Стехиометрия минорных последовательностей и гетероплазмия митохондриального генома Beta vulgaris тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.04, кандидат биологических наук Брагин, Антон Геннадьевич

• Брагин, Антон Геннадьевич
• кандидат биологических наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Брагин, Антон Геннадьевич

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1 Организация мтДНК высших растений.

1.1.1 Структура мтДНК высших растений.

1.1.2 Последовательности мтДНК высших растений.

1.1.3 Гетероплазмия мтДНК высших растений и стехиометрия отдельных участков генома.

1.2 Изменчивость мтДНК и признак цитоплазматической мужской стерильности у высших растений.

1.2.1 Мутации мтДНК высших растений.

1.2.2 Ядерные локусы, контролирующие развитие ЦМС.

1.3 Организация митохондриального генома и ЦМС у сахарной свёклы Beta vulgaris.

1.3.1 Организация мтДНК Beta vulgaris с TV- и SVw/g-типами цитоплазм.

1.3.2 Признак ЦМС у сахарной свёклы.

1.3.3 Проблемы анализа гетероплазмии мтДНК и ЦМС у Beta vulgaris

1.4 Использование количественной ПЦР в реальном времени для детекции низкокопийных последовательностей.

1.5 Определение активностей ДНК-полимераз: обзор существующих методов.

1.5.1 Методы определения полимеразной активности.

1.5.2 Методы определения нуклеазной активности.

1.5.3 Использование методов определения активностей ДНК-полимераз для оптимизации ПЦР.

1.6 Оптимизация ПЦР в реальном времени и стандартизация флуоресцентно-меченных олигонуклеотидов.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1 Материалы.

2.1.1 Реактивы.

2.1.2 Олигонуклеотиды.

2.1.2.1 Праймеры и зонды для ПЦР.

2.1.2.2 Праймеры для ссквенирования.

2.1.2.3 Олигонуклеотиды, содержащие шпилечную структуру.

2.1.2.4 Гидролизуемые зонды для определения нуклеазной активности ДНК-полнмераз.

2.1.3 Образцы растений.

2.2 Методы.

2.2.1 Выделение нуклеиновых кислот.

2.2.1.1 Выделение митохондрий сахарной свеклы.

2.2.1.2 Выделение ДНК из митохондрий сахарной свеклы.

2.2.1.3 Выделение суммарной ДНК из проростков сахарной свёклы.

2.2.1.4 Выделение мтРНК.

2.2.1.5 Выделение плазмидной ДНК.

2.2.1.6 Выделение плазмидной ДНК в макроколичествах.

2.2.2 Полимеразная цепная реакция.

2.2.2.1 Традиционная ПЦР.

2.2.2.2 ПЦР в реальном времени.

2.2.2.3 ПЦР в реальном времени с использованием SYBR Green 1.

2.2.2.4 ПЦР в реальном времени с использованием гидролизуемых зондов.

2.2.2.5 Мультиплексная ПЦР в реальном времени с использованием гидролизуемых зондов.

2.2.3 Клонирование и другие манипуляции с продуктами амплификаци.59 2.2.3.1 Гель-электрофорез и очистка продуктов ПЦР.

2.2.3.2 Клонирование продуктов ПЦР.

2.2.3.3 Секвенирование клонированных последовательностей.

2.2.4 Определение полимеразной и нуклеазной активностей ДНК-полимераз.

2.2.5 Определение параметров флуоресцентно-меченных олигонуклеотидов.

2.2.5.1 Снятие спектров поглощения и спектров флуоресценции.

2.2.5.2 Разработка программного обеспечения, предназначенного для анализа спектров поглощения и флуоресценции.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1 Анализ копийности последовательностей мтДНК Beta vulgaris методом ПНР в реальном времени в варианте с использованием флуорохрома SYBR Green 1.

3.2 Анализ копийности последовательностей мтДНК расширенной выборки линий и сортов Beta vulgaris методом ПЦР в реальном времени в варианте с использованием гидролизуемых зондов.

3.2.1 Применение ПЦР в реальном времени для оценки копийности последовательностей мтДНК Beta vulgaris с нормировкой на универсальные маркёры мтДНК.

3.2.2 Анализ присутствия универсального маркера orfB.

3.2.3 Анализ стехиометрии TV-специфичного маркера orf246.

3.2.4 Оценка копийности б'гм/^-специфичных маркёров.

3.2.5 Мультиплексная ПЦР в реальном времени для одновременной количественной детекции двух маркёров мтДНК.

3.2.6. Анализ связи копийности последовательностей N- и Svw/g-типа и пыльцевого фенотипа у Beta vulgaris.

3.3 Оптимизация ПЦР в реальном времени для детекции низкокопийных последовательностей митохондриального генома.

3.3.1 Оптимизация состава реакционной смеси.

3.3.2 Оптимизация активности ДНК-полимеразы в реакционной смеси: разработка метода определения полимеразной и эндонуклеазной активности.

3.3.2.1 Область применения метода.

3.3.2.2 Выбор комплекса праймер-матрица, оптимального для регистрации полимеразной активности.

3.3.2.3 Определение полимеразной и нуклеазной активностей ДНК-полимераз с использованием олигонуклеотидов, образующих шпильку.

3.3.2.4 Регистрация эндонуклеазной активности ДНК-полимераз.

3.3.2.5 Определение температурно-временных параметров диссоциации комплексов Taq-пoлимepaзaЛgG (со специфичными к Taq-полимеразе сайтами связывания антигена).

3.3.2.6 Сравнение активностей ферментов различных партий и тестирование влияния различных соединений на ДНК-полимеразную и нуклеазную активности полимераз.

3.3.4 Анализ качества флуоресцентно-меченных олигнулеотидов.

3.3.4.1 Автоматический анализ спектров поглощения и спектров флуоресценции флуоресцентно-меченых олигнулеотидов и разработка графического интерфейса пользователся.

3.3.4.2 Влияние качества препарата флуоресцентно-меченного олигонуклеотида на ПЦР.

3.3.5. Анализ гетероплазматического состояние митохондриальной ДНК сахарной свёклы: роль методологических исследований в развитии фундаментальных предствлений и практических приложений.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Стехиометрия минорных последовательностей и гетероплазмия митохондриального генома Beta vulgaris»

Митохондриальные геномы растений обладают рядом характерных черт, которые отличают их от митохондриальных геномов грибов и животных. Главными структурными отличиями являются большие размеры при сходной кодирующей ёмкости, что связано с наличием протяженных некодирующих областей, и сложная комплексная организация: присутствие в митохондриальной фракции ДНК конкатемеров, а-структур, субгеномных кольцевых и линейных вариантов, стехиометрия которых может варьировать в том числе и для разных особей одного вида (Dale et al., 1981; Mikami et al. 1984; Dudareva et al., 1988; Ivanov et al., 2004). Это приводит к тому, что традиционное представление полных последовательностей геномов митохондрий растений в форме «основной хромосомы» как правило не отражает их состояние in vivo, так как не учитывает количественный вклад отдельных последовательностей в составе митохондриальной ДНК и возможности присутствия низкокопийных и рекомбиногенных вариантов. В настоящее время известно, что проявление ряда фенотипических признаков растений непосредственно связано с организацией митохондриальной ДНК, одним из примеров подобных признаков является цитоплазматическая мужская стерильность.

