Пространственная организация фотосинтетической активности и транспорта протонов в возбудимой растительной клетке тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, кандидат биологических наук Крупенина, Наталия Анатольевна

• Крупенина, Наталия Анатольевна
• кандидат биологических наук
• 2008

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Крупенина, Наталия Анатольевна

Принятые сокращения

1 Введение

2 Обзор литературы

2.1 Транспорт Н+ в клетках растений.

2.2 Взаимосвязь фотосинтетических и мембранных процессов.

2.3 Элекгрическое возбуждение растительной клетки в связи с его влиянием на фотосинтез и механизмы защиты от фотоповреждения.

2.4 Клетки харовых водорослей — классический объект мембранной биологии

3 Материалы и методы

3.1 Объект и среда.

3.2 Микроэлектродные измерения рН.

3.3 Визуализация динамики изменения рН на границе клетки с использованием красителя тимолового синего.

3.4 Измерение флуоресценции хлорофилла.

3.4.1 Метод насыщающих световых импульсов.

3.4.2 Микрофлуориметрические измерения.

3.4.3 Анализ флуоресцентных изображений Ди МРС] (метод 1тар1^-РАМ).

3.5 Возбуждение клетки.

3.6 Регистрация мембранного потенциала

3.7 Измерение концентрации кислорода.

3.8 Регистрация изменений поглощения хлорофилла Р

4 Результаты

4.1 Пространственная неоднородность распределения рН у поверхности клетки и активности фотосинтеза в слое хлоропластов.

4.1.1 Светозависимое распределение Н+-транспортных систем плазмалеммы и активности ФСП

4.1.2 Пространственная координация между рНо и энергозависимым нефотохимическим тушением флуоресценции в ФСИ.

4.2 Влияние ПД на потоки Н+ через плазмалемму.

4.2.1 Обратимое выравнивание неоднородного профиля рН0 после генерации ПД.

4.2.2 Пространственно-временная динамика изменений рН0 при возбуждении, выявляемая из анализа цифровых изображений п методом сканирующего рН зонда.

4.2.3 Генерация ПД имитирует влияние темпового отключения фотосинтеза на рНо и мембранный потенциал клетки Chara.

4.2.4 Влияние интенсивности света на ПД-индуцированные изменения рН

4.2.5 Зависимость ПД-индуцированных изменений рНо от наружной концентрации Са2+ '.

4.3 Влияние ПД на флуоресценцию хлорофилла, фотохимическую активность ФСП и нефотохимическое тушение флуоресценции.

4.3.1 Влияние ПД на флуоресценцию хлорофилла и фотосинтетическую активность хлоропластов.

4.3.2 Влияние ПД на фотосинтетическое выделение кислорода.

4.3.3 Природа нефотохимического тушения, вызываемого генерацией ПД

4.3.4 Потенциал действия усиливает функциональную неоднородность в слое хлоропластов.

4.3.5 Сходное влияние ПД и ионофора А23187 на световые кривые NPQ

4.3.6 ПД-индуцированные изменения F'm и AF/F'm проявляются только на свету.

4.3.7 Влияние ПД на флуоресценцию зависит от нециклического потока электронов.

4.4 Влияние ПД на проницаемость мембран клетки и хлоропластов дня экзогенного акцептора метилвиологена.

4.4.1 Влияние ПД на эффективность первичных фотопроцессо? в ФСП в норме и в присутствии метилвиологена.

4.4.2 Световые кривые NPQ в покое и после электрического возбуждения у клеток, обработанных метилвиологеном.

4.4.3 Индукционные изменения редокс-состояния Р700 в покое и после ПД у клеток, обработанных метилвиологеном.

4.4.4 Фотоиндуцированные изменения МП клетки Chara и их модификация после генерации ПД в присутствии метилвиологена.

4.4.5 Влияние метилвиологена на потенциал действия.

5 Обсуждение

5.1 Пространственная неоднородность клеток Chara corallina и ее связь с фотосинтезом

5.2 Влияние ПД на периодический профиль рН и фотосинтетическую активность хлоропластов.

5.3 Облегченное проникновение метилвиологена в хлоропласты при генерации

5.4 Предполагаемая схема влияния ПД на фотосинтез и потоки Н+ в клетке Chara corallina.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Пространственная организация фотосинтетической активности и транспорта протонов в возбудимой растительной клетке»

Проблема возникновения структурно-функциональной гетерогенности в исходно гомогенной ткани является одной из важных проблем биологии. Так, в индукционный период в листьях растений отмечено появление областей с разной активностью фотосинтеза (Baker et aL, 2001; Siebke & Weis, 1995а,b); у Elodea canadensis неоднородность транспорта протонов на свету связана с различной активностью фотосинтеза верхней и нижней стороны листа (Elzenga к, Prins, 1989). Пространственная координация активности ионных насосов и каналов, характерная для многих растительных клеток и тканей, выражена особенно сильно у харовых водорослей и проявляется на свету в виде чередующихся по длине клетки изменений рН в примембранных слоях среды и активности фотосинтеза. Несмотря на большой интерес к процессам самоорганизации биологических систем и регуляции мембранного транспорта, механизмы возникновения и функциональная роль этого явления в настоящее время изучены недостаточно. Известно, что свет, поглощаемый хлоро-пластами в процессах фотосинтеза, служит основным фактором возникновения функциональных доменов. Наряду с этим не исключены и другие механизмы, регулирующие пространственно-временную координацию функциональной активности. Представляется вероятным, что процессы генерации и проведения электрического возбуждения тоже оказывают влияние на функциональную гетерогенность растительных клеток.

