Волокнистые композиционные материалы на основе резорбируемых компонентов для регенеративной медицины тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Тагандурдыева Нурджемал Акмурадовна

• Тагандурдыева Нурджемал Акмурадовна
• кандидат наук
• 2024

Оглавление диссертации кандидат наук Тагандурдыева Нурджемал Акмурадовна

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Биоматериалы - важный вид материалов для регенеративной медицины

1.2 Резорбируемые полимеры и биоматериалы на их основе для регенеративной медицины

1.2.1 Синтетические полимеры

1.2.1.1 Полигликолид

1.2.1.2 Полилактид

1.2.1.3 Сополимеры лактида и гликолида

1.2.1.4 Поли-е-капролактон

1.2.1.5 Сополимер полилактида и поли-е-капролактона

1.2.2 Природные полимеры

1.2.2.1 Гиалуроновая кислота

1.2.2.2 Фиброин шелка

1.2.2.3 Коллаген

1.2.2.4 Желатин

1.2.2.5 Хитин и хитозан

1.3 Биоматериалы для восстановления костной ткани

1.3.1 Структура костной ткани

1.3.2 Биоматериалы для замещения поврежденной костной ткани

1.3.2.1 Аллотрансплантаты

1.3.2.2 Металлы

1.3.2.3 Полимеры

1.3.3 Композиты для восстановления костной ткани

1.3.3.1 Костные композиты с дисперсными наполнителями

1.3.3.2 Костные композиты с волокнистыми наполнителями

1.4 Биоматериалы для регенерации периферических нервных волокон

1.4.1 Строение нервной системы

1.4.2 Биоматериалы для восстановления поврежденных периферических

нервных волокон

1.4.2.1 Аутотрансплантаты

1.4.2.2 Аллотрансплантаты

1.4.2.3 Полимеры

1.4.3 Наполненные полимерные трубчатые имплантаты

1.4.3.1 Трубчатые имплантаты с физическими наполнителями

1.4.3.2 Трубчатые имплантаты с биохимическими наполнителями

Выводы к главе

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1 Композиционные материалы для костной пластики

2.2 Имплантаты для регенерации периферических нервов

2.3 Волокнистые наполнители композиционных материалов для костной пластики и имплантатов для регенерации периферических нервов

2.4 Методы исследования

2.4.1 Исследование реологических свойств растворов

2.4.2 Исследование физико-механических свойств волокон

2.4.3 Исследование физико-механических свойств пленок

2.4.4 Исследование физико-механических свойств композитов

2.4.5 Исследование термических свойств

2.4.6 Исследование топографии поверхности

2.4.7 Исследование резорбции биоматериалов in vitro

2.4.8 Исследование цитотоксичности биоматериалов in vitro

2.4.9 Исследование биоматериалов in vivo

2.4.10 Морфологические исследования

2.4.11 Исследование влияния наполнителей в трубчатом имплантате на регенерацию периферических нервных волокон

2.4.11.1 Оценка степени восстановления проводимости нервов

2.4.11.2 Оценка восстановления двигательной активности конечностей

2.4.11.3 Оценка двигательно-координационных нарушений

2.4.11.4 Оценка степени восстановления нервно-мышечного

функционирования

2.14.12 Статистическая обработка результатов

Выводы к главе

ГЛАВА 3. ПОЛУЧЕНИЕ ХИТОЗАНОВЫХ ВОЛОКОН И ИССЛЕДОВАНИЕ ИХ СВОЙСТВ

3.1 Получение хитозановых волокон методом мокрого формования

3.2 Исследование физико-механических свойств хитозановых волокон

Выводы к главе

ГЛАВА 4. ПОЛУЧЕНИЕ КОМПОЗИЦИОННЫХ МАТЕРИАЛОВ ДЛЯ КОСТНОЙ ПЛАСТИКИ И ИССЛЕДОВАНИЕ ИХ СВОЙСТВ

4.1 Получение пленочных матриц композиционных материалов и их механические свойства

4.2 Получение резорбируемого композиционного материала для костной пластики

4.3 Физико-механические свойства резорбируемых волокнистых композиционных материалов

4.4 Исследование резорбции хитозановых волокон in vitro

4.4.1 Изменение прочностных и деформационных характеристик хитозановых волокон в процессе резорбции

4.4.2 Изменение массы хитозановых волокон в процессе резорбции

Выводы к главе

ГЛАВА 5. ПОЛУЧЕНИЕ РЕЗОРБИРУЕМЫХ ИМПЛАНТАТОВ ДЛЯ РЕГЕНЕРАЦИИ ПЕРИФЕРИЧЕСКИХ НЕРВОВ

5.1 Получение резорбируемых трубчатых имплантатов

5.2 Получение трубчатых имплантатов, наполненных хитозановыми волокнами и композиционными волокнами на его основе

5.3 Исследование цитотоксичности биоматериалов in vitro

5.4 Имплантация биоматериалов и проведение исследований in vivo

5.5 Исследование влияния наполнителя в трубчатом имплантате на регенерацию периферических нервных волокон

5.5.1 Оценка степени восстановления проводимости нервов

5.5.2 Оценка восстановления двигательной активности конечностей

5.5.3 Исследование двигательно-координационных нарушений

5.5.4 Оценка восстановления нервно-мышечных функций

5.6 Морфологические исследования

Выводы к главе

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

ВВЕДЕНИЕ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Волокнистые композиционные материалы на основе резорбируемых компонентов для регенеративной медицины»

Актуальность темы исследования

Биоматериалы играют важную роль при лечении различных заболеваний, поддержании функций жизненно важных физиологических процессов, в адресной доставке лекарственных препаратов, в тканевой инженерии, в регенеративной медицине и др. [1]. При этом особое значение уделяется биорезорбируемым материалам, которые могут быть использованы как самостоятельный объект либо совместно с нерезорбируемыми материалами [1-3].

Биорезорбируемые материалы могут быть на основе природных и синтетических полимеров. Их изучают на протяжении многих лет с целью применения в различных областях медицины, в частности, в тканевой инженерии и регенеративной медицине. Эти материалы обладают широким спектром химических, физических и функциональных свойств, позволяющих получать сложные конструкции для решения конкретных биомедицинских задач [4,5].

К природным биополимерам можно отнести коллаген, желатин, фибрин, кератин, хитин, хитозан и др. Их применение в качестве биоматериалов широко распространено благодаря их биосовместимости, низким иммуногенным свойствам и др. [6-9]. Однако, несмотря на все достоинства, их применение ограничено в связи с неудовлетворительными механическими свойствами и сроками резорбции [10].

Указанные недостатки частично могут быть решены применением синтетических полимеров, таких как полигликолевая кислота, полимолочная кислота, поли-е-капролактон, полидиоксанон и др. [11-14]. Многие из них обладают удовлетворительными механическими свойствами и скоростями резорбции, которые можно контролировать путем подбора сополимеров [15]. Однако, несмотря на достоинства, они не обладают биологической активность подобной природным полимерам. Таким образом, получение биоматериалов, обладающих оптимальными прочностными характеристиками совместно с

биологической активностью и оптимальными сроками резорбции, является актуальной задачей.

Поставленную задачу можно решить путем получения резорбируемых композиционных материалов на основе как природных, так и синтетических полимеров. Подобные резорбируемые композиты будут обладать механическими свойствами синтетических полимеров и биологическими свойствами природных. Наиболее интересной областью применения подобных композитов является регенеративная медицина, одними из важных задач которой является восстановления целостности костной ткани и периферических нервных волокон.

Основными полимерами, исследованными в контексте регенеративной медицины, являются синтетические полимеры на основе поли-а-гидроксикислот (полилактид, полигликолид, поликапролактон и их сополимеры [16-23]). Большинство используемых в настоящее время резорбируемых биоматериалов получены именно из этих полимеров благодаря разнообразию свойств, легко контролируемых путем сополимеризации.

Интересным природными полимерами для восстановления целостности костной ткани и периферических нервных волокон являются хитин и хитозан. Большинство встречающихся в природе полисахаридов, таких как пектин, декстрин, целлюлоза и другие имеют кислую природу, в то время как хитин и его деацетилированное производное - хитозан, представляют собой линейные высокоосновные полисахариды [24,25].

Хитин совместно с минеральными веществами, белками образует скелет и внутренние структуры ракообразных и насекомых, а хитозан является самым распространенным его производным [26,27]. Хитозан -природный полимер, обладающий высокой биологической активностью и биосовместимостью с тканями человека, оказывающий антимикробное действие по отношению к грамположительным и грамотрицательным бактериям, грибам, он не загрязняет окружающую среду, поскольку полностью резорбирует под действием ферментов микроорганизмов [28].

Хитозан имеет четыре типа гликозидных связей, и, в зависимости от механизма, преобладает разрыв определенных связей с образованием различных продуктов деструкции, которые оказывают влияние на различные биологические процессы. Так, хитозан играет важную роль при регенерации костной ткани благодаря своим катионным свойствам. Он способен образовывать полиэлектролитные комплексы с анионами на поверхности клеток и ускорять процесс минерализации [29]. Помимо этого, хитозан играет важную роль в образовании остеобластов, которые и формируют костную ткань [24]. Также, применение хитозана для восстановления целостности периферических нервных волокон обусловлено способностью полимера уменьшать образование рубцовой ткани и поддерживать регенерацию аксонов за счет продукта деструкции -хитоолигосахарида, способствующего усилению пролиферации шванновских клеток [30-33]. Однако, несмотря на все достоинства хитозана, его применение в качестве как костных имплантатов, так и кондуитов для регенерации нервов ограничено из-за низкой механической прочности в водной среде, в связи с чем разработка и получение композиционных материалов на основе хитозана и синтетических полимеров с высокими механическими свойствами, контролируемыми сроками резорбции и способностью стимулировать образование костной и нервной ткани являются актуальными.

Степень разработанности темы исследования

Свойства полимеров наиболее полно реализуются в ориентированном состоянии - в одномерном (волокно) или двумерном (пленка). Ориентация макромолекул приводит к существенному повышению прочностных и упругих характеристик материала, делает возможным его использование в качестве армирующих элементов в высокопрочных композиционных материалах. При этом, большинство материалов конструкционного назначения представляют собой композиты, состоящие из волокнистого наполнителя и полимерной матрицы [34,35].

Волокнистые наполнители могут входить в состав композита как в виде непрерывных волокон, так и в виде дисперсных (коротких) волокон, в связи с чем материалы на их основе могут обладать широким спектром физико-механических

и биологических свойств и соответствовать структуре натуральной кости [36]. Например, подобие анизотропной природы кости (продольные механические свойства кости выше, чем в поперечном направлении) может быть достигнуто путем армирования матрицы непрерывными однонаправленными волокнами [3638]. Помимо этого, волокна вводят в состав полимерного композита для повышения механических свойств, увеличения пористости и придания композиту биологической активности [39].

Поврежденные периферические нервы восстанавливают с помощью хирургического вмешательства без применения имплантатов или трансплантатов при травмировании отрезка нерва размером не более 3 см, однако, при повреждении нерва размером более 3 см прямое наложение швов без натяжения, отрицательно влияющего на регенерацию нерва, невозможно. Поэтому в таких случаях применяются трансплантаты различного происхождения, а также имплантаты в виде направляющих трубчатых конструкций [40]. Применение последних при диастазе более 3 см также ограничено. Это обусловлено тем, что нативные шванновские клетки, продвигающиеся до регенерирующих аксонов, не обеспечивают достаточно благоприятную среду для роста аксонов, а дезорганизация аксонов от конуса роста продолжает увеличиваться по мере роста, то есть чем больше дефект, тем больше дезорганизация [41,42]. Поэтому активно ведется поиск модификаторов - наполнителей, направляющих регенерируемые аксоны и ускоряющих процесс регенерации. Наполнители в виде волокон также увеличивают общую площадь поперечного сечения трубчатого имплантата, его пористость, что создает идеальную среду для адгезии и роста клеток [43], усиливают образование миелинизированных аксонов и способствуют восстановлению функции нерва [44-48].

Таким образом, обзор научно-технической литературы показал, что в настоящее время остается нерешенной проблема получения резорбируемых материалов, обладающих сочетанием определенного уровня прочностных и деформационных характеристик с прогнозируемой скоростью резорбции. Такие материалы, обладающие мимикрическими свойствами по отношению к

окружающим нативным тканям, необходимы для их использования в качестве матриц для клеточных технологий, в тканевой инженерии, а также в тканеинженерных конструкциях. Особенно остро эта задача стоит при разработке тканеинженерных конструкций для регенерации костной ткани и периферических нервов.