Признак цитоплазматической мужской стерильности (ЦМС) связан с присутствием в митохондриях особого типа генома (для ЦМС Оуэновского типа у сахарной свеклы (Beta vulgaris) это геном Svulg). ЦМС проявляется при наличии особого ядерного окружения и заключается в неспособности растения производить фертильную пыльцу. К настоящему времени полностью секвенированы два варианта «основной хромосомы» митохондриального генома В. vulgaris - обеспечивающий образование фертильной пыльцы (iV-тип) и митохондриальный геном Svulg-тшт (Kubo et al., 2000; Satoh et al., 2004). Однако большое количество уникальных для каждого из геномов областей не позволяют связать ЦМС с утратой или приобретением какой-то отдельной последовательности. Анализ трансляционных спектров N и Svulg митохондрий также не позволил однозначно установить детерминанту ЦМС на белковом уровне (Ducos et al., 2001).

Для ряда видов растений показана роль увеличения (путём рекомбинации или избирательной амплификации) дозы отдельных химерных последовательностей мтДНК в развитии ЦМС (Dale et al., 1981; Mikami et al. 1984; Bailey-Serres et al., 1987); для фасоли (Phaseolus vulgaris) показана связь признака с избирательной амплификацией отдельных субгеномных вариантов (Arrieta-Montiel et al., 2001). Вероятно, что проявление признака ЦМС у В. vulgaris обеспечивается не только присутствием генома («основной хромосомы») определенного типа, но и составом и стехиометрией субгеномных вариантов. В этом случае, установление связи между ЦМС и структурой генома митохондрий у этого вида требует анализа состава и копийности субгеномных вариантов мтДНК в цитоплазмах мужскостерильных и фертильных растений. Важно отметить, что стехиометрия отдельных последовательностей, входящих в состав генома митохондрии, может отличаться более чем в 1000 раз, что приводит к необходимости использования высокочувствительных методов с широким диапазоном детекции и тщательной их оптимизации.

Оценка копийности последовательностей нуклеиновой кислоты (НК) представляет собой сложную задачу, решение которой связано с адаптацией существующих и разработкой новых методов, позволяющих определять стехиометрию целевой последовательности с высокой точностью и чувствительностью (Covill et al, 2001; Giulietti et al., 2001; Williams, 2009). Область применения подобных методов, помимо оценки зависимости копийности и экспрессии генов от стадии развития организма, условий окружающей среды и развития патологических процессов, включает также анализ присутствия тех или иных организмов или форм организмов в исследуемом образце, что находит широкое применение в масштабной характеристике микроорганизменного состава природных сред (Spiro et al., 2002; De Koning et al., 2008) и клинической диагностике возбудителей инфекционных заболеваний (Schlemmer et al., 2004).

Метод ПЦР в реальном времени в настоящий момент является одним из наиболее точных и чувствительных методов количественной детекции последовательностей ДНК, ' однако для получения достоверных результатов он требует тщательной оптимизации (Freeman et al., 1999; Bustin, 2002; Bustin et al., 2004). Предельная теоретическая чувствительность метода ПЦР составляет одну копию последовательности НК на реакцию (Wabuyele and Soper, 2001; Piggee, 2008), однако реальная чувствительность может варьировать в широких пределах в зависимости от структуры анализируемой последовательности, последовательностей праймеров и зондов, используемых для амплификации и детекции накопления продукта амплификации, протекания в реакционной смеси конкурирующих реакций и наличия в ней ингибиторов, свойств используемого в реакции фермента (таких как процессивность и температурная стабильность). Данные факторы влияют как на порог детекции, так и на характер зависимости аналитического сигнала от количества анализируемой последовательности, затрудняя достоверную количественную оценку.

Использование метода ПЦР в реальном времени для оценки количества анализируемой НК требует учёта перечисленных факторов и уменьшения влияния тех из них, которые оказывают выраженное негативное влияние на чувствительность и воспроизводимость реакции, что достигается разработкой и включением в процесс анализа контрольных образцов различного рода, использованием методов характеризации ключевых компонентов реакционной смеси, таких как ДНК-полимераза и флуоресцентно-меченый олигонуклеотидный зонд, оптимизацией состава реакционной смеси и температурных параметров реакции. Наиболее тщательная оптимизация требуется в тех случаях, когда число копий анализируемых последовательности может меняться в широких пределах: от единичных копий до десятков и сотен тысяч копий на образец, что имеет место для митохондриальной ДНК растений, копийность генов в составе которой может варьировать в пределах нескольких порядков для разных организмов, в разных тканях одного растения и в зависимости от условий среды (Leaver et al., 1988). Таким образом, установление характера причинно-следственной связи между развитием признака ЦМС и организацией генома митохондрий сахарной свёклы требует достоверной оценки стехиометрии отдельных последовательностей-кандидатов, что, в свою очередь, связано с необходимостью разработки методических подходов, направленных на усовершенствование метода ПЦР в реальном-времени и позволяющих проводить количественную детекцию отдельных последовательностей ДНК с максимальной достоверностью в широком диапазоне значений.

Целью настоящей работы являлось изучение организации митохондриального генома Beta vulgaris и анализ гетероплазматического состояния митохондриальной ДНК, характерной для фертильных растений сахарной свёклы и растений с оуэновским типом цитоплазматической мужской стерильности.

Для достижения цели были поставлены следующие задачи:

1. Разработка и оптимизация системы количественной детекции маркерных последовательностей в составе мтДНК сахарной свеклы с использованием ПЦР в реальном времени. С учётом специфики объекта и необходимости достоверного определения количества маркёров в широком диапазоне концентраций, решение этой задачи потребовало решения ряда промежуточных задач, таких как: 1.1. Разработка протокола флуоресцентной детекции ДНК-зависимой ДНК-полимеразной и нуклеазной активностей ДНК-полимераз в режиме реального времени и оценка влияния на них различных факторов, как химической, так и физической природы.

