Рибосомные и кодирующие белки гены (gyrB, alkB и parE) бактерий рода Geobacillus и использование их в таксономии и экологии тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат наук Коршунова, Алена Викторовна

• Коршунова, Алена Викторовна
• кандидат наук
• 2014

Оглавление диссертации кандидат наук Коршунова, Алена Викторовна

СОДЕРЖАНИЕ

Стр

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Физиология, распространение и видовое разнообразие бактерий рода Geobacillus

1.2. Биотехнологический потенциал бактерий рода Geobacillus

1.3. Молекулярно-биологические методы, используемые в таксономии бактерий и изучении микробных сообществ

1.4. Гены ферментативной системы биодеградации н-алканов у бактерий

1.4.1. Система окисления н-алканов у Pseudomonasputida GPol

1.4.2. Организация alk генов у других грамотрицательных бактерий - 37 деструкторов н-алканов

1.4.3. Организация генов деградации н-алканов у грамположительных бактерий

1.5. Строение и функции гиразы и топоизомеразы IV у бактерий

1.6. Заключение по обзору литературы

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1. Бактериальные штаммы

2.2. Состав сред и условия культивирования бактерий рода Geobacillus

2.3. Выделение ДНК и РНК

2.4. Обратная транскрипция

2.5. Создание праймеров, специфичных к генам gyrB и рагЕ

2.6. Амплификация генов 16S рРНК, gyrB, alkB и рагЕ

2.7. Клонирование и секвенирование ПЦР-продуктов

2.8. Филогенетический анализ полученных последовательностей и построение филогенетических деревьев

2.9. Использование ПЦР в режиме реального времени для изучения синтеза мРНК генов alkB

3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Определение первичной структуры генов гиразы (gyrB) и топоизомеразы

IV (рагЕ) у бактерий рода Geobacillus

3.2. Идентификация представителей рода Geobacillus на основе сравнительного филогенетического анализа генов 16S рРНК и генов gyrB и топоизомеразы IV и оценка возможности использования последних для таксономии геобацилл

3.3. Поиск генов ферментативной системы биодеградации н-алканов у бактерий рода Geobacillus и определение первичной структуры алкан-гидроксилаз

3.3.1. Амплификация и сравнительный филогенетический анализ генов alkB геобацилл

3.3.2. Анализ нуклеотидного состава аШ?-генов и использования кодонов

3.4 Исследование гомологов алкан-монооксигеназы alkB у G. subterraneus

К

3.4.1 Локализация генов alkB в геноме углеводородокисляющей бактерии Geobacillus subterraneus штамм К

3.4.2 Детекция мРНК генов alkB у бактерии G. subterraneus К при росте на н-алканах

3.5. Филогенетическое разнообразие генов 16S рРНК и alkB в библиотеках клонов, полученных на основе ДНК и РНК из накопительных культур аэробных углеводородокисляющих бактерий из высокотемпературного нефтяного пласта

4. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

5. ВЫВОДЫ

6. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

h

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Рибосомные и кодирующие белки гены (gyrB, alkB и parE) бактерий рода Geobacillus и использование их в таксономии и экологии»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы. Термофильные нефтеокисляющие бактерии рода Geobacillus являются обычными обитателями высокотемпературных нефтяных пластов (Назина, Беляев, 2004). В процессе окисления н-алканов нефти геобациллы образуют биосурфактанты, что обусловливает их большой биотехнологический потенциал для повышения нефтеизвлечения. Надежное обнаружение геобацилл в микробном сообществе нефтяного пласта позволяет принимать решение о возможности применения биотехнологий повышения нефтеизвлечения, основанных на активации нефтеокисляющих бактерий. В период после первого описания рода Geobacillus (Nazina et al., 2001) были предложены 19 новых видов, размывающих границы существующих видов и рода. В 2010— 2012 годах на основании анализа генов 16S рРНК была начата новая ревизия рода. Часть видов была перенесена в новые роды (Aeribacillus, Caldibacillas), а ряд видов был объединен (Miñana-Galbis et al., 2010; Dinsdale et al., 2011; Coorevits et al., 2012). Последовательности генов 16S рРНК представителей рода Geobacillus очень близки, а у ряда видов эти гены не различаются. Таким образом, существует необходимость в поиске новых генетических маркеров или признаков, позволяющих осуществить внутривидовую и межвидовую дифференциацию геобацилл. Эти сведения необходимы также для обнаружения геобацилл в микробных сообществах и выявления их метаболической активности.

На настоящий момент показана возможность использования генов «домашнего хозяйства» gyrB ирагЕдт уточнения филогенетического положения представителей родов Pseudomonas (Izumi et al., 2007, Anuj et al., 2009), Vibrio (Luo and Hu, 2008), Paenibacillus (Wu et al., 2010) и др. на видовом уровне. Продукты генов gyrB и рагЕ, бета-субъединицы гиразы и топоизомеразы IV соответственно, принимают непосредственное участие в процессе репликации и разделения дочерних клеток. Высказано предложение об использовании генов gyrB и рагЕ для идентификации бактерий на внутри- и межвидовом уровне в качестве альтернативы метода ДНК/ДНК гибридизации (Suzuki et al., 2001, Wang et al., 2007).

Анализ генов 16S рРНК в сочетании с анализом генов дополнительных путей метаболизма является наиболее востребованным молекулярно-биологическим подходом при изучении микробных сообществ. Выбор генов в качестве дополнительного маркера во многом зависит от предполагаемого ключевого биогеохимического процесса, осуществляемого сообществом. Так, при исследовании метаногенов в сообществе микроорганизмов изучают ген метил коэнзим-М редуктазы (тгсА) (Luton et al., 2002;

Cardinali-Rezenda et al., 2009). Бактерий, вовлеченных в процесс сульфатредукции, идентифицируют на основе анализа генов сульфитредуктазы (Dar et al., 2008; Loy et al., 2009).

В экосистеме заводняемых высокотемпературных нефтяных пластов особый интерес представляет процесс аэробного окисления нефти и ее компонентов. У мезофильных бактерий, деструкторов н-алканов, наиболее распространенной является трехкомпонентная ферментная система алкан-гидроксилаза, ключевым ферментом которой является алкан-монооксигеназа (alkB) (van Beilen et al., 2005). К началу нашей работы появились первые сообщения об обнаружении у термофильных бактерий Geobacillus thermoleovorans 70 и Geobacillus thermoglucosidasius TR2 фрагментов последовательности яШ?-гена (Sharkey et al., 2004; Marchant et al., 2006). Таким образом, представляется актуальным анализ генов 16S рРНК геобацилл в сочетании с генами alkB, кодирующими ключевые ферменты деградации н-алканов.

В имеющихся публикациях, идентификацию и детекцию геобацилл в природных образцах осуществляли только на основании анализа генов 16S рРНК, поскольку сведения о других рассматриваемых генах-маркерах (gyrB, рагЕ и гены деградации углеводородов) у геобацилл практически отсутствовали (Назина и соавт., 2000, 2006; Bonch-Osmolovskaya et al., 2003; Dahle et al., 2008; Mnif et al., 2011). Метагеномный анализ ранее не применялся для изучения микроорганизмов нефтяных пластов, вероятно, вследствие сложности получения достаточного количества ДНК из пластовой воды, и только недавно появились первые работы (Caffrey, 2010). Проводится поиску геобацилл более надежного, чем ген 16S рРНК, таксономического гена-маркера. Результаты исследований генов recN(Zeigler, 2005), rpoB (Meitanis et al., 2008) и spoOA (Kuisiene et al., 2009) свидетельствуют о возможности их использования для определения видового состава геобацилл в сообществе.

Отдельной проблемой является доказательство функциональной активности геобацилл в природном местообитании. В настоящее время метаболически активные компоненты сообщества выявляют путем применения анализа генов 16S рРНК, полученных на основе тотальной РНК сообщества (Mills et al., 2004, 2005). Обнаружена прямая корреляция между высоким количеством рРНК и метаболической активностью микроорганизма. Сравнение библиотек клонов генов 16S рРНК, созданных на основе ДНК и РНК, позволяет выявить метаболически активные группы прокариот (Mills et al., 2004, 2005; Михайлова, 2012).

Таким образом, исследование генов, перспективных для идентификации бактерий рода Geobacillus, обнаружения в природных сообществах и доказательства их

6

метаболической активности представляется актуальным.

В Институте микробиологии им. С.Н. Виноградского РАН (ИНМИ РАН) собрана уникальная коллекция бактерий рода СеоЪасШт из нефтяных пластов, что позволяет произвести поиск подходящих генов-маркеров, оценить возможность их использования для идентификации геобацилл и изучить соответствие между количеством мРНК этих генов и метаболической активностью клеток, что и вошло в задачи настоящей работы.

Цель и задачи исследования. Целью работы является поиск и сравнительная характеристика белок-кодирующих генов бета-субъединицы гиразы, бета-субъединицы топоизомеразы IV и алкан-гидроксилазы у термофильных нефтеокисляющих бактерий рода СеоЪасШт и оценка возможности использования этих генов для определения таксономического положения геобацилл и их обнаружения в составе микробных сообществ высокотемпературных нефтяных пластов.

Для достижения цели было необходимо решить следующие задачи.

1. Определить первичную структуру генов gyrЪ и топоизомеразы IV у новых и известных штаммов бактерий рода СеоЪасШт и оценить возможность их использования для таксономии геобацилл.

2. Определить первичную структуру генов а/Ш у 11-ти штаммов, принадлежащих к роду СеоЪасШт.

3. Разработать праймеры для детекции разных алкан-гидроксилаз и исследовать разнообразие и локализацию генов а1кВ в геноме углеводородокисляющей бактерии СеоЪасШт яиЫеггапет штамм К, а также транскрипцию генов а1кВ в зависимости от стадии роста культуры и используемых углеводородных субстратов.

4. Определить филогенетическое разнообразие микроорганизмов в культурах термофильных углеводородокисляющих бактерий из высокотемпературных нефтяных пластов методом клонирования и секвенирования генов 168 рРНК и а1кВ, полученных на основе тотальных ДНК и РНК культур.

Научная новизна работы. Впервые определены последовательности генов бета-субъединицы гиразы и топоизомеразы IV у 18 штаммов геобацилл, и показана возможность использования этих генов для определения таксономического положения бактерий рода СеоЪасШт. Исследованы гены алкан-гидроксилазы у 11 штаммов бактерий рода СеоЪасШт. В геноме исследованных штаммов геобацилл выявлено от трех до семи гомологов, из которых только два являются универсальными для всех штаммов. Показано высокое сходство нуклеотидных последовательностей генов а1кВ бактерий родов СеоЪасШт и Шойососст, что свидетельствует об отсутствии видовой специфичности

г

генов alkB гебацилл и не позволяет использовать их в качестве единственного маркера для определения таксономической принадлежности геобацилл в природных экосистемах. Впервые показана хромосомная локализация генов alkB в геноме углеводородокисляющей бактерии Geobacillus subterraneus штамм К. С использованием разработанных праймеров к 8-и гомологам генов alkB исследована транскрипция генов alkB в зависимости от стадии роста культуры и используемых углеводородных субстратов. Выявлен высокий уровень транскрипции генов alkB-geo5, alkB-geoó и alkB-geo4 при росте на н-алканах бактерии G. subterraneus К, что подтверждает участие белковых продуктов этих генов в деградации н-алканов. Определена функциональная роль трех из семи гомологов генов alkB. При росте на н-алканах с разной длиной углеродной цепи (н-СлбНз4 и Н-С22Н46) в экспоненциальную фазу наблюдается образование мРНК гомологов alkB-geo5 и alkB-geoó, имеющих высокий уровень сходства между собой, а в начале стационарной фазы обнаруживается мРНК гомолога alkB-geo4. Впервые созданы библиотеки клонов гена 16S рРНК, на основе ДНК и РНК культур углеводородокисляющих бактерий из нефтяных пластов. Анализ библиотеки клонов генов 16S рРНК, созданной на основе РНК, свидетельствует о доминировании геобацилл в культурах из высокотемпературных нефтяных пластов и дает более полное представление о метаболически активных группах микроорганизмов.

