Оптимизация Deamox-процесса и молекулярно-биологические исследования формирующихся консорциумов микроорганизмов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.06, кандидат химических наук Трухина, Анастасия Игоревна

• Трухина, Анастасия Игоревна
• кандидат химических наук
• 2011

Оглавление диссертации кандидат химических наук Трухина, Анастасия Игоревна

1. Введение.

2.0бзор литературы.

2.1. Микробиологическое окисление аммония.

2.1.1. Аэробное окисление аммония.

2.1.2. Анаэробное окисление аммония.

2.1.2.1. Аммонийокисляющие бактерии (АОБ).

2.1.2.2. Анаммох-бактерии.

2.2. Микробиологические и биохимические характеристики анаммокс-бактерий.

2.2.1. Физиологические аспекты.

2.2.2. Структура клетки.

2.2.3. Основные биохимические процессы.

2.3. Идентификация анаммокс-бактерий и АОБ.

2.4. Удаление азотсодержащих загрязнений из сточных вод.

2.4.1. Нитрификация и денитрификация.

2.4.2. Анаммокс-процесс и его модификации.

2.4.2.1. SHARON-ANAMMOX.

2.4.2.2. CANON.

2.4.2.3. DEAMOX.

3. Материалы и методы.

3.1. Минеральная среда.

3.2. Биомасса.

3.3. Лабораторная установка.

3.3.1. Рабочие параметры реакторов.

3.4. Аналитические методы.

3.4.1. Анализ последовательностей генов 16S рРНК.

3.4.1.1. Выделение ДНК и амплификация генов 16S рРНК.

3.4.1.2. Клонирование и секвенирование ПЦР-продуктов.

3.4.1.3. Филогенетический анализ.

3.4.2. FISH-анализ.

3.4.3. Определение концентраций низкомолекулярных веществ в реакторных исследованиях.

3.4.3.1 Определение концентрации аммония методом Фосетта и Скотта.

3.4.3.2 Определение концентрации нитрат-ионов.

3.4.3.3 Определение концентрации нитрит-ионов.

3.4.3.4 Определение концентрации сульфид-ионов.

3.4.3.5 Определение показателя общего химического потребления кислорода (ХПК).

3.5. Определение количества беззольного вещества биомассы (БВБ).

3.6. Определение удельных активностей биогранул.

3.7. Определение кинетических характеристик биогранул in situ.

4. Результаты и обсуждение.

4.1. Филогенетический анализ автотрофного микробного сообщества, осуществляющего DEAMOX процесс.

4.1.1. Гены 16S рРНК домена Bacteria.

4.1.2. Гены 16S рРНК отдела Planctomycetes.

4.1.3. Гены 16S рРНК домена Archaea.

4.2. Получение анаммокс-активных биогранул.

4.2.1. Биогранулы №1.

4.2.2. Биогранулы № 2.

4.3. Запуск 2-х модификаций DEAMOX процесса.

4.3.1. Запуск S-DEAMOX процесса.

4.3.2. Запуск O-DEAMOX процесса.

4.4. Оптимизация условий для S- и O-DEAMOX процессов.

4.4.1. Влияние рН.

4.4.2. Влияние концентрации ионов бикарбоната.

4.4.3. Влияние температуры.

4.4.4. Влияние НСА.

4.4.5. Кинетические и каталитические характеристики биогранул.

4.5. FISH-анализ.

5. Выводы.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Оптимизация Deamox-процесса и молекулярно-биологические исследования формирующихся консорциумов микроорганизмов»

Вода является основой жизни на Земле. Однако интенсивное воздействие человека на природу (быстрые темпы развития промышленности и строительства, индустриализация и химизация сельского хозяйства) привели к такому загрязнению водных ресурсов, что историческая «Конференция ООН по окружающей среде и развитию» (Рио-де-Жанейро 1992г.) назвала эту проблему глобальной и требующей безотлагательного решения на пути «устойчивого развития» мирового сообщества. Повышение эффективности мер по охране водных ресурсов связано с широким внедрением ресурсосберегающих, малоотходных и безотходных технологических процессов.

Различные соединения азота появляются в воде в результате сброса промышленных сточных вод, разложения азотосодержащих веществ человеческого и животного происхождения, а также в результате чрезмерного использования азотных удобрений в сельском хозяйстве. Смываемые с почвы и поступающие в водоемы и подземные воды азотные загрязнения нарушают природное равновесие существующих экосистем и стимулируют бурный рост микроорганизмов, водорослей и растений, что вызывает зарастание каналов, рек, озер и водохранилищ. В результате в водном объекте ухудшаются физико-химические свойства воды: уменьшается ее прозрачность, вода приобретает зеленый или желто-бурый цвет, появляется неприятный вкус и запах, повышаются значения рН, наблюдается дефицит кислорода, возникают заморные явления для рыбы и других животных. Наличие в водных системах азотных загрязнений оказывает токсическое воздействие не только на водные организмы, но и на здоровье людей. Так, присутствие в воде нитратов и нитритов вызывают у человека метгемоглобинемию, рак желудка, отрицательно влияет на нервную и сердечно-сосудистую системы, па развитие эмбрионов, а также является причиной возникновения некоторых смертельных заболеваний у младенцев [1]. Согласно санитарным правилам и нормам СанПиН 2.1.4.1074-01 «питьевая вода. Гигиенические требования к качеству воды централизованных систем питьевого водоснабжения» и СанПиН 2.1.4.1175-02 "Гигиенические требования к качеству воды нецентрализованного водоснабжения. Санитарная охрана источников" предельно допустимые концентрации (ПДК) аммонийного, нитратного и нитритного азота в воде хозяйственно-питьевого и культурно-бытового водопользования составляют 2,0;

3,0 PI 45 MrN/л, соответственно.