1.2. Разработка системы оценки качества флуоресцентных зондов, используемых в ПЦР в реальном времени. 2. Анализ гетероплазматического состояния митохондриальной ДНК фертильных растений сахарной свеклы (Beta vulgaris) и растений, характеризующихся проявлением признака цитоплазматической мужской стерильности, методом ПЦР в реальном времени и анализ связи стехиометрии отдельных последовательностей и пыльцевого фенотипа.

Заключение диссертации по теме «Клеточная биология, цитология, гистология», Брагин, Антон Геннадьевич

ВЫВОДЫ

1. Показано присутствие Svulg- специфичных маркёров orf324 и Z(S) в мтДНК Beta vulgaris //-типа и iV-специфичных маркёров atp6(N) и atpA(N) в мтДНК Beta vulgaris Svulg-тшт, с использованием ПЦР в реальном времени в варианте с флуоресцентным красителем. Разница между копийностями последовательностей, входящих в состав доминирующего варианта мтДНК, и последовательностями, входящими в состав минорного варианта, доходила до трёх порядков. Для последовательности orf324, которая по результатам геномного секвенирования расценивалась как специфичная для оуэновской цитоплазмы, показана высокая копийность в мтДНК фертильных растений.

2. Впервые разработан метод, позволяющий одновременно определять ДНК-полимеразную и нуклеазную активности ДНК-полимераз. Показана его применимость для оценки количества и нормировки активностей широкого спектра ДНК-полимераз, оптимизации состава реакционных смесей, содержащих полимеразы, в том числе смесей, для ПЦР в реальном времени, оценки эффективности образования комплекса «полимераза-антитела» и оптимизации «горячего старта». Метод основан на измерении флуоресценции и может использоваться в стандартной лабораторной практике.

3. Разработан метод стандартизации флуоресцентно-меченых олигонуклеотидов, основанный на анализе спектров поглощения и флуоресценции. Метод позволяет проводить оценку степени мечения олигонуклеотидов флуорофорами и гасителями флуоресценции, что облегчает оптимизацию и контроль качества реакций, в которых используются подобные олигонуклеотиды, например, ПЦР в реальном времени в варианте с гидролизуемыми зондами.

4. Путём оценки копийности N- и 5уг</^-специфичных маркёров в мтДНК N- и Svulg-типов на расширенной выборке растений разных линий и сортов с использованием оптимизированной ПЦР в реальном времени в варианте с гидролизуемым олигонуклеотидным зондом показано, что гетероплазмия является нормальным состоянием мтДНК Beta vulgaris, и что количество доминирующего и минорного варианта может отличаться более чем на шесть порядков.

5. Предложен способ быстрого типирования цитоплазмы сахарной свёклы, основанный на использовании мультиплексной ПЦР в реальном времени в варианте с гидролизуемым олигонуклеотидным зондом.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Брагин, Антон Геннадьевич, 2010 год

1. Аульченко Ю.С., Вепрев С.Г., Аксенович Т.И. Изменение типа цитоплазмы усахарной свеклы (Beta vulgaris L.) при инбридинге. II. Сегрегационный анализ родословной II Генетика. 1997. Т.ЗЗ. С.808-815.

2. Бузанов И. Ф. Биология и селекция сахарной свеклы. М.: Колос. 1968. 775 с.

3. Вепрев С.Г., Дикалова А.Э., Мглинец А.В., Поповский А.В., Малецкий С.И.

4. Изменение типа цитоплазмы у сахарной свеклы (Beta vulgaris L.) при инбридинге. I. Гибридологический анализ и тестирование типа митохондриальной ДНК П Генетика. 1997. Т.ЗЗ. С.799-807.

5. Малецкий С.И., Вепрев С.Г., Шавруков Ю.Н., Коновалов А.А., Малецкая Е.И.,

6. Дударева Н.А., Мглинец А.В. Генетический контроль размножения сахарной свеют. Новосибирск: Наука, 1991. 168 с.

7. Степанова Р.Ф. Использование компьютерных технологий в практике количественного анализа. Потенциометрический и фотометрический методы: Учебное пособие. Самара: Изд-во "Самарский университет", 2003. с. 31.

8. Abdelnoor R.V., Yule R., Elo A., Christensen A.C., Meyer-Gauen G., Mackenzie S.A.

9. Substoichiometric shifting in the plant mitochondrial genome is influenced by a gene homologous to MutS II Proc Natl Acad Sci USA. 2003. V. 100. P. 5968-5973.

10. Aksyonova E., Sinyavskaya M., Danilenko N., Pershina L., Nakamura C., Davydenko O.

11. Heteroplasmy and paternally oriented shift of the organellar DNA composition in barleywheat hybrids during backcrosses with wheat parents II Genome. 2005. Y.48. P. 761-769.

12. Allen J.O., Fauron C.M., Minx P., Roark L., Oddiraju S., Lin G.N., Meyer L., Sun H.,

13. Kim K., Wang C., Du F., Xu D., Gibson M., Cifrese J., Clifton S.W., Newton K.J. Comparisons Among Two Fertile and Three Male-Sterile Mitochondrial Genomes of Maize // Genetics. 2007. V.177. P. 1173-1192.

14. Andre C., Levy A., Walbot V. Small repeated sequences and the structure of plantmitochondrial genomes II Trends Genet. 1992. V. 8. P. 128-132.

15. Arezi В., Xing W., Sorge J., Hogrefe H. Amplification efficiency of thermostable DNApolymerases II Analytical Biochemistry. 2003. V.321. P. 226-235.

16. Arrieta-Montiel M., Lyznik A., Woloszynska M., Janska H., Tohme J., Mackenzie S.

17. Tracing evolutionary and developmental implications of mitochondrial stoichiometric shifting in the common bean!I Genetics. 2001. V. 158. P. 851-864.

18. Backert S., Lurz R., Borner T. Electron microscopic investigation of mitochondrial DNAfrom Chenopodium album (L.) II Curr. Genet. 1996. V.29. N.5. P.427-436.

19. Backert S., Meissner K., Borner T. Unique features of the mitochondrial rolling circleplasmid mpl from the higher plant Chenopodium album (L.) // Nucleic Acids Res. 1997. V.25(3). P. 582-589.

20. Bai R.-K., Wong L.-J.C. Detection and Quantification of Heteroplasmic Mutant

21. Mitochondrial DNA by Real-Time Amplification Refractory Mutation System Quantitative PCR Analysis: A Single-Step Approach II Clinical Chemistry. 2004. V.50(6). P. 996-1001.

22. Bailey-Serres G., Leroy P., Jones S.S., Wahleithner J.A., Wolstenholme D.R. Sizedistributions of circular molecules in plant mitochondrial DNAs II Curr. Genet. 1987. V.12. P.49- 53.

