Шунтирование переноса электронов с митохондриальной НАДН-дегидрогеназы на природные и искусственные акцепторы тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, кандидат биологических наук Шарова, Ирина Валерьевна

• Шарова, Ирина Валерьевна
• кандидат биологических наук
• 2004

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Шарова, Ирина Валерьевна

Список сокращений.

Введение.

I Обзор литературы

1. Электрон-транспортная цепь

1.1 Окислительное фосфорилирование.

1.2 Роль митохондрий и их структура.

2. Структура NADH-CoQ-peдyктaзы

2.1 Место Комплекса I в дыхательной цепи, перенос электронов и протонов.

2.2 Состав и структура прокариотических и эукариотических дегидрогеназ.

2.3 Характеристика Бе8 кластеров Комплекса 1.

2.4 Филогения Комплекса 1.

2.5 Биогенез Комплекса 1.

3. Каталитическая активность N>^1)11 - дегидрогеназы

3.1 Каталитические свойства МАОН-СоС)-редуктазы.

3.2 Ингибиторы МАОН-СоС>-редуктазы.

3.3 Механизмы переноса электронов и протонов.

3.4 Роль железо-серных кластеров и БМЫ в механизме катализа Комплекса 1.

4. Нарушения Комплекса I и связанные с ними болезни.

4.1. Энцефаломиопатии.

4.2. Заболевания, связанные с изменениями в митохондриальном геноме (генетические изменения).

4.3 Митохондрии и гипоксия.

II Материалы и методы

1. Выделение митохондрий из сердца быка.

2. Получение митохондриальных частиц.

3. Измерение ферментативной активности.

4. Фотохимические опыты.

5. Флуориметрический анализ.

6. Эксклюзионная хроматография.

7. Полярография.

8. Электрофоретические методы.

9. Определение концентрации белков,.

III Результаты и их обсуждение

1. Сравнительное изучение NADH-дeгидpoгeнaзнoй и NADH:фeppициaнид-peдyктaзнoй активности митохондрий.

1.1. Окисление ЫАБН в суспензии митохондрий.

1.2. Действие ионного детергента на препараты митохондрий.

1.3. Получение оптически прозрачных митохондриальных фракций.

2. Роль флавина, убихинона и железо-серных кластеров в переносе электронов на искусственные и природные акцепторы.

2.1. Роль флавина в передаче электронов в Комплексе 1.

2.1.1. Деструкция флавинов при облучении синим светом.

2.1.2. Влияние деструкции флавина на скорость окисления ЫАОН митохондриями.

2.1.3. Динамика спонтанного изменения флавиновой флуоресценции митохондриальной суспензии.

2.2. Роль железо-серных кластеров в переносе электронов

2.3. Лаг-период в митохондриальных ре доке реакциях

ЫАОН- ДХФИФ.

2.4. Роль коэнзима С) в шунтировании реакций окисления ЫАГ)Н в митохондриях.

2.5. Влияние цитохрома с на МАОН-оксидазную реакцию.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Шунтирование переноса электронов с митохондриальной НАДН-дегидрогеназы на природные и искусственные акцепторы»

NADH:y6HXHH0H (NADH:KoQ) - оксидоредуктаза или NADH-дегидрогеназа (ЕС 1.6.99.3, другое общепринятое название: Комплекс I) является ключевым ферментом электрон-транспортной цепи митохондрий. Фермент катализирует ротенон-чувствительное окисление NADH и восстановление убихинона, а также сопряженный с синтезом АТР перенос протонов через мембрану.

NADH + Н++ Q +4H+in <--> NAD+ + QH2 + 4H+0Ut

Фермент представляет собой сложный белковый комплекс из 46 различных субъединиц и содержит шесть железо-серных кластеров, нековалентно связанный флавинмононуклеотид (FMN) и убихинон. В настоящее время на молекулярном уровне не известны ни точный путь электронов между NADH и убихиноном, ни механизм переноса протонов.

При изучении свойств этого комплекса широко используются искусственные акцепторы электронов. При этом предполагается, что в передаче электронов с NADH на искусственные акцепторы участвуют все редокс-компоненты Комплекса I, в соответствии с их окислительно-восстановительным потенциалом: FMN, железо-серные кластеры, убихинон. Однако разность редокс потенциалов есть необходимое, но не достаточное условие реализации указанного пути. Мы обратили внимание на тот факт, что скорость окисления NADH искусственными акцепторами на порядок выше, чем окисление NADH с участием убихинона дыхательной цепи. Известно также, что для реконструкции NADH^eppH4naHHfl- редуктазной активности достаточно трех субъединиц комплекса (51, 30 и 20 кДа). Поэтому возникает вопрос: все ли редокс центры (FMN, железо-серные кластеры и убихинон) задействованы в случае окисления NADH искусственными акцепторами?

Основной целью настоящей работы являлось изучение механизмов переноса электрона с ЫАВН:убихинон-оксидоредуктазы на искусственные акцепторы: феррицианид, пара-нитротетразолиевый фиолетовый (п-НТФ), дихлорфенолиндофенол (ДХФИФ), а также на природные акцепторы: убихинон и цитохром С. Перед нами стояли следующие задачи исследования:

I. Разработать метод получения препаратов оптически прозрачных нативных митохондриальных фракций для спектроскопических исследований.

II. Изучить роль флавина, убихинона и железо-серных кластеров в переносе электронов на искусственные и природные акцепторы.

Впервые к данному объекту был применен метод фотообесцвечивания (р1ю1;оЫеасЫп§) и получены результаты, позволяющие уточнить механизм переноса электрона от ЫАЕ)Н на искусственные и природные акцепторы. Показано, что перенос электронов с ЫАОН-дегидрогеназы на искусственные акцепторы является «шунтом» по отношению к редокс-центрам этого ферментного комплекса. В качестве природных участников подобных реакций могут выступать коэнзим и цитохром с, шунтирующие (в свою очередь) перенос электронов между первым и четвертым пунктами дыхательной цепи. Методологической новизной данной работы является разработка процедуры получения фракции малых митохондриальных частиц - протомитохондрий, пригодных для дальнейших спектроскопических исследований.

Обычно при выделении Комплекса I степень его нативности оценивается в первую очередь по ЫАЕ)Н:феррицианид-редуктазной активности. Однако высокая активность с искусственными акцепторами не может служить показателем нативности выделенного фермента, а является скорее показателем того, что имеются повреждения фермента. Предложенные в настоящей работе методы быстрого измерения каталитической активности Комплекса I могут быть адаптированы к условиям клинического применения для определения дефицитных состояний дыхательной цепи (как наследственных, так и приобретенных).

I Обзор литературы

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Шарова, Ирина Валерьевна

V Выводы:

1. Установлено, что окисление ИАОН, индуцированное искусственными акцепторами в митохондриальной суспензии, происходит без участия РМ№, железо-серных кластеров и убихинона Комплекса I дыхательной цепи.