Практическая значимость работы. Оптимизированы условия выделения ДНК и РНК из биомассы геобацилл с последующей амплификацией генов 16S рРНК и alkB. Созданы праймеры для детекции разных алкан-гидроксилаз в накопительных культурах и природных образцах. Сравнительный филогенетический анализ нуклеотидных последовательностей генов бета-субъединицы гиразы и топоизомеразы IV рекомендован в качестве признака, альтернативного ДНК-ДНК гибридизации для внутри- и межвидовой идентификации бактерий рода Geobacillus.

Апробация работы. Материалы диссертационной работы были представлены и обсуждены на Ш-ой и V Международной молодежной школе-конференции «Актуальные аспекты современной микробиологии» (Москва, 2007, 2009), на международном симпозиуме по микробиологии подземных экосистем (ISSM 2008) (Шизуока, Япония, 2008); на Пятом Московском международном конгрессе "Биотехнология: состояние и перспективы развития" (Москва, 2009); на 2-м международном симпозиуме по прикладной микробиологии и молекулярной биологии нефтяных систем (ISMOS2, Орхус, Дания, 2009), и на Международной конференции молодых ученых «Ломоносов-2009» (Москва, 2009).

Публикации. По теме диссертационной работы опубликовано 5 статей, в том числе в

журналах, рекомендованных ВАК («Молекулярная биология» и «Микробиология»), 1 обзор и 5 тезисов.

Объем и структура диссертации. Диссертационная работа включает разделы «Введение», «Обзор литературы», «Объекты и методы исследования», «Результаты исследований и их обсуждение», «Выводы» и «Список литературы». Материалы

диссертации изложены на _ страницах и включают 21 рисунок и 7 таблиц. Список

литературы включает 10 отечественных и 214 зарубежных наименований. Место проведения работы. Работа выполнена в отделе эволюционной биохимии НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского Федерального государственного бюджетного образовательного учреждения высшего профессионального образования «Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова».

Исследования выполняли в 2007-2013 гг. при финансовой поддержке РФФИ (грант № 06-04-49128) и Миннауки РФ (Ведущая научная школа академика РАН М.В. Иванова, НШ-1189.2012.4).

Благодарности. Автор выражает глубокую признательность научным руководителям д.б.н. Т.Н. Назиной и В.В. Алешину, к.б.н. А.Б. Полтараусу, д.б.н. Т.П. Туровой и к.б.н. Шестаковой за полезные советы и помощь при выполнении работы и обсуждении результатов. Автор приносит благодарность всем участникам работы, а также коллегам и друзьям за содействие и поддержку.

f

Список работ, опубликованных по теме диссертации

Экспериментальные статьи

1. Турова Т.П., Назина Т.Н., Михайлова Е.М., Родионова Т.А., Екимов А.Н., Машукова А.В., Полтараус А.Б. Гомологи alkB гена термофильных бактерий рода Geobacillus П Молекулярная биология. 2008. № 2. С. 247-257.

2. Турова Т.П., Коршунова А.В.. Михайлова Е.М., Соколова Д.Ш., Полтараус А.Б., Назина Т.Н. Применение анализа сходства нуклеотидных последовательностей генов gyrB ирагЕ для дифференциации видов рода Geobacillus II Микробиология. 2010. Т. 79. № 3. С. 376-389.

3. Шестакова Н.М., Коршунова А.В.. Михайлова Е.М., Соколова Д.Ш., Турова Т.П., Беляев С.С., Полтараус А.Б., Назина Т.Н. Сравнение библиотек клонов, полученных на основе ДНК и РНК из накопительных культур аэробных углеводородокисляющих бактерий из высокотемпературного нефтяного пласта // Микробиология. 2011. Т. 80. № 1. С. 63-73.

4. Коршунова А.В., Турова Т.П., Шестакова Н.М., Михайлова Е.М., Полтараус А.Б., Назина Т.Н. Детекция и транскрипция генов биодеградации н-алканов (alkB) в геноме углеводородокисляющей бактерии Geobacillus subterraneus штамм К // Микробиология. 2011. Т. 80. № 5. С. 669-678.

5. Назина Т.Н., Михайлова Е.М., Шестакова Н.М., Соколова Д.Ш., Ивойлов B.C., Коршунова А.В., Турова Т.П., Полтараус А.Б., Беляев С.С., Иванов М.В. Биодеградация нефти и гены alkB аэробных термофильных бактерий из нефтяных пластов. Труды Института микробиологии имени С.Н. Виноградского РАН. Вып. 16. Термофильные микроорганизмы / Ин-т микробиологии им. С.Н. Виноградского РАН. Отв. редактор В.Ф. Гальченко. М.: МАКС Пресс, 2011. С. 193-216.

Тезисы

1. Mikhailova Е.М., Shestakova N.M., Rodionova Т.А., Mashukova A.V., Tourova T.P., Nazina T.N., Poltaraus A.B. Alkane hydroxylase homologues and its localization in thermophilic bacteria of the genus Geobacillus. In Abstract Book: 7th Int. Symp. for Subsurface Microbiology. Shizuoka, Japan, November 16-21, 2008. P. 172.

2. Машукова A.B., Турова Т.П., Михайлова Е.М., Алешин В.В., Назина Т.Н., Полтараус А.Б. Использование сравнительного анализа последовательностей гена gyrB для видовой идентификации бактерий рода Geobacillus. Пятый Московский международный конгресс "Биотехнология: состояние и перспективы развития". Материалы Пятого Московского международного конгресса, часть 2 (Москва, 16-20 марта, 2009 г.). М.: ЗАО

«Экспо-биохим-технологии», РХТУ им. Д.И. Менделеева, 2009. С. 340-341.

3. Машукова (Коршунова) А.В.. Турова Т.П. Михайлова Е.М., Назина Т.Н., Полтараус А. Б. Гены биодеградации углеводородов у термофильных бактерий рода Geobacillus: строение и функции / Сборник тезисов Международной конференции молодых ученых «Ломоносов-2009», Москва, 13-16 апреля 2009. С. 164.

4. Shestakova N.M., Mikhailova Е.М., Mashukova A.V., Tourova T.P., Poltaraus A.B., Nazina T.N. Alkane hydroxylase genes in thermophilic bacteria of the genus Geobacillus and in enrichment cultures of hydrocarbon-oxidizing bacteria from a high-temperature petroleum reservoir. 2nd International conference on applied microbiology and molecular biology in oil systems. ISMOS2 Abstract Book, 17-19th June 2009, Aarhus, Denmark. P. 80.

5. Коршунова A.B.. Михайлова E.M., Шестакова H.M., Соколова Д.Ш., Турова Т.П., Полтараус А.Б., Назина Т.Н. Использование рибосомных и функциональных генов в исследовании микробных сообществ высокотемпературных нефтяных пластов. Актуальные аспекты современной микробиологии: V молодежная школа-конференция с международным участием. Институт микробиологии им. С.Н. Виноградского РАН. Москва, 26-27 октября 2009 г.: Тезисы. - М.: МАКС Пресс, 2009. С. 86-87.

Ii

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Физиология, распространение и видовое разнообразие бактерий рода Geobacillus.

Длительное время термофильные спорообразующие бактерии относили к «филогенетической группе 5» рода Bacillus (Claus and Berkeley, 1986; Ash et al., 1991). Основой для выделения представителей «группы 5» в отдельный род послужили результаты исследований микробных сообществ высокотемпературных нефтяных пластов в России, Казахстане и Китае (Назина и соавт., 1993, 2000, 2005; Nazina et al., 2001). В исследуемых нефтяных месторождениях использовалась технология повышения нефтеотдачи путем нагнетания воды. Поступление обогащенной кислородом воды создает благоприятные условия для роста аэробных микроорганизмов, а в случае высокотемпературных нефтяных пластов - для роста аэробных термофильных углеводородокисляющих микроорганизмов. Из высокотемпературных нефтяных пластов был выделен ряд аэробных термофильных бактерий. Филогенетический анализ выделенных бактерий показал их принадлежность к «группе 5» бактерий рода Bacillus.

Последующее тщательное таксономическое исследование новых штаммов и известных представителей группы 5 позволило выделить их в новый род Geobacillus (Nazina et al., 2001).

Представители рода Geobacillus являются грамположительными аэробными спорообразующими бактериями. Некоторые геобациллы являются факультативными анаэробами, и используют в качестве конечного акцептора электронов нитрат. Клетки геобацилл имеют палочковидную форму, часто подвижны. Бактерии являются умеренными термофилами, растут в интервале температур от 35 до 78°С с оптимумом в интервале 55-65°С (Nazina et al., 2001). Бактерии растут в интервале pH от 6,0 до 8,5 с оптимумом pH 6,27,5, что характеризует геобацилл как нейтрофилов.

Типовым видом рода является Geobacillus stearothermophilus, впервые описанный как Bacillus stearothermophilus (Donk et al., 1920). Вид отнесен к роду Geobacillus в 2001 году (Nazina et al., 2001). Типовой штамм вида G. stearothermophilus депонирован во всех международных коллекциях (DSM 22т - АТСС 12980х = BGSC 9А20Т - ССМ 2062х = JCM 2501 = VKM В-510ти другие). Список узаконенных видов бактерий рода Geobacillus с кратким указанием истории их описания приведен в таблице 1.

Таблица 1. Таксономия бактерий рода Geobacillus на момент исследования и их дальнейшая реклассификация

Вид Первичное описание вида Реклассификация вида Примечания *

Geobacillus stearothermophilus Donk, 1920; Nazina et al., 2001 Coorevits et al., 2012 Типовой вид рода Типовой штамм вида R-35646 = АТСС 12980 т =DSM 22 т

Geobacillus caldoxylosilyticus Ahmad et al., 2000; Fortina et al., 2001 Типовой штамм S1812 = АТСС 700356 = DSM 12041

Geobacillus debilis Banat et al. 2004 Caldibacillus debilis (Coorevits et al., 2012) Типовой штамм Tf = R-35653 = DSM 16016 = LMG 23386

Geobacillus galactosidasius Poli et al., 2011 Validation list no. 144. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2012, 62,473-475 Типовой штамм CF1B = АТСС ВАА-1450 = DSM 18751

Geobacillus gargensis Nazina et al., 2004 Geobacillus thermocatenulatus (Dinsdale et al., 2011) Типовой штамм Ga = DSM 15378 = VKMB-2300

Geobacillus jurassicus Nazina et al., 2005 Geobacillus jurassicus Типовой штамм DSI = R-35651 = DSM 15726 = VKM В-2301

Geobacillus kaustophilus Priest et al. 1989; Nazina et al., 2001 Типовой штамм АТСС 8005 = DSM 7263= NBRC 102445 = NCCB 30003 = NRRL NRS-81

Geobacillus lituanicus Kuisiene et al. 2004 Типовой штамм N-3 = DSM 15325 = VKM В-2294

Geobacillus pallidus Scholz et al., 1988; Banat et al., 2004 Aeribacillus pallidus (Minana-Galbis et al., 2010) Типовой штамм Н12 = АТСС 51176 = DSM 3670 = LMG 19006

Geobacillus subterraneus Nazina et al., 2001 Geobacillus subterraneus Типовой штамм 34 =DSM 13552 = VKM В-2226.

