Роль полиэлектролит-белковых взаимодействий в создании полиэлектролитного ферментного микродиагностикума тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.02, кандидат биологических наук Тихоненко, Сергей Алексеевич

• Тихоненко, Сергей Алексеевич
• кандидат биологических наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Тихоненко, Сергей Алексеевич

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

II. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРНЫЙ.

1. Биохимические методы анализа.

1.1 Анализируемые вещества.

1.2 Ферментативные методы анализа.

1.2.1. Методы с использованием ферментов в растворенном состоянии.

1.2.2. Методы с использованием иммобилизованных ферментов.

2. Полиэлектролитные микрокапсулы.

2.1. Виды ПЭ микрокапсул.

2.2. Применение микрокапсул.

2.2.1. Микрокапсулы как средство адресной доставки.

2.2.2. Микрокапсулы как диагностическое средство.

3. Влияние заряженных частиц на функции белков, содержащихся в растворе.

4. Влияние полиэлектролитов на структуру и функции белков при образовании комплекса.

5. Природа полиэлектролит-белковых взаимодействий.

5.1. Электростатические взаимодействия.

5.2. Гидрофобные взаимодействия.

III. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

IV РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

1. Изучение полиэлектролит-белковых комплексов в растворе.

1.1 Влияние полиэлектролитов на активность уреазы.

1.2. Влияние полиэлектролитов на конформационные свойства уреазы.

1.2.1. Флуоресцентные свойства комплекса ПАА-уреаза.

1.2.2. Изучение комплекса ПАА-уреаза методом кругового дихроизма.

1.3. Влияние полиэлектролитов на активность ЛДГ.

1.4 Влияние полиэлектролитов на структурные свойства ЛДГ.

1.4.1. Флуоресцентные свойства.

2. Влияние неорганических солей на свойства ферментов в комплексе с полиэлектролитом.

2.1 Каталитические характеристики комплекса уреаза -ПАА.

2.2. Турбидиметрическое титрование уреазы полиаллиламином в присутствии солей.

2.3. Каталитические характеристики комплекса ЛДГ-ПСС.

3. Формирование полиэлектролитной оболочки микрокапсул.

3.1. Влияние состава полиэлектролитной оболочки на активность инкапсулированного фермента.

3.2 Влияние числа полиэлектролитных слоев на активность инкапсулированного фермента.

4. Свойства полиэлектролитных микрокапсул, содержащих фермент.

4.1. Каталитические характеристики ПФМК.

4.2. Влияние различных солей на активность фермента в микрокапсулах.

5. Стабильность инкапсулированного фермента при длительном хранении.

6. Стабильность инкапсулированного фермента к разрушению протеолитическими ферментами.

7. Изучение условий для многоразового использования микродиагностикума.

8. Практическое применение микродиагностикума в качестве диагностического средства.

Выводы:.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Роль полиэлектролит-белковых взаимодействий в создании полиэлектролитного ферментного микродиагностикума»

Клинико-биохимические анализы относятся к числу самых распространенных методов используемых для диагностики заболеваний человека. Такого рода исследования, как известно, включают общие анализы крови и мочи, изучение состава ряда других биологических жидкостей организма. Общим недостатком существующих методов качественного и количественного анализа нативных биологических жидкостей является необходимость их предварительного фракционирования. До недавнего времени эти анализы проводились с помощью химических методов, но, в связи с токсичностью многих из них, низкой чувствительностью и другими недостатками, широкое распространение на сегодняшний день получили энзимологические методы, когда используетсяч<свободный» фермент. Однако, наряду с явными преимуществами такого подхода, есть и- ряд недостатков: неоднозначность анализа в присутствии других, агрессивных к ферменту высокомолекулярных соединений, в частности, протеаз и других внутриклеточных компонентов, одноразовое использование фермента и т.д. Таким образом, появляется необходимость защитить фермент-сенсор от неблагоприятного воздействия, сохранив при этом к нему доступ субстрата, увеличить его стабильность при длительном хранении, а также разработать возможность многократного использования фермента. Одним из видов такой защиты нам представляется инкапсулирование ферментов в полиэлектролитные микрокапсулы (ПМК).