2. Показано, что коэнзим 0 и цитохром с в некоторых условиях могут участвовать в реакциях шунтирования переноса электронов в дыхательной цепи.

3. Определены каталитические особенности реакций окисления ЫАБН в митохондриальных частицах искусственными акцепторами (феррицианид, пара-нитротетразолий фиолетовый и дихлорфенолиндофенол).

4. Разработаны подходы к изучению Комплекса I дыхательной цепи с помощью фотодеструкции РМТЧ. Показано, что фотодеструкция БМИ препятствует переносу электронов от МАОН к убихинону (не изменяя при этом переноса от КАОН к искусственным акцепторам).

5. Разработаны подходы для простого и щадящего способа получения малых нативных митохондриальных частиц - протомитохондрий.

6. Обнаружен лаг-период в реакциях шунтирования электронного транспорта ДХФИФ или цитохромом с между первым и четвертым пунктами дыхательной цепи.

IV Заключение

Диссертация посвящена исследованию Комплекса I (ЫАОН:убихинон-оксидоредуктазы) - ключевого фермента электрон-транспортной цепи митохондрий. Несмотря на значительный объем информации о молекулярной структуре и механизме работы Комплекса I, накопленный за последние 20 лет, до сих пор он остается наименее изученным комплексом дыхательной цепи. Фермент представляет собой сложный белковый комплекс из 46 различных субъединиц и содержит как минимум шесть железо-серных кластеров, нековалентно связанный флавинмононуклеотид (БМЫ) и убихинон. В настоящее время на молекулярном уровне не известны ни точный путь электронов между ЫАОН и убихиноном, ни механизм переноса протонов. Существенный прорыв в изучении Комплекса I связывают с получением очищенного фермента, способного к переносу протонов в протеолипосомах, а также с применением молекулярно -генетических методов.

Основной целью настоящей работы являлось изучение механизмов переноса электрона с ЫАОН:убихинон-оксидоредуктазы на искусственные акцепторы: феррицианид, пара-нитротетразолиевый фиолетовый (п-НТФ), дихлорфенолиндофенол (ДХФИФ), а также на такие природные акцепторы как убихинон и цитохром с. Основное внимание было уделено исследованию в изучаемых процессах роли флавина, убихинона и железо-серных кластеров.

Искусственные акцепторы электронов широко используются при изучении свойств этого комплекса. При этом предполагалось, что в передаче электронов с ЫАОН на искусственные акцепторы участвуют все редокс-компоненты Комплекса I, в соответствии с их окислительно-восстановительным потенциалом: БМЫ, железо-серные кластеры, убихинон.

КАОН-дегидрогеназный комплекс способен осуществлять два типа реакций: 1) восстановление убихинона или его аналогов с участием флавина и 2) восстановление искусственных акцепторов, а возможно и некоторых природных акцепторов. Первая реакция является ротенон-чувствительной, а вторая нет. Нами проведено сравнительное изучение этих реакций и роли простетических групп в них.

Впервые к данному объекту был применен способ флавиновой фотодеструкции (рЬоЮЫеасЫг^). Интенсивное облучение БМЫ сопровождается его необратимым обесцвечиванием и исчезновением полосы поглощения при 450 нм. Полученные нами данные позволяют предположить, что в ЫАОН-дегидрогеназе молекула БМЫ находится на небольшом расстоянии от Ре8 кластера, что обуславливает меньшую скорость фотодеструкции (по сравнению с БМЫ в растворе).

Результаты данных экспериментов позволяют уточнить механизм переноса электрона от ЫАОН на искусственные и природные акцепторы на молекулярном уровне. Показано, для переноса электронов с ЫАОН на убихинон БМЫ действительно необходим. При этом впервые получены доказательства того, что БМЫ не участвует в ротенон-нечувствительном пути окисления ЫАОН искусственными акцепторами.

Для выяснения роли РеБ кластеров в изучаемых процессах был использован ингибитор железо-содержащих ферментов батофенантролин Полученные нами результаты свидетельствует в пользу того, что железо-серные кластеры доступны и принимают участие в окислении ЫАОН в дыхательной цепи, но не участвуют в реакции с искусственными акцепторами. Учитывая литературные данные о том, что для осуществления реакции с искусственными акцепторами достаточно трех субъединиц флавопротеина (51, 24 и 10 кДа), можно сделать вывод о том, что каталитическую роль в этой реакции играет четвертичный комплекс белка (апофермент). Данные молекулярно - биологических исследований Комплекса I СаепогкаЬсИШ е^ат показывают необходимость для жизни организма лишь субъединицы 51 кДа. Актуальным является дальнейшее изучение роли отдельных субъединиц БР в образовании каталитического центра и его регуляции.

В работе показано, что перенос электронов на искусственные акцепторы является «шунтом» (в отношении редокс-центров Комплекса I). В качестве природных участников таких реакций могут выступать коэнзим 0 и цитохром с, шунтирующие, в свою очередь, перенос электронов между первым и четвертым пунктами дыхательной цепи.

Обнаружен лаг-период в реакциях шунтирования электронного транспорта ДХФИФ или цитохромом с между первым и четвертым пунктами дыхательной цепи. Ингибитор дыхательной цепи амитал и ингибитор ЫАОН:убихинон-оксидоредуктазы ротенон, взаимодействующий с убихинон-связывающими сайтами Комплекса I, практически не влияют на скорость ЫАБН:ДХФИФ-оксидоредуктазной реакции, но пролонгируют лаг-период. Механизм этой реакции и природа лаг-перода нуждаются в более подробном изучении.

Методологической новизной данной работы является разработка процедуры получения оптически прозрачных нативных митохондриальных фракций для спектроскопических исследований. Разработанный нами простой и щадящий подход к получению малых нативных митохондриальных частиц - протомитохондрий позволил использовать протомитохондриальную фракцию для исследования высокочувствительным методом флуориметрического анализа. В дальнейшем планируется провести более подробное сравнительное изучение каталитических и физико-химических свойств митохондрий и протомитохондрий различных размеров и их особенностей в связи с развитием и старением клетки. Это особенно интересно в аспекте общепринятой теории эндосимбиотического происхождения митохондрий.

В диссертационной работе осуществлен новый подход к изучению роли простетических групп Комплекса I в переносе электрона с ЫАБН на убихинон. Преодолена проблема доступности сложного полипептидного комплекса (более 900 кДа) для спектроскопического анализа.

Предложенные в настоящей работе методы быстрого измерения каталитической активности Комплекса I могут быть адаптированы к условиям клинического применения для определения дефицитных состояний дыхательной цепи (как наследственных, так и приобретенных).

Разработанные в процессе работы подходы позволяют проводить скрининг потенциальных лекарственных препаратов на уровне препаратов митохондрий.