23. Bailey-Serres J., Hanson D.K., Fox T.D., Leaver C.J. Mitochondrial genomerearrangement leads to extension and relocation, of the cytochrome с oxidase subunit I gene in sorghum II Cell. 1986. V.47(4). P.567-576.

24. Bachmann В., Luke W., Hunsmann G., Improvement of PCR amplified DNA sequencingwith the aid of detergents //Nucleic Acids Research. 1990. V. 15(5). P. 1309.

25. Bendich A.J. Reaching for the ring: the study of mitochondrial genome structure II Curr.

26. Genet. 1993. V. 24. P. 279- 290.

27. Bendich A.J. Structural analysis of mitochondrial DNA molecules from fungi and plantsusing movingpictires andpulsed-field gel electrophoresis II J. Mol. Biol. 1996. V. 255. P. 564- 588.

28. Bergthorsson U., Richardson A.O., Young G.J., Goertzen L.R., Palmer J.D. Massivehorizontal transfer of mitochondrial genes from diverse land plant donors to the basal angiosperm Amborella II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. V. 101. P. 17747-17752.

29. Brears Т., Lonsdale D.M. The sugarbeet mt genome: a complex organization generatedby homologous recombination II Mol. Gen. Genet. 1988. V.214. P. 514—522.

30. Budar F., Touzet P., De Paepe R The nucleo-mitochondrial conflict in cytoplasmic malesterilities revisited II Genetica. 2003. V. 117. P. 3-16.

31. Bustin S.A. Absolute quantification of mRNA using real-time reverse transcriptionpolymerase chain reaction assays II Journal of Molecular Endocrinology. 2000. V.25. P. 169-193.

32. Bustin S.A., Quantification of mRNA using real-time reverse transcription PCR (RT

33. PCR): trends and problems II J. of Mol. Endocrinol. 2002. V. 29. P. 23-39.

34. Bustin, S.A., Nolan, Т., Pitfalls of quantitative real-time reverse-transcriptionpolymerase chain reaction //J. Biomol. Tech. 2004. V. 15 (3). P. 155-166.

35. Cantor C.R., Tinoco I.Jr. Calculated optical properties of 64 trinucleoside diphosphates

36. Biopolymers. 1967. V.5(9). P. 821-835.

37. Cavaluzzi M.J., Borer P.N. Revised UV extinction coefficients for nucleoside-5'monophosphates and unpaired DNA and RNA // Nucleic Acids Res. 2004. V.32(l). el3.

38. Chandler D.P., Wagnon C.A., Bolton H.J.R. Reverse transcriptase (RT) inhibition of

39. PCR at low concentrations of template and its implications for quantitative RT-PCR II Applied and environmental microbiology. 1998. V.64(2). P. 669-677.

40. Chang T.L., Stoike L.L., Zarka D., Schewe G., Chiu W.L., Jarrell D.C., Sears B.B.

41. Characterization of primary lesions caused by the plastome mutator of Oenothera II Curr. Genet. 1996. V.30. P.522-530.

42. Chavan S.J., Prochaska H.J. Fluorometric measurement of reverse transcriptase activitywith 4' 6-diamidino-2-phenylindole II Anal Biochem. 1995. V.225(l). P. 54-59.

43. Cheng D., Kitazaki K., Xu D., Mikami Т., Kubo T. The distribution of normal and malesterile cytoplasms in Chinese sugar-beet germplasm II Euphytica. 2009. V.165. P. 345351.

44. Cho Y, Mower J.P, Qiu Y.L, Palmer J.D. Mitochondrial substitution rates areextraordinarily elevated and variable in a genus of flowering plants II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. V.101(51) P.17741-17746.

45. Choi S.J., Szoka F.C. Fluorometric determination of deoxyribonuclease I activity with

46. PicoGreen И Anal. Biochem. 2000. V.281(l). P. 95-97.

47. Clifton S.W., Minx P., Fauron C.M., Gibson M., Allen J.O., Sun H., Thompson M.,

48. Barbazuk W.B., Kanuganti S., Tayloe C., Meyer L., Wilson R.K., Newton K.J. Sequence and comparative analysis of the maize NB mitochondrial genome // Plant Physiol. 2004. V. 136. P.3486-3503.

49. Conklin P.L., Hanson M.R. Recombination of plant mitochondrial genomes II

50. Homologous Recombination and Gene Silencing in Plants. Kluwer Academic Publishers, Netherlands. Paszkowski, J. (Ed.), 1994. P. 61-81.

51. Covill S., Mathis J., Hodge P., Cass M., Bott M., Bodrug S. Quantitative HCV TMA

52. Assay with Variable Dynamic Range II Abstr. Intersci. Conf. Antimicrob. Agents Chemother. 2001. V. 41. P. 16-19.

53. Cui X., Wise R.P., Schnable P.S. The rf2 nuclear restorer gene of male- sterile Tcytoplasm maize II Science. 1996. N. 272. P. 1334- 1336.

54. Dale R.M.K., Duesing J.H., Keen D. Supercoiled mitochondrial DNAs from plant tissueculture cells И Nucl. Acids Res. 1981. V.9. P.4583-4593.

55. Dann O., Bergen G., Demant E., and Volz G. Trypanocide Diamidine des Phynylbenzofurans, 2-Phenylindens und 2-Phenyl-indols II Ann. Chem. 1971. V.749. P. 68-89.

56. De Koning A.P., Noble G.P., Heiss A.A., Wong J., Keeling P.J. Environmental PCRsurvey to determine the distribution of a non-canonical genetic code in uncultivable oxymonads II Environ. Microbiol. 2008. V. 10(1). P. 65-74.

57. Ducos E., Touzet P., Boutry M. The male sterile G cytoplasm of wild beet displaysmodified mitochondrial respiratory complexes II Plant J. 2001. V. 26. P. 171-180.

58. Ducos E., Touzet P., Saumitou-Laprade P. Nuclear effect on mitochondrial proteinexpression of the CMS Owen cytoplasm in sugar beet II Theor. Appl. Genet. 2001. V.102. P. 1299-1304.

59. Dudareva N.A., Kiseleva E.V., Boyarintseva A.E., Maystrenko A.G., Khristolyubova N.

60. В., Salganik R. I. Structure of the mitochondrial genome of Beta vulgaris L. II Theor. Appl. Genet. 1988. N 76. P. 753- 759.

61. Dudareva N.A., Popovsky A.V., Kasjanova U.V., Veprev S.G., Mglinets A.V., Salganik

62. R. I. Expression of mitochondrial genes in fertile and sterile sugar beet cytoplasms with different nuclear fertility restorer genes II Theor. Appl. Genet. 1991. N 83. P. 217- 224.