Geobacillus tepidamans Schaffer et al., 2004 Anoxybacillus tepidamans (Coorevits et al., 2012) Типовой штамм GS5-97 = АТСС ВАА-942 = DSM 16325

Geobacillus thermantarcticus Nicolaus et al. 2002; Coorevits et al., 2012 Типовой штамм Ml = R-35644 = BGSC 20А1 = DSM 9572

Таблица 1. (Продолжение)

Вид Первичное описание вида Реклассификация вида Примечания

Geobacillus thermocatenulatus Golovacheva etal., 1991; Nazina et al., 2001 Geobacillus thermocatenulatus Типовой штамм 178 = BGSC 93AI = DSM 730 = VKM B-1259

Geobacillus thermodenitrificans subsp. calidus Cihan et al., 2011 F84b= DSM 22629 = NCIMB 14582

Geobacillus thermodenitrificans subsp. thermodenitrificans Manachini et al., 2000 Cihan et al., 2011 R-35647= ATCC 29492 = BGSC 94A1 = DSM 465

Geobacillus thermoglucosidasius Suzuki etal. 1984; Nazina et al., 2001 Geobacillus thermoglucosidans (Coorevits et al., 2012) Типовой штамм KP 1006= ATCC 43742 = DSM 2542 = NRRL B-14516

Geobacillus thermoleovorans Zarilla and Perry 1988; Nazina et al., 2001 Типовой штамм LEH-1= ATCC 43513 = BGSC 96A1 = DSM 5366

Geobacillus toebii Sung et al., 2002 Типовой штамм SK-1 = R-35642 = DSM 14590 = LMG 23037

Geobacillus uzenensis Nazina et al., 2001 Типовой штамм U= AS 12674= DSM 13551 = VKM B-2229

Geobacillus vulcani Caccamo et al., 2000; Nazina et al., 2004 Типовой штамм 3s-1 = CIP 106305 = DSM 13174 = JCM 12214

*- указано не более трех коллекций микроорганизмов, в которые был депонирован штамм

/У

Основные диагностические признаки и спектр субстратов, используемых геобациллами, выделенными из нефтяных пластов, приведены в таблице 2. Эти бактерии являются типичными органотрофами и используют углеводы, органические кислоты, спирты, н-алканы, ароматические углеводороды и др.

Многие виды геобацилл обнаружены при исследовании микробных сообществ высокотемпературных нефтяных пластов. Показано, что представители рода Geobacillus (G. subterraneus, G. stearothermophilus, G. uzenensis, G. thermoglucosidasius, G. thermoleovorans и G. jurassicus) являются обычными обитателями заводняемых высокотемпературных нефтяных пластов и нефтесодержащих пород (Назина, Беляев, 2004; Назина и соавт., 2005; Kato et al., 2001, Bonch-Osmolovskaya et al., 2003, Hao et al., 2004; Nazina et al., 2001, 2005). Некоторые виды обнаруживаются в экосистемах с температурой ниже оптимума роста геобацилл - в дождевой воде, воздухе и почве (Marchant et al., 2006, 2008).

1.2. Биотехнологический потенциал бактерий рода Geobacillus.

Бактерии рода Geobacillus представляют большой интерес, как в фундаментальном, так и в прикладном аспектах.

Геобациллы - весьма перспективный объект для биотехнологии. Они являются источником уникальных термофильных ферментов. Получены из геобацилл и запатентованы термофильные ферменты рестрикции, такие как Bst API (Abdurashitov et al., 1997), Bsm I (патент US6335190) и другие (Degtyarev et al., 2000; Дедков и соавт., 2001, Томилова и соавт., 2002), термофильные киназы (ацетат-киназа, патент US05610045; пируват-киназа, патент US04331762), ряд термофильных дегидрогеназ (малеат-дегидрогеназа, патент US04331762; глюкозо-6-фосфатдегидрогеназа, патент US04331762; L-лизин-б-дегидрогеназа и т.д. (Heydary et al., 2004; Ng et al., 2009).

Из бактерии G. stearothermophilus выделена уникальная ДНК полимераза (Bst полимераза) (патенты US05747298, US05830714, US05834253, US05874282, US06013451, US06066483, US06100078, US06238905). Отличительной особенностью фермента является наличие хеликазной активности. Оптимальная температура работы Bst полимеразы находится в пределах 60-65°С. Благодаря своим свойствам, фермент нашел широкое применение в так называемой изотермической амплификации нуклеиновых кислот. Подход позволяет исключить из цикла нагрев до 95°С для денатурации ДНК и проводить полимеразную цепную реакцию в один шаг.

Таблица 2. Физиолого-биохимические признаки аэробных термофильных бактерий рода СеоЬасШш, выделенных из высокотемпературных

Физиолого-биохимические признаки G.thermol eovorans G. thermodeni-trificans G. subterraneus G. uzenensis G. lituaniens G. jurassicus

В23 NG80-2 34т Sam К ит X N-3T DS1 DS2

Температура роста 50-80 45-73 45-65 45-70 48-70 45-65 45-65 55-70 45-68 45-68

(°С), интервал/ 70 65 Н.д. 55 57 55 55-60 60 Н.д. Н.д.

оптимум

рН 5,5-8 Н.д. 6,2-7,6 6,8-7,8 6,2-7,6 6,2-7,8 6,2-7,8 Н.д. 6,4-7,8 6,4-7,8

ЫаС1 (%) Н.д. 0-5 0-3 0-5 0-5 0-4 0-4 0-0,5 0-5 0-5,5

Денитрификация - + + + + - - + - -

Рост на различных субстратах

н-Алканы + + + + + + + Н.д. + +

Соли органических кислот

Ацетат + Н.д. + + + - + Н.д. + +

Пируват + Н.д. + + + - + Н.д. Н.д. Н.д.

Сукцинат - Н.д. + + + + + Н.д. Н.д. Н.д.

Лактат Н.д. Н.д. + + + - + Н.д. + +

Пропионат Н.д. Н.д. Н.д. - - - + Н.д. - -

Углеводы

Глюкоза + Н.д. Н.д. + + + + Н.д. + +

Таблица 2. (Продолжение)

Физиолого-биохимические признаки СЛкегто1 еоуогат в. Легтос1ет- С. тЫеггапет С. шепет1$ в. Шиатсш О. ¡игазз^ст

В23 N080-2 34т Баш К ит В23 N080-2 34Т

Фруктоза Н.д. Н.д. Н.д. + + + + Н.д. + +

Лактоза - + - - - - - Н.д. - -

Галактоза + + + + + + + + + +

Сахароза + Н.д. Н.д. + + + + Н.д. + +

Арабиноза + + + - + + + + + +

Целлобиоза + + + + + + + + + +

Спирты

Метанол Н.д. Н.д. Н.д. + + - - Н.д. - -

Этанол Н.д. Н.д. + + + - + Н.д. + +

Глицерин Н.д. Н.д. Н.д. - - - + Н.д. + +

Инозит - Н.д. - - - - - Н.д. - -

Сорбит - Н.д. - - - - - Н.д. - -

Ссылка КаЮ е1 а!., 2001Ь \Vang е1 а1., 2006 Назина и соавт., 2000; Ма2та е1 а!., 2001 Назина и соавт., 2000; Ыагта е1 а1., 2001 Клт1епе а!., 2004 №гта й а1., 2005

17

Особое внимание представляет обнаруженная у геобацилл термостабильная РНК зависимая ДНК-полимераза, или термостабильная обратная транскриптаза, работающая при температуре 75°С (патент US20110020897) (Vellore et al., 2004). Обратные транскриптазы являются незаменимыми ферментами в молекулярной биологии. Они позволяют анализировать и идентифицировать методом ПЦР различные РНК путем получения комплементарной ДНК (кДНК), получать рекомбинантные гены животных для экспрессии в клетках прокариот и т.д. Ранее все используемые для этих целей коммерческие ферменты получали на основе обратных транскриптаз ретровирусов животных, что не позволяло использовать их при температурах выше 42°С. Возможность проводить реакцию обратной транскрипции при температуре до 75°С дает преимущество в выходе кДНК, так как повышение температуры способствует лучшей денатурации одноцепочечной РНК, устраняет шпильки и другие вторичные структуры.

Близкое родство и высокая степень сходства геномов термофильных бактерий рода Geobacillus с геномами мезофильных Bacillus обусловили повышенное внимание к представителям геобацилл с точки зрения изучения механизмов адаптации мезофильных бактерий к высоким температурам. Выявление факторов, обеспечивающих устойчивость к повышенной температуре, имеет не только фундаментальное значение, но и представляет определенный коммерческий интерес, так как знание механизмов возникновения устойчивости позволило бы создавать белки с новыми свойствами. На настоящий момент рассматриваются 3 основных гипотезы о механизме адаптации мезофильных микроорганизмов к высокой температуре: 1) мутации и модификации существующих мезофильных генов основных биохимических путей метаболизма, 2) горизонтальный перенос генов из термофильных архей, 3) модификации и повышение активности белков-шаперонов мезофилов.

Первый проект по секвенированию полного генома геобацилл G. kaustophilus штамм НТА426 был направлен на проверку этих гипотез. Основное внимание было уделено поиску уникальных для G. kaustophilus генов в сравнении с геномами бацилл. (Takami et al., 2004). В 2007 году был завершен еще один проект по сиквенсу полного генома G. thermodenitrificans NG80-2 (Feng et al., 2007). В настоящее время проводится полное секвенирование геномов наиболее востребованных в биотехнологии штаммов G. stearothermophilus 10 и G. thermoleovorans Т80.

Полученные последовательности геномов геобацилл позволили уточнить и проверить группу генов, которая была определена как специфичная для G. kaustophilus НТА426 по сравнению с генами бактерий рода Bacillus. В эту группу вошло 839 генов, что

/<р

составило 24% от их общего числа. Для 204 генов из этой группы функция остается неизвестной. Между большинством генов основных метаболических путей геобацилл и бацилл не найдено значительных отличий. Доля таких генов в геноме составила 37%. Остальные гены являлись ортологами генов бацилл. Небольшое количество генов идентифицированы как ортологи генов термофильных архей (Takami et al., 2004).

Опубликованные геномы пока не позволили четко идентифицировать факторы, связанные с обеспечением устойчивости бактерий к высоким температурам роста. Не найдено подтверждений версии, что мутации и модификации существующих генов мезофильных бактерий привели к возникновению термоустойчивых белков. Однако для геобацилл удалось выявить такие особенности, как наличие в геноме большого числа мобильных элементов. Геном бактерии G. kaustophilus содержит 91 транспозон, тогда как у бацилл максимальное количество транспозонов (21) выявлено в геноме В. cereus, а в геноме В. subtilis они отсутствовали (Takami et al., 2004). Возможно, наличие большого числа транспозонов свидетельствует о высоком уровне горизонтального переноса генов у геобацилл. В то же время, какие ключевые гены из термофильных микроорганизмов попали в геном геобацилл путем горизонтального переноса, осталось невыясненным. Таким образом, вопрос о механизмах адаптации мезофилов к высокой температуре остается открытым.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Коршунова, Алена Викторовна, 2014 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Борзенков И.А., Телитченко М.М., Милехина Е.И., Беляев С.С., Иванов М.В. Метанокиеляющие бактерии и их активность в пластовых водах нефтяных месторождений Татарской АССР. // Микробиология. 1991. Т. 60. С. 558-564.

2. Дедков B.C., Абдурашитов М.А., Янковский Н.К., Килева Е.В., Мякишева Т.В., Попиченко Д.В., Дегтярев С.Х. Новая сайт-специфическая ДНК-никаза N.Bst9I из Bacillus stearothermophilus 9 II Биотехнология. 2001, №4, С. 3-8.

3. Маниатис Т., Фрич Э., Самбрук Дж. Методы генетической инженерии. Клонирование генов. Москва. Мир. 1984.