Материалы диссертации были доложены: на IV Пущинской конференции молодых ученых (1999), на международной конференции «Митохондрии, клетки и активные формы кислорода» (Пущино, 2000), на школе-конференции молодых ученых «Горизонты физико-химической биологии» (Пущино, 2000), на Всероссийском рабочем совещании «Митохондрии в патологии» (Пущино, 2001), на V Пущинской конференции молодых ученых «Биология - наука 21-го века» (2001), на семинарах в Вагенингенском Университете (Голландия, 2001) и в Центре клеточной и молекулярной генетики Университета Лион 1 им. Клода Бернара (Виллербан, Франция, 2003).

По результатам исследований опубликовано 8 работ, из них 4 статьи.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Шарова, Ирина Валерьевна, 2004 год

1. Авраам Р., Котляр А.Б. Ингибирование NADH -дегидрогеназы низкими концентрациями NAD+ // Биохимия. 1991. - Т. 56. - С. 2253-2260.

2. Агуреев А.П., Алтухов Н.Д., Мохова E.H., Савельев И.А. Активация внешнего пути окисления NADH в митохондриях при снижении pH. // Биохимия. 1981. - Т. 46. - С. 1945-1956

3. Агуреев А.П., Мохова E.H. // Реакции живых систем и состояние энергетического обмена. Пущино: ОНТИ НЦБИ, 1979. - С. 27.

4. Белякович А.Г. Изучение митохондрий и бактерий с помощью соли тетразолия п-НТФ. Пущино: ОНТИ НЦБИ, 1990.

5. Блюменфельд JI.A. Проблемы биологической физики. М., Наука, 1977, 336 с.

6. Векшин H.JI. Фотоника биологических структур. Пущино: Наука, НЦБИ, 1988. 167 с.

7. Виноградов А.Д. // Реакции живых систем и состояние энергетического обмена. Пущино: ОНТИ НЦБИ, 1979. С. 98-125.

8. Виноградов А.Д., Гаврикова Э.В., Гривенникова В.Г., Жарова Т.В., Захарова Н.В. Каталитические свойства митохондриальной NADH: убихинон-оксидоредуктазы (комплекса I) // Биохимия. 1999. - Т. 64. -С. 174-193.

9. Зеленский М.И. Полярографическое определение кислорода в исследованиях по фотосинтезу и дыханию. Д.: Наука, 1986.

10. Ю.Лейкин Ю.Н., и Виноградов А.Д. В кн. Регуляция процессов окисления и сопряжения. Наука, Пущино, 1974- С. 55-66.

11. Ленинджер А. Митохондрия. М.: Мир. 1966. - С. 125-204.

12. Скулачев В.П. Аккумуляция энергии в клетке. М.: Наука. 1969. - 43Sfc.

13. Скулачев В.П. Соотношение окисления и фосфорилирования вдыхательной цепи. М.: Изд-во АН СССР. 1962. - 156 с.

14. Скулачев В.П. Энергетика биологических мембран. М.: Наука. 1989. -564 с.

15. Сухарев В.И., Векшин H.JL Диаметр глобулы и некоторые электронно-конформационные свойства флавопротеинового фрагмента митохондриальной NADH-дегидрогеназы по данным флуоресцентной спектроскопии. // Биоорганическая химия 2000. - Т. 26. - С. 723-726.

16. Шишмаков Д.А., Анисимов Р.Л., Векшин Н.Л. Некоторые свойства протомитохондрий. // Биологические мембраны, 2004.- Т.21. - С. 389395.

17. Albracht SP, Bakker РТ. Evidence for two independent pathways of electron transfer in mitochondrial NADH:Q oxidoreductase. II. Kinetics of reoxidation of the reduced enzyme. // Biochim Biophys Acta. 1986. - Vol. 850. - P. 423-428.

18. Albracht S.P.J., Mariette A., De Jong P. Bovine-heart NADH:ubiquinone oxidoreductase is a monomer with 8 Fe-S clusters and 2 FMN groups. // Biochim. Biophys. Acta. 1997. -Vol. 1318. - P. 92-106.

19. Almeida Т., Durante M., Melo, A.M.P., Videira A. The 24-kDa iron-sulphur subunit of complex I is required for enzyme activity. // Eur.J.Biochem. -1999.-Vol. 265.-P. 86-92.

20. Avi-Dor Y., Traub A., Mager J. Inhibition studies on sarcosomal DPHN oxidase. //Biochim. Biophys. Acta. 1958. - Vol. 30. - P. 164-168.

21. Bai Y.D., Attardi G. The mtDNA-encoded ND6 subunit of mitochondrial NADH dehydrogenase is essintial for the assembly of the membrane armand the respiratory function of the enzyme. // EMBO J. 1998. Vol. 17. - P. 4848-4858.

22. Bakker P.T., Albracht S.P. Evidence for two independent pathways of electron transfer in mitochondrial NADH:Q oxidoreductase. I. Pre-steady-state kinetics with NADPH. // Biochim Biophys Acta. 1986. - Vol. 850. -P. 413-22.

23. Baracca A., Bucchi L., Ghelli A., Lenaz G. Protonophoric activity of NADH coenzyme Q reductase and ATP synthase in coupled submitochondrial particles from horse platelets. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1997. -Vol. 235.-P. 469-473.

24. Barja G., Herrero A. Localization at complex I and mechanism of the higher free radical production of brain nonsynaptic mitochondria in the short-lived rat than in the longevous pigeon. // J. Bioenerg. Biomembr. 1998. - Vol. 30.-P. 235-243.

25. Bernardi P., Azzone G.F. ATP synthesis during exogenous NADH oxidation. A reappraisal. // Biochim. Biophys. Acta. 1982. - Vol. 679. - P. 19- 27.

26. Blankenhorn G. Flavin-nicotinamide charge- transfer complexes: their function in oxidoreduction. // Flavins and Flavoproteins. Amsterdam: Elsevier, -1976. - P. 261-267.

27. Bottcher B., Scheide D., Hesterberg M., Nagel-Steger L., Friedrich T. A novel, enzymatically active conformation of the Escherichia coli NADH:ubiquinone oxidoreductase (complex I). // J Biol Chem. 2002.1. Vol. 277.-P. 17970-17977.

28. Boveris A., Cadenas E. Mitochondrial production of superoxide anions and its relationship to the antimycin insensitive respiration. // FEBS Lett. -1975.- Vol. 54.-P. 311-314.

29. Bockema E.J., van Heel M.G., van Brüggen E.F.G. Tree-dimensionfl structure of bovine NADH: ubiqunone oxidoreductase of the mitochondrial respiratory chain. // Biochim. Biophys. Acta. 1984.- Vol. 787. - P. 19-26.

30. Brandt U. Proton-translocation by membrane-bound NADH: ubiquinone-oxidoreductase (complex I) through redox-gated ligand conduction. // Biochim. Biophys. Acta. 1997. Vol. 1318. - P. 79-91.

31. Brandt U. Preface. // Biochim. Biophys. Acta. 1998. - Vol. 1364. - P. 8586.

32. Brandt U. Proton translocation in the respiratory chain involving ubiquinone- A hypothetical semiquinone switch mechanism for complex I. // BioFactors. 1999. - Vol. 9. - P. 95-101.