Такие ПМК относятся к изделиям новой области полимерной нанотехнологии. В настоящее время это направление бурно развивается во всем - мире: в США, странах Евросоюза, Китае, Австралии; растет число научных лабораторий, исследующих эти объекты; появляются первые фирмы, выпускающие коммерческие изделия. При этом наряду с чисто фундаментальными исследованиями структуры, физико-химических и биологических свойств полиэлектролитных микрокапсул, все больший акцент делается на прикладные исследования, направленные на практическое использование ПМК, в частности, в медицине, химической технологии, биотехнологии, экологии и многих других областях. Сочетание уникальных свойств и сравнительно простая технология получения широкого спектра ПМК с заданными параметрами (структурными, механическими, функциональными), легкость включения в них самых разнообразных веществ, как низко-, так и высокомолекулярных, в том числе лекарственных препаратов, а также возможность управления проницаемостью оболочек ПМК, делает перспективным их использование в качестве средств адресной доставки лекарственных препаратов к органам и тканям, пролонгированного и терапевтического эффекта, в качестве микрореакторов, микроконтейнеров и т.п. ПМК, содержащие инкапсулированный фермент, можно использовать как микродиагностикум, способный распознавать и количественно определять низкомолекулярные вещества как в нативных биологических жидкостях, так и в сточных водах, если они являются субстратом, ингибитором или активатором инкапсулированного фермента.

II. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРНЫЙ

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Тихоненко, Сергей Алексеевич

Выводы:

1. Показано, что из четырех исследованных полиэлектролитов - двух отрицательно заряженных - полистиролсульфоната (ПСС) и декстрансульфата, и двух положительно - полиаллиламингидрохлорида (ПАА) и полидиаллилдиметиламмонийхлорида (ПДАДМА), сильными ингибиторами уреазы и ЛДГ являются ПАА и ПСС соответственно.

2. Ингибирование ЛДГ полистиролсульфонатом, необратимо и сопровождается разрушением третичной и частично' вторичной структур фермента.

3. Ингибирование уреазы полиаллиламином обратимо и не сопровождается заметными структурными изменениями.

4. В растворах моновалентных анионов (хлоридов) активность комплексов уреаза-ПАА и ЛДГ-ПСС с увеличением концентрации соли монотонно, растет как корень квадратный от ионной силы.

5. В присутствии дивалентных анионов - сульфатов активность комплекса-уреаз-ПАА претерпевает скачок в узком интервале их концентраций от 0,6 до 0,8 мМ, увеличиваясь до активности нативного фермента: Эти данные совместно с результатами-турбидиметрического титрования; интерпретируются как изменение конформации полиэлектролита - ПАА, препятствующее комплиментарному связыванию его с активной петлей уреазы.

6. Ферменты, заключенные в полиэлектролитную' микрокапсулу, могут сохранять до 40 % активности и это зависит от: 1) последовательности наслоения полиэлектролитов, и 2) от числа полиэлектролитных слоев

7. Полиэлектролитная оболочка защищает инкапсулированные ферменты от разрушающего действия протеаз и сохраняет их активность при длительном хранении в воде более чем на 6 месяцев.

8. Разработана методика многократного использования микродиагностикума, а также показана возможность его применения в качестве диагностического средства.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Тихоненко, Сергей Алексеевич, 2010 год

1. Ai Н., Jones S.A. and Lvov Y.M. Biomedical Applications of Electrostatic Layer-by-Layer Nano-Assembly of Polymers, Enzymes, and Nanoparticles. Cell Biochem. Biophys., 2003, v. 39, p. 23-43.

2. Antipov A.A., Sukhorukov G.B., Leporatti S., Radtchenko I.L., Donath E. and Mohwald H. Polyelectrolyte multilayer capsule permeability control. Colloid. Surf.: Physicochem. Eng. Aspects, 2002, v. 198, p. 535-541.,

3. Bagel'ova J., M. Antalik and M. Bona, Studies on cytochrome c-heparin interactions by differential scanning calorimetry. Biochem. J. 297, 99 101 (1994).

4. Balabushevitch N.G. and Larionova N.I. Fabrication and characterization of polyelectrolyte microparticles with protein. Biochemistry (Moscow), 2004, v. 69(7), p. 930-936.

5. Balabushevitch N.G., Tiourina O.P., Volodkin D.V., Larionova N.l. and>Sukhorukov G.B. Loading the Multilayer Dextran Sulfate/Prptamine Microsized Capsules with Peroxidase. Biomacromolecules, 2003, v. 4(5), p. 1191-1197.

