Олиго(2`-O-метилрибонуклеотиды), содержащие терминальную 3`-3`-межнуклеотидную связь, и их конъюгаты: синтез и свойства тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.10, кандидат химических наук Новопашина, Дарья Сергеевна

• Новопашина, Дарья Сергеевна
• кандидат химических наук
• 2009

Оглавление диссертации кандидат химических наук Новопашина, Дарья Сергеевна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

Глава 1. СИНТЕЗ И ПРИМЕНЕНИЕ КОНЪЮГАТОВ 0ЛИГ0(2'-0

МЕТИЛРИБОНУКЛЕОТИДОВ) (Обзор литературы)

1.1. 2'-0-Метилрибонуклеотиды - минорный компонент природных РНК

1.2. Свойства олиго(2'-0-метилрнбонуклеотидов)

1.2.1. Конформация рибозы в олиго(2'-0-метилрибонуклеотидах) и их 12 дуплексах

1.2.2. Стабильность комплексов олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов) с НК

1.2.2.1. Стабильность дуплексов олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов) с ДНК 14 и PIIK

1.2.2.2. Стабильность триплексов олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов) с 15 дцДНК

1.2.2.3. Квадруплексы с участием олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов)

1.2.3. Устойчивость олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов) к действию 18 нуклеаз

1.3. Конъюгаты олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов)

1.3.1. Конъюгаты олиго(2'-0-метплрибонуклеотидов) с репортерными 21 группировками

1.3.1.1. Конъюгаты олиго(2'-0-метилрибоиуклеотидов) с биотином

1.3.1.2. Конъюгаты олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов) с флуоресцентными 24 группировками

1.3.2. Конъюгаты олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов) со стероидами

1.3.3. Конъюгаты олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов) с 33 интеркалирующими группировками

L.3.4. Конъюгаты олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов) с 36 реакциондоспособными группировками

1.3.4.1. Конъюгаты олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов) с алкилнрующими 36 группировками

1.3.4.2. Конъюгаты олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов) с 37 фотореакционноспособными группировками

1.3.5. Конъюгаты олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов) с пептидами

1.3.6. Конъюгаты олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов) с комплексами 43 металлов

1.3.7. Радиоактивно меченые конъюгаты олиго(2'-0- 47 метилрибонуклеотидов)

1.4. Применение олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов) и их конъюгатов

1.4.1. Аффинная хроматография РНК и РНК-белковых комплексов

1.4.2. Изучение и регуляция процессов сплайсинга

1.4.3. Локализация РНК в клетке

1.4.4. Изучение пространственной структуры РНК

1.4.5. Ингпбированпе экспрессии генов

1.4.5.1. Антисенс-подход

1.4.5.2. Антиген-подход

1.4.5.3. Олиго(2'-0-метилрибонуклеотиды) как эффекторы при воздействии 63 на структурированные РНК

1.4.6. Изучение механизма действия микроРНК и siPHK

1.4.7. Конструирование функциональных НК с использованием 2'-0- 65 метилрибонуклеозидов

Глава 2. 0ЛИГ0(2'-0-МЕТИЛРИБ0НУКЛЕ0ТИДЫ), СОДЕРЖАЩИЕ

ТЕРМИНАЛЬНУЮ З'-З'-МЕЖИУКЛЕОТИДНУЮ СВЯЗЬ, И ИХ КОНЪЮГАТЫ:

СИНТЕЗ И СВОЙСТВА (Результаты и обсуждение)

2.1. Синтез олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов), содержащих 68 терминальную З'-З'-межнуклеозидную фосфодиэфирную связь

2.1.1. Получение полимерных носителей с присоединенными 3'- 69 диметокситритил дезоксирибонуклеозидами

2.1.2. Твердофазный синтез олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов), 71 содержащих терминальную З'-З'-межнуклеозидную фосфодиэфирную связь

2.2. Исследование устойчивости олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов), 77 содержащих терминальную З'-З'-межнуклеозидную фосфодиэфирную связь, к действию нуклеаз

2.3. Изучение структуры и стабильности комплексов олиго(2'-0- 80 метилрибоиуклеотидов), содержащих терминальную З'-З'-межнуклеозидную фосфодиэфирную связь, с нуклеиновыми кислотами

2.3.1. Структура и стабильность дуплексов олиго(2'-0- 81 метилрибоиуклеотидов), содержащих терминальную З'-З'-межнуклеозидную фосфодиэфирную связь

2.3.2. Стабильность триплексов олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов), 95 содержащих терминальную З'-З'-межнуклеозидную фосфодиэфирную связь, с двуцепочечной ДНК

2.4. Синтез и изучение свойств «химерных» 2'-0- 98 метилрибо/дезоксирибо-олигонуклеотидов, содержащих терминальную З'-З'-межнуклеозидную фосфодиэфирную связь

2.5. Синтез и изучение свойств конъюгатов олиго(2'-0- 103 метилрибоиуклеотидов), содержащих терминальную З'-З'-межнуклеозидную фосфодиэфирную связь

2.5.1. Фотоактивируемые конъюгаты олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов) и 103 их 3'-«инвертированных» аналогов

2.5.1.1. Синтез фотоактивируемых конъюгатов олиго(2'-0- 104 метилрибоиуклеотидов) и их 3'-«инвертированных» аналогов

2.5.1.2. Свойства фотоактивируемых конъюгатов олиго(2'-0- 110 метилрибоиуклеотидов) и их 3'-«инвертированных» аналогов

2.5.2. Синтез и свойства 5'-пиренилметилфосфамидных и 5'-бис- 118 пиренилметилфосфодиамидных конъюгатов олиго(2'-0-метилрибонуклеогидов), содержащих терминальную З'-З'-межнуклеозидную фосфодиэфирную связь

2.5.2.1. Синтез конъюгатов олиго(2'-0-метилрибопуклеотидов) и их 3'- 119 «инвертированных» аналогов с пиреном

2.5.2.2. Свойства 5'-пирсннльных конъюгатов олиго(2'-0- 124 метилрибонуклеотпдов) и их 3'-«инвертированных» аналогов

2.5.3. Конъюгаты олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов) и их 3'- 133 «инвертированных» аналогов с лигандами малой бороздки: дизайн, синтез и изучение свойств

2.5.3.1. Синтез конъюгатов олиго(2'-0-метилрибонуклсотидов) и их 3'- 134 «инвертированных» аналогов с лигандами малой бороздки

2.5.3.2. Стабильность триплексов конъюгатов олиго(2'-0- 141 метилрибоиуклеотидов) и их 3'-«инвертированных» аналогов с лигандами малой бороздки с дцДНК

Глава 3. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

3.1. Исходные материалы

3.2. Основные методы работы

3.3. Методики эксперимента 156 ВЫВОДЫ 172 СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