63. Espy M.J., Uhl J.R., Sloan L.M., Buckwalter S.P., Jones M.F., Vetter E.A., Yao J.D.C.,

64. Wengenack N.L., Rosenblatt J.E., Cockerill F.R. Ill, Smith T.F. Real-Time PCR in Clinical Microbiology: Applications for Routine Laboratory Testing II Clinical Microbiology Reviews. 2006. V.19(l). P. 165-256.

65. Ferrari E., Wright-Minogue J., Fang W., Baroudy B.M., Lau J.Y., Hong Z.

66. Characterization of soluble hepatitis С virus RNAdependent RNA polymerase expressed in Escherichia coli //J. Virol. 1999. V.73. P. 1649-1654.

67. Freeman W.M., Walker S.J., Vrana K.E. Quantitative RT-PCR: pitfalls and potential II

68. Biotechniques. 1999. V. 26(1). P. 112-122, 124-125.

69. Freeman, W.M., Walker, S.J., Vrana, K.E., Quantitative RT-PCR: pitfalls and potential II

70. Biotechniques. 1999. V. 26(1). P. 112-122, 124-125.

71. Frey J.E., Frey В., Forcioli D. Quantitative assessment of heteroplasmy levels in Seneciovulgaris chloroplast DNA II Genetica. 2005. V. 123. P. 255-261.

72. Fujie M., Kuroiwa H., Kawano S., Kuroiwa T. Studies on the behavior of organelles andtheir nucleoids in the root apical meristem of Arabidopsis thaliana L. II col. Planta. 1993. V.189. P. 443-452.

73. Fujie M., Kuroiwa H., Kawano S., Mutoh S., Kuroiwa T. Behavior of organelles andtheir nucleoids in the shoot apical meristem during leaf development in Arabidopsis thaliana L. //Planta. 1994. V.194. P. 395-405.

74. Fujii S., Toriyama K. Genome barriers between nuclei and mitochondria exemplified bycytoplasmic male sterility II Plant Cell Physiol. 2008. V. 49(10). P. 1484-1494.

75. Garcia-Diaz A., Oya R., Sanchez A., Luque F. Effect of prolonged vegetativereproduction of olive tree cultivars (Olea europaea L.) in mitochondrial homoplasmy and heteroplasmy II Genome. 2003. V.46(3). P. 377-81.

76. Giulietti A. , Overbergh L., Valckx D., Decallonne В., Bouillon R., Mathieu C. An

77. Overview of Real-Time Quantitative PCR: Applications to Quantify Cytokine Gene Expression II Methods. 2001. V. 25(4). P. 386-401.

78. Hagihara E., Itchoda N. , Habu Y., Iida S., Mikami Т., Kubo T. Molecular mapping of afertility restorer gene for Owen cytoplasmic male sterility in sugar beet II Theoretical and Applied Genetics. 2005. V. 111(2). P. 250-255.

79. Handa H. Linear plasmids in plant mitochondria: Peaceful coexistences or maliciousinvasions? //Mitochondrion. 2008. V.8. P. 15-25

80. Hanson M.R., Folkerts O. Structure and function of the higher plant mitochondrialgenome II Int Rev Cytol. 1992. V.141.P. 129-172.

81. Hanson, M.R. and Bentolila, S. Interactions of mitochondrial and nuclear genes thataffect male gametophyte development II Plant Cell. 2004. 16 Suppl 1. P. 154-169.

82. Heid C.A., Stevens J., Livak K.J., Williams P.M. Real time quantitative PCR II Genome

83. Res. 1996. V.6(10). P. 986-994.

84. Henke W., Herdel K., Jung K., Schnorr D., Loening S.A. Betaine improves the PCRamplification of GC-rich DNA sequences II Nucleic Acids Research. 1997. V. 25(19). P. 3957-3958.

85. Hill I.R., Garnett M.C., Bignotti F., Davis S.S. Determination of protection from serumnuclease activity by DNA-polyelectrolyte complexes using an electrophoretic method II Anal. Biochem. 2001. V.291 (1). P. 62-68.

86. Hj erdin-Panagopoulos A, Kraft T, Rading I, Tuvesson S, Nilsson N-O (2002) Three OTLregions for restoration of Owen CMS in sugar beet// Crop Sci. 2002. V. 42 P. 540-544.

87. Ho D.L., Byrnes W.M., Ma W.P., Shi Y., Callaway D.J., Bu Z. Structure-specific

88. DNA-induced conformational changes in Taq polymerase revealed by small angle neutron scattering II J. Biol. Chem. 2004. V.10.1.279(37). P. 39146-39154.

89. Hochholdinger F., Guo L., Schnable P.S. Cytoplasmic regulation of the accumulation ofnuclear-encoded proteins in the mitochondrial proteome of maize II The Plant J. 2004. V. 37. P. 199-208.

90. Holland P.M., Abramson R.D., Watson R., Gelfand D.H. Detection of specificpolymerase chain reaction product by utilizing the 5' -> 3' exonuclease activity of Thermus aquaticus DNA polymerase II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. V.88. P. 7276-7280.

91. Hori K., Takahashi Т., Okada T. The measurement of exonuclease activities by atomicforce microscopy II Biomedical and Life Sciences and Physics and Astronomy. 1998. V.27(l). P. 63-68.

92. Hon К., Takahashi Т., Okada Т. The measurement of exonuclease activities by atomicforce microscopy II Biomedical and Life Sciences and Physics and Astronomy 1998. V. 27(1). P. 63-68.

93. Ivanov M.K., Revenko A.S., and Dymshits G.M. Cytoplasmic male sterility-associatedstructural variation of the mitochondrial genome regions containing rps3 and orf215 in sugar beet Beta vulgaris L. I/ Mol. Biol. (Moscow). 2004. V. 38(2). P. 413-419.

94. Jacobs M.A., Payne S.R., Bendich A. J., Moving pictures and pulsed-field gelelectrophoresis show only linear mitochondrial DNA molecules from yeasts with linear-mapping and circularmapping mitochondrial genomes // Curr. Genet. 1996. Y.30. P. 3-11.

95. Janska H., Sarria R., Woloszynska M., Arrieta-Montiel M, Mackenzie S.A.

96. Stoichiometric shifts in the common bean mitochondrial genome leading to male sterility and spontaneous reversion to fertility II Plant Cell. 1998. N 10. P. 1163- 1180.

97. Johnson K.A., Bryant F.R. and Benkovic S.J. Continuous assay for DNA polymerizationby light scattering II Anal. Biochem. 1984. V.136. P. 192-194.

98. Kanazawa A., Tsutsumi N., Hirai A. Reversible changes in the composition of thepopulation of mtDNAs during dediVerentiation and regeneration in tobacco II Genetics. 1994. V.138.P. 865-870.