В результате вышеперечисленных процессов загрязненные водоемы становятся непригодными для питьевого, а часто и для технического водоснабжения, и нередко теряют рыбохозяйственное значение. Существующие в России очистные сооружения технически устарели и не приспособлены для удаления азотных загрязнений из высококонцентрированных сточных вод до установленных значений ПДК в сбрасываемых обработанных стоках.

Таким образом, защита водных ресурсов от азотных загрязнений является весьма актуальной проблемой, и необходимость развития и совершенствования современных методов очистки сточных вод не вызывает сомнений. Микробиологическая очистка является основным применяемым на практике методом обработки бытовых и производственных сточных вод. В его основе лежит процесс конверсии загрязнений, содержащихся в сточных водах, сообществами микроорганизмов. Разработка новых микробиологических методов является перспективным решением для значительного улучшения качества очистки сточных вод от различных загрязнений, в том числе азотсодержащих.

Ранее удаление азотсодержащих загрязнителей практически полностью базировалось на традиционных микробиологических процессах нитрификации и денитрификации, сопряженных с большими расходами на аэрацию (нитрификация) и подачу донора электронов (денитрификация).

В последние годы процесс анаэробного окисления аммония (анаммокс-процесс) признан наиболее перспективным, экономически выгодным и эффективным способом удаления аммония из сточных вод [2-6]. В этом процессе последний в присутствии анаммокс-бактерий окисляется до молекулярного азота, при этом нитрит используется в качестве акцептора электронов. NH44" + N02* —> N2 + 2Н20 (1.1)

Однако необходимый для протекания процесса нитрит, как правило, отсутствует в исходных сточных водах. В связи с этим большинство анаммокс-технологий (ANAMMOX, SHARON, CANON и др), включают дополнительную и сложно контролируемую стадию микробиологического получения нитрита, токсичного для формирующегося биоценоза уже при концентрации 100 мг/л [7, 8].

Для решения указанной выше проблемы нитрита на кафедре Химической Энзимологии Химического факультета МГУ имени М.В. Ломоносова был разработан новый процесс, получивший название DEAMOX (DEnitrifying AMmonium OXidation) [9-13]. В этом процессе специально селектированная смешанная микробная ассоциация последовательно осуществляет две реакции - конверсию нитрата (типичный компонент сточных вод) в присутствии донора электронов до нитрита: N03" + 2е"(донор электронов) +2Н+-> N02" + Н20 (1.2) а затем анаммокс-реакцию (1.1). Преимуществом DEAMOX-процесса по сравнению с другими анаммокс-технологиями является простота конструкции (весь процесс осуществляется в одном реакторе) и отсутствие специального контроля концентрации нитрита, так как его содержание в системе значительно ниже ингибирующего уровня [9-13].

Авторами [9-13] предложены две модификации DEAMOX-процесса, различающиеся природой донора электронов для реакции (1.2) - Sulphide-DEAMOX (S-DEAMOX) и Organics-DEAMOX (O-DEAMOX). Несмотря на то, что была показана возможность реализации DEAMOX процесса на реальных сточных водах, микробиологический анализ формирующихся сообществ микроорганизмов проведен не был. Таким образом, анализ микробного разнообразия DEAMOX-процесса с применением современных молекулярно-биологических методов (16S рРНК анализ и FISH) являлся одной из целей данной работы.

Несмотря на указанные преимущества DEAMOX-процесса, низкая скорость роста анаммокс-бактерий (время удвоения - 11 сут), их относительная труднодоступность в природе и сравнительная малоизученность приводит к тому, что запуск и выведение на стабильный режим работы DEAMOX-реакторов занимает длительное время и пока не является стандартной практикой.

Поэтому второй целью данной работы являлась оптимизация технологии получения активной микробной популяции (биогранул) для 2-х модификаций DEAMOX-процесса с использованием в качестве исходного инокулята биомассы с крайне низкой анаммокс-активностью. Третьей целью работы являлась оптимизация обеих модификаций DEAMOX-процесса по отношению к ряду опреационных факторов системы - температуре, pH, концентрации ионов бикарбоната, нагрузке по азоту и способу ее достижения.

2,Обзор литературы

Азот является одним из первостепенных биогенных элементов, необходимых для существования животных и растений. Он входит в состав белков (16—18 % по массе), аминокислот, нуклеиновых кислот, нуклеопротеидов, хлорофилла и др. Круговорот азота в земной биосфере представляет собой ряд взаимосвязанных путей, упрощенно показанных на Рис. 2.1. Вкратце, ключевую роль в фиксации атмосферного азота на Земле играют растения и микроорганизмы, обеспечивая биосферу соответствующим набором азотсодержащих органических веществ, биоминерализация которых, как правило, приводит к образованию аммония. Последний с помощью микробиологических процессов нитрификации, денитрификации и анаммокс превращается в молекулярный азот, который возвращается в атмосферу. Так как центральное место в процессах удаления азотных загрязнений из гидросферы занимает аммоний, то на путях его микробиологического окисления остановимся более подробно.

Растительный ^ бэлок

Аммоний

Рис. 2.1. Круговорот азота в природе.

Заключение диссертации по теме «Биотехнология (в том числе бионанотехнологии)», Трухина, Анастасия Игоревна

5. Выводы

1. Проведенный филогенетический анализ микробного сообщества, осуществляющего автотрофный БЕАМОХ процесс, подтвердил наличие бактерий, способных осуществлять основные реакции циклов азота и серы в БЕАМОХ процессе. Среди клонов отдела Р1апс[отусе1ез были обнаружены нуклеотидные последовательности 168 рРНК, близкие к анаммокс-бактериям, а среди клонов отдела Рго1еоЪас1ег1а - близкие к ШМяоглопав. Установленные бактерии родов ТЫоЬасШш, Ткаиега и ВеБЫ/иготопая способны в анаэробных условиях проводить окисление серы.