33. Buchanan S.K., Walker J.E. Large-scale chromatographic purification of FIFO-ATPase and complex I from bovine heart mitochondria. // Biochem.J.- 1996.- Vol. 318. -P. 343-349.

34. Carroll J., Shannon R., Fearnley I., Walker J., Hirst J. Definition of the nuclear encoded protein composition of bovine heart mitochondrial complex I. // J. Biol. Chem. -2002.-Vol. 227. -P. 50311 -50317.

35. Chance B., Sies H., Boveris A. Hydroperoxide metabolism in mammalian organs. //Physiol. Rev.-1979.-Vol. 59.-P. 527-605.

36. Clark M.A., Baumann L., Baumann P. Buchnera aphidicola (endosymbiont of aphids) contains nuoC(D) genes that encode subunits of NADH dehydrogenase. // Curr. Microbiol. 1997. - Vol. 35. - P. 122-123.

37. Cooper J.M., Schapira A.H.V., Holt I.J., Toscano A., Harding A.E., Morgan-Hughes J.A. and Clark J.B. Biochemical and molecular aspects of human mitochondrial respiratory chain disorders. // Biochem. Soc. Trans. -I990.-Vol. 18.-P. 517-519.

38. Darrouzet E., Dupuis A. Genetic evidence for the existence of two quinone related inhibitor binding sites in NADH-CoQ reductase. // Biochim. Biophys. Acta. 1997. -Vol. 1319. - P. 1-4.

39. Darrouzet E., Issartel J.-P., Lunardi J., Dupuis A. The 49-kDa subunit of NADH-ubiquinone oxidoreductase (Complex I) is involved in the binding of piericidin and rotenone, two quinone-related inhibitors. // FEBS Lett. -1998.-Vol. 431.-P. 34-38.

40. De Coo R.F.M., Buddiger P., Smeets H.J.M. van Oost B.A. Molecular cloning and characterization of the human mitochondrial NADH: oxidoreductase 10-kDa gene (NDUFV3). // Genomics. 1997. - Vol. 45. - P. 434-437.

41. Degli Esposti M. Inhibitors of NADH-ubiguonone reductase: an overview. // Biochim. Biophys. Acta. 1998. - Vol. 1364. - P. 222-235.

42. Degli Esposti M., Ghelli A. The mechanism of proton and electron transport in mitochondrial complex I // Biochim. Biophys. Acta. 1994. - Vol. 1187. -P. 116-120

43. Degli Esposti M., Ghelli A. Ubiquinone and inhibitor sites in complex I: one, two or three? // Biochem.Soc.Trans. 1999. - Vol. 27. - P. 606-609.

44. Degli Esposti M., Ngo A., McMullen G.L., Ghelli A., Sparla F., Benelli B., Ratta M., Linnane A.W. The specificity of mitochondrial complex I for ubiquinones. // Biochem J. 1996. - Vol. 313. - P. 327-334.

45. Demchenko A.P., Rusyn O.I., Saburova E.A. Kinetics of the lactate dehydrogenase reaction in high-viscosity media. // Biochim. Biophys. Acta. 1989. - Vol. 998. - P. 196-203.

46. Duarte M., Schulte U., Videira, A. Identification of the TYKY homologous subunit of complex I from Neurospora crassa. // Biochim. Biophys. Acta. -1997. Vol. 1322. - P. 237-241.

47. Dutton P.L., Moser C.C., Sled V.D., Daldal F., Ohnishi T. A reductant-induced oxidation mechanism for complex I. // Biochim Biophys Acta. -1998. Vol. 1364. - P. 245-257.

48. Earley F.G., Patel S.D., Ragan I., Attardi G. Photolabelling of a mitochondrially encoded subunit of NADH dehydrogenase with 3H.dihydrorotenone. // FEBS Lett. 1987. - Vol. 219. - P. 108-112.

49. Fearnley I.M., Walker J.F. Conservation of sequences of subunits of mitochondrial complex I and their relationships with other proteins. // Biochim. Biophys. Acta. 1992. -Vol. 1140. - P. 105-134.

50. Feillet F., Mousson B., Grignon Y., Leonard J.V., Vidailhet M. Necrotizing encephalopathy and macrocephaly with mitochondrial complex I deficiency. // Pediatr. Neurol. 1999. -Vol. 20- P. 305-308.

51. Finel M., Majander A.S., Tyynela J., De Jong A.M., Albracht S.P., Wikstrom M. Isolation and characterisation of subcomplexes of the mitochondrial NADH:ubiquinone oxidoreductase (complex I). // Eur J Biochem. 1994. -Vol. 226. - P. 237-242.

52. Fraisse G., Rey E., Rigoulet M. The organo-specific external NADH dehydrogenase of mamal heart mitochondria has an artifactual origin. // Biochim. Biophys. Acta. -1993. Vol. 1143. - P. 190.

53. Frenkin M.V., Kotlyar A.B. Arylazido-beta-alanine ADP-ribose, a novel irreversible competitive inhibitor of mitochondrial NADH-ubiquinone reductase. // Biochim. Biophys. Acta. 1999. - Vol. 1413. - P. 139-146.

54. Fridovich I. Evidence for the symbiotic origin of mitochondria. // Life Sci-1974. Vol. 14. - P. 819-826.

55. Friedrich T., Scheide D. The respiratory complex I of bacteria, archaea and eukarya and its module common with membrane-bound multisubunit hydrogenases. // FEBS Lett. 2000. - Vol. 479. - P. 1-5.

56. Friedrich T., Strohdeicher M., Hofhaus G., Preis D., Sahm H., Weiss H. The same domain motif for ubiquinone reduction in mitochondrial or chloroplast NADH dehydrogenase and bacterial glucose dehydrogenase. // FEBS Lett. -1990.-Vol. 265.-P. 37-40.

57. Friedrich T., Weidner U., Nehls U., Fecke W., Schneider R, Weiss H. Attempts to define distinct parts of NADH:ubiquinone oxidoreductase (complex I). // J Bioenerg Biomembr. 1993. - Vol. 25. - P. 331-337.

58. Friedrich T., Steinmuller K., Weiss H. The proton-pumping respiratory complex I of bacteria and mitochondria and its homologue in chloroplasts. // FEBS Lett. 1995. - Vol. 367. - P. 107-111.

59. Friedrich T., Weiss H. Modular evolution of the respiratory NADH:ubiquinone oxidoreductase and the origin of its modules. // J. Theor. Biol. 1997. - Vol. 187. - P. 529-540.

60. Fry M., Green D.E. Cardiolipin requirement for electron transfer in Complex I and III of the mitochondrial respiratory chain // J. Biol. Chem. 1981. -Vol. 254.-P. 1874-1880.