Явления электрической возбудимости характерны для множества растительных клеток. Клетки некоторых мхов, водорослей и высших растений способны генерировать потенциалы действия (ПД) в ответ на освещение (Bulychev & Turovetsky, 1983), охлаждение (Pyatygin et al., 1992), ожог, механические, химические и электрические воздействия (Shepherd et al., 2002). Распространяющиеся ПД запускают тургорные движения у листьев Mimosa и насекомоядных растений; вызывают остановку движения цитоплазмы в клетках харовых водорослей; у жгутиковых простейших импульсная электрическая активность вовлечена в механизмы фото- и хемотаксиса и регуляцию клеточной подвижности (Litvin et al., 1978). Предполагают, что электрические сигналы запускают ответные реакции клетки и целого растения на изменения окружающей среды. Электрическая сигнализация, возможно, участвует в формировании системной устойчивости растения (Wildonet al., 1992), а также в процессах осмотической регуляции.

Недавно установлено, что локальный ожог листа одуванчика или мимозы вызывает распространяющееся по листу понижение фотосинтетической активности (Koziolek et al., 2003; Schreiber et al., 2003), которое у мимозы коррелирует с распространением электрического импульса. В настоящее время остается неизвестным, каким образом электрические сигналы, возникающие на плазматической мембране растительной клетки, могут регулировать фотосинтетическую активность хлоропластов. Важную роль, по-видимому, играют потоки Са2+ и Н+ между средой, цитоплазмой и хлоропластами, поскольку Са2+ участвует в возбуждении и внутриклеточной сигнализации, а протоны вовлечены в процессы фотосинтеза.

Исследования взаимосвязи мембранных процессов и фотосинтеза на листьях высших растений осложняются тем, что лист — это сложная система, состоящая из многих клеток и тканей, отличающихся но способности к фотосинтезу и проведению возбуждения. Механизмы и функциональную роль ПД растений удобно изучать на харовых водорослях, эволюционно близких к высшим растениям (Lewis & McCourt, 2004), которые наряду с возбудимостью и способностью к самоорганизации проявляют такие важные биологические функции, как фотосинтез, активный транспорт Н+ и движение цитоплазмы на уровне одиночной клетки.

В связи с вышесказанным, цель работы заключилась в исследовании влияния электрического возбуждения плазматической мембраны на неоднородное пространственное распределение pH и фотоспнтетической активности по длине клетки Chara.

Для осуществления данной цели были поставлены следующие задачи:/ Изучить влияние ПД на свегозависимое пространственное распределение потоков Н+ через плазмалемму интернодальных клеток водоросли Chara corallina./ Изучить влияние ПД на квантовый выход фотохимической активности ФСП, нефотохимическое тушение флуоресценции и фотосинтетическое выделение кислорода на микроучастках клетки Chara при разных интенсивностях света./ Изучить зависимость флуоресценции хлорофилла от присутствия в среде ионофо-ров, влияющих на уровень Са2+ в цитоплазме и трансмембранный градиент pH в тилакоидах хлоропластов./ Исследовать влияние потенциала действия на флуоресценцию хлорофилла и активность ФСП при разных модификациях электронотранспортной цепи фотосинтеза.

Глава 2Обзор литературы

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Крупенина, Наталия Анатольевна

Заключение

В настоящей диссертационной работе было проведено исследование влияния электрического возбуждения на пространственную организацию потоков Н+ на плазмалемме и активность фотосинтеза на уровне одиночной растительной клетки. Способность харовых водорослей к образованию на свету функционально различных доменов по длине клетки позволила полнее охарактеризовать пространственную неоднородность клеточного метаболизма в покое и при возбуждении.

В ходе проведенного исследования было показано, что генерация одиночного потенциала действия вызывает глубокие и продолжительные изменения фотосинтетического переноса электронов по ЭТЦ и транспорта протонов на плазмалемме клеток Chara corallina. Показано, что генерация одиночного ПД в ответ на короткий электрический стимул вызывает обратимое сглаживание неоднородного профиля рН у поверхности освещенной клетки за счет временной остановки трансмембранных потоков Н+, опосредованных Н+-АТФазой и каналами пассивной проводимости. В отличие от неоднородного профиля рН, который выравнивается после генерации ПД, функциональная гетерогенность в слое хлоропластов усиливается после возбуждения клетки. Это связано с тем, что влияние ПД на квантовый выход фотохимических реакций ФСН, скорость нециклического переноса электронов и нефотохимическое тушение флуоресценции хлорофилла проявляется в разной мере у хлоропластов щелочных и кислых областей клетки Chara corallina. Была выяснена природа нефотохимического тушения флуоресценции при электрическом возбуждении плаз-малеммы. Показано, что наблюдаемое тушение является энергозависимым и связано с возрастанием ДрН на мембране тилакоидов.

Получено подтверждение в пользу того, что наблюдаемые изменения активности фотосинтеза при ПД обусловлены повышением [Са2+] в цитоплазме. Эти данные свидетельствуют о влиянии ионных потоков, связанных с генерацией ПД, на транспорт электронов в хлоропластах и защиту клетки от избытка световой энергии.

Впервые установлено, что генерация ПД открывает доступ для проникновения двухвалентного катиона метилвиологена из среды в строму хлоропластов и переключает поток электронов с основного пути на восстановление искусственного акцептора. Эти данные свидетельствуют о том, что доставка МВ2+ к мишеням его действия в хлоропластах in situ, и, соответственно, эффективность этого гербицида могут зависеть от электрических импульсов, распространяющихся по растению. Полученные в данной работе результаты расширяют представления о регуляторных механизмах, посредством которых электрические сигналы плазмалеммы вызывают изменения фотосинтетической активности хлоро-пластов, а также дополняют список новых, ранее неизвестных последствий генерации ПД в растительной клетке.