99. Karlen Y., McNair A., Perseguers S., Mazza C., Mermod N. Statistical significance ofquantitative PCRII BMC Bioinformatics. 2007. V.8. P. 131.

100. Kellogg D.E., Rybalkin I., Chen S., Mukhamedova N., Vlasik Т., Siebert P.D., Chenchik

101. A. TaqStart Antibody: "hot start" PCR facilitated by a neutralizing monoclonal antibody directed against Taq DNA polymerase II Biotechniques. 1994. V.16(6). P. 1134-1137.

102. Kmiec В., Woloszynska M., Janska H. Heteroplasmy as a common state of mitochondrialgenetic information in plants and animals II Curr. Genet. 2006. V.50. P. 149-159.

103. Kubista M., Akerman В., Norden B. Characterization of Interaction between DNA and4',6-Diamidino-2-phenylindole by Optical Spectroscopy II Biochemistry. 1987. V. 26. P. 4545-4553.

104. Kubo Т., Mikami T. Organization and variation of angiosperm mitochondrial genome //

105. Physiol. Plant. 2007. V. 129. P. 6-13.

106. Kubo Т., Newton K.J. Angiosperm mitochondrial genomes and mutations H

107. Mitochondrion. 2008. V. 8. P. 5-14.

108. Kubo Т., Nishizawa S., Mikami T. Alterations in organization and transcription of themitochondrial genome of cytoplasmic male sterile sugar beet (Beta vulgaris L) II Mol. Gen. Genet. 1999. V. 262. P. 283-290.

109. Kubo Т., Nishizawa S., Sugawara A., Itchoda N., Estiati A., Mikami T. The completenucleotide sequence of the mitochondrial genome of sugar beet (Beta vulgaris L.) reveals a novel gene for tRNACys(GCA) И Nucleic Acids Res. 2000. V. 28. P. 25712576.

110. Kubo Т., Satoh Y., Muro Т., Kinoshita Т., Mikami T. Physical and gene organization ofmitochondrial DNA from the fertile cytoplasm of sugarbeet II Curr. Genet. 1995. V. 28. P. 235- 241.

111. Kuzmin E.V., Duvick D.N., Newton K.J. A mitochondrial mutator system in maize II

112. Plant Physiol. 2005. V.137. P. 779-789.

113. Lahser F., Malcolm B. A continuous nonradioactive assay for RNA-dependent RNApolymerase activity II Analytical Biochemistry. 2004. V.325. P. 247-254.

114. Laksanalamai P., Pavlov A.R., Slesarev A.I., Robb F.T. Stabilization of Taq DNA

115. Polymerase at High Temperature by Protein Folding Pathways From a Hyperthermophilic Archaeon; Pyrococcus furiosus II Biotechnology and Bioengineering. 2005. V.93(l). P. 1-5.

116. Laser В., Mohr S., Odenbach W., Oettler G., Kuck U. Parental and novel copies of themitochondrial orf25 gene in the hybrid crop-plant triticale: predominant transcriptional expression of the maternal gene copy И Curr. Genet. 1997. V.32. P. 337-347.

117. Leaver C.J., Isaac P.G., Small I.D., Bailey-Serres J., Liddell A.D., Hawkesford M.J.,

118. Mitochondrial Genome Diversity and Cytoplasmic Male Sterility II Higher Plants Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B. 1988. V. 319(1193). P. 165-176.

119. Li X.Q., Jean M., Landry B.S., Brown G.G. Restorer genes for different forms of

120. Brassica cytoplasmic male sterility map to a single nuclear locus that modifies transcripts of several mitochondrial genes II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V.18. I. 95(17). P. 10032-10037.

121. Li K., Brownley A., Stockwell T.B., Beeson K., Mcintosh T.C., Busam D., Ferriera S.,

122. Murphy S., Levy S. Novel computational methods for increasing PCR primer design effectiveness in directed sequencing II BMC Bioinformatics. 2008. V. 9. P. 191.

123. Liu F., Cui X., Horner H.T., Weiner H., Schnable P.S. Mitochondrial aldehydedehydrogenase activity is required for male fertility in maize II Plant Cell. 2001. V. 13. P.1063-1078.

124. Liu G., Kunchakarra Y., Bipasha Mukheijee, Gerion D. Jett S., Bear D., Gray J.,

125. Alivisatos A., Lee L., Chen F. A nanoplasmonic molecular ruler for measuring nuclease activity andDNA footprint ingПNature Nanotechnology. 2006. V.l. P. 47-52.

126. Liu J., Feldman P. and Chung T. D. Real-time monitoring of in vitro transcription usingmolecular beacons 11 Anal. Biochem. 2002. V. 300. P. 40-45.

127. Lorenz M., Weihe A., Borner T. Cloning and sequencing of RAPD fragments amplifiedfrom mitochondrial DNA of male-sterile and male-fertile cytoplasm of sugar beet (Beta vulgaris L.) И Theoretical and Applied Genetics. 1997. V. 94(2). P. 273-278.

128. Lu Y.H., Negre S. Use of glycerol for enhanced efficiency and specificity of PCR amplification II Trends Genet. 1993. V. 9(9). P. 297.

129. Lyamichev V, Brow MA, Varvel VE, Dahlberg JE. Comparison of the 5' nuclease activities of Taq DNA polymerase and its isolated nuclease domain II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. V.25.1.96(11). P.6143-6148.

130. Mann Т., Humbert R., Dorschner M., Stamatoyannopoulos J., Noble W.S. A thermodynamic approach to PCR primer design II Nucleic Acids Research. 2009. V. 37(13). e95.

131. Marienfeld J., Unseld M., Brennicke A. The mitochondrial genome of Arabidopsis is composed of both native and immigrant information II Trends in Plant Sci. 1999. V.4. P.495-502.

132. Marienfeld J.R., Newton K.J. The maize NCS2 abnormal growth mutant has a chimeric nad4-nad7 mitochondrial gene and is associated with reduced complex I function II Genetics. 1994. V. 138. P. 855-863.

133. Marras S., Gold В., Kramer F., Smith I., Tyagi S. Real-time measurement of in vitro transcription//Nucleic Acids Research. 2004. V.32(9). e72.

134. Martinez-Zapater J.M., Gil P., Capel J., Somerville C.R. Mutations at the Arabidopsis CHM locus promote rearrangements of the mitochondrial genome II Plant Cell. 1992. V.4. P. 889-899.

135. Menassa R., L'Homme Y., Brown G.G. Post- transcriptional and developmental regulation of a CMS- associated mitochondrial gene region by a nuclear restorer gene //Plant J. 1999.N 17. P. 491-499.

