N., Sokolova D.Sh., Grigoryan A.A., Shestakova N.M., Mikhailova E.M., Poltaraus A.B., Tourova T.P., Lysenko A.M., Osipov G.A., Belyaev S.S. Geobacillus jurassicus sp. nov., a new thermophilic bacterium isolated from a high-temperature petroleum reservoir, and the validation of the Geobacillus species. // System. Appl. Microbiol. 2005. V. 28. P. 43-53.
175 Nazina T.N., Grigor'yan A.A., Shestakova N.M., Babich T.L., Pavlova N.K., Ivoilov V.S., Belyaev S.S., Ivanov M.V., Feng Q., Ni F., Wang J., She Y., Xiang T., Mei B„ Luo Z. MEOR study enhances production in a high-temperature reservoir // World Oil J. 2008. June. P. 97101.
176 Ng T.K., Weimer P., Gawel L.J. Possible nonantropogenic origin of two methanogenic isolates from oil-producing wells in San Miguelito field, Ventura County, California. // Geomicrobiol. J. 1989. V. 7. P. 185-192.
177 Nilsen R.K., Beeder J., Thorstenson T., and Torsvik T. Distribution of thermophilic marine sulfate reducers in North sea oil field waters and oil reservoirs. // Appl. Environ. Microbiol. 1996 a. V. 62. No. 5. P. 1793-1798.
178 Nilsen R.K., Torsvik T. Methanococcus thermolithotrophicus isolated from North Sea oil field reservoir water. // Appl. Environ. Microbiol. 1996b. V. 62. P. 728-731.
179 Nunoura T., Akihara S., Takai K. and Sako Y. Thermaerobacter nagasakiensis sp. nov., a novel aerobic and extremely thermophilic marine bacterium. //Arch. Microbiol. 2002. V. 177. P. 339-344
180 Nunoura T., Oida H., Masui N., Inagaki F., Takai K., Hirano S., Nealson K.H., Horikoshi K.,
Culture-dependent and independent analyses of subsurface microbial communities in oil-bearing strata of the Sagara oil reservoir. // Island Arc. 2006. V. 15, No. 3. P. 328-337.
181 Oliveira V.M., Sette L.D., Simioni K.C.M., Neto E.V.S. Bacterial diversity characterization in petroleum samples from Brazilian reservoirs. // Brazilian J. Microbiol. 2008. V. 39.P. 445452.
182 Orphan V.J., Taylor L.T., Hafenbradl D., Delong E.F. Culture-dependent and culture-independent characterization of microbial assemblages associated with high-temperature petroleum reservoirs. // Appl. Environ. Microbiol. 2000. V. 66. No. 2. P. 700-711.
183 Orphan V.J., Goffredi S.K., Delong E.F. Geochemical influence on diversity and microbial processes in high temperature oil reservoirs. // Geomicrobiol. J. 2003. V. 20. P. 295-311.
183 Pace N.R. A Molecular View of Microbial Diversity and the Biosphere. // Science. 1997. V. 276.No. 5313. P. 734-740
184 Parshina S.N., Kleerebezem R., Sanz J.L., Lettinga G., Nozhevnikova A.N., Kostrikina N.A., Lysenko A.M. and Stams A.J.M. Soehngenia saccharolytica gen. nov., sp. nov. and Clostridium amygdalinum sp. nov., two novel anaerobic, benzaldehyde-converting bacteria. // IJSEM. 2003. V. 53. No. 6. P. 1791-1799.
185 Pelletier E., Kreimeyer A., Bocs S., Rouy Z., Gyapay G., Chouari R., Rivière D., Ganesan A., Daegelen P., Sghir A., Cohen G.N., Médigue C., Weissenbach J., Le Paslier D. "Candidatus Cloacamonas acidaminovorans": genome sequence reconstruction provides a first glimpse of a new bacterial division. // J Bacteriol. 2008. V. 190(7). P. 2572-9.
186 Pfennig N., Lippert K.D. Über das vitamin B12 - Bedürfnis phototropher Schwefereibakterien. //Arch. Microbiol. 1966. V. 55. P. 245-256.
187 Pham V.D., Hnatow L.L., Zhang S., Fallon R.D., Jackson S.C., Tomb J.-F., DeLong E.F., Keeler S.J. Characterizing microbial diversity in production water from Alaskan mesothermic petroleum reservoir with two independent molecular methods. // Environ. Microbiol. 2009. V. 11.No. l.P. 176-187.
