Влияние повреждений остатков гуанина в ДНК на функционирование ДНК-метилтрансфераз SssI (Spiroplasma) и Dnmt3a (мыши) тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.10, кандидат химических наук Мальцева, Диана Васильевна

  • Мальцева, Диана Васильевна
  • кандидат химических науккандидат химических наук
  • 2009, Москва
  • Специальность ВАК РФ02.00.10
  • Количество страниц 112
Мальцева, Диана Васильевна. Влияние повреждений остатков гуанина в ДНК на функционирование ДНК-метилтрансфераз SssI (Spiroplasma) и Dnmt3a (мыши): дис. кандидат химических наук: 02.00.10 - Биоорганическая химия. Москва. 2009. 112 с.

Оглавление диссертации кандидат химических наук Мальцева, Диана Васильевна

Список сокращений.

Введение.

Глава 1. Повреждения остатков гуанина в ДНК (Обзор литературы).

1.1. Повреждение ДНК активными формами кислорода.

1.1.1. Структура ДНК, содержащей 8-oxoG.

1.1.2. Репарация 8-охоО-ДНК.

1.1.3. Влияние 8-oxoG на процессы, протекающие в клетке.

1.2. Повреждение ДНК метилирующими агентами.

1.2.1. Структура ДНК, содержащей 06meG.

1.2.2. Ответ клетки на присутствие 06meG в ДНК.

1.2.3. Цитотоксичность 06meG.

1.3. Действие на ДНК бензо[а]пирена — канцерогенного полициклического ароматического углеводорода.

1.3.1. Структура ДНК, содержащей (+)-транс- и (+)-^ис-В[а]Р-Д,'2-сЮ-аддукты.

1.3.2. Репарация В[а]Р-ДНК.

1.3.3. Взаимодействие В[а]Р-ДНК с ДНК-связывающими ферментами.

Глава 2. Влияние повреждений остатков гуанина в ДНК на функционирование ДНК-метилтрансфераз SssI (Spiroplasma) и Dnmt3a (мыши) (Обсуждение результатов).

2.1. Взаимодействие Dnmt3a-CD и M.SssI с ДНК, содержащей 8-oxoG.

2.1.1. Выделение Dnmt3a-CD и M.SssI.

2.1.2. Дизайн и характеристика аналогов субстратов.

2.1.3. Начальные скорости метилирования Dnmt3a-CD ДНК-дуплексов, содержащих 8-oxoG.

2.1.4. Связывание Dnmt3a-CD с ДНК-дуплексами, содержащими 8-oxoG.

2.1.5. Интегральная кинетика метилирования Dnmt3a-CD ДНК-дуплексов, содержащих 8-oxoG.

2.1.6. Метилирование M.SssI ДНК-дуплексов, содержащих 8-oxoG.

2.1.7. Молекулярные основы влияния 8-oxoG на взаимодействие

Dnmt3a-CD и M.SssI с ДНК.

2.2. Взаимодействие Dnmt3a-CD и M.SssI с ДНК, содержащей 06meG.

2.2.1. Используемые ДНК-дуплексы.

2.2.2. Начальные скорости метилирования Dnmt3a-CD ДНК-дуплексов, содержащих 06meG.

2.2.3. Связывание Dnmt3a-CD с ДНК-дуплексами, содержащими 06meG.

2.2.4. Интегральная кинетика метилирования Dnmt3a-CD ДНК-дуплексов, содержащих 06meG.

2.2.5. Метилирование M.SssI ДНК-дуплексов, содержащих 06meG.

2.2.6. Молекулярные основы влияния 06meG на взаимодеиствие

Dnmt3a-CD и M.SssI с ДНК.

2.3. Взаимодействие M.SssI с ДНК, содержащей (+)-цис- B[«]P-iV2-dG.

2.3.1. Связывание M.SssI с ДНК-дуплексами, содержащими (+)-i{uc-B[a]P-N -dG.

2.3.2. Метилирование M.SssI ДНК-дуплексов, содержащих (+)-цис- B[a]P-./V -dG.

2.3.3. Сравнение влияния (+)-цис- и (+)-трсшс-В[а\Р-Аг -dG-аддуктов на функционирование M.SssI.

Рекомендованный список диссертаций по специальности «Биоорганическая химия», 02.00.10 шифр ВАК

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние повреждений остатков гуанина в ДНК на функционирование ДНК-метилтрансфераз SssI (Spiroplasma) и Dnmt3a (мыши)»

Клеточная ДНК постоянно повергается воздействию веществ, содержащихся в окружающей среде или образующихся в процессе естественного метаболизма, способных вызывать её повреждение. Это способствует возникновению мутаций и нарушению функционирования различных систем клетки.

Мишенями для повреждающих агентов во многих случаях служат остатки гуанина. Основным источником эндогенных повреждений гуанина являются активные формы кислорода, приводящие преимущественно к образованию 7,8-дигидро-8-оксогуапипа (8-oxoG) — биомаркера окислительного стресса. Взаимодействие ДНК с некоторыми продуктами катаболизма, а также метилирующими агентами, содержащимися в окружающей среде, приводит к появлению в ДНК очень токсичного для клетки О -метилгуанина (06meG). Среди загрязнителей окружающей среды одним из наиболее распространённых является бензо[а]пирен (В[а]Р). В процессе метаболизма в эукариотических клетках В[д]Р активируется до реакционноспособных диолэпоксидов, которые ковалентно присоединяются к ДНК по экзоциклической аминогруппе гуанина с преимущественным образованием (+)-цис- и (+)-/ирш;с-стереоизомерных B[a]P-A^-dG-аддуктов.

Действие окислительных и метилирующих агентов и В[а]Р на остатки гуанина в ДНК клеток млекопитающих может нарушить процесс ферментативного метилирования CG-последовательностей ДНК по атому углерода С5 остатков цитозина. Метилирование ДНК играет важную роль в регуляции многих клеточных процессов, в том числе транскрипции генов. Изменение активности генов, часто ассоциированное с аберрантным метилированием ДНК, является фактором, запускающим развитие многих заболеваний, в числе которых рак, диабет, заболевания сердечно-сосудистой системы. В клетках животных и человека метилирование CG-последовательностей в ДНК осуществляется С5-ДНК-метилтрансферазами (МТазами) Dnmtl, Dnmt3a и Dnmt3b. Эти ферменты обладают сложной структурой, а молекулярные механизмы их действия ещё мало изучены.