61. Galante Y.M., Hatefi Y. Purification and molecular and enzymic properties of mitochondrial NADH dehydrogenase. // Arch Biochem Biophys. 1979. -Vol. 192. - P. 559-568.

62. Galkin A.S., Grivennikova V.G., Vinogradov A.D. () — H+/2e stoichiometry in NADH-quinone reductase reactions catalyzed by bovine heart submitochondrial particles. // FEBS Lett. 1999. - Vol. 451. - P. 157-161.

63. Gavrikova E.V., Grivennikova V.G., Sled V.D., Ohnishi t., Vinogradov A.D. Kinetics of the mitochondrial three-subunit NADH dehydrogenase interaction with hexammineruthenium(III). // Biochim. Biophys. Acta. -1995. Vol. 1230. - P. 23-30.

64. Glinn M.A., See C.P., Ervster L. Pro- and antioxidant activities of the mitochondrial respiratory chain: factors influencing NAD(P)H-induced lipid peroxidation. // Biochim. Biophys. Acta. 1997. - Vol. 3118.-P. 264-254.

65. Gondal J.A., Anderson W.M. The molecular morphology of bovine heart mitochondrial NADH-ubiquinone reductase. Native disulfide-linked subunits and rotenone-induced conformational changes. // J. Biol. Chem. -1985. Vol. 260. - P. 12690-12694.

66. González M.C., Tormo J.R., Bermejo A., Zafra-Polo M.C., Estornell E., Cortes D. Rollimembrin, a novel acetogenin inhibitor of mammalian mitochondrial complex I. // Bioorg. Med. Chem. Lett. 1997. - Vol. 7. - P. 1113-1118.

67. Green R.C., O'Brien P.J. The involvement of semidehydroascorbate reductase in the oxidation of NADH by lipid peroxide in mitochondria and microsomes. // Biochim. Biophys. Acta. -1973. Vol. 293. - P. 334.

68. Grigorieff N. Three-dimensional structure of bovine NADH: Ubiquinone oxidoreductase (Complex I) at 22 Á in ice. // J. Mol. Biol. 1998.-Vol. 277. -P. 1033-1046.

69. Grigorieff N. Structure of the respiratoty NADH:ubiquinone oxidoreductase (complex I). // Curr.Opin.Struct.Biol. 1999. - Vol. 9. - P. 476-483.

70. Grivennikova V.G., Maklashina E.O., Gavrikova E.V., Vinogradov A.D. Interaction of the mitochondrial NADH-ubiquinone reductase with rotenone as related to the enzyme active/inactive transition. // Biochim. Biophys. Acta. 1997.-Vol. 1319. - P. 223-232.

71. Gu J.Z., Lin X. and Wells D.E. The human B22 subunit of the NADH-ubiquinone oxidoreductase maps to the region of chromosome 8 involved in branchio-oto-renal syndrome. // Genomics. 1996.-Vol. 35- P. 6-10.

72. Guenebaut V., Schlitt A., Weiss H., Leonard K., Friedrich T. Consistent structure between bacterial and mitochondrial NADH: ubiquinone oxidoreductase (complex I). // J. Mol. Biol. -1998. Vol. 276. - P. 105-112.

73. Guenebaut V., Vincentelli R., Mills D., Weiss H., Leonard K.R. Three-dimensional structure of NADH-dehydrogenase from Neurospora crassa by electron microscopy and conical tilt reconstruction. // J. Mol. Biol. 1997. -Vol. 265.-P. 409-418.

74. Hagler L., Coppes R.I., Herman R.H. Metmyoglobin reductase. Identification and purification of a reduced nicotinamide adenine dinucleotide-dependent enzyme from bovine heart which reduces metmyoglobin. // J. Biol. Chem. 1979. -Vol. 254. - P. 6505.

75. Hatefi Y. The mitochondrial electron transport and oxidative phosphorylation system. // Ann. Rev. Biochem. 1985. -Vol. 54. - P. 10151069.

76. Hatefi Y., Haavik A.G., Griffiths D.E. Reconstitution of the Electron Transport System I. Preparation and Properties of the Interacting Enzyme Complexes // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1961. - Vol. 4. - P. 441446.

77. Hatefi Y., Rieske J.S. Preparation and Properties of DPNH-Coenzyme Q Reductase (Complex I of the Respiratory Chain). // Methods in Enzymology,

78. Vol. X (Estabrook R.W. and Pullman, M.E., eds.) New York: Academic Press, 1967.-P. 235-239.

79. Hatefi Y., Stempel K.E. Isolation and Enzymatic Properties of the Mitochondrial DPNH Dehydrogenase. // J. Biol. Chem. 1969. - Vol. 244. -P. 2350-2357.

80. Hedman R., Suranyi E.M., Luft R., Ernster L. Oxidation of external DPNH by mitochondria from human and rat skeletal muscle // // Biochem.Biophys.Res.Commun. 1962. - Vol. 8. - P. 314-320.

81. Helfenbaum L., Ngo A., Ghelli A., Linnane A.W., Degli Esposti M. Proton pumping of mitochondrial complex I: Differential activation by analogs of ubiquinone. // J. Bioenerg. Biomembr. 1997. - Vol. 29. - P. 7180.

82. Herter S.M., Schiltz E., Drews G. Protein and gene structure of the NADH-binding fragment of Rhodobacter capsulatus NADH:ubiquinone oxidoreductase. // Eur. J. Biochem. 1997. - Vol. 246. - P. 800-808.

83. Hofhaus G., Weiss H., Leonard K. Electron microscopic analysis of the peripheral and membrane parts of mitochondrial NADH dehydrogenase (complex I). // J. Mol. Biol. 1991.-Vol. 221.-P. 1027-1043.

84. Humphrey W., Dalke A., Schulten K. VMD: visual molecular dynamics. // J. Mol. Graph. 1996.-Vol. 14. - P. 33-38.

85. Ichiki T., Tanaka M., Nishikimi M., Suzuki H., Ozawa T., Kobayashi M., Wada Y. Deficiency of subunits of Complex I and mitochondrial encephalomyopathy. // Ann. Neurol. 1988.-Vol. 23. - P. 287-294.

86. Ingledew W., Ohnishi T. An analysis of some thermodynamic properties of iron-sulphur centres in site I of mitochondria. // Biochem. J. -I980.-Vol. 186, P. 111-117.

87. Kean E.A., Gutman M., Singer T.P. Studies on the respiratory chain-linked nicotinamide adenine dinucleotide dehydrogenase. XXII. Rhein, a competitive inhibitor of the dehydrogenase. // J Biol Chem- 1971. Vol. 246. - P. 2346-2353.

88. Kerscher S.J., Okun J.G., Brandt U. A single external enzyme confers alternative NADH:ubiquinone oxidoreductase activity in Yarrowia lipolytica. If J. Cell Sci. 1999. - Vol. 112. - P. 2347-2354.

