Активация клеток гипоталамических структур крыс при введении антигенов после электроболевого раздражения тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 14.00.16, кандидат медицинских наук Гаврилов, Юрий Владимирович

• Гаврилов, Юрий Владимирович
• кандидат медицинских наук
• 2007

Оглавление диссертации кандидат медицинских наук Гаврилов, Юрий Владимирович

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

2.1. Взаимодействие нервной и иммунной систем

2.1.1. Эффекты действия антигенов при их внутривенном введении на активность клеток и структур головного мозга

2.1.2. Влияние стрессорных воздействий на функциональное состояние иммунной систем

2.1.2.1. Эффекты действия иммобилизационного стресса на функции иммунной системы

2.1.2.2. Эффекты действия психоэмоционального стресса на функции иммунной системы

2.1.2.3. Эффекты действия электроболевого раздражения на функции иммунной системы

2.2. Ген немедленного ответа c-fos

2.2.1. Общие сведения о c-Fos белке, как маркере активации клеток мозга

2.2.2. Экспрессия c-fos мРНК и c-Fos белка в клетках мозга

2.2.3. Экспрессия c-fos мРНК и c-Fos белка в клетках мозга при антигеном воздействии

2.2.4. Экспрессия c-fos мРНК и c-Fos белка в клетках ЦНС при стрессорных воздействиях

2.3. Заключение

3. МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

3.1. Экспериментальные группы животных и схема эксперимента

3.2. Получение срезов головного мозга крыс

3.3. Иммуногистохимическое выявление c-Fos белка в тканях головного мозга

3.4. Выявление антител образующих клеток селезенки крыс методом локального гемолиза (безгелевый)

3.5. Статистическая обработка результатов

4. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

4.1. Изменение количества c-Fos позитивных клеток структур гипоталамуса крыс после введения антигенов (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина), электроболевого раздражения и их сочетания

4.1.1 Изменение количества c-Fos позитивных клеток в гипоталамических структурах крыс после введения липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина

4.1.2. Количество c-Fos позитивных клеток в гипоталамических структурах после элекроболебого раздражения

4.1.3. Активация клеток гипоталамических структур при введении антигенов (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина) после электроболевого раздражения

4.2. Относительные коэффициенты активации структур гипоталамуса крыс после введения антигенов (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина), электроболевого раздражения и их сочетания

4.2.1. Относительные коэффициенты активации гипоталамических структур крыс после введения антигенов (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина) и электроболевого раздражения

4.2.2. Сравнительный анализ степени активации структур гипоталамуса крыс после сочетанного применения электроболевого раздражения и введения антигена (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина)

4.3. Интенсивность иммунного ответа крыс после введения антигенов (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина) и сочетанного применения электроболевого раздражения и введения антигенов

4.3.1. Количество антителобразующих клеток в селезенке крыс после введения различных антигенов (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина)

4.3.2. Количество антителобразующих клеток в селезенке крыс после электроболевого раздражения и последующего введения антигена (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина)

5. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

6. ВЫВОДЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Активация клеток гипоталамических структур крыс при введении антигенов после электроболевого раздражения»

ГГНС - гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковая система

ГК - глюкокортироидный гомон

ГЭБ - гематоэнцефалический барьер

ИКК - иммунокомпетентные клетки

ИС - иммунная система

ИЛ - интерлейкин

ЛАК - лимфокинактивированная клетка ЛПС - липополисахарид МБР механическое болевое раздражение мРНК - матричная рибонуклеиновая кислота НС - нервная система

ОКА - относительный коэффициент активации

УПП - уровень постоянного потенциала

ФР - физиологический раствор

ФСБ - фосфатно-солевой буфер

ЦНС - центральная нервная система

ЭБР - электроболевое раздражение

AHN - переднее ядро гипоталамуса

АР - заднее поле дна четвертого желудочка

ARH - аркуатное ядро гипоталамуса

AV3V - антериовентральная область 3 желудка CD - кластеры дифференцировки CRF кортикотропин-релизинг фактор DMH- дорзомедиальное ядро гипоталамуса

EGTA - (этилендиокси) диэтилендинитрилотетра-уксусная кислота Ig - иммуноглобулин

LHA - латеральное гипоталамическое поле LC - locuc coeruleus (голубое пятно) ME - медиальное возвышение NE - норадренергические NK - натуральные киллеры NMDA - Ы-метил-Э-аспартат

NF-AT - ядерный фактор активации Т-лимфоцитов

PVH - паравентрикулярное ядро гипоталамуса

РН - заднее гипоталамическое поле

SO - супраоптическое ядро гипоталамуса

Th 1, Th2 - Т-хелперы первого и второго типа

TNF-a - tumor necrosis factor (фактор некроза опухоли)

VMH - вентромедиальное ядро гипоталамуса

СОДЕРЖАНИЕ

1. ВВЕДЕНИЕ.7

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.14

2.1. Взаимодействие нервной и иммунной систем.14

2.1.1. Эффекты действия антигенов при их внутривенном введении на активность клеток и структур головного мозга.29

2.1.2. Влияние стрессорных воздействий на функциональное состояние иммунной систем.33

2.1.2.1. Эффекты действия иммобилизационного стресса на функции иммунной системы.37

2.1.2.2. Эффекты действия психоэмоционального стресса на функции иммунной системы.38

2.1.2.3. Эффекты действия электроболевого раздражения на функции иммунной системы.39

2.2. Ген немедленного ответа c-fos.41

2.2.1. Общие сведения о c-Fos белке, как маркере активации клеток мозга.42

2.2.2. Экспрессия c-fos мРНК и c-Fos белка в клетках мозга.45

2.2.3. Экспрессия c-fos мРНК и c-Fos белка в клетках мозга при антигеном воздействии.47

2.2.4. Экспрессия c-fos мРНК и c-Fos белка в клетках ЦНС при стрессорных воздействиях.51

2.3. Заключение.57

3. МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.59

3.1. Экспериментальные группы животных и схема эксперимента.59

3.2. Получение срезов головного мозга крыс.61

3.3. Иммуногистохимическое выявление c-Fos белка в тканях головного мозга.62

3.4. Выявление антител образующих клеток селезенки крыс методом локального гемолиза (безгелевый).64

3.5. Статистическая обработка результатов.66

4. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.67

4.1. Изменение количества c-Fos позитивных клеток структур гипоталамуса крыс после введения антигенов (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина), электроболевого раздражения и их сочетания.67

4.1.1 Изменение количества c-Fos позитивных клеток в гипоталамических структурах крыс после введения липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина.68

4.1.2. Количество c-Fos позитивных клеток в гипоталамических структурах после элекроболебого раздражения.73

4.1.3. Активация клеток гипоталамических структур при введении антигенов (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина) после электроболевого раздражения.74 4.2. Относительные коэффициенты активации структур гипоталамуса крыс после введения антигенов (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина), электроболевого раздражения и их сочетания.77

4.2.1. Относительные коэффициенты активации гипоталамических структур крыс после введения антигенов (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина) и электроболевого раздражения.78

4.2.2. Сравнительный анализ степени активации структур гипоталамуса крыс после сочетанного применения электроболевого раздражения и введения антигена (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина).83

4.3. Интенсивность иммунного ответа крыс после введения антигенов (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина) и сочетанного применения электроболевого раздражения и введения антигенов.88

4.3.1. Количество антителобразующих клеток в селезенке крыс после введения различных антигенов (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина).89

4.3.2. Количество антителобразующих клеток в селезенке крыс после электроболевого раздражения и последующего введения антигена (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина).92

5. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.96

6. ВЫВОДЫ.112

7.СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ.114

1. ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы.

В процессе жизнедеятельности человек постоянно подвергается воздействию физических, эмоциональных, психологических нагрузок, вызывающих стрессорные реакции, которые могут приводить к снижению активности защитных функций организма, вследствие чего повышается риск развития заболеваний инфекционной, аллергической и опухолевой природы. В практической медицине данные нарушения характеризуются как вторичные иммунодефициты индуцированной или спонтанной формы (Хаитов, 1999).

Экспериментальными и клиническими работами доказано влияние стресса на изменение функции иммунной системы. Так, иммобилизационный стресс у мышей на фоне гриппозной инфекции подавляет клеточный иммунитет (Sheridan et al.,1991). G.J. Brenner and J.A. Moynihan (1997) исследовали эффект электроболевого раздражения (ЭБР) после заражения мышей вирусом герпес HSV-1, и выявили снижение уровня антител к IgM anti-HSV и повышение уровня инфицированности у мышей. S. N. Shanin et al. (2005) показали снижение цитотоксической активности NK клеток при электроболевом раздражении крыс, причем интенсивность этого снижения зависела от силы стрессорного воздействия. Исследования, проведенные R. Glaser (1990) выявили подавление экспрессии гена ИЛ-2 мРНК и ИЛ-2 в Т-лимфоцитах периферической крови человека при психоэмоциональном стрессе (экзамены у студентов).

Впервые влияние мозга на течение инфекционного процесса показано в работах И.Г. Савченко (1891), Е.С. Лондона (1899), а вопрос о возможности участия мозга в регуляции иммунологических реакций впервые поставлен С. Метальниковым (1925). Позже, было установлено влияние разрушения структур головного мозга (Корнева и Хай, 1963) и электростимуляции заднего гипоталамического поля (Корнева и др., 1967, Корнева и др., 1978) на развитие иммунных реакций. Полученные результаты позволили показать, какие структуры гипоталамуса участвуют в процессе центральной регуляции функций иммунной системы.

В настоящее время разработан ряд молекулярно-биологических и биохимических методов исследования, позволяющих выявлять отдельные клетки головного мозга, активирующиеся в ответ на различные воздействия. Одним из таких методов является определение маркерных генов активации клеток нервной системы, в частности протоонкогена c-fos и его производного белка c-Fos (Curran, 1982; Bullitt, 1990). Конститутивный уровень экспрессии c-fos гена в нервных клетках незначителен (Curran, 1988), однако, воздействие внешних стимулов различных видов приводит к быстрому и кратковременному повышению экспрессии гена c-fos в нейронах мозга (Giulia et al., 1986; Bullitt, 1990; Guthrie, 1995; Oladehin, 1995; Muller et al., 1997; Plata et al., 1998; Conde et al., 1999; Girotti et al., 2006; Ueyama et al., 2006).

При анализе структур мозга, отвечающих на введение антигена, часто используется бактериальный липополисахарид (ЛПС), тимус-независимый антиген, который является мощным индуктором синтеза провоспалительных цитокипов. (Elmquist et al., 1993; Rivest et al., 1995; Yokoyama, 1999; Datta et al., 2007), тогда как, бычий сывороточный альбумин (БСА) - тимус-зависимый антиген вызывает менее выраженные неспецифические реакции (Абдуллаева, 1989; Torres, 2001).

Сравнительные исследования особенностей паттерна активации структур головного мозга на введение антигенов различной природы до настоящего времени не проводили.

Стрессиндуцированные изменения реакций мозга на введение различных антигенов так же не исследованы.

Изучение особенностей паттерна активации структур мозга при воздействии антигенов различной природы, а также эффектов стрессорного воздействия, в частности электроболевого, на алгоритм антигениндуцированной активации клеток и структур центральной нервной системы представляет особый интерес, поскольку эти знания являются основой для поиска путей коррекции стрессиндуцированных дисфункций иммунной системы.