Показано, что все три МТазы важны как для установления, так и для поддержания нормального уровня метилирования ДНК. Представляется важным изучение влияния повреждений ДНК, приводящих к образованию 8-oxoG, 06meG и на функционирование МТаз.

Объектом исследования в настоящей работе стал каталитический домен Dnmt3a мыши (Dnmt3a-CD). В качестве второго объекта была выбрана прокариотическая МТаза SssI (M.SssI), которая, как и эукариотические ферменты, узнает в ДНК короткую CG-последовательность и традиционно используется в качестве модельного фермента при изучении эукариотических МТаз.

Целью работы явилось определение влияния повреждений остатков гуанина в ДНК на функционирование каталитического домена Dnmt3a мыши и M.SssI из Spiroplasma.

В работе решались следующие задачи: 1) исследование влияния 8-oxoG, 06meG и (+)-цис-В [a] P-A^-dG на различные стадии реакции метилирования ДНК каталитическим доменом Dnmt3a и M.SssI и 2) определение возможных молекулярных механизмов действия повреждений остатков гуанина в ДНК на функционирование Dnmt3a-CD и M.SssI.

Похожие диссертационные работы по специальности «Биоорганическая химия», 02.00.10 шифр ВАК

Заключение диссертации по теме «Биоорганическая химия», Мальцева, Диана Васильевна

Выводы

1. Впервые показано, что связывание ДНК-метилтрансферазы Dnmt3a-CD с ДНК имеет кооперативный характер. Замена остатка гуанина в метилируемой цепи в участке узнавания или рядом с ним на 8-oxoG или 06meG вызывает снижение сродства Dnmt3a-CD к ДНК и увеличение кооперативности связывания.

2. Скорость метилирования ДНК МТазой Dnmt3a-CD зависит от локализации и характера повреждения остатка гуанина: в случае 8-oxoG наблюдается значительное замедление метилирования, а в случае 06meG — незначительное замедление или даже ускорение.

3. Dnmt3a-CD образует с ДНК как продуктивный, так и непродуктивный комплексы. Введение 8-oxoG и 06meG в ДНК практически не влияет на константу скорости реакции метилирования в условиях «одного оборота», однако приводит к изменению соотношения продуктивного и непродуктивного комплексов, что и объясняет наблюдаемое влияние повреждений на метилирование ДНК МТазой Dnmt3a-CD.

4. Замена остатка гуанина в участке узнавания на 8-oxoG или 06meG приводит к замедлению или блокированию метилирования ДНК МТазой SssI.

5. Влияние повреждений остатков гуанина в ДНК бензо[а]пиреном на функционирование M.Sssl определяется стереохимией В[я]Р-/У2-сЮ-аддуктов. В случае (+)-г/нс-изомера, когда остаток В[а]Р иптреркалирует в двойную спираль, способность МТазы SssI связывать и метилировать ДНК практически не изменяется, тогда как в случае (+)-транс-изомера, когда остаток В[а]Р расположен в малой бороздке, наблюдается блокирование метилирования.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Мальцева, Диана Васильевна, 2009 год

1. Cline S.D., Hanawalt Р.С. (2003) Who's on first in the cellular response to DNA damage? Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 4, 361-372.

2. Lindahl T. (1993) Instability and decay of the primary structure of DNA. Nature, 362, 709715.

3. Wyatt M.D., Pittman D.L. (2006) Methylating agents and DNA repair responses: methylated bases and sources of stand breaks. Chem. Res. Toxicol, 19, 1580-1594.

4. Beranek D.T. (1990) Distribution of methyl and ethyl adducts following alkylation with monofunctional alkylating agents. Mutat Res. 231, 11-30.

5. Hurley L.H. (2002) DNA and its associated processes as targets for cancer therapy. Nat. Rev. Cancer., 2, 188-200.

6. Luch A. (2005) Nature and nurture lessons from chemical carcinogenesis. Nat. Rev. Cancer, 5, 113-125.

7. Cooke M.S., Evans M.D., Dizdaroglu M., Lunec J. (2003) Oxidative DNA damage: mechanisms, mutation and disease. FASEB J., 17, 1195-1214.

8. Lindahl Т., Wood R.D. (1999) Quality control by DNA repair. Science, 286, 1897-1905.

9. Valko M., Izakovic M., Mazur M., Rhodes C.J., Telser J. (2004) Role of radicals in DNA damage and cancer incidence. Mol. Cell Biochem., 266, 37—56.

10. Marnett L.J., Riggins J.N., West J.D. (2003) Endogenous generation of reactive oxidants and electrophiles and their reactions with DNA and protein.J. Clin. Invest., Ill, 583-593.

11. Valko M., Rhodes C.J., Moncol J., Izakovic M., Mazur M. (2006) Free radicals, metals and antioxidants in oxidative stress-induced cancer. Chem. Biol. Interact., 160, 1-40.

12. Beckman K.B., Ames B.N. (1997) Oxidative decay of DNA. J. Biol. Chem., 272, 1963319636.

13. Asami S., Hirano Т., Yamaguchi R., Tomioka Y., Itoh H., Kasai H. (1996) Increase of a type of oxidative DNA damage, 8-hydroxyguanine, and its repair activity in human leukocytes by cigarette smoking. Cancer Res., 56, 2546-2549.

14. Asami S., Manabe H., Miyake J., Tsurudome Y., Hirano Т., Yamaguchi R., Itoh H., Kasai H. (1997) Cigarette smoking induces an increase in oxidative DNA damage, 8-hydroxydeoxyguanosine, in a central site of the human lung. Carcinogenesis, 18, 1763-1766.

15. Xue W., Warshawsky D. (2005) Metabolic activation of polycyclic and heterocyclic aromatic hydrocarbons and DNA damage: a review. Toxicol. Appl. Pharmacol., 206, 73-93.

16. Greenberg M.M. (2004) In vitro and in vivo effects of oxidative damage to deoxyguanosine. Biochem. Soc. Trans., 32, 46-50.

17. Margolin Y., Cloutier J.F., Shafirovich V., Geacintov N.E., Dedon P.C. (2006) Paradoxical hotspots for guanine oxidation by a chemical mediator of inflammation. Nat. Chem. Biol, 2, 365-366.

18. Poulsen H.E., Weimann A., Loft S. (1999) Methods to detect DNA damage by free radicals: relation to exercise. Proc. Nutr. Soc., 58, 1007-1014.

19. Loft S., Poulsen H.E. (1998) Estimation of oxidative DNA damage in man from urinary excretion of repair products. Acta Biochim. Pol, 45, 133-144.