4. Назина Т.Н., Беляев С.С. Биологическое и метаболическое разнообразие микроорганизмов нефтяных месторождения // Труды Института микробиологии им. С.Н. Виноградского РАН, Вып. XII, Юбилейный сборник к 70-летию Института, Москва: «Наука». 2004. С. 289-316.

5. Назина Т.Н., Иванова А.Е., Благов A.B. Микробиологическая характеристика нефтяных пластов полуострова Мангышлак // Микробиология. 1992. Т. 61. N. 2. С. 316-322.

6. Назина Т.Н., Иванова А.Е., Митюшина Л.Л., Беляев С.С. Термофильные углеводородокисляющие бактерии из нефтяных пластов // Микробиология. 1993. Т. 62. N. 3. С. 583-592.

7. Назина Т.Н., Григорьян A.A., Шестакова Н.М., Бабич Т.Л., Ивойлов B.C., Циньсян Фенг, Фангтиан Ни, Джинциан Ванг, Уехие Ше, Тингшен Сиан, Жибин Луо, Беляев С.С., Иванов М.В. Микробиологические исследования высокотемпературных нефтяных пластов залежи Кондиан в связи с испытанием биотехнологии повышения нефтеизвлечения // Микробиология. 2007. Т. 76. № 3. С. 329-339.

8. Назина Т.Н., Соколова Д.Ш., Шестакова Н.М., Григорьян A.A., Михайлова Е.М., Бабич Т.Л., Лысенко A.M., Турова Т.П., Полтараус А.Б., Циньсян Фенг, Фангтиан Ни, Беляев С.С. Филогенетическое разнообразие аэробных органотрофных бактерий из высокотемпературного нефтяного месторождения Даган // Микробиология. 2005. Т. 74. С. 401-409.

9. Назина Т.Н., Турова Т.П., Полтараус А.Б., Новикова Е.В., Иванова А.Е., Григорьян A.A., Лысенко A.M., Беляев С.С. Физиологическое и филогенетическое разнообразие термофильных спорообразующих углеводородокисляющих бактерий из нефтяных пластов // Микробиология. 2000. Т. 69. С. 113-119.

10. Назина Т.Н., Шестакова Н.М., Григорьян A.A., Михайлова Е.М., Турова Т.П., Полтараус А.Б., Циньсян Фен, Фангтиан Ни, Беляев С.С. Филогенетическое разнообразие и активность

анаэробных микроорганизмов высокотемпературных горизонтов нефтяного месторождения Даган (КНР) // Микробиология. 2006. Т. 75. № 1. С. 70-81.

11. Турова Т.П. Мультикопийность рибосомных оперонов прокариот и ее влияние на проведение филогенетического анализа // Микробиология. 2003. Т. 72. С. 437-452.

12. Томилова Ю.Э., Дедков B.C., Шинкаренко Н.М., Попиченко Д.В. Дегтярев С.Х. Эндонуклеаза рестрикции Bstl9I из штамма Bacillus stearothermophilus, узнающая последовательность ДНК 5'-GCATC-3' // Биотехнология. 2002. №6. С. 17-20.

13. Abdurashitov М.А., Belichenko O.A., Shevchenko A.V., Dedkov V.S., Degtyarev S.Kh. BstAP I, an ApaB I isoschizomer, cleaves DNA at 5'-GCANNNNANTGC-3' // Nucleic Acids Research. 1997. Vol. 25. No 12. P. 2301-2302.

14. Altschul S.F., Madden T.L, Schaer A.A, Zhang J., Zhang Z., Miller W., Lipman D.J. Gapped BLAST and PSI-BLAST: a new generation of protein database search programs // Nucleic Acids Res.

1997. 19 25 P. 3389-3402.

15. Amann R.I., Ludwig W., Schleifer K.H. Phylogenetic identification and in situ detection of individual microbial cells without cultivation // Microbiol Rev. 1995. V. 59(1). P. 143-69.

16. Andersson S.G.E., Kurland C.G. Codon preferences in free-living microorganisms. // Microbiol. Rev. 1990. V. 54. P. 198-210.

17. Andreoni V., Bernasconi S., Colombo M., van Beilen J.B., Cavalca L. Detection of genes for alkane and naphthalene catabolism in Rhodococcus sp. strain 1BN // Environ. Microbiol. 2000. V. 2. P. 572-577.

18. Annweiler E., Richnow H.H., Antranikian G., Hebenbrock S., Garms C., Franke S., Franke W., Michaelis W. Naphthalene degradation and incorporation of naphthalene-derived carbon into biomass by the thermophilic Bacillus thermoleovorans II Appl. Environ. Microbiol. 2000. V. 66. P. 518-523.

19. Anuj S.N., Whiley D.M., Kidd T.J., Bell S.C., Wainwright C.E., Nissen M.D., Sloots T.P. Identification of Pseudomonas aeruginosa by a duplex real-time polymerase chain reaction assay targeting the ecJXand the gyrB genes // Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 2009. V. 63(2). P. 127-31.

20. Aravind L., Leipe D.D., Koonin E. Toprim: a conserved catalytic domain in type IA and II topoisomerases, DnaGtype primases, OLD family nucleases and RecR proteins // Nucleic Acids Res.

1998. V. 26. P. 4205-13.

21. Ash C., Farrow J. A.E., Wallbanks W., and Collins M.D. Phylogenetic heterogeneity of the genus Bacillus revealed by comparative analysis of small-subunit-ribosomal RNA sequences // Lett. Appl. Microbiol. 1991. V. 13. P. 202-206.

22. Baek K.H., Yoon B.D., Kim B.H., Cho D.H., Lee I.S., Oh H.M., Kim H.S. Monitoring of microbial diversity and activity during bioremediation of crude oil-contaminated soil with different treatments //J. Microbiol Biotechnol. 2007. V. 17(1). P. 67-73.

23. Banat I.M., Marchant R., Rahman T.J. Geobacillus debilis sp. nov., a novel obligately thermophilic bacterium isolated from a cool soil environment, and reassignment of Bacillus pallidus to Geobacillus pallidus comb, nov // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2004. V. 54(Pt 6). P. 2197-201.

24. Baptist J.N., Gholson R.K., Coon M.J. Hydrocarbon oxidation by a bacterial enzyme system: I. Products of octane oxidation // Biochim. Biophys. Acta. 1963. V. 69. P. 40-47.

25. Basile L.A., Erijman L. Quantitative assessment of phenol hydroxylase diversity in bioreactors using a functional gene analysis // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2008. V. 78(5). P. 863-872.

26. Bavykin S.G., Lysov Y.P., Zakhariev V., Kelly J.J., Jackman J., Stahl D.A., Cherni A. Use of 16S rRNA, 23S rRNA, and gyrB gene sequence analysis to determine phylogenetic relationships of Bacillus cereus group microorganisms // J. Clin. Microbiol. 2004. V. 42. P. 3711-3730.

27. Bellon S., Parsons J.D., Wei Y., Hayakawa K., Swenson L.L., Charifson P.S., Lippke J.A., Aldape R., Gross C.H. Crystal Structures of Escherichia coli Topoisomerase IV ParE Subunit (24 and 43 Kilodaltons): a Single Residue Dictates Differences in Novobiocin Potency against Topoisomerase IV and DNA Gyrase // Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 2004 V. 48(5). P. 1856-1864.

28. Berger J.M., Gamblin S.J., Harrison S.C., Wang J.C. Structure and mechanism of DNA topoisomerase II // Nature. 1996. V. 379 (6562). P. 225-32.

29. Bonch-Osmolovskaya E.A., Miroshnichenko M.L., Lebedinsky A.V., Chernyh N.A., Nazina T.N., Ivoilov V.S., Belyaev S.S., Boulygina E.S., Lysov Y.P., Perov A.N., Mirzabekov A.D., Hippe H., Stackebrandt E., L'Haridon S., Jeanthon C. Radioisotopic, culture-based, and oligonucleotide microchip analyses of thermophilic microbial communities in a continental high-temperature petroleum reservoir //Appl. Environ. Microbiol. 2003. V. 69(10). P. 6143-51.

30. Brannigan J.A., Ashford S.R., Doherty A.J., Timson D.J., Wigley D.B. Nucleotide sequence, heterologous expression and novel purification of DNA ligase from Bacillus stearothermophilus II Biochim. Biophys. Acta. 1999. V. 1432(2). P. 413-418.

31. Braun-Howland E.B., Danielsen S.A., Nierzwicki-Bauer S.A. Development of a rapid method for detecting bacterial cells in situ using 16S rRNA-targeted probes. // Biotechniques. 1992. Dec. V. 13(6). P. 928-934.

32. Brown P.O., Cozzarelli N.R. A sign inversion mechanism for enzymatic supercoiling of DNA // Science. 1979. V. 206. P. 1081-1083.

33. Brown J.W., Haas E.S., Pace N.R. Characterisation of ribonuclease P RNAs from thermophilic bacteria//Nucleic. Acids. Res. 1993. V. 21. P. 671-679.

I oS

34. Bustin S.A. Absolute quantification of mRNA using real-time reverse transcription polymerase chain reaction assays // J. Mol. Endocrinol. 2000. V. 25. P. 169-193.

35. Caccamo D., Gugliandolo C., Stackebrandt E., and Maugeri T.L. Bacillus vulcani sp. nov., a novel thermophilic species isolated from a shallow marine hydrothermal vent // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2000. V. 50. P. 2009-2012.

36. Caffrey S.M. Which microbial communities are present? Sequence-based metagenomics. C. Whitby, T.L. Skovhus (eds.), Applied Microbiology and Molecular Biology in Oil Field Systems. 2010. Chapter 8. P. 63-76.

37. Cappelletti M., Fedi S., Frascari D., Ohtake H., Turner R.J., Zannoni D. Analyses of both the alkB gene transcriptional start site and alkB promoter-inducing properties of Rhodococcus sp. strain BCP1 grown on n-alkanes //Appl. Environ. Microbiol. 2011. V. 77(5). P. 1619-1627.

38. Cardinali-Rezende J., Debarry R.B., Colturato L.F., Carneiro E.V., Chartone-Souza E., Nascimento A.M. Molecular identification and dynamics of microbial communities in reactor treating organic household waste // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2009. V. 84(4). P. 777-789.

39. Chakrabarty A.M., Chou G., Gunsalus I.C. Genetic regulation of octane dissimilation plasmid in Pseudomonas II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1973. V. 70 P. 1137-1140.

40. Champoux J.J. DNA topoisomerases: structure, function, and mechanism // Annu. Rev. Biochem. 2001. V. 70. P. 369-413.

41. Chimara E., Ferazoli L., Leao S.C. Mycobacterium tuberculosis complex differentiation using gyrfi-restriction fragment length polymorphism analysis // Mem. Inst. Oswaldo. Cruz. 2004. V. 99. P. 745-748.

42. Cihan A.C., Ozcan B., Tekin N., Cokmus C. Geobacillus thermodenitrificans subsp. calidus, subsp. nov., a thermophilic and a-glucosidase producing bacterium isolated from Kizilcahamam, Turkey // J. Gen. Appl. Microbiol. 2011. V. 57(2). P. 83-92.

43. Claus D. and Berkeley R.C.W. Genus Bacillus Cohn 1872 // In Bergey's Manual of Systematic Bacteriology. Edited by P. H. A. Sneath, N. S. Mair, M. E.Sharpe & J. G. Holt. Baltimore: Williams & Wilkins. 1986. V. 2, P. 1105-1139.

44. Cole S.T., Brosch R., Parkhill J., et al., Deciphering the biology of Mycobacterium tuberculosis from the complete genome sequence //Nature. 1998. V. 393. P. 537-544.