89. Kotlyar A.B., Albracht S.P., Van Spanning R.J. Comparison of energization of complex I in membrane particles from Paracoccusdenitrificans and bovine heart mitochondria. Biochim.Biophys.Acta. 1998. -Vol. 1365.-P. 53-59.

90. Kotlyar A.B., Sled V.D., Burbaev D.S., Moroz I.A., Vinogradov A.D. Coupling site I and the rotenone-sensitive ubisemiquinone in tightly coupled submitochondrial particles // FEBS Lett. 1990. - Vol. 264. - P. 17-20.

91. Krebs W., Steuber J., Gemperli A.C., Dimroth, P. Na+ translacation by the NADH:ubiquinone oxidoreductase (complex I) from Klebsiella pneumoniae. Mol.Microbiol. 1999. - Vol. 33. - P. 590-598.

92. Krishnamoorthy G., Hinkle P.C. Studies on the electron transfer pathway, topography of iron-sulfur centers, and site of coupling in NADH-Q oxidoreductase. // J. Biol. Chem. 1988. - Vol. 263. - P. 17566-17575.

93. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of the bacteriophage T4. // Nature 1970. - Vol. 227. - P. 680-685.

94. Lawford H.G. and Garland P.B. Proton translocation coupled to quinone reduction by reduced nicotinamide—adenine dinucleotide in rat liver and ox heart mitochondria. // Biochem. J. 1972. - Vol 130 - P. 1029-1044.

95. Leif H., Sled V.D., Ohnishi T., Weiss H., Friedrich T. Isolation and characterization of the proton-translocating NADH: ubiquinone oxidoreductase from Escherichia coli. // Eur J Biochem. 1995. - Vol 230. -P. 538-548.

96. Lenaz, G., Bovina C., Castelluccio C., Fato R., Formiggini G., Genova M.L., Marchetti M.,. Pich M.M, Pallotti F., Castelli G.P., Biagini G. Mitochondrial Complex I defects in aging. // Mol. Cell. Biochem. 1997. -Vol. 174.-P. 329-333.

97. Leonard K., Haiker H., Weiss H. Three-dimensional structure of NADH: ubiquinone reductase (complex I) from Neurospora mitochondria determined by electron microscopy of membrane crystals. // J Mol Biol. -1987.-Vol. 194.-P. 277-86.

98. Loeffen J., Smeets R., Smeitink J., Ruitenbeek W., Janssen A.

99. Mariman, E., Sengers R., Trijbels, F., and van den Heuvel, L. The X-chromosomal NDUFA1 gene of complex I in mitochondrial encephalomyopathies: Tissue expression and mutation detection. // J. Inher. Metab. Dis. 1998a. - Vol. 21. - P. 210-215.

100. Luft R. The development of mitochondrial medicine. // Proc Natl Acad Sei USA.- 1994. Vol. 91. - P. 8731-8738.

101. Marcus R.A., Sutin N. Electron Transfer in Chemistry and Biology // Biochim. Biophys. Acta. 1985. - Vol. 811. - P. 265-322.

102. Massey V., Palmer G. On the existence of spectrally distinct classes of flavoprotein semiquinones. A new method for the quantitative production of flavoprotein semiquinones. // Biochemistry. 1966. - Vol. 5. - P. 3181-3189.

103. Melov S., Coskun P.E., Wallace D.C. Mouse models of mitochondrial disease, oxidative stress, and senescence. // Mutat Res. 1999a. - Vol. 434. -P. 233-242.

104. Mitchell P. Chemiosmotic coupling in oxidative and photosyntetic phosphorylation I I Biol. Rev. Cambridge Phil. Soc.- 1966. Vol. 41. - P. 445-502.

105. Mitchell P. Coupling of phosphorylation to electron and hydrogen transfer by a chemi-osmotic type of mechanism. // Nature. 1961.- Vol. 191.- P. 144-148.

106. Miyoshi H., Inoue M., Okamoto S., Ohshima M., Sakamoto K., Iwamura H. Probing the ubiquinone reduction site of mitochondrial complex I using novel cationic inhibitors. // J. Biol. Chem. 1997.-Vol. 272. - P. 16176-16183.

107. Miyoshi H., Iwata J., Sakamoto K., Furukawa H., Takada M., Iwamura H., Watanabe T., Kodama M. Specificity of pyridinium inhibitors of the ubiquinone reduction sites in mitochondrial complex I. // J. Biol. Chem. 1998. - Vol. 273. - P. 17368-17374.

108. Mizuno Y., Ohta S., Tanaka M., Takamiya S., Suzuki K., Sato T., Oya H., Ozawa T., Kagawa Y. Deficiencies in Complex I subunits of the respiratory chain in Parkinson's disease. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1989.-Vol. 163. - P. 1450-1455.

109. Moreadith R.W., Cleeter M.W.J., Ragan C.I., Batshaw M.L., Lehninger A.L. Congenital deficiency of two polypeptide subunits of the iron-protein fragment of mitochondrial Complex I. // J. Clin. Invest. -1987. -Vol. 79. P. 463-467.

110. Morgan-Hughes J.A., Schapira A.H.V., Cooper J.M., Clark J.B. Molecular defects of NADH-ubiquinone oxidoreductase (Complex I) in mitochondrial diseases. // J. Bioenerg. Biomembr. 1988. - Vol. 20. - P. 365-382.

111. Morgan-Hughes J.A., Schapira A.H., Cooper J.M., Holt I.J., Harding A.E., Clark J.B.The molecular pathology of respiratory-chain dysfunction inhuman mitochondrial myopathies. // Biochim Biophys Acta. 1990. - Vol. 1018.-P. 217-222.

112. Nakayama Y., Hayashi M., Unemoto T. Identification of six subunits constituting Na+-translocating NADH-quinone reductase from the marine Vibrio alginolyticus. IIFEBS Lett. 1998. - Vol. 422. - P. 240-242.

113. Nohl H. Demonstration of the existence of an organo-specific NADH dehydrogenase in heart mitochondria. // Eur. J. Biochem. 1987. - Vol. 169. -P. 585-91.

114. Ohnishi T. (ed.). Minireview series: NADH-Quinone Oxidoreductase: The Most Complex Complex. Plenum Press, New York // J. Bioenerg. Biomembr. Vol. 25.- 1993.

115. Ohnishi T. Thermodynamic and EPR characterization of iron-sulfur centers in the NADH-ubiquinone segment of the mitochondrial respiratory chain in pigeon heart. // Biochim. Biophys. Acta. 1975. - Vol. 387. - P. 475-490.

116. Okun J.G., Zickermann V., Brandt U. Properties of the common inhibitor binding domain in mitochondrial NADH-dehydrogenase (complex I). // Biochem.Soc.Trans. 1999a. - Vol. 27. - P. 596-601.

117. Okun, J.G., Lümmen, P., and Brandt, U. Three classes of inhibitors share a common binding domain in mitochondrial complex I (NADH:ubiquinone oxidoreductase). // J. Biol. Chem. 1999b. - Vol. 274. -P. 2625-2630.