Цели и задачи

Целью работы являлась разработка и исследование свойств волокнистых материалов на основе резорбируемых полимеров, а также композиционных материалов и конструкций на их основе для регенеративной медицины.

Для достижения цели необходимо решить следующие задачи:

1) Определить оптимальные параметры способа получения волокон на основе хитозана с разной молекулярной массой и степенью деацетилирования.

2) Исследовать влияние степени деацетилирования и молекулярной массы хитозана на скорость резорбции волокон в экспериментах in vitro.

3) Разработать способ получения резорбируемых композиционных материалов для краниопластики на основе полилактида и поли-е-капролактона, содержащих в качестве наполнителя хитозановые волокна.

4) Разработать способ получения резорбируемых трубчатых имплантатов на основе нановолокон из полилактида и композиционных волокон из хитозана, содержащих в качестве наполнителя нанофибриллы хитина, для регенерации периферических нервов.

5) Исследовать влияние конструкции трубчатого имплантата на скорость и степень регенерации седалищного нерва крысы в экспериментах in vivo.

Научная новизна

Впервые проведено комплексное исследование зависимости прочностных и упругих характеристик композиционных волокон на основе хитозана от молекулярной массы, степени деацетилирования и вида сырья (крабового или креветочного). Показано, что волокна на основе хитозана с молекулярной массой от 125 до 577 кДа и степенью деацетилирования около 90%, полученного из креветочного сырья, характеризуются прочностью в диапазоне от 220 до 300 МПа,

модулем упругости от 12 до18 ГПа. Показано, что степень деацетилирования хитозана в пределах от 85 до 95 %, а также вид сырья (крабового или креветочного) незначительно влияют на механические свойства волокон.

Впервые в экспериментах in vitro показано, что с увеличением молекулярной массы и уменьшением степени деацетилирования хитозана, скорость резорбции волокон в фосфатно-буферном растворе и в фосфатно-буферном растворе с лизоцимом увеличивается.

Впервые получены резорбируемые волокнистые композиционные материалы на основе полилактида и волокнистого наполнителя из хитозана с прочностью при изгибе 111 ± 3 МПа и модулем упругости 7,8 ± 0,1 ГПа, что соответствует диапазону аналогичных характеристик кортикальной кости 35-280 МПа и 5-23 ГПа соответственно.

Впервые получены резорбируемые волокнистые композиционные материалы на основе поли-е-капролактона и волокнистого наполнителя из хитозана с прочностью и модулем упругости при изгибе 27 ± 4 МПа и 1,0 ± 0,1 ГПа, близкими к аналогичным характеристикам губчатой кости 1-9 МПа и 0,05 ГПа соответственно.

Разработаны и впервые получены резорбируемые трубчатые имплантаты на основе нановолокон из полилактида и композиционных волокон из хитозана, содержащих от 0,5 до 50,0 мас.% нанофибрилл хитина, для регенерации периферических нервов.

Впервые показано, что резорбируемый трубчатый имплантат на основе нановолокон из полилактида и композиционных волокон из хитозана, содержащих нанофибриллы хитина, делает возможным реконструкцию седалищного нерва крысы с диастазом более 10 мм.

Теоретическая и практическая значимость работы Теоретическая значимость работы заключается в том, что: - на основе исследования реологических свойств растворов хитозана с различной молекулярной массой и степенью деацетилирования разработаны научные основы получения прочных волокон на основе хитозана;

- исследование кинетики резорбции хитозановых волокон с разной молекулярной массой и степенью деацетилирования in vitro в фосфатно-буферном растворе и в фосфатно-буферном растворе с лизоцимом позволило получить волокна и композиционные материалы на их основе с прогнозируемыми сроками резорбции.

Практическая значимость работы:

- получены резорбируемые композиционные материалы на основе полилактида и поли-е-капролактона, содержащие в качестве наполнителя композиционные волокна из хитозана и нанофибрилл хитина, для тканевой инженерии;

- разработан метод получения волокнистых композиционных материалов на основе полиактида или поли-е-капролактона, наполненных волокнами из хитозана для краниопластики;

- получен трубчатый имплантат на основе микро- и нановолокон из полилактида, содержащий композиционные волокна на основе хитозана и нанофибрилл хитина, для регенерации периферических нервов, позволяющий восстанавливать дефект седалищного нерва крысы с диастазом более 10 мм.

Методология и методы исследования

Основой методологии диссертационной работы является системный подход к получению и исследованию свойств волокнистых композиционных материалов на основе резорбируемых полимеров. Для получения волокон на основе хитозана был использован метод формования из раствора. Микро- и нановолокна из полилактида и поли-е-капролактона получали методом электроформования. Композиционные материалы получали методами каландрирования и прессования. Указанные методы получения материалов для тканевой инженерии и изделий медицинского назначения, как следует из проведенного обзора литературы по теме диссертации, широко используются в современном материаловедении.

Исследование реологических свойств растворов хитозана и их смесей с нано-фибриллами хитина проводили на реометре PhysicaMCR-301 Anton Paar, Австрия.

Для оценки термических свойств материалов были использованы методы термогравиметрического анализа и дифференциальной сканирующей калориметрии. Измерения проводились на установках Netzsch TG 209 F1 и Netzsch DSC 204 FIPhoenix, Германия.

Исследование структуры волокон и композиционных материалов проводили методом сканирующей электронной микроскопии на электронном сканирующем микроскопе фирмы Carl Zeiss Supra-55, Германия.

Механические свойства хитозановых волокон и композиционных материалов на их основе определяли с помощью установки Instron 5943, Великобритания.

Исследование цитотоксичности материалов проводили методом культивирования фибробластов и стволовых мезенхимных клеток человека in vitro с использованием СО2-инкубатора.

Оценка эффективности использования резорбируемых трубчатых импланта-тов для регенерации периферических нервов проводилась методами электронейро-миографии, определения функционального индекса седалищного нерва, определения двигательно-координационных нарушений («Ротарод» Orchid Scientifics, Индия) и измерения силы захвата объекта конечностями (Orchid Scientifics, Индия).

Положения, выносимые на защиту:

1. Механические свойства волокон на основе хитозана увеличиваются с увеличением молекулярной массы хитозана и содержания в волокне нанофибрилл хитина с максимальными значениями при содержании нанофибрилл хитина в волокне 10 мас.%.

2. Скорость резорбции волокон на основе хитозана в фосфатно-буферном растворе, а также в фосфатно-буферном растворе с лизоцимом, увеличивается по мере уменьшения степени деацетилирования хитозана и увеличения его молекулярной массы.

3. Получение резорбируемого волокнистого композита путем армирования матриц на основе полилактида и поли-е-капролактона хитозановыми волокнами на 55 % позволяет получить имплантат с прочностными и упругими характеристиками, близкими к аналогичным характеристикам нативной костной ткани.

4. Наличие в биорезорбируемом имплантате ориентированных вдоль оси трубки композиционных хитозановых моноволокон с нанофибриллами хитина в количестве, обеспечивающем наличие 50 % свободного объема во внутреннем канале трубки, делает возможным направленный рост аксонов периферических нервов, приводит к увеличению скорости регенерации нервов и повышению степени восстановления двигательной активности поврежденного органа.

Личный вклад автора

Лично автором были выполнены анализ и обобщение имеющихся литературных данных по теме диссертационного исследования, поставлены цели и задачи работы, после чего определены оптимальные параметры получения хитозановых волокон с разной молекулярной массой и степенью деацетилирования, исследовано влияние последних на скорость резорбции хитозановых волокон, получены хито-зановые волокна, получены волокнистые композиционные материалы для костной пластики и трубчатые имплантаты для регенерации периферических нервов, а также исследованы их структурные и прочностные характеристики. Помимо этого, автором было проведено имплантирование трубчатых имплантатов в седалищный нерв мелких лабораторных животных, проведен забор образцов для гистологических исследований и проведено исследование влияния различных наполнителей на степень и скорость регенерации периферических нервов путем оценки степени восстановления проводимости нервов, двигательной активности, нервно-мышечных функций, а также путем исследования двигательно-координационных нарушений. Обработка результатов исследований и их подготовка к публикациям проводилась непосредственно автором.

Достоверность результатов

Достоверность полученных результатов подтверждается их согласованностью с имеющимися на данный момент литературными источниками, использованием комплекса современных взаимодополняющих физико-химических методов исследования, анализом полученных результатов.

Апробация результатов научного исследования

Основные результаты диссертационной работы были представлены на XVIII международной научно-практической конференции «Новые полимерные композиционные материалы. Микитаевские чтения» (г. Нальчик, 2022 г.), 16-ой Санкт-Петербургской конференции молодых ученых с международным участием «Современные проблемы науки о полимерах» (г. Санкт-Петербург, 2022 г.), второй всероссийской научной очно-заочной конференции для студентов, аспирантов и молодых ученых «LifeSciencePolytech» (г. Санкт-Петербург, 2022 г.), XIX международной научно-практической конференции «Новые полимерные композиционные материалы. Микитаевские чтения» (г. Нальчик, 2023 г.).

По материалам диссертации опубликовано 5 статей, из них 4 в журналах из перечня ВАК и в рецензируемых журналах, входящих в базу данных Web of Science и SCOPUS, 5 тезисов докладов, получен 1 патент РФ.

Структура и объем диссертации

Диссертационная работа изложена на 154 страницах и содержит 41 рисунок, 11 таблиц и 329 источников литературы. Структура работы включает введение, литературный обзор, материалы и методы исследования, три главы результатов исследований и их обсуждения, заключение, список сокращений и список литературы.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Биоматериалы - важный вид материалов для регенеративной медицины

Биоматериалы играют важную роль при лечении и диагностике заболеваний, поддержании функций жизненно важных физиологических процессов, в адресной доставке лекарственных препаратов, в качестве косметических средств, в тканевой инженерии, в регенеративной медицине и др. [1]. Формы их применения разнообразны: от покрытий на фармацевтических препаратах и экстракорпоральных устройствах, таких как контактные линзы или диализаторы почек, до имплантатов различных форм и размеров, находящихся в организме временно или постоянно. Их химический состав и физико-биологические свойства из года в год совершенствуются по мере развития технологий, повышения уровня и продолжительности жизни и медицины с одновременным увеличением требований, которым они должны удовлетворять [3].

При выборе материалов и технологии получения из них биоматериалов следует учитывать следующие параметры [49-56]:

- биорезорбция: подобные материалы устраняют необходимость повторного хирургического вмешательства и уменьшают образование фиброзной рубцовой ткани;

- биосовместимость: биоматериал не должен оказывать токсического, аллергического, а также тератогенного (нарушение эмбрионального развития под воздействием тератогенных факторов - некоторых физических, химических и биологических агентов с возникновением морфологических аномалий и пороков развития) действия на организм человека, и нарушать развитие соединительной ткани;

- проницаемость: материал должен быть проницаем для питательных веществ, способствующих поддержке жизнеспособности клеток и образованию фибрина на начальных этапах регенерации;

- удовлетворительные механические свойства: механические свойства должны быть соизмеримы с теми же свойствами нативной ткани во избежание явления «stress shielding» и сохраняться до полной регенерации нативной ткани;

- оптимальная скорость резорбции: высокая скорость резорбции является причиной образования избыточных побочных продуктов в области имплантации. В то же время, слишком низкая скорость резорбции может вызвать острую иммунную реакцию. Таким образом, скорость резорбции имплантата должна соответствовать скорости регенерации тканей, а именно имплантат должен оставаться целым с минимальной степенью набухания до полной регенерации с последующей быстрой резорбцией;

- возможность стерилизовать доступными способами с сохранением свойств материала;

- простота в использовании: материал должен быть легким в использовании и наложении швов;

- гидрофильность: определяет адгезию клеток.

Требования могут быть дополнены или исключены в зависимости от области применения, химического и физического строения и др. имплантатов. Таким образом, к биоматериалам можно отнести такие материалы, которые способны взаимодействовать с биологическими системами без отрицательного на них влияния и способствовать процессам восстановления и регенерации поврежденных органов и тканей.

В настоящее время большое внимание уделяется биорезорбируемым материалам, которые используются и как самостоятельный объект, и совместно с нерезорбируемыми материалами для облегчения массы имплантатов с течением времени [1-3]. Биорезорбируемые материалы на основе природных и синтетических полимеров исследуют на протяжении многих лет на предмет их применения в качестве биоматериалов в различных областях медицины, в частности в тканевой инженерии и регенеративной медицине. Этому способствует широкий спектр химических, физических и функциональных свойств полимеров,

позволяющих разрабатывать и получать сложные конструкции для удовлетворения конкретных биомедицинских потребностей [4,5].