20. Loft S., M0ller P., Cooke M.S., Rozalski R., Olinski R. (2008) Antioxidant vitamins and cancer risk: is oxidative damage to DNA a relevant biomarker? Eur. J. Nutr., 47, 19-28.

21. Cooke M.S., Evans M.D. (2007) 8-Oxo-deoxyguanosine: reduce, reuse, recycle? Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 104, 13535-13536.

22. Gackowski D., Rozalski R., Siomek A., Dziaman Т., Nicpon K., Klimarczyk M., Araszkiewicz A., Olinski R. (2008) Oxidative stress and oxidative DNA damage is characteristic for mixed Alzheimer disease/vascular dementia. J. Neurol. Sci., 266, 57-62.

23. Fraga C.G., Shigenaga M.K., Park J.W., Degan P., Ames B.N. (1990) Oxidative damage to DNA during aging: 8-hydroxy-2'-deoxyguanosine in rat organ DNA and urine. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 87,4533-4537.

24. Cerda S., Weitzman S.A., (1997) Influence of oxygen radical injury on DNA methylation. Mutat. Res., 386, 141-152.

25. Lipscomb L.A., Peek M.E., Morningstar M.L., Verghis S.M., Miller E.M., Rich A., Essigmann J.M., Williams L.D. (1995) X-ray structure of a DNA decamer containing 7,8-dihydro-8-oxoguanine. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 92, 719-723.

26. Oda Y., Uesugi S., Ikehara M., Nishimura S., Kawase Y., Ishikawa H., Inoue H., Ohtsuka E. (1991) NMR studies of a DNA containing 8-hydroxydeoxyguanosine. Nucleic Acids Res., 19, 1407-1412.

27. Plum G.E., Grollman A.P., Johnson F., Breslauer K.J. (1995) Influence of the oxidatively damaged adduct 8-oxodeoxyguanosine on the conformation, energetics, and thermodynamic stability of a DNA duplex. Biochemistry, 34, 16148-16160.

28. Ishida H. (2002) Molecular dynamic simulation of 7, 8-dihydro-8-oxyguanine DNA. J. Biomol. Struct. Dyn., 19, 839-851.

29. Culp S.J., Cho B.P., Kadlubar F.F., Evans F.E. (1989) Structural and conformational analyses of 8-hydroxy-2'-deoxyguanosine. Chem. Res. Toxicol., 2, 416-422.

30. Jayanth N., Ramachandran S., Puranik M. (February 3, 2009) Solution Structure of the DNA Damage Lesion 8-Oxoguanosine from Ultraviolet Resonance Raman Spectroscopy. J. Phys. Chem. A., advance online publication, doi: 10.1021/jp8071519.

31. Lukin M., de los Santos C. (2006) NMR structures of damaged DNA. Chem. Rev., 106, 607689.

32. Hazra Т.К., Izumi Т., Kow Y.W., Mitra S. (2003) The discovery of a new family of mammalian enzymes for repair of oxidatively damaged DNA, and its physiological implications. Carcinogenesis, 24, 155-157.

33. Hazra Т.К., Izumi Т., Maidt L., Floyd R.A., Mitra S. (1998) The presence of two distinct 8-oxoguanine repair enzymes in human cells: their potential complementary roles in preventing mutation. Nucleic Acids Res., 26, 5116-5122.

34. Ishibashi T, Hayakawa H, Sekiguchi M. (2003) A novel mechanism for preventing mutations caused by oxidation of guanine nucleotides. EMBO Rep., 4, 479-483.

35. Le Page F., Kwoh E.E., Avrutskaya A., Gentil A., Leadon S.A., Sarasin A., Cooper P.K. (2000) Transcription-coupled repair of 8-oxoguanine: requirement for XPG, TFIIH, and CSB-and implications for Cockayne syndrome. Cell, 101, 159-171.

36. Ames B.N., Shigenaga M.K., Hagen T.M. (1993) Oxidants, antioxidants, and the degenerative diseases of aging. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 90, 7915-7922.

37. Shibutani S., Takeshita M., Grollman A.P. (1991) Insertion of specific bases during DNA synthesis past the oxidation-damaged base 8-oxodG. Nature, 349, 431-434.

38. Haracska L., Yu S.L., Johnson R.E., Prakash L., Prakash S. (2000) Efficient and accurate replication in the presence of 7,8-dihydro-8-oxoguanine by DNA polymerase r|. Nat. Genet., 25, 458-461.

39. Brown J.A., Duym W.W., Fowler J.D., Suo Z. (2007) Single-turnover kinetic analysis of the mutagenic potential of 8-oxo-7,8-dihydro-2'-deoxyguanosine during gap-filling synthesis catalyzed by human DNA polymerases X and p. J. Mol. Biol., 367, 1258-1269.

40. Krahn J.M., Beard W.A., Miller H., Grollman A.P., Wilson S.H. (2003) Structure of DNA polymerase P with the mutagenic DNA lesion 8-oxodeoxyguanine reveals structural insights into its coding potential. Structure, 11, 121-127.

41. Broyde S., Wang L., Rechkoblit O., Geacintov N.E., Patel D.J. (2008) Lesion processing: high-fidelity versus lesion-bypass DNA polymerases. Trends Biochem. Sci., 33, 209-219.

42. Brieba L.G., Eichman B.F., Kokoska R.J., Doublie S., Kunkel T.A., Ellenberger T. (2004) Structural basis for the dual coding potential of 8-oxoguanosine by a high-fidelity DNA polymerase. EMBO J., 23, 3452-3461.

43. Kuraoka I., Suzuki K., Ito S., Hayashida M., Kwei J.S., Ikegami Т., Handa H., Nakabeppu Y., Tanaka K. (2007) RNA polymerase II bypasses 8-oxoguanine in the presence of transcription elongation factor TFIIS. DNA Repair (Amst.), 6, 841-851.

44. Tornaletti S., Maeda L.S., Kolodner R.D., Hanawalt P.C. (2004) Effect of 8-oxoguanine on transcription elongation by T7 RNA polymerase and mammalian RNA polymerase II. DNA Repair (Amst.), 3, 483-494.

45. Larsen E., Kwon K., Coin F., Egly J.M., Klungland A. (2004) Transcription activities at 8-oxoG lesions in DNA. DNA Repair (Amst.), 3, 1457-1468.

46. Charlet-Berguerand N., Feuerhahn S., Kong S.E., Ziserman H., Conaway J.W., Conaway R., Egly J.M. (2006) RNA polymerase II bypass of oxidative DNA damage is regulated by transcription elongation factors. EMBO J., 25, 5481-5491.