В настоящей работе использованы символы и сокращения структурных компонентов нуклеиновых кислот и их производных в соответствии с рекомендациями Комиссии по номенклатуре Международного союза чистой и прикладной химии (IUPAC) и международного союза биохимиков (IUB), а также следующие обозначения:

В - гетероциклическое основание нуклеозида или нуклеотида р - концевой фосфат

Nm - 2'-0-метилированный нуклеозид i,lvA - дезокснрибоаденозин, присоединенный на З'-конец олигонуклеотида З'-З'-фосфодиэфирной связью vT - тимидин, присоединенный на З'-конец олигонуклеотида З'-З'-фосфодиэфирной связью i„vG - дезоксирибогуанозин, присоединенный на З'-конец олигонуклеотида З'-З'-фосфодиэфирной связью invC - дезоксирибоцитидин, присоединенный на З'-конец олигонуклеотида З'-З'-фосфодиэфирной связью Me - метил Тг - тритил

МеОТг- монометокситритил (МеО)2Тг - диметокситритил bz - бензоил ibu - изобутирил Ас - ацетил

Fmoc- 1\Г-(9-фторметил)оксикарбонил

Im - имидазол

НК - нуклеиновая кислота

ДНК - дезоксирибонуклсиновая кислота

РНК - рибонуклеиновая кислота

2'-0-метил)РНК — 2'-0-метилнрованная РНК siPHK - малая интерферирующая PIIK

ТФО - триплексформирующие олигонуклеотиды

ТСХ - тонкослойная хроматография офВЭЖХ - обращенно-фазовая высокоэффективная жидкостная хроматография ПААГ - полиакриламидиый гель

УФ - ультрафиолетовое излучение

FRET - резонансный перенос флуоресцентной энергии (Fluorescence Resonance Energy Transfer)

ЛМБ - лиганд малой бороздки

Ах - оптическое поглощение раствора на длине волны X

Тпл - температура плавления комплементарного комплекса

КД - круговой дихроизм ед. акт. - единица активности фермента

ФДЭ - фосфодиэстераза

BSA — бычий сывороточный альбумин

PivCl - пивалоилхлорид

TPS - 2,4,6-триизопропилбензолсульфохлорид

TEA — триэтиламин

N-Melm - N-метилимидазол

EDTA - этилендиаминтетрауксусная кислота

Трис — трис(оксиметил)аминометан

ТЕААс — ацетат триэтиламмония

SDS - додецилсульфат натрия

MES - 2-(1М-морфолин)-этансульфоновая кислота

HEPES — 2-[4-(2-гидроксиэтил)-1-пиперазинил]-этансульфоновая кислота Ру - пиридин

DMFA - диметилформамид DMSO - диметилсульфоксид THF - тетрагидрофуран

B1Q - 6-[(3-аминопропил)амино]-10-амино-13Н-бензо[6,7]индоло[3,2-с]хинолин

DMAP - 4-МД'-диметиламинопиридин

РРЬз - трифенилфосфин

PyS): - 2,2'-дипиридилдисульфид

BP - бромфеноловый синий

МПС - макропористое стекло

CPG - стекло с контролируемым размером пор

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Олиго(2`-O-метилрибонуклеотиды), содержащие терминальную 3`-3`-межнуклеотидную связь, и их конъюгаты: синтез и свойства»

Синтетические олигонуклеотиды, их аналоги и производные рассматриваются в настоящее время как высокоселсктивные инструменты для изучения молекулярно-биологичсских процессов, а также как перспективные терапевтические средства для лечения вирусных, онкологических и наследственных заболеваний. С)лиго(2'-0-метилрибонуклеотиды) обладают рядом достоинств, полезных для создания реагентов, направленных на РНК и дцДНК: повышенным сродством к РНК, высокой скоростью комплексообразования с РНК-мишенями, способностью образовывать прочные триплексы с дпДНК [ 1 ], стабильностью к ДНК и РНК специфическим эндонуклеазам [ 2 ], способностью эффективно дискриминировать мисматчи [3], а также простотой синтеза [4] и низкой токсичностью [5]. Для решения задач современной молекулярной биологии необходимо создание конъюгатов олигонуклеотидов с различными группировками, обладающими рядом уникальных свойств. Конъюгпрование олигонуклеотидов позволяет модулировать их биосовмесгимость, коплексообразующие свойства, устойчивость к действию нуклеаз, токсичность, фармакокинетические свойства, способность проникать в клетки, сродство к определенному типу клеток, способность расщеплять и/или модифицировать НК и др. Конструкции на основе олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов) используются для выяснения функций определенных генов и некодирующих малых РНК [6, 7], регуляции экспрессии генов путем воздействия на уровне мРНК, микроРНК и геномной ДНК [8,9, 10], детекции НК in vitro и in vivo [И, 12], определения мутаций [3, 12], а также для решения ряда других задач молекулярной биологии, бионанотехиологии и медицины.

Однако, обладая устойчивостью к действию эндонуклеаз, олиго(2'-0-метилрибонуклеотиды) являются уязвимыми к действию экзонуклеаз. Ранее Веньямнновои А.Г. с соавт. [ 13 ] было показано, что введение в олиго(2'-0-метилрибонуклеотиды) З'-концевого тимидина посредством З'-З'-фосфодиэфирной («инвертированной») связи делает их устойчивыми и к действию З'-экзонуклеаз.

Целью данной работы являлся синтез и изучение свойств олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов), содержащих терминальную З'-З'-межпуклеотидную связь, и создание на их основе реакционпоспособных, триплексформирующих и флуоресцентных конъюгатов как перспективных зондов и реагешов для использования в антисмысловой и антигенной биотехнологиях.

В ходе исследования решались следующие задачи:

- синтез и изучение физико-химических и биологических свойств олиго(2'-0-мешлрибонуклеотидов), содержащих на З'-конце дезоксирибонуклеозиды дезоксиаденозин, дезоксигуанозин, дезоксицитидин или тимидин), присоединенные З'-З'-фосфодиэфирной («инвертированной») связью;

- создание на основе 3'-«инвертированных» олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов) новых конъюгатов с реакдионноспособными и флуоресцентными группировками, а также с лигандами малой бороздки, и изучение их свойств на модельных системах.

Можно ожидать, что сочетание двух минимальных модификаций, а именно, замена 2'-гидроксила рибозы на 2'-0-метильную группу и «инверсия» З'-концевой межнуклеозидной фосфодиэфирной связи позволит создать универсальную платформу для конструирования широкого спектра конъюгатов олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов), направленных на решение ряда задач в области молекулярной биологии, диагностики и терапии.

Заключение диссертации по теме «Биоорганическая химия», Новопашина, Дарья Сергеевна

выводы

На основе устойчивых в биологических средах олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов) с терминальной З'-З'-фосфодиэфирной связью создан ряд конъюгатов с группировками различной химической природы - перспективных флуоресцентных зондов и реагентов для использования в антисмысловой и антигенной биотехнологиях.