Глава 7 Выводы

1. Одновременные измерения продольных профилей внеклеточного рН и флуоресценции хлорофилла в клетках Chara corallina выявили, что низкая скорость нециклического потока электронов в хлоропластах щелочных участков клетки по сравнению с хлоропластами кислых зон связана с повышенным нефотохимическим тушением возбужденных состояний в ФСН.

2. С помощью рН микроэлектродов и метода сканирующего зондирования обнаружено сглаживание светозависимого гетерогенного профиля рН у поверхности клеток Chara после генерации потенциала действия, что свидетельствует о долговременной инактивации Ы+^гранспортных систем плазмалеммы, ответственных за выведение и поглощение протонов в кислых и щелочных участках клетки, соответственно.

3. Анализ флуоресцентных изображений пнтактных клеток Chara в покое и при возбуждении показал, что, в отличие от распределения рН в апопласте, неоднородные профили нефотохимического тушения и квантовой эффективности ФСП не только не сглаживаются после генерации ПД, но и становятся более контрастными.

4. Быстрая темновая релаксация нефотохимического тушения, вызываемого генерацией ПД, комплементарность между светозависимым тушением F'm и амплитудой сдвигов F 'т после генерации ПД, а также чувствительность светозависимого тушения F'm к действию протонофоров свидетельствуют о том, что тушение флуоресценции при электрическом возбуждении плазмалеммы является энергозависпмым и обусловлено возрастанием ДрН на мембране тилакоидов.

5. Сходное влияние генерации ПД и Са2+-нонофора А23187 на световые кривые NPQ указывает на то, что подавление фотосинтеза и усиление нефотохимического тушения возбужденных состояний в ФСИ после импульсной деполяризации возбудимой мембраны опосредовано повышением уровня Са2+ в цитоплазме.

6. Анализ флуоресценции хлорофилла ФСИ и индукционных изменений редокс состояния фотоактивного пигмента ФС1 Р700 позволил установить, что акцептор мети-лвиологен (МВ2+) не проникает в хлоропласты покоящейся клетки Chara, однако попадает в пластиды сразу же после генерации ПД на электровозбудимой мембране и переключает фотосинтетический поток электронов с ССЬ-зависимого пути на восстановление МВ2+.

7. Полученные результаты раскрывают влияние ионных потоков, связанных с генерацией ПД, на транспорт электронов в хлоропластах, защиту клетки от избытка световой энергии и светозависимую циркуляцию протонов на уровне плазмалеммы.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Крупенина, Наталия Анатольевна, 2008 год

1. B.K. Андрианов, A.A. Булычев, Г.А. Курелла, Ф.Ф. Литвин. О связи фотоиндуцирован-ных изменений потенциала покоя с наличием хлоропластов в клетках Nitella. Биофизика,15, 190-191, 1970.

2. В.К. Андрианов, A.A. Булычев, Г.А. Курелла, Ф.Ф. Литвин. Влияние света на потенциал покоя и активность катионов К+, Н+, Na+ в вакуолярном соке клеток Nitella. Биофизика,16, 1031-1036, 1971.

3. В.А. Бобров, В.М. Юрин, Л.Г. Яглова, Г.А. Курелла. Электрические и термодинамические свойства Н+-АТФазных каналов электрогенной помпы на плазмалемме клеток Nitella. Физиология растений, 26(6), 1193-1202, 1979.

4. A.A. Булычев, П. ван ден Вейнгард, А. де Бур. Пространственная координация активности хлоропластов и плазмалеммы в клетках Chara и ее нарушение при инактивации белков 14-3-3. Биохимия, 70, 68-76, 2005а.

5. A.A. Булычев, H.A. Камзолкина. Влияние потенциала действия на фотосинтез и пространственно распределенные потоки Н+ в клетке и хлоропластах Chara corallina. Физиология растений, 53(1), 5-14, 2006.

6. A.A. Булычев, H.A. Камзолкина, С. Мюллер. Роль физико-химических неоднородностей среды и слоя хлоропластов в формировании транспортных доменов плазмалеммы у клеток Chara corallina. Биологические мембраны, 22(5), 363-369, 2005b.

7. A.A. Булычев, H.A. Крупенина. Потенциал действия открывает доступ для проникновения заряженного кофактора в хлоропласты клеток Chara corallina. Физиология растений, 55(2), 192-201, 2008а.

8. A.A. Булычев, H.A. Крупенина. Облегченное проникновение метилвпологена в хлоропласты in situ при генерации электрического импульса па возбудимой мембране растительной клетки. Биологические мембраны, 25(5), 343-351, 2008b.

9. A.A. Булычев, A.A. Черкашин, В. Вреденберг, A.B. Рубин, B.C. Зыков, С.Х. Мюллер. Флуоресценция и фотосинтетическая активность хлоропластов в кислых и щелочных зонах клеток Chara corallina. Физиология растений, 48, 384-391, 2001.

10. A.A. Булычев, A.A. Черкашин, А.Б. Рубин. Изучение пространственной координации фотосинтеза и транспорта Н+ в клетках Char a corallina с использованием общего и локального освещения. Физиология растений, 51(1), 5-12, 2004.

11. A.A. Булычев, A.A. Черкашин, А.Б. Рубин, С.Х. Мюллер. Распределение кислых и щелочных зон на поверхности клеток Chara corallina при стационарном и локальном освещении. Физиология растений, 49(6), 805-813, 2002.

12. Н.Г. Бухов. Динамическая световая регуляция фотосинтеза. Физиология растений, 51(6), 825-837, 2004.

13. B.А. Опритов, С.С. Пятыгии, В.Г. Регивин. Биоэлектрогенез у высших растений. М.: Наука, 1991.

14. Д. Ремиш, A.A. Булычев. Влияние освещения на pH среды у поверхности одиночного изолированного хлоропласта. Биофизика, 34, 445-449, 1989.