Таким образом, работа посвящена изучению стрессиндуцированных изменений реакций мозга на введение антигенов различной природы. Данные изменения являются проявлением нарушения одного из центральных механизмов взаимодействия нервной и иммунной системы в условиях применения иммуносупрессивного стимула (стрессирующего фактора). Результаты исследования создают предпосылки для поиска рациональных способов коррекции стрессиндуцированной супрессии функции иммунной системы, что характеризует актуальность проводимого исследования, важного для фундаментальной науки и клиники.

Цель и задачи исследования

Целью работы явилось изучение реакций головного мозга и иммунной системы на введение антигенов различной природы и их изменений после воздействия электороболевого раздражения. В задачи работы входило:

1. Исследование особенностей паттерна активации клеток и структур гипоталамуса крыс при внутривенном введении антигенов различной природы (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина).

2. Сравнительный анализ алгоритмов активации гипоталамических структур после внутривенного введения антигенов различной природы (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина).

3. Исследование паттерна активации клеток и структур гипоталамуса крыс после электроболевого раздражения.

4. Сравнительный анализ изменения паттерна активации нейронов гипоталамических структур крыс после воздействий антигенной (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина) и не антигенной (электроболевого раздражения) природы.

5. Анализ эффектов действия электроболевого раздражения на инициированный введением различных антигенов (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина) паттерн активации гипоталамических структур крыс.

6. Анализ эффектов действия электроболевого раздражения на интенсивность иммунного ответа крыс, индуцированного внутривенным введением различных антигенов (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина).

7. Сравнительный анализ алгоритма активации гипоталамических структур головного мозга и интенсивности продукции антител после последовательного применения электроболевого раздражения и внутривенного введения антигенов (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина).

Научная новизна работы

Впервые определены различия паттерна проявляющегося изменением характеристики степени интенсивности и соотношения активации клеток и структур гипоталамуса крыс (по количеству c-Fos позитивных клеток) характерных для реакции на введение различных антигенов - липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина. Электроболевое раздражение приводит к снижению степени интенсивности иммунного ответа на введение антигенов различных природы (липополисахарида, бычьего сывороточного альбумина), а так же степени и паттерна активации клеток и структур гипоталамуса, характерных для реакций на ведение антигенов.

Полученные результаты позволяют предположить возможность участия выявленных изменений реакций мозга на антигены в механизмах развития реализации стрессиндуцированной иммуносупрессии и создают основы для поиска путей направленной коррекции нарушений, возникающих при приобретенных дисфункциях иммунной системы.

Теоретическая и практическая значимость работы

Работа является необходимым этапом изучения центральных (гипоталамических) механизмов реализации реакции организма на антигенное воздействие и развития стрессиндуцированной иммуносупрессии, что создает основы для поиска способов лечения вторичных (стрессиндуцированных) иммунодефицитов.

Результаты работы могут быть использованы в научной практике, в том числе, при разработке способов терапии приобретенных стрессиндуцированных иммунодефицитов, а так же войти в курс преподавания физиологии, патофизиологии и иммунологии.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Внутривенное введение крысам антигенов (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина) приводит к активации определенных гипоталамических структур, паттерн которой различен.

2. Степень активации гипоталамических структур после внутривенного введения крысам липополисахарида более выражена, чем после инъекции бычьего сывороточного альбумина, что соответствует уровню интенсивности иммунного ответа: количество антителобразующих клеток в селезенке более высоко после внутривенного введения липополисахарида.

3. Электроболевое раздражение приводит к выраженной активации определенных гипоталамических структур.

4. Активация гипоталамических структур крыс после электроболевого раздражения более выражена, чем после введения липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина.

5. Применение электроболевого раздражения приводит к снижению степени активации клеток структур гипоталамуса, вызванных внутривенным введением антигенов, причем снижение реакции на введение липополисахарида более выражено, чем на введение бычьего сывороточного альбумина.

6. Электроболевое раздражение приводит к снижению количества антителобразующих клеток в селезенке крыс, образующихся в ответ на внутривенное введение липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина, которое более выражено после введения липополисахарида. 7. Снижение степени активации гипоталамических структур на введение липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина после электроболевого раздражения сочетается со снижением интенсивности иммунного ответа на эти антигены.

Апробация работы:

Материалы исследования представлены на Российских и Международных научных Форумах: The 6th International Society for NeuroImmunnoModulation (Athens, 2005); VIII Congress of International Society for Adaptive Mdicine (Moscow, 2006); Дни иммунологи в Санкт-Петербуге - 2006; Научная конференция Отдела общей патологии и патологической физиологии ГУ НИИ ЭМ РАМН (Санкт-Петербуг, 2007); Научная конференция молодых ученых, посвященная 115 годовщине со дня основания Института Экспериментальной медицины (Санкт-Петербуг, 2007); International of the nervous and immune systems in health and disease (Saint-Petersburg, 2007).

Структура и объем работы:

Диссертация изложена на 144 страницах машинописного текста и состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов работы, результатов собственных исследований и их обсуждения, выводов. Библиографический список использованной литературы содержит 287 источника. Работа проиллюстрирована 1 таблицей, 22 рисунками.

Заключение диссертации по теме «Патологическая физиология», Гаврилов, Юрий Владимирович

ВЫВОДЫ

1. Внутривенное введение крысам липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина приводит к увеличению количества c-Fos-позитивных клеток в определенных структурах гипоталамуса: AHN, PVH, LHA-25, LHA-28, VMH, DMH, РН.

2. Степень относительной активации клеток ряда гипоталамических структур крыс (AHN, PVH, LHA-28, DMH, РН) более выражена после введения липополисахарида по сравнению с интенсивностью реакции на введение бычьего сывороточного альбумина, что соответствует степени выраженности иммунного ответа на введение этих антигенов крысам (по количеству АОК в селезенке).

3. Применение электроболевого раздражения ведет к активации определенных структур гипоталамуса крыс - AHN, PVH, LHA, РН, определяемой по величине относительного коэффициента активации, интенсивность которой превышает степень выраженности реакции гипоталамических структур на введение липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина.

4. Электроболевое раздражение, сочетанное с введением липополисахарида, приводит к снижению степени относительной активации гипоталамических структур крыс (в AHN, PVH, LHA, DMH VMH, РН), инициированной введением липополисахарида.

5. Электроболевое раздражение, примененное до введения бычьего сывороточного альбумина, приводит к снижению степени относительной активации гипоталамических структур крыс, характерной для реакции на введение бычьего сывороточного альбумина (в LHA-25, VMH, DMH).

6. Индуцированное электроболевым раздражением снижение степени относительной активации реакции гипоталамических структур крыс (PVH и VMH) на введение липополисахарида более выражено, чем на введение бычьего сывороточного альбумина.

7. Применение электроболевого раздражения до введения антигенов приводит к снижению количества АОК селезенки крыс на введение липополисахарида (с 17,33 + 3,3, до 87,6 ±0,47, (Р < 0,0007)) и бычьего сывороточного альбумина (с 24 ± 1,41 до 40 + 2,83, (Р < 0,002)).

8. Индуцированное электроболевым раздражением снижение степени относительной активации гипоталамических структур на введение липополисахарида или бычьего сывороточного, сочетается со снижением интенсивности иммунного ответа на эти антигены.

9. Комплекс проведенных исследований, показавших изменение паттерна и снижение степени относительной активации гипоталамических структур на введение антигенов (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина) после применения электроболевого раздражения, ассоциированное со снижением количества антителобразующих клеток селезенки, дает основания предполагать, что выявленные изменения реакций мозга на вводимые антигены значимы для изучения механизмов развития иммуносупрессии, индуцированной электроболевым раздражением.

2.2. Заключение

Многочисленными исследованиями подтверждена тесная взаимосвязь функционирования нервной и иммунной систем. Показано, что для клеток нейро-эндокринной, и иммунной систем характерно наличие одних и тех же цитокинов, гормонов, нейропептидов, а так же рецепторов к регуляторным белкам (Hazum Е. et al., 1979; Richman et al., 1979; Cunningham J.R. et al., 1992; Quan N. et al., 1994; Besedovsky, del Rey, 1996 и др.). Известно, что биологически активные вещества, вырабатываемые одной из систем, оказывают влияние на функциональноё состояние другой (Blalock, 1984; ; Smith & Blalock, 1986; Elenkov I.J. et al., 2000; Kohm A.P. et al., 2001 и др.).

Показано, что введение антигенов различной природы и разной степени иммуногенности, приводит к активации различных структур головного мозга. (Григорьев, 1982; Корнева и др, 1989; Besedovsky, 1977; Saphier, 1987; Zhang Yi-H. et al., 2000; Goehler et al., 2001 и др.). Накоплен большой объем данных, подтверждающих участие гипоталамических структур в динамике развития иммунных реакций (Корнева и др., 1989; Григорьев, 1982; Перекрест с соавт. 2006; Besedovsky, 1977; Gaykema et al., 1999; Goehler et al., 2001; Cano et al., 2001; Nosov et al., 2002 и др.). Известен временной интервал реакции ЦНС на антигенное воздействие (Rivest & Laflamme al., 1995; Nosov et al., 2002 и др.). С другой стороны по данным многих авторов стрессорные воздействия активируют различные структуры головного мозга, в том числе гипоталамус (Новикова и др., 2002; Rassnick et al., 1998; Bullit, 1990; Chaudhuri, 1997; Kovac's, 1998; Passerin et al., 2000; Chida et al., 2005; Pacheco-Lopez et al., 2005 и др.), a также влияют на интенсивность иммунного ответа (Brenner et al., 1997; Chida 2004; Meltzer et al., 2004; Shanin et al., 2005; и др.).

Хотя существует множество данных, описывающих реакцию различных отделов ЦНС на введение антигена, но не проведен сравнительный анализ паттернов активации структур мозга в ответ на введение антигенов различной природы. Механизмы стрессиндуцированной супрессии функций иммунной системы не ясны, а исследование центральных механизмов этого явления только начинаются. Особый интерес представляет изучение влияния стрессорного воздействия на изменение паттерна активации структур мозга после введения антигенов различной природы и выявление центральных механизмов стрессиндуцированной супрессии функций иммунной системы.

3. МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

3.1. Экспериментальные группы животных и схема эксперимента

Эксперименты выполнены на 88 крысах-самцах Wistar, массой 180220 г. Животных содержали в условиях вивария при комнатной температуре с 12-часовым циклом свет/темнота, свободным доступом к воде и пище, на стандартной диете в соответствии с нормами содержания лабораторных животных. Перед экспериментами, животных в течение 5-и дней приучали к экспериментальной обстановке: каждый день в 10 часов утра крыс помещали в пластмассовые цилиндрические контейнеры, соответствующие размеру крысы, увеличивая время пребывания в них. Крысы считались адаптированными, если в течении часа животные находились в контейнере в спокойном состоянии.

В каждом эксперименте использовали 9 животных: 1. Интактное животное, находящееся в условиях стандартного содержания в клетках вивария - контроль 1

2. Животное, адаптированное к условиям эксперимента помещаемое ежедневно в течении 5 дней в пластмассовый цилиндрический контейнер на 60 минут, с фиксацией электродов на область голеностопных суставов - контроль 2 (ложное электроболевое раздражение).

3. Животное, адаптированное к условиям эксперимента - с последующим, через 60 минут после помещения в контейнер, внутривенным введением физиологического раствора - контроль 3.

4. Животное, адаптированное к условиям эксперимента, которое подвергали электрическому болевому раздражению в течение 60 минут.