1. С использованием твердофазных Н-фосфонатного и фосфитамидпого методов синтеза получены серии олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов), содержащих на З'-конце дезоксирибонуклеозид (дезоксицитидип, дезоксигуанозин, дезоксиаденозин и тимидин), присоединенный З'-З'-фосфодиэфирной («инвертированной^ связью, и изучены их свойства. Показано, что: а) введение на З'-конец олиго(2'-0-метилрибонуклеотида) любого «инвертированного» дезоксирибонуклеозида (,-„,,Г, ;,1VC, ,-,„,4 или ;/il,G) повышает их устойчивость к действию З'-экзонуклеаз. Продемонстрировано, что такое сочетание модификаций по 2'-гидроксилам и З'-концу делает олигорибонуклеотиды устойчивыми к действию нуклеаз сыворотки в течение нескольких суток; б) в большинстве случаев «инвертированные» дезоксирибонуклеозиды улучшают комплекс ообразующие свойства олиго(2'-0-метилрнбонуклеотидов) за счет дополнительных стэкинг-взаимодействий «нависающего» « инвертированного» дезоксирибонуклеозида с концевой парой дуплекса; в) введение 3'-«инвертированного» тимидина в «химерные» 2'-0-метилрибо/дезоксирибо-олпгонуклеотиды повышает их устойчивость к действию З'-экзонуклеаз и термическую стабильность их дуплексов с РНК и практически не влияет на их способность активировать РНКазу Н в дуплексе с РНК; г) введение нависающего «инвертированного» тимидина на З'-конец олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов) не нарушает А-форму дуплексов с их участием; д) полипиримидиновые олиго(2'-0-метилрибонуклеотиды), содержащие на З'-конце «инвертированный» тимидин, способны образовывать стабильные триплексы с полипуриновымп участками дцДНК.

2. Созданы новые фотоактивируемые реагенты - 5'- ч п 3'- и-азидотетрафторбензамидные конъюгаты олпго(2'-0-метилрибонуклеотидов) и их аналогов, содержащих «инвертированный» тимидин. На модельных системах показано, что /г-азпдотетрафторбензамидцые конъюгаты олпго(2'-0-метилрибонуклеотидов) эффективно модифицируют РНК и ДНК. Введение 3'-«инвертированного» тимидина в фотоактивируемые реагенты не снижает степень модификации НК.

3. Впервые синтезированы 5'-пиренплметилфосфамидные и 5' биспиренилметилфосфодиамидные конъюгаты олиго(2'-0-метплрибонуклеотидов), содержащих «инвертированный» тимидин на З'-конце, и изучены их физико-химические свойства. а) Показано, что введение остатка(ов) пирена в большинстве случаев повышает температуру плавления соответствующих дуплексов с РНК и ДНК. б) Обнаружены характерные изменения мономерной и эксимерной флуоресценции моно- и биспиренильных конъюгатов олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов) при гибридизации с PIIK и ДНК, что позволяет использовать эти производные олигонуклеотидов в качестве флуоресцентных зондов для детекции НК. в) Продемонстрирована возможность использования 5'-монопиренильных производных олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов) и их 3'-«инвертированных» аналогов в качестве зондов для детекции мисматчей в НК методом термической денатурации дуплексов, регистрируемой по изменению флуоресценции.

4. Разработан твердофазный Н-фосфонатный метод синтеза олиго(2'-0-метилрибонуклеотидов), содержащих «инвертированный» тимидин на З'-конце и олпгоэтиленгликольфосфат на 5'-конце. На основе полученных модифицированных олигонуклеотидов созданы новые триплексформирующие конъюгаты, содержащие на З'-конце лиганды малой бороздки (гекса или окта(ЪГ-метилпиррол)карбоксамиды) и триплекс-специфический интеркалятор 6-[(3-аминопропил)ампно]-10-амино-1ЗН-бензо[6,7]индоло[3,2-с]хинолин. Показано, что введение как одного, так и двух лигандов малой бороздки в олиго(2'-0-метилрибонуклеотиды) значительно усиливает их способность образовывать комплексы с дцДНК при рН 6.0, а введение интеркалятора в конъюгат олигонуклеотида с лигандами малой бороздки приводит к заметному повышению стабильности комплексов в условиях, близких к физиологическим.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Новопашина, Дарья Сергеевна, 2009 год

1. Manoharan М. 2'-Carbohydrate modifications in antisense oligonucleotide therapy: importance of conformation, configuration and conjugation. // Biochem. Biophys. Acta. 1999. V.1489. N.l.P.l 17-130.

2. Hutvagner G., Simard M., Mello C.C., Zamore P.D. Sequence-specific inhibition of small RNA function. // PLoS Biology. 2004. V.2. N.4. P.465-474.

3. Ravichandran L.V., Dean N.M., Marcusson E.G. Use of antisense oligonucleotides in functional genomics and target validation. // Oligonucleotides 2004.V. 14. N.l. P.49-64.

4. Prakash T.P., Bhat B. 2'-Modified oligonucleotides for antisense therapeutics. // Curr. Opin. Med. Chem. 2007. V.7. N.7. P.641-649.

5. Majumdar A., Puri N., Cuenoud В., Natt F., Martin P., Khorlin A., Dyatkina N., George A.J. Miller P.S., Seidman M.M. Cell cycle modulation of gene targeting by a triple helix-forming oligonucleotide. //J. Biol. Chem. 2003. V.278. N.13. P. 11072-11077."

6. Kehlenbach R.H. In vitro analysis of nuclear mRNA export using molecular beacons for target detection. // Nucleic Acids Res. 2003. V.31. N. 11. e64.

7. Antisense research and applications. / Eds Crook S.T., Lebleu B. Boca Raton; Ann Arbor; London; Tokyo: CRC Press, 1993.

8. Wilson С., Keefe A.D. Building oligonucleotide therapeutics using non-natural chemistries. // Curr. Opin. Chem. Biol. 2006. V.10. N.6. P.607-614.

9. Iribarren A.M., Sproat B.S., Neuner P., Sulston I., Ryder U., Lamond A. I. 2'-0-Alkyl oligoribonucleotides as antisense probes. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. V.87. N.10. P.7747-7751.

10. IComatsu Y., Nobuoka K., Karino-Abe N., Matsuda A., Ohtsuka, E. In vitro selection of hairpin ribozymes activated with short oligonucleotides. // Biochemistry. 2002. V.41. N.29. P.9090-9098.

11. Komatsu Y., Yamashita S., Kazama N., Nobuoka K., Ohtsuka E. Construction of new ribozymes requiring short regulator oligonucleotides as cofactor. // J. Mol. Biol. 2000. V.299. N.5. P.1231-1243.