15. A.A. Черкашин, A.A. Булычев, А.Б. Рубин. Динамика фотосинтетической эффективности в формирующихся транспортных доменах илазмалеммы Chara corallina. Доклады академии наук, 386(5), 699-702, 2002.

16. К. Arens. Physiologische Multipolaritat der Zelle von Nitella Wahrend der Photosynthese. Protoplasma, 33, 295-300, 1939.

17. S.M. Assmann. Signal transduction in guard cells. Annu. Rev. Cell Biol., 9, 345-375, 1993.

18. T.J. Avenson, J.A. Cruz, D.M. Kramer. Modulation of energy-dependent quenching of excitons in antennae of higher plants. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 101, 5530-5535, 2004.

19. N.R. Baker, R. Oxborough, T. Lawson, J.I.L. Morison. High resolution imaging of photosynthetic activities of tissues, cells and chloroplasts in leaves. J. Exp. Bot., 52, 615-621, 2001.

20. J. Barber, B. Andersson. Too much of a good thing: light can be bad for photosynthesis. Trends Biochem. Sei, 17, 61-66, 1992.

21. M.J. Beilby. Calcium in plant action potentials. Plant Cell Environ., 7, 415-421, 1984.

22. M.J. Beilby, T. Mimura, T. Shimmen. The proton pump, high pH channels, and excitation: voltage clamp studies of intact and perfused cells of Nitellopsis obtusa. Protoplasma, 175, 144-152, 1993.

23. G.N. Berestovsky, A.A. Kataev. Voltage-gated calcium and Ca2+-activated chloride channels and Ca2+ transients: voltage-clamp studies of perfused and intact cells of Char a. Eur. Biophys. J., 34, 973-986, 2005.

24. M.A. Bisson, N.A.Walker. Control of passive permeability of the Chara plasmalemma. J. Exp. Bot, 33, 520-532, 1982.

25. M.A. Bisson, N.A. Walker. The Chara plasmalemma at high pH. Electrical measurements show rapid specific passive uniport of H+ or Oil". J. Membr. Biol., 56(1), 1-7, 1980.

26. M. Borowitzka, A.W.D. Larkum. Calcification in the green alga Halimeda: III The sources of inorganic carbon for photosynthesis and calcification and a model of the mechanism of calcification. J. Exp. Bot., 27, 879-893, 1976.

27. C. Brownlee, A.R. Taylor. Algal calcification and silification. Encyclopedia of Life Sciences, Macmillan Publishers Ltd., Nature Publishing Group, 1-6, 2002.

28. A.A. Bulychev, A.A. Cherkashin, A.B. Rubin, W.J. Vredenberg, V.S. Zykov, S.C. Müller. Comparative study on photosynthetic activity of chloroplasts in acid and alkaline zones of Chara corallina. Bioelectrochemistry, 53, 225-232, 2001a.

29. A.A. Bulychev, N.A. Kamzolkina. Differential effects of plasma membrane electric excitation on H+ fluxes and photosynthesis in eharacean cells. Bioelectrochemistry, 69, 209-215, 2006.

30. A.A. Bulychev, M.M. Niyazova, V.B. Turovetsky. Electro-induced changes of chlorophyll fluorescence in individual intact chloroplasts. Biochim. Biophys. Acta, 850, 218-225, 1986.

31. A.A. Bulychev, V.B. Turovetsky. Light-triggered changes in membrane potential of Anthoceros puTictatus and their relation to activation of chloroplast ATPase. J. Exp. Bot., 34,1181-1188, 1983.

32. A.A. Bulychev, W.J. Vredenberg. Enhancement of the light-triggered electrical response in plant cells following their deenergization with uncouplers. Physiol. Plant., 94, 64-70, 1995.

33. A.A. Bulychev, S.V. Zykov, A.B. Rubin, S.C. Müller. Transitions from alkaline spots to regular bands during pH pattern formation at the plasmalemma of Chara cells. Eur. Biophys. J., 32, 144-153, 2003.

34. D.J. Burritt, S. Mackenzie. Antioxidant metabolism during acclimation of Begonia x erythrophylla to high light levels. Ann. Bot., 91, 783-794, 2003.

35. W.P. Chen, P.H. Li. Chilling-induced Ca2+ overload enhances production of active oxygen species in maize (Zea mays L.) cultured cells: the effect of abscisic acid treatment. Plant Cell Environ., 24, 791-800, 2001.

36. A.R. Crofts, C.T. Yerkes. A molecular mechanism for ^-qucnching. FEES Lett., 352, 265-270, 1994.

37. H. Dau. Short-term adaptation of plants to changing light intensities and its relation to photosystem II photochemistry and fluorescence emission. J. Photochem. Photobiol., 26, 3-27, 1994.

38. E. Davies. Electrical signals in plants: facts and hypotheses. A.G. Volkov (Ed,.), Plant Electrophysiology. Theory and Methods, §17, 407-422, 2006.

39. A.H. De Boer. Plant 14-3-3 proteins assist ion channels and pumps. Biochem. Soc. Transact., 30(4), 416-421, 2002.

40. P. De Nisi, M. Dell'Orto, L. Pirovano, G. Zocchi. Calcium-dependent phosphorylation regulates the plasma-membrane H+-ATPase activity of maize (Zea mays L.) roots. Planta, 209, 187- >194, 1999.

41. A. Dorn, M.H. Weisenseel. Growth and the current pattern around internodal cells of Nitella flexilis L. J. Exp. Bot., 35(152), 373-383, 1984.

42. H. Dziubiriska, K. Trgbacz, T. Zawadski. The effect of excitation on the rate of respiration in the liverwort Conocephalurn conicum. Physiol. Plant., 75, 417-423, 1989.