По происхождение биорезорбируемые полимеры могут быть природными и синтетическими. К природным биополимерам можно отнести коллаген, желатин, хитин, хитозан, фибрин, кератин, ламинин и др. Их применение в качестве биоматериалов широко распространено благодаря их биосовместимости и низким иммуногенным свойствам [6-9]. На рисунке 1.1 показаны химические структуры некоторых природных полимеров, используемых в биомедицине.

(а)

СН2ОН

.с—о.

СН2ОН

,с-

уI NN чЛ Кг_й \4r_vi

с^—с

I I н ны сн

У

I I н

о

(Г)

сн,он )-О.

(б)

г \

—о\он

сн,он

о. он

(Д)

Н"уСН,

о

1-С-С-N-С-С-N-С-С- 1.1 1 -N-С-С-N-С-С-N- 1 / \ с-соо

сн,соо снгсн,сомн, сн, С^вННаС^ / 1 сн 1

сн, Н,

1 /=с,н

сн 1

сн^н,'

н

(е)

н

сн

1*1 СН

N Н

Я2 СН

ОН

N N С N N

Н О Н О н Н О Н

Рисунок 1.1 - Химическая структура некоторых природных биополимеров: (а) хитин; (б) альгинат натрия; (в) целлюлоза; (г) гиалуроновая кислота; (д)

желатин; (е) коллаген

Однако, несмотря на все достоинства, их применение ограничено в связи с неудовлетворительными механическими свойствами и ограниченными сроками резорбции [10].

Указанные недостатки частично решаются путем применения синтетических полимеров. Широко изученными синтетическими полимерами являются полигликолевая кислота (ПГА), полимолочная кислота (ПЛА), поли-е-капролактон

(ПКЛ), полидиоксанон и др. [11-14]. Многие их них обладают лучшими механическими свойствами по сравнению с природными полимерами [15], а скорость их резорбции можно регулировать путем подбора сополимеров, что делает их перспективными биополимерами для тканевой инженерии и регенеративной медицины. Химическая структура некоторых биоразлагаемых синтетических полимеров, показана на рисунке 1.2.

Рисунок 1.2 - Химическая структура некоторых синтетических биополимеров: (а) поливиниловый спирт; (б) полимолочная кислота; (в) сополимер молочной и гликолевой кислот

Природные и синтетические полимеры могут применяться как самостоятельно, так и совместно в виде композитов для улучшения механических свойств природных полимеров с сохранением их уникальных биологических свойств. Наиболее интересными областями применения подобных композитов являются тканевая инженерия и регенеративная медицина. Тканевая инженерия фокусируется на репарации и восстановлении функции поврежденной ткани. Восстановлению тканей можно способствовать с помощью различных материалов, в том числе природных и синтетических полимеров, а также композитов на их основе [57,58]. При этом, подобные полимерные материалы или композиты являются основой, способной имитировать среду нативной ткани и способствовать прикреплению и пролиферации клеток [59]. Регенеративная же медицина является отраслью науки,

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Тагандурдыева Нурджемал Акмурадовна, 2024 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Ansari S.A., Husain Q. Potential applications of enzymes immobilized on/in nano materials: A review // Biotechnol Adv. Biotechnol Adv. - 2012. - Vol. 30. - № 3.

- P. 512-523.

2. Cardoso M. V et al. Current aspects on bonding effectiveness and stability in adhesive dentistry // Aust Dent J. - 2011. - Vol. 56. - № 1. - P. 31-44.

3. Khan O.F., Sefton M. V. Endothelialized biomaterials for tissue engineering applications in vivo // Trends Biotechnol. Trends Biotechnol. - 2011. - Vol. 29. - № 8.

- P. 379-387.

4. Chahal S., Kumar A., Hussian F.S.J. Development of biomimetic electrospun polymeric biomaterials for bone tissue engineering. A review // J Biomater Sci Polym Ed. - 2019. - Vol. 30. - № 14. - P. 1308-1355.

5. Mir M. et al. Synthetic polymeric biomaterials for wound healing: a review // Prog Biomater. - 2018. - Vol. 7. - P. 1-21.

6. Sahab Negah S. et al. Laminin-derived Ile-Lys-Val-ala-Val: a promising bioactive peptide in neural tissue engineering in traumatic brain injury // Cell and Tissue Research 2017 371:2. Springer. - 2017. - Vol. 371. - № 2. - P. 223-236.

7. Giannelli M. et al. Magnetic keratin/hydrotalcites sponges as potential scaffolds for tissue regeneration // Appl Clay Sci. Elsevier. - 2021. - Vol. 207. - P. 10601090.

8. Pezzoli D. et al. Fibronectin promotes elastin deposition, elasticity and mechanical strength in cellularised collagen-based scaffolds // Biomaterials. Elsevier. -2018. - Vol. 180. - P. 130-142.

9. Hasanzadeh E. et al. Preparation of fibrin gel scaffolds containing MWCNT/PU nanofibers for neural tissue engineering // J Biomed Mater Res A. J Biomed Mater Res A. - 2019. - Vol. 107. - № 4. - P. 802-814.

10. Austin M.J., Rosales A.M. Tunable biomaterials from synthetic, sequence-controlled polymers // Biomater Sci. The Royal Society of Chemistry. - 2019. - Vol. 7.

- № 2. - P. 490-505.

11. Khosravi A. et al. Immobilization of silk fibroin on the surface of PCL nanofibrous scaffolds for tissue engineering applications // J Appl Polym Sci. John Wiley & Sons, Ltd. - 2018. - Vol. 135. - № 37. - P. 46684.

12. Grémare A. et al. Characterization of printed PLA scaffolds for bone tissue engineering // J Biomed Mater Res A. J Biomed Mater Res A. - 2018. - Vol. 106. - № 4. - P. 887-894.

13. Mironov A. V. et al. 3D printing of PLGA scaffolds for tissue engineering // J Biomed Mater Res A. John Wiley & Sons, Ltd. - 2017. - Vol. 105. - № 1. - P. 104109.

14. Kanimozhi K., Khaleel Basha S., Sugantha Kumari V. Processing and characterization of chitosan/PVA and methylcellulose porous scaffolds for tissue engineering // Materials Science and Engineering: C. Elsevier. - 2016. - Vol. 61. - P. 484-491.

15. Mi H.Y., Jing X., Turng L.S. Fabrication of porous synthetic polymer scaffolds for tissue engineering // SAGE PublicationsSage UK: London, England. - 2014.

- Vol. 51. - № 2. - P. 165-196.

16. Evans G.R.D. et al. Bioactive poly(l-lactic acid) conduits seeded with Schwann cells for peripheral nerve regeneration // Biomaterials. - 2002. - Vol. 23. - № 3. - P. 841-848.

17. Yang F. et al. Electrospinning of nano/micro scale poly(L-lactic acid) aligned fibers and their potential in neural tissue engineering. // Biomaterials. - 2005. -Vol. 26. - № 15. - P. 2603-2610.

18. Chen V.J., Ma P.X. Nano-fibrous poly(L-lactic acid) scaffolds with interconnected spherical macropores. // Biomaterials. - 2004. - Vol. 25. - № 11. - P. 2065-2073.

19. Ngo T.-T.B. et al. Poly(L-Lactide) microfilaments enhance peripheral nerve regeneration across extended nerve lesions. // J Neurosci Res. - 2003. - Vol. 72. - № 2.

- P. 227-238.

20. Evans G.R.D. et al. In vivo evaluation of poly(l-lactic acid) porous conduits for peripheral nerve regeneration // Biomaterials. - 1999. - Vol. 20. - № 12. - P. 1109— 1115.

21. Lu M.-C. et al. Evaluation of a multi-layer microbraided polylactic acid fiber-reinforced conduit for peripheral nerve regeneration. // J Mater Sci Mater Med. -2009. - Vol. 20. - № 5. - P. 1175-1180.

22. Goulart C.O. et al. Evaluation of biodegradable polymer conduits - poly(l-lactic acid) - for guiding sciatic nerve regeneration in mice // Methods. - 2016. - Vol. 99.

- P. 28-36.

23. Matsumine H. et al. A polylactic acid non-woven nerve conduit for facial nerve regeneration in rats. // J Tissue Eng Regen Med. - 2014. - Vol. 8. - № 6. - P. 454462.

24. Shukla S.K. et al. Chitosan-based nanomaterials: A state-of-the-art review // Int J Biol Macromol. - 2013. - Vol. 59. - P. 46-58.

25. Aranaz I. et al. Chitosan: An Overview of Its Properties and Applications // Polymers (Basel). - 2021. - Vol. 13. - № 19. - P. 32-56.

26. Dash M. et al. Chitosan—A versatile semi-synthetic polymer in biomedical applications // Prog Polym Sci. - 2011. - Vol. 36. - № 8. - P. 981-1014.

27. Chatelet C. Influence of the degree of acetylation on some biological properties of chitosan films // Biomaterials. - 2001. - Vol. 22. - № 3. - P. 261-268.

28. Ueno H., Mori T., Fujinaga T. Topical formulations and wound healing applications of chitosan // Adv Drug Deliv Rev. - 2001. - Vol. 52. - № 2. - P. 105-115.

29. Fasolino I. et al. Osteoinductive and anti-inflammatory properties of chitosan-based scaffolds for bone regeneration // Mater Sci Engin C. - 2019. - Vol. 105.

- P. 110046.

30. Zhao Y. et al. Chitosan degradation products facilitate peripheral nerve regeneration by improving macrophage-constructed microenvironments // Biomaterials.

- 2017. - Vol. 134. - P. 64-77.

31. Wang Y. et al. Chitosan Degradation Products Promote Nerve Regeneration by Stimulating Schwann Cell Proliferation via miR-27a/FOXO1 Axis // Mol Neurobiol. - 2016. - Vol. 53. - № 1. - P. 28-39.

32. Boecker A. et al. Relevance and Recent Developments of Chitosan in Peripheral Nerve Surgery // Front Cell Neurosci. - 2019. - Vol. 13 - P. 1-15.

33. Huang H.-C. et al. Chitooligosaccharides Attenuate Cu2+-Induced Cellular Oxidative Damage and Cell Apoptosis Involving Nrf2 Activation // Neurotox Res. -2015. - Vol. 27. - № 4. - P. 411-420.

34. Bhat G. Structure and Properties of High-Performance Fibers // Structure and Properties of High-Performance Fibers. Woodhead Publishing in association with The Textile Institute, Elsevier Ltd. - 2017. - P. 367-408.

35. Армирующие химические волокна для композиционных материалов / Г. И. Кудрявцев, В. Я. Варшавский, А. М. Щетинин, М. Е. Казаков; под ред. Г. И. Кудрявцева. - Москва : Химия, 1992. - 328 с. - ISBN 5-7245-0451-0.

36. Kharazi A.Z., Fathi M.H., Bahmany F. Design of a textile composite bone plate using 3D-finite element method // Mater Des. - 2010. - Vol. 31. - № 3. - P. 14681474.

37. Ehrenfried L.M., Patel M.H., Cameron R.E. The effect of tri-calcium phosphate (TCP) addition on the degradation of polylactide-co-glycolide (PLGA) // J Mater Sci Mater Med. - 2008. - Vol. 19. - № 1. - P. 459-466.

38. Zhou H., Touny A.H., Bhaduri S.B. Fabrication of novel PLA/CDHA bionanocomposite fibers for tissue engineering applications via electrospinning // J Mater Sci Mater Med. - 2011. - Vol. 22. - № 5. - P. 1183-1193.

39. Wang J. et al. Preparation and Biological Activity of Chitosan Fibers Reinforced PLLA/HA-CaSiO Composites // Adv Mat Res. - 2009. - Vol. 79-82. - P. 2055-2058.

40. Meek M.F., Coert J.H. US Food and Drug Administration/Conformit Europe-approved absorbable nerve conduits for clinical repair of peripheral and cranial nerves. // Ann Plast Surg. - 2008. - Vol. 60. - № 1. - P. 110-116.

41. Menorca R.M.G., Fussell T.S., Elfar J.C. Nerve physiology: mechanisms of injury and recovery. // Hand Clin. - 2013. - Vol. 29. - № 3. - P. 317-330.

42. Ertürk A. et al. Disorganized microtubules underlie the formation of retraction bulbs and the failure of axonal regeneration. // J Neurosci. - 2007. - Vol. 27. -№ 34. - P. 9169-9180.

43. Jiang X. et al. Current applications and future perspectives of artificial nerve conduits // Exp Neurol. - 2010. - Vol. 223. - № 1. - P. 86-101.