6. Basova LV, Tiktopulo EI, Kutyshenko VP, Mauk AG, Bychkova VE. Biochim Biophys Acta. 2008 Apr; 1778(4): 1015-26. Epub 2008 Jan 17

7. Berth G., Voigt A., Dautzenberg Hi, Donath E. and. Mohwald H. Polyelectrolyte complex and layer-by-layer capsules from chitosan/chitosan sulfate. Biomacromolecules, 2002, v. 3(3), p.'579-590.

8. Berth, G., et al., Polyelectrolyte complexes and layer-by-layer capsules from chitosan/chitosan sulfate. Biomacromolecules, 2002. 3(3): p. 579-590.

9. Borodina, Т., et al., Controlled release of DNA from self-degrading microcapsules. Macromolecular Rapid Communications, 2007. 28(18-19): p. 1894-1899.

10. Caruso F. and Mohwald H. Protein multilayer formation on colloids through a stepwise self-assembly technique. J. Amer. Chem. Soc., 1999, v. 121(25), p. 6039-6046.

11. Caruso F. Hollow capsule processing through colloidal templating and self- assembly. Chem. Eur. J. A, 2000, v. 6(3), p. 413-419.

12. Caruso F., Fiedler H. and Haage K. Assembly of beta-glucosidase multilayers on spherical colloidal particles and their use as active catalysts. Colloid. Surf.: Physicochem. Eng. Aspects, 2000, v. 169(1-3), p. 287-293.

13. Caruso F., Susha A.S., Giersig M. and Mohwald H. Magnetic core-shell particles: Preparation of magnetite multilayers on polymer latex microspheres. Adv. Mater., 1999, v. 11(11), p. 950-953.

14. Caruso F., Trau D., Mohwald H. and Renneberg R. Enzyme Encapsulation in Layer-by-Layer

15. Engineered Polymer Multilayer Capsules. Langmuir, 2000, v. 16, p. 1485-1488.

16. De Geest BG, Dejugnat C, Verhoeven E, Sukhorukov GB, Jonas AM, Plain J, Demeester J, De Smedt SC. Layer-by-layer coating of degradable microgels for pulsed drug delivery. J Control Release. 2006 Nov 28; 116(2): 159-69. Epub 2006 Jun 21.

17. De Geest BG, Jonas AM, Demeester J, De Smedt SC. Glucose-responsive polyelectrolyte capsules. Langmuir. 2006 May 23;22(11):5070-4.

18. De Geest, B.G., et al., Intracellularly degradable polyelectrolyte microcapsules. Advanced Materials, 2006. 18(8): p. 1005-+.

19. De Koker, S., et al., In vivo cellular uptake, degradation, and biocompatibility of polyelectrolyte microcapsules. Advanced Functional Materials, 2007. 17(18): p. 3754-3763.

20. Decher G. and Hong J.D; Buildup of ultrathin multilayer films by a self- assembly process. 1. Consecutive adsorption of anionic and cationic bipolar, amphiphiles on charged surfaces. Makromol. Chem. Macromol. Symp; 1991. v. 46. p. 321-327.

21. Decher G., Hong J.D. and Schmitt J, Buildup of ultrathin multilayer films by a self- assembly process. 3. Alternating adsorption of anionic and cationic polyelectrolytes on charged surfaces. Thin Solid Films, 1992. v. 210(1-2). p. 831-835

22. Decher G., Lvov Y. and Schmitt J. Proof of Multilayer Structural-Organization in Self-Assembled Polycation Polyanion Molecular Films. Thin Solid Films. 1994. v. 244 (1-2). p. 772-777.

23. Dubas S.T. and Schlenoff J.B. Polyelectrolyte multilayers containing a weak polyacid: Construction and deconstruction. Macromolecules, 2001, v. 34(11), p. 3736-3740.

24. Dumitriu S. and Chornet E. Inclusion and release of proteins from polysaccharide-based polyion complexes. Adv. Drug Deliv. Rev., 1998," v. 31, p. 223-246.

25. Emek Seyrek, Paul L. Dubin, Christophe Tribet, and Elizabeth A. Gamble Ionic Strength Dependence of Protein-Polyelectrolyte Interactions //Biomacromolecules 2003, 4,273-282.