5. Животное, адаптированное к условиям эксперимента, подвергаемое электрическому болевому раздражению в течение 60 минут, через час после окончания электроболевого раздражения, животному внутривенно вводили физиологический раствор - контроль 4.

6. Животное, адаптированное к условиям эксперимента, - которому через 60 минут после помещения в контейнер внутривенно вводили липополисахарид.

7. Животное, адаптированное к условиям эксперимента, - которому через 60 минут после помещения в контейнер внутривенно вводили бычий сывороточный альбумин.

8. Животное, адаптированное к условиям эксперимента, которому проводили электрическое болевое раздражение в течение 60 минут и через 1 час после окончания электроболевого раздражения внутривенно вводили липополисахарида.

9. Животное, адаптированное к условиям эксперимента, которому проводили электрическое болевое раздражение в течение 60 минут и через 1 час после окончания электроболевого раздражения внутривенно вводили бычий сывороточный альбумин.

Электроболевое раздражение производили через электроды, представляющие собой стальные спирали (диаметр внутреннего кольца спирали: d=2,0 мм, общая длина спирали: 1=150мм, диаметр стальной проволоки спирали: d"=0,lMM), которые помещали на кожу в область голеностопных суставов. Сила электрического импульса постоянного тока составляла 2,5мА, длительность - 1 сек, 10 ударов/мин в случайном порядке, в течение 60 мин.

В качестве антигена использовали бактериальный липополисахарид E-coli (Sigma, L-2880) в дозе 25 мкг/кт или 25000 мкг/кг бычьего сывороточного альбумина (Sigma А 9543) веса животного в 200 мкл физиологического раствора (0,9% NaCl).

Животных наркотизировали нембуталом (60 мг/кг веса) через 120 минут после внутривенного введения антигена или апирогенного физиологического раствора (в хвостовую вену), а так же после сочетанного введения антигена или апирогенного физиологического раствора с электроболевым раздражением, или через 180 минут, после электроболевого воздействия. После вскрытия грудной клетки животных перфузировали интракардиально теплым физиологическим раствором (50 мл), содержащим 10 ед./мл гепарина, со скоростью протекания 10-15 мл/мин. Затем проводили перфузию 250 мл фиксирующего раствора: 4% парафармальдегида и 0,2% пикриновой кислоты в 0,1 М фосфатном буфере рН 7,4.

3.2. Получение срезов головного мозга крыс

Выделение головного мозга проводили через час после перфузии. Извлеченный мозг дофиксировали в новой порции фиксирующей смеси (без пикриновой кислоты) при +4 °С в течение 12 часов.

Приготавливали срезы толщиной 20 мкм на микротоме (REICHERT, Австрия) с использованием замораживающего столика (Миконта 02, Россия).

3.3. Иммуногистохимическое выявление c-Fos белка в тканях головного мозга

Срезы отмывали от фиксирующего раствора в 0,01 М фосфатно-солевой буфер (ФСБ) (рН 7.4), при комнатной температуре 3 раза по 5 минут и помещали в раствор 3% Н2С>2, после чего снова отмывали в ФСБ 3 раза по 5 минут. Затем их инкубировали в растворе, содержащем 1% БСА на ФСБ и 0,4% тритон Х-100 около 1 часа, для предотвращения неспецифического связывания антител, отмывали в ФСБ 3 раза по 5 минут и инкубировали с антителами кролика к c-Fos белку («Sigma», 1:5000, Lot 079Н 4859) (0,1% БСА; 0,01 М ФСБ; 0,4% тритон) 12 часов при комнатной температуре. Затем, после отмывки (3 раза по 5 мин) в 0,01 М ФСБ, срезы инкубировали с антикроличьми антителами («Sigma», 1:300) (0,01 М ФСБ; 0,4% тритон) 1-2 часа, промывали в 0,01 М ФСБ (2 раза по 5мин) и 1раз 0,01 М Трис-HCl (рН 7,4) и окрашивали в течении 5-15 минут в растворе З'-З'-диаминбензидина 0,02% с Трис-буфером (10 мМ Трис НС1 рН 7,4) с

0,001% н2о2.

Окрашенные срезы монтировали на стекла, и приготавливали препараты, используя канадский бальзам.

Для контроля иммунногистохимической окраски на срезах проводилось выявление эндогенной пероксидазы и специфичности связывания вторичных антител (без добавления первичных антител).

Подсчет клеток производили, используя компьютерную систему Иста-Видио-Тест (Санкт-Петербург). Фронтальные срезы мозга исследовали под световым микроскопом марки Jenamed 2. После иммуногистохимической окраски определяли количество c-Fos позитивных клеток, оптическую плотность окраски клеток и фона для каждого среза и структуры. При анализе количества c-Fos позитивных клеток учитывали только те клетки, оптическая плотность которых превышала окраску фона на 25% и выше. Количество c-Fos позитивных клеток во всех структурах определяли на площади 10000 мкм2.

Поскольку количество c-Fos позитивных клеток в гипоталамических структурах у контрольных животных (после введения физиологического раствора, ложного ЭБР или введения физиологического раствора после ЭБР) различно, для сравнительной оценки степени активации структур гипоталамуса был вычислен относительный коэффициент активации (ОКА) по формулам 1 - 3:

Формула 1.

Относительный коэффициент активации при внутривенном сведении антигена (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина) количество c-Fos-позитивных.клеток после введения антигена (ЛПС или БСА) количество c-Fos-позитиных клеток после введения физиологического раствора

Формула 2.

Относи 1ельный коэффициент активации при электроболевом раздражении количество c-Fos- позитивных клеток после электроболевого раздражения количество c-F'os-позитивных клеток после ложного электроболевого раздражения

Формула 3.

Относительный коэффициент активации при электроболевом раздражении сочетанном с = внутривенным введении антигена (липополисахарида или бычьего сывороточного альбумина) количество c-Fos- позитивных, клеток после электроболевого раздражения сочетанного с введением антигена(ЛПС или БСА) количество c-Fos-позитивных клеток после электроболевого раздражения сочетанного с введением физиологического раствора

3.4. Выявление антителобразующих клеток селезенки крыс методом локального гемолиза (безгелевый)

Через 7 суток, после в/в введения антигена (ЛПС или БСА), или сочетанного применения ЭБР и антигенов различной природы (ЛПС или БСА), а также животных контрольных групп, проводили гельятинную декапитацию крыс с последующим извлечением селезенки.

Селезенку измельчали в гомогенизаторе в среде Игла. Для удаления обломков клеток и грубых агрегатов полученную взвесь пропускали через нейлоновый фильтр и дважды отмывали средой Игла (7 мин в центрифуге 1,5 тыс. об./мин). Осадок ресуспендировали в 0,7 мл дистиллированной воды в течении 20 сек с целью удалить примесь эритроцитов путем осмотического шока. После чего лимфоциты снова отмывали средой Игла и в камере Горяева определяли их количество. Суспензию лимфоцитов готовили из расчета 1 х 106 клеток на 1 мл.

Для проведения реакции использовали следующую смесь: 0,3 мл 20% суспензии человеческих эритроцитов (группа 0, rh~), сенсибилизированных ЛПС (1 мл осадка эритроцитов инкубировали с 1 мг ЛПС при 37°С в течение 1 часа) или БСА (1 мл осадка эритроцитов инкубировали с 10 мг БСА при 37°С в течение 1 часа)

0,1 мл комплемента крысы (сыворотку абсорбировали эритроцитами человека, группа 0, rh", при 37°С в течение 1 часа) 0,5 мл среды Игла

К 0,4 мл данной смеси добавляли 0,2 мл приготовленной взвеси лимфоцитов с известным содержанием клеточных элементов, тщательно перемешивали и вносили по 0,15 мл в заранее заготовленные камеры. Камеры готовили следующим образом: обезжиренные предметные стекла складывали бок о бок и соединяли поперек обоюдоклейкой лентой по краям и по середине. Затем, сняв верхний защитный слой клейкой ленты, складывали оба стекла, чтобы получилось их полное наложение (рис. О

Лимфоциты

Эритроциты комплемент

37° С

2 ч

Парафин

О О в' со , в а о

Зоны гемолиза

Рис. 1. Схема постановки реакции локального гемолиза по методу Cunningham (Фримель Г., 1987).

Заполненные камеры герметизировали парафином и инкубировали при 37°С в течение 2 часов [Фримель Г., 1987]. Подсчет зон гемолиза проводили на световом микроскопе при увеличении хЮО. Учитывались только те зоны гемолиза, в центре которых находились антителообразующие клетки (рис. 2). i l а, и iri i- ** - % I ■ * tf

Г ' . ;> ■> ■ .fffj JI I'.t f* ; T JF fv; ,|ч! ^ T IT*" j

Т'Ца :* -j* ' - ■ . r • • = ■ "A * ; Д ■ - it J-ji-JK в®

•a* 1

L «ESS?* • jrjv^ifjjrftg^ ,л-гя»и» :*-га

60 мкм

Рис. 2. Микрофотография зоны гемолиза в камере Каннингема. Стрелкой указана антителообразующая клетка. (Фото предоставлена Перекрест С.В.)

3.5. Статистическая обработка результатов

Данные представленные в разделе «результаты исследования» являются результатами 4-5 эксперементов, каждое определение проводилось в 3-4 повторах.

Результаты экспериментов обрабатывали с помощью стандартных методов вариационной статистики. Достоверность различий оценивали по t-зависимому критерию Стьюдента. Во всех расчетах за достоверный принимали 95% уровень значимости (Р<0,05).

Графики выполнены на IBM PC при помощи программы Excel, схемы головного мозга с помощью программы Corel Drow 8 с использованием компьютерных программ Rat Brain Maps (Swanson, 1992).

Список литературы диссертационного исследования кандидат медицинских наук Гаврилов, Юрий Владимирович, 2007 год

1. Барабанова С.В., Головко О.И., Новикова Н.С., Носов М.А., Корнева Е.А., Казакова Т.Б. Влияние стресса на экспрессию индуцибельных генов c-fos и ИЛ-2 в клетках нервной и иммунной систем // Нейрохимия, 1998,Т.15, № 4, С.380-387.

2. Броун Г.Р. О характеристике функционального состояния некоторых структур гипоталамуса при экспериментальном туберкулезе: Дис. канд. мед. наук Л., 1969, 19 с.

3. Григорьев В.А. Динамика уровня постоянного потенциала гипоталамических структур кроликов в процессе развития иммунных реакций: Дис . канд. мед. наук. Л., 1982, 24 с.

4. Григорьев В.А. Влияние экспериментальной модуляции функционального состояния гипоталамуса на развитие иммунного ответа// Физиол. Журн. СССР.- 1990, Т.76, № 10, С.1449-1458.

5. Девойно Л.В. Пути реализации регуляторного влияния серононинергической системы на иммунные реакции // Сб. «Физиология иммунного гомеостаза» / Материалы II Всесоюзн. симпоз.- Ростов-на-Дону. 1977, С.59-60.

6. Лесников В.А., Аджиева С.Б. Влияние бутироксана и фенамина на миграцию стволовых кроветворных клеток // Бюлл. эксперим. биол. и мед.-1985, № 8, С.159.

7. Марцинкевич Л.Д. Лимфоидные органы в условиях разрушения гипоталамических ядер. // Сб. «Физиология иммунного гомеостаза» / Материалы II Всесоюзн. симпоз. Ростов-на-Дону, 1977, С.27-28.

8. Меерсон Ф.З., Сухих Г.Т., Каткова Л.С. Адаптация организма к стресорным ситуациям и предупреждение стрессорных повреждений. // Вест. АМН СССР.- 1984, Т.4.- С.45-51.