44. Cai J. et al. Permeable guidance channels containing microfilament scaffolds enhance axon growth and maturation. // J Biomed Mater Res A. - 2005. - Vol. 75. - № 2. - P. 374-386.

45. Newman K.D. et al. Bioactive hydrogel-filament scaffolds for nerve repair and regeneration. // Int J Artif Organs. - 2006. - Vol. 29. - № 11. - P. 1082-1091.

46. Chew S.Y. et al. Aligned Protein-Polymer Composite Fibers Enhance Nerve Regeneration: A Potential Tissue-Engineering Platform. // Adv Funct Mater. - 2007. -Vol. 17. - № 8. - P. 1288-1296.

47. Wang X. et al. Dog sciatic nerve regeneration across a 30-mm defect bridged by a chitosan/PGA artificial nerve graft. // Brain. - 2005. - Vol. 128. - № 8. - P. 18971910.

48. Gamez E. et al. Photofabricated gelatin-based nerve conduits: nerve tissue regeneration potentials. // Cell Transplant. - 2004. - Vol. 13. - № 5. - P. 549-564.

49. Babu P. et al. Entubulation techniques in peripheral nerve repair // The Indian Journal of Neurotrauma. - 2008. - Vol. 5. - № 1. - P. 15-20.

50. de Ruiter G.C.W. et al. Designing ideal conduits for peripheral nerve repair // Neurosurg Focus. - 2009. - Vol. 26. - № 2. - P. E5.

51. Midha R. Emerging techniques for nerve repair: nerve transfers and nerve guidance tubes. // Clin Neurosurg. - 2006. - Vol. 53. - P. 185-190.

52. Pfister L.A. et al. Nerve conduits and growth factor delivery in peripheral nerve repair. // J Peripher Nerv Syst. - 2007. - Vol. 12. - № 2. - P. 65-82.

53. Rosson G.D., Williams E.H., Dellon A.L. Motor nerve regeneration across a conduit. // Microsurgery. - 2009. - Vol. 29. - № 2. - P. 107-114.

54. Singh S., Wu B.M., Dunn J.C.Y. The enhancement of VEGF-mediated angiogenesis by polycaprolactone scaffolds with surface cross-linked heparin // Biomaterials. - 2011. - Vol. 32. - № 8. - P. 2059-2069.

55. Garcia J.L. et al. Cell proliferation of HaCaT keratinocytes on collagen films modified by argon plasma treatment. // Molecules. - 2010. - Vol. 15. - № 4. - P. 28452856.

56. Belkas J.S., Shoichet M.S., Midha R. Peripheral nerve regeneration through guidance tubes. // Neurol Res. - 2004. - Vol. 26. - № 2. - P. 151-160.

57. Gritsch L. et al. Chitosan/hydroxyapatite composite bone tissue engineering scaffolds with dual and decoupled therapeutic ion delivery: copper and strontium // J. Mater. Chem. B. - 2019. - Vol. 7. - P. 6109-6124.

58. Li Y. et al. Decellularized cartilage matrix scaffolds with laser-machined micropores for cartilage regeneration and articular cartilage repair // Materials Science and Engineering: C. Elsevier. - 2019. - Vol. 105. - P. 110139.

59. Lee B.H. et al. Colloidal templating of highly ordered gelatin methacryloyl-based hydrogel platforms for three-dimensional tissue analogues // NPG Asia Materials 2017 9:7. Nature Publishing Group. - 2017. - Vol. 9. - № 7. - P. e412-e412.

60. Mackinnon S.E., Dellon A.L. Clinical nerve reconstruction with a bioabsorbable polyglycolic acid tube. // Plast Reconstr Surg. - 1990. - Vol. 85. - № 3. -P. 419-424.

61. Weber R.A. et al. A randomized prospective study of polyglycolic acid conduits for digital nerve reconstruction in humans. // Plast Reconstr Surg. - 2000. - Vol. 106. - № 5. - P. 1036-1045.

62. Hu W. et al. Polyglycolic acid filaments guide Schwann cell migration in vitro and in vivo. // Biotechnol Lett. - 2008. - Vol. 30. - № 11. - P. 1937-1942.

63. Keeley R. et al. The Artificial Nerve Graft: A Comparison of Blended Elastomer-Hydrogel with Polyglycolic Acid Conduits // J Reconstr Microsurg. - 1991. -Vol. 7. - № 02. - P. 93-100.

64. Merrell J.C., Russell R.C., Zook E.G. Polyglycolic acid tubing as a conduit for nerve regeneration. // Ann Plast Surg. - 1986. - Vol. 17. - № 1. - P. 49-58.

65. Donoghue P.S. et al. The development of a e-polycaprolactone scaffold for central nervous system repair. // Tissue Eng Part A. - 2013. - Vol. 19. - № 3-4. - P. 497507.

66. Bender M.D. et al. Multi-channeled biodegradable polymer/CultiSpher composite nerve guides. // Biomaterials. - 2004. - Vol. 25. - № 7-8. - P. 1269-1278.

67. Zong X. et al. Control of structure, morphology and property in electrospun poly(glycolide-co-lactide) non-woven membranes via post-draw treatments // Polymer (Guildf). - 2003. - Vol. 44. - № 17. - P. 4959-4967.

68. Lee J.Y. et al. Polypyrrole-coated electrospun PLGA nanofibers for neural tissue applications. // Biomaterials. - 2009. - Vol. 30. - № 26. - P. 4325-4335.

69. Sulong A. et al. Collagen-Coated Polylactic-Glycolic Acid (PLGA) Seeded with Neural-Differentiated Human Mesenchymal Stem Cells as a Potential Nerve Conduit // Advances in Clinical and Experimental Medicine. - 2014. - Vol. 23. - № 3. -P. 353-362.

70. Zhu M.-Q. et al. Synthesis and characterization of biodegradable amphiphilic triblock copolymers methoxy-poly(ethyleneglycol)-b-poly(L-lysine)-b-poly(L-lactic acid) // Journal of Polymer Research. - 2012. - Vol. 19. - № 2. - P. 9808.

71. Bini T.B. et al. Electrospun poly(L-lactide- co -glycolide) biodegradable polymer nanofibre tubes for peripheral nerve regeneration // Nanotechnology. - 2004. -Vol. 15. - № 11. - P. 1459-1464.

72. Bryan D.J. et al. Enhanced peripheral nerve regeneration through a poled bioresorbable poly(lactic-co-glycolic acid) guidance channel. // J Neural Eng. - 2004. -Vol. 1, - № 2. - P. 91-98.

73. Gärtner A. et al. Use of poly(DL-lactide-e-caprolactone) membranes and mesenchymal stem cells from the Wharton's jelly of the umbilical cord for promoting nerve regeneration in axonotmesis: In vitro and in vivo analysis // Differentiation. - 2012. - Vol. 84. - № 5. - P. 355-365.

74. Chiriac S. et al. Experience of using the bioresorbable copolyester poly(DL-lactide-e-caprolactone) nerve conduit guide Neurolac™ for nerve repair in peripheral

nerve defects: report on a series of 28 lesions. // J Hand Surg Eur Vol. - 2012. - Vol. 37.

- № 4. - P. 342-349.

75. Meek M.F. et al. In vitro degradation and biocompatibility of poly(DL-lactide-epsilon-caprolactone) nerve guides. // J Biomed Mater Res A. - 2004. - Vol. 68.

- № 1. - P. 43-51.

76. Jansen K. et al. Long-term regeneration of the rat sciatic nerve through a biodegradable poly(DL-lactide-epsilon-caprolactone) nerve guide: tissue reactions with focus on collagen III/IV reformation. // J Biomed Mater Res A. - 2004. - Vol. 69. - № 2. - P. 334-341.

77. Sodergard A., Stolt M. Properties of lactic acid based polymers and their correlation with composition // Prog Polym Sci. - 2002. - Vol. 27. - № 6. - P. 11231163.

78. Middleton J.C., Tipton A.J. Synthetic biodegradable polymers as orthopedic devices // Biomaterials. - 2000. - Vol. 21. - № 23. - P. 2335-2346.

79. Yang Y.-C. et al. Sciatic nerve repair by reinforced nerve conduits made of gelatin-tricalcium phosphate composites. // J Biomed Mater Res A. - 2011. - Vol. 96. -№ 2. - P. 288-300.

80. Chen P.-R. et al. Release characteristics and bioactivity of gelatin-tricalcium phosphate membranes covalently immobilized with nerve growth factors // Biomaterials.

- 2005. - Vol. 26. - № 33. - P. 6579-6587.

81. Mligiliche N.L., Tabata Y., Ide C. Nerve regeneration through biodegradable gelatin conduits in mice. // East Afr Med J. - 1999. - Vol. 76. - № 7. P. - 400-406.

82. Gamez E. et al. Photoconstructs of Nerve Guidance Prosthesis Using Photoreactive Gelatin as a Scaffold // Cell Transplant. - 2003. - Vol. 12. - № 5. - P. 481490.

83. Zhu W., Harris B.T., Zhang L.G. Gelatin methacrylamide hydrogel with graphene nanoplatelets for neural cell-laden 3D bioprinting // Annu Int Conf IEEE Eng Med Biol Soc. Annu Int Conf IEEE Eng Med Biol Soc. - 2016. - Vol. 2016. - P. 41854188.

84. Liu B.-S. Fabrication and evaluation of a biodegradable proanthocyanidin-crosslinked gelatin conduit in peripheral nerve repair // J Biomed Mater Res A. - 2008. -Vol. 87A. - № 4. - P. 1092-1102.

85. Liu B.-S. et al. A Novel Use of Genipin-Fixed Gelatin as Extracellular Matrix for Peripheral Nerve Regeneration // J Biomater Appl. - 2004. - Vol. 19. - № 1.

- P. 21-34.

86. Ko C.-H. et al. Biodegradable Bisvinyl Sulfonemethyl-crosslinked Gelatin Conduit Promotes Regeneration after Peripheral Nerve Injury in Adult Rats. // Sci Rep. -2017. - Vol. 7. - № 1. - P. 17489.

87. Lien S.-M., Ko L.-Y., Huang T.-J. Effect of pore size on ECM secretion and cell growth in gelatin scaffold for articular cartilage tissue engineering // Acta Biomater.

- 2009. - Vol. 5. - № 2. - P. 670-679.

88. Huang C. et al. Electrospun collagen-chitosan-TPU nanofibrous scaffolds for tissue engineered tubular grafts // Colloids Surf B Biointerfaces. - 2011. - Vol. 82. -№ 2. - P. 307-315.

89. Archibald S.J. et al. A collagen-based nerve guide conduit for peripheral nerve repair: an electrophysiological study of nerve regeneration in rodents and nonhuman primates. // J Comp Neurol. - 1991. - Vol. 306. - № 4. - P. 685-696.

90. Ceballos D. et al. Magnetically aligned collagen gel filling a collagen nerve guide improves peripheral nerve regeneration. // Exp Neurol. - 1999. - Vol. 158. - № 2.

- P. 290-300.

91. Li S.T. et al. Peripheral nerve repair with collagen conduits. // Clin Mater. -1992. - Vol. 9. - № 3-4. - P. 195-200.

92. Cao J. et al. Induction of rat facial nerve regeneration by functional collagen scaffolds. // Biomaterials. - 2013. - Vol. 34. - № 4. - P. 1302-1310.

93. Stang F. et al. Structural parameters of collagen nerve grafts influence peripheral nerve regeneration // Biomaterials. - 2005. - Vol. 26. - № 16. - P. 3083-3091.

94. Saeki M. et al. Efficacy and safety of novel collagen conduits filled with collagen filaments to treat patients with peripheral nerve injury: A multicenter, controlled, open-label clinical trial. // Injury. - 2018. - Vol. 49. - № 4. - P. 766-774.

95. Ashley W.W., Weatherly T., Park T.S. Collagen nerve guides for surgical repair of brachial plexus birth injury. // J Neurosurg. - 2006. - Vol. 105. - № 6. - P. 452456.

96. di Summa P.G. et al. Collagen (NeuraGen®) nerve conduits and stem cells for peripheral nerve gap repair // Neurosci Lett. - 2014. - Vol. 572. - P. 26-31.

97. Archibald S.J. et al. Monkey median nerve repaired by nerve graft or collagen nerve guide tube. // J Neurosci. - 1995. - Vol. 15. - № 5. - P. 4109-4123.

98. Eppley B.L., Delfino J.J. Collagen tube repair of the mandibular nerve: A preliminary investigation in the rat // Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. - 1988. - Vol. 46. - № 1. - P. 41-47.