45. Coleman N.V., Bui N.B., Holmes A.J. Soluble di-iron monooxygenase gene diversity in soils, sediments and ethene enrichments // Environ. Microbiol. 2006. V. 8(7). P. 1228-1239.

46. Coorevits A., Dinsdale A.E., Halket G., Lebbe L., De Vos P., Van Landschoot A., Logan N.A. Taxonomic revision of the genus Geobacillus: emendation of Geobacillus, G.stearothermophilus, G. jurassicus, G. toebii, G. thermodenitrificans and G.thermoglucosidans (nom. corrig., formerly

VD9

'thermoglucosidasius'); transfer of Bacillus thermantarcticus to the genus as G. thermantarcticus comb, nov.¡proposal of Caldibacillus debilis gen. nov., comb, nov.; transfer of G.tepidamans to Anoxybacillus as A. tepidamans comb, nov.; and proposal of Anoxybacillus caldiproteolyticus sp. nov. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2012. V. 62(Pt 7). P. 1470-1485.

47. Corbett K.D., Berger J.M. Structure, molecular mechanisms, and evolutionary relationships in DNA topoisomerases // Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 2004. V. ;33. P. 95-118. Review.

48. Corbett K.D., Berger J.M. Structural basis for topoisomerase VI inhibition by the anti-Hsp90 drug radicicol //Nucleic Acids Res. 2006 V. 34(15). P. 4269-4277.

49. Dahle H., Garshol F., Madsen M., Birkeland N.K. Microbial community structure analysis of produced water from a high-temperature North Sea oil-field // Antonie Van Leeuwenhoek. 2008. V. 93(1-2). P. 37-49.

50. Dar S.A., Yao L., van Dongen U., Kuenen J.G., Muyzer G. Analysis of diversity and activity of sulfate-reducing bacterial communities in sulfidogenic bioreactors using 16S rRNA and dsrB genes as molecular markers // Appl. Environ. Microbiol. 2007. V. 73. P. 594-604.

51. Dauga K. Evolution of the gyrB gene and the molecular phylogeny of Enterobacteriaceae: a model molecule for molecular systematic studies / Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2002. V. 52. P. 531— 547.

52. Degtyarev S.Kh., Belichenko O.A., Lebedeva N.A., Dedkov V.S., Abdurashitov M.A. Btr I, a novel restriction endonuclease, recognizes the non-palindromic sequence 5'-CACGTC-3' (-3/-3) // Nucleic Acids Res. 2000. V. 28(11). P. e56.

53. DeLong E.F., Wickham G.S., Pace N.R. Phylogenetic stains: ribosomal RNA-based probes for the identification of single cells // Science. 1989. V. 10(4896). P. 1360-1363.

54. Dinsdale A.E., Halket G., Coorevits A., Van Landschoot A., Busse H.J., De Vos P., Logan N.A. Emended descriptions of Geobacillus thermoleovorans and Geobacillus thermocatenulatus. II Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2011. V.61(Pt 8). P. 1802-1810.

55. Ebrahimpour A., Rahman R.N., Basri M., Salleh A.B. High level expression and characterization of a novel thermostable, organic solvent tolerant, 1,3-regioselective lipase from Geobacillus sp. strain ARM // Bioresour. Technol. 2011. V. 102(13). P. 6972-6981.

56. Edwards U., Rogall T., Blocker H., Emde M. and Bottger E. C. Isolation and direct complete nucleotide determination of entire genes. Characterization of a gene coding for 16S ribosomal RNA // Nucleic Acids Res. 1989. V. 17. P. 7843-7853.

57. Eichler S., Christen R., Holtje C., Westphal P., BStel J., Brettar I., Mehling A., Hofle M.G. Composition and dynamics of bacterial communities of a drinking water supply system as assessed by

lit?

RNA- and DNA-based 16S rRNA gene fingerprinting // Appl. Environ. Microbiol. 2006. V. 72(3). P. 1858-1872.

58. Euzeby J.P. List of prokaryotic names with standing in nomenclature - genus Geobacillus. http://www.bacterio.cict.fr/g/geobacillus.htinl (accessed 4 February 2008).

59. Feitkenhauer H., Schnicke S., Müller R., and Märkl H. Kinetic parameters of continuous cultures of Bacillus thermoleovorans sp. A2 degrading phenol at 65 °C // J. Biotechnol. 2003. V. 103. P. 129— 135.

60. Felsenstein J. PHYLIP, Phylogenetic Inference Package (Version 3.2) // Cladistics. 1989. V. 5. P. 164-166.

61. Feng L., Wang W., Cheng J., Ren Y„ Zhao G„ Gao C., Tang Y„ Liu X., Han W„ and other authors. Genome and proteome of long-chain alkane degrading Geobacillus thermodenitrificans NG80-2 isolated from a deep-subsurface oil reservoir // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 2007. V. 104. P. 56025607.

62. Fennewald M., Benson S., Oppici M. and Shapiro J. Insertion element analysis and mapping of the Pseudomonas plasmid alk regulon // J. Bacteriol. 1979. V. 139. P. 940-952.

63. Fennoy S.L., Bailey-Serres J. Synonymous codon usage in Zea mays L. nuclear genes is varied by levels of C and G-ending codons //Nucleic Acids Res. 1993. V. 21.P. 5294-5300.

64. Ferguson R.L., Buckley E.N., and Palumbo A.V. Response of marine bacterioplankton to differential filtration and confinement // Appl. Environ. Microbiol. 1984. V. 47. P. 49-55.

65. Fortina M.G., Mora D., Schumann P., Parini C., Manachini P.L., Stackebrandt E. Reclassification of Saccharococcus caldoxylosilyticus as Geobacillus caldoxylosilyticus (Ahmad et al. 2000) comb. nov. //Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2001. V. 51(Pt 6). P. 2063-2071.

66. Geliert M., Mizuuchi K., O'Dea M.H., Nash H.A. DNA gyrase: an enzyme that introduces superhelical turns into DNA // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1976. V. 73. P. 3872-3876.

67. Gerth U., Kock H., Küsters I., Michalik S., Switzer R.L., Hecker M. Clp-dependent proteolysis down-regulates central metabolic pathways in glucose-starved Bacillus subtilis II J. Bacteriol. 2008. V. 190(1). P. 321-331.

68. Gurtler V. and Mayall B.C. Genomic approaches to typing, taxonomy and evolution of bacterial isolates // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2001. V. 51. P. 3-16.

69. Hamamura N., Fukui M., Ward D.M., Inskeep W.P. Assessing soil microbial populations responding to crude-oil amendment at different temperatures using phylogenetic,functional gene (alkB) and physiological analyses//Environ. Sei. Technol. 2008. V. 15;42(20). P. 7580-7586.

70. Hao R., Lu A., Wang G. Crude-oil-degrading thermophilic bacterium isolated from an oil field // Can. J. Microbiol. 2004. V. 50. P. 175-182.

71. Hara A., Baik S.H., Syutsubo K., Misawa N., Smits T.H.M., van Beilen J.B., Harayama S. Cloning and functional analysis of alkB genes in Alcanivorax borkumensis SK2 // Environ. Microbiol. 2004. V. 6. P. 191-197.

72. Harayama, S. and Yamamoto, S. Phylogenetic identifcation of Pseudomonas strains based on a comparison of gyrB and rpoD sequences // In Molecular Biology of Pseudomonads. Ed. by Nakazawa T., Furukawa K., Haas D., Silver S. ASM Press. Washington, D.C. 1996. P. 250-258.

73. Heiss-Blanquet S., Benoit Y., Maréchaux C., Monot F. Assessing the role of alkane hydroxylase genotypes in environmental samples by competitive PCR // J. Appl. Microbiol. 2005. V. 99(6). P. 13921403.

74. Herrick J.B., Madsen E.L., Batt C.A., Ghiorse W.C. Polymerase chain reaction amplification of naphthalene-catabolic and 16S rRNA gene sequences from indigenous sediment bacteria // Appl. Environ. Microbiol. 1993. V. 59(3). P. 687-94.

75. Heydari M., Ohshima T., Nunoura-Kominato N., Sakuraba H. Highly stable L-lysine 6-dehydrogenase from the thermophile Geobacillus stearothermophilus isolated from a Japanese hot spring: characterization, gene cloning and sequencing, and expression // Appl. Environ. Microbiol. 2004. V. 70(2). P. 937-942.

76. Hirao H., Kumar D., Que L.Jr., Shaik S. Two-state reactivity in alkane hydroxylation by non-heme iron-oxo complexes //J. Am. Chem. Soc. 2006. V. 128(26). P. 8590-8606.

77. Hsieh T. Mechanistic aspects of type IIDNA topoisomerases // DNA Topology and Its Biological Effects. Cold Spring Harbor Laboratory. New York: Cold Spring Harbor. 1990. V. 20. P. 243-263.

78. Huang W.M. Virus-encoded DNA topoisomerases // DNA Topology and Its Biological Effects. Cold Spring Harbor Laboratory. New York: Cold Spring Harbor. 1990. V. 20. P. 265- 284.

79. Huang W.M. Type II DNA topoisomerase genes // DNA Topoisomerases: Biochemistry and Molecular Biology. Ed. by Leroy F. Liu. 1994. V. 29(Pt A). P. 201-225.

80. Huang W.M. Bacterial diversity based on type II DNA topoisomerase genes // Annu. Rev. Genet. 1996. V. 30. P. 79-107.

81. Izumi S., Yamamoto M., Suzuki K., Shimizu A., Aranishi F. Identification and detection of Pseudomonasplecoglossicida isolates with PCR primers targeting the gyrB region // J. Fish Dis. 2007. V. 30(7). P. 391-397.

82. Ka J.O., Yu Z., Mohn W.W. Monitoring the size and metabolic activity of the bacterial community during biostimulation of fuel-contaminated soil using competitive PCR and RT-PCR // Microb. Ecol. 2001. V. 42(3). P. 267-273.

83. Kampranis S.C., Maxwell A. Conversion of DNA gyrase into a conventional type II topoisomerase // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V. 93. P. 14416-14421.

84. Kang Y., Takeda K., Yazawa K., and Mikami Y. Phylogenetic studies of Gordonia species based on gyrB and secAl gene analyses // Mycopathologia. 2008. V. 167. P. 95-105.

85. Kasai H., Watanabe K., Gasteiger E., Bairoch A., Isono K., Yamamoto S., Harayama S. Construction of the gyrB database for the identification and classification of bacteria // Genome Inform Ser. Workshop Genome Inform. 1998. V. 9. P. 13-21.

86. Kasai H., Ezaki T. and Harayama S. Differentiation of phylogenetically related slowly growing Mycobacteria by their gyrB sequences // J. Clin. Microbiol. 2000. V. 38. P. 301-308.

87. Kato J.I., Nishimura Y., Imamura R., Niki H., Hiraga S. and Suzuki H. New topoisomerase essential for chromosome segregation in E. coli II Cell. 1990. V. 63. P. 393-404.

88. Kato J., Suzuki H., Ikeda H. Purification and characterization of DNA topoisomerase IV in Escherichia coli II J. Biol. Chem. 1992. V. 267. P. 25676-25684.

89. Kato T., Haruki M., Imanaka T., Morikawa M., Kanaya S. Isolation and characterization of long-chain-alkane degrading Bacillus thermoleovorans from deep subterranean petroleum reservoirs // J. Biosci. Bioeng. 2001. V. 91. P. 64-70.

90. Katopodis A.G., Wimalasena K., Lee J.and May S.W. Mechanistic studies on non-heme iron monooxygenase catalysis: epoxidation, aldehyde formation, and demethylation by the ¿-hydroxylation system of Pseudomonas oleovorans II J. Am. Chem. Soc. 1984. V. 106. P. 7928-7935.