12. Komatsu Y., Ohtsuka E. Regulation of ribozyme cleavage activity by oligonucleotides. // Methods Mol. Biol. V.252. Ribozymes and siRNA protocols. / Ed. Sioud M. Totowa, NJ: Humana Press Inc., 2004. P. 165-177.

13. Hovig E., Maelandsmo G., Mellingsaeter Т., Fodstad O., Mielewczyk S. S., Wolfe J., Goodchild J. Optimization of hammerhead ribozymes for the cleavage of S100A4 (CAPL) mRNA. // Antisense Nucleic Acid Drug Dev. 2001. V.l 1. N.2. P.67-75.

14. Fokina A.A, Kuznetsova M.A, Repkova M.N, Venyaminova A.G. Two-component 10-23 DNA enzymes. // Nucleosides Nucleotides Nucleic Acids. 2004. V.23. N.6-7. P.1031-1035.

15. Meister G., Landthaler M., Dorsett Y., Tuschl T. Sequence-specific inhibition of microRNA- and siRNA-induced RNA silencing. // RNA. 2004. V.10. N.3. P.544-550.

16. Disney M.D., Haidaris C.G., Turner D.H. Uptake and antifungal activity of oligonucleotides in Candida albicans. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2003. V.100. N.4. P.1530-1534.

17. Dunckley M. G., Manoharan M., Villet P., Eperon J.C., Dickson G. Modification of splicing in the dystrophin gene in cultured Mdx muscule cells by antisense oligoribonucleotides. // Human Mol. Gen. 1995. V.5. N.l. P.1083-I090.

18. McGail J.C., O'Keefe R.T. The Ul, U2 and U5 snRNAs crosslink to the 5' exon during pre-mRNA splicing. //Nucleic Acids Res. 2008. V.36. N.3. P.814-825.

19. Tamura M., Nashimoto C., Miyake N., Daikuhara Y., Ochi K., Nashimoto M. Intracellular mRNA cleavage by З'-tRNase under the direction of 2'-0-methyl RNA heptamers. // Nucleic Acids Res. 2003. V.31. N.15. P.4354-4360.

20. Werner M., Rosa E., Nordstrom J.L., Goldberg A.R., George S.T. Short oligonucleotides as external guide sequences for site-specific cleavage of RNA molecules with human RNase P. // RNA. 1998. V.4. N.7. P.847-855.

21. Ma M., Benimetskaya L., Lebedeva I., Dignam J., Takle G., Stein C.A. Intracellular mRNA eleavage induced through activation of RNase P by nuclease-resistant external guide sequences. // Nature Biotcch. 2000. V.l8. N.l. P.58-61.

22. Li H., Liang R., Turner D.H., Rothberg L.J., Duan S. Selective quenching of fluorescence from unbound oligonucleotides by gold nanoparticles as a probe of RNA structure. // RNA. 2007. V.13. N.l 1. P.2034-2041.

23. Rozenski J., Crain P.F., McCloskey J.A. The RNA modification database: 1999 update. // Nucleic Acids Res. 1999. V.27. N.l. P.196-197.

24. Hall R.II. On the 2'-0-methylribonucleoside content of ribonucleic acids. // Biochemistry. 1964. V.3.N.7. P.876-880.

25. Li C., Xia Y., Gao X., Gershon P.D. Mechanism of RNA 2'-0-methylation: evidence that the catalytic lysine acts to steer rather than deprotonate the target nucleophile. // Biochemistry. 2004. V.43.N.19. P.5680-5687.

26. Kiss T. Small nucleolar RNAs: an abundant group of noncoding RNAs with diverse cellular functions. // Cell. 2002. V.109. N.2. P. 145-148.

27. Tran E.J., Zhang X., Maxwell E.S. Efficient RNA 2'-0-methylation requires juxtaposed and symmetrically assembled archaeal box C/D and C'/D' RNPs. // EMBO J. 2003. V.22. N.15. P.3930-3940.

28. Спирин A.C. РНК мир и его эволюция. // Молекулярн. биология. 2005. Т.39. N.4. С.550-556.

29. Poole A., Penny D., Sjoberg В.-М. Methyl-RNA: an evolutionary bridge between RNA and DNA? // Chem. Biol. 2000. V.7. N.12. P. R207-R216.

30. Helm M. Post-transcriptional nucleotide modificaton and alternative folding of RNA. // Nucleic Acids Res. 2006. V.34. N.2. P.721-733.

31. Satoh A., Takai K., Ouchi R., Yokoyama S., Takaku H. Effects of anticodon 2*-0-methylations on tRNA codon recognition in an Escherichia coli cell-free translation. // RNA. 2006. V.6. N.5. P.680-686.

32. Maden B.E.H., Hughes J. M.X. Eukaryotic ribosomal RNA: the recent excitement in the nucleotide modification problem. // Chromosoma. 1997. V.105. N.7-8. P.391-400.

33. Sweet Т., Yen W., Khalili K., Amini S. Evidence for involvement of NFBp in processing of ribosomal RNA. //J. Cell. Physiology. 2007. V.214. N.2. P.381-388.

34. Li J., Yang Z., Yu В., Liu J., Chen X. Methylation protects miRNA and siRNAs from a 3'-end uridylation activity in Arabidopsis. II Cum Biol. 2005. V.15. N.16. P.1501-1507.

35. Yang Z., Ebright Y.W., Yu В., Chen X. HEN1 recognizes 21-24 nt small RNA duplexes and deposits a methyl group onto the 2' OH of the 3' terminal nucleotide. // Nucleic Acids Res. 2006. V.34.N.2. P.667-675.

36. Yu В., Yang Z., Li J., Minakhina S., Yang M., Padgett R.W., Steward R., Chen X. Methylation as a crucial step in plant microRNA biogenesis. // Science. 2005. V.307. N.5711. P.932-935.

37. Hartig J.V., Tomari Y., Forstemann K. piRNA the ancient hunters of genome invaders. // Gen. Develop. 2007. V.21. N.14. P.1707-1713.

38. Kirino Y., Mourelatos Z. The mouse homolog of HEN1 is a potential methylase for Piwi-interactmg RNAs. // RNA. 2007. V.13. N.9. P.1397-1401.

39. Kirino Y., Mourelatos Z. Mouse Piwi-interacting RNAs are 2'-0-methylated at their 3' termini. //Nature Struct. Mol. Biol. 2007. V.14. N.4. P.347-348.

40. Kirino Y., Mourelatos Z. 2-O-Methyl modification in mouse piRNA and its methylase. // Nucleic Acids Symp. Ser. 2007. V.51.N.1. P.417-418.

41. Faehnle C.R., Joshua-Tor L. Argonautes confront new small RNAs. // Curr. Opin. Chem. Biol. 2007. V. 11. N.5. P.569-577.

42. Maden B.E., Corbett M.E., Ileeney P.A., Pugh K., Ajuh P.M. Classical and novel approaches to the detection and localization of the numerous modified nucleotides in eukaryotic ribosomal RNA. // Biochimie. 1995. V.77. N.l-2. P.22-29.