99. Whitlock E.L. et al. Processed allografts and type I collagen conduits for repair of peripheral nerve gaps. // Muscle Nerve. - 2009. - Vol. 39. - № 6. - P. 787-799.

100. Whitlock E.L. et al. Processed allografts and type I collagen conduits for repair of peripheral nerve gaps // Muscle Nerve. - 2009. - Vol. 39. - № 6. - P. 787-799.

101. Sun S., Titushkin I., Cho M. Regulation of mesenchymal stem cell adhesion and orientation in 3D collagen scaffold by electrical stimulus. // Bioelectrochemistry. -2006. - Vol. 69. - № 2. - P. 133-141.

102. Vasconcelos B.C., Gay-Escoda C. Facial nerve repair with expanded polytetrafluoroethylene and collagen conduits: an experimental study in the rabbit. // J Oral Maxillofac Surg. - 2000. - Vol. 58. - № 11. - P. 1257-1262.

103. Saltzman E.B. et al. A Comparison Between Two Collagen Nerve Conduits and Nerve Autograft: A Rat Model of Motor Nerve Regeneration // J Hand Surg Am. -2019. - Vol. 44. - № 8. - P. 700.e1-700.e9.

104. Sirivisoot S., Pareta R., Harrison B.S. Protocol and cell responses in three-dimensional conductive collagen gel scaffolds with conductive polymer nanofibres for tissue regeneration // Interface Focus. - 2014. - Vol. 4. - № 1. - P. 20130050.

105. Bozkurt A. et al. In vitro assessment of axonal growth using dorsal root ganglia explants in a novel three-dimensional collagen matrix. // Tissue Eng. - 2007. -Vol. 13. - № 12. - P. 2971-2979.

106. Maevskaia E.N. et al. Hemocompatible Chitin-Chitosan Composite Fibers // Cosmetics. - 2020. - Vol. 7. - № 2. - P. 28-36.

107. Narayanan K.B., Zo S.M., Han S.S. Novel biomimetic chitin-glucan polysaccharide nano/microfibrous fungal-scaffolds for tissue engineering applications // Int J Biol Macromol. Elsevier. - 2020. - Vol. 149. - P. 724-731.

108. Martinez J.P., Falomir M.P., Gozalbo D. Chitin: A Structural Biopolysaccharide with Multiple Applications // eLS. Wiley. - 2014. - P. 1-10.

109. Cho Y.W. et al. Preparation and Solubility in Acid and Water of Partially Deacetylated Chitins // Biomacromolecules. American Chemical Society. - 2000. - Vol. 1. - № 4. - P. 609-614.

110. Dobrovol'skaya I.P. et al. Supramolecular structure of chitin nanofibrils // Polymer Science Series A. - 2015. - Vol. 57. - № 1. - P. 52-57.

111. Aranaz I. et al. Functional Characterization of Chitin and Chitosan // Curr Chem Biol. Bentham Science Publishers Ltd. - 2012. - Vol. 3. - № 2. - P. 203-230.

112. Ravi Kumar M.N.V. A review of chitin and chitosan applications // React Funct Polym. Elsevier. - 2000. - Vol. 46. - № 1. - P. 1-27.

113. Yudin V.E. et al. Wet spinning of fibers made of chitosan and chitin nanofibrils // Carbohydr Polym. - 2014. - Vol. 108. - P. 176-182.

114. Dresvyanina E.N. et al. Influence of surface morphology of chitosan films modified by chitin nanofibrils on their biological properties. // Carbohydr Polym. - 2021. - Vol. 262. - P. 117917.

115. Simon J.A., Ricci J.L., Di Cesare P.E. Bioresorbable fracture fixation in orthopedics: a comprehensive review. Part II. Clinical studies. // Am J Orthop (Belle Mead NJ). - 1997. - Vol. 26. - № 11. - P. 754-762.

116. Waris E. et al. Bioabsorbable fixation devices in trauma and bone surgery: current clinical standing // Expert Rev Med Devices. - 2004. - Vol. 1. - № 2. - P. 229240.

117. Jérôme C., Lecomte P. Recent advances in the synthesis of aliphatic polyesters by ring-opening polymerization. // Adv Drug Deliv Rev. - 2008. - Vol. 60. -№ 9. - P. 1056-1076.

118. Gogolewski S. Bioresorbable polymers in trauma and bone surgery // Injury.

- 2000. - Vol. 31. - P. D28-D32.

119. Daniels A.U., Chang M.K., Andriano K.P. Mechanical properties of biodegradable polymers and composites proposed for internal fixation of bone. // J Appl Biomater. - 1990. - Vol. 1. - № 1. - P. 57-78.

120. Vroman I., Tighzert L. Biodegradable Polymers // Materials. - 2009. - Vol. 2. - № 2. - P. 307-344.

121. Gunatillake P. Biodegradable synthetic polymers for tissue engineering // Eur Cell Mater. - 2003. - Vol. 5. - P. 1-16.

122. Más Estellés J. et al. Physical characterization of polycaprolactone scaffolds // J Mater Sci Mater Med. - 2008. - Vol. 19. - № 1. - P. 189-195.

123. Nair L.S., Laurencin C.T. Biodegradable polymers as biomaterials // Prog Polym Sci. - 2007. - Vol. 32. - № 8-9. - P. 762-798.

124. Vasenius J. et al. Comparison of in vitro hydrolysis, subcutaneous and intramedullary implantation to evaluate the strength retention of absorbable osteosynthesis implants // Biomaterials. - 1990. - Vol. 11. - № 7. - P. 501-504.

125. Rosen J.M., Hentz V.R., Kaplan E.N. Fascicular tubulization: a cellular approach to peripheral nerve repair. // Ann Plast Surg. - 1983. - Vol. 11, - № 5. - P. 397411.

126. Malmgren T., Mays J., Pyda M. Characterization of poly(lactic acid) by size exclusion chromatography, differential refractometry, light scattering and thermal analysis // J Therm Anal Calorim. - 2006. - Vol. 83. - № 1. - P. 35-40.

127. Mano J.F. et al. Glass transition dynamics and structural relaxation of PLLA studied by DSC: Influence of crystallinity // Polymer (Guildf). - 2005. - Vol. 46. - № 19.

- P. 8258-8265.

128. Ikada Y., Tsuji H. Biodegradable polyesters for medical and ecological applications // Macromol Rapid Commun. - 2000. - Vol. 21. - № 3. - P. 117-132.

129. Van de Velde K., Kiekens P. Biopolymers: overview of several properties and consequences on their applications // Polym Test. - 2002. - Vol. 21. - № 4. - P. 433442.

130. Fernández J. et al. Effects of chain microstructures on mechanical behavior and aging of a poly(L-lactide-co-e-caprolactone) biomedical thermoplastic-elastomer. // J Mech Behav Biomed Mater. - 2012. - Vol. 12. - P. 29-38.

131. Stoppel W.L. et al. Clinical Applications of Naturally Derived Biopolymer-Based Scaffolds for Regenerative Medicine // Ann Biomed Eng. - 2015. - Vol. 43. - № 3. - P. 657-680.

132. Schmidt C.E., Leach J.B. Neural tissue engineering: strategies for repair and regeneration. // Annu Rev Biomed Eng. - 2003. - Vol. 5. - P. 293-347.

133. Ortuño-Lizarán I. et al. Influence of synthesis parameters on hyaluronic acid hydrogels intended as nerve conduits // Biofabrication. - 2016. - Vol. 8. - № 4. - P. 045011.

134. Xu H. et al. Preparation and characterization of injectable chitosan-hyaluronic acid hydrogels for nerve growth factor sustained release // J Bioact Compat Polym. - 2017. - Vol. 32. - № 2. - P. 146-162.

135. Hemshekhar M. et al. Emerging roles of hyaluronic acid bioscaffolds in tissue engineering and regenerative medicine // Int J Biol Macromol. - 2016. - Vol. 86.

- P. 917-928.

136. Li R. et al. Chitosan conduit combined with hyaluronic acid prevent sciatic nerve scar in a rat model of peripheral nerve crush injury // Mol Med Rep. - 2018. - Vol. 17 - № 3. - P. 4360-4368.

137. Entekhabi E. et al. Fabrication and in vitro evaluation of 3D composite scaffold based on collagen/hyaluronic acid sponge and electrospun polycaprolactone nanofibers for peripheral nerve regeneration // J Biomed Mater Res A. - 2021. - Vol. 109.

- № 3. - P. 300-312.

138. Jansen K. et al. A hyaluronan-based nerve guide: in vitro cytotoxicity, subcutaneous tissue reactions, and degradation in the rat // Biomaterials. - 2004. - Vol. 25. - № 3. - P. 483-489.

139. Radtke C. Natural Occurring Silks and Their Analogues as Materials for Nerve Conduits // Int J Mol Sci. - 2016. - Vol. 17. - № 10. - P. 1754.

140. Cao Y., Wang B. Biodegradation of Silk Biomaterials // Int J Mol Sci. -2009. - Vol. 10. - № 4. - P. 1514-1524.

141. Yang Y. et al. Biocompatibility evaluation of silk fibroin with peripheral nerve tissues and cells in vitro // Biomaterials. - 2007. - Vol. 28. - № 9. - P. 1643-1652.

142. Zhao Y. et al. Biocompatibility evaluation of electrospun silk fibroin nanofibrous mats with primarily cultured rat hippocampal neurons // Biomed Mater Eng.

- 2013. - Vol. 23. - № 6. - P. 545-554.

143. Aigner T.B. et al. Nerve guidance conduit design based on self-rolling tubes // Mater Today Bio. - 2020. - Vol. 5. - P. 100042.

144. Xu Y. et al. A Silk Fibroin/Collagen Nerve Scaffold Seeded with a Co-Culture of Schwann Cells and Adipose-Derived Stem Cells for Sciatic Nerve Regeneration // PLoS One. - 2016. - Vol. 11. - № 1. - P. e0147184.

145. Lee B.-K. et al. End-to-side neurorrhaphy using an electrospun PCL/collagen nerve conduit for complex peripheral motor nerve regeneration. // Biomaterials. - 2012.

- Vol. 33. - № 35. - P. 9027-9036.

146. Ito T. et al. Regeneration of hypogastric nerve using a polyglycolic acid (PGA)-collagen nerve conduit filled with collagen sponge proved electrophysiologically in a canine model. // Int J Artif Organs. - 2003. - Vol. 26. - № 3. - P. 245-251.

147. Matsumoto K. et al. Peripheral nerve regeneration across an 80-mm gap bridged by a polyglycolic acid (PGA)-collagen tube filled with laminin-coated collagen fibers: a histological and electrophysiological evaluation of regenerated nerves // Brain Res. 2- 000. - Vol. 868. - № 2. - P. 315-328.

148. Kiyotani T. et al. Nerve regeneration across a 25-mm gap bridged by a polyglycolic acid-collagen tube: a histological and electrophysiological evaluation of regenerated nerves. // Brain Res. - 1996. - Vol. 740. - № 1-2. - P. 66-74.

149. Nie X. et al. Axonal Regeneration and Remyelination Evaluation of Chitosan/Gelatin-Based Nerve Guide Combined with Transforming Growth Factor-ß1 and Schwann Cells // Cell Biochem Biophys. - 2014. - Vol. 68. - № 1. - P. 163-172.

150. Baniasadi H., Ramazani S A A., Mashayekhan S. Fabrication and characterization of conductive chitosan/gelatin-based scaffolds for nerve tissue engineering. // Int J Biol Macromol. - 2015. - Vol. 74. - P. 360-366.

151. Binan L. et al. Differentiation of neuronal stem cells into motor neurons using electrospun poly-L-lactic acid/gelatin scaffold. // Biomaterials. - 2014. - Vol. 35.

- № 2. - P. 664-674.

152. Vatankhah E. et al. Artificial neural network for modeling the elastic modulus of electrospun polycaprolactone/gelatin scaffolds // Acta Biomater. - 2014. -Vol. 10. - № 2. - P. 709-721.

153. Cirillo V. et al. A comparison of the performance of mono- and bi-component electrospun conduits in a rat sciatic model // Biomaterials. - 2014. - Vol. 35.

- № 32. - P. 8970-8982.

154. Dash M. et al. Chitosan - A versatile semi-synthetic polymer in biomedical applications // Progress in Polymer Science (Oxford). Elsevier Ltd. - 2011. - Vol. 36. -№ 8. - P. 981-1014.

155. Bagheri-Khoulenjani S., Taghizadeh S.M., Mirzadeh H. An investigation on the short-term biodegradability of chitosan with various molecular weights and degrees of deacetylation // Carbohydr Polym. Elsevier. - 2009. - Vol. 78. - № 4. - P. 773-778.