136. Mikami Т., Harada Т., Kinoshita T. Heterogeneity of circular mitochondrial DNA molecules from sugar beet with normal and male sterile cytoplasms 11 Curr. Genet. 1986. V. 10. P. 695- 706.

137. Moreira B.G., You Y., Behlke M.A., Owczarzy R. Effects of fluorescent dyes, quenchers, and dangling ends on DNA duplex stability II Biochemical and Biophysical Research Communications. 2005. V327(2). P. 473-484.

138. Nakazono M., Nishiwaki S., Tsutsumi N., Hirai A. A chloroplast-derived sequence is utilized as a source of promoter sequences for the gene for subunit 9 of NADH dehydrogenase (nad9) in rice mitochondria // Mol. Gen. Genet. 1996. V. 252. P. 371— 378.

139. Nazarenko I., Pires R., Lowe В., Obaidy M., Rashtchian A. Effect of primary and secondary structure of oligodeoxyribonucleotides on the fluorescent properties of conjugated dyes II Nucleic Acids Research. 2002. V.30(9). P. 2089-2195.

140. Newton K.J., Сое E.H. Jr. Mitochondrial DNA changes in abnormal growth (nonchromosomal stripe) mutants of maize IIPNAS. 1986. V. 83(19). P. 7363-7366.

141. Nishizawa S., Mikami Т., Kubo T. Mitochondrial DNA Phytogeny of Cultivated and Wild Beets: Relationships Among Cytoplasmic Male-Sterility-Inducing and Nonsterilizing Cytoplasms II Genetics. 2007. V.177. P. 1703-1712.

142. J. Agric. Res. 1942. V. 64. P. 679- 698. 122.Owen F.V. Mendelian male sterility in sugar beets II Inbid. 1952. V. 7. P. 371- 376.

143. Palmer J.D., Adams K.L., Cho Y., Parkinson C.L., Qiu Y.-L., Song K. Dynamic evolution of plant mitochondrial genomes: Mobile genes and introns and highly variable mutation rates II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. V.97. P.6960-6966.

144. Park C., Kee Y., Park J., Myung H. A nonisotopic assay method for hepatitis С virus NS5Bpolymerase II J. Virol. Methods. 2002. V. 101. P. 211-214.

145. Perssona K., Hambya K., Ugozzoli L.A. Four-color multiplex reverse transcription polymerase chain reaction—Overcoming its limitations II Analytical Biochemistry. 2005. V. 344(1). P. 33-42.

146. Piggee C. Single-copy PCR in uniform nanoliter droplets II Anal. Chem. 2008. V. 80(11). P. 3946.

147. Pla M., Mathieu C., De Paepe R., Chetrit P., Vedel F. Deletion of the last two exons of the mitochondrial nad7 gene results in lack of the NAD7 polypeptide in a Nicotiana sylvestris CMS mutant II Mol. Gen. Genet. 1995. V. 22.1.248(1). P. 79-88.

148. Proudnikov D., Yuferov V., Zhou Y., LaForge K.S., Ho A., Kreek M.J. Optimizing primer-probe design for fluorescent PCR II Journal of Neuroscience Methods. 2003. V. 123(1). P. 31-45.

149. Ran Z., Michaelis G. Mapping of a chloroplast RLFP marker associated with the CMS cytoplasm of sugar beet (Beta vulgaris) II Theor. Appl. Genet. 1995. N 91. P. 836- 840.

150. Reynissona E., Josefsenb M.H., Krauseb M., Hoorfar J. Evaluation of probe chemistries and platforms to improve the detection limit of real-time PCR II Journal of Microbiological Methods. 2006. V. 66(2). P. 206-216.

151. Rhoads D.M., Subbaiah C.C. Mitochondrial retrograde regidation in plants II Mitochondrion. 2007. V.7. P. 177-194.

152. Richardson A.O. and Palmer J.D., Horizontal gene transfer in plants II Journal of Experimental Botany. 2007. V.58(l). P. 1-9.

153. Robertson J.M., Walsh-Weller J. An Introduction to PCR Primer Design and Optimization of Amplification Reactions И Methods in Molecular Biology, Forensic DNA Profiling Protocols. 2008. V. 98. P. 1064-3745(Print), P. 1940-6029(0nline).

154. Robinson M.M., Wolyn D.J. Complex organization of the mitochondrial genome of petaloid CMS carrot И Mol. Genet. Genomics. 2002. V.268. P. 232-239.

155. Rogers S.O., Bendich A.J. Extraction of DNA from milligram amounts of fresh, herbarium and mummified plant tissues. И Plant Mol. Biol. 1985. V. 5. P. 69- 76.

156. Rybalkin I.N., Mukhamedova N.M., Vlasik T.N. Chenchik A.A. The new technology of hot start polymerase chain reaction II Bulletin of Experimental Biology and Medicine. 1996. V. 121(2). P. 0007-4888 (Print) 1573-8221 (Online).

157. Sakamoto W., Kondo H., Murata M., Motoyoshi F. Altered mitochondrial gene expression in a maternal distorted leaf mutant of Arabidopsis induced by chloroplast mutator II Plant Cell. 1996. V.8. P. 1377-1390.

158. Sarria R., Lyznik A., Vallejos C.E., Mackenzie S.A. A cytoplasmic male sterility-associated mitochondrial peptide is post- translationally regulated II Plant Cell. 1998. N 10. P. 1217- 1228.

159. Satoh M., Kubo Т., Mikami T. The Owen mitochondrial genome in sugar beet (Beta vulgaris L.): possible mechanisms of extensive rearrangements and the origin of the mitotype-unique regions II Theor. Appl. Genet. 2006. V.l 13. P. 477—484.

160. Schardl C.L., Lonsdale D.M., Pring D.R., Rose K.R. Linearization of maize mitochondrial chromosomes by recombination with linear episomes II Nature. 1984. V.310. P. 292-296.

161. Schlageck J., Baughman M., and Yarbrough L. Spectroscopic techniques for study of phosphodiester bond formation by Escherichia coli RNA polymerase II Journal of Biological Chemistry. 1979. V.254 (23). P. 12074-12077.

162. Schlageck J., Baughman M., and Yarbrough L. Spectroscopic techniques for study of phosphodiester bond formation by Escherichia coli RNA polymerase II Journal of Biological Chemistry. 1979. V.254(23). P. 12074-12077.

163. Schnable P.S., Wise R.P. The molecular basis of cytoplasmic male sterility and fertility restoration II Trends in Plant Science. 1998. V. 3(5). P. 175-180.

164. Schuster W., Brennicke A. Conserved sequence elements at putative processing sites in plant mitochondria И Curr. Genet. 1989. V.15. P.187-192.