47. Ghosh R., Mitchell D.L., (1999) Effect of oxidative DNA damage in promoter elements on transcription factor binding. Nucleic Acids Res., 27, 3213-3218.

48. Ramon O., Sauvaigo S., Gasparutto D., Faure P., Favier A., Cadet J. (1999) Effects of 8-oxo-7,8-dihydro-2'-deoxyguanosine on the binding of the transcription factor Spl to its cognate target DNA sequence (GC box). Free Radic. Res., 31, 217-229.

49. Muller C.W., Rey F.A., Sodeoka M., Verdine G.L., Harrison S.C. (1995) Structure of the NF-кВ p50 homodimer bound to DNA. Nature, 373, 311-317.

50. Lesher D.T., Pommier Y., Stewart L., Redinbo M.R. (2002) 8-oxoguanine rearranges the active site of human topoisomerase I. PNAS, 99, 12102-12107.

51. Sabourin M., Osheroff N. (2000) Sensitivity of human type II topoisomerases to DNA damage: stimulation of enzyme-mediated DNA cleavage by abasic, oxidized and alkylated lesions. Nucleic Acids Res., 28, 1947-1954.

52. Weitzman S.A., Turk P.W., Milkowski D.H., Kozlowski K. (1994) Free radical adducts induce alterations in DNA cytosine methylation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 91, 1261-1264.

53. Turk P.W., Laayoun A., Smith S.S., Weitzman S.A. (1995) DNA adduct 8-hydroxyl-2'-deoxyguanosine (8-hydroxyguanine) affects function of human DNA methyltransferase. Carcinogenesis, 16,1253-1255.

54. Xiao W., Samson L. (1993) In vivo evidence for endogenous DNA alkylation damage as a source of spontaneous mutation in eukaryotic cells. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 90, 2117-2121.

55. Povey A.C., Badawi A.F., Cooper D.P., Hall C.N., Harrison K.L., Jackson P.E., Lees N.P., O'Connor P.J., Margison G.P. (2002) DNA alkylation and repair in the large bowel: animal and human studies. J. Nutr., 132 (11 Suppl), 3518S-3521S.

56. Saffhill R., Margison G.P., O'Connor P.J. (1985) Mechanisms of carcinogenesis induced by alkylating agents. Biochim. Biophys. Acta., 823, 111-145.

57. Georgiadis P., Samoli E., Kaila S., Katsouyanni K., Kyrtopoulos S.A. (2000) Ubiquitous presence of 06-methylguanine in human peripheral and cord blood DNA. Cancer Epidemiol. Biomarkers Prev., 9, 299-305.

58. Kang H., Konishi C., Kuroki Т., Huh N. (1993) A highly sensitive and specific method for quantitation of O-alkylated DNA adducts and its application to the analysis of human tissue DNA. Environ. Health Per sped., 99, 269-271.

59. Tricker A.R. (1997) TV-nitroso compounds and man: sources of exposure, endogenous formation and occurrence in body fluids. Eur. J. Cancer Prev., 6, 226-268.

60. Lehmann A.R., Karran P. (1981) DNA repair. International review of cytology., pp. 116-117, Academ Press.

61. Topal M.D. (1988) DNA repair, oncogenes and carcinogenesis. Carcinogenesis, 9, 691-696.

62. Dolan M.E., Oplinger M., Pegg A.E. (1988) Sequence specificity of guanine alkylation and repair. Carcinogenesis, 9, 2139-2143.

63. Sendowski K., Rajewsky M.F. (1991) DNA sequence dependence of guanine-O6 alkylation by the yV-nitroso carcinogens iV-methyl- and TV-ethyl-iV-nitrosourea. Mutat. Res., 250, 153-160.

64. Dunn W.C., Tano K., Horesovsky G.J., Preston R.J., Mitra S. (1991) The role of O6-alkylguanine in cell killing and mutagenesis in Chinese hamster ovary cells. Carcinogenesis, 12, 83-89.

65. Souliotis V.L., Kaila S., Boussiotis Y.A., Pangalis G.A., Kyrtopoulos S.A. (1990) Accumulation of 06-methylguanine in human blood leukocyte DNA during exposure to procarbazine and its relationships with dose and repair. Cancer Res., 50, 2759-2764.

66. Swann P.F. (1990) Why do 06-alkyguanine and 04-alkylthymine miscode? The relationship between the structure of DNA containing 06-alkylguanine and 04-alkylthymine and the mutagenic properties of these bases. Mutation Res., 233, 81-94.

67. Spratt Т.Е., Levy D.E. (1997) Structure of the hydrogen bonding complex of O6-methylguanine with cytosine and thymine during DNA replication. Nucleic Acids Res., 25, 33543361.

68. Leonard G.A., Thomson J., Watson W.P., Brown T. (1990) High-resolution structure of mutagenic lesion in DNA. Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 87, 9573-9576.

69. Loechler E.L. (1991) Rotation about the C6-06 bond in 06-methylguanine: the syn and anti conformers can be of similar energies in duplex DNA as estimated by molecular modeling techniques.Carcinogenesis, 12, 1693-1699.

70. Dosanjh M.K., Loechler E.L., Singer B. (1993) Evidence from in vitro replication that O6-methylguanine can adopt multiple conformations. Proc. Natl Acad. Sci. USA., 90, 3983-3987.

71. Margison G.P., Santibanez-Koref M.F. (2002) C6-alkylguanine-DNA alkyltransferase: role in carcinogenesis and chemotherapy. Bioessays, 24, 255-266.

72. Huang J.C., Hsu D.S., Kazantsev A., Sancar A. (1994) Substrate spectrum of human excinuclease: repair of abasic sites, methylated bases, mismatches, and bulky adducts. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 91, 12213-12217.

73. Margison G.P., Santibanez Koref, M.F., Povey A.C. (2002) Mechanisms of carcinogenicity/chemotherapy by 06-methylguanine. Mutagenesis, 17, 483-487.

74. York S.J., Modrich P. (2006) Mismatch repair-dependent iterative excision at irreparable O6-methylguanine lesions in human nuclear extracts. J. Biol Chem., 281, 22674-22683.

75. Hidaka M., Takagi Y., Takano T.Y., Sekiguchi, M. (2005) PCNA-MutSa-mediated binding of MutLa to replicative DNA with mismatched bases to induce apoptosis in human cells. Nucleic Acids Res., 33, 5703-5712.