9. П.Михайлов В.А., Соловьева В.Я. Об участии центров заднего гипоталамуса в механизме отторжения гомотрансплантантов кожи. // Бюлл. эксперим. биол. и мед.- 1968, Т.66, № 9.- С.37-40.

10. Клименко В.М. К вопросу об анализе длительно текущих нервных процессов в гипоталамусе // Материалы III Всесоюз. конф. по физиологии вегетативной нервной системы. Ереван, 1971.- С. 105.

11. Клименко В.М. Изменение некоторых нейрональных механизмов гипоталамической регуляции иммунологических реакций у кроликов: Дис. канд. мед. наук. Л, 1972, 25с.

12. Клименко В.М., Зубарева О.Е. Нейробиология цитокинов:поведение и адаптивные реакции // Росс, физиол. журн.- 1999, Т.85, №6.- С.750-752.

13. Клименко В.М., Перепелкин П.Д., Невидимое М.Г. Исследование структуры реакции подкорковых образований мозга на введение антигенов // Сб. «Нейрогуморальная регуляция иммунного гомеостаза» / Материалы 4-го Всесоюз. симпоз. Л., 1986, С. 9-10.

14. Клименко В.М., Григорьев В.А. Нейрофизилогические корреляты иммунологических реакций на антигены различной степени иммуногенности / Имммунофизиология/ Под ред. чл.-корр. РАМН Е.А. Корневой. СПб: Наука, 1993.- С. 149-155.

15. Кокряков В.Н. Очерки о врожденном иммунитете СПб: Наука, 2000. -С. 45-53.

16. Корнева Е.А. О влиянии локального разрушения структур заднего гипоталамуса на интенсивность синтеза белков крови и органов у кроликов // Физиол. журн. СССР,- 1969Т. 55, № 1, С. 93-98.

17. Корнева Е.А. О подкорковой регуляции иммунологических процессов. / Очерки эволюции нервной деятельности JL: Наука, 1964.- С.102-103.

18. Корнева Е.А., Григорьев В.А., Клименко В.М., Столяров И.Д. Электрофизиологические феномены головного мозга при иммунных реакциях Л.:Наука, 1989.- 135с.

19. Корнева Е.А., Клименко В.М., Шхинек Э.К. Нейрогуморальное обеспечение иммунного гомеостаза Л.: Наука, 1978.- 175с.

20. Корнева Е.А., Потин' В.В. Влияние повреждения ядер заднего гипоталамуса на тиреотропную и экзофтальмическую активность гипофиза кроликов // Физиол. журн. СССР.- 1970, Т.56, № 2.- С. 159-163.

21. Корнева Е.А., , Хай Л.М. Влияние разрушения участков гипоталамической области на процесс иммуногенеза // Физиол. журн. СССР.- 1963, Т.49, №1.- С. 42-48.

22. Корнева Е. А., Шхинек Э. К. Гормоны и иммунная система.- Л.: Наука, 1988.- 251с.

23. Крыжановский Г.Н. Общая патофизиология нервной системы: Руководство М.: Медицина, 1997а- 352с.

24. Крыжановский Г.Н., Магаева С.В., Макаров С.Р. Нейроиммунология -М.: Медицина, 19976, 297с.

25. Крыжановский Г.Н. Дизрегуляционная патология- М.: Медицина, 2002, 632с.

26. Курашвили В.Е. Экспериментальное изучение патогенеза гриппа и формирования противогриппозного иммунитета: Дис. д-ра мед. наук, Тбилиси,1965.- 555 с.

27. Лондон Е.С. О влиянии удаления различных частей головного мозга на иммунитет сибирской язвы // Арх. биол. наук, 1899,- Т.7, С. 177-187.

28. Магаева С.В. Об участии гиппокампа в регуляции иммунологических реакций / Материалылы 3-й паучн. конф. патофизиологов Сев. Кавказа: Ростов-на-Дону.- 1969, С. 152-154.

29. Моренков Э.С. Нервная регуляция иммунитета / Материалы научн. студ. конф. Рост.гос.ун-та, посвящ. 40-летию ВЛКСМ: Ростов-на-Дону, 1959.- С.64-72.

30. Невидимое М.Г., Клименко В.М. Исследование реакций мозга на введение антигена / Имммунофизиология./ Под ред. чл.-кор. РАМН Е.А. Корневой.- СПб: Наука, 1993.- С. 149-155.

31. Новикова Н.С., Казакова Т.Б., Роджерс В., Корнева Е.А. Сравнительный анализ локализации и интенсивности экспрессии c-fos гена * определенных структур гипоталамуса при механическом и электрическом болевом раздражениях // Патогенез, 2004, №2.- С.73-79.

32. Оленев С.Н., Оленев А.С. Нейробиология 95- СПб: СПбГПМА, 1995.-с.247

33. Перекрест С.В., Гаврилов Ю.В., Абрамова Т.В., Новикова Н.С., Корнева Е. А. Активация клеток гипоталамических структур при введении антигенов различной природы (по экспрессии c-fos гена) // Мед. иммунол.-2006, Т.8, №5-6.-С. 631-636.

34. Петровский И.П. Вопросы нервной регуляции реакций иммунитета // Журн. микробиол., эпидемиол. и иммунол., -1961, т.32. №7.- С. 103-108.

35. Плецитый Д.Ф., Магаева С.В. О регуляции иммуногенеза структурами гиппокампа // ДАН СССР.- 1970, Т. 194, № 1.- С. 232-233.

36. Сааков Б.А., Поляк А.И., Зотова В. В. Некоторые аспекты центральной регуляции иммуногенеза. Сообщение 1 // Журн. микробиол., эпидемиол., и иммунол.- 1971, Т. 42, № 4.- С. 103-110.

37. Савченко И.Г. К вопросу о невосприимчивости к сибирской язве // Врач- 1891, №5.- С. 132-134.

38. Фролов Б.А. Стрессорные нарушения функций иммунной системы и их предупреждение: Дис.д-ра мед. наук, Оренбург, 1987, 373с.

39. Фролов Е.П. Нейрогуморальные механизмы регуляции иммунологических процессов- М., 1974,264с.

40. Шхинек Э.К., Достоевская Л.П., Бирюков В.Д. О роли глюкокортикоидов в развитии гуморального иммунного ответа в целостном организме. // Пробл. Эндокринол.-1992, Т.82, № 1.- С. 64-70.

41. Хаитов P.M., Пинегин Б.В. Вторичные иммунодефициты: клиника, диагностика, лечение // Иммунология- 1999, № 1.-С. 14-17.

42. Ader R., Cohen N. Conditioning and immunity. In: Psychoneuroimmunology (Ader R, Felten DL, Cohen N, eds) San Diego: Academic.- 2000.- Pp. 3-34.

43. Ader R., Felten D.L., Cohen N. Psychoneuroimmunology: interactions between the nervous system and the immune system // Lancet.- 1995, Vol. 345(8942).- Pp. 99-103.

44. Autelitano D.J. Stress-induced stimulation of pituitary POMC gene expression is associated with activation of transcription factor AP-1 in hypothalamus and pituitary. // Brain Res. Bull.- 1998, Vol. 45(1).- Pp. 75-82.

45. Bading H., Ginty D.D., Greenberg M.E. Regulation of gene expression in hippocampal neurons by distinct calcium signaling pathways. // Science, 1993, №260.- Pp. 181-186.

46. Banks W.A., Kastin A.J., Broadwell R.D. Passage citokines across the dlood-brain barrier //Neuroimmunomodulation.- 1995, Vol. 2(4).- Pp. 241-248.

47. Banks W.A., Kastin A.J., Durham D.A. Bidirectional transport of interleukin-1 alpha across the blood-brain-barrier // Brain Res. 1989, Vol. 23.-Pp.433-437.

48. Banks W.A., Ortiz L., Plotkin S.R., Kastin A.J. Human interleukin (IL)la, murine IL-la and murine IL-lp are transported from blood to brain in the mouse by a shared saturable transport mechanism // J. Pharmacol. Exp. Ther.- 1991,V.259.- Pp. 988-996.

49. Berczi I., Nagy E. Effects of hypophysectomy on immune function // Psychoneuroimmunology. Ed. 2. / Eds. Ader, D. Felten, N. Cohen. New-York: Acad, press inc.- 1991.- Pp.339-375.

50. Besedovsky H.O. Network of immune neuroendocrine interaction.// Clin. Exp. Immunol.- 1977, Vol. 27.- Pp.1-12.

51. Besedovsky H.O., Del Rey A. Immune-neuroendocrine circuits: integrative role of cytokines. // Front Neuroendocrinol.- 1992, Vol. 13.- Pp. 61-94.

52. Besedovsky H.O., del Rey A. Immune-neuro-endocrine interactions: facts and hypotheses//Endocrine Rev. 1996, Vol. 17, №1.-Pp.64-102.

53. Bishai I., Coceani F. Differential effects of endotoxin and cytokines on prostaglandin E2 formation in cerebral microvessels and brain parenchyma: implications for the pathogenesis of fever // Cytokine.- 1996, Vol. 8.- Pp. 371376.

54. Bogendorfer L. Uber den Einflub des Zentralnervensystems auf Immunitatsvorgange. II. Mitt. // Arch. Exp. Path.Parmacol.- 1927, Vol. 24.- Pp. 378-380.

55. Bonaz В., Tache Y. Water-avoidance stress-induced c-fos expression in the rat brain and stimulation of fecal output: role of corticotropin-releasing factor. // Brain Res.- 1994, Vol. 641(1).- Pp. 21-28.

56. Bozas E., Tritos N., Phillipidis H., and Stylianopoulou F. At least three neurotransmitter systems mediate a stress-induced increase in c-fos mRNA in different rat brain areas. // Cell Mol Neurobiol.- 1997, Vol. 17(2).- Pp. 157-169.

57. Bluthe R. M., Walter P. Parnet C.R. Lipopolysaccharide induces sickness behavior in rats by a vagal mediated mechanism // Acad. Sci. III. 1994, Vol. 317.- Pp. 499-503.

58. Bohman D., Bos Т., Admon A., Nishimura Т., Vogt P., Tjian R. Human proto-oncogene c-jun encodes a DNA binding protein with structural and functional properties of transcription factor AP-1. // Science.- 1987, Vol. 232.-Pp. 1386-1392.

59. Bourn J.A. Handbook of Immunoperoxidase Staining Metods. Santa Barbara: Daco Corporation.- 1983.- P.39.

60. Brady L.S., Lynn A.B., Herkenham M., Gottesfeld Z. Systemic interleukin-1 induces early and late patterns of c-fos mRNA expression in brain // J. Neurosci.1994, Vol. 14.- Pp. 4951-4964.

61. Braun M., Alito A., Baler R., Carlomagno M., Romeo H., Cadinali D., Effect of sympathetic and paprasympatethic denervation upon the immune respons / Second Int. Dubrovnic: Workshop on NIM.- 1986. P. 51.

62. Brenner G.J., Moynihan J.A. Stressor-induced alterations in immune response and viral clearance following infection with herpes simplex virus-type 1 in BALB/c and C57B1/6 mice // Brain Behav. Immun.-1997, Vol. 11(1).- Pp. 9-23.

63. Burger, D., Dayer J.-M. Inhibitory cytokines and cytokine inhibitors // Neurology.- 1995, Vol. 45, Pp. S39-S43.

64. Bullitt E. Expression of c-fos-like protein as a marker for neuronal activity following noxious stimulation in the rat // J. Compar Neurol. 1990, Vol. 296.- P. 517.