43. J.T.M. Elzenga, H.B.A. Prins. Light-induced polar pH changes in leaves of Elodea canadiens. Plant Physiol, 91(1), 62-67, 1989.

44. W.F. Ettinger, A.M. Clear, K.J. Fanning, M.L. Peck. Identification of Ca2+/H+ antiport in the plant chloroplast thylakoid membrane. Plant Physiol, 119, 1379-1385, 1999.

45. J.A. Feijo, J. Sainhas, G.R. Hackett, J.G. Kunkel, P.K. Hepler. Growing pollen tubes possess a constitutive alkaline band in the clear zone and a growth-dependent acidic tip. J. Cell Biol., 144(3), 483-496, 1999.

46. H. Felle, A. Bertl. Light-induced cytoplasmic pH changes and their interrelation to the activity of the electrogenic proton pump in Riccia fluitans. Biochim. Biophys. Acta, 848, 176-182, 1986.

47. G.P. Findlay. Voltage-clamp experiments with Nitella. Nature, 191, 812-814, 1961.

48. J. Fisahn, U.-P. Hansen, W.J. Lucas. Reaction kinetic model of a proposed plasma membrane two-cycle H+-transport system of Char a corallina. Proc. Natl. Acad. 3d. USA, 89, 32613265, 1992.

49. Foissner. Microfilaments and microtubules control the shape, motility, and subcellular distribution of cortical mitochondria in characean internodal cells. Protoplasma, 224, 145-157, 2004.

50. J. Fromm. Long-distance electrical signaling and physiological functions in higher plants. A.G. Volkov (Ed.), Plant Electrophysiology. Theory and Methods, §12, 269-285, 2006.

51. J. Fromm, S. Lautner. Electrical signals and their physiological significance in plants. Plant Cell Environ., 30, 249-257, 2007.

52. S. A. Frost Shartzer, J. Fisahn, W.J. Lucas. Simultaneous measurement of extracellular current and membrane potential of Chara corallina internodal cells during light-induced modulation of H+ transport. C.R. Acad. 3d. Paris, Ser.3, 315, 247-254, 1992.

53. M. Fujimoto, Y. Matsumura, N. Satake. General properties of antimony microelectrode in comparison with glass microelectrode for pH measurement. Jap. J. Physiol., 30, 491-508, 1980.

54. B. Genty, J.M. Briantais, N.R. Baker. The relationship between the quantum yield of photosynthetic electron transport and quenching of chlorophyll fluorescence. Biochim. Biophys. Acta, 990, 87-92, 1989.

55. M.T. Giardi, A. Cona, B. Geiken, T. Kugzera, J. Masojidek, A.K. Mattoo. Long-term drought stress induces structural and functional reorganization of photosystem II. Planta, 199, 118— 125, 1996.

56. C.-H. Goh, P. Dietrich, R. Steinmeyer, U. Schreiber, H.-G. Nam, R. Hedrich. Parallel recordings of photosynthetic electron transport and K+ channel activhy in single guard cells. Plant J., 32, 623-630, 2002.

57. C.-H. Goh, U. Schreiber, R. Hedrich. New approach to monitoring changes in chlorophyll a fluorescence of single guard cells and protoplasts in response to physiological stimuli. Plant Cell Environ., 22, 1057-1070, 1999.

58. A. Hager. Role of the plasma membrane H+-ATPase in auxin-induced elongation growth: historical and new aspects. J. Plant Res., 116, 483-505, 2003.

59. J. Harbinson, C.L. Hedley. Changes in P700 oxidation during the early stages of the induction of photosynthesis. Plant Physiol., 103, 649-660, 1993.

60. A.B. Hope. The action potential in cells of Chara. Nature, 191, 811-812, 1961.

61. A.B. Hope, G.P. Findlay. The action potential in Chara. Plant Cell Physiol., 5, 377-379, 1964.

62. A.B. Hope, N.A. Walker. Physiology of Giant Algal Cells. Cambridge University Press, London, 1975.

63. C.H. Johnson, R. Shingles, W.F. Ettinger. Regulation and role of calcium fluxes in the chloroplast. R.R. Wise et al. (eds.), The Structure and Function of Plastids, 403-416, 2006.

64. D.L. Jones, L.V. Kochian, S. Gilroy. Aluminum induces a decrease in cytosolic calcium concentration in BY-2 tobacco cell cultures. Plant Physiol., 116, 81-89, 1998.

65. N. Kamiya. Physical and chemical basis of cytoplasmic streaming. Anna. Rev. Plant. Physiol 32, 205-236, 1981.

66. A. Kanazawa, D.M. Kramer. In vivo modulation of nonphotochemical exciton quenching {NPQ) by regulation of the chloroplast ATP synthase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 99(20), 12789-12794, 2002.

67. G. Kawamura, M. Tazawa. Rapid light-induced potential change in Chara cells stained with neutral red in the absence of internal Mg-ATP. Plant Cell Physiol., 21(4), 547-559, 1980.

68. M. Kikuyama, M. Tazawa. Ca2+ ion reversibly inhibits the cytoplasmic streaming of Nitella. Protoplasma, 113, 241-243, 1983a.

69. M. Kikuyama, M. Tazawa. Transient increase of intracellular Ca2+ during excitation of tonoplast-free Chara cells. Protoplasma, 117, 62-67, 1983b.

70. T. Kinoshita, M. Nishimura, K. Shiinazaki. Cytosolic concentration of Ca2+ regulates the plasma membrane H+-ATPase in guard cells of fava bean. Plant Cell, 7, 1333-1342, 1995.