26. Foreman TM, Khalil M; Meier P, et al. Effects of charged water-soluble polymers on the stability and activity of yeast alcohol dehydrogenase and subtilisin Carlsberg Biotechnology and-Bioengineering, 76(3), pp.241-246 (2001)

27. Gao J.Y., Dubin P:, Muhoberac BB.P "Measurement of the binding of proteins to polyelectrolytes by frontal analysis continuous capillary electrophoresis." //Analytical Chemistry 1997V. 69.P. 2945-2951.

28. Gao J.Y., Dubin P.L. and Muhoberac B.B. Capillary Electrophoresis and Dynamic Light Scattering Studies of Structure and Binding Characteristics of Protein-Polyelectrolyte Complexes. J. Phys. Chem., 1998, v. 702, p. 5529-5535.

29. Gebauer, M. and A. Skerra, Engineered protein scaffolds as next-generation antibody therapeutics. Current Opinion in Chemical Biology, 2009. 13(3): p. 245-255.

30. Gimmler, H., Kugel, H., Leibfritz, D., and Mayer, A. (1988) Physiol. Plantar., 74, 521-530.

31. Goers, J.; Permyakov, S.E.; Permyakov, E.A.; Uversky, V.N.; Fink, A.L. Conformational Prerequisites for alpha-Lactalbumin Fibrillation. Biochemistry 2002,41, 12546 12551.

32. Gong J., P. Yao, H. Duan, et al., Structural transformation of cytochrome c and apo cytochrome c induced by sulfonated polystyrene

33. Biomacromolecules, 4(5), pp. 1293-1300 (2003).

34. Gourmelin Y. Electrode measurement of glucose and urea in undiluted samples / Y. Gourmelin, B. Gouget, A. Truchaud // Clin Chem. — 1990. — Vol. 36. — P. 1646-1649.

35. Grymonpre, K. R.; Staggemeier, B. A.; Dubin, P. L.; Mattison, K.M. Biomacromolecules 2001, 2, 422-429.

36. Hakansson, A.; Zhivotovsky, B.; Orrenius, S.; Sabharwal, H.; Svanborg, C. Apoptosis induced by a human milk protein. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1995, 92, 8064 8068:

37. Hattori, T.; Kimura, K.; Seyrek, E.; Dubin, P. L. Anal. Biochem.2001, 158, 158-167.

38. Jacques-Philippe Colletier, Barnabe Chaize, Mathias Winterhalter and Didier Fournier Protein encapsulation in liposomes: efficiency depends on. interactions between protein and phospholipid bilayer. BMC Biotechnology 2002,2:9

39. Jiang H.L. and Zhu K.J. Preparation and characterization of protein-loaded polyanion/gelatin complex. Pharm. Dev. and Tech., 2001; v. 6(2), p. 231 -240*

40. Joana Filipa Pereira da Silva Gomes, Anja Rank, Astrid Kronenberger, JQrgen Fritz, Mathias Winterhalter and Yannic Ramaye Polyelectrolyte Coated Unilamellar Nanometer Sized Magnetic Liposomes Langmuir2009 25 (12), 6793-6799*

41. Jonas A., Laschewsky A. and Legras R. Ultrathin polymer coatings by complexation of polyelectrolytes at interfaces: suitable materials, structure and properties. Macromol. Rapid Commun., 2000, v. 21(7), p. 319-348.

42. Kabanov V.A., Skobeleva V.B., Rogacheva V.B. and Zezin A.B. Sorption of Proteins by Slightly Cross-Linked Polyelectrolyte Hydrogels: Kinetics and Mechanism. J. Phys. Chem. B, 2004, v. 108, p. 1485-1490.

43. Kaibara К., Okazaki T., Bohidar H.B., Dubin P.L. "pH-Induced Coacervation in Complexes of Bovine Serum Albumin and Cationic Polyelectrolytes" // Biomacromolecules. 2000V. 1. P. 100107.

44. Khotina LA, S. V. Tolkachev, A. L. Rusanov and P. M. Valetsky Synthesis of Polyheteroarylenes Based on Bis(naphthalic) Anhydrides with Acetylene and Substituted Phenylene Groups Doklady Physical Chemistry 2003 V. 389, № 4-6, 106-110,

45. Kokufota E. and Takahashi K. Stoichiometric Complexation of Bovine Trypsin with Potassium Poly(Vinyl Alcohol Sulfate) and Enzyme Activity of the Complex. Polymer, 1 990, v. 31, p. 1177-1182.