2. Разработан метод получения активной микробной популяции (биогранул) для 2-х модификаций БЕАМОХ-процесса из исходной биомассы с низкой анаммокс-активностью. Он заключается в предварительном культивировании посевной биомассы в анаммокс-условиях до достижения скорости удаления соединений азота более 800 мг М/л/сут с последующим переводом системы на соответствующие БЕАМОХ-условия. В результате время полного запуска 8-БЕАМОХ и О-БЕАМОХ процессов составило 93 и 176 сут, соответственно.

3. Исследовано влияние различных операционных факторов системы - рН, концентрации ионов бикарбоната, температуры, нагрузки по азоту и способов ее достижения на эффективность обеих модификаций БЕАМОХ-процесса. Установлено, что оптимальные значения рН для 8- БЕАМОХ и О-БЕАМОХ процессов равны 7,58±0,1 и 8,07±0,08, соответственно. Показано, что оптимальная концентрация ионов бикарбоната для обеих модификаций не превышает 24мМ. Оптимум температуры для 8- БЕАМОХ процесса составляет 35°С и отклонение от этого значения оказывает значительное влияние на эффективность процесса. Для О-БЕАМОХ процесса диапазон оптимальных температур составил 30 - 35 °С. В отличие от О-БЕАМОХ процесса наилучшая эффективность 8-БЕАМОХ процесса наблюдалась при относительно коротких временах удерживания среды в реакторе.

4. Были определены кинетические характеристики биогранул по отношению к субстратам анаммокс-реакции. Было установлено, что максимальная скорость потребления субстратов анаммокс-процесса (аммония и нитрита) зависит от диаметра биогранул. Так, для 8-БЕАМОХ гранул с диаметром 1-2 мм скорость потребления субстратов была примерно в два раза выше, чем для О-БЕАМОХ гранул с диаметром 3-6 мм.

5. Установлено, что за время оптимизации работы в-БЕАМОХ и О-ОЕАМОХ процессов анаммокс-активность соответствующих биогранул увеличилась в 2 и 3 раза, денитрифицирующая активность в обоих случаях увеличилась в 2 раза. При этом денитритирующая активность 8-ОЕАМОХ биогранул осталась на прежнем уровне, в то время как О-ЭЕАМОХ биогранул снизилась в 2,3 раза.

6. Проведенный РГБН-анализ Б- и О-БЕАМОХ биогранул выявил, что доминирующими микроорганизмами в сформировавшихся сообществах являются анаммокс-бактерии родов Са. ВгосасНа и Са. Киешша. АОБ, также способные в определенных условиях к анаэробному окислению аммония, были обнаружены в незначительных количествах. Присутствие микроорганизмов домена АгсИеа объясняется участием метаногенов в формировании матрицы анаммокс-биогранул.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Трухина, Анастасия Игоревна, 2011 год

1. Perxas L. A study on the phylogeny and the ecology of the ammonia-oxidizing bacteria using a new molecular marker based on the gene AMOB. PhD thesis 2005. P.31.

2. Schmidt, I., Sliekers O., Schmid M., Bock E., Fuerst J., Kuenen J. G., Jetten M.S.M, Strous M. New concepts of microbial treatment for the nitrogen removal in wasterwater. FEMS Microbiol. Rew. 2003. V. 27. P. 481-492.

3. Egli K., Langer C., Siegrist H., Zehnder A.J.B., Wagner M., van der Meer J.R. Community analysis of ammonia and nitrite oxidizers during start-up of nitritation reactors. Appl Env Microbiol. 2003. V. 69 (6). P. 3213-3222.

4. Zhang L., P. Zheng, C. Tang, R. Jin. Anaerobic ammonium oxidation for treatment of ammonium-rich wasterwaters. J. Zhejiang Univ Sci B. 2008. V. 9(5). P. 416-426.

5. Kartal B, Kuenen J.G., van Loosdrecht M.C.M. Sewage treatment with Anammox. Science. 2010. V. 328. P. 702-704.

6. Strous M., Kuenen J.G., Fuerst J.A., Wagner M., Jetten M.S.M. The anammox case a new manifesto for microbiological eco-physiology. Antonie van Leeuwenhoek. 2002. V. 81. P. 693-702.

7. Strous M., Kuenen J.G., Jetten M.S.M. Key physiology of anaerobic ammonium oxidation. Appl. and Env. Microbiol. 1999. V. 6. P. 3248-3250.

8. Kalyuzhnyi S., Gladchenko M., Mulder A., Versprille B. "DEAMOX new biologicalnitrogen removal process based on anaerobic ammonia oxidation coupled to sulphide driven conversion of nitrate into nitrite" Water Res. 2006. V. 40. P. 3637-3645.

9. Kalyuzhnyi S., Gladchenko M., Mulder A., Versprille B. New anaerobic process ofnitrogen removal. Wat. Sci. Technol. 2006. V. 54 (8). P. 163-170.

10. Kalyuzhnyi S., Gladchenko M., Mulder A., Versprille B. Comparison of quasi steady state performance of the DEAMOX process under intermittent and continuous feeding and different nitrogen loading rates. Biotechnol. J. 2007. V.2. P. 894-900.

11. Kalyuzhnyi S.V., M. Gladchenko, Ho Kang, A. Mulder, B. Versprille. Development and optimisation of VFA driven DEAMOX process for treatment of strong nitrogeneous anaerobic effluents. Wat. Sci. Technol. 2008. V.57 (3). P. 323-328

12. Kalyuzhnyi S., M. Gladchenko. DEAMOX new microbiological process of nitrogen removal from strong nitrogenous wastewater. Desalination. 2009. V. 248. P. 783-793.