165. Senda M., Harada Т., Mikami Т., Sugiura M., Kinoshita T. Genomic organisation and sequence analysis of the cytochrome oxidase subunit II gene from normal and male-sterile mitochondria in sugar beet II Curr. Genet. 1991. V. 19. P. 175- 181.

166. Senda M., Mikami Т., Kinoshita T. The sugar beet mitochondrial gene for the ATPase alpha- subunit: sequence, transcription and rearrangements in cytoplasmic male-sterile plants И Curr. Genet. 1993. V. 24. P. 164- 170.

167. Shedge V., Arrieta-Montiel M., Christensen A.C., Mackenzie S.A., Plant mitochondrial recombination surveillance requires unusual RecA and MutS homologs II Plant Cell. 2007. V. 19. P. 1251-1264.

168. Small I.D., Isaac P.G., Leaver C.J. Stoichiometric diVerences in DNA molecules containing the atpA gene suggest mechanisms for the generation of mitochondrial genome diversity in maize IIEMBO J. 1987. V.6. P. 865-869.

169. Spencer D.F., Schnare M.N., Coulthart M.B., Gray M.W. Sequence and organization of a 7.2 kb region of wheat mitochondrial DNA containing the large subunit (26S) rRNA gene I I Plant Mol Biol. 1992. V. 20. P. 347-352.

170. Spiessa A.-N., Mueller N., Ivell R. Trehalose Is a Potent PCR Enhancer: Lowering of DNA Melting Temperature and Thermal Stabilization of Taq Polymerase by the Disaccharide Trehalose II Clinical Chemistry. 2004. V. 50. P. 1256-1259.

171. Spiro A., Lowe M. Quantitation of DNA Sequences in Environmental PCR Products by a Multiplexed, Bead-Based Method // Appl. Environ. Microbiol. 2002. Y. 68(2). P. 10101013.

172. Sullivan D., Fahey В., Titus D. Fast PCR: General considerations for minimizing run times and maximizing throughput II Bio-Rad Bulletin 5362 US/EG. 2006. Rev A.

173. Suslov O., Steindler D.A. PCR inhibition by reverse transcriptase leads to an overestimation of amplification efficiency // Nucleic Acids Research. 2005. V.33(20). el81.

174. Suzuki Т., Kawano S., Sakai A., Hirai A., Kuroiwa T. Variability of mitochondrial subgenomic molecules in the meristematic cells of higher plants II Genes Genet. Syst. 1996. V.71.P. 329-333.

175. Takahashi M., Ling C. Use of a fluorescent DNA analog for fluorometric detection of DNase activity И Anal. Biochem. 1991. V. 198(2). P. 246-249.

176. Taylor D.R., Olson M.S., McCauley D.E. A quantitative genetic analysis of nuclear-cytoplasmic male sterility in structured populations ofSilene vulgaris I I Genetics. 2001. Y.158. P. 833-841.

177. Tian X., Zheng J., Hu S., Yu J. The rice mitochondrial genomes and their variations II Plant Physiol. 2006. V. 140. P. 401-410.

178. Tolun G., Myers R.S. A real-time DNase assay (ReDA) based on PicoGreen fluorescence II Nucleic Acids Res. 2003. V. 31 (18). P. 111.

179. Tyagi S. and Kramer F.R. Molecular beacons: probes that fluoresce upon hybridization И Nat. Biotechnol. 1996. V.14. P. 303-308.

180. Unseld M., Marienfeld J.R., Brandt P., Brennicke A. The mitochondrial genome of Arabidopsis thaliana contains 57 genes in 366,924 nucleotides II Nat. Genet. 1997. V.15. P.57-61.

181. Vassiliou W., Epp J.B., Wang B.B., Del Vecchio A.M., Widlanski Т., Kao C.C. Exploiting polymerase promiscuity: a simple colorimetric RNA polymerase assay И Virology. 2000. V.274. P. 429^137.

182. Wabuyele M.B., Soper S.A. PCR Amplification and Sequencing of Single Copy DNA Molecules И Single Molecules. 2001. V. 2(1). P. 13 21.

183. Ward B.L., Anderson R.S., Bendich A.J. The mitochondrial genome is large and variablein a family of plants (cucurbitaceae) 11 Cell. 1981. V. 25(3). P. 793-803.

184. Williams P.M. The Beginnings of Real-Time PCR И Clinical Chemistry. 2009. V. 55. P. 833-834.

185. Wolffs P., Grage H., Hagberg O., Radstrom P. Impact of DNA polymerases and theirbuffer systems on quantitative real-time PCR II J. Clin. Microbiol. 2004. V.42(l). P. 408-411.

186. Xue Y., Collin S., Davies D. R., Thomas С. M. Differential screening of mitochondrial cDNA libraries from male- sterile and male- fertile sugar beet reveals genome rearrangements at atpA and atp6 loci II Plant Mol. Biol. 1994. V. 25. P. 91-103.

187. Yamamoto M.P., Kubo .Т., Mikami T. The 5'-leader sequence of sugar beet mitochondrial atp6 encodes a novel polypeptide that is characteristic of Owen cytoplasmic male sterility II Mol. Gen. Genomics. 2005. V. 273. P. 342-349.

188. Yamato K.T., Newton K.J. Heteroplasmy and homoplasmy for maize mitochondrial mutants: a rare homoplasmic nad4 deletion mutant plant II J. Hered. 1999. V. 90. P. 369-373.

189. Yang L., Guo J., Pan A., Zhang H., Zhang K., Wang Z., Zhang D. Event-Specific Quantitative Detection of Nine Genetically Modified Maizes Using One Novel Standard Reference Molecule II J. Agric. Food Chem. 2007. V.55 (1). P. 15-24.

190. Yeung A.T., Holloway B.P., Adams P.S., Shipley G.L. Evaluation of dual-labeled fluorescent DNA probe purity versus performance in real-time PCR // Biotechniques. 2004. V.36(2). P. 266-270, 272, 274-275.

191. Zeugin J.A, Hartley J.L. Ethanol Precipitation ofDNA // Focus, 1985, V. 7(4). P. 1-2.

192. Каталог компании Синтол электронный ресурс. Режим доступа: http://www.ferments.boxmail.biz/cgi-bin/guide.pl?idrazdel=86596&action=article

193. Каталог компании Sigma, раздел Dual-Labeled DNA Probes электронный ресурс. Режим доступа: http://www.sigmaaldrich.com/life-science/custom-oligos/dna-probes/product-lines/fluorescent-probes.html

194. Каталог компании Midland Certified, раздел Quality Control электронный ресурс. Режим доступа: http://www.oligos.com/qualityControl.htm

195. Каталог компании Eurogentec, раздел Oligonucleotide dynthesis and quality control электронный ресурс. Режим доступа: http://www.eurogentec.com/products/double-dye-probes.html