46. Langer R. New methods of drug delivery. Science, 1990, v. 249, p. 1527-1533.

47. Lespinas F. Enzyme urea assay: A new colorimetric method based on hydrogen peroxide measurement / F. Lespinas, G. Dupuy, F. Revol, C. Aubry // Clin. Chem. — 1989. — Vol. 35. — P. 654-658.

48. Lvov Y., Ariga K., Ichinose I. and Kunitake T. Assembly of Multicomponent Protein Films by Means of Electrostatic Layer-by-Layer Adsorption. J. Amer. Chem, Soc., 1995, v. 117(22), p. 61 176123.

49. Mattison K.W. and Dubin P.L. Description and Characterization of Soluble Protein-Polyelectrolyte Complexes. Polym. Prep., 1998, v. 39, p. 667-668.

50. Mattison K.W., BrittainT .J. and Dubin P.L. Protein-Polyelectrolyte Phase Boundaries. Biotechnol. Prog., 1995, v. 77, p. 632-637.

51. Mayya S., Schoeler B. and Caruso F. Preparation and organisation of nanoscale polyelectrolyte-coated gold nanoparticles. Adv. Funct. Mater., 2003, v. 13(3), p. 183-188.

52. Mockel T. Evaluation of the i-STAT™ system: a portable chemistry analyser for the measurement of sodium, potassium, chloride, urea, glucose, and hematocrit / T. Mockel, D. Morrison, R. Yatscoff// Clin. Biochem. — 1995. — Vol. 28. — P. 187-192.

53. Morishita Y. Kinetic assay of serum and-urine for urea with use of urease and leucine dehydrogenase / Y. Morishita, K. Nakane, T. Fukatsu et al. H Clin. Chem. — 1997. — Vol. 43. — P. 1932-1936.

54. Moss J. M., VanDamme M. P., Murphy W. H., Preston В. N. "Dependence of salt concentration on glycosaminoglycan-lysozyme interactions in cartilage." // Arch. Biochem. Biophys. 1997V. 348. P. 49-55.

55. Muniruzza man M., Hijikata T.S., Nagano A. and Ikada Y. Structure Change of Basic Fibroblast Growth Factor Through Gelatin Complexation. Polym. Prep., 1998,v. 39, p. 247-248.

56. Naslund B. Luminometric single step urea assay using ATP-hydrolyzing urease / B. Naslund, L. Stable, A. Lundin et al. // Clin. Chem. — 1998. — Vol. 44. — P. 1964-1973.

57. Paddeu S., Fanigliulo A., Lanzin M., Dubrovsky T., Nicolini C. I I Sens. Actuators 1995. V. 25. P. 876-882.

58. Palankar, R., et al., Controlled Intracellular Release of Peptides from Microcapsules Enhances Antigen Presentation on MHC Class I Molecules. Small, 2009. 5(19): p. 2168-76.

59. Park, J. M.; Muhoberac, B. B.; Dubin, P. L.; Xia, J. Macromolecules 1992, 25, 290-295.

60. Pei R., Cui X., Yang X. and Wang E. Assembly of Alternating Polycation and DNA Multilayer Films by Electrostatic Layer-by-Layer Adsorption. Biomacromolecules, 2002, v. 13, p. 124-130.

61. Petrov A.I., Volodkin D.V., Sukhorukov G.B. Protein calcium carbonate co-precipitation: a tool of protein encapsulation. Biotechnol. Prog. 2005. v. 21.(3). p. 918-925.

62. Pierce B.L.J., Gibson T.D. and Bunnel R.A. Preliminary Modeland Evidence for the Mechanism of Stabilization of Analytical Enzymes in Aqueous Solution by Electrolyte and Sugar Derivatives. Spec. Publ.-R; Soc. Chem.-, 1998, v. 767, p. 54-60.

63. Polozov R; Montrel M. Ivanov V., Melnikov Yu., Sivozhelezov V, (2006) Biochemistry V. 45. P: 4481-4490.

64. Qiu X.P., Leporatti S., Donath E. and Mohwald H. Studies on the drug release properties of polysaccharide multilayers encapsulated ibuprofen microparticles. Langmuir, 2001, v. 17(17), p. 53755380.

65. Recommendation of the Second Joint Task Force of European» and other Societies on Coronary Prevention. Prevention of coronary heart disease in clinical practice. Eur Heart J 1998; 19: 1434-1503.