118. Paech C., Friend A., Singer T.P. Simplified isolation and molecular composition of NADH dehydrogenase of the respiratory chain. // Biochem. J. 1982. - Vol. 203.-P. 477.

119. Plesofsky N., Gardner N., Videira A., Brambl R. NADH dehydrogenase in Neurospora crassa contains myristic acid covalently linked to the ND5 subunit peptide. // Biochim Biophys Acta. 2000. - Vol. 1495. -P. 223-230.

120. Ragan C.I., Hatefi Y. Isolation of the iron-sulfur-containing polypeptides of NADH: oxidoreductase ubiquinone. // Methods Enzymol. -1986.-Vol. 126.-P. 360-369.

121. Ragan C.I., Racker E. Partial resolution of the enzymes catalyzing oxidative phosphorylation. 28. The reconstitution of the first site of energy conservation. // J. Biol. Chem. 1973 - Vol. 248. - P. 2563-2569.

122. Ragan C.I. Structure and function of an archetypal respiratory chain complex: NADH-ubiquinone reductase. // Biochem. Soc. Tras. 1990. - Vol. 18.-P. 515-516.

123. Ragan C.I., Galante Y.M., Hatefi Y. Purification of three iron-sulfur proteins from the iron-protein fragment of mitochondrial NADH-ubiquinone oxidoreductase. // Biochemistry. 1982 b. - Vol. 21. - P. 2518-2524.

124. Ragan C.I., Galante Y.M., Hatefi Y., Ohnishi T. Resolution of mitochondrial NADH dehydrogenase and isolation of two iron-sulfur proteins. // Biochemistry. 1982 a. - Vol. 21. - P. 590-594.

125. Ragan C.J. Structure of NADH- ubiquinone reductase (complex I). // Curr. Top in Bioenerg. 1985. - Vol. 15. - P. 1-36.

126. Ragan C.I., Cottingham I.R. The kinetics of quinone pools in electron transport. // Biochim Biophys Acta. 1985. - Vol. 811. - P. 13-31.

127. Ragan CI, Reed JS. Regulation of electron transfer by the quinone pool. //J Bioenerg Biomembr. 1986. - Vol. 18. - P. 403-418.

128. Ragan CI. The molecular organization of NADH dehydrogenase. // Subcell Biochem. 1980. - Vol. 7. - P. 267-307.

129. Rasmussen U.F. The oxidation of added NADH by intact heart mitochondria. // FEBS Lett. 1969. - Vol. 2. - P. 157-162.

130. Rasmussen U.F., Rasmussen H.N. The NADH oxidase system (external) of muscle mitochondria and its role in the oxidation of cytoplasmic NADH. // Biochem. J. 1985. - Vol. 229. - P. 631-641.

131. Reed J.S., Ragan C.I. The effect of rate limitation by cytochrome c on the redox state of the ubiquinone pool in reconstituted NADH: cytochrome c reductase. // Biochem J. 1987. - Vol. 247. - P. 229-230(2). 657-662.

132. Runswick M.J., Fearnley I.M, Skehel J.M., Walker J.E. Presence of an acyl carrier protein in NADH:ubiquinone oxidoreductase from bovine heart mitochondria. // FEBS Lett. 1991. - Vol. 286. - P. 121-124.

133. Sackmann U, Zensen R, Rohlen D, Jahnke U, Weiss H. The acyl-carrier protein in Neurospora crassa mitochondria is a subunit of NADH:ubiquinone reductase (complex I). // Eur. J. Biochem. 1991. - Vol. 200. - P. 463-469.

134. Schapira A.H.V. Human complex I defects in neurodegenerative diseases // Biochim. Biophys. Acta. 1998. - Vol. 1364. - P. 261-270.

135. Schapira A.H.V., Cooper J.M., Morgan-Hughes J.A., Patel S.D., Cleeter M.J.W., Ragan C.I. and Clark J.B. Molecular basis of mitochondrial myopathies: polypeptide analysis in Complex-I deficiency. // The Lancet. -1988.-Vol. 8584.-P. 500-503.

136. Schulte U., Fecke W., Krull C., Nehls U., Schmiede A., Schneider R, Ohnishi T., Weiss H. In vivo dissection of the mitochondrial respiratory NADH: ubiquinone oxidoreductase (complex I). // Biochim. Biophys. Acta. 1994.-Vol. 1187.-P. 121-124.

137. Schultz B., Chan S. Structures and proton-pumping strategies of mitochondrial respiratory enzymes. // Annu. Rev. Biophys. Struct. 2001. -Vol. 30.-P. 23-65.

138. Singer T.P. Determination of the activity of succinate, NADH, choline, and alpha-glycerophosphate dehydrogenases // Meth. Biochem. Anal. 1974. -Vol. 22.-P. 123-175.

139. Singer T.P., Castagnoli N. Jr, Ramsay R.R., Trevor A.J. Biochemical events in the development of parkinsonism induced by l-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine. // J Neurochem. 1987. - Vol. 49. - P. 1-8.

140. Singer T.P., Ramsay R.R., The reaction sites of rotenone and ubiquinone with mitochondrial NADH dehydrogenase. // Biochim Biophys Acta. 1994. - Vol. 1187. - P. 198-202.

141. Skehel J.M., Fearnley I.M., Walker J.E. NADH:ubiquinone oxidoreductase from bovine heart mitochondria: sequence of a novel 17.2-kDa subunit. // FEBS Lett. 1998. - Vol. 438. - P. 301-305.

142. Sled V.D., Vinogradov A.D. Reductive inactivation of the mitochondrial three subunit NADH dehydrogenase. // Biochim. Biophys. Acta. 1993. - Vol. 1143. - P. 199-203.

143. Sled V.D., Rudnitzky N.I., Hatefi Y., Ohnishi T. Thermodynamic analysis of flavin in mitochondrial NADH:ubiquinone oxidoreductase (complex I). // Biochemistiy. 1994. - Vol. 33. - P. 10069-10075.

144. Slipetz D.M., Goodyer P.R. Rozen R. Congenital deficiency of a 20-kDa subunit of mitochondrial Complex I in fibroblasts. // Am. J. Hum. Genet. 1991. - Vol. 48. - P. 1121-1126.

145. Small W.C., McAlister-Henn L. Identification of a cytosolically directed NADH dehydrogenase in mitochondria of Saccharomyces cerevisiae. II J. Bacteriol. 1998. - Vol. 180. - P. 4051-4055.

146. Smith A.L. Preparation, properties, and conditions for assay of mitochondria: slaughterhouse material Small-Scale. // Methods in Enzymol. 1967.-Vol. 10.-P. 81-87.

147. Sottocasa G.L., Kuylenstierna B., Ernster L., Bergstrand A.J. An electron transport system associated with the outer membrane of the mitochondria. // Cell Biol. 1967. - Vol. 32. - P. 415

148. Suzuki H., King T.E. Evidence of an ubisemiquinone radical(s) from the NADH-ubiquinone reductase of the mitochondrial respiratory chain // J. Biol. Chem. 1983. - Vol. 258. - P. 352-358.