76. Voigt J.M., Topal M.D. (1995) (36-methylguanine-induced replication blocks. Carcinogenesis, 16, 1775-1782.

77. Pauly G.T., Moschel R.C. (2001) Mutagenesis by <96-methyl-, C6-ethyl-, and O6-bezylguanine and 04-methylthymine in human cells: effects of 06-alkylguaninc-DNA alkyltransferase and mismatch repair. Chem. Res. Toxicol, 14, 894-900.

78. Mitra G., Pauly G.T., Kumar R., Pei G.K., Hughes S.H. (1989) Molecular analysis of O6-substituted guanine-induced mutagenesis of ras oncogenes. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 86, 8650-8654.

79. Bignami M., Lane D.P. (1990) 06-methylguanine in the SV40 origin of replication inhibits binding but increases unwinding by viral large T antigen. Nucleic Acids Res., 18, 3785-3793.

80. Dimitri A., Burns J.A., Broyde S., Scicchitano D.A. (2008) Transcription elongation past O6-methylguanine by human RNA polymerase II and bacteriophage T7 RNA polymerase. Nucleic Acids Res., 36, 6459-6471.

81. Yamini В., Yu X., Dolan M.E., Wu M.H., Kufe D.W., Weichselbaum R.R. (2007) Inhibition of nuclear factor-кВ activity by temozolomide involves 06-methylguanine induced inhibition of p65 DNA binding. Cancer Res., 67, 6889-6898.

82. Tamatani M., Che Y.H., Matsuzaki H., Ogawa S., Okado H„ Miyake S., Mizuno Т., Tohyama M. (1999) Tumor necrosis factor induces Bcl-2 and Bcl-x expression through NFkappaB activation in primary hippocampal neurons. J. Biol. Chem., 274, 8531-8538.

83. Ochs K., Kaina B. (2000) Apoptosis induced by DNA damage 06-methylguanine is Bcl-2 and caspase-9/3 regulated and Fas/caspase-8 independent. Cancer Res., 60, 5815-5824.

84. Bonfanti M., Broggini M., Prontera C., D'lncalci M. (1991) 06-methylguanine inhibits the binding of transcription factors to DNA. Nucleic Acids Res., 19, 5739-5742.

85. Voigt J.M., Topal M.D. (1990) 06-methylguanine in place of guanine causes asymmetric single-strand cleavage of DNA by some restriction enzymes. Biochemistry, 29, 1632-1637.

86. Boehm T.L, Drahovsky D. (1981) Hypomethylation of DNA in Raji cells after-treatment with iV-methyl-iV-nitrosourea. Carcinogenesis, 2, 39-42.

87. Hepburn P.A., Margison G.P., Tisdale M.J. (1991) Enzymatic methylation of cytosine in DNA is prevented by adjacent Oe-methylguanine residues. J Biol Chem., 266, 7985-7987.

88. Tan N.W., Li B.F. (1990) Interaction of oligonucleotides containing 6-O-methylguanine with human DNA (cytosine-5-)-methyltransferase.5iocftem/sfry, 29, 9234-9240.

89. Mattes W.B., Hartley J.A., Kohn K.W., Matheson D.W. (1988) GC-rich regions in genomes as targets for DNA alkylation. Carcinogenesis, 9, 2065-2072.

90. Kriek E., Rojas M., Alexandrov K., Bartsch H. (1998) Polycyclic aromatic hydrocarbon-DNA adducts in humans: relevance as biomarkers for exposure and cancer risk. Mutat. Res., 400; 215-231.

91. Pfeifer G.P., Denissenko M.F., Olivier M., Tretyakova N., Hecht S.S., Hainaut P. (2002) Tobacco smoke carcinogens, DNA damage and p53 mutations in smoking-associated cancers. Oncogene, 21, 7435-7451.

92. Alexandrov K., Rojas M., Rolando C. (2006) DNA damage by benzo(a)pyrene in human cells is increased by cigarette smoke and decreased by a filter containing rosemary extract, which lowers free radicals. Cancer Res., 66, 11938-11945.

93. Geacintov N.E., Cosman M., Hingerty B.E., Amin S., Broyde S., Patel D.J. (1997) NMR solution structure of stereoisomeric covalent polycyclic aromatic carcinogen-DNA adducts: principles, patterns, and diversity. Chem. Res. Toxicol., 10, 111-146.

94. Jiang G. J., Jankowiak R., Grubor N., Banasiewicz M., Small G.J., Skorvaga M., Houten

95. B.V., States J.C. (2004) Supercoiled DNA promotes formation of intercalated cis-N2-deoxyguanine and base-stacked /ra/zv-yV2-dcoxyguanine adducts by (+)-7R,8S-dihydrodiol-9S, 10R-epoxy-7,8,9,10-tetrahydrobenzoa.pyrene. Chem. Res. Toxicol., 17, 330-339.

96. Gunter M.J., Divi R.L., Kulldorff M., Vermeulen R., Haverkos K.J., Kuo M.M., Strickland P., Poirier M.C., Rothman N., Sinha R. (2007) Leukocyte polycyclic aromatic hydrocarbon-DNA adduct formation and colorectal adenoma. Carcinogenesis, 28, 1426-1429.

97. Alexandrov K., Rojas M., Geneste O., Castegnaro M., Camus A.M., Petruzzelli S., Giuntini

98. C., Bartsch H. (1992) An improved fluorometric assay for dosimetry of benzo(tf)pyrene diol-epoxide-DNA adducts in smokers' lung: comparisons with total bulky adducts and aryl hydrocarbon hydroxylase activity .Cancer Res., 52, 6248-6253.

99. Izzotti A., De Flora S., Petrilli G.L., Gallagher J., Rojas M., Alexandrov K., Bartsch H., Lewtas J. (1995) Cancer biomarkers in human atherosclerotic lesions: detection of DNA adducts. Cancer Epidemiol. Biomarkers Prev., 4, 105-110.

100. Tretyakova N., Guza R., Matter B. (2008) Endogenous cytosine methylation and the formation of carcinogen carcinogen-DNA adducts. Nucleic. Acids Symp. Ser. (Oxf)., 52, 49-50.

101. Matter В., Wang G., Jones R., Tretyakova N. (2004) Formation of diastereomeric benzoa.pyrene diol epoxide-guanine adducts in p53 gene-derived DNA sequences. Chem. Res. Toxicol., 17, 731-741.

102. Denissenko M.F., Chen J.X., Tang M.S., Pfeifer G.P. (1997) Cytosine methylation determines hot spots of DNA damage in the human P53 gene. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 94, 3893-3898.