13. Rotthauwe, J.H, K.P. Witzel, W. Liesack. The ammonia monooxygenase structural gene amoA as a functional marker: molecular fine-scale analysis of natural ammonia-oxidizing populations. Appl. Environ. Microbiol. 1997. V. 63(12). P. 4704-4712.

14. Bano N, JT Hollibaugh. Diversity and distribution of DNA sequences with affinity to ammonia-oxidizing bacteria of the beta subdivision of the class Proteobacteria in the Arctic Ocean. Appl Environ Microbiol. 2000. V. 66(5). P.1960-1969.

15. Holibaugh, J.T., N. Bano, H.W. Ducklow. Widespread distribution in polar oceans of a 16S rRNA gene sequences with affinity to Nitrosospira-like ammonia-oxidizing bacteria. Appl. Environ. Microbiol. 2002. V. 68. P. 1478-1484.

16. O'Mullan, G.D., B.B. Ward. Relationships of temporal and spatial variabilities of ammonia-oxidizing bacteria to nitrifications rates in Monteray Bay, California. Appl. Environ. Microbiol. 2005. V. 71. P. 697-705.

17. Nold S.C., Zhou J., Devol A.H., Tiedje J.M. Pacific Northwest marine sediments contain ammonia-oxidizing bacteria in the beta subdivision of the Proteobacteria. Appl Environ Microbiol. 2000 V. 66(10). P. 4532-4535.

18. McCaig A.E., Embley T.M., Prosser J.I. Molecular analysis of enrichment cultures of marine ammonia oxidizers. FEMS Microbiol. Lett. 1994. V. 120. P. 363-367.

19. Voytek M.A., Ward B.B. Detection of ammonia-oxidizing bacteria of the beta-sublass of the class Proteobacteria in aquatic samples with PCR. Appl Environ Microbiol. 1995. V. 61. P. 1444-1450.

20. Ward BB, Voytek MA, Witzel KP. Phylogenetic diversity of natural populations of ammonia oxidizers investigated by specific PCR amplification. Microb Ecol. 1997. 33:87-96.

21. Kim, O.S., P. Junier, J.F. Imhoff, K.P. Witzel. Comparative analysis of ammonia monooxygenase (amoA) genes in the water column and sediment-water interface of two lakes and the Baltic Sea. FEMS Microbiol. Ecol. 2008. V. 66. P. 367-378.

22. Molina, V., Ulloa O., Farias L., Urrutia H., Ramirez S., Junier P., Witzel K-P. Ammonia-oxidizing p-proteobacteria from the oxygen minimum zone off northern Chilie. Appl. Environ. Microbiol. 2007. V. 73. P. 3547-3555.

23. Stephen J., McCaig A., Smith Z., Prosser J., Embley T. Molecular diversity of soil and marine 16S rRNA gene sequences related to beta-subgroup ammonia-oxidizing bacteria. Appl. Environ Microbiol. 1996. V. 62. P. 4147-4154.

24. Head, I.M., W.D. Hiorns, T.M. Embley, A.j.McCCarthy, J.R. Saunders. The phylogeny of autotrophic ammonia-oxidizing bacteria as determined by analyses of 16S ribosomal RNA gene seguences. J. Gen. Microbiol. 1993. V.139. P. 2258-1153.

25. Teske, A., E. Aim, S. Toze, B.E. Rittmann, D.A. Sthahl. Evolutionary relationships among ammonia- and nitrite-oxidizing bacteria. J. Bacterid. 1994. V. 176. P. 66236630.

26. Dua, R.D., B. Bhandari, D.J.D. Nicholas. Stable isotope studies in the oxidation of ammonia to hydroxylamine by Nitrosomonas europaea. FEBS Lett. 1979. V. 106. P. 401-404.

27. Anderson, K.K., A.B. Hooper. O2 and H20 are each the source in one O in N02" produced from NH3 by Nitrosomonas; 15N-NMR evidence. FEBS Lett. 1983. V. 164. P. 236-240.

28. Hyman M.R., P.M. Wood. Suicidal inactivation and labeling of ammonia monooxygenase by acetelene. Biochem J. 1985. V. 227. P. 719-725.

29. Hyman M.R., C.Y. Kim, D.J. Arp. Inhibition of ammonia monooxygenase from Nitrosomonas europaea by carbon disulphide. Biochem J. 1990. V. 172. P. 4775-4782.

30. Schmidt, I., E. Bock, M.S.M. Jetten. Ammonia oxidation by Nitrosomonas eutropha with N02 as oxidant is not inhibited by acetylene. Microbiol. 2001. V. 147. P. 22472253.

31. Schmidt, I., Bock E. Anaerobic ammonia oxidation with nitrogen dioxide by Nitrosomonas eutropha. Arch. Microbiol. 1997. V. 167. P. 106-111.

32. Ensign SA, Hyman MR, Arp DJ (1993) In vitro activation of ammonia monooxygenase from Nitrosomonas europaea by copper. J Bacteriol 175:1971-1980

33. McTavish H., LaQuier F., Arciero D., Logan M., Mundfrom G., Fuchs J.A., Hooper A.B. Multiple copies of genes coding for electron transport proteins in the bacterium Nitrosomonas europaea. J. Bacteriol. 1993. V. 175. P. 2445-2447

34. Zahn JA, Arciero DM, Hooper AM, DiSpirito AA. Evidence for an iron center in the ammonia monooxygenase from Nitrosomonas europaea. FEBS Lett 1996. V. 397. P. 35-38

35. Arp, D.J., L.A. Sayavedra-Soto N.G. Hommes. Molecular biology and biochemistry of ammonia oxidation by Nitrosomonas europaea. Arch. Microbiol. 2002. V. 178. P. 250255.