43. Maden B.E. Mapping 2'-0-methyl groups in ribosomal RNA. // Methods. 2001. V.25. N.3. P.374-382.

44. Yu Y.T., Shu M.D., Steitz J.A. A new method for detecting sites of 2'-0-methylation in RNA moleculcs. // RNA. 1997. V.3. N.3. P.324-331.

45. Buchhaupt M., Peifer C., Entian K.-D. Analysis of 2'-0-methylated nucleosides and pseudouridines in ribosomal RNAs using DNAzymes. // Anal. Biochem. 2007. V.361. N.l. P. 102-108.

46. Zmudzka В., Janion C., Shugar D. Poly 2'-0-methylcytidilic acid and role of the 2'-hydroxyl in polynucleotide structure. //Biochem. Biophys. Res. Commun. 1969. V.37. N.6. P.895-902.

47. Zmudzka В., Tichy M., Shugar D. The structure of poly 2'-0-methylcytidilic acid and its complexes with polyinosinic acid. // Acta Biochim. Pol. 1972. V.19. N.2. P.149-160.

48. Зенгер В. Принципы структурной организации нуклеиновых кислот: Пер. с англ. М.: Мир, 1987.

49. Lesnik Е.А., Freier S.M. What affects the effect of 2'-alkoxy modifications? 1.Stabilization effect of 2'-methoxy substitutions in uniformly modified DNA oligonucleotides. //Biochemistry. 1998. V.37. N.19. P.6991-6997.

50. Micklefield J. Backbone modification of nucleic acids: synthesis, structure and therapeutic applications. // Curr. Med. Chem. 2001. V.8. N.10. P.l 157-1179.

51. Kaukincn U., Lyytikainen S., Mikltola S., Lonnberg II. The reactivity of phosphodiester bonds within linear single-stranded oligoribonucleotides is strongly dependent on the base sequence. // Nucleic Acids Res. 2002. V.30. N.2. P.468-474.

52. Kaukinen U., Venalainen Т., Lonnberg Ii., Perakula M. The base sequence dependant flexibility of linear single-stranded oligoribonucleotides correlates with the reactivity of the phosphodiester bond. // Org. Biomol. Chem. 2003. V.l. N.14. P.2439-2447.

53. Kaukinen U., Lonnberg H., Perakyla M. Stabilisation of the transition state of phosphodiester bound cleavage within linear single-stranded oligoribonucleotides. // Org. Biomol. Chem. 2004. V.2. N.l. P.66-73.

54. Inoue H., Hayase Y., Imura A., Iwai S., Miura K., Ohtsuka E. Synthesis and hybridization studies on two complementary nona(2'-0-methyl)ribonucleotides. // Nucleic Acids Res. 1987. V. 15. N. 15. P.6131-6148.

55. Pitts A.E., Corey D.R. Inhibition of human telomerase by 2'-0-methyl-RNA. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V.95. N.20. P.l 1549-11554.

56. Rozners E., Moulder J. Hydration of short DNA, RNA and 2'-OMe oligonucleotides determinated by osmotic stressing. // Nucleic Acids Res. 2004. V.32. N. 1. P.248-256.

57. Auffmger P., Westhof E. Hydrophobic groups stabilize the hydration shell of 2-0-methylated RNA duplexes. // Angew. Chem. Int. Ed. 2001. V.40. N.24. P.4648-4650.

58. Popenda M., Biala E., Milecki J., Adamiak R.W. Solution structure of RNA duplexes containing alternating CG base pairs: NMR study of r(CGCGCG)2 and 2'-0-Me(CGCGCG)2 under low salt conditions. //Nucleic Acids Res. 1997. V.25. N.22. P.4589-4598.

59. Adamiak D.A., Milecki J., Popenda M., Adamiak R.W., Dauter Z., Rypnievvski W.R. Crystal structure of 2'-0-Me(CGCGCG)2, an RNA duplex at 1.30 A resolution. Hydration pattern of 2'-O-methylated RNA. //Nucleic Acids Res. 1997. V.25. N.22. P.4599-4607.

60. Umemoto К., Sarma M.H., Gupta G., Luo J., Sanna R.H. Structure and stability of a DNA triple helix in solution: NMR studies on d(T)6-d(A)6'd(T)6 and its complex with a minor groove binding drug. // J. Am. Chem. Soc. 1990. V.l 12. N.l 1. P.4539-4545.

61. Arnott S., Chandrasekaran R., Hukins D.W.L., Smith P.J.C., Watts L. Structure details of a double-helix observed for DNA containing alternating purine and pyrimidine sequences. // J. Mol. Biol. 1974. V.88. N.2. P.523-533.

62. Escude Ch., Sun J.-S., Rougee M., Garestier Th., Helene C. Stable triple helices are formed upon binding ofRNA oligonucleotides and their 2-O-methyl derivatives to double-helical DNA. // C.R. Acad. Sci. Paris. 1992. V.315. Ser.III. P. 521-525.

63. Beban M., Miller P.S. Pyrimidine motif triplex containing polypurine RNA or DNA with oligo 2'-0-methyl or DNA triplex forming oligonucleotides. // Biochem. Biophys. Acta. 2000. V. 1492. N.l. P.155-162.

64. Torigoe H., Shimizume R., Sarai A., Shindo H. Triplex formation of chemically modified homopyrimidine oligonucleotides: thermodynamic and kinetic studies. // Biochemistry. 1999. V.38.N.44. P.14653-14659.

65. Dapic V., Abdomeroic V., Marrington R., Peberdy J., Rodger A., Trent J.O., Bates P.J. Biophysical and biological properties of quadruplex oligodeoxyribonucleotides. // Nucleic Acids Res. 2003. V.31. N.8. P.2097-2107.

66. Dapic V., Bates P.J., Trent J.O., Rodger A., Thomas S.D., Miller D.M. Antiproliferative activity of G-quartet-forming oligonucleotides with backbone and sugar modification. // Biochemistry. 2002. V.41. N.ll. P.3676-3685.

67. Cramer H., Pfleiderer W. Nucleotides LXIV1.: synthesis, hybridization and enzymatic degradation studies of 2'-0-methyl-oligoribonucleotides and 2'-0-methyl/deoxy gapmers. // Nucleosides Nucleotides Nucleic Acids. 2000. V.19. N.10-12. P. 1765-1777.

68. Czauderna F., Fechtner M., Dames.S., Aygun H., Kippel A., Pronk G.J., Giese K., Kaufmann J. Structural variations and stabilising modifications of synthetic siRNAs in mammalian cells. //Nucleic Acids Res. 2003. V.31. N.ll. P.2705-2716.

69. Inoue H., Hayase Y., Iwai S., Ohtsuka E. Sequence-dependent hydrolysis of RNA using modified oligonucleotide splints and RNase H. // FEBS Lett. 1987. V.215. N.2. P.327-330.