103. Weisenberger D.J., Romano L.J. (1999) Cytosine methylation in a CpG sequence leads to enhanced reactivity with benzoa.pyrene diol epoxide that correlates with a conformational change. J. Biol. Chem., 274, 23948-23955.

104. Chen J.X., Zheng Y., West M., Tang M.S. (1998) Carcinogens preferentially bind at methylated CpG in the p53 mutational hot spots. Cancer Res., 58, 2070-2075.

105. Xu R., Мао В., Amin S., Geacintov N.E. (1998) Bending and circularization of site-specific and stereoisomeric carcinogen-DNA adducts. Biochemistry, 37, 769-778.

106. Xie X., Geacintov N.E., Broyde S. (1999) Origins of conformation differences between cis and trans DNA adducts derived from enantiomeric a«//-benzoa.pyrene diol epoxides. Chem. Res. Toxicol., 12, 597-609.

107. Huang W., Amin S., Geacintov N.E. (2002) Fluorescence characteristics of site-specific and stereochemically distinct benzoa.pyrene diol epoxide-DNA adducts as probes adducts conformation. Chem. Res. Toxicol., 15, 118-126.

108. Cosman M., Hingerty B.E., Geacintov N.E., Broyde S., Patel D.J. (1995) Structural alignments of (+)- and (-)-^ra/w-a«ft'-benzo|>.pyrene-dG adducts positioned at a DNA template-primer junction. Biochemistry, 34, 15334-15350.

109. Feng В., Gorin A., Hingerty B.E., Geacintov N.E., Broyde S., Patel D.J. (1997) Structural alignment of the (+)-/ra«5-a«//-benzoa.pyrene-dG adduct positioned opposite dC at a DNA template-primer junction. Biochemistry, 36, 13769-13779.

110. Liu Т., Xu J., Tsao H., Li В., Xu R., Yang C., Amin S., Moriya M., Geacintov N.E. (1996) Base sequence-dependent bends in site-specific benzoa.pyrene diol epoxide-modified oligonucleotide duplexes. Chem. Res. Toxicol., 9, 255-261.

111. Tsao H., Мао В., Zhuang P., Xu R., Amin S., Geacintov N.E. (1998) Sequence dependence and characteristics of bends induced by site-specific polynuclear aromatic carcinogen-deoxyguanosine lesions in oligonucleotides. Biochemistry, 37, 4993-5000.

112. Braithwaite E., Wu X., Wang Z. (1998) Repair of DNA lesions induced by polycyclic aromatic hydrocarbons in human cell-free extracts: involvement of two excision repair mechanisms in vitro. Carcinogenesis, 19, 1239-1246.

113. Hess Т. M., Gunz D., Luneva N., Geacintov N.E., Naegeli H. (1997) Base pair conformation-dependent excision of bcnzo«.pyrene diol epoxide-guanine adducts by human nucleotide excision repair enzymes. Mol Cell Biol, 17, 7069-7076.

114. Muheim R., Buterin Т., Colgate K.C., Kolbanovsij A., Geacintov N.E., Naegeli H. (2003) Modulation of human nucleotide excision repair by 5-methylcytosines. Biochemistry, 42, 32473254.

115. Friedberg E.C. (2001) How nucleotide excision repair protects against cancer. Nat. Rev. Cancer., 1, 22-33.

116. Wu J., Gu L., Wang H., Geacintov N.E., Li G.M. (1999) Mismatch repair processing of carcinogen-DNA adducts triggers apoptosis. Mol. Cell. Biol., 19, 8292-8301.

117. Xu P., Oum L., Beese L.S., Geacintov N.E., Broyde S. (2007) Following an environmental carcinogen A^-dG adduct through replication: elucidating blockage and bypass in a high-fidelity DNA polymerase. Nucleic Acids Res., 35, 4275-4288.

118. Lipinski L.J., Ross H.L., Zajc В., Sayer J.M., Jerina D.M., Dipple A. (1998) Effect of single benzoa.pyrene diol epoxide-deoxyguanosine adducts on the action of DNA polymerases in vitro. Int. J. Oncol., 13, 269-273.

119. Hruszkewycz A.M., Canella K.A., Peltonen K., Kotrappa L., Dipple A. (1992) DNA polymerase action on benzoa.pyrene-DNA adducts. Carcinogenesis, 13, 2347-2352.

120. Choi D.J., Marino-Alessandri D.J., Geacintov N.E., Scicchitano D.A. (1994) Site-specific benzoa.pyrene diol epoxide-DNA adducts inhibit transcription elongation by bacteriophage T7 RNA polymerase. Biochemistry, 33, 780-787.

121. MacLeod M.C., Powell K.L., Kuzmin V.A., Kolbanovskiy A., Geacintov N.E. (1996) Interference of benzoa.pyrene diol epoxide-deoxyguanosine adducts in a GC box with binding of the transcription factor Spl. Mol. Carcinog., 16, 44-52.

122. Persson A.E., Ponten I., Cotgreave I., Jernstrom B. (1996) Inhibitory effects on the DNA binding of AP-1 transcription factor to an AP-1 binding site modified by benzoa.pyrene 7,8-dihydrodiol 9,10-epoxide diastereomers. Carcinogenesis, 17, 1963-1969.

123. Johnson D.G., Coleman A., Powell K.L., MacLeod M.C. (1997) High-affinity binding of the cell cycle-regulated transcription factors E2F1 and E2F4 to benzoa.pyrene diol epoxide-DNA adducts. Mol Carcinog., 20, 216-223.

124. Denissenko M.F., Pao A., Tang M., Pfeifer G.P. (1996) Preferential formation of" ~ benzoa.pyrene adducts at lung cancer mutational hotspots in P53. Science, 274,' 430-432.

125. Wilson V.L., Smith R.A., Longoria J., Liotta M.A., Harper C.M., Harris C.C. (1987) Chemical carcinogen-induced decreases in genomic 5-methyldeoxycytidine content of normal human bronchial epithelial cells. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 84, 3298-3301.

126. Wojciechowski M.F., Meehan T. (1984) Inhibition of DNA methyltransferases in vitro by benzoa.pyrene diol epoxide-modified substrates. J. Biol. Chem., 259, 9711-9716.

127. Sadikovic В., Rodenhiser D.I. (2006) Benzopyrene exposure disrupts DNA methylation and growth dynamics in breast cancer cells. Toxicol. Appl. Pharmacol., 216, 458-468.

128. Ruchirawat M., Becker F.F., Lapeyre J.N. (1984) Mechanism of rat liver DNA methyltransferase interaction with anti-benzoa.pyrenediol epoxide modified DNA templates. Biochemistry, 23, 5426-5432.