66. Rivera-Gil, P., et al., Intracellular processing of proteins mediated by biodegradable polyelectrolyte capsules. Nano Lett, 2009. 9(12): p. 4398-402.

67. Sabini, E., et al., Structural basis for substrate promiscuity of dCK. J Mol Biol, 2008. 378(3): p. 607-21.

68. Schuler C. and Caruso F. Preparation of enzyme multilayers on colloids for biocatalysis. Macromol. Rapid Commun., 2000, v. 21(11), p. 750-753'.

69. Seyrek E., Dubin PL., Tribet C., and Gamble EA. "Ionic Strength Dependence of Protein-Polyelectrolyte Interactions." //Biomacromolecules. 2003V. 4. P. 273-282.

70. Shenoy D.-B., Antipov A.A., Sukhorukov G.B. and Mohwald H. Layer-by- Layer Engineering of Biocompatible, Decomposable Core-Shell Structures. Biomacromolecules, 2003, v. 4(2), p. 265272.

71. Shenoy, D:B., et al., Layer-by-layer engineering of biocompatible, decomposable core-shell structures. Biomacromolecules, 2003. 4(2): p. 265-272.

72. Sivozhelezov V., Nicolini C. "Homology modeling of cytochrome P450scc and the mutations for optimal amperometric sensor." J. Theor. Biol. 2005V. 234. №4. P. 479-85.

73. Skirtach, A.G., et al., Laser-induced release of encapsulated materials inside living cells. Angew Chem Int Ed Engl, 2006. 45(28): p. 4612-7.

74. Skirtach, A.G., et ah, Nanoparticles distribution control by polymers: Aggregates versus nonaggregates. Journal of Physical Chemistry C, 2007. 111(2): p. 555-564.

75. Sukhorukov G.B., Donath E„ Moy S. and Susha A.S. Microencapsulation by means of stepwise adsorption of polyelectrolytes. Microencapsulation, 2000, v. 17(2), p. 177-185.

76. Sukhorukov, G.B., etal., Multifiinctionalized polymer microcapsules: novel tools for biological.and pharmacological applications. Small, 2007. 3(6): p. 944-55.

77. Svensson, M.; Hakansson, A.; Mossberg, A.K.; Linse, S.; Svanborg, C. Conversion of alpha-lactalbumin to a protein inducing apoptosis. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2000, 97,4221 -4226.

78. Taylor A. J. Analytical reviews in clinical biochemistry: the estimation of urea / A. J. Taylor, P. Vadgama // Ann. Clin. Biochem. — 1992. — Vol. 29. — P. 245-264.

79. Vorlop К., Capan E., Dautzenberg H., Czichocki G. Novel and effectiveentrapment of polyelectrolyte-enzyme-complexes in LentiKats . IX International BRG Workshop of Bioencapsulation, Poland, Warsaw, 2001, poster2.

80. Wearsch, P.A. and P. Cresswell, The quality control of MHC class I peptide loading. Curr Opin Cell Biol, 2008. 20(6): p. 624-31.

81. Wen Y.P. and Dubin P.L. Potentiometric Studies of the Interaction of Bovine Serum Albumin and Poly Dimethyldiallyammonium Chloride). Macromolecules, 1997, v. 30, p. 7856-7861.

82. Wright, C.A., et al., Tapasin and other chaperones: models of the MHC class I loading complex. Biol Chem, 2004. 385(9): p. 763-78.

83. Xia J., Dubhb P.L., Kim Y., Muhoberac B.B. and Klimkowski VJ. Electrophoretic and Quasi-Elastic Light Scattering of Soluble Protein- Polyelectrolyte Complexes. J. Phys. Chem., 1993, v. 97, p. 4528-4534. v

84. Yaneva, R., S. Springer, and M. Zacharias, Flexibility of the MHC class II peptide binding cleft in the bound, partially filled, and empty states: A molecular dynamics simulation study. Biopolymers, 2009. 91(1): p. 14-27.

85. Zacharias, M. and S. Springer, Conformational flexibility of the MHC class I alphal-alpha2 domain in peptide bound and free states: a molecular dynamics simulation'study. Biophys J, 2004. 87(4): p. 2203-14.

86. Zaitsev S.Y., Gorokhova I.V., Kashtigo T.V., Zintchenko A. and Dautzenberg H. General approach for lipases immobilization in polyelectrolyte complexes. Colloid. Surf: Physicochem. Eng. Aspects, 2003, v. 221, p. 209-220.