36. Hooper A.B., Terry K.R. Hydroxylamine oxidoreductase of Nitrosomonas production of nitric oxide from hydroxylamine. Biochim. Biophys. Acta. 1979. V. 571. P. 12-20.

37. Bock, E., I. Schmidt, R. Stuven, D.Zart. Nitrogen loss caused by denitrifying Nitrosomonas calls using ammoniumor hydrogen as electron doors and nitrite as electron acceptor. Arch. Microbiol. 1995. V. 163. P. 16-20.

38. Schmidt, I., Bock E. Anaerobic ammonia oxidation by cell-free extracts of Nitrosomonas eutropha. Antonie Leeuwenhoek. 1998. V. 73. P. 271-278.

39. Zart, D., E. Bock. High rate of aerobic nitrification and denitrification by Nitrosomonas eutropha grown in a fermentor with complete biomass retention in the presence of gaseous N02 or NO. Arch. Microbiol. 1998. V. 169. P. 282-286.

40. Zart, D., I. Schmidt, E. Bock. Significance of gaseous NO for ammonia oxidation by Nitrosomonas eutropha. J. Antonie van Leeuwenhoek. 2000. V. 7. N. 1 P. 49-55.

41. Mulder A., A.A. Van de Graaf, L.A. Robertson, J.G. Kuenen. Anaerobic ammonium oxidation discovered in a denitrifying fluidized bed reactor. FEMS Microbiol. Ecol. 1995. V. 16. P. 177-184.

42. Strous M., J.A. Fuerst, E.H.M. Kramer, S. Logemann, G. Muyzer, K.T. van de Pas-Schoonen, R. Webb, J.G. Kuenen, M.S.M. Jetten. Missing lithotroph identified as new plactomecete. Nature. 1999. V. 400. № 29. P. 446-449.

43. Pynaert K., Smets B.F., Wyffels S., Beheydt D., Siciliano S.D., Verstraete W. Characterization of an autotrophic nitrogen-removing biofilm from a highly loaded lab-scale rotating biological contactor. Appl. Env. Microbiol. 2003. V. 69 (6). P. 36263635.

44. Fujii T., Sugino H., Rouse J.D., Furukawa K. Characterization of the microbial community in an anaerobic ammonium-oxidizing biofilm cultured on a nonwoven biomass carrier. J Biosci Bioeng. 2002. V. 94 (5). P. 412-418.

45. Toh S.K., NJ Ashbolt. Adaptation of anaerobic ammonium-oxidising consortium to synthetic coke-ovens wasterwater. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2002. V. 59. P. 344352.

46. Egli K., Fanger U., Alvarez P.J.J., Siegrist H., van der Meer J.R., Zenhder A.J.B. Enrichment and characterization of an anammox bacterium from rotating biological contactor trating ammonium-rich leachate. Arch. Microbiol. 2001. V. 175. P. 198-207.

47. Kuypers M.M.M., Sliekers A.O., Lavik G., Schmid M., Jorgensen B.B., Kuenen J.G., Damste J.S., Strous M., Jetten M.S.M. Anaerobic ammonium oxidation by anammox bacteria in the Black Sea. Nature. 2003. V. 422. P. 608-611.

48. Kartal B, L.A. van Niftrik, J. Rattray, J. van de Vossenberg, M.C. Schmid, J. S. Damste, M.S.M. Jetten, M. Strous. Candidatus "Brocadia fulgida": an autofluorescent anaerobic ammonium oxidizing bacteria. FEMS Microbiol. Ecol. 2008. V. 63. P. 46-55.

49. Quan Z., S. Rhee, J. Zuo, Y. Yang, J. Bae, J.R. Park, S. Lee, Y. Park. Diversity of ammonium-oxidizing bacteria in a granular sludge anaerobic ammonium-oxidizing (anammox) bacteria. Env. Microbiol. 2008. V. 10(11). P. 3130-3139.

50. Fuerst J.A. Planctomycetes a phylum of emerging interest for microbial evolution and ecology. WFCC newsletter. 2004. V. 38. P. 1-11.

51. Brochier C., H. Phillippe. A non-hyperthermophilic ancestor for Bacteria. Nature. 2002. V. 400. P. 446-449.

52. Strous M., Jetten M.S.M. Anaerobix oxidation of methane and ammonium. Annu. Rev. Microbiol. 2004. V. 58. P. 99-117.

53. Cervantes F.J., De la Rosa D.A. Gomez J. Nitrogen removal from wasterwate at low C/N ratios with ammonium and acetate as electron donors. Biores. Tech. 2001. V. 79. P. 165-170.

54. Kartal B, M.M.M. Kuypers, G. Lavik, J. Schalk, H.J.M. Op den Camp, M.S.M. Jetten, M. Strous. Anammox bacteria disguised as denitrifiers: nitrate reduction to denitrogen gas via nitrite and ammonium. Env. Microbiol. 2007. V. 9(3). P. 635-642.

55. Strous M, Van Gerven E, Kuenen JG, Jetten MSM. Effects of aerobic and microaerobic conditions on anaerobic ammonium-oxidizing (Anammox) sludge. Appl Environ Microbiol. 1997. V. 63. P. 2446-2448.

56. Kuypers M.M.M., Lavik G., Woebken D., Schmid M,. Fuchs B.M., Amann R., Jorgensen B.B., Jetten M.S.M. Massive nitrogen loss from the Benguela upwelling system through anaerobic ammonium oxidation. PNAS. 2005. V. 102.№ 18. P. 64786483.