65. Bullitt, E., Lee, Ch. L., Right, A.R. and Willcockson, H. The effect of stimulus duration on noxious-stimulus induced c-fos expression in the rodent spinal cord // Brain Res.- 1992, Vol. 580.- Pp. 172-179.

66. Bulloch K., Pomerantz W. Autonomic nervous system innervation of thymic-related lymphoid tissue in wildtype and nude mice // J. Сотр. Neurol.-1984, Vol. 228.- Pp.57-68.

67. Cake M.N., Litwak G. The glucocorticoid receptops / Biochemical actions of hormones. Ed.G. Litwak. New-York:Acad. Press.-1975, Vol.3.- Pp.317-390.

68. Cano G., Sved A.F., Rinaman L. Characterization of the central nervous system innervation of the rat spleen using viral transneuronal tracing // J. of сотр. neurol.- 2001, Vol. 439.- Pp.1-18.

69. Cecatelli S., Villar M.J., Goldstein M., Hokpelt T. Expression of c-Fos immunoreactivity in transmitter-characterized neurons after stress // Proc. Nat. Acad. Sci. USA.- 1989, Vol. 86.-Pp. 69-73.

70. Charmandari E., Tsigos C., and Chrousos G. Endocrinology of the stress response. // Annu Rev Physiol.- 2005, Vol. 67.- Pp. 259-284.

71. Chang Y., Albright S., Lee F. Cytokines in the central nervous systemiexpression of macrophage colony stimulating factor and its receptor during development//J. neuroimmunol.- 1994, Vol. 52.-Pp. 9-17.

72. Chaudhuri A. Neurral activity mapping with inducible transcription factors // Neuroreport.-1997, V. 8, N.13.-Pp. iii-vii.

73. Chida Y., Sudo N., Motomura Y., and Kubo C. Electric foot-shock stress drives TNF-alpha production in the liver of IL-6-deficient mice. // Neuroimmunomodulation.- 2004, Vol. 11(6), № 1.- Pp. 419-424.

74. Chida Y., Sudo N., Sonoda J., Hiramoto T. and Kubo C. Early-Life Psychological Stress Exacerbates Adult Mouse Asthma via the Hypothalamus-Pituitary-Adrenal Axis. //American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine.-2007, Vol. 175.-Pp. 316-322.

75. Choileain N.N., Redmond H.P., Cell Response to Surgery. // Arch Surg.2006, Vol. 141.-Pp. 1132-1140.

76. Chrousos G.P., Gold P.W. The concepts of stress and stress system disorders Overview of physical and behavioral homeostasis.//JAMA.- 1992, V.267.-Pp.1244-1252.

77. Cohen J.J. Glucocorticoid-induced apoptosis in the thymus // Semin. Immunol.- 1992, Vol. 4(6).- Pp. 363-369.

78. Conde G. L., Renshaw D., Zubelewicz В., Lightman S. L., Harbuz M. S. Central LPS-induced c-fos expression in the PVN and A1/A2 branstem noradrenergic cell groups is altered by adrenalectomy // Neuroendocrinology.-1999, Vol. 70(3).-Pp.175-185.

79. Corsini E., Dufour A., Ciucani E., Gelati M., Frigerio S., Gritti A., Cajola L., Mancardi G.L., Massa G., Salmaggi A. Human brain endothelial cells and astrocytes produce IL-1 beta but not IL-10 // Scand. J. Immunol.- 1996, Vol. 44.- Pp. 506-511.

80. Cunningham J.R., Wada E., Carter D.B. In situ histochemical localization of type I interleukin-1 receptor messenger RNA in the central nervous system, pituitary, and adrenal gland of tye mouse // J. neurosci.- 1992, Vol. 12.-Pp.l 101-1114.

81. Curran Т., Franza B. R. Fos and Jun: AP-1 connection // Cell.- 1988, Vol. 55.- Pp. 395-397.

82. Curran Т., Miller A., Zokas L., Verma I. Viral and cellular fos proteins, a comparative analysis // Cell.- 1984, Vol. 36.- Pp.259-268.

83. Curran Т., Teich N. M. Candidate product of the FBJ murine osteosarcoma virus oncogene: characterization of a 55,000 dalton phosphoprotein // J. Virol.-1982, Vol.42.-Pp. 114-122.

84. Dantzer R., Konsman J.P., Bluthe R.M., Kelley K.W. Neural and humoral pathways of communication from the immune system to the brain: parallel or convergent? //Auton Neurosci.- 2000, Vol. 85, Pp. 60-65.

85. Day H., Akil H. Differential pattern of c-fos mRNA rat brain following central and systematic administration of interleukin-l-beta: Implications for mechanism of action //Neuroendocrinology.- 1996, Vol. 63, №3.- Pp.207-218.

86. Datta S.C., Opp M. R. F. LPS induced alterations in proinflammatory cytokine expression in mouse brain // J. Neuroendocrinol. and Neuroimmunol-2007, Vol. 21.- Pp. A1393 A1394.

87. Denes A., Boldogkoi Z., Uhereczky G., Hornyak A., Rusvai M., Palkovits M., Kovacs K.J. Central autonomic control of the bone marrow: multisynaptic tract tracing by recombinant pseudorabies virus // Neuroscience.- 2005, Vol. 134(3).-Pp. 947-963.

88. Dragunow M., Goulding M., Faull R.L., Ralph R., MeeE., Frith R. Induction of c-fos mRNA and protein in neurons and glia after traumatic brain injury: pharmacological characterization//Expl. Neurol.- 1990, Vol. 107.- Pp.236-248.

89. Dragunow M., Peterson M.R., Robertson H.A. Presence of c-fos like immunoreactivity in the adult rat brain // Eur. J. Pharmacol.- 1987, Vol. 135.-Pp.l 13-114.

90. Dragunow M., Robertson H.A. Localization and induction of c-Fos proteinlike immunoreactive material in the nuclei of adult mammalian neurons //Brain Res.- 1988, Vol. 440- Pp. 252-260.

91. Du Bow M.S. The detaction and characterization of genetically programmed responses to environmental stress / In: Stress of life, from molecules to man. Ed.P.Csermely.- Annals of the NY Academy of Science., NY.- 1998, Vol. 85.- Pp. 286-291.

92. Gadient R.A., Otten U. Differential expression of interleukin-6 (IL-6) and interleukin-6 receptor (IL-6R) mRNAs in rat hypothalamus // Neurosci. Lett.-1993., Vol. 153.-Pp. 13-16.

93. Gaykema R. P. A., Goehler L. E., Armstrong С. В., Khorsand J., Maier S.

94. F., Watkins L. R. Differential FOS expression in rat brain induced by lipopolisaccharide and staphylococcal enterotoxin В // Neuroimmunomodulation.- 1999, Vol. 6.- P. 220.

95. Ge X.Z.Y., Duan L., Rao Z. Evidence for involvement of the neural pathway containing the peripheral vagus nerve, medullary visceral zone and central amygdaloid nucleus in neuroimmunomodulation. // Brain Res.- 2001., Vol. 914(1-2).- Pp. 149-158.

96. Gemma C., Ghezzi P., de Simoni M.G. Activation of the hypothalamic serotoninergic system by interleukin-1 // Eur. J. Pharmacol.- 1991, Vol. 209.- Pp. 139-140.

97. Giulia C., Cirafici A.M., Vecchio G. Induction of the c-fos oncogene by thyrotroic hormone in rat thyroid cells in culture // Science.- 1986, Vol. 233, № 4762,- Pp. 458-460.

98. Givalois L., Dornand J., Mekaouche M., Solier M.D., Bristow A.F., Ixart

99. G., Siaud P., Assenmacher I., and Barbanel G. Temporal cascade of plasma level surges in ACTH, corticosterone, and cytokines in endotoxin-challenged rats. // Am J Physiol Regulatory Integrative Comp Physiol.1994, Vol. 267.- P. 164.

100. Givalois L., Siaud P., Mekaouche M., Ixart G., Malavat F., Assenmacher I., Barbanel G. Involvement of central histamine in the early phase of ACTH and corticosterone responses to endotoxin in rats // Neuroendocrinology.- 1996, Vol. 63.- Pp. 219-226.

101. Glaser R., Kennedy S., Lafuse W.P. Phsychological stress-induced modulation of interleukin-2 production in periferal blood leukocytes // Arch. Gen. Psychiatry.- 1990, Vol. 47.- Pp.707-712.

102. Goehler L.E., Fleshner M., Hermann J., Relton J.K., Maier S.F., Watkins L. R. Interleukin-1 beta induced corticosterone elevation and hypothalamic NE depletion is vagally mediated // Brain Res. Bull.- 1995, Vol. 37.- Pp. 605-610.

103. Goehler L.E., Gaykema R.P.H, Hammach S.E, Maier S., Watkins L.R. Interleukin-1 induces c-Fos immunoreactivity inprimary afferent neurons of the vagus nerve // Brain Res.- 1998, Vol. 804(2).- Pp. 306-310.

104. Gaykema R.P.A., Khorsand J., Kleiner J. Staphylococcal enterotoxin В induces c-Fos immunoreactivity in rat nervous system // Soc. Neurosci. Abstr.-1998, Vol. 24.-Pp. 1611-1624.

105. Goehler L.E., Gaykema R.P.H, Maier S.E., Watkins L.R. Vagal afferents innervate deep cervical and iliac lymph nodes in the rat // Soc. Neurosci. Abstr.-2000, Vol. 26.- Pp.1184-1198.

106. Goehler L.E., Gaykema R.P.H., Hansen M.K. Vagal immune-to-brain communication: a visceral chemosensory pathway // Autonomic Neuroscience: Basic and clinical.- 2000, Vol. 85.- Pp. 49-59.

107. Gomez-Merino D., Drogou C., Chennaoui M., Tiollier E., Mathieu J., Guezennec C.Y. Effects of combined stress during intense training on cellular immunity, hormones and respiratory infections. // Neuroimmunomodulation.-2005, Vol. 12(3)-Pp. 164-172.

108. Grabstein К., Dowers., Gillis S. Expression of intrleukin 2, interferon-y, and IL 2 receptor by human periferal blood lymphocytes // J. Immunol.- 1986, V.136.-Pp. 4503-4508.

109. Gross P.M., Weindl A. Peering through the windows of the brain // J. Cereb. Blood Flow Metab.- 1987, Vol. 7.- Pp. 663-672.

110. Groot J., Harris G. Hypothalamic control of the anterior pituitary gland and blood lymphocytes//J. Physiol.- 1950, Vol.11.- Pp. 335-346.

111. Guevara Patino J.A., Ivanov V.N., Lacy E., Elkon K.B., Marino M.W., Nikolic-Zugic J.TNF-alpha is the critical mediator of the cyclic AMP-induced apoptosis of CD8+4+ double-positive thymocytes // J. Immunol.- 2000, Vol. 164(4).- Pp. 1689-1694.

112. Gullian W.E., Helmreich D.L., Watson S.J. Fos expression in forebrain afferents to the hypothalamic paraventricular nucleus following swim stress. // J.of Comparative Neurology.- 1996, Vol .368, №.1.- Pp. 88-99.

113. Guthrie K.M., Gall C.M. Odors incriease Fos in olfactory bulb neurons including dopaminergic cells // Neuroreport.- 1995, Vol. 6, № 16.- Pp. 21452149.

114. Gutierrez E.G., Banks W.A., Kastin A.J. Murine tumor necrosis factor alpha is transported from blood to brain in the mouse // J. Neuroimmunol.- 1993, 47.- Pp. 169-176.