71. T. Kinoshita, K. Shimazaki. Blue light activates the plasma membrane H+-ATPase by phosphorylation of the C-terminus in stomatal guard cells. EMBO J., 18, 5548-5558, 1999.

72. U. Kishimoto, T.-A. Ohkawa. Shortening of Nitella internode during excitation. Plant Cell Physiol., 7, 493-497, 1966.

73. H. Kitasato. The influence of H+ on the membrane potential and ion fluxes of Nitella. J. Gen. Physiol., 52, 60-87, 1968.

74. C. Klughammer, U. Schreiber. Measuring P700 absorbance changes in the near infrared spectral region with a dual wavelenght pulse modulation system. G. Gar ah (ed.), Photosynthesis: Mechanisms and Effects, 4357-4360, 1998.

75. K. Köhler, H.-J. Geisweid, W. Simonis, W. Urbach. Changes in membrane potential and resistance caused by transient increase of potassium conductance in the unicellular green alga Eremospbaera viridis. Planta, 59, 165-171, 1983.

76. C. Koziolek, T.E.E. Grams, U. Schreiber, R. Matyssek, J. Fromm. Transient knockout of photosynthesis mediated by electrical signals. New Phytol., 161, 715-722, 2003.

77. G. Kreimer, M. Melkonian, E. Latzko. An electrogenic uniport mediates light-dependent Ca2+ influx into intact spinach chloroplasts. FEBS Lett., 180(2), 253-258, 1985.

78. N.A. Krupenina, A.A. Bulychev. Action potential in a plant cell lowers the light requirement for non-photochemical energy-dependent quenching of chlorophyll fluorescence. Biochim. Biophys. Acta, 1767, 781-788, 2007.

79. S. Lautner, T.E.E. Grams, R. Matyssek, J. Fromm. Characteristics of electrical signals in poplar and responses in photosynthesis. Plant Physiol., 138, 2200-2209, 2005.

80. A. Lewis, R.M. McCoui t. Green algae and the origin of land plants. Amer. J. Botany, 91(10), 1535-1556, 2004.

81. F.F. Litvin, O.A. Sineshchekov, V.A. Sineshchekov. Photoreceptor electric potential in the phototaxis of the alga Haematococcus pluvialis. Nature, 271, 476-478, 1978.

82. W.J. Lucas. Mechanism of acquisition of exogenous bicarbonate by internodal cells of Chara corallina. Planta, 156, 181-192, 1982.

83. W.J. Lucas, R. Nucitelli. HCOJ and OH" transport across the plasmalemma of Chara: spatial resolution obtained using extracellular vibrating probe. Planta, 150, 120-131, 1980.

84. W.J. Lucas, F.A. Smith. The formation of alkaline and acid regions at the surface of Chara corallina cells. J. Exp. Bot, 24(1), 1-14, 1973.

85. V.S. Lunevsky, O.M. Zherelova, I.Y. Vostrikov, G.N. Beiestovsky. Excitation of Characeae cell membranes as a result of activation of calcium and chloride channels. J. Membr. Biol., 72, 43-58, 1983.

86. S. Mackenzie, L. Mcintosh. Higher plant mitochondria. Plant Cell, 11, 571-585, 1999.

87. T.A. McConnaughey, R.H. Falk. Calcium-proton exchange during algal calcification. Biol. Bull., 180, 185-195, 1991.

88. J.P. Metraux, P.A. Richmond, L. Taiz. Control of cell elongation in Nitella by endogenous cell wall pH gradients. Plant Physiol., 65, 204-210, 1980.

89. A.J. Miller, D. Sanders. Depletion of cytosolic free calcium induced by photosynthesis. Nature, 326, 397-400, 1987.

90. P. Miiller, X.-P. Li, K.K. Niyogi. Non-photochemical quenching. A response to excess light energy. Plant Physiol., 125, 1558-1566, 2001.

91. S. Muto, S. Izawa, S. Miyachi. Light-induced Ca2+ uptake by intact chloroplasts. FEBS Lett., 139, 250-254, 1982.

92. Nedbal, V. Brezina. Complex metabolic oscillations in plants forced by harmonic irradiance. Biophys. J., 83, 2180-2189, 2002.

93. H.E. Neuhaus, M. Sitt. Pertrubation of photosynthesis in spinach leaf discs by low concentrations of methyl viologen. Planta, 91, 205-211, 1989.

94. E.A. Nothnagel, L.S. Barak, J.W. Sanger, W.W. Webb. Fluorescence studies on modes of cytoclilasin B and phallotoxin action on cytoplasmic streaming in Chara. J. Cell Biol, 88, 364-372, 1981.

95. K. Oda, P.J. Linstead. Changes in Cell Length During Action Potentials in Chara. J. Exp. Bot., 26, 228-239, 1975.

96. Packer. Effect of nigericin upon light-dependent monovalent cation transport in chloroplasts. Biochem. Biophys. Res. Commun., 28, 1022-1027, 1967.

97. K. Padmasree, L. Padmavathi, A.S. Raghavendra. Essentiality of mitochondrial oxidative metabolism for photosynthesis: optimization of carbon assimilation and protection against photoinhibition. Grit. Rev. Biochem. Mol. Biol., 37(2), 71-119, 2002.

98. C. Pastenes, P. Pimentel, J. Lillo. Leaf movements and photoinhibition in relation to water stress in field-grown beans. J. Exp. Bot, 56(411), 425-422, 2005.

99. H. Peña-Cortés, J. Fisahn, L. Willmitzer. Signals involved in wound-induced proteinase inhibitor II gene expression in tomato and potato plants. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 92, 4106-4113, 1995.

100. R.B. Peterson, M.N. Sivak, D.A. Walker. Carbon dioxide-induced oscillations in fluorescence and photosynthesis. Plant Physiol., 88, 1125-1130, 1988.