87. Zebli, В., et al., Magnetic targeting and cellular uptake of polymer microcapsules simultaneously functionalized with magnetic and luminescent nanocrystals. Langmuir, 2005. 21(10): p. 4262-4265.

88. Бобрешова M:, Сухоруков Г.Б., Сабурова E.A., Елфимова Л.И., Шабарчина Л.И., Сухоруков Б.И. Лактатдегидрогеназа в интерполиэлекгролитном комплексе. Функция и стабильность. Биофизика. 1999. т. 44 (5). с. 813-820.

89. Бородина Т.Н., Румш Л.Д., Кунижев С.М., Сухоруков Г.Б., Ворожцов1Г.Н., Фельдман Б.М., Марквичева Е.А. Полиэлектролитные микрокапсулы как системы доставки биологически активных веществ. Биомедицинская химия. 2007. т. 53 (5). с. 557-565.

90. Бородина Т.Н., Румш Л.Д., Кунижев С.М., Сухоруков Г.Б., Ворожцов Г.Н., Фельдман Б.М., Марквичева Е.А. Полиэлектролитные микрокапсулы как системы доставки биологически активных веществ. Биомедицинская химия. 2007. т. 53 (5). с. 557-565.

91. Гладилин А.К. Принципы конструирования биокаталитических систем на основе полиэлектролитов в среде органических растворителей. Диссертация докт. хим. наук, М: МГУ, 1999, с. 293

92. Долгов В.В., Селиванова A.B. Биохимические исследования в клинико-диагностических лабораториях ЛПУ первичного звена здравоохранения. СПб.: «Витал Диагностике СПб», 2006, с. 231

93. Долгов В.В., Шевченко О.П., Шарышев A.A., Бондарь В.А. Турбодиметрия в лабораторной практике. М.: Реаформ, 2007, с. 176

94. Дыбовская Ю.Н. диссер. к. физ-мат наук Применение расчетов электростатического поля белков для анализа взаимодействия полиэлектролитов с белками 2009.

95. Изумрудов В.А., Зезин А.Б., Кабанов В.А. Макромолекулярный обмен в растворах комплексов глобулярных белков с неприродными полиэлектролитами. Докл. АН СССР, 1984, т. 275, с. 1120-1123.

96. Кабанов В.А., Мустафаев В.И. Влияние ионной силы и pH среды на поведение комплекса БСА с поли-4-винил-Ы-этилпиридинийбромидом в водных растворах. ВМС А, 1981, т. 23, с. 255-260.

97. Казакова Л.И., Дубровский A.B., Мошов Д.А., Шабарчина Л.И., Сухоруков Б.И., Электронно-микроскопическое исследование структуры полиэлектролитных микрокапсул, содержащих и не содержащих белок. Биофизика. 2007. т. 52 (5). с.850-854.

98. Кулаев И.С., Вагабов В.М., Кулаковская Т.В. «Высокомолекулярные неорганические полифосфаты: биохимия, клеточная биология, биотехнология», Издательство: Научный мир, 2005 г.

99. Купцова C.B. Получение, свойства и применение композитных полимерных гидрогелей с иммобилизованными белками и пептидами. Диссертация канд. хим. наук, М.: 2000,128 с.

100. Ларионова Н.И., Унксова И.П., Миронов В.А., Сахаров И.Ю., Казанская Н.Ф:, Березин И.В. Исследование комплексообразования растворимых карбоксиметиловых эфиров полисахаридов с белками. ВМСА, 1981, т. 23(8), с. 1823-1829.

101. Меньшикова В.В. Методики клинических лабораторных исследований. М.: Лабора. 2009, с. 304

102. Мустафаев М.И. Комплексы неприродных полиэлектролитов с белками. Диссертация докт. хим. наук, М.: МГУ, 1981,344 с.

103. Сабурова Е.А., Бобрешова М.Е., Елфимова Л.И., Сухоруков Б.И. Ингибиторный действие полиэлектролитов на олигомерный фермент Биохимия 2000 Т. 65, № 8, с. 976-985.

104. Самсонов В.Г. Полимерные комплексы, включающие синтетические полиэлектролиты и физиологически активные вещества. ВМС А, 1979, т. 21(4), с. 725-733.