91. Kemp P.F., Lee S. and LaRoche J. Estimating the growth rate of slowly growing marine bacteria from RNA content //Appl. Environ. Microbiol. 1993. V. 59(8). P. 2594-2601.

92. Kerkhof L. and Ward B.B. Comparison of nucleic acid hybridization and fluorometry for measurement of the relationship between RNA/ DNA ratio and growth rate in a marine bacterium // Appl. Environ. Microbiol. 1993. V. 59. P. 1303-1309.

93. Kim H.K., Park S.Y., Lee J.K., Oh T.K. Gene cloning and characterization of thermostable lipase from Bacillus stearothermophilus LI // Biosci. Biotechnol. Biochem. 1998. V. 62(1). P. 66-71.

94. Kohno T., Sugimoto Y., Sei K., Mori K. Design of PCR primers and gene probes for general detection of alkane-degrading bacteria // Microbes Environ. 2002. V. 17. P. 114-121.

95. Kok M., Oldenhuis R., van der Linden M.P.G., Raatjes P., Kingma J., van Lelyveld P.H., Witholt B. The Pseudomonas oleovorans alkane hydroxylase gene sequence and expression // J. Biol. Chem. 1989. V. 264. P. 5435-5441.

96. Kuisiene N., Raugalas J., Chitavichius D. Geobacillus lituanicus sp. nov. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2004. V. 54(Pt 6). P. 1991-1995.

97. Kuisiene N., Raugalas J., Chitavichius D. Phylogenetic, inter, and intraspecific sequence analysis of spoOA gene of the genus Geobacillus II Curr. Microbiol. 2009.V. 58(6). P. 547-553.

98. Lane D.J. 16S/23S RNA sequencing // In Nucleic Acid Techniques in Bacterial Systematics, Ed. Stackebrandt E. and Goodfellow M„ New York: Wiley. 1991. P. 115-175.

99. Langer-Safer P.R., Levine M., Ward D.C. Immunological method for mapping genes on Drosophila polytene chromosomes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1982. V. 79(14). P. 4381-4385.

100. Lee C.S., Lee J. Evaluation of new gyri?-based real-time PCR system for the detection of B. fragilis as an indicator of human-specific fecal contamination // J. Microbiol. Methods. 2010. V. 82(3). P. 311-318.

101. Lewis R.J., Singh O.M., Smith C.V., Skarzynski T„ Maxwell A., Wonacott A.J., Wigley D.B. The nature of inhibition of DNA gyrase by the coumarins and the cyclothialidines revealed by X-ray crystallography// EMBO J. 1996. V. 15(6). P. 1412-20.

102. Li H., Yang S.Z., Mu B.Z., Rong Z.F. and Zhang J. Molecular analysis of the bacterial community in a continental high-temperature and water-flooded petroleum reservoir // FEMS Microbiol. Lett. 2006. V. 257. P. 92-98.

103. Li H., Yang S. Z., Mu B. Z., Rong Z. F., Zhang J. Molecular phylogenetic diversity of the microbial community associated with a high-temperature petroleum reservoir at an offshore oilfield. // FEMS Microbiol. Ecol. 2007. V. 60(1). P. 74-84.

104. Liang D.W., Zhang T., Fang H.H. Real-time quantifications of dominant anaerobes in an upflow reactor by polymerase chain reaction using a TaqMan probe // Water Sci. Technol. 2008. V. 57(11). P. 1851-1855.

105. Liu L.F., Wang J.C. Supercoiling of the DNA template during transcription // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1987. V. 84. P. 7024-7027.

106. Liu Y.C., Li L.Z., Wu Y., Tian W., Zhang L.P., Xu L., Shen Q.R., Shen B. Isolation of an alkane-degrading Alcanivorax sp. strain 2B5 and cloning ofthea/^5 gene//Bioresour Technol. 2010. V. 101(1). P. 310-316.

107. Liu Y.C.. Zhou T.T.. Zhang J.. XuL.. Zhang Z.H.. Shen Q.R.. ShenB. Molecular characterization of the alkB gene in the thermophilic Geobacillus sp. strain MH-I // Res. Microbiol. 2009. V. 160(8). P. 560-566.

108. Loy A., Duller S., Baranyi C., Mussmann M., Ott J., Sharon I., Beja O., Le Paslier D., Dahl C., Wagner M. Reverse dissimilatory sulfite reductase as phylogenetic marker for a subgroup of sulfur-oxidizing prokaryotes // Environ. Microbiol. 2009. V. 11(2). P. 289-299.

109. Ludwig W. and Klenk H.P. Overview: a phylogenetic backbone and taxonomic framework for prokaryotic systematic II In Bergey's manual of systematic bacteriology. Ed. Garrity G.M. 2nd ed. Springer, New York. 2001. P. 49-65.

Ut

110. Luo P., Hu C. Vibrio alginolyticus gyrB sequence analysis and gyrB-targeted PCR identification in environmental isolates // Dis. Aquat. Organ. 2008. V. 82(3). P. 209-216.

111. Luton P.E., Wayne J.M., Sharp R.J., Riley P.W. The mcrA gene as an alternative to 16S rRNA in the phylogenetic analysis of methanogen populations in landfill // Microbiology. 2002. V. 148(Pt 11). P. 3521-3530.

112. Lynn R., Giaever G., Swanberg S.L., Wang J.C. Tandem regions of yeast DNA topoisomerase II share homology with different subunits of bacterial gyrase // Science. 1986. V. 233. P. 647-649.

113. Maidak B.L., Olsen G.J., Larsen N., Overbeek R., McCaughey M.J. and Woese C.R. The RDP (Ribosomal Database Project) // Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 109-111.

114. Maeng J.H., Sakai Y., Tani Y., Kato N. Isolation and characterization of a novel oxygenase that catalyzes the first step of n-alkane oxidation in Acinetobacter sp. strain M-l // J. Bacteriol. 1996. V. 178(13). P. 3695-3700.

115. Manaia C.M., Nogales B., Nunes O.C. Tepidiphilus margaritifer gen. nov., sp. nov., isolated from a thermophilic aerobic digester // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2003. V. 53. P. 1405-1410.

116. Marchant R., Banat I.M., Rahman T.J., Berzano M. The frequency and characteristics of highly thermophilic bacteria in cool soil environments // Environ. Microbiol. 2002. V. 4. P. 595-602.

117. Marchant R., Sharkey F.H., Banat I.M., Rahman T.J., Perfumo A. The degradation of n-hexadecane in soil by thermophilic geobacilli. // FEMS Microbiol. Ecol. 2006. V. 56. P. 44-54.

118. Marchant R., Franzetti A., Pavlostathis S.G., Tas D.O., Erdbrugger I., Unyayar A., Mazmanci M.A., Banat I.M. Thermophilic bacteria in cool temperate soils: are they metabolically active or continually added by global atmospheric transport? // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2008. V. 78(5). P. 841-852.

119. Marin M.M., Smits T.H.M., van Beilen J.B., Rojo F. The alkane hydroxylase gene of Burkholderia cepacia RR10 is under catabolite repression control // J. Bacteriol. 2001. V. 183. P. 42024209.

120. Marin M.M., Yuste L., Rojo F. Differential expression of the components of the two alkane hydroxylases from Pseudomonas aeruginosa //i. Bacteriol. 2003. V. 185(1). P. 3232-3237.

121. McMullan G.., Christie J.M., Rahman T.J., Banat I.M., Ternan N.G., Marchant R. Habitat, applications and genomics of the aerobic, thermophilic genus Geobacillus // Biochemical Society Transactions. 2004. V. 32. P. 214-217.

122. Medigue C., Rouxel T., Vigier P., Henaut A., Danchin A. Evidence for horizontal gene transfer in Escherichia coli speciation // J. Mol. Biol. 1991. V. 222. P. 851-856.

123. Meintanis C., Chalkou K.I., Kormas K.A., Karagouni A.D. Biodégradation of crude oil by thermophilic bacteria isolated from a volcano island // Biodégradation. 2006. V. 17(2). P. 105-111.

124. Meintanis C., Chalkou K.I., Kormas K.A., Lymperopoulou D.S., Katsifas E.A., Hatzinikolaou D.G., Karagouni A.D. Application of rpoB sequence similarity analysis, REP-PCR and BOX-PCR for the differentiation of species within the genus Geobacillus II Lett. Appl. Microbiol. 2008. V. 46(3). P. 395-401.

125. Mills H.J., Martinez R.J., Story S., Sobecky P.A. Identification of members of the metabolically active microbial populations associated with Beggiatoa species mat communities from Gulf of Mexico cold-seep sediments // Appl. Environ. Microbiol. 2004. V. 70(9). P. 5447-5458.

126. Mills H.J., Martinez R.J., Story S., Sobecky P.A. Characterization of microbial community structure in Gulf of Mexico gas hydrates: comparative analysis of DNA- and RNA-derived clone libraries // Appl. Environ. Microbiol. 2005. V. 71(6). P. 3235-3247.

127. Miñana-Galbis D., Pinzón D.L., Lorén J.G., Manresa A., Oliart-Ros R.M. Reclassification of Geobacilluspallidus (Scholz et al. 1988) Banat et al. 2004 as Aeribacilluspallidus gen. nov., comb. nov. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2010. V. 60(Pt 7). P. 1600-1604.

128. Mirouze N., Prepiak P., Dubnau D. Fluctuations in spoOA transcription controlrare developmental transitions in Bacillus subtilis II PLoS Genet. 2011. V. 7(4). el002048.

129. Mnif S., Chamkha M., Labat M., Sayadi S. Simultaneous hydrocarbon biodégradation and biosurfactant production by oilfield-selected bacteria // J. Appl. Microbiol. 2011. V. 111(3). P. 525-536.

130. Moharikar A., Kapley A., Purohit H.J. Detection of dioxygenase genes present in various activated sludge // Environ. Sci. Pollut. Res. Int. 2003. V. 10(6). P. 373-378.

131. Musto H., Romero H., Rodriguez-Maseda H. Heterogeneity in codon usage in the flatworm Schistosoma mansonill J. Mol. Evol. 1998. V. 46. P. 159-167.

132. Mutzel A., Reinscheid U.M., Antranikian G., Millier R. Isolation and characterization of a thermophilic bacillus strain, that degrades phenol and cresols as sole carbon source at 70 °C // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1996. V. 46. P. 593-596.

133. Nazina T.N., Lebedeva E.V., Poltaraus A.B., Tourova T.P., Grigoryan A.A., Sokolova D.Sh., Lysenko A.M. and Osipov G.A. Geobacillus gargensis sp. nov., a novel thermophile from a hot spring, and the reclassification of Bacillus vulcani as Geobacillus vulcani comb. nov. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2004. V. 54. P. 2019-2024.

134. Nazina T.N., Sokolova D.Sh., Grigoryan A.A., Shestakova N.M., Mikhailova E.M., Poltaraus A.B., Tourova T.P., Lysenko A.M., Osipov G.A., Belyaev S.S. Geobacillus jurassicus sp. nov., a new thermophilic bacterium isolated from a high-temperature petroleum reservoir, and the validation of the Geobacillus species // Syst. Appl. Microbiol. 2005. V. 28. P. 43-53.

135. Nazina T.N., Tourova T.P., Poltaraus A.B., Novikova E.V., Grigoryan A.A., Ivanova A.E., Lysenko A.M., Petrunyaka V.V., Osipov G.A. and other authors. Taxonomic study of aerobic

thermophilic bacilli: descriptions of Geobacillus subterraneus gen. nov., sp. nov. and Geobacillus uzenensis sp. nov. from petroleum reservoirs and transfer of Bacillus stearothermophilus, Bacillus thermocatenulatus, Bacillus thermoleovorans, Bacillus kaustophilus, Bacillus thermoglucosidasius and Bacillus thermodenitrificans to Geobacillus as the new combinations G. stearothermophilus, G. thermocatenulatus, G. thermoleovorans, G. kaustophilus, G. thermoglucosidasius and G. thermodenitrificans II Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2001. V. 51. P. 433-446.