101. C. Plieth, B. Sattelmacher, U.-P. Hansen. Cytoplasmic Ca2+-H+-exchange buffers in green algae. Protoplasma, 198, 107-124, 1997.

102. C. Plieth, B. Sattelmacher, U.-P. Hansen. Light-induced cytosolic calcium transients in green plant cells. II. The effect on a I<+ channel as studied by a kinetic analysis in Chara corallina. Planta, 207, 52-59, 1998a.

103. C. Plieth, B. Sattelmacher, U.-P. Hansen, G. Thiel. The action potential in Chara: Ca2+ release from internal stores visualized by Mn2+-induced quenching of fura-dextran. Plant J., 13(2), 167-175, 1998b.

104. G.D. Price, M.R. Badger, M.E. Basset, M.I. Whitecross. Involvement of plasmalemmasomes and carbonic anhydrase in photosynthetic utilization of bicarbonate in Chara corallina. Aust. J. Plant Physiol., 12, 241-256, 1985.

105. S.S. Pyatygin, V.A. Opritov, V.A. Khudyakov. Subthreshold changes in excitable membranes of Cucurbita pepo L. stem cells during cooling-induced action potential generation. Planta, 186, 161-165, 1992.

106. D. Remis, A.A. Bulychev, G.A. Kurella. Photo-induced pH changes in the vicinity of isolated Peperomia metallica chloroplast. J. Exp. Bot, 39(202), 633-640, 1988.

107. A.V. Ruban, P. Horton. An investigation of the sustained component of non-photochemical quenching of chlorophyll fluorescence in isolated chloroplasts and leaves of spinach. Plant Physiol, 108, 721-726, 1995.

108. F. Rutschmann, U. Stalder, M. Piotrowski, C. Oecking, A. Schaller. LeCPKl, a calcium-dependent protein kinase from tomato. Plasma membrane targeting and biochemical characterization. Plant Physiol., 129, 156-168, 2002.

109. J. Sai, C.H. Johnson. Dark-stimulated calcium ion fluxes in the chloroplast stroma and cytosol. Plant Cell, 14, 1279-1291, 2002.

110. M.E. Salvucci, A.R.J. Portis, U. Heber, W.L. Ogren. Stimulation of tliylakoid energization and ribulose-bisphosphate/oxygenase in Arabidopsis leaves by methyl viologen. FEBS Lett, 221, 215-220, 1987.

111. D. Sanders, J. Pelloux, C. Brownlee, J.F. Harper. Calcium at the crossroad of signaling. Plant Cell, 14, S401-S417, 2002.

112. G. Schansker, A. Srivastava, Govindjee, R.J. Strasser. Characterization of the 820-nm transmission signal paralleling the chlorophyll a fluorescence rise (OJIP) in pea leaves. Funct. Plant Biol., 30, 785-796, 2003.

113. G. Schansker, S.Z. Toth, R.J. Strasser. Methylviologen and dibromothymoquinone treatments of pea leaves reveal the role of photosystem I in the Chi a fluorescence rise OJIP. Biochim. Biophys. Acta, 1706, 250-261, 2005.

114. G. Schonknecht, C.S. Bauer, W. Simonis. Light-dependent signal transduction and transient changes in cytosolic Ca2+ in a unicellular green alga. J. Exp. Bot., 49(318), 1-11, 1998.

115. U. Schreiber, W. Bilger, C. Neubauer. Chlorophyll fluorescence as a nonintrusive indicator for rapid assessment of'in vivo photosynthesis. E.-D. Schulze & M.M. Caldwell (eds.), Ecophysiology of Photosynthesis, 49-70, 1995.

116. U. Schreiber, H. Walz, J. Kolbowski. Propagation of spatial variations of chlorophyll fluorescence parameters in dandelion leaves induced by laser spot heating. http://pam-news.de/ar/03-01/PAMNews03-01.html, 2003.

117. K.A. Serikawa, D.M. Porterfield, P.J.S. Smith, D.F. Mandoli. Calcification and measurement of net proton and oxygen flux reveal subcellular domains in Acetabularia acetabulum. Planta, 211, 474-483, 2000.

118. E.E. Serrano, E. Zeiger, S. Hagiwara. Red light stimulates an electrogenic proton pump in Vicia guard cell protoplasts. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 85, 436-440, 1988.

119. V.A. Shepherd, M.J. Beilby, T. Shimmen. Mechanosensory ion channels in charophyte cells: the response to touch and salinity stress. Eur. Biophys. J., 31, 341-355, 2002.

120. T. Shimmen, A. Yamamoto. Intracellular chloride and potassium ions in relation to excitability of Chara membrane. J. Membr. Biol., 55, 223-232, 1980.

121. T. Shimmen, A. Yamamoto. Induction of a new alkaline band at a target position in internodal cells of Chara corallina. Plant Cell Physiol., 43, 980-983, 2002.

122. T. Shimmen, S. Yonemura, M. Negoro, W.J. Lucas. Studies on alkaline band formation in Chara corallina-. ameliorating effect of Ca2+ on inhibition induced by osmotic shock. Plant Cell Physiol., 44(9), 957-960, 2003.

123. K. Siebke, E. Weis. Assimilation images of leaves of Glechoma hederacea: Analysis of non-synchronous stomata related oscillations. Planta, 196, 155-165, 1995a.

124. K. Siebke, E. Weis. Imaging of chlorophyll-a-fluorescence in leaves: Topography of photosynthetic oscillations in leaves of Glechoma hederacea. Photosynth. Res., 45, 225-237, 1995b.

125. J.R. Smith. Effect of spatially inhomogeneous membrane upon the measured electrical properties of Chara. J. Membr. Biol., 73, 185-192, 1983.