57. Jetten, M.S.M., Wagner M., Fuerst J., van Loosdrecht M., Kuenen G., Strous M. Microbiology and application of the anaerobic ammonium oxidation (anammox) process. Curr. Opin. Biotechnol. 2001. V. 12. P. 283-288.

58. Dalsgaard T., Thumdrup B. Factors controlling anaerobic ammonium oxidation with nitrite in marine sediments. Appl. Environ. Microbiol. 2002. V. 68. № 8. P. 3802-3808.

59. Cema G., J. Wiszniówski, S. Zablochka-Godlewska, A. Raszka, J. Surmacz-Garska. Biological nitrogen removal from landfill leachate by deammonification in a rotating biological contactor (RBC). Water. Sci. Tech. 2007. V. 55 (8/9). P. 35-42.

60. Isaka K., T. Sumino, S. Tsunedo. High nitrogen removal perfomance at moderately lo temperature utilizing anaerobic ammonium oxidation. J. Biosci. Bioeng. 2007. V. 103 (5). P. 486-489.

61. Dosta J., I. Fernandez, J.R. Vazquez-Padin, A. Mosquera-Corral, J.L. Campos, Ok> Malta-Alvarez, Kio Mendez. Short- and long-term affects of temperature on the Anammox process. J. Haz. Mat. 2008. V. 154. P. 688-693.

62. Rysgaard S., Glud R.N., Risgaard-Petersen N., Dalsgaard T. Denitrification and anammox activity in Arctic marine sediments. Limnol. Oceanogr. 2004. V. 49. № 5. P. 1493-1502.

63. Lindsay M.R., Webb R.I., Strous M., Jetten M.S.M., Butler M.K., Forde R.J., Fuerst J. A. Cell compartmentalization in planctomycetes: novel type of structural organization for the bacterial cell. Arch. Microbiol. 2001. V. 175. P. 413-429.

64. Sinninghe Damste J.S., M. Strous, W.I.C. Rijpstra, E.C. Hopmans, J.A.J. Geenevasen, A.C.T. Van Duin. L.A. Van Niftrik. Linearly concatenated cyclobutane lipids form a dense bacterial membrane. Nature. 2002. V 419. P. 708-712.

65. Trimmer M., J.C. Nicholls, B. Deflander. Anaerobic ammonium oxidation measured in sediments along the Thames estuary, United Kingdom. Appl. Env. Microbiol. 2003. V. 11. P. 6447-6454.

66. Shalk J., de Vries S., Kuenen J.G., Jetten M.S.M. Involvement of a Novel Hydroxylamine Oxidoreductase in Anaerobic Ammonium Oxidation. Biochemistry. 2000. V. 39. P. 5405.

67. Hastings RC, Ceccherini MT, Miclaus N, Saunders JR, Bazzicalupo M, McCarthy AJ. Direct molecular biological analysis of ammonia oxidizing bacteria populations in cultivated soil plots treated with swine manure. FEMS Microbiol Ecol. 1997.23:45-54

68. Mobarry B.K., Wagner M., Urbain V., Rittmann B.E., Stahl D.A. Phylogenetic probes for analyzing abundance and spatial organization of nitrifying bacteria. Appl. Environ. Microbiol. 1996. V. 62. P. 2156-2162.

69. Pommerening-Roeser A., Rath G., Koops H-P. Phylogenetic diversity within the genus Nitrosomonas. Syst. Appl. Microbiol. 1996. V. 19. P. 344-351.

70. Utaker JB, Nes IF. A qualitative evaluation of the published oligonucleotides specific for the 16S rRNA gene sequences of the ammonia-oxidizing bacteria. Syst Appl Microbiol. 1998. 21:72-88

71. Wagner M., Rath G., Amman R., Koops H-P., Schleifer K.H. In situ identification of ammonia-oxidizing bacteria. Syst. Appl. Microbiol. 1995. V. 18. P. 251-264.

72. Kirkpatrick J., Oakley B., Fuchsman C., Srinivasan S.T., Staley J.T., Murray J.W. Diversity and distribution of Planctomycetes and related bacteria in the suboxic zone of the Black Sea. Appl. Environ. Microbiol. 2006. V. 72. P. 3079-3083.

73. Amann R.I., Binder B.J., Olsen R.J., Chisholm S.W., Devereux R., Stahl D.A. Combination of 16S rRNA-targeted oligonucleotide probes with flow cytometry for analyzing mixed microbial populations. Appl. Environ. Microbiol. 1990. V. 56. P. 1919-1925.

74. Daims H., Brühl A., Amann R., Schleifer K.-H., Wagner M. The domain-specific probe EUB338 is insufficient for the detection of all Bacteria: Development and evaluation of a more comprehensive probe set. Syst. Appl. Microbiol. 1999. V. 22. P. 434-444.

75. Schmid M., Schmitz-Esser S., Jetten M., Wagner M. 16S-23S rDNA intergenic spacer and 23S rDNA of anaerobic ammonium-oxidizing bacteria: implications for phylogeny and in situ detection. Envir. Microbiol. 2001. V. 3(7). P. 450-459.

76. Risgaard-Petersen N., R.L. Meyer, M. Schmid, M.S.M. Jetten, A. Enrich-Prast, S. Rysgaard, N.P. Revsbech. Anaerobic ammonium oxidation in an estuarine sediments. 2004. V. 36. P. 293-304.

77. Dalsgaard T., Canfield D.E., Petersen B., Thamdrup B., Acuna-Gonzales J. Anammox is a significant pathway of N2 production in the anoxic water column of Golfo Dulce, Costa Rica. Nature. 2003. V. 422. P. 606-608.