156. Sandri G. et al. Chitosan/glycosaminoglycan scaffolds for skin reparation // Carbohydr Polym. - 2019. - Vol. 220. - P. 219-227.

157. Pavinatto F.J., Caseli L., Oliveira O.N. Chitosan in Nanostructured Thin Films // Biomacromolecules. - 2010. - Vol. 11. - № 8. - P. 1897-1908.

158. Ryu J.H. et al. Chitosan oral patches inspired by mussel adhesion // Journal of Controlled Release. - 2020. - Vol. 317. - P. 57-66.

159. Francis Suh J.K., Matthew H.W.T. Application of chitosan-based polysaccharide biomaterials in cartilage tissue engineering: A review // Biomaterials. Elsevier Science Ltd. - 2000. - Vol. 21. - № 24. - P. 2589-2598.

160. G. A. F. Roberts, "Chitin Chemistry," The Macmillan Press Ltd., Hong Kong, 1992. - References - Scientific Research Publishing [Electronic resource]. URL:

https://www.scirp.org/(S(i43dyn45teexjx455qlt3d2q))/reference/ReferencesPapers.aspx ?ReferenceID=504396 (accessed: 02.08.2023).

161. Aranaz I., Harris R., Heras A. Chitosan Amphiphilic Derivatives. Chemistry and Applications // Curr Org Chem. Bentham Science Publishers Ltd. - 2010. - Vol. 14. - № 3. - P. 308-330.

162. Domard A. pH and c.d. measurements on a fully deacetylated chitosan: application to CuII—polymer interactions // Int J Biol Macromol. Elsevier. - 1987. - Vol. 9. - № 2. - P. 98-104.

163. Rinaudo M., Pavlov G., Desbrieres J. Solubilization of Chitosan in Strong Acid Medium // Taylor & Francis Group. - 2006. - Vol. 5. - № 3. - P. 267-276.

164. Sogias I.A., Khutoryanskiy V. V., Williams A.C. Exploring the Factors Affecting the Solubility of Chitosan in Water // Macromol Chem Phys. John Wiley & Sons, Ltd. - 2010. - Vol. 211. - № 4. - P. 426-433.

165. Wu T. et al. Efficient reduction of chitosan molecular weight by high-intensity ultrasound: Underlying mechanism and effect of process parameters // J Agric Food Chem. American Chemical Society. - 2008. - Vol. 56. - № 13. - P. 5112-5119.

166. Varum K.M., Ottoy M.H., Smidsrod O. Acid hydrolysis of chitosans // Carbohydr Polym. Elsevier. - 2001. - Vol. 46. - № 1. - P. 89-98.

167. Kasaai M.R., Arul J., Charlet G. Fragmentation of chitosan by ultrasonic irradiation // Ultrason Sonochem. Elsevier. - 2008. - Vol. 15. - № 6. - P. 1001-1008.

168. Chang K.L.B., Tai M.C., Cheng F.H. Kinetics and Products of the Degradation of Chitosan by Hydrogen Peroxide // J Agric Food Chem. American Chemical Society. - 2001. - Vol. 49. - № 10. - P. 4845-4851.

169. Thadathil N., Velappan S.P. Recent developments in chitosanase research and its biotechnological applications: A review // Food Chem. Elsevier. - 2014. - Vol. 150. - P. 392-399.

170. Aam B.B. et al. Production of Chitooligosaccharides and Their Potential Applications in Medicine // Marine Drugs. - 2010. - Vol. 8. - P. 1482-1517.

171. Raafat D., Sahl H.G. Chitosan and its antimicrobial potential - a critical literature survey // Microb Biotechnol. John Wiley & Sons, Ltd. - 2009. - Vol. 2. - № 2. - P. 186-201.

172. Ke C.-L. et al. Antimicrobial Actions and Applications of Chitosan // Polymers (Basel). - 2021. - Vol. 13. - № 6. - P. 904.

173. Tokura S. et al. Molecular weight dependent antimicrobial activity by Chitosan // Macromol Symp. John Wiley & Sons, Ltd. - 1997. - Vol. 120. - № 1. - P. 19.

174. Liu N. et al. Effect of MW and concentration of chitosan on antibacterial activity of Escherichia coli // Carbohydr Polym. Elsevier. - 2006. - Vol. 64. - № 1. - P. 60-65.

175. Chang S.H. et al. pH Effects on solubility, zeta potential, and correlation between antibacterial activity and molecular weight of chitosan // Carbohydr Polym. Elsevier. - 2015. - Vol. 134. - P. 74-81.

176. Mellegârd H. et al. Antibacterial activity of chemically defined chitosans: Influence of molecular weight, degree of acetylation and test organism // Int J Food Microbiol. Elsevier. - 2011. - Vol. 148. - № 1. - P. 48-54.

177. Younes I. et al. Influence of acetylation degree and molecular weight of homogeneous chitosans on antibacterial and antifungal activities // Int J Food Microbiol. Elsevier. - 2014. - Vol. 185. - P. 57-63.

178. Omura Y. et al. Antimicrobial Activity of Chitosan with Different Degrees of Acetylation and Molecular Weights // Biocontrol Sci. The Society for Antibacterial and Antifungal Agents, Japan. - 2003. - Vol. 8. - № 1. - P. 25-30.

179. Hing K.A. Bone repair in the twenty-first century: biology, chemistry or engineering? // Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series A: Mathematical, Physical and Engineering Sciences. - 2004. - Vol. 362. - № 1825. - P. 2821-2850.

180. Тихилов Р.М. и др. Заполняемость регистра эндопротезирования тазобедренного сустава ФГУ «РНИИТО им. Р.Р. Вредена» // Организация травматолого-ортопедической помощи. - 2011. - Т. 2. - № 60. - C. 153-159.

181. Athanasiou K.A. et al. Fundamentals of Biomechanics in Tissue Engineering of Bone // Tissue Eng. - 2000. - Vol. 6. - № 4. - P. 361-381.

182. Nather A. Bone Grafts And Bone Substitutes / A. Nather. - Singapore : World Scientific, 2005. - 612 p. - ISBN: 978-981-277-533-7.

183. Schumann P. et al. Perspectives on resorbable osteosynthesis materials in craniomaxillofacial surgery // Pathobiology. - 2013. - Vol. 80. - № 4. - P. 211-217.

184. Ashammakhi N. et al. Spotlight on Naturally Absorbable Osteofixation Devices // Journal of Craniofacial Surgery. - 2003. - Vol. 14. - № 2. - P. 247-259.

185. Ashammakhi N. et al. Developments in Craniomaxillofacial Surgery: Use of Self-Reinforced Bioabsorbable Osteofixation Devices // Plast Reconstr Surg. - 2001. -Vol. 108. - № 1. - P. 167-180.

186. Tortora G.J., Derrickson B., Introduction to the human body : the essentials of anatomy and physiology // G.J. Tortora, B. Derrickson. - USA : John Wiley & Sons Ltd., 2017. - P. 656. - ISBN: 978-0471691235.

187. Hall E.J.. Textbook of medical physiology // John E. Hall. - USA : Elsevier. 2015. - P. 1036. - ISBN 978-1-4160-4574-8.

188. Ramakrishna S. et al. Biomedical applications of polymer-composite materials: a review // Compos Sci Technol. - 2001. - Vol. 61. - № 9. - P. 1189-1224.

189. An Y.H., Draughn R.A. Mechanical Testing of Bone and the Bone-Implant Interface // Y.H.An, R.A. Draughn. - USA : CRC Press, 1999. - P. 648. - ISBN 0-84930266-8.

190. Schmutz P., Quach-Vu N.-C., Gerber I. Metallic Medical Implants: Electrochemical Characterization of Corrosion Processes // Electrochem Soc Interface. -2008. - Vol. 17. - № 2. - P. 35-40.

191. Schlickewei W., Schlickewei C. The Use of Bone Substitutes in the Treatment of Bone Defects - the Clinical View and History // Macromol Symp. - 2007. - Vol. 253. - № 1. - P. 10-23.

192. Bozkurt M. et al. Stability of a cannulated screw versus a kirschner wire for the proximal crescentic osteotomy of the first metatarsal: a biomechanical study // The Journal of Foot and Ankle Surgery. - 2004. - Vol. 43. - № 3. - P. 138-143.

193. Baino F. Biomaterials and implants for orbital floor repair // Acta Biomater.

- 2011. - Vol. 7. - № 9. - P. 3248-3266.

194. Woo S.L. et al. A comparison of cortical bone atrophy secondary to fixation with plates with large differences in bending stiffness. // J Bone Joint Surg Am. - 1976.

- Vol. 58. - № 2. - P. 190-195.

195. Szivek J.A. et al. A study of bone remodeling using metal-polymer laminates // J Biomed Mater Res. - 1981. - Vol. 15. - № 6. - P. 853-865.

196. Okazaki Y. et al. Comparison of metal concentrations in rat tibia tissues with various metallic implants // Biomaterials. - 2004. - Vol. 25. - № 28. - P. 5913-5920.

197. Brown Stanley.A., Vandergrift J. Healing of Femoral Osteotomies with Plastic Plate Fixation // Biomater Med Devices Artif Organs. - 1981. - Vol. 9. - № 1. -P. 27-35.

198. Szivek J.A. et al. A study of bone remodeling using metal-polymer laminates // J Biomed Mater Res. - 1981. - Vol. 15. - № 6. - P. 853-865.

199. Gillett N. et al. The use of short carbon fibre reinforced thermoplastic plates for fracture fixation // Biomaterials. - 1985. - Vol. 6. - № 2. - P. 113-121.

200. Gomzyak V.I. et al. Biodegradable polymer materials for medical applications: from implants to organs // Fine Chemical Technologies. - 2017. - Vol. 12.

- № 5. - P. 5-20.

201. Eglin D., Alini M. Degradable polymeric materials for osteosynthesis: Tutorial // Eur Cell Mater. - 2008. - Vol. 16. - P. 80-91.

202. Maharana T., Mohanty B., Negi Y.S. Melt-solid polycondensation of lactic acid and its biodegradability // Prog Polym Sci. - 2009. - Vol. 34. - № 1. - P. 99-124.

203. Moskalyuk O.A. et al. Electric Conductive and Mechanical Properties of Fibers Based on Polylactide and Carbon Nanofiber // Fibre Chemistry. - 2020. - Vol. 52.

- № 3. - P. 191-195.

204. Dash T.K., Konkimalla V.B. Poly-e-caprolactone based formulations for drug delivery and tissue engineering: A review // Journal of Controlled Release. - 2012.

- Vol. 158. - № 1. - P. 15-33.

205. Lowry K.J. et al. Polycaprolactone/glass bioabsorbable implant in a rabbit humerus fracture model // J Biomed Mater Res. - 1997. - Vol. 36. - № 4. - P. 536-541.

206. Muzzarelli R.A.A. Chitosan composites with inorganics, morphogenetic proteins and stem cells, for bone regeneration // Carbohydr Polym. Elsevier. - 2011. -Vol. 83. - № 4. - P. 1433-1445.

207. Mohammad R. Determination of the degree of N-acetylation for chitin and chitosan by various NMR spectroscopy techniques: A review // Carbohydrate Polymers. - 2010. - Vol. 79. - № 4. - P. 801-810.

208. ГОСТ 32794-2014. кКомпозиты полимерные. Термины и определения = Polymer composites. Terms and definitions. Национальный стандарт Российской Федерации : издание официальное : утвержден и введен в действие Приказом Федерального агентства по техническому регулированию и метрологии от 01 сентября 2015 г. № 45: введен впервые : дата введения 2015-09-01 / разработан Объединением юридических лиц "Союз производителей композитов" совместно с Федеральным государственным унитарным предприятием "Всероссийский институт авиационных материалов". - Москва : Стандартинформ, 2015. - 94 c.

209. Fu S.-Y. et al. Effects of particle size, particle/matrix interface adhesion and particle loading on mechanical properties of particulate-polymer composites // Compos B Eng. - 2008. - Vol. 39. - № 6. - P. 933-961.

210. Ahmed I. et al. Retention of mechanical properties and cytocompatibility of a phosphate-based glass fiber/polylactic acid composite // J Biomed Mater Res B Appl Biomater. - 2009. - Vol. 89B. - № 1. - P. 18-27.

211. Ahmed I. et al. Weight loss, ion release and initial mechanical properties of a binary calcium phosphate glass fibre/PCL composite // Acta Biomater. - 2008. - Vol. 4. - № 5. - P. 1307-1314.