188 Phillips W.E. and Perry J.J. Thermomicrobium fosteri sp. nov., a hydrocarbon - utilizing obligate thermophile. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1976. V. 26. No. 2. P. 220-225.
189 Postgate J.R. The sulfate-reducing bacteria. // 2nd ed. Cambridge: Cambridge University Press. 1984.
190 Poulsen L.K., Ballard G. and Stahl D.A. Use of rRNA fluorescence in situ hybridization for measuring the activity of single cells in young and established biofilms. // Appl. Environ. Microbiol. 1993. V. 63. P. 1354-1360.
191 Ratajczak A., Geibdorfer W., Hillen W. Alkane hydroxylase from Acinetobacter sp. Strain ADP1 is encoded by alkM and belongs to a new family of bacterial integral-membrane
hydrocarbon hydroxylases. // Appl. Environ. Microbiol. 1998a. V. 64. No. 4. P. 1175-1179.
192 Ratajczak A., Geibdorfer W., Hillen W. Expression of alkane hydroxylase from Acinetobacter sp. strain ADP1 is induced by a broad range of n-alkanes and requires the transcriptional activator AlkR. II J. Bacteriol. 1998b. V. 180. No. 22. P. 5822-5827.
193 Ravot G., Magot M., Fardeau M.-L., Patel B.K.C., Prensier G., Egan A., Garcia J.-L., Ollivier B. Thermotoga elfii sp. nov., a novel thermophilic bacterium from an African oil-producing well. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1995 a. V. 45. P. 308-314.
194 Rees G.N., Grassia G.S., Sheehy A.J., Dwivedi P.P., and Patel B.K.C. Desulfacinum infernum gen. nov., sp. nov., a thermophilic sulfate-reducing bacterium from a petroleum reservoir. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1995. V. 45. P. 85-89.
195 Rees G.N., Patel B.K.C., Grassia G.S., Sheehy A.J. Anaerobaculum thermoterrenum gen. nov., sp. nov., a novel thermophilic bacterium which ferments citrate. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1997. V. 47. P. 150-154.
196 Ren H.-Y., Zhang X.-J., Song Z.-Y., Rupert W., Gao G.-J., Guo S. -X., Zhao L.-P. Comparison analysis of microbial community compositions of injection and production well samples in a long-term water-flooded petroleum reservoir. // PLoS ONE / www.plosone.org. 2011. V. 6. No. 8, P. 1-9.
197 Roling W.F.M., Head I.M., Larter S.R. The microbiology of hydrocarbon degradation in subsurface petroleum reservoirs: perspectives and prospects. // Research in Microbiology. 2003. V. 154. P. 321-328.
198 Ron E.Z., Rosenberg E. Natural role of biosurfactants. // Environ. Microbiol. 2001. V. 3. No. 4. P. 229-236.
199 Rosnes J.T., Torsvik T., Lien T. Spore-forming thermophilic sulfate-reducing bacteria isolated from North Sea oil field waters. //Appl. Environ. Microbiol. 1991. V. 57. P. 2302-2307.
200 Roubal G. and Atlas R.M. Distribution of hydrocarbon-utilizing microorganisms and hydrocarbon biodégradation potentials in Alaskan continental shelf areas. // Appl. Environ. Microbiol. 1978. V. 35. P. 897-905.
201 Rueter P., Rabus R., Wilkes H., Aeckersberg F., Rainey F.A., Jannasch H.W. and Widdel F. Anaerobic oxidation of hydrocarbons in crude oil by new types of sulphate-reducing bacteria. //Nature. 1994. V. 372. P. 455-458.
202 Salinas M.B., Fardeau M.L., Thomas P., Cayol. J.L., Patel B.K., Ollivier B. Mahella australiensis gen. nov., sp. nov., a moderately thermophilic anaerobic bacterium isolated from an Australian oil well. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2004a. V. 54 P. 2169-2173.
203 Salinas M.B., Fardeau M.L., Cayol J.L., Casalot L, Patel B.K., Thomas P, Garcia J.L., Ollivier B. Petrobacter succinatimandens gen. nov., sp. nov., a moderately thermophilic, nitrate-
reducing bacterium isolated from an Australian oil well. // Int J Syst Evol Microbiol. 2004b May;54. (Pt 3). P. 645-9.
204 Schloss, P.D., and Handelsman J. Status of the microbial census. // Microbiol. Molec. Biol. Rev. 2004. V. 68(4). P. 686-691.
205 Schmid M., Twachtmann U., Klein M., Strous M., Juretschko S., Jetten M., Metzger J.W., Schleifer K.H., Wagner M. Molecular evidence for genus level diversity of bacteria capable of catalyzing anaerobic ammonium oxidation. // Syst. Appl. Microbiol. 2000. V. 23. P. 93-106.
206 Sei K., Inoue D., Wada K., Mori K., Ike M., Kohno T., Fujita M. Monitoring behavior of catabolic genes and change of microbial community structures in seawater microcosms during aromatic compound degradation. // Water research. 2004. V. 38. P. 4405-4414.
207 Sharkey F.H., Banat I.M., Marchant R. A rapid and effective method of extracting fully intact RNA from thermophilic geobacilli that is suitable for gene expression analysis. // Extremophiles. 2004a. V. 8. P. 73-77.
208 Sharkey F.H., Banat I.M., Marchant R. Detection and quantification of gene expression in environmental bacteriology. // Appl. Environ. Microbiol. 2004b. V. 70. No. 7. P. 3795-3806.
209 Shestakova N.M., Grigor'yan A.A., Feng Q., Ni F., Belyaev S.S., Poltaraus A.B., Nazina T.N. Characterization of the methanogenic community from the high-temperature Dagang oil field (P.R. China). // In Kuznetsov A.E., Zaikov G.E. (eds.). New research on the environment and biothechnology. Nova Science Publishers. New-York. 2006. P. 159-174.
210 Shestakova N.M., Ivoilov V.S., Tourova T.P., Belyaev S.S., Poltaraus A.B. and Nazina T.N. Application of the clone libraries: syntrophic acetate degradation to methane in a high-temperature petroleum reservoir - culture based and 16S rRNA genes characterization. // In Whitby C., Skovhus T.L. (eds.). Applied Microbiology and Molecular Biology in Oilfields Systems. Sprignger Science + Business Media B. V. 2010. P. 45-54.
211 Shimura M., Mukerjee-Dhar G., Kimbara K., Nagato H., Kiyohara H., Hatta T. Isolation and characterization of a thermophilic Bacillus sp. JF8 capable of degrading polychlorinated biphenyls and naphthalene. // FEMS Microbiol. Lett. 1999. V. 178. P. 87-93.
212 Singleton, N., Bumpstead, R., O'Brien, M., et al. Office for National Statistics: Psychiatric Morbidity Among Adults Living in Private Households, 2000. // London: Stationery Office. 2001
213 Slobodkin A.I., Jeanthon C., L'Haridon S., Nazina T.N., Miroshnichenko M.L., Bonch-Osmolovskaya E.A. Dissimilatory reduction of Fe(III) by thermophilic bacteria and archaea in deep subsurface petroleum reservoirs of Western Siberia. // Curr. Microbiol. 1999. V. 39. P. 99-102.
214 Smits T.H.M., Rothlisberger M., Witholt B. and van Beilen J.B. Molecular screening for
alkane hydroxylase genes in Gram-negative and Gram-positive strains. // Environ. Microbiol. 1999. V. l.No.4. P. 307-317.
215 Smits T.H.M., Balada S.B., Witholt B. and van Beilen J.B. Functional analysis of alkane hydroxylases from gram-negative and gram positive bacteria. // J. Bact. 2002. V. 184. No. 6. P. 1733-1742.
216 Song B., Palleroni N.J., Hággblom M.M. Isolation and characterization of diverse halobenzoate-degrading denitrifying bacteria from soils and sediments. // Appl Environ Microbiol. 2000. V. 66. No. 8. P 3446-53.
217 Stackenrandt E., and Goebel B. M. Taxonomic Note: A Place for DNA-DNA Reassociation and 16S rRNA Sequence Analysis in the Present Species Definition in Bacteriology. // IJSEM. 1994. y. 44. No. 4. P. 846-849.
218 Stackebrandt E., Frederiksen W., Garrity G.M., Grimont P.A.D., Kumpfer P., Maiden M.C.J., Nesme X., Rossellini-Mora R., Swings J., Truper H.G., Vauterin L., Ward A.C. and Whitman W.B. Report of the ad hoc committee for the re-evaluation of the species definition in bacteriology. // IJSEM. 2002. V. 52. No. 3. P. 1043-1047.
219 Stach, J.E.M., Maldonado L.A., Ward A.C., Goodfellow M. and Bull. New primers for the class Actinobacteria: Application to marine and terrestrial environments. // Environ. Microbiol. 2003., V. 5. P. 828-841.