70. Sproat B.S., Lamond A.l. 2-O-Alkyloligoribonucleotides. // Antisense research and applications. / Eds Crooke S.T., Lebleu B. Boca Raton; Ann Arbor; London; Tokyo: CRC Press, 1993. P.351-362.

71. Zamaratski E., Pradeepkumar P.I., Chattopadhyaya J. A critical survey of the structure-function of the antisense oligo/RNA heteroduplex as substrate for RNase H. // J. Biochem. Biophys. Methods. 2001. V.48. N.3. P. 189-208.

72. Venkateswarlu D., Lind K.E., Mohan V., Manoharan M., Freguson D.M. Structural properties of DNA:RNA duplexes containing 2'-0-methyl and 2-S-methyl substitutions: a molecular dynamics investigation. //Nucleic Acids Res. 1999. V.27. N.10. P.2189-2195.

73. Blencowe B.J., Lamond A.I. Purification and depletion of RNP particles by antisense affinity chromatography. // Meth. Mol. Biol. V.118.'RNA-protein interaction protocols. / Ed. Haynes S. Totowa, NJ: Humana Press Inc., 1999. P.275-287.

74. Dirks R.W., Molenaar C., Tanke H.J. Methods for visualizing RNA processing and transport pathways in living cells. // Histochem. Cell. Biol. 2001. V.115. N.l. P.3-11.

75. Dirks R.W., Molenaar C., Tanke HJ.Visualizing RNA molecules inside the nucleus of living cells. //Methods. 2003. V.29. N.l. P.51-57.

76. Connolly B.A. The synthesis of oligonucleotides containing a primary amino group at the 5'-terminus. //Nucleic Acids Res. 1987. V.15. N.7. P.3131-3139.

77. Pieles U., Sproat B.S., Lamm G.M. A protected biotin containing deoxycytidine building block for solid phase synthesis of biotinylated oligonucleotides. // Nucleic Acids Res. 1990. V.18.N.15. P.4355-4360.

78. Kricka L.J. Stains, labels and detection strategies for nucleic acids assays. // Arm. Clin. Biochem. 2002. V.39.N.2. P. 114-129.

79. Astakhova I.V., Korshun V.A., Wengel J.Highly fluorescent conjugated pyrenes in nucleic acid probes: (phenylethynyl)pyrenecarbonyl-functionalized locked nucleic acids. // Chemistry. 2008. V.14.N.35. P.l 1010-26.

80. Fisher T.L., Terhorst Т., Cao X., Wagner R.W. Intracellular disposition and metabolism of fluorescently-labeled unmodified and modified oligonucleotides microinjected into mammalian cells.//Nucleic Acids Res. 1993. V.21. N.l 6. P.3857-3865.

81. Hwang J.T., Baltasar F.E., Cole D.L., Sigman D.S., Chen C.H., Greenberg M.M. Transcription inhibition using modified pentanucleotides. // Bioorg. Med. Chem. 2003. V.ll. N.10. P.2321-2328.

82. Carmo-Fonseca M., Pepperkok R., Sproat B.S., Ansorge W., Swanson M.S., Lamond A.l. In vivo detection of snRNP-rich organelles in the nuclei of mammalian cells. // EMBO J. 1991. V.10. N.7. P.1863-1873.

83. Glen Research Corp.: Modification Booklet, http://www.glenres.com.

84. Ranasinghe R.T., Brown L.J., Brown T. Linear fluorescent oligonucleotide probes with an acridine quencher generate a signal upon hybridization. // Chem. Comraun. 2001. P.1480-1481.

85. Arzumanov A., Walsh A.P., Rajwanshi V.K., Kumar R., Wengel J., Gait M.J. Inhibition of HIV-1 Tat-dependent trans activation by steric block chimeric 2-O-methyl/LNA oligoribonucleotides.//Biochemistry. 2001. V.40. N.48. P. 14645-14654.

86. Stetsenko D. A., Gait M.J. A convenient solid-phase method for synthesis of 3'-conjugates of oligonucleotides. //Bioconj. Chem. 2001.'V.12. N.4. P.576-586.

87. Mahara A., Iwase R., Sakamoto Т., Yamana K., Yamaoka Т., Murakami A. Bispyrene-conjugated 2'-0-methyloligoribonucleotide as a highly specific RNA-recognition probe. // Angew. Chem. Int Ed. 2002. V.41. N.19. P.3648-3650.

88. Mahara A., Iwase R., Sakamoto Т., Yamaoka Т., Yamana K., Murakami A. Detection of acceptor sites for antisense oligonucleotides on native folded RNA by fluorescence spectroscopy. // Bioorg. Med. Chem. 2003. V.ll. N.13. P.2783-2790.

89. Sakamoto Т., Kobori A., Murakami A. Microarray-based label-free detection of RNA using bispyrene-modified 2-O-methyl oligoribonucleotide as capture and detection probe. // Bioorg. Med. Chem. Lett. 2008. V.18. N.8. P.2590-2593.

90. Tsourkas A., Behlke M.A., Bao G. Hybridization of 2'-0-methyl and 2-deoxy molecular beacons to RNA and DNA target. // Nucleic Acids Res. 2002. V.30. N.23. P.5168-5174.

91. Oberhauser В., Wagner E. Effective incorporation of 2'-0-methyloligoribonucleotides into liposomes and enhanced cell association through modification with tiocholesterol. // Nucleic Acids Res. 1992. V.20.N.3. P.533-538.

92. Manoharan M., Johnson L.K., Bennett C.F., Vickers T.A., Ecker D.J., Cowsert L.M., Freier S.M., Cook P.D. Cholic acid-oligonucleotide conjugates for antisense applications. // Bioorg. Med. Chem. Lett. 1994. V.4. N.8. P.1053-1060.

93. Horwich M.D., Zamore P. Design and delivery of antisense oligonucleotides to block microRNA function in cultured Drosophila and human cells. // Nature Protocols. 2008. V.3. N. 10. P.1537-1549.

94. Krutzfeldt J., Rajewsky N., Braich R., Rajeev K.G., Tuschl Т., Manoharan M., Stoffel M. Silencing of microRNA in vivo with 'antagomirs'. //Nature. 2005. V.438. N.7068. P.685-689.

95. Nelson P.S., Sherman-Gold R, Leon R. A new and versatile reagent for incorporating multiple primary aliphatic amines into synthetic oligonucleotides. // Nucleic Acids Res. 1989. V.17. N. 18. P.7179-7186.

96. Nelson P.S., Frye R.A., Liu E. Bifunctional oligonucleotide probes synthesized using a novel CPG support are able to detect single base pair mutations. // Nucleic Acids Res. 1989 V.17. N.18. P.7187-7194.

97. Sergeeva Z.A., Venyaminova A.G., Zarytova V.F. Comparative study of modification of DNA and RNA by oligo(2'-0-methylribonucleotide) derivatives. // Nucleosides Nucleotides. 1998. V.17. N.9-11. P.2153-2156.