212. Boccaccini A.R. et al. Polymer/bioactive glass nanocomposites for biomedical applications: A review // Compos Sci Technol. - 2010. - Vol. 70. - № 13. -P. 1764-1776.

213. Dorozhkin S. V. Bioceramics of calcium orthophosphates // Biomaterials. -2010. - Vol. 31. - № 7. - P. 1465-1485.

214. Lu J. et al. The biodegradation mechanism of calcium phosphate biomaterials in bone // J Biomed Mater Res. - 2002. - Vol. 63. - № 4. - P. 408-412.

215. Misra S.K. et al. Characterization of carbon nanotube (MWCNT) containing P(3HB)/bioactive glass composites for tissue engineering applications // Acta Biomater.

- 2010. - Vol. 6. - № 3. - P. 735-742.

216. Ohtsuki C., Kamitakahara M., Miyazaki T. Bioactive ceramic-based materials with designed reactivity for bone tissue regeneration // J R Soc Interface. -2009. - Vol. 6. - № 3. - P. 340-360.

217. Misra S.K. et al. Fabrication and Characterization of Biodegradable Poly(3-hydroxybutyrate) Composite Containing Bioglass // Biomacromolecules. - 2007. - Vol. 8. - № 7. - P. 2112-2119.

218. Misra S.K. et al. Effect of nanoparticulate bioactive glass particles on bioactivity and cytocompatibility of poly(3-hydroxybutyrate) composites // J R Soc Interface. - 2010. - Vol. 7. - № 44. - P. 453-465.

219. Rezwan K. et al. Biodegradable and bioactive porous polymer/inorganic composite scaffolds for bone tissue engineering // Biomaterials. - 2006. - Vol. 27. - № 18. - P. 3413-3431.

220. Ramesh N., Moratti S.C., Dias G.J. Hydroxyapatite-polymer biocomposites for bone regeneration: A review of current trends // J Biomed Mater Res B Appl Biomater.

- 2018. - Vol. 106. - № 5. - P. 2046-2057.

221. Ambard A.J., Mueninghoff L. Calcium Phosphate Cement: Review of Mechanical and Biological Properties // Journal of Prosthodontics. - 2006. - Vol. 15. -№ 5. - P. 321-328.

222. Dong Q. et al. A new bioactive polylactide-based composite with high mechanical strength // Colloids Surf A Physicochem Eng Asp. - 2014. - Vol. 457. - P. 256-262.

223. Wang X. et al. Bone repair in radii and tibias of rabbits with phosphorylated chitosan reinforced calcium phosphate cements // Biomaterials. - 2002. - Vol. 23. - № 21. - P. 4167-4176.

224. Li Z. et al. Preparation and in vitro investigation of chitosan/nano-hydroxyapatite composite used as bone substitute materials // J Mater Sci Mater Med. -2005. - Vol. 16. - № 3. - P. 213-219.

225. Teng S. et al. Chitosan/nanohydroxyapatite composite membranes via dynamic filtration for guided bone regeneration // J Biomed Mater Res A. - 2009. - Vol. 88A. - № 3. - P. 569-580.

226. Zhang Y. et al. Electrospun biomimetic nanocomposite nanofibers of hydroxyapatite/chitosan for bone tissue engineering // Biomaterials. - 2008. - Vol. 29. -№ 32. - P. 4314-4322.

227. Yamaguchi I. et al. Preparation and microstructure analysis of chitosan/hydroxyapatite nanocomposites // J Biomed Mater Res. - 2001. - Vol. 55. - № 1. - P. 20-27.

228. Manjubala I. et al. Growth of osteoblast-like cells on biomimetic apatite-coated chitosan scaffolds // J Biomed Mater Res B Appl Biomater. - 2008. - Vol. 84B. -№ 1. - P. 7-16.

229. Thein-Han W.W., Misra R.D.K. Biomimetic chitosan-nanohydroxyapatite composite scaffolds for bone tissue engineering // Acta Biomater. - 2009. - Vol. 5. - № 4. - P. 1182-1197.

230. Huang Z.-H. et al. Electrochemistry assisted reacting deposition of hydroxyapatite in porous chitosan scaffolds // Mater Lett. - 2008. - Vol. 62. - № 19. - P. 3376-3378.

231. Matsuda A. et al. Preparation and mechanical property of core-shell type chitosan/calcium phosphate composite fiber // Materials Science and Engineering: C. -2004. - Vol. 24. - № 6-8. - P. 723-728.

232. Venkatesan J., Kim S.-K. Chitosan Composites for Bone Tissue Engineering—An Overview // Mar Drugs. - 2010. - Vol. 8. - № 8. - P. 2252-2266.

233. Sherman V.R., Yang W., Meyers M.A. The materials science of collagen // J Mech Behav Biomed Mater. - 2015. - Vol. 52. - P. 22-50.

234. Karalkin P.A. et al. Biocompatibility and osteoplastic properties of mineral polymer composite materials based on sodium alginate, gelatin, and calcium phosphates

intended for 3D-printing of the constructions for bone replacement. - 2016. - Vol. 1. - P. 94-101.

235. Штильман М.И. Полимеры медико-биологического назначения // М.И. Штильман. - Москва : ИКЦ «Академкнига», 2006. - 400 с. - ISBN 5-94628-239-5.

236. DePolo W.S., Baird D.G. Particulate reinforced PC/PBT composites. I. Effect of particle size (nanotalc versus fine talc particles) on dimensional stability and properties // Polym Compos. - 2009. - Vol. 30. - № 2. - P. 188-199.

237. Zimmerman M., Parsons J.R., Alexander H. The design and analysis of a laminated partially degradable composite bone plate for fracture fixation. // J Biomed Mater Res. - 1987. - Vol. 21. - № A3. - P. 345-361.

238. Wan Y.Z. et al. In vitro degradation behavior of carbon fiber-reinforced PLA composites and influence of interfacial adhesion strength // J Appl Polym Sci. - 2001. -Vol. 82. - № 1. - P. 150-158.

239. Jiang G. et al. Preparation of poly(e-caprolactone)/continuous bioglass fibre composite using monomer transfer moulding for bone implant // Biomaterials. - 2005. -Vol. 26. - № 15. - P. 2281-2288.

240. Boccaccini A. Bioresorbable and bioactive polymer/Bioglass® composites with tailored pore structure for tissue engineering applications // Compos Sci Technol. -2003. - Vol. 63. - № 16. - P. 2417-2429.

241. Pirhonen E. et al. Manufacturing, mechanical characterization, andin vitro performance of bioactive glass 13-93 fibers // J Biomed Mater Res B Appl Biomater. -2006. - Vol. 77B. - № 2. - P. 227-233.

242. Brauer D.S. et al. Degradable phosphate glass fiber reinforced polymer matrices: mechanical properties and cell response // J Mater Sci Mater Med. - 2008. -Vol. 19. - № 1. - P. 121-127.

243. Liu H., Slamovich E.B., Webster T.J. Less harmful acidic degradation of poly(lactic-co-glycolic acid) bone tissue engineering scaffolds through titania nanoparticle addition // Int J Nanomedicine. - 2006. - Vol. 1. - № 4. - P. 541-545.

244. Feng S.-S. Nanoparticles of biodegradable polymers for new-concept chemotherapy // Expert Rev Med Devices. - 2004. - Vol. 1. - № 1. - P. 115-125.

245. Sheikh Z. et al. Biodegradable Materials for Bone Repair and Tissue Engineering Applications // Materials. Multidisciplinary Digital Publishing Institute (MDPI). - 2015. - Vol. 8. - № 9. - P. 5744.

246. Dauner M. et al. Resorbable continuous-fibre reinforced polymers for osteosynthesis // J Mater Sci Mater Med. - 1998. - Vol. 9. - № 3. - P. 173-179.

247. Zhang X. et al. In vitro degradation and biocompatibility of poly(l-lactic acid)/chitosan fiber composites // Polymer (Guildf). - 2007. - Vol. 48. - № 4. - P. 10051011.

248. Bergsma J. Late degradation tissue response to poly(L-lactide) bone plates and screws // Biomaterials. - 1995. - Vol. 16. - № 1. - P. 25-31.

249. Hoppe A., Guldal N.S., Boccaccini A.R. A review of the biological response to ionic dissolution products from bioactive glasses and glass-ceramics // Biomaterials. -2011. - Vol. 32. - № 11. - P. 2757-2774.

250. Houshyar S., Bhattacharyya A., Shanks R. Peripheral Nerve Conduit: Materials and Structures // ACS Chem Neurosci. - 2019. - Vol. 10. - № 8. - P. 33493365.

251. Déjardin T.P.E. New strategies for peripheral nerve regeneration // T.P.E. Déjardin. - Glasgow : University of Glasgow, 2013. - 247 p.

252. Hodgkin A.L., Huxley A.F. Action Potentials Recorded from Inside a Nerve Fibre // Nature. - 1939. - Vol. 144. - № 3651. - P. 710-711.

253. Allodi I., Udina E., Navarro X. Specificity of peripheral nerve regeneration: interactions at the axon level. // Prog Neurobiol. - 2012. - Vol. 98. - № 1. - P. 16-37.

254. Johnson E.O., Zoubos A.B., Soucacos P.N. Regeneration and repair of peripheral nerves. // Injury. - 2005. - Vol. 36. - P. S24-9.

255. Peterson S.L., Gordon M.J. Recurrent neuroma formation after lateral arm free flap coverage with neurorraphy to the posteroantebrachial nerve. // Br J Plast Surg.

- 2004. - Vol. 57. - № 6. - P. 585-587.

256. Gaudet A.D., Popovich P.G., Ramer M.S. Wallerian degeneration: gaining perspective on inflammatory events after peripheral nerve injury. // J Neuroinflammation.

- 2011. - Vol. 8. - P. 110.

257. Millesi H. Bridging defects: autologous nerve grafts. // Acta Neurochir Suppl. - 2007. - Vol. 100. - P. 37-38.

258. Dahlin L.B., Lundborg G. Use of tubes in peripheral nerve repair. // Neurosurg Clin N Am. - 2001. - Vol. 12. - № 2. - P. 341-352.

259. Hudson A.R. et al. Peripheral nerve autografts. // J Surg Res. - 1972. - Vol. 12. - № 4. - P. 267-274.

260. Martini R. Expression and functional roles of neural cell surface molecules and extracellular matrix components during development and regeneration of peripheral nerves. // J Neurocytol. - 1994. - Vol. 23. - № 1. - P. 1-28.

261. Grand A.G. et al. Axonal regeneration after cold preservation of nerve allografts and immunosuppression with tacrolimus in mice. // J Neurosurg. - 2002. - Vol. 96. - № 5. - P. 924-932.

262. Kim B.-S., Yoo J.J., Atala A. Peripheral nerve regeneration using acellular nerve grafts. // J Biomed Mater Res A. - 2004. - Vol. 68. - № 2. - P. 201-209.

263. Udina E., Verdu E., Navarro X. Effects of the immunophilin ligand FK506 on nerve regeneration in collagen guides seeded with Schwann cells in rats. // Neurosci Lett. - 2004. - Vol. 357. - № 2. - P. 99-102.

264. Karabekmez F.E., Duymaz A., Moran S.L. Early clinical outcomes with the use of decellularized nerve allograft for repair of sensory defects within the hand. // Hand (N Y). - 2009. - Vol. 4. - № 3. - P. 245-249.

265. Miller C., Jeftinija S., Mallapragada S. Micropatterned Schwann cell-seeded biodegradable polymer substrates significantly enhance neurite alignment and outgrowth. // Tissue Eng. - 2001. - Vol. 7. - № 6. - P. 705-715.

266. Kehoe S., Zhang X.F., Boyd D. FDA approved guidance conduits and wraps for peripheral nerve injury: A review of materials and efficacy // Injury. - 2012. - Vol. 43. - № 5. - P. 553-572.

267. Rasappan K., Rajaratnam V., Wong Y.-R. Conduit-based Nerve Repairs Provide Greater Resistance to Tension Compared with Primary Repairs // Plast Reconstr Surg Glob Open. - 2018. - Vol. 6. - № 12. - P. e1981.

268. Pawelec K.M. et al. The mechanics of scaling-up multichannel scaffold technology for clinical nerve repair // J Mech Behav Biomed Mater. - 2019. - Vol. 91. -P. 247-254.

269. Koch D. et al. Strength in the Periphery: Growth Cone Biomechanics and Substrate Rigidity Response in Peripheral and Central Nervous System Neurons // Biophys J. - 2012. - Vol. 102. - № 3. - P. 452-460.