78. Thamdrup B., Dalsgaard T. Production of N2 through anaerobic ammonium oxidation coupled to nitrate reduction in marine sediments. Appl. Environ. Microbiol. 2002. V. 68. P. 1312-1318.

79. Jetten M.S.M., M. Smid, K. van de Pas-Schoonen, J. Sinninghe Damste, M. Strous. Anammox organisms: enrichment, utivation and environmental analysis. Meth. Enz. 2005. Y. 397. P. 34-57.

80. Sinninghe Damste J.S., Rijpstra, E.C., Schouten S., Fuerst J.A., Jetten M.S.M., Strous M. The occurrence of hapanoids in planctomycetes: implications for the sedimentary biomarker record. Org. Geochem. 2004. V. 35. P. 561-566.

81. Norton J.M., Alzerreca J.J., Suwa Y., Klotz M.G. Diversity of ammonia monooxygenase operon in autotrophic ammonia-oxidizing bacteria. Arch Microbiol. 2002 V. 177(2). P. 139-149.

82. Rotthauwe J.H., Witzel K.P., Liesack W. The ammonia monooxygenase structural gene amoA as a functional marker: molecular fine-scale analysis of natural ammonia-oxidizing populations. Appl Environ Microbiol. 1997 V. 63(12). P.4704-4712

83. Hoshino Т., Noda N.? Tsuneda S., Hirata A., Inamori Y. Direct detection by in situ PCR of the amoA gene in biofilm resulting from a nitrogen removal process. Appl Environ Microbiol. 2001 V. 67(11). P. 5261-5266.

84. Nicolaisen M.H., Ramsing N.B. Denaturing gradient gel electrophoresis (DGGE) approaches to study the diversity of ammonia-oxidizing bacteria. J Microbiol Methods. 2002 V. 50(2). P. 189-203.

85. Junier P., Kim O.S., Junier Т., Ahn T.S., Imhoff J.F., Witzel K.P. Community analysis of betaproteobacterial ammonia-oxidizing bacteria using the amoCAB operon Appl Microbiol Biotechnol. 2009 V. 83(1) P. 175-188

86. Lam P., Lavik G., Jensen M.M. Revising the nitrogen cycle in the Peruvian oxygen minimum zone. ProcNatl Acad Sci USA. 2009. V. 106. P. 4752-4757

87. Академика ЖКХ РФ В.К. Гордеева-Гаврикова. Ростов-на-Дону: Изд-во Юг. 2005. Стр. 84-99.

88. Хенце М., П. Армоэс, Й. Ля-Кур-Янсен, Э. Арван. Очистка сточных вод. М.: Мир.2004. Стр. 246-331.

89. Hellinga С., A.AJ.C. Schellen, J.W. Mulder, М.С.М. Loosdrecht, J.J. Heijen. The Sharon process: an innovative method for nitrogen removal from ammonium-rich waste water. Water Sci. Tech. 1998. V. 37 (9). P. 135-142.

90. Kelly P.D. Thermodynamic aspects of energy conservation by chemolithotrophic sulfur bacteria in relation to the sulfur oxidation pathways. Arch Microbiol. 1999. V. 171. P. 219-229

91. Sierra-Alvarez R, Guerrero F, Rowlette P, Freeman S, Field JA. Comparison of chemo, hetero- and mixotrophic denitrification in laboratory- scale UASBs. Water Sci Technol2005. V. 52. P. 337-342

92. Sanchez I., Fernandez N., Amils R., Sanz J.L. Assessment of the addition of Thiobacillus denitrificans and Thiomicrospira denitrificans to chemolithoautotrophic denitrifying bioreactors. Int. Microbiol. 2008. V. 11. P. 179-184

93. Fux C., Boehler M., Huber P., Bmnner I., Siegrist H. Biological treatment of ammonium-rich wastewater by partial nitritation and subsequent anaerobic ammonium oxidation (anammox) in a pilot plant. J. Biotechnol. 2002. V. 99(3). P. 295-306.

94. Fux C., J. Dosta, M.C.M. Loosdrecht, J. Mata-Alvarez. Two ways to achieve an anammox influent from real reject water treatment at lab-scale: partial SBR nitrification and SHARON process. Proc. Biochem. 2007. V. 42(4). P. 715-720.

95. Ahn Y.H. H.C. Kim. Nutrient removal and microbial granulation in an anaerobic process treating inorganic and organic nitrogenous wastewater. Water Sci. Technol. 2004. V. 50(6) P. 207-215.

96. Ahn, Y.H., Hwang, I.S., Min, K.S. ANAMMOX and partial denitritation in anaerobic nitrogen removal from piggery waste. Water Sci. Technol 2004. V. 49 (5-6). P. 145153.

97. Hwang, I.S., Min, K.S., Choi, E., Yun, Z. Nitrogen removal from piggery waste using the combined SHARON and ANAMMOX process. Water Sci. Technol. 2005. V. 52 (10-11). P. 487-494.

98. Dong, X., Tollner, E.W. Evaluation of Anammox and denitrification during anaerobic digestion of poultry manure. Bioresour. Technol. 2003. V. 86 (2). P. 139-145.

99. Waki M., T. Tokutomi, H. Yokoyama, Y. Tanaka. Nitrogen removal from animal waste treatment water by anammox enrichment. Biores. Technol. 2007. V. 98. P. 2775-2780

100. Ciudad G., O. Rubilar, P. Munoz, G. Ruiz, R. Chamy, C. Vergara, D. Jeison. Partial nitrification of high ammonia concentration wastewater as a part of a shortcut biological nitrogen removal process. Proc. Biochem. 2005. V. 40(5). P. 1715-1719.