126. J.R. Smith, M.J. Beilby. Inhibition of electrogenic transport associated with the action potential in Chara. J. Membr. Biol., 71, 131-140, 1983.

127. J.R. Smith, N.A. Walker. Membrane conductance of Chara measured in the acid and basic zones. J. Membr. Biol., 73, 1983.

128. P.J.S. Smith, N.A. Walker. Effects of pH and light on the membrane conductance measured in the acid and basic zones of Chara. J. Membr. Biol., 83, 193-205, 1985.

129. J.F.H. Snel, H.H.A. Dassen. Measurement of light and pH dependence of single-cell photosynthesis by fluorescence microscopy. J. Fluor., 10, 269-273, 2000.

130. E.P. Spalding. Ion channels and the transduction of light signals. Plant Cell Environ., 23, 665-674, 2000.

131. D.G. Spear, J.K. Barr, C.E. Barr. Localization of hydrogen ion and chloride ion fluxes in Nitella. J. Gen. Physiol., 54(3), 397-414, 1969.

132. H. Sugi, S. Chaen. Force-velocity relationships in actin-myosin interactions causing cytoplasmic streaming in algal cells. J. Exp. Biol., 206, 1971-1976, 2003.

133. M. Tazawa. Cell physiological aspects of the plasma membrane electrogenic H+ pump. J. Plant Res., 116, 419-442, 2003.

134. M. Tazawa, S. Fujii, M. Kikuyama. Demonstration of light-induced potential change in Chara cells lacking tonoplast. Plant Cell Physiol., 20, 271-280, 1979.

135. K. Toko, H. Chosa, K. Yamafuji. Dissipative structure in the Characeae: Spatial pattern of proton flux as a dissipative structure in characean cells. J. Theor. Biol., 114, 125-175, 1985.

136. M. Tominaga, T. Kinoshita, K. Shimazaki. Guard-cell chloroplasts provide ATP required for H+ pumping in the plasma membrane and stomatal openind. Plant Cell Physiol., 42(8), 795-802, 2001.

137. K. Trebacz, R. Tarnecki, T. Zawadzki. The effects of ionic channel inhibitors and factors modifying metabolism on the excitability of the liverwort Conocephalum conicum. Physiol. Plant., 75, 24-30, 1989.

138. K. Trebacz, T. Zawadzki. Characteristics of the light-induced generator potentials in the liverwort Conocephalum conicum. Physiol. Plant., 75, 20-26, 1989.

139. O. Van Kooten, J.F.H Snel. The use of chlorophyll fluorescence nomenclature in plant stress physiology. Photosynth. Res., 25, 147-150, 1990.

140. K.H. Vanselow, U.-P. Hansen. Rapid effect of light on the K+ channel in the plasmalemina of Nitella. J. Membr. Biol., 110, 175-187, 1989.

141. A. Vian, C. Henry-Vian, E. Davies. Rapid and systemic accumulation of chloroplast mRNA-binding protein transcript after flame stimulus in tomato. Plant Physiol., 121, 517-524, 1999.

142. W. Vredenberg, W.J.M. Tonk. Photosynthetic energy control of an electrogenic ion pump at the plasmalemma of Nitella translucens. Biochim. Biophys. Acta, 298, 354, 1973.

143. M. Wacke, G. Thiel. Electrically triggered all-or-noiie Ca2+-liberation during action potential in the giant alga Chara. J. Gen. Physiol., 118, 11-21, 2001.

144. M. Wacke, G. Thiel, M.T. Hütt. Ca2+ dynamics during membrane excitation of green alga Chara: model simulations and experimental data. J. Membr. Biol., 191, 179-192, 2003.

145. M. Wada, F. Grolig, W. Haupt. Light-oriented chloioplast positioning. Contribution to progress in photobiology. J. Photochem. Photobiol., 17, 3-25, 1993.

146. D.A. Walker, M.N. Sivak, R.T. Prinsley, J.K. Cheesbrough. Simultaneous measurement of oscillations in oxygen evolution and chlorophyll a fluorescence in leaf pieces. Plant Physiol., 73, 542-549, 1983.

147. N.A. Walker, F.A. Smith. Circulating electric current between acid and alkaline zones associated with HCO^T assimilation in Chara. J. Exp. Bot., 28, 1190-1206, 1977.

148. N.A. Walker, F.A. Smith, I.R. Cathers. Bicarbonate assimilation by fresh-water charophytes and higher plants: I. Membrane transport of bicarbonate ions is not proven. J. Membr. Biol., 57, 51-58, 1980.

149. D.C. Wildon, J.F. Thain, P.E.H. Minchin, I.R. Gubb, A.J. Reilly, Y.D. Skipper, H.M. Doherty, P.J. O'Donnell, D.J. Bowles. Electrical signalling and systemic proteinase inhibitor induction in the wounded plant. Nature, 360, 62-65, 1992.

150. R.A. Wolosiuk, C.M. Hertig, A.N. Nishizawa, B.B. Buchanan. Enzyme regulation in C4 photosynthesis. Role of Ca2+ in thioredoxin-linked activation of sedoheptulose bisphosphatase from corn leaves. FEBS Lett., 140(1), 31-35, 1982.

151. X. Yao, M.A. Bisson. Passive proton conductance is the major reason for membrane depolarization and conductance increase in Chara buckellii in high-salt conditions. Plant Physiol., 103, 197-203, 1993.

152. E. Zeiger. Sensory transduction of blue light in guard cells. Trends Plant Sei., 5, 183-185, 2000.

153. S. Zimmermann, T. Ehrhardt, G. Plesch, B. Müller-Röber. Ion channels in plant signaling. Cell. Mol. Life Sei., 55, 183-203, 1999.1. Благодарности