98. Johansson H.E., Belsham G.J., Sproat B.S., Hentze M.W. Target-specific arrest of mRNA translation by antisense 2'-0-alkyloligoribonucleotides. //Nucleic Acids Res. 1994. V.22. N.22. P.4591-4598.

99. Cassidy R.A., Kondo N.S., Miller P.S. Triplex formation by psoralen-conjugated chimeric oligonucleoside methylphosphonates. //Biochemistry. 2000. V.39. N.29. P.8683-8691.

100. Cassidy R.A., Puri N., Miller P.S. Effect of DNA target sequence on triplex formation by oligo-2'-deoxy- and 2'-0-methylribonucleotides. // Nucleic Acids Res. 2003. V.31. N. 14. P.4099-4108.

101. Jonkheijm P., Weinrich D., Schroder H., Niemeyer C.M., Waldmann H. Chemical strategies for generating protein biochips. // Angew. Chem.Int. Ed. 2008. V.47. N.50. P.9618-9647.

102. Turner J.J., Jones S., Fabani M.M., Ivanova G., Arzumanov A.A. Gait M.J. RNA targeting with peptide conjugates of oligonucleotides, siRNA and PNA. // Blood Cells Molec. Deseases. 2007. V.38.N.1. P. 1-7.

103. Lebleu В., Moulton H. M., Abes R., Ivanova G.D., Abes S., Stein D.A., Iversen P.L., Arzumanov A.A., Gait M.J. Cell penetrating peptide conjugates of steric block oligonucleotides. // Adv. Drug Deliv. Rev. 2008. V. 60 N.4-5. P.517-529.

104. Reed M.W., Fraga D., Schwartz D.E., Scholler J., Hinrichsen R.D. Synthesis and evaluation of nuclear targeting peptide-antisense oligodeoxynucleotide conjugates. // Bioconj. Chem. 1995. V.6.N.I. P.101-108.

105. Stetsenko D.A., Malakhov A.D., Gait M.J. Total stepwise solid-phase synthesis of oligonucleotide-(3'-N)-peptide conjugate. // Org. Lett. 2002. V.4. N.19. P.3259-3262.

106. Stetsenko D.A., Gait M.J. Chemical methods for peptide conjugate synthesis. // Meth. Mol. Biol. V.288. Oligonucleotide synthesis. / Ed. P.Herdewijn. Totowa, NJ: Humana Press Inc.,2005. P.205-224.

107. Казанова E.B., Зубин E.M., Качалова A.B., Стеценко Д.А., Гейт М.Дж., Орецкая Т.С.Синтез олиго-2'-0-мстилрибонуклеотидов, содержащих в положении 2' остатки а-аминокислот. // Изв. Акад. Наук. Серия химическая. 2007. Т.56. N.4. С.775-783.

108. Shimizu М., Morioka Н., Inoue Н., Ohtsuka Е. Triplex-mediated cleavage of DNA by 1,10-phenantro 1 ine-linked 2'-0-methyl RNA. // FEBS Lett. 1996. V.384. N.3. P.207-210.

109. Perrin D.M., Chen C.-H. В., Xu Y., Pearson L., Sigman D.S. Gene-specific transcription inhibitors.Pentanucleotides complementary to the template strand of transcription start sites. // J. Amer. Chem. Soc. 1997. V.119. N.24. P.5746-5747.

110. Chen C.-H. В., Milne L., Landgraf R., Perrin D.M., Sigman D.S. Artificial nucleases. // ChemBioChem. 2001. V.2. N10. P.735-740.

111. Astrom H., Stromberg R. A method for synthesis of an artificial ribonuclease. // Nucleosides Nucleotides Nucleic Acids. 2001. V.20. N.4-7. P. 1385-1388.

112. Inoue H., Furukawa Т., Tamura Т., Kamada A., Ohtsuka E. Rapid RNA cleavage using an antisense system with two terpyridine*Cu(II) complexes. // Nucleosides Nucleotides Nucleic Acids. 2001. V.20. N.4-7. P.833-835.

113. Boudvillain M., Guerine M., Dalbies R., Saison-Behmoatras Т., Leng M. Transplatin-modified oligo(2'-0-methyl ribonucleotide)s: a new tool for selective modulation of gene expression. // Biochemistry. 1997. V.36. N.10. P.2925-2931.

114. Hilger C.S., Willis M.C., Wolters M., Pieken W.A. Tc-99m-Labcling of modified RNA. // Nucleosides Nucleotides. 1999. V.18. N.6-7. P.1479-1481.

115. Hicke B.J., Stephens A.W., Gould Т., Chang Y.-F., Lynott C.K., Heil J., Borkowski S., Hilger C.-S., Cook G., Warren S., Schmidt P.G. Tumor targeting by an aptamer. // J. Nucl. Med.2006. V.47. N.4. P.668-678.

116. Liu N, Ding H., Vanderheyden J.-L., Zhu Z., Zhang Y. Radiolabeling small RNA witli tcchnetium-99m for visualizing cellular delivery and mouse bio distribution. // Nucl. Med. Biol.2007. V.34. N.4. P.399-404.

117. Kuhnast В., de Bruin В., Hinnen F., Tavitian В., Dolle F. Design and synthesis of a new 18F.fluoropyridine-based haloacetamide reagent for the labeling of oligonucleotides: 2-bromo

118. N-3-(2-[18F.fiuoropyridin-3-yloxy)propyl]acetamide. // Bioconj. Chem. 2004. V.15. N.3. P.617-627.

119. Fang X., Zhanga W.-W. Affinity separation and enrichment methods in proteomic analysis. // J. Proteomics. 2008. V.71. N.3. P.284-303.

120. Blencowe B.J., Sproat B.S., Ryder U., Barabino S., Lamond A.I. Antisense probing the human U4\U6 snRNP with biotinylated 2'-0-Me RNA oligonucleotides. // Cell. 1989. V.59. N.3. P.531-539.

121. Barabino S., Sproat B.S., Ryder U., Blencowe B.J., Lamond A.I. Mapping U2 snRNP: pre-mRNA interactions using biotinylated oligonucleotides made of 2'-0-Me RNA. // EMBO J. 1989. V.8. N.13. P.4171-4178.

122. Lamm G.M., Blencowe B.J., Sproat B.S., Iribarren A.M., Ryder U., Lamond A.I. Antisense probes containing 2-aminoadenosine allow efficient depletion of U5 snRNP from HeLa splicing extracts. //Nucleic Acids Res. 1991. V.19. N.12. P.3193-3196.

123. Ryder U., Sproat B.S., Lamond A.I. Sequence-specific affinity selection of mammalian splicing complex. //Nucleic Acids Res. 1990. V.l8. N.24. P.7373-7379.