129. Edwards T.M., Myers J.P. (2007) Environmental exposures and gene regulation in disease etiology. Environ. Health. Perspect., 115, 1264-1270.

130. Jirtle R.L., Skinner M.K. (2007) Environmental epigenomics and disease susceptibility. Nat. Rev. Genet., 8, 253-262.

131. Jeltsch A. (2006) Molecular enzymology of mammalian DNA methyltransferases. Curr. Top. Microbiol. Immunol., 301, 203-225.

132. Goll M.G., Bestor Т.Н. (2005) Eukaryotic cytosine methyltransferases. Annu. Rev. Biochem., 74, 481-514.

133. Smith S.S., Kan J.L., Baker D.J., Kaplan B.E., Dembek P. (1991) Recognition of unusual DNA structures by human DNA (cytosine-5)methyltransferase. J. Mol. Biol., 217, 39-51.

134. Hermann A., Goyal R., Jeltsch A. (2004) The Dnmtl DNA-(cytosine-C5)-methyltransferase methylates DNA processively with high preference for hemimethylated target sites. J. Biol. Chem., 219, 48350-48359.

135. Leonhardt H., Page A.W., Weier H.U., Bestor Т.Н. (1992) A targeting sequence directs DNA methyl transferase to sites of DNA replication in mammalian nuclei. Cell, 71, 865-873.

136. Rountree M.R., Bachman K.E., Baylin S.B. (2000) Dnmtl binds HDAC2 and a new compressor, DMAP1, to form a complex at replication foci. Nat. Genet., 25, 269-277.

137. Ко Y.G., Nishino K., Hattori N., Arai Y., Tanaka S., Shiota K. (2005) Stage-by-stage change in DNA methylation status of Dnmtl locus during mouse early development. J. Biol. Chem., 280, 9627-9634.

138. Okano M., Xie S., Li E. (1998) Cloning and characterization of a family of novel mammalian DNA (cytosine-5) methyltransferases. Nat. Genet., 19, 219-220.

139. Gowher H., Jeltsch A. (2001) Enzymatic properties of recombinant Dnmt3a DNA methyltransferase from mouse: the enzyme modifies DNA in a non-processive manner and also methylates non-CpG sites. J Mol. Biol., 309, 1201-1208.

140. Zardo G., Fazi F., Travaglini L., Nervi C. (2005) Dynamic and reversibility of heterochromatic gene silencing in human disease. Cell Res., 15, 679-690.

141. Xie S„ Wang Z., Okano M., Nogami M., Li Y„ He W.W., Okumura K., Li E. (1999) Cloning, expression and chromosome locations of the human DNMT3 gene family. Gene, 236, 87-95.

142. Feng J., Chang H., Li E., Fan G. (2005) Dynamic expression of de novo DNA methyltransferases Dnmt3a and Dnmt3b in the central nervous system. JNeurosci. Res., 79, 734746.

143. Rhee I., Jair K.W., Yen R.W., Lengauer C., Herman J.G., Kinzler K.W., Vogelstein В., Baylin S.B., Schuebel K.E. (2000) CpG methylation is maintained in human cancer cells lacking DNMT1. Nature, 404, 1003-1007.

144. Ting A.H., Jair K.W., Schuebel K.E., Baylin S.B. (2006) Differential requirement for DNA methyltransferase 1 in maintaining human cancer cell gene promoter hypermethylation. Cancer Res., 66, 729-735.

145. Zheng D.L., Zhang L., Cheng N., Xu X., Deng Q„ Teng X.M., Wang K.S, Zhang X., Huang J., Han Z.G. (2009) Epigenetic modification induced by hepatitis В virus X protein via interaction with de novo DNA methyltransferase DNMT3A. J. Hepatol., 50, 377-387.

146. Kangaspeska S., Stride В., Metivier R., Polycarpou-Schwarz M., Ibberson D., Carmouche R.P., Benes V., Gannon F., Reid G. (2008) Transient cyclical methylation of promoter DNA. Nature, 452, 112-115.

147. Yamagata Y., Asada H., Tamura I., Lee L., Maekawa R., Taniguchi K., Taketani Т., Matsuoka A., Tamura H., Sugino N. (2009) DNA methyltransferase expression in the human endometrium: down-regulation by progesterone and estrogen. //wm. Reprod., 1, 1-7.

148. Kim G.D., Ni J., Kelesoglu N., Roberts R.J., Pradhan S. (2002) Co-operation and communication between the human maintenance and de novo DNA (cytosine-5) methyltransferases. EMBOJ., 21, 4183-4195.

149. Fatemi M., Hermann A., Gowher H., Jeltsch A. (2002) Dnmt3a and Dnmtl functionally cooperate during de novo methylation of DNA. Eur. J. Biochem., 269, 4981-4984.

150. Kumar S., Cheng X., Klimasauskas S., Mi S., Posfai J., Roberts R.J., Wilson G.G. (1994) The DNA (cytosine-5) methyltransferases. Nucleic Acids Res., 22, 1-10.

151. Posfai J., Bhagwat A.S., Posfai G. Roberts R.J. (1989) Predictive motifs derived from cytosine methyltransferases. Nucleic Acids Res., 17, 2421-2435.

152. Margot J.B., Aguirre-Arteta A.M., Di Giacco B.V., Pradhan S., Roberts R.J., Cardoso M.C., Leonhardt H. (2000) Structure and function of the mouse DNA methyltransferase gene: Dnmtl shows a tripartite structure. J. Mol. Biol., 297, 293-300.

153. Gowher H., Jeltsch A. (2002) Molecular enzymology of the catalytic domains of the Dnmt3a and Dnmt3b DNA methyltransferases. J. Biol. Chem., 211, 20409-20414.

154. Nur I., Szyf M., Razin A., Glaser G., Rottem S., Razin S. (1985) Procaryotic and eucaryotic traits of DNA methylation in spiroplasmas (mycoplasmas). J. Bacteriol., 164, 19-24.

155. Pradhan S., Roberts R.J. (2000) Hybrid mouse-prokaryotic DNA (cytosine-5) methyltransferases retain the specificity of the parental C-terminal domain. EMBO J., 19, 21032114.

156. Дарий М.В., Кирсанова О.В., Друца В.Л., Кочетков С.Н., Громова Е.С. (2007) Выделение и сайт-направленный мутагенез ДНК-метилтрансферазы Sssl. Мол. Биол., 41, 121-129.