270. Spedden E. et al. Elasticity maps of living neurons measured by combined fluorescence and atomic force microscopy. // Biophys J. - 2012. - Vol. 103. - № 5. - P. 868-877.

271. Moore P., Staii C. Cytoskeletal Dynamics of Neurons Measured by Combined Fluorescence and Atomic Force Microscopy // MRS Adv. - 2018. - Vol. 3. -№ 26. - P. 1463-1468.

272. Merle M. et al. Complications from silicon-polymer intubulation of nerves. // Microsurgery. - 1989. - Vol. 10. - № 2. - P. 130-133.

273. Xu J. et al. Porous polyethylene implants in orbital blow-out fractures and enophthalmos reconstruction. // J Craniofac Surg. - 2009. - Vol. 20. - № 3. - P. 918920.

274. Yilmaz M. et al. Repair of fractures of the orbital floor with porous polyethylene implants. // Br J Oral Maxillofac Surg. - 2007. - Vol. 45. - № 8. - P. 640644.

275. Lundborg G. et al. Tubular repair of the median nerve in the human forearm. Preliminary findings. // J Hand Surg Br. - 1994. - Vol. 19. - № 3. - P. 273-276.

276. Stanec S., Stanec Z. Reconstruction of upper-extremity peripheral-nerve injuries with ePTFE conduits. // J Reconstr Microsurg. - 1998. - Vol. 14. - № 4. - P. 227-232.

277. Miloro M., Macy J.M. Expanded polytetrafluoroethylene entubulation of the rabbit inferior alveolar nerve. // Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. -2000. - Vol. 89. - № 3. - P. 292-298.

278. Evans G.R. Peripheral nerve injury: a review and approach to tissue engineered constructs. // Anat Rec. - 2001. - Vol. 263. - № 4. - P. 396-404.

279. Xie F. et al. In vitro and in vivo evaluation of a biodegradable chitosan-PLA composite peripheral nerve guide conduit material // Microsurgery. - 2008. - Vol. 28. -№ 6. - P. 471-479.

280. Navissano M. et al. Neurotube for facial nerve repair. // Microsurgery. -2005. - Vol. 25. - № 4. - P. 268-271.

281. Daly W. et al. A biomaterials approach to peripheral nerve regeneration: bridging the peripheral nerve gap and enhancing functional recovery. // J R Soc Interface. - 2012. - Vol. 9. - № 67. - P. 202-221.

282. Dunnen W.F. Biodegradable nerve guides // W.F. Dunnen. - Groningen: University of Groningen, 1996. - 297 p.

283. Meek M.F. Artificial nerve guides // M.F. Meek. - Groningen: University of Groningen, 2000. - 454 p.

284. Kornfeld T., Vogt P.M., Radtke C. Nerve grafting for peripheral nerve injuries with extended defect sizes // Wiener Medizinische Wochenschrift. - 2019. - Vol. 169. - № 9-10. - P. 240-251.

285. Lizarraga Valderrama L. Nerve tissue engineering using blends of polyhydroxyalkanoates // L. Lizarraga Valderrama. - Westminster: University of Westminster, 2017. - 235 p.

286. Rbia N. et al. Collagen Nerve Conduits and Processed Nerve Allografts for the Reconstruction of Digital Nerve Gaps: A Single-Institution Case Series and Review of the Literature // World Neurosurg. - 2019. - Vol. 127. - P. e1176-e1184.

287. Lohmeyer J. et al. [Bridging peripheral nerve defects by means of nerve conduits]. // Chirurg. - 2007. - Vol. 78. - № 2. - P. 142-147.

288. Chrz^szcz P. et al. Application of peripheral nerve conduits in clinical practice: A literature review // Neurol Neurochir Pol. - 2018. - Vol. 52. - № 4. - P. 427435.

289. Yuan Y. et al. The interaction of Schwann cells with chitosan membranes and fibers in vitro // Biomaterials. - 2004. - Vol. 25. - № 18. - P. 4273-4278.

290. Simöes M.J. et al. In vitro and in vivo chitosan membranes testing for peripheral nerve reconstruction. // Acta Med Port. - 2011. - Vol. 24. - № 1. - P. 43.

291. Haastert-Talini K. et al. Chitosan tubes of varying degrees of acetylation for bridging peripheral nerve defects // Biomaterials. - 2013. - Vol. 34. - № 38. - P. 98869904.

292. Stenberg L. et al. Nerve regeneration in chitosan conduits and in autologous nerve grafts in healthy and in type 2 diabetic Goto-Kakizaki rats // European Journal of Neuroscience. - 2016. - Vol. 43. - № 3. - P. 463-473.

293. Neubrech F. et al. Enhancing the Outcome of Traumatic Sensory Nerve Lesions of the Hand by Additional Use of a Chitosan Nerve Tube in Primary Nerve Repair // Plast Reconstr Surg. - 2018. - Vol. 142. - № 2. - P. 415-424.

294. Ao Q. et al. The regeneration of transected sciatic nerves of adult rats using chitosan nerve conduits seeded with bone marrow stromal cell-derived Schwann cells // Biomaterials. - 2011. - Vol. 32. - № 3. - P. 787-796.

295. Rickett T.A. et al. Rapidly Photo-Cross-Linkable Chitosan Hydrogel for Peripheral Neurosurgeries // Biomacromolecules. - 2011. - Vol. 12. - № 1. - P. 57-65.

296. Meyer C. et al. Chitosan-film enhanced chitosan nerve guides for longdistance regeneration of peripheral nerves // Biomaterials. - 2016. - Vol. 76. - P. 33-51.

297. Torigoe K. et al. Basic behavior of migratory Schwann cells in peripheral nerve regeneration. // Exp Neurol. - 1996. - Vol. 137. - № 2. - P. 301-308.

298. Frostick S.P., Yin Q., Kemp G.J. Schwann cells, neurotrophic factors, and peripheral nerve regeneration. // Microsurgery. - 1998. - Vol. 18. - № 7. - P. 397-405.

299. Terenghi G. Peripheral nerve regeneration and neurotrophic factors. // J Anat. - 1999. - Vol. 194. - P. 1-14.

300. Utley D.S. et al. Brain-derived neurotrophic factor and collagen tubulization enhance functional recovery after peripheral nerve transection and repair. // Arch Otolaryngol Head Neck Surg. - 1996. - Vol. 122. - № 4. - P. 407-413.

301. Hart A.M., Terenghi G., Wiberg M. Neuronal death after peripheral nerve injury and experimental strategies for neuroprotection. // Neurol Res. - 2008. - Vol. 30. - № 10. - P. 999-1011.

302. Sundback C. et al. Manufacture of porous polymer nerve conduits by a novel low-pressure injection molding process. // Biomaterials. - 2003. - Vol. 24. - № 5. - P. 819-830.

303. Lundborg G. et al. A new type of "bioartificial" nerve graft for bridging extended defects in nerves. // J Hand Surg Br. - 1997. - Vol. 22. - № 3. - P. 299-303.

304. Quigley A.F. et al. Engineering a multimodal nerve conduit for repair of injured peripheral nerve. // J Neural Eng. - 2013. - Vol. 10. - № 1. - P. 016008.

305. Quigley A.F. et al. A conducting-polymer platform with biodegradable fibers for stimulation and guidance of axonal growth. // Adv Mater. - 2009. - Vol. 21. - № 43.

- P.4393-4397.

306. Rebowe R. et al. Nerve Repair with Nerve Conduits: Problems, Solutions, and Future Directions // J Hand Microsurg. - 2018. - Vol. 10. - № 02. - P. 61-65.

307. Yoo J. et al. Augmented peripheral nerve regeneration through elastic nerve guidance conduits prepared using a porous PLCL membrane with a 3D printed collagen hydrogel // Biomater Sci. - 2020. - Vol. 8. - № 22. - P. 6261-6271.

308. Hadlock T. et al. A polymer foam conduit seeded with Schwann cells promotes guided peripheral nerve regeneration. // Tissue Eng. - 2000. - Vol. 6. - № 2. -P. 119-127.

309. Wang A. et al. Porous chitosan tubular scaffolds with knitted outer wall and controllable inner structure for nerve tissue engineering. // J Biomed Mater Res A. - 2006.

- Vol. 79. - № 1. - P. 36-46.

310. Hood B., Levene H.B., Levi A.D. Transplantation of autologous Schwann cells for the repair of segmental peripheral nerve defects. // Neurosurg Focus. - 2009. -Vol. 26. - № 2. - P. E4.

311. Gordon T. The role of neurotrophic factors in nerve regeneration. // Neurosurg Focus. - 2009. - Vol. 26. - № 2. - P. E3.

312. Sanen K. et al. Engineered neural tissue with Schwann cell differentiated human dental pulp stem cells: potential for peripheral nerve repair? // J Tissue Eng Regen Med. - 2017. - Vol. 11. - № 12. - P. 3362-3372.

313. Carnevale G. et al. Human dental pulp stem cells expressing STRO-1, c-kit and CD34 markers in peripheral nerve regeneration // J Tissue Eng Regen Med. - 2018.

- Vol. 12. - № 2. - P. e774-e785.

314. Jessen K.R., Mirsky R. The Success and Failure of the Schwann Cell Response to Nerve Injury // Front Cell Neurosci. - 2019. - Vol. 13. - P. 1-14.

315. di Summa P.G. et al. Adipose-derived stem cells enhance peripheral nerve regeneration // Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery. - 2010. - Vol. 63.

- № 9. - P. 1544-1552.

316. Завражных Н.А. и др. Неделя науки СПбПУ: материалы научной конференции с международных участием // Получение и исследование свойств пористых материалов на основе нановолокон из полилактида для сосудистой хирургии / ред. Власова О.Л. и др.. Санкт-Петербург: ПОЛИТЕХ-ПРЕСС, 2018. -C.65-68.

317. Добровольская И.П. и др.. Структура и термомеханические свойства трубок на основе микроволокон из поли( l -лактида) // Высокомолекулярные соединения. - 2020. - Т. 62. - № 4. - C. 256-262.

318. Zhang M. et al. Application of Chitosan and Its Derivative Polymers in Clinical Medicine and Agriculture // Polymers (Basel). - 2022. - Vol. 14. - № 5. - P. 958.

319. Brouwer J., van Leeuwen-Herberts T., de Ruit M.O. Determination of lysozyme in serum, urine, cerebrospinal fluid and feces by enzyme immunoassay // Clinica Chimica Acta. - 1984. - Vol. 142. - № 1. - P. 21-30.

320. Porstmann B. et al. Measurement of lysozyme in human body fluids: Comparison of various enzyme immunoassay techniques and their diagnostic application // Clin Biochem. - 1989. - Vol. 22. - № 5. - P. 349-355.

321. Скрябин К.Г., Вихорева Г.А., Варламов В.П. Хитин и хитозан. Получение, свойства и применение // К.Г. Скрябин, Г.А.Вихорева, В.П. Варламов.

- Москва : Наука, 2002. - 368 с. - ISBN 5-02-006435-1.

322. Dresvyanina E. et al. The molecular mass effect on mechanical properties of chitosan fibers // Fibres and Textiles. - 2018. - № 2. - P. 27-31.

323. Дресвянина Е.Н. и др. Влияние нанофибрилл хитина на сорбционные свойства композиционных пленок на основе хитозана // Высокомолекулярные соединения А. - 2020. - Т. 62. - № 3. - C. 181-188.

324. Bhardwaj N., Kundu S.C. Electrospinning: A fascinating fiber fabrication technique // Biotechnol Adv. - 2010. - Vol. 28. - № 3. - P. 325-347.

325. Croisier F. et al. Mechanical testing of electrospun PCL fibers. // Acta Biomater. - 2012. - Vol. 8. - № 1. - P. 218-224.

326. Podgorski R., Wojasinski M., Ciach T. Nanofibrous materials affect the reaction of cytotoxicity assays // Sci Rep. - 2022. - Vol. 12. - № 1. - P. 9047.

327. Sun C. et al. Development of channeled nanofibrous scaffolds for oriented tissue engineering. // Macromol Biosci. - 2012. - Vol. 12. - № 6. - P. 761-769.

328. Zhao C. et al. Nanomaterial scaffolds for stem cell proliferation and differentiation in tissue engineering. // Biotechnol Adv. - 2013. - Vol. 31. - № 5. - P. 654-668.

329. Benatti A.C.B. et al. Comparative Analysis of Biocompatibility between Poly (Llactic Acid) (PLLA) and PLDL Purac® nanofibers for use in tissue engineering // Chem Eng Trans. Italian Association of Chemical Engineering - AIDIC. - 2016. - Vol. 49. - P. 199-204.