115. Hasum E., Chang K.J., Cuatrecasas P. Specific nonopiat receptors for beta endorphins // Nature.- 1979, Vol.205.-Pp. 1033-1035.

116. Hata R., Mies G., Wiessner C., Hossmann K.-A. Differential expression of c-fos and hsp72 mRNA in focal cerebral ischemia of mice // Neuro Report.-1998, №9.- Pp. 27-32.

117. He H., Messer R.J., Sakaguchi S., Yang G., Robertson S.J., and Hasenkrug K.J. Reduction of Retrovirus-Induced Immunosuppression by In Vivo Modulation of T Cells during Acute Infection. // J. Virol.- 2004, Vol. 78.- Pp. 11641 11647.

118. Helderman J.H., Strom T. Specific insulin binding site on T and В lymphocytes as a marker of cell activation // Nature.- 1978, Vol. 274.- Pp. 62-63.

119. Hellstrand K., Hermodsson S., Strannegard O. Evidence for a p-adrenoceptor-mediated regulation of human natural killer cells // J. of Immunol.-1985., Vol. 134, №6,- Pp. 4095-4105.

120. Herdegen Т., Leah J.D. Inducible and constitutive transcription factors in the mammalian nervous system: control of gene expression by Jun, Fos and Krox, and CREB/ATF proteins. // Brain Res Brain Res Rev.- 1998, Vol. 28(3)-Pp. 370-490.

121. Herrera D.G. and Robertson H.A. Unilateral induction of c-Fos protein in cortex following cortical devascularization // Brain Res.-1989, Vol. 503.- Pp. 205-210.

122. Hill C.S., Treisman R. Transcriptional regulation by extracellular signals: mechanisms and specificity. // Cell.-1995, Vol. 80(2).- Pp. 199-211.

123. Elenkov I.J., Wilder R.L., Chrousos G.P. The sympathetic nerve-an intergrative interface between two supersystems:the brainand the immune system // Pharmacol. Rev.- 2000, Vol. 52, №4.- Pp. 595-638.

124. Elmquist J.K., Saper C.B. Activation of neurons projecting to the paraventricular hypothalamic nucleus by intravenous lipopolysaccharide // J. of Сотр. Neurol.- 1996, Vol. 374, №3.- Pp. 315-331.

125. Elmquist J.K., Scammell Т.Е., Jacobson C.D., Saper C.B. Distrubution of Fos-like immunoreactivity in the rat brain following intravenous lipopolysaccharide administration // J. of Сотр. Neurol.- 1996, Vol. 371, №1.1. Pp.85-103.

126. Ericsson A., Kovacs K.J., Sawchenko P.E. A functional anatomical analysis of central pathways subserving the effects of interleukin-1 on stress-related neuroendocrine neurons // J.Neurosci.- 1994, Vol. 14.- Pp. 897-913.

127. Ericsson A., Arias C., and Sawchenko P.E. Evidence for an intramedullary prostaglandin-dependent mechanism in the activation of stress-related neuroendocrine circuitry by intravenous interleukin-1. // J. Neurosci.- 1997, Vol. 17.- Pp. 7166-7179.

128. Elliot J.F., Lin Y., Mizel S.B. Induction of IL-2 messenger RNA inhibited by cyclosporin A. // Science.- 1984, Vol. 226.- Pp. 1439-1441.

129. Elmquist JK, Scammell ТЕ, Saper CB Mechanisms of CNS response to systemic immune challenge: the febrile response. // Trends Neurosci.- 1997, Vol. 20.- Pp. 565-570.

130. Ernstrom U.O., Soder O. Influence of adrenaline on the dissemination of antibody-producing cells from the spleen. // Clin, experim. -Immunol.- 1975, Vol.21.- Pp. 131-140.

131. Exton MS, Herklotz J, Westermann J, Schedlowski M (2001) Conditioning in the rat: an in vivo model to investigate the molecular mechanisms and clinical implications of brain-immune communication. Immunol Rev., 184: 226-235.

132. Fabry Z., Rain C.S., Hart M.N. Nervous tissue as an immune compartment: the dialect of the immune response in the CNS // Immunol. Today.- 1994, Vol. 15.- Pp. 218-224.

133. Felten S.Y., Olschowka J.J. Noradrenergic sympathetic innervation of the spleen: II. Tyrosine hydroxylase (TH)-positive nerve terminals form synaptic-like contacts on lymphocytes in the splenic white pulp // Neurosci. Res.- 1987, Vol.18.- Pp.37-48.

134. Fleshner M., Slibert L., Deaket T. TNF-alpha-induced corti costerone elevation but not serum protein or corticosteroid bind ng globulin reduction is vagally mediated // Brain res. bull.- 1997, Vol. 44.- Pp.701-706.

135. Foletta V.C. Transcription factor AP-1, and the role of Fra-2. // Immunol

136. Cell Biol.-1996, Vol. 74(2).- Pp. 121-133.

137. Forni G., Bindoni M., Santoni A., Belluardo N., Marchese A.E., Giovarelli M. Radiofrequency destruction of the tuberoinfundibular region of hypothalamus permanently abrogates NK cell activity in mice. // Nature.- 1983, Vol. 306.- Pp. 181-184.

138. Honkaniemi J., Kainu Т., Ceccatelli S., Rechardt L., Hokfelt Т., Pelto-Huikko M. Fos and jun rat central amygdaloid nucleus after stress // Mol. Neurosci.- 1992, № 3.- pp. 849-852.

139. Hong H., Messer R.J., Sakaguchi S., Yang G., Robertson S.J., and Hasenkrug K.J. Reduction of Retrovirus-Induced Immunosuppression by In Vivo Modulation of T Cells during Acute Infection. // J. Virol. 2004, Vol. 78.-Pp. 11641 11647.

140. Hunt S.P., Pini A., Evan G. Induction of c-Fos-like protein in spinal cord neurons following sensory stimulation // Nature.- 1987, Vol. 328,- Pp. 632-634.

141. Ida Т., Nakahara K., Murakami Т., Hanada R. Possible involvement of orexin in the stress reaction in rats // Biochem. Biophys. Res. Commun.- 2000, Vol. 270.- Pp.318-323.

142. Joassoo A., Mc Kenzie J. M. Stress and response of immune sistem // Int. Arch. Allergy and Apll. Immunol.- 1976, V. 50,- Pp. 659-663.

143. Johnson A. K. The paraventricular anterioventral third ventiicle (AV3V): its realationship with subfornical organ and neural systems involved inmaintaining body fluid homeostasis // Brain Res. Bull.- 1985, Vol. 130.- Pp. 1245- 1254.

144. Kapcala L.P., He J.R., Gao Y. Subdiaphragmatic vagotomy inhibits intraabdominal in terleukin-lb stimulation of adrenocorticotropin secretion // Brain Res.-1996, Vol.728.- Pp.247-254.

145. Kasof G.M., Smeyne R.J., Curran Т., Morgan J.I. Developmental expression of Fos-LacZ in the brain of postnatal transgenic rats // Brain Res. Develop. Br. Res.- 1996, Vol.43, № 1-2.- Pp. 191-197.

146. Katafuchi Т., Okada E., Take S., Mori T. The biphasic changes in splenic natural killer cell activity following ventromedial hypothalamic lesions in rats. // Brain Res.-1994, Vol. 652.- Pp. 164-168.

147. Kazakova T.B., Barabanova S.V., Novikova N.S., Nosov M.A., Rogers V. J., Korneva E.A. Induction of c-fos and interleukin-2 genes expression in the central nervous system following stressor stimuli // Int. J. Pathol.- 2000, № 7.-Pp. 53-61.

148. Kinouchi K., Braun C., Pasternak G., Donner D.B. Identificaton and characterization of receptors for tumor necrosis factoralpha in the brain // Biochem. Biophys. Res. Commun.- 1991, Vol. 18.- Pp. 1532-1538.

149. Kilbourn R.G., Belloni P. Endothelial cell production of nitrogen oxides in response to interferon gamma in combination with tumor necrosis factor, interleukin-1, or endotoxin //J. Natl. Cancer Inst.- 1990, Vol. 82.- Pp. 772-776.

150. Knigge, U., Kjaer A., Jorgensen H., Garbarg M., Ross C., Rouleau A., Warberg J. Role of hypothalamic histaminergic neurons in mediation of ACTH and beta-endorphin responses to LPS endotoxin in vivo // Neuroendocrinology.-1994, Vol. 60.- Pp. 243-251.

151. Kohm A.P., Sanders V.M. Norepinephrine and p2-adrenergic receptor stimulation regulate CD4+ T and В lymphocyte function in vitro and in vivo // Pharmacol, rev.- 2001, Vol. 53, №4.- Pp. 487-525.

152. Konar D.V., Manchande S.K. Role of hypothalamus in the activity of reticuloendothelial system 11 Indian J. Physiol. Pharmacol.- 1970, Vol. 14, Pp. 23-31.

153. Kononen J., Honkaniemi J., Gustafsson J.A., and Pelto-Huikko M. .Glucocorticoid receptor colocalization with pituitary hormones in the rat pituitary gland. //Mol Cell Endocrinol.- 1993, Vol. 93(1).- Pp. 97-103.

154. Konsman J. P., Kelley K., Dantzer R. Temporal and spatial relationships between lipopolisaccharide-induced expression of fos, interleukin-1 beta and inducible nitric oxide synthase in the rat brain // Neuroscience.- 1999, Vol. 89, №2.- Pp. 535-548.

155. Korneva E.A., Lesnikov V.A. Spleen colony formation of mice at different times after lesioning hypothalamic structures // Neuroimmunomodulation: Proc. 1st Intern. Workshop on NIM. Bethesda.- 1985.- Pp.34-36.

156. Korneva E.A., Shanin S.N., Rybakina E.G. The role of interleukin-1 in stress -induced changes in immune system function. // Neurosci Behav Physiol.-2001, Vol. 31(4).- Pp. 431-437.

157. Kovacs K.J. Invited review c-Fos as a transcription factor: a stressful (re)view from a functional map //Neurochem. int1998, Vol. 33.- Pp. 287-297.

158. Kujubu D.A., Lim R.W., Varnum В., Herschman H.R. Induction of transiently expressed genes in PC 12 pheocromocytoma // Oncogene.- 1987, № 1.- Pp. 257-262.

159. Landman R.M.A., Wesp M., Box R. Distribution and function of P-adrenergic receptors in human blood lymphocytes. In: Interaction among CNS, neuroendocrine and immune systems. Eds. J.W. Hadden, K. Masek, G. Nistiko. Rome:Pythagora.- 1989.- Pp. 251-264.

160. Lapchak P. A., Araujo D.M., Quiron R., Beaudet A. Immunoautoradiographiic localization of interleukin 2-like immunoreactivity and interleukin 2 receptors (Tac antigen-like immunoreactivity) in the rat brain //Neurosci.- 1991, Vol. 44.- Pp. 173-184.

161. Lavrovsky Y., Mastyugin V., Stoltz R.A., Abraham N.G. Specific inhibition of c-fos proto-oncogene expression by triple-helix-forming oligonucleotides//J. of Cellular Biochemistry.- 1996, №.61.-Pp. 301-309.

162. Laye S., Bluthe R.M., Kent S. Subdiaphragmatic vagotomy blocks induction of IL-1 beta mRNA in mice brain in response to peripheral LPS // Am. J. Physiol.- 1995, Vol. 268 (Regulatory integrative сотр. physiol. 37). Pp. 1327-1331.