101. Ruiz G., D. Jeison, O. Rubilar, G. Ciudad, R. Chamy. Nitrification-denitrification via nitrite accumulation for nitrogen removal from wastewaters. Biores. Tech. 2006. V. 97(2). P. 330-335.

102. Abma W.R., W Driessen, R Haarhuis, MC van Loosdrecht. Upgrading of sewage treatment plant by sustainable and cost-effective separate treatment of industrial wastewater. Water Sci Technol. 2010. V 61(7). P. 1715-1722.

103. Sliekers A.O., N. Dewort, J.L.C. Gomez, M. Strous, J.G. Kuenen, M.S.M. Jetten. Completely autotrophic nitrogen removal over nitrite in one single reactor. Water Res.2002. V. 36(10). P. 2475-2482.

104. Sliekers A.O., K.A. Third, W. Abma, J.G. Kuenen, M.S.M. Jetten. CANON and anammox in a gas-lift reactor. FEMS Microbiol. Lett. 2003. V. 218(2). P. 339-344.

105. Third K.A., J. Paxman, M. Schmid, M. Strous, M.S.M. Jetten. Enrichment of anammox from activated sludge and its application in the CANON process. Microb. Ecol. 2005. V. 49 (2). P. 236-244.

106. Jetten M.S.M., Strous M., van de Pas-Schoonen K.T., Schalk J., van Dongen U.G.J.M., van de Graaf A.A., Longemann S., Muyser G., van Loosdrecht M.C.M., Kuenen J.G. The anaerobic oxidation of ammonium. FEMS Microbiol. Rev. 1999. V. 22. P. 421437.

107. Weisburg W., Barns S.M., Pelletier D.A., Lane D.J. 16S Ribosomal DNA amplification for phylogenetic study. J. Bacteriol. 1991. V. 173. P. 697-703.

108. Kirkpatrick J., Oakley В., Fuchsman С., Srinivasan S.T., Staley J.T., Murray J.W. Diversity and distribution of Planctomycetes and related bacteria in the suboxic zone of the Black Sea. Appl. Environ. Microbiol. 2006. V. 72. P. 3079-3083.

109. Колганова T.B., Кузнецов Б.Б., Турова Т.П. Подбор и тестирование олигонуклеотидных праймеров для амплификации и секвенирования генов 16S рРНК архей./ Микробиология. 2002. Т. 71. С. 283-285.

110. Saitou N., Nei M. The neighbour-joining method: a new method for reconstructing phylogenetic trees. Mol. Biol. Evol. 1987. V. 4 P. 406-425.

111. Van de Peer Y., De Wächter R. TREECON for Windows: a software package for the construction and drawing of evolutionary trees for the Microsoft Windows environment. Comput. Appl. Biosci. 1994. V. 10. P. 569-570.

112. Pemthaler, J., F. O. Glöckner, W. Schönhuber, R. Arnann. Fluorescence in situ hybridization. In J. Paul (ed.), Methods in Microbiology: Marine Microbiology. V. 30. Academic Press Ltd, London. P. 1-31

113. Manz W., Amann R., Ludwig W., Wagner M. and Schleifer K.-H. (1992). Phylogenetic oligodeoxynucleotide probes for the major subclasses of Proteobacteria: problems and solutions. Syst. Appl. Microbiol. V. 15. P.593 600

114. Stahl, D. A., Amann R. Development and application of nucleic acid probes. In E. Stackebrandt and M. Goodfellow. Nucleic acid techniques in bacterial systematics. John Wiley & Sons Ltd., Chichester, England. 1991. P. 205-248.

115. Лурье Ю. Ю. Аналитическая химия промышленных сточных вод. М.: Химия, 1984.-448 с.

116. Truper H.G. & Schlegel H.G. Sulphur metabolism in Thiorhodaceae I. Quantitative measurements on growing cells of Chromatium okenii. Antonie van Leeuwenhoek, S. Microbiol. Ser. 30 (1964), p. 225-238.

117. Hooijmans С. M., Veenstra S., Lubberding H. J. Laboratory course process parameters and microbiology // Int. course in anaerobic waste water treatment / Ed. G. Lettinga. -Delft.: Agricultural University, Wageningen (Holland), 1990. 44c.

118. Rebac S., Gerbens S., Lens P., van Lier J.B., Stams A.J.M., Keesman K.J. and Lettinga G., Kinetics of fatty acid degradation by psychrophilically grown anaerobic granular sludge. Biores. Technol. 1999. V. 69. P. 241-248.

119. Березин И. В.,. Клёсов А. А. Практический курс химической и ферментативной кинетики, Изд-во Московского университета, 1976, 320 с.

120. O.Hoshino Т, Terahara Т, Tsuneda S, Hirata А & Inamori Y (2005) Molecular analysis of microbial population transition associated with the start of denitrification in a wastewater treatment process. J. Appl. Microbiol. 99: 1165-1175.

121. Delbes C, Moletta R & Godon JJ (2000) Monitoring of activity dynamics of an anaerobic digester bacterial community using 16S rRNA polymerase chain reaction— single-strand conformation polymorphism analysis J Environ Microbiol 2: 506-515.

122. Grotenhuis JTC, Smit M, Plugge CM, Yuansheng XU, van Lammeren AAM, Stams AJM & Zehnder AJB (1991) Bacteriological composition and structure of granular sludge adapted to different substrates. Appl Environ Microbiol 57: 1942-1949.

123. Sekiguchi Y, Kamagata Y, Syutsubo K, Ohashi A, Harada H & Nakamura К (1998) Phylogenetic diversity of mesophilic and thermophilic granular sludges determined by 16S rRNA gene analysis. Microbiology 144: 2655-2665.