124. Wassarman D.A., Steitz J.A. Structural analysis of the 7SK ribonucleoprotein (RNP), the most abundant human small RNP of unknown function. // Mol. Cell. Biol. 1991. V.ll. N. 15. P.3432-3440.

125. Palfi Z., Gunzl A., Cross M., Binderif A. Affinity purification of Trypanosoma brucei small nuclear ribonucleoproteins reveals common and specific protein components. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. V.88.N.20. P.9097-9191.

126. Lingner J., CechT.R. Purification of telomerase from Euplotes aediculatus: requirement of a primer 3' overhang. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V.93. N.20. P.10712-10717.

127. Schnapp G., Rodi H.-P., Rettig W.J., Schnapp A., Damm K. One-step affinity purification protocol for human telomerase. //Nucleic Acids Res. 1998. V.26. N.13. P.3311-3313.

128. Kole R., Vacelc M., Williams T. Modification of alternative splicing by antisense therapeutics. // Oligonucleotides. 2004. V.14. N.l. P.65-74.

129. Moore M.J., Silver P.A. Global analysis of mRNA splicing. // RNA. 2008. V.14. N.2. P. 197-203.

130. Kang H., Alam R., Dixit V., Fisher M., Juliano R.L. Cellular delivery and biological activity of antisense oligonucleotides conjugated to a targeted protein carrier. // Bioconj. Chem. 2008. V.19. N.l 1.P.2182-2188.

131. Alam M.R., Dixit V., Kang H., Li Z.-B., Chen X., Trejo J.A. Fisher M., Juliano R.L. Intracellular delivery of an anionic antisense oligonucleotide via receptor-mediated endocytosis. // Nucleic Acids Res. 2008. V.36. N.8. P.2764-2776.

132. Guterstam P. Lindgren M., Johansson FT., Tedebark U., Wengel J., Andaloussi S.E., Langel U. Splice-switching eficiency and specificity for oligonucleotides with locked nucleic acid monomers. //Biochem J. 2008. V.412. N.2. P.307-313.

133. Sazani P., Kang S.-H., Maier M.A., Wei C., Dillman J., Summerton J., Manoharan M., Kole R. Nuclear antisense effects of neutral, anionic and cationic oligonucleotide analogs. // Nucleic Acids Res. 2001. V.29. N.19. P.3965-3974.

134. Wee K.B., Pramono Z. A. D., Wang J.L., MacDorman K.F., Lai P.S., Yee W.C. Dynamics of co-transcriptional pre-mRNA folding influences the induction of dystrophin exon skipping by antisense oligonucleotides. //PloS ONE. 2008. V.3. N.3. el844.

135. Yoo H., Juliano R.L. Enhanced delivery of antisense oligonucleotides with fluorophore-conjugated РАМАМ dendrimers. //Nucleic Acids Res. 2000. V.28. N.21. P.4225-4231.

136. Molenaar C., Marras S.A., Slats J.C.M., Truffert J.-C., Lemaitre M., Raap A.K., Dirks R.W., Tanke H.J. Linear 2'-0-Methyl RNA probes for the visualization of RNA in living cells. // Nucleic Acids Res. 2001. V.29. N.17. e89.

137. Kehlenbach R.H. In vitro analysis of nuclear mRNA export using molecular beacons for target detection. // Nucleic Acids Res. 2003. V.31. N.l 1. e64.

138. Yeh H.-Y., Yates M.V., Mulchandani A., Chen W. Visualizing the dynamics of viral replication in living cells via Tat peptide delivery of nuclease-resistant molecular beacons. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2008. V.105. N.45. P.17522-17525.

139. Silverman A.P., Kool E.T. Detecting RNA and DNA with templated chemical reactions. // Chem. Rev. 2006. V.106. N.9. P.3775-3789.

140. Abe Y., Kool E.T. Flow cytometric detection of specific RNAs in native human cells with quenched autoligating FRET probes. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2006. V.103. N.2. P.263-268.

141. Silverman A.P., Kool E.T. Quenched autoligation probes allow discrimination of live bacterial species by single nucleotide differences in rRNA. // Nucleic Acids Res. 2005. V.33. N.15. P.497S-4986.

142. Silverman A.P., Abe H., Kool E.T. Quenched autoligation probes. // Meth. Mol. Biol. V.429. Molecular beacons: signalling nucleic acids probes. / Eds. Marx A., Steitz O. Totowa NJ: Humana Press Inc., 2008. P. 161-170.

143. Fclden B. RNA structure: experimental analysis. // Curr. Opin. Microbiol. 2007. V.10. N.3. P.286-291.

144. Sakamoto Т., Kobori A., Shigezawa M., Amitani Y., Higuchi M., Murakami A. Homogeneous fluoescent assays for RNA diagnosis by pyrene conjugated 2'-0-methyloligonucleotides. //Nucleosides Nucleotides Nucleic Acids. 2007. V.26. N.10-12. P.1659-1664.

145. Duan S., Mathews D.H., Turner D.H. Interpreting oligonucleotide microarray data to determine RNA secondary structure: application to the З'-end of Bombyx mod R2 RNA. // Biochemistry. 2006. V.45. N.32. P.9819-9832.

146. Opalinska J.B., Gewirtz A.M. Therapeutic potential of antisense nucleic acid molecules. // Science's STKE. 2003. V.206. pe47.

147. Dias N. Stein C.A. Antisense oligonucleotides: basic concepts and mechanisms. // Mol. Cancer Ther. 2002. V.l. N.5. P.347-355.

148. Esau C.C. Inhibition of microRNA with antisense oligonucleotides. // Methods. 2008. V.44. N.l. P.55-60.

149. Chu C.-Y., Ran a T.M. Translation repression in human cells by mircoRNA-induced gene silencing requires RCK/p54. // PloS Biology. 2006.V.4. N.7. e210.

150. Krutzleldt J., Rajewsky N., Braich R., Rajeev K.G., Tuschl Т., Manoharan M., Stoffel M. Silencing of microRNAs in vivo with 'antagomirs'. //Nature. 2005. V.438. N.7068. P.658-689.

151. Krutzeldt J., ICuwajima S., Braich R., Rajeev K.G., Pena J., Tuschl Т., Manoharan M., Stoffel M. Specificity, duplex degradation and subcellular localization of antagomirs. // Nucleic Acids Res. 2007. V.35. N.9. P.2885-2892.

152. Horn S., Schwenzer B. Oligonucleotede facilitators enhance the catalytic activity of RNA-cleaving DNA enzymes. // Antisense Nucl. Acids Drug Dev. 1999. V.9. N.5. P.465-472.

153. Hovig E., Maelandsmo G., Mcllingsaeter Т., Fodstad O., Mielewczyk S.S., Wolfe J., Goodchild J. Optimization of hammerhead ribozymes for the cleavage of S100A4 (CAPL) mRNA. // Antisense Nucleic Acid Drug Dev. 2001 V.l 1. N.2. P.67-75.

154. Фокина A.A., Зенков A.H., Зенкова