163. Lee S., Rivier C. Prenatal alcohol exposure alters the hypothalamic-pituitary-adrenal axis response of immature offspring to interleukin-1: is nitric oxide involved? // Alcohol. Clin. Exp. Res.-1994, 18.- Pp. 1242-1247.

164. Leonard B.E., Miller K. Stress, the Immune System and Psychiatry. J. Wiley, Chichester.- 1994.

165. Luster M.I., Gennolec D.R., Clark G., Wiegand G., Rosenthal G.J. Selective effects of 2,3,7,8-tetrachlorodibenzo-p-dioxin and corticosteroid on in vitro lymphocyte maturation // J. Immunol.- 1988, Vol. 140.- Pp. 928-935.

166. Maki Y., Bosch T.J., Davis C., Starbuck M., Vogt P.K. Avian sarcoma virus 17 carries the jun oncogene // Proc. Nat. Acad. Sci. USA.- 1987, Vol. 84'.-Pp. 2848-2852.

167. Matta S., Sineh I., Newton R., Sharo B.M. The adrenocorticotropin respo&e to interleukin-1 bela instilled into the rat median eminence depends on the local release of catecholamines // Endocrinol.- 1990, Vol. 127.- Pp. 21752182.

168. Melia K.R., Ryabinin A.E., Schoroeder R., Bloom F.F., Wilson M.C. Induction and habituation of immediate early gene expression in rat brain by acute and repeated restraint stress // J.of Neuroscience.- 1994, Vol. 14, № 10.-Pp. 5929-5938.

169. McEwen B.S. Physiology and Neurobiology of Stress and Adaptation: Central Role of the Brain. // Physiol Rev.- 2007, Vol. 87.- Pp. 873 904.

170. McNaughton L.A., Hunt S.P. Regulation of gene expression in astrocytes by excitotory amino acid // Brain Res. Mol. Brain Res.- 1992, Vol. 16, № 3-4.-Pp. 621-626.

171. Mitchell J.C., Li X.F., Breen L., Thalabard J.-C., and O'Byrne K.T. The Role of the Locus Coeruleus in Corticotropin-Releasing Hormone and Stress-Induced Suppression of Pulsatile Luteinizing Hormone Secretion in the Female

172. Rat. // Endocrinology.- 2005, Vol. 146.- Pp. 323 331.

173. Monjan A. A. Stress and immunologic competence studies in animal // Psyhoneuroimmunology, Nework.- 1981.- Pp. 185-228.

174. Morgan J.I., Curran T. Role of ion flux in the control of c-fos expression // Nature.-1986, Vol.322.- Pp. 552-555.

175. Morgan J.I. Curran T. Stimulus-transcription coupling in the nervous system: involvement of the inducible proto-oncogenes fos and jun. // Annu Rev Neurosci.- 1991, Vol. 14.- Pp. 421-451.

176. Muller Y.M., Krauss В., Kaltschmidt C., Baellerle P.A., Rupee R.A. Hypoxia induces c-fos transcription via a mitogen-activated protein kinase-dependent pathway // J. Bio. Chem.- 1997, Vol. 272, № 37.- Pp. 23435-23439.

177. Munck A., Guyre P.M. Glucocorticoids and immune function. In: Psychoneuroimmunology. Eds. R. Ader, D. Felten, N. Cohen. New-York: Acad, press inc.- 1991.- Pp. 447-513.

178. Muscettola M., Grass O.G. Somatostatin and vasoactive intestinal peptide reduce interferon gamma production by human peripheral blood mononuclear cells // Immunobiol.- 1990, Vol. 180.- Pp. 419-430.

179. Nambu Т., Sakurai Т., Mizukami K., Hosoya Y., Yanagisawa M., and Goto K. Distribution of orexin neurons in the adult rat brain. // Brain Res.- 1999, Vol. 827(1-2).- Pp. 243-60.

180. Naora H., Nishida Т., Shindo Y., Adachi M., Naora H. Association of nbl gene expression and glucocorticoid-induced apoptosis in mouse thymus in vivo. // Immunolog.-1995, Vol. 85(1).- Pp. 63-68.

181. Nosov M.A., Barabanova S.V., Glushikhina M.S., Kazakova T.B., and Korneva E.A. Antigen-induced activation of hypothalamic cells (assessed by expression of the c-fos gene). // Neurosci. Behav. Physiol.- 2002, Vol. 32(5).1. Pp. 523-528.

182. Ogawa K., Hirai M., Katsube Т., Murayama M., Hamaguchi K., Shimakawa Т., Naritake Y., Hosokawa Т., and Kajiwara T. Suppression of cellular immunity by surgical stress. // Surgery.- 2000, Vol. 127(3).- Pp. 329336.

183. Okamoto S., Ibaraki K., Hayashi S., Saito M. Ventromedial hypothalamus suppresses splenic lymphocyte activity through sympathetic innervation. // Brain Res.-1996, Vol. 739.- Pp. 308-313.

184. Oladehin A., Blatteis C. Lipopolysaecharide induced fos expression in hipothalamic nuclei of neonatal rats // Neurpimmunomodulation.- 1995, Vol. 2.-Pp. 282-289.

185. Pacheco-Lopez G., Espinosa E., Zamorano-Rojas H.M., Ramirez-Amaya V., Bermudez-Rattoni F. Peripheral protein immunization induces rapid activation of the CNS, as measured by c-Fos expression. // J. Neuroimmunol.-2002, Vol. 131(1-2).- Pp. 50-59.

186. Pacheco-Lopez G., Niemi M.-B., Kou W., Harting M., Fandrey J., Schedlowski M. Neural Substrates for Behaviorally Conditioned Immunosuppression in the Rat. // The Journal of Neuroscience.- 2005, Vol.25(9).- Pp. 2330-2337.

187. Panina-Bordignon P., Mazzeo D., Lucia P.D. Beta2-agonists prevent Thl development by selective inhibition of interleukin 12 // J.Clin. Invest.- 1997, Vol.100.-Pp.1513-1519.

188. Parrott R.F. and Vellucci S.V. Stress-induced changes in c-fos immunoreactivity in the porcine brain. // Br Vet J.- 1994, Vol. 150(4).- Pp. 355363.

189. Passerin A.M., Cano G., Rabin B.S., Delano B.A., Napier J.L., Sved A.F. Role of locus coeruleus in foot shock-evoked fos expression in rat brain // Neuroscience.- 2000, Vol. 101, Iss. 4, № 30.- Pp. 1071-1082.

190. Persoons J.H., Berkenbosch F., Schornagel K., Thepen Т., and Kraal G. Increased specific IgE production in lungs after the induction of acute stress in rats. // J. Allergy Clin. Immunol.- 1995, Vol. 95(3).- Pp.765-770.

191. Plotkin S.R., Banks W.A., Kastin A.J. Comparison of saturable transport and extracellular pathways in the passage of interleukin-1 alpha across the blood-brain barrier// J Neuroimmunol.- 1996; 67(1): 41-7.

192. Quan N., Sundar S.K., Weiss J.M. Induction of interleukin-1 in various brain region after peripheral and central injections of lipopolysaccharide // J. Neuroimmunol.- 1994, Vol. 49.- Pp. 125-134.

193. Rassnick S., Hoffman G.E, Rabiand B.S., Sved A.F. Injection of corticotropin-releasing hormone into the locus coeruleus or foot shock increases neuronal fos expression //Neuroscience.- 1998, Vol. 85, Iss. 126.- Pp. 259-268.

194. Reed J.C., Alpers J.D., Nowell P.C., Hoover R.G. Sequential expression of protooncogenes during lectin-stimulated mitogenesis of normal human lymphocytes. // Proc.Nat.Acad.Sci.USA.- 1986, Vol. 83.- Pp. 3982 3986.

195. Richman D.P., Arnason B.G. Nicotinic acetylcholine receptor:evidence for a functionally distinct receptor of human lymphocytes // Proc. Natl. Acad. Sci.

196. USA.- 1979,Vol.76.- Pp. 4632-4635.

197. Rivier C. Blockade of nitric oxide formation augments ACTH released by blood-borne interleukin-1 p: role of vasopressin, prostaglandins and a -1 adrenergic receptors // Endocrinology.-1995, Vol. 136.- Pp. 3597-3603.

198. Rivest S., Laflamme N., Nappi R.E. Immune challenge and immobilization stress induce transcription of the gene encoding the CRF receptor in selective nuclei of the rat hypothalamus // J. Neurosci.- 1995, Vol. 15(4).- Pp. 2680-2695.

199. Rivest S., Torres G., Rivier C. Differential-effects of central and peripheral injection of interleukin-1-beta on brain c-fos expression and neuroendocrine function//Brain res.- 1992, Vol. 587 (1).- Pp. 13-23.

200. Rodrigues-Mascarenhas S., dos Santos N. F., Rumjanek V. M. Synergistic effect between ouabain and glucocorticoids for the induction of thymic atrophy // Biosci. Rep.- 2006, Vol. 26 (2).- Pp. 159-169.

201. Rogausch H., del Rey A., Kabiersch A., Reschke W., Ortel J., Besedovsky H. Endotoxin impedes vasoconstriction in the spleen: Role of endogenous interleukin-1 and sympathetic innervation // Am. J. Physiol.- 1997, Vol. 272.-Pp. 2048-2054.

202. Romeo H.E., Tio D.L., Taylor A.N. Effects of glossopharyngeal nerve transection on central and peripheral cytokines and serum corticosterone induced by localized inflammation //J. of Neuroimmunol.- 2003, Vol. 136, Iss. 1-2.- Pp. 104-111.

203. Rossi D., Conti A.M.F., De Grada L., Larizza L. Hypertonic stress induces c-fos but not c-jun expression in the human embryonal EUE epithelial cell line // Eur. J. of Cell Biol.- 1995, № 68.- Pp. 457-462.

204. Russel D.N., Matrision L., Kibler R. Prolactin receptor on human lymphocytes and their modulation by cyclosporine // Biochem. Biophys. Res.

205. Commun.- 1984, Vol. 121.- Pp. 899-906.

206. Rybakina E.G., Shanin S.N., Kozinets I.A., Fomicheva E.E., Korneva E.A. Cellular mechanisms of cold stress-related immunosuppression and the action of interleukin 1.//Int J Tissue React.- 1997, Vol. 19(3-4).- Pp. 135-140.

207. Ryder K., Lanahan A., Perez-Albuerne E., Nathans D. Jun-D: a third member of the jun gene family // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1989, Vol. 86.-Pp. 1500-1503.

208. Sagar S.M., Price K.J., Kasting N.M., Sharp F.R. Anatomic patterns of FOS immunostaining in rat brain following systemic endotoxin administration // Brain Res. Bull.- 1993, Vol.36.- Pp. 381-392.

209. Sambucetti L.C., Curran T. The fos- protein complex is associated with DNA isolated nucleic and binds to DNA cellulose // Science.- 1986, Vol. 234.-Pp. 1417-1419.

210. Saphier D., Abramsky О., Мог G., Ovadia H. Multiunit electrical activity in conscious rats during an immune response // Brain Behav.Immunol.- 1987, Vol. l.-Pp. 40-51.

211. Sassone-Corsi P., Lamph W.W., Verma I.M. Regulation of proto-oncogene fos: a paradigm for early response genes. // Cold Spring Harb Symp Quant Biol.- 1988, Vol. 53 (2).- Pp. 749-60.

212. Schmitz I., Meyer C., Schulze-Osthoff K. CD95 ligand mediates T-cell receptor-induced apoptosis of a CD4(+) CD8(+) double positive thymic lymphoma // Oncogene.- 2006, № 12.- Pp. 35-46.