157. Klimasauskas S., Roberts R.J. (1995) M.Hhal binds tightly to substrates containing mismatches at the target base. Nucleic Acids Res., 23, 1388-1395.

158. Zingg J.-M., Shen J.-C., Yang A.S., Rapoport H., Jones P.A. (1996) Methylation inhibitors can increase the rate of cytosine deamination by (cytosine-5)-DNA methyltransferase. Nucleic Acids Res., 24, 3267-3275.

159. Shen J.C., Rideout W.M. 3rd, Jones P.A. (1992) High frequency mutagenesis by a DNA methyltransferase. Cell, 71, 1073-1080.

160. Jia D., Jurkowska R.Z., Zhang X., Jeltsch A., Cheng X. (2007) Structure of Dnmt3a bound to Dnmt3L suggests a model for de novo DNA methylation. Nature, 449, 248-251.

161. Cheng X., Blumenthal R. (2008) Mammalian DNA methyltransferases: a structural perspective. Structure, 16, 341-350.

162. Jurkowska R.Z., Anspach N., Urbanke C., Jia D., Reinhardt R., Nellen W., Cheng X., Jeltsch A. (2008) Formation of nucleoprotein filaments by mammalian DNA methyltransferase Dnmt3a in complex with regulator Dnmt3L. Nucleic Acids Res., 36, 6656-6663.

163. Dixon M., Webb E.C., Thome C.J.R., Tipton K.F. (1979) Enzymes, 3rd ed. Longman Group Ltd., London, pp. 140-148.

164. Robertson A.K., Geiman T.M., Sankpal U.T., Hager G.L., Robertson K.D. (2004) Effects of chromatin structure on the enzymatic and DNA binding functions of DNA methyltransferases Dnmtl and Dnmt3a in vitro. Biochem. Biophys. Res. Commun., 322, 110-118.

165. Fellinger K., Rothbauer U., Felle M., Langst G., Leonhardt H. (2009) Dimerization of DNA methyltransferase 1 is mediated by its regulatory domain. J. Cell. Biochem., 106, 521-528.

166. Fersht A. (1999) Structure and mechanism in protein science: a guide to enzyme catalysis and protein folding, second printing. W.H. Freeman and Company, U.S.A., pp. 199-201.

167. Gowher H., Liebert K., Hermann A., Xu G., Jeltsch A. (2005) Mechanism of stimulation of catalytic activity of Dnmt3a and Dnmt3b DNA-(cytosine-C5)-methyltransferases by Dnmt3L. J. Biol Chem., 280, 13341-13348.

168. Ooi S.K., Bestor Т.Н. (2008) The colorful history of active DNA demethylation. Cell, 133, 1145-1148.

169. Lindstrom W.M. Jr., Flynn J., Reich N.O. (2000) Reconciling structure and function in Hhal DNA cytosine-C-5 methyltransferase. J Biol Chem, 275, 4912-4919.

170. Svedruzic Z.M., Reich N.O. (2004) The mechanism of target base attack in DNA cytosine carbon 5 methylation. Biochemistry, 43, 11460-11473.

171. Renbaum P., Razin A. (1995) Footprint analysis of M.Sssl and M.Hhal methyltransferases reveals extensive interactions with the substrate DNA backbone. J. Mol. Biol., 248, 19-26.

172. Koudan E.V., Bujnicki J.M., Gromova E.S. (2004) Homology modeling of the CG-specific DNA methyltransferase SssI and its complexes with DNA and AdoHcy. J Biomol. Struct. Dyn., 22, 339-345.

173. O'Gara M., Klimasauskas S., Roberts R.J., Cheng X. (1996) Enzymatic C5-cytosine methylation of DNA: mechanistic implications of new crystal structures for Hhal methyltransferase-DNA-AdoHcy complexes. J. Mol. Biol., 261, 634-645.

174. Youngblood В., Buller F., Reich N.O. (2006) Determinants of sequence-specific DNA methylation: target recognition and catalysis are coupled in M.Hhal. Biochemistry, 45, 1556315572.

175. Bujnicki J.M., Radlinska M. (1999) Molecular phylogenetics of DNA 5mC-methyltransferases. Acta Microbiol. Pol., 48, 19-30.

176. Bolden A., Ward C., Siedlecki J.A., Weissbach A. (1984) DNA methylation. Inhibition of de novo and maintenance methylation in vitro by RNA and synthetic polynucleotides. J. Biol. Chem., 259, 12437-12443.

177. Jeltsch A. (2008) Reading and writing DNA methylation. Nat. Struct. Mol. Biol., 15, 10031004.

178. Hashimoto H., Horton J.R., Zhang X., Bostick M., Jacobsen S.E., Cheng X. (2008) The SRA domain of UHRF1 flips 5-methylcytosine out of the DNA helix. Nature, 455, 826-829.

179. Arita K., Ariyoshi M., Tochio H., Nakamura Y., Shirakawa M. (2008) Recognition of hemi-methylated DNA by the SRA protein UHRF1 by a base-flipping mechanism. Nature, 455, 818821.

180. Cantor C.R., Warshaw M.M., Shapiro H. (1970) Oligodeoxynucleotide interactions. 3. Circular dichroism studies of the conformation of deoxyoligodeoxynucleotides, Biopolymers 9, 1059-1077.

181. Vitzthum F., Bernhagen J. (2002) SYBR Green I: an ultrasensitive fluorescent dye for double-standed DNA quantification in solution and other applications. Recent Res. Devel. Anal. Biochem., 2, 65-93.

182. Zipper H., Brunner H., Bernhagen J., Vitzthum F. (2004) Investigations on DNA intercalation and surface binding by SYBR Green I, its structure determination and methodological implications. Nucleic Acids Res., 32, el03.

183. Воробьева, O.B., Карягина, A.C., Волков, E.M., Вирясов, М.Б., Орецкая, Т.С., Кубарева, Е.А. (2002) Анализ контактов метилтрансферазы SsoII с ДНК в фермент-субстратном комплексе. Биоорган, химия, 28, 402-410.

184. Yokochi Т., Robertson K.D. (2002) Preferential methylation of unmethylated DNA by Mammalian de novo DNA methyltransferase Dnmt3a. J. Biol. Chem., 277, 11735-11745.

Обратите внимание, представленные выше научные тексты размещены для ознакомления и получены посредством распознавания оригинальных текстов диссертаций (OCR). В связи с чем, в них могут содержаться ошибки, связанные с несовершенством алгоритмов распознавания. В PDF файлах диссертаций и авторефератов, которые мы доставляем, подобных ошибок нет.