149. Taivassalo T., Fu K., Johns T., Arnold D., Karpati G., Shoubridge E.A. Gene shifting: a novel therapy for mitochondrial myopathy. // Hum.Mol.Genet. 1999. - Vol. 8. - P. 1047-1052.

150. Ton C., Hwang D.M., Dempsey A.A., and Liew C.-C. Identification and primary structure of five human NADH-ubiquinone oxidoreductase subunits. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1997. - Vol. 241. - P. 589594.

151. Tyler D.D., Gonze J., Lamy F., Dumont J.E. 1967 Influence of mitochondrial inhibitors on the respiration and energy-dependent uptake of iodide by thyroid slices. // Biochem. J. 1968. - Vol. 106. - P. 123-133.

152. Ushakiva A., Grivennikova V.G., Ohnishi T., Vinogradov A.D. Triton X-100 as a specific inhibitor of the mammalian NADH-ubiquinone oxidoreductase (Complex I). // Biochim. Biophys. Acta. 1999. - Vol. 1409. -P. 143-153.

153. Vekshin N. Thermal hypothesis of coupling ATP synthesis to electrontransfer in biological membranes. // Comm. Mol. Cell. Biophys. 1990. -Vol. 7.-P. 17-25.

154. Vekshin N.L. Photonics of Biopolymers. Berlin: Springer, 2002. 229p.

155. Videira A, Tropschug M, Wachter E, Schneider H, Werner S. 1990b Molecular cloning of subunits of complex I from Neurospora crassa. Primary structure and in vitro expression of a 22-kDa polypeptide. // J Biol Chem. 1990. - Vol. 265. - P. 13060-13065.

156. Videira A, Tropschug M, Werner S. 1990a Primary structure and expression of a nuclear-coded subunit of complex I homologous to proteins specified by the chloroplast genome. // Biochem Biophys Res Commun. -1990.-Vol. 171.-P. 1168-1174.

157. Videira A. Complex I from the fungus Neurospora crassa. II Biochim. Biophys. Acta. 1998. - Vol. 1364. - P. 89-100.

158. Vinogradov A.D. Catalytic properties of the mitochondrial NADH:ubiquinone oxidoreductase (Complex I) and pseudo-reversible active/ inactive enzyme Transition// Biochim. Biophys. Acta. 1998. - Vol. 1364.-P. 169-185.

159. Vinogradov A.D. Kinetics, control, and mechanism of ubiquinone reduction by the mammalian respiratory chain-linked NADH-ubiquinone reductase. // J. Bioenerget. Biomembr. 1993. - Vol. 25. - P. 367.- 375.

160. Vinogradov A.D., King T.E. The Keilin-Hartree heart muscle preparation. // Methods Enzymol. 1979. - Vol. 1. - P. 118-27.

161. Vinogradov A.D., Sled V.D., Burbaev D.S., Grivennikova V.G., Moroz I.A., Ohnishi T. Energy-dependent Complex I-associated ubisemiquinones in submitochondrial particles. // FEBS Lett. 1995. - Vol. 370. - P. 83-87.

162. Von Bahr-Lindstrom H., Galante Y.M., Persson M., Jornvall H. The primary structure of subunit II of NADH dehydrogenase from bovine-heart mitochondria. // Eur J Biochem. 1983. - Vol. 134. - P. 145-150.

163. Walker J.E. The NADH:ubiquinone oxidoreductase (complex I) of respiratory chains. // Q. Rev. Biophys. 1992. - Vol. 25. - P. 253-324.

164. Walker J.E., Skehel J.M., Buchanan S.K. Structural analysis of NADH:ubiquinone oxidoreductase from bovine heart mitochondrial. // Methods Enzymol. 1995. - Vol. 260. - P. 14-34.

165. Wallace D.C., Singh G., Lott M.T., Hodge J.A., Schurr T.G., Lezza A.M.S., Elsas L.J., Nikoskelainen E.K. // Science. 1988. - Vol. 242. - P. 1427-1430.

166. Wallace D.C. Mitochondrial diseases in man and mouse. // Science. -1999. Vol. 283. - P. 1482-1488.

167. Wan Y.-P., Williams R.H., Folker K. Low molecular weight analogs of coenzyme Q as hydrogen acceptors and donors in systems of the respiratory chain. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1975. - Vol. 63. - P. 11-15.

168. Weiss H., Friedrich T., Hofhaus G., Preis D. The respiratory-chain NADH dehydrogenase (complex I) of mitochondria. // Eur.J. Biochem. -1991.-Vol. 197.-P. 563-576.

169. Wikstom M. Two protons are pumped from the mitochondrialmatrix per electron transferred between NADH and ubiquinone. // FEBS Lett. 1984. -Vol. 169.-P. 300-304.

170. Yagi T. The bacterial energy-transducing NADH-quinone oxidoreductases. // Biochim. Biophys. Acta. 1993. - Vol. 1141. - P. 1-17.

171. Yagi T., Yano T., DiBernardo S., Matsuno-Yagi A. Procariotic complex I (NDH-1), an overview. // Biochim. Biophys. Acta. 1998. - Vol. 1364.-P. 125-133.

172. Yano T. NADH-quinone Oxidoreductase: The hugest and mostcomplicated membrane-bound enzyme complex. // Proteins Nucleic Acids and Enzymes. 1997. - Vol. 42. - P. 154-163.

173. Yano T., Yagi T. H+-translocating NADH-quinone oxidoreductase (NDH-1) of Paracoccus denitrificans. Studies on topology and stoichiometry of the peripheral subunits. // J.Biol.Chem. 1999. - Vol. 274. -P. 28606-28611.

174. Yu W., Nairn J.O., McGowan M., Ippolito K., Lanzafame R.J. Photomodulation of oxidative metabolism and electron chain enzymes in rat liver mitochondria. // Photochem Photobiol. 1997. - Vol. 66. - P. 866-871.

175. Zharova T.V., Vinogradov A.D. A competitive inhibition of the mitochondrial NADH-ubiquinone oxidoreductase (Complex I) by ADP-ribose. // Biochim. Biophys. Acta. 1997. - Vol. 1320. - P. 256-264.

176. Выражаю благодарность к.б.н. Елене Владимировна Гришиной, к.б.н. Надежде Ивановне Федотчевой и к.б.н. Виктору Ашину (ИБФМ) за помощь и поддержку в овладении методами биохимических и биофизических исследований.

177. Рад поблагодарить сотрудников лаборатории Редокс белков за плодотворные дисскусии, помощь и поддержку в работе.

178. Хочу искренне поблагодарить свою семью за всестороннюю поддержку на всех стадиях выполнения работы.

179. Работа выполнена при частичной финансовой поддержке The Netherlands Organization for Scientific Research, грант NWO 047-007-005.