213. Scicchittano R., Dazin P., Bienenstock J. Distribution of somatostatin receptors on murine spleen and Peyer's patch T and В lymphocytes // Brain Behav. Imm.-1987, Vol. 1.- Pp. 173-184.

214. Selye H.A syndrom produced by diverse nouous agents // Nature.-1936, Vol.138.- P. 32.

215. Selye H. Thysand adrenals in the respons of the organism to injuries and intoxication // Br. J. Exp. Pathol.- 1936, № 17.- Pp. 234-248.

216. Setoyama C., Frunzio R., Liau G., Mudryj M., De Crombrugghe B. Transcription activation encoded by the v-fos gene // Proc. Nat. Acad. Sci. USA.- 1986, Vol.83.- Pp. 3213-3217.

217. Sharp B.M., Matta S.G., Peterson P.K., Newton R., Chao C., Mcallen K. Tumor necrosis factor-a is a potent ACTH secretagogue: comparison with interleukin-1(3//Endocrinology.- 1989, Vol. 124.-Pp. 3131-3133.

218. Sheng M., Greenberg M. E. The regulation and function of c-fos and other immediate early genes in the nervous system // Neuron.-1990, Vol. 4.- Pp. 477485.

219. Sheridan J.F., Feng N., Bonneau R.H. Restraint stress differentially affects antiviral cellular and humoral immune responses in mice // J. Neuroimmunol.-1991, Vol.31.- Pp. 245-255.

220. Shurin M.R., Kusnecov A.W., Riechman S.E., and Rabin B.S. Effect of a conditioned aversive stimulus on the immune response in three strains of rats. // Psychoneuroendocrinology.- 1995, Vol. 20(8).- Pp. 837-849.

221. Snow E.C. Insulin and growth hormone function as minor growth factors thatpotentiate lymphocyte activation // J. immunol.- 1985, Vol. 135.- Pp. 776s-778s.

222. Soares II.D., Chen S.C., Morgan J.I. Differential and prolonged expression of Fos-lacZ and Jun-lacZ in neurons, glia, and muscle following sciatic nerve damage. // Exp Neurol.- 2001, Vol. 167(1).- Pp. 1-14.

223. Spittler A., Reissner C.M., Oehler R. Immunomodulatory effects ofglycine on LPS-treated monocytes: reduced TNF-a production and accelerated IL-10 expression//FASEB J.- 1999, Vol. 13.-Pp. 563-571.

224. Stanisz A., Scicchitano R., Payan D., Bienenstock J. In vitro studies of immunoregulation by substance P and somatostatin // Ann. NY Acad. Sci.- 1987, Vol.496.- P. 217-255.

225. Steinbrecht R.A. Odorant and pheromone-binding proteins: Odorant-Binding Proteins: Expression and Function.// Ann. N.Y. Acad. Sci.-1998, Vol. 855.- P. 323.

226. Sudakov K.V., Umriukhin P.E., Koplik E.V., and Anokhin K.V. С -fos gene expression during emotional stress in rats: blocking by delta sleep-inducing peptide. // Ross Fiziol Zh Im I M Sechenova.- 2000, Vol. 86(6).- Pp. 617-625.

227. Szentivatyi A., Szekely J. Effect of injury and electrical stimulation of hypothalamus on anaphylactic and histamins shock of the gunea pig. A preliminary report//Ann. Allergy.- 1956, Vol. 14.- P. 259.

228. Svenson M., Kayser L., Hansen M.B. Interleukin-1 receptors on human thyroid cells and on the rat thyroid cell line FRTL-5 // Cytokines.- 1991, Vol. 3.-Pp. 135-130.

229. Swanson L. W. Brain maps III. Structure of the rat brain / Trd. rev. ed. San-Diego, Cal. USA: Elsevier acad. Press.- 2004.- P. 183.

230. Szekely A.M., Barbaccia M.L., Costa E. Activation of specific glutamate receptor subtypes increases c-fos proto-oncogene expression in primary cultures of neonatal rat cerebellar granule cells //Neuropharmacology.- 1987, Vol. 26, № 12.- Pp. 1779-1782.

231. Такао Т., Culp S. G., Newton R. C., De Souza E. B. Type I interleukin-I reseptors in the mouse brain-endocrine-immune axis labeledpewith IJrecombinant human iterleukin-I receptor antagonist // J. neuroimmunol.- 1992, Vol. 41.- Pp. 51 -60.

232. Tchelingerin J.L., Quinonero J., Booss J., Jacque C. Localization of TNFa and IL-la immunoreactivities in striatal neurons after surgical injury in thehippocampus//Neuron.- 1993, Vol.10.- Pp. 213-224.

233. Thakur P.K., Manchande S.K. Hypotalamic influence on the activity of reticuloendotelial system of cat // Indian J. Physiol. Pharmacol.- 1969, Vol. 13.-Pp. 10-18.

234. Torres B.A., Kominsky S., Perrin G.Q., Hobeika A.C., Johnson H.M. Superantigens: The Good, the Bad, and the Ugly // Exp. Biol, and Med.- 2001, Vol. 226.- Pp. 164-176.

235. Tracey K. The inflammatory reflex. // Nature.- 2002, Vol. 420.- Pp. 853859.

236. Triesman R. Transient Accumulation of c-fos RNA following serum stimulation requires a conserved 5'element and c-fos 3'sequences // Cell.- 1985., Vol. 42.- Pp. 889-902.

237. Tsagarakis S., Gillies G., Rees L.H. Interleukin-1 directly stimulates the release of corticotrophin releasing factor from rat hypothalamus // Neuroendocrinol.- 1989, V.49.- Pp. 98-101.

238. Tsigos C. Chrousos G.P. Stress, endocrine mammilar station and diseases. In: Handbook of Stress Medicine. Ed. Cooper C.L. / CRC Press, Boca Ration, Fl.- 1995.- Pp. 61-65.

239. Tuohy V.K. The neocortical-immune axis. // J. Neuroimmunol.- 2005, Vol. 158.- Pp. 1-2.

240. Turnbull A.V., Prehar S., Kennedy A.R.Interleukin-6 is an afferent signal to the hypothalamo-pituitary-adrenal axis during local inflammation in mice // Endocrinology.- 2003, V.144, №5.- Pp. 1894-1906.

241. Vacchio M.S., Papadopoulos V., Ashwell J.D. Steroid production in the thymus: implications for thymocyte selection // J. Exp. Med.- 1994, Vol. 179.-Pp. 1835-1843.

242. Van Dam A.-M., Vries H. E., Kuiper J., Zijlstra F.J., Boer E. G., Tiders F. J., Berkenbosch F. Interleukin-1 receptors on rat brain endothelial cells: a role in neuroimmune interaction?//FASEB J.- 1996, Vol 10,- Pp. 351-356.

243. Vellucci S.V. and Parrott R.F. Expression of c-fos in the ovine brain following different types of stress, or central administration of corticotrophin-releasing hormone. // Exp. Physiol.- 1994, Vol. 79.- P. 241.

244. Vizi E.S., Orso E., Osipenko O.N. Neurochemical, electrophysiological and immunocytochemical evidence for a noradrenergic link between the sympathetic nervous system and thymocytes //Neurosci.- 1995, Vol.68.- Pp. 1263- 1276.

245. Waguespack P.J., Banks W.A., Kastin A.J. Interleukin-2 does not cross the blood-brain barrier by saturable transport system // Brain Res.Bull.- 1994., Vol.34.-Pp. 103-109.

246. Wan W., Wetmore L., Sorenson C.M. Neural and biochemical mediators of toxin and stress-induced c-fos expression in the rat brain // Brain Res. Bull.-1994, Vol.34.- Pp. 7-14.

247. Wan W.H., Janz L., Vriend C.Y. Differential induction of C-FOS immunoreactivity in hypothalamus and brain-stem nuclei following central and peripheral administration of endotoxin // Brain Res. Bui.- 1993., Vol. 32, № 6.-Pp. 581-587.

248. Watkins L.R., Maier S.F., Goehler L.E. Cytokine-to-brain communication:a review and analysis of alternative mechanisms. // Life Sci.- 1995., Vol. 57.-Pp. 1011-1026.

249. Webster J.I., Tonelli L., Sternberg E.M. Neuroendocrine regulation of immunity. // Annu Rev Immunol.- 2002, Vol. 20.- Pp. 125-163.

250. Wenner M, Kawamura N, Ishikawa T, Matsuda Y. Reward linked to increased natural killer cell activity in rats. // Neuroimmunomodulation.- 2000, Vol. 7(1).- Pp. 1-5.

251. Werb Z., Foley R., Munck A. Interaction of glucocorticoids with macrophages. Identification of glucocorticoid receptors in monocytes and macrophages // J. Exp. Med.- 1978, Vol. 147. Pp. 1684-1694.

252. Williams L.M., Ballmer P.E., Hannah L.T., Grant I., Garlick P.J. Changes in regional protein synthesis in rat brain and pituitary after systemic interleukin-1 administration //Am. J. Physiol.- 1994, Vol. 267 (Endocrinol. Metab. 30).- Pp. 915-920.

253. Williams J.M., Felten D.L. Sympathetic innervation of murine thymus and spleen: A comparative histofluorescence study // Anat. Rec.- 1981, Vol. 199.-Pp. 531-542.

254. Wrona D., Trojniar W. Chronic electrical stimulation of the lateral hypothalamus increases natural Killer cell cytotoxicity in rats //J. Neuroimmunol.-2003, Vol.141.- Pp. 20-29.

255. Wong M.L., Bongiorno P.B., Al-Shekhlee A., Esposito A., Khatri P., Licinio J. IL-1 beta, IL-1 receptor type I receptor and iNOS gene expression in rat brain vasculature and perivascular areas // Neuroreport.- 1996, Vol.7.- Pp. 2445-2448.

256. Yang Z.J., Rao Z.R., Ju G. Evidence for the medullary visceral zone as a neural station of neuroimmunomodulation. // Neurosci Res.- 2000, Vol. 38(3).1. Pp. 237-247.

257. Yi-Hong Z., Lu J., Elmquist J.K., and Clifford B.Saper Lipopolysaccharide Activates Specific Populations of Hypothalamic and Brainstem Neurons That Project to the Spinal Cord // J. Neurosci.- 2000, Vol. 20.- P. 6578.

258. Yokoyama C., Sasaki K. Regional expressions of Fos-like immunoreactivity in rat cerebral cortex after stress; restraint and intraperitoneal lipopolysaccharide //Brain Research.- 1999, Vol. 816,- Pp. 267-275.

259. Ueyama Т., Tanioku Т., Nuta J., Kujira K., Ito Т., Nakai S., Tsuruo Y. Estrogen alters c-Fos response to immobilization stress in the brain of ovariectomized rats // Brain Res.- 2006, Vol. 1084(1), Pp. 67-79.

260. Zhang P., Hirsch E.C., Damier P., Duyckaerts C., Javoy-Agid F. C-Fos protein-like immunoreactivity: distribution in the human brain and over-expression in the hippocampus of patients with Alzheimer's disease // Neuroscience.- 1992, Vol. 46.- Pp. 9-21.

261. Zhang Yi-H., Lu J., Elmquist J.K., and Clifford B. Saper Lipopolysaccharide Activates Specific Populations of Hypothalamic and Brainstem Neurons That Project to the Spinal Cord. // J. Neurosci.- 2000, Vol. 20.- P. 6578.