136. Ng I.S., Li C.W., Yeh Y.F., Chen P.T., Chir J.L., Ma C.H., Yu S.M., Ho T.H., Tong C.G. A novel endo-glucanase from the thermophilic bacterium Geobacillus sp. 70PC53 with high activity and stability over a broad range of temperatures // Extremophiles. 2009. V. 13(3). P. 425-435.

137. Nicolaus B., Lama L., Panico A., Moriello V.S., Romano I., Gambacorta A. Production and characterization of exopolysaccharides excreted by thermophilic bacteria fromshallow, marine hydrothermal vents of Flegrean Ares (Italy) // Syst. Appl. Microbiol. 2002. V. 25(3). P. 319-325.

138. Olsen G.J., Woese C.R. and Overbeek R. The winds of (evolutionary) change: breathing new life into microbiology // J. Bacteriol. 1994. V. 176. P. 1-6.

139. Omokoko B., Jantges U.K., Zimmermann M., Reiss M., Hartmeier W. Isolation of the phe-operon from G. stearothermophilus comprising the phenol degradative meta-pathway genes and a novel transcriptional regulator // BMC Microbiol. 2008. V. 8. P. 197.

140. Orphan V.J., Taylor L.T., Hafenbradl D., Delong E.F. Culture-dependent and culture-independent characterization of microbial assemblages associated with high-temperature petroleum reservoirs // Appl. Environ. Microbiol. 2000. V. 66(2). P. 700-711.

141. Osborne C.A., Galic M., Sangwan P., Janssen P.H. PCR-generated artefact from 16S rRNA gene-specific primers // FEMS Microbiol. Lett. 2005. V. 248(2). P. 183-187.

142. Pavlostathis S.C., Marchant R., Banat I.M., Ternan N.G., McMullan G. High growth rate and substrate exhaustion results in rapid cell death and lysis in the thennophilic bacterium Geobacillus thermoleovorans //Biotechnol. Bioeng. 2006. V. 95(1). P.84-95.

143. Perfumo A., Banat I.M., Marchant R., Vezzulli L. Thermally enhanced approaches for bioremediation of hydrocarbon-contaminated soils // Chemosphere. 2007. V. 66(1). P. 179-184.

144. Pfaffl M.W. A new mathematical model for relative quantification in real-time RT-PCR // Nucleic Acids Res. 2001. V. 29. E45.

145. Poli A., Laezza G., Gul-Guven R., Orlando P., Nicolaus B. Geobacillus galactosidasius sp. nov., a new thermophilic galactosidase-producing bacterium isolated from compost // Syst. Appl. Microbiol. 2011. V. 34(6). P. 419-423.

146. Poli A., Guven K., Romano I., Pirinccioglu H., Guven R.G., Euzeby J.P., Matpan F., Acer O., Orlando P., Nicolaus B. Geobacillus subterraneus subsp. aromaticivorans subsp. nov., a novel

thermophilic and alkaliphilic bacterium isolated from a hot spring in Sirnak, Turkey // J. Gen. Appl. Microbiol. 2012. V. 58(6). P. 437-446.

147. Postow L., Crisona N.J., Peter B.J., Hardy C.D., Cozzarelli N.R. Topological challenges to DNA replication: conformations at the fork // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. V. 98. P. 8219-8226.

148. Prager E.M. and Wilson A.C. Construction of phylogenetic trees for proteins and nucleic acids: empirical evaluation of alternative matrix methods // J. Mol. Evol. 1978. V. 11. P. 129-142.

149. Rahman T.J., Marchant R., Banat I.M. Distribution and molecular investigation of highly thermophilic bacteria associated with cool soil environments // Biochem. Soc. Trans. 2004. V. 32. P. 209-213.

150. Ratajczak A., Geissdorfer W., Hillen W. Expression of alkane hydroxylase from Acinetobacter sp. Strain ADP1 is induced by a broad range of «-alkanes and requires the transcriptional activator AlkR //J. Bacteriol. 1998. V. 180(22). P. 5822-5827.

151. Redenbach M., Kieser H.M., Denapaite D., Eichner A., Cullum J., Kinashi H. and Hopwood D.A. A set of ordered cosmids and a detailed genetic and physical map for 8 Mb Streptomyces coelicolor A3(2) chromosome // Mol. Microbiol. 1996. V. 21. P. 77-96.

152. Reischl U., Feldmann K., Naumann L., Gaugler B.J., Ninet B., Hirschel B., Emler S. 16S rRNA sequence diversity in Mycobacterium celatum strains caused by presence of two different copies of 16S rRNA gene //J. Clin. Microbiol. 1998. V. 36. P. 1761-1764.

153. Roca J., Berger J.M., Harrison S.C., Wang J.C. DNA transport by a type II topoisomerase: direct evidence for a two-gate mechanism // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V. 93(9). P. 4057-4062.

154. Roca J. The mechanisms of DNA topoisomerases // Trends. Biochem. Sci. 1995. V. 20. P. 156160.

155. Sabirova J.S., Ferrer M., Regenhardt D., Timmis K.N., Golyshin P.N. Proteomic insights into metabolic adaptations in Alcanivorax borkumensis induced by alkane utilization // J. Bacteriol. 2006. V. 188(11). P. 3763-3773.

156. Saitou N., Nei M. The neighbor-joining method: a new method for reconstructing phylogenetic trees // Mol. Biol. Evol. 1987. V. 4. P. 406-425.

157. Sameshima Y., Honda K., Kato J., Omasa T., Ohtake H. Expression of Rhodococcus opacus alkB genes in anhydrous organic solvents I I J. Biosci. Bioeng. 2008. V. 106(2). P. 199-203.

158. Santos S.R. and Ochman H. Identification and phylogenetic sorting of bacterial lineages with universally conserved genes and proteins // Environ. Microbiol. 2004. V. 6. P. 754-759.

159. Schaechter M., Maaloe O., Kjeldgaard N.O. Dependency on medium and temperature of cell size and chemical composition during balanced grown of Salmonella typhimurium II J. Gen. Microbiol. 1958. V. 19(3). P. 592-606.

160. Schaffer C., Franck W.L., Scheberl A., Kosma P., McDermott T.R., Messner P. Classification of isolates from locations in Austria and Yellowstone National Park as Geobacillus tepidamans sp. nov // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2004. V. 54(Pt 6). P. 2361-2368.

161. Sei K., Sugimoto Y., Mori K., Maki H., Kohno T. Monitoring of alkane-degrading bacteria in a sea-water microcosm during crude oil degradation by polymerase chain reaction based on alkane-catabolic genes // Environ. Microbiol. 2003. V. 5(6). P. 517-522.

162. Shanklin J., Whittle E., Fox B.G. Eight histidine residues are catalytically essential in a membrane-associated iron enzyme, stearoyl-CoA desaturase, and are conserved in alkane hydroxylase and xylene monooxygenase // Biochemistry. 1994. V. 33. P. 12787-12794.

163. Sharkey F.H., Banat I.M., Marchant R. A rapid and effective method of extracting fully intact RNA from thermophilic geobacilli that is suitable for gene expression analysis // Extremophiles. 2004. V. 8. P. 73-77.

164. Shen F.T., Lu H.L., Lin J.L., Huang W.S., Arun A.B., Young C.C. Phylogenetic analysis of members of the metabolically diverse genus Gordonia based on proteins encoding the gyrB gene I I Res. Microbiol. 2006. V. 157. P. 367-375.

165. Sipos R., Szekely A.J., Palatinszky M., Revesz S, Marialigeti K, Nikolausz M. Effect of primer mismatch, annealing temperature and PCR cycle number on 16S rRNA gene-targetting bacterial community analysis // FEMS Microbiol. Ecol. 2007. V. 60(2). P. 341-350.

166. Smits T.H.M., Balada S.B., Witholt B., van Beilen J.B. Functional analysis of alkane hydroxylases from gram-negative and gram-positive bacteria// J. Bacterid. 2002. V. 184. P. 1733-1742.

167. Soufiane B., Cote J.C. Discrimination among Bacillus thuringiensis H serotypes, serovars and strains based on 16S rRNA, gyrB and aroE gene sequence analyses // Antonie van Leeuwenhoek. 2009. V. 95. P. 33-45.

168. Stackebrandt E. and Goebel B.M. Taxonomic note: a place for DNA-DNA reassociation and 16S rRNA sequence analysis in the present species definition in bacteriology // Int. J. Syst. Bacteriol. V. 44(4). P. 846-849.

169. Stackebrandt E., Frederiksen W., Garrity G.M., Grimont P.A., Kjunpfer P., Maiden M.C., Nesme X., Rossello-Mora R., Swings G., Truper H.G., Vauterin L., Ward A.C., Whitman W.B. Report of the ad hoc committee for the re-evaluation of the species definition in bacteriology // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2002. V. 52. P. 1043-1047.

170. Stackebrandt E., Brambilla E., Richert K. Gene sequence phylogenies of the family Microbacteriaceae // Curr. Microbiol. 2007. V. 55. P. 42-46.

171. Stahlberg A., Hakansson J., Xian X., Semb H., Kubista M. Properties of the reverse transcription reaction in mRNA quantification // Clin. Chem. 2004. V. 50. P. 3509-3515.

172. Stanier R.Y., Palleroni N.J., Doudoroff M. The aerobic pseudomonads: a taxonomic study // J. Gen. Microbiol. 1966. V. 43(2). P. 159-271.

173. Stenesh J., Madison J.B. Stability of bacterial messenger RNA in mesophiles and thermophiles // Biochim. Biophys. Acta. 1979. V. 565. P. 154-160.

174. Stover C.K., Pham X.Q., Erwin A.L., Mizoguchi S.D., Warrener P., Hickey M.J., Brinkman F.S., Hufnagle W.O., Kowalik D.J., Lagrou M., Garber R.L., Goltry L., Tolentino E., Westbrock-Wadman S., Yuan Y„ Brody L.L., Coulter S.N., Folger K.R., Kas A., Larbig K., Lim R., Smith K., Spencer D., Wong G.K., Wu Z., Paulsen I.T., Reizer J., Saier M.H., Hancock R.E., Lory S., Olson M.V. Complete genome sequence of Pseudomonas aeruginosa PAOl, an opportunistic pathogen // Nature. 2000. V. 406(6799). P. 959-964.

175. Sung M.H., Kim H., Bae J.W., Rhee S.K., Jeon C.O., Kim K., Kim J.J., Hong S.P., Lee S.G., Yoon J.H., Park Y.H., Baek D.H. Geobacillus toebii sp. nov., a novel thermophilic bacterium isolated from hay compost // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2002. V. 52(Pt 6). P. 2251-2255.

176. Sunna, A., Tokajian S., Burghardt J., Rainey F., Antranikian G., Hashwa F. Identification of Bacillus kaustophilus, Bacillus thermocatenulatus and Bacillus strain HSR as members of Bacillus thermoleovorans II Syst. Appl. Microbiol. 1997. V. 20. P. 232-237.

177. Suzuki M.T., Giovannoni S.J. Bias caused by template annealing in the amplification of mixtures of 16S rRNA genes by PCR // Appl. Environ. Microbiol. 1996. V. 62. P. 625-630.

178. Suzuki M., Narayama S., Yamamoto S. Phylogenetic analysis and taxonomic study of marine Cytophaga-like bacteria: proposal for Tenacibaculum gen. nov. with Tenacibaculum maritimum comb, nov. and Tenacibaculum ovolyticum comb, nov., and description of Tenacibaculum mesophilum sp. nov. and Tenacibaculum amylolyticum sp. nov. 11 Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2001. V. 51. P. 1639-1652.