220 Staijen I.E., van Beilen J.B. and Witholt B. Expression, stability and performance of the three-component alkane mono-oxygenase of Pseudomonas oleovorans in Escherichia coli. II Eur. J. Biochem. 2000. V. 267. P. 1957-1965.
221 Stetter K.O., Hoffmann A., Huber R. Microorganisms adapted to high temperature environments. // In: Guerrero R., Pedros-Alio C. (Ed.) Trends in Microbial Ecology. Spanish Society for Microbiology. 1993 a. P. 25-28.
222 Stetter K.O., Huber R., Blochl E., Kurr M., Eden R.D., Fielder M., Cash H., Vance I. Hyperthermophilic archaea are thriving in deep North Sea and Alaskan oil reservoirs. // Nature. 1993 b. V. 365. P. 743-745.
223 Stetter K.O. Extremophiles and their adaptation to hot environments. // FEBS Letters. 1999. V. 452. P. 22-25.
224 Sung M.-H., Kim H., Bae J.-W., Rhee S.-K., Jeon Co.O., Kim K., Kim J.-J., Hong S.-P., Lee S.-G., Yoon J.-H., Park Y.-H., Baek D.-H. Geobacillus toebii sp. nov., a novel thermophilic bacterium isolated from hay compost. // Int. J. Sys. Evol. Microbiol. 2002. V. 52. P. 2251— 2255.
225 Suzuki M.T., and Giovannoni S.J. Bias caused by template annealing in the amplification of mixtures of 16S rRNA genes by PCR. //Appl. Environ. Microbiol. 1996. V. 62. No. 2. P. 625-
226 Takahata Y., Nishijima M., Hoaki T., Maruyama T. Thermotogapetrophila sp. nov. and Thermotoga naphthophila sp. nov., two hyperthermophilic bacteria from the Kubiki oil reservoir inNiigata, Japan. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2001. V. 51. P. 1901-1909.
227 Takami H., Nishi S., Lu J., Shimamura S., Takaki Y. Genomic characterization of thermophilic Geobacillus species isolated from the deepest sea mud of the Mariana Trench. // Extremophiles. 2004. V. 8. P. 351-356.
228 Tanaka Y., Sogabe M., Okumura K., and Kurane R. A highly selective direct method of detecting sulphate-reducing bacteria in crude oil. // Lett Appl Microbiol. 2002. V. 35, No.3. P. 242-247.
229 Tani A., Ishige T., Sakai Y., Kato N., Gene structure and regulation of the alkane hydroxylase complex in Acinetobacter sp. Strain M-l. //J. Bacteriol. 2001. V. 183. No. 5. P. 1819-1823.
230 Thompson J.D., Higgins D.G., Gibson T.J. CLUSTALW: improving the sensitivity of progressive multiple sequence alignment therough sequence weighting, position-specific gap penalties and weight matrix choice. //Nucleic Acids Res. 1994. V. 9. P. 3251-3270.
231 Tourova T.P., Spiridonova E.M., Berg I.A., Kuznetsov V.V., Sorokin D.Yu. Occurrence, phylogeny and evolution of ribulose-l,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase genes in obligately chemolithoautotrophic sulfur-oxidizing bacteria of the genera Thiomicrospira and Thioalkalimicrobium. Microbiology. 2006. V. 152. P. 2159-2169.
232 Trably E., Batstone D.J., Christensen N, Patureau D. and Schmidt J.E. Microbial dynamics in anaerobic enrichment cultures degrading di-n -butyl phthalic acid ester. // FEMS Microbiol. Ecol. 2008. V. 66. P. 472-483.
233 Trtiper H.G., Schlegel. H.G. Sulfur metabolism in Thiorhodaceae. I. Quantitative measurements on growing cells of Chromatium okenii. II J. Microbiol. Serol. 1964. V. 30. P. 321-323.
234 Triiper H.G. Valid publication of the genus name Thermodesulfobacterium and the species names Thermodesulfobacterium commune (Zeikus et al., 1983) and Thermodesulfobacterium thermophilum (ex Desulfovibrio thermophilus Rozanova and Khudyakova 1974). Opinion 71. Ont. // J. Syst. Evol. Microbiol. 2003. V. 53. P. 927.
235 Van Beilen J.B., Penninga D. and Witholt B. Topology of the membrane-bound alkane hydroxylase of Pseudomonas oleovorans. II J. Biol. Chem. 1992. V. 267. No.13. P. 91949201.
236 Van Beilen J.B., Panke S., Luccini S., Franchini A.G., Rotlisberger M., and Witholt B. Analysis of Pseudomonas putida alkane-dagradation gene cluster and flanking insertion sequences: evolution and regulation of the alk genes. //Microbiology. 2001. V. 147. P. 1621-
237 Van Beilen J.B., Smits T.H.M., Whyte L.G., Schorcht S., Rothlisberger M., Plaggemeier T., Engesser K.-H., and Witholt B. Alkane hydroxylase homologues in gram-positive strains. // Environ. Microbiol. 2002. V. 4. No 11. P. 676-682.
238 Van Beilen J.B., Li Z., Duetz W.A., Smits T.H.M., and Witholt B. Diversity of Alkane Hydroxylase Systems in the Environment. // Oil and Gas Scien. Technol - Rev. IFP. 2003. V. 58. No. 4. P. 427-440.
239 Van Beilen J.B., Marin M.M., Smits T.H.M., Rothlisberger M., Franchini A.G., Witholt B. and Rojo F. Characterization of two alkane hydroxylase genes from the marine hydrocarbonoclastic bacterium Alcanivorax borkumensis. II Environ. Microbiol. 2004. V. 6. No. 3. P. 264-273.
240 Van Beilen J.B., Smits T.H.M., Roos F.F., Brunner T., Balada S.B., Rothlisberger M. and Witholt B. Identification of an amino acid position that determines the substrate range of integral membrane alkane hydroxylases. // J. Bacteriol. 2005. V. 187. No.l. P. 85-91.
241 Van Hamme J.D., Odumeru J.A., Ward O.P. Community dynamics of a mixed-bacterial culture growing on petroleum hydrocarbons in batch culture. // Can. J. Microbiol. 2000. V. 46. P. 441^150.
242 Van Hamme J.D. and Ward O.P. Volatile hydrocarbon biodégradation by a mixed-bacterial culture during growth on crude oil. // J. of Indust. Microbiol, and Biotechnol. 2001. V. 26. P. 356-362.
243 Vasheghani-Farahani E. and Mehrnia M. Bio- physicochemical treatment of oil contaminated sea water. II J. Pet. Sci. Eng. 2000. V. 26. P. 179-185.
244 Vomberg A. and Klinner U. Distribution of alkB genes within n-alkane -degrading bacteria. // J. Appl. Microbiol. 2000. V. 89. P. 339-348.
245 Voordouw G., Shen Y., Harrington C.S., Telang A.J., Jack T.R., Westlake D.W.S. Quantitative reverse sample genome probing of microbial communities and its application to oil field production waters. // Appl. Environ. Microbiol. 1993. V. 59. No. 12. P. 4101-4114.
246 Voordouw G., Armstrong S.M., Reimer M.F., Fouts B., Telang A.J., Shen Y., Gevertz D. Characterization of 16S rRNA genes from oil field microbial communities indicates the presence of a variety of sulfate-reducing, fermentative, and sulfide-oxidizing bacteria. // Appl. Environ. Microbiol. 1996. V. 62. No. 5. P. 1623-1629.
247 Walker J.D., Colwell R.R. and Petrakis L. Biodégradation rates of components of petroleum. // Can. J. Microbiol. 1976. V. 22. P. 1209-1213.
248 Wang L., Tang Y., Wang S, Liu R.-L., Liu M.-Z., Zhang Y., Liang F.-L., Feng L. Isolation and characterization of a novel thermophilic Bacillus strain degrading long-chain n-alkanes. //
249
250
251
252
253
254
255
256
257
258
259
260
261
262
Extremophiles. 2006. V. 10. P. 347-356.
Wang J., Liu R. Isolation, characterization and identification of a thermophilic oil-degrading bacterium from Dagang oil field, China. Неопубликованные данные. Wawer С., Jetten M.S. and Muyzer G. Genetic diversity and expression of the [NiFe] hydrogenase large-subunit gene of Desulfovibrio spp. in environmental samples. // Appl. Environ. Microbio. 1997. V. 63. P. 4360^369.
Weisburg W.G., Barns S.M., Pelletier D.A., Lane D.J. 16S ribosomal DNA amplification for phylogenetic study. //J. Bacteriol. 1991. V. 173. P. 697-703. Whyte L.G., Greer C.W., Inniss W.E. Assessment of the biodégradation potential of psychrotrophic microorganisms. // Can. J. Microbiol. 1996. V. 42. P. 99-106. Whyte L.G., Smits T.H.M., Labbe D„ Witholt В., Greer C.W. and van Beilen J.B. Gene cloning and characterization of multiple alkane hydroxylase systems in Rhodococcus strains Q15 and NRRL B-16531. //Appl. Env. Microbiol. 2002. V. 68. No. 12. P. 5933-5942. Widdel F., Rabus R. Anaerobic biodégradation of saturated and aromatic hydrocarbons // Curr. Opin. Biotechnol. 2001. V. 12. P. 259-276.
Widdel F., Musat F., Knittel K. and Galushko A. Anaerobic degradation of hydrocarbons with sulfate as electron acceptor. // In Sulphate-reducing bacteria: environmental and engineeried systems (Eds., Barton L. L., Hamilton W. A.). Chapter 9. Cambridge University Press. 2007. Wilhelms. A, Larter S.R., Head I., Farrimond P., Di-Primio R., Zwach C. Biodégradation of oil in uplifted basins prevented by deep-burial sterilization. //Nature. 2000. V. 411. P. 10341037.
Wolin E.A., Wolin M.J., Wolfe R.S. Formation of methane by bacterial extracts. // J. Biol. Chem. 1963. V. 238. P. 2882-2886.
Yakimov M.M., Amro M.M., Bock M., Boseker K., Fredrickson H. L., Kessel D. G., Timmis K. N. The potential of Bacillus licheniformis strains for in situ enhanced oil recovery. // J. of Pet. Scie. Engineer. 1997 V. 18. No. 1-2. Pages 147-160.
Yakimov M.M., Lunsdorf H., Golyshin P.N. Thermoleophilum album (Zarilla and Perry, 1984) and T. minutum (Zarilla and Perry, 1986) are culturable representatives of the Rubrobacteridae group 2 (Actinobacteria). // IJSEM. 2003 V. 53. No. 2. P. 377-380. Youssef N., Simpson D.R., Duncan K.E., Mclnerney M.J., Folmsbee M., Fincher T., Knapp R.M. In situ biosurfactant production by Bacillus strains injected into a limestone petroleum reservoir. //Appl. and Environ. Microbiol. 2007. V. 73. No. 4. P. 1239-1247. Youssef N., Elshahed M.S., Mclnerney M.J. Microbiol processes in oil fields: culprits, problems and opportunities. // Adv. Appl. Microbiol. 2009. V. 66. P. 141-252. Yu Y., Lee C., Kim J. Hwang S. Group-specific primer and probe sets to detect methanogenic
communities using quantitative real-time polymerase chain reaction. // Biotechnology and bioengineering. 2004. V. 89. No. 6. P. 670-679.
263 Zarilla K.A. and Perry J.J. Thermoleophilum album gen. nov. sp. nov., a bacterium obligate for thermophily and rc-alkane substrates. // Arch. Microbiol. 1984. V. 137. P. 286-290.
264 Zarilla K.A. and Perry J.J. Bacillus thermoleovorans, sp. nov., a species of obligately thermophilic hydrocarbon utilizing endospore-forming bacteria. // Syst. Appl. Microbiol. 1986. V. 9. P. 258-264.
265 Zeigler D.R. Application of a recN sequence similarity analysis to the identification of species within the bacterial genus Geobacillus. II Int. J. Syst. and Evol. Microbiol. 2005. V. 55. P. 1171-1179.
266 Zeikus J.G., Weimer P.J., Nelson D.R., Daniels L. Bacterial methanogenesis: acetate as a methane precursor in pure culture. // Arch. Microbiol. 1975. V. 104. P. 129-134.
267 Zengler K., Richnow H.H., Rossello-Mora R., Michaelis W., Widdel F. Methane formation from long-chain alkanes by anaerobic microorganisms //Nature. 1999. V. 401. P. 316-322.
268 Zhang G., Dong H., Xu Z., Zhao D., Zhang C. Microbial diversity in ultra-high-pressure rocks and fluids from the Chinese continental drilling project in China. // Appl. Environ. Microbiol. 2005. V. 71. No. 6. P. 3213-3227.
269 ZoBell C.E. Action of microorganisms on hydrocarbons. // Scripps Institution Microbiol. 1946. V. 10. P. 1 -49
Обратите внимание, представленные выше научные тексты размещены для ознакомления и получены посредством распознавания оригинальных текстов диссертаций (OCR). В связи с чем, в них могут содержаться ошибки, связанные с несовершенством алгоритмов распознавания. В PDF файлах диссертаций и авторефератов, которые мы доставляем, подобных ошибок нет.