179. Swanberg S., Wang J. C. Cloning and sequencing of the E. coli gyrA gene encoding for the A subunitofDNA gyrases//J. Mol. Biol. 1987. V. 197. P. 729-736.

180. Taguchi K., Fukutomi H., Kuroda A., Kato J., Ohtake H. Genetic identification of chemotactic transducer for amino acids in Pseudomonas aeruginisa II Microbiology. 1997. V. 143. P. 3223-3229.

181. Takami H., Takaki Y., Chee G.J., Nishi S., Shimamura S., Suzuki H., Matsui S., Uchiyama I. Thermoadaptation trait revealed by the genome sequence of thermophilic Geobacillus kaustophilus II Nucleic Acids Res. 2004. V. 32(21). P. 6292-6303.

182. Takei D., Washio K., Morikawa M. Identification of alkane hydroxylase genes in Rhodococcus sp. strain TMP2 that degrades a branched alkane // Biotechnol. Lett. 2008. V. 30(8). P. 1447-1452.

183. Tani A., Ishige T., Sakai Y., and Kato N. Gene structures and regulation of the alkane hydroxylase complex in Acinetobactev sp. strain M-l //J. Bacteriol. 2001. V. 183. P. 1819-1823.

184. Tayeb L.A., Lefevre M„ Passet V., Diancourt L., Brisse S., Grimont P.A. Comparative phylogenies of Burkholderia, Ralstonia, Comamonas, Brevundimonas and related organisms derived from rpoB, gyrB and rrs gene sequences // Res. Microbiol. 2008. V. 159(3). P. 169-177.

185. Teske A., Durbin A., Ziervogel K., Cox C., Arnosti C. Microbial community composition and function in permanently cold seawater and sediments from an arctic fjord of Svalbard // Appl. Environ. Microbiol. 2011. V. 77. P. 2008-2018.

186. Thiara A.S., Cundliffe E. Expression and analysis of two gyrB genes from novobiocin producer, Streptomyces sphaeroides II Mol. Microbiol. 1993. V. 8(3). P. 495-506.

187. Thompson J.D., Higgins D.G., Gibson T.J. CLUSTAL W: improving the sensitivity of progressive multiple sequence alignment through sequence weighting, position-specific gap penalties and weight matrix choice // Nucleic Acids Res. 1994. V. 22. P. 4673-4680.

188. Torsvik V., Goksoyr J., Daae F.L. High diversity of DNA of soil bacteria // Appl. Environ. Microbiol. 1990. V. 56. P. 782-787.

189. Tourova T.P., Spiridonova E.M., Berg I.A., Kuznetsov B.B., Sorokin D.Yu. Occurrence, phylogeny and evolution of ribulose-l,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase genes in obligately chemolithoautotrophic sulfur-oxidizing bacteria of the genera Thiomicrospira and Thioalkalimicrobium //Microbiology. 2006. V. 152. P. 2159-2169.

190. Vallier H., Welker N.E. Genetic map of the Bacillus stearothermophilus NUB36 chromosome // J. Bacteriol. 1990. V. 172. P. 793-801.

191. van Beilen J.B., Li Z., Duetz W.A., Smits T.H.M., Witholt B. Diversity of alkane hydroxylase systems in the environment // Oil Gas Sci. Technol. 2003. V. 58. P. 427-440.

192. van Beilen J.B., Panke S., Lucchini S., Franchini A.G., Rothlisberger M., Witholt B. Analysis of Pseudomonas putida alkane degradation gene clusters and flanking insertion sequences: evolution and regulation of the alk-genes // Microbiology. 2001. V. 147. P. 1621-1630.

193. van Beilen J.B., Smits T.H.M., Roos F.F., Brunner T., Balada S.B., Rothlisberger M., and Witholt B. Identification of an amino acid position that determines the substrate range of integral membrane alkane hydroxylases //Journal of Bacteriology. 2005. V. 187(1). P. 85-91.

194. van Beilen J.B., Smits T.H.M., Whyte L.G., Schorcht S., Rothlisberger M., Plaggemeier T., Engesser K.H., Witholt B. Alkane hydroxylase homologues in Gram-positive strains // Environ. Microbiol. 2002. V. 4. P. 676-682.

195. van Beilen J.B., Penninga D., Witholt B. Topology of the membrane-bound alkane hydroxylase of Pseudomonas oleovorans II J. Biol. Chem. 1992. V. 267(13). P. 9194-9201.

196. van Beilen J.B., Marin M., Smits T.H.M., Rothlisberger M., Franchini A., Witholt B., Rojo F. Characterization of two alkane hydroxylase genes from the marine hydrocarbonoclastic bacterium Alcanivorax borkumensis II Environ. Microbiol. 2004. V. 6. P. 264-273.

197. Van de Peer Y., De Wachter R. TREECON for Windows: a software package for the construction and drawing of evolutionary trees for the Microsoft Windows environment // Comput. Appl. Biosci. 1994. V. 10. P. 569-570.

198. Vandesompele J., Preter K.D., Pattyn F., Poppe B., van Roy N., de Paepe A., Speleman F. Accurate normalization of real-time quantitative RT-PCR data by geometric averaging of multiple internal control genes // Genome Biol. 2002. V. 3. Resesarch0034-0034.11.

199. Vellore J., Moretz S.E., Lampson B.C. A group II intron-type open reading frame from the thermophile Bacillus (Geobacillus) stearothermophilus encodes a heat-stable reverse transcriptase // Appl. Environ. Microbiol. 2004. V. 70(12). P. 7140-7147.

200. Vomberg A., Klinner U. Distribution of alkB genes within n-alkane-degrading bacteria// J. Appl. Microbiol. 2000. V. 89. P. 339-348.

201. von Wintzingerode F., Gobel U.B., Stackebrandt E. Determination of microbial diversity in environmental samples: pitfalls of PCR-based rRNA analysis // FEMS Microbiol. Rev. 1997. V. 21(3). P. 213-229. Review.

202. Wang J.C. DNA topoisomerases // Annu. Rev. Biochem. 1996. V. 65. P. 635-692. Review.

203. Wang L.T., Lee F.L., Tai C.J., Kasai H. Comparison of gyrB gene sequences, 16S rRNA gene sequences and DNA-DNA hybridization in the Bacillus subtilis group // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2007. V. 57(Pt 8). P. 1846-1850.

204. Wang W., Wang L., Shao Z. Diversity and abundance of oil-degrading bacteria and alkane hydroxylase (alkB) genes in the subtropical seawater of Xiamen Island // Microb. Ecol. 2010. V. 60(2). P. 429-439.

205. Watanabe K., Yamamoto S., Hino S., Harayama S. Population dynamics of phenol-degrading bacteria in activated sludge determined by gyrB-targeted quantitative PCR // Appl. Environ. Microbiol. 1998. V. 64. P. 1203-1209.

206. Watanabe K., Nelson N., Harayama S., and Kasai H. ICB database: the gyrB database for identification and classification of bacteria // Nucleic Acids Res. 2001. V. 29(1). P. 344-345.

207. Wayne L.G., Brenner D.J., Colwell R.R., Grimont P.A.D., Kandler O., Krichevsky M.I., Moore L.H., Moore W.E.C., Murray R.G.E., Stackebrandt E., Starr M.P., Truper H.G. International committee on systematic bacteriology. Report of the ad hoc committee on reconciliation of approaches to bacterial systematics // Int. J. Syst. Bacteriol. 1987. V. 37. P. 463-464.

[ru

208. Weng F.Y., Chiou C.S., Lin P.H.P., Yang S.S. Application of recA and rpoB sequence analysis on phylogeny and molecular identification of Geobacillus species // J. Appl. Microbiol. 2009. V. 107. P.452-464.

209. Whyte L.G., Smits T.H.M., Labbe D„ Witholt B„ Greer C.W., van Beilen J.B. Gene cloning and characterization of multiple alkane hydroxylase systems in Rhodococcus strains Q15 and NRRL B-16531 // Appl. Environ. Microbiol. 2002. V. 68(12). P. 5933-5942.

210. Wigley D.B., Davies G.J., Dodson E.J., Maxwell A., Dodson G. Crystal structure of an N-terminal fragment of the DNA gyrase B protein //Nature. 1991. V. 351(6328). P. 624-629.

211. Wittwer C.T., Herrmann M.G., Moss A.A., Rasmussen R.P. Continuous fluorescence monitoring of rapid cycle DNA amplification // Biotechniques. 1997. V. 22. P. 130-138.

212. Woese C.R., Kandler O., Wheelis M.L. Towards a natural system of organisms: proposal for the domains Archaea, Bacteria, and Eucarya // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. V. 87. P. 4576-4579.

213. Woese C.R. Bacterial evolution// Microbiol. Rev. 1987. V. 51. P. 221-271.

214. Wu J.G., Wang J.F., Zhang X.H., Zhang S.S., Hu X.F., Chen J.S. A gyr5-targeted PCR for rapid identification of Paenibacillus mucilaginosus II Appl. Microbiol. Biotechnol. 2010. V. 87(2). P. 739747.

215. Yamada S., Ohashi E., Agata N., Venkateswaran K. Cloning and nucleotide sequence analysis of gyrB of Bacillus cereus, B. thuringiensis, B. mycoides, and B. anthracis and their application to the detection of B. cereus in rice // Appl. Environ. Microbiol. 1999. V. 65(4). P. 1483-1490.

216. Yamamoto S. and Harayama S. Phylogenetic analysis of acinetobacter strains based on the nucleotide sequences of gyrB genes and on the amino acid sequences of their products // Int. J. Syst. Bacteriol. 1996. V. 46. P. 506-511.

217. Yamamoto S., Bouvet P.J.M., Harayama S. Phylogenetic structures of the genus Acinetobacter based on the gyrB sequences: Comparison with the grouping by DNA-DNA hybridization // Int. J. Syst. Bacteriol. 1998. V. 49(1). P. 87-95.

218. Yamamoto S. and Harayama S. PCR amplification and direct sequencing of gyrB genes with universal primers and their application to the detection and taxonomic analysis of Pseudomonas putida strains II Appl. Environ. Microbiol. 1995. V. 61. P. 1104-1109.

219. Yamamoto S. and Harayama S. Phylogenetic relationships of Pseudomonas putida strains deduced from the nucleotide sequences of gyrB, rpoD and 16S rRNA genes // Int. J. Syst. Bacteriol. 1998. V. 48. P. 813-819.

220. Yamamoto S., Kasai H., Arnold D.L., Jackson R.W., Vivian A., Harayama S. Phylogeny of the genus Pseudomonas-. intrageneric structure reconstructed from the nucleotide sequences of gyrB and rpoD genes // Microbiology. 2000. V. 146. P. 2385-2394.

Microbiol. 2011. V. 63(5). P. 477-483.

222. Yuen T., Wurmbach E., Preffer R., Ebersole B.J., Sealfon S.C. Accuracy and calibration of commercial oligonucleotide and custom cDNA microarreys //Nucleic Acids Res. 2002. V. 30(10). P. 29.

223. Zeigler D.R. Gene sequences useful for predicting relatedness of whole genomes in bacteria // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2003. V. 53. P. 1893-1900.

224. Zeigler D.R. Application of a recN sequence similarity analysis to the identification of species within the bacterial genus Geobacillus II Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2005. V. 55. P. 1171-1179.

225. Zheng C., He J., Wang Y., Wang M., Huang Z. Hydrocarbon degradation and bioemulsifier production by thermophilic Geobacillus pallidus strains // Bioresour. Technol. 2011. V. 102(19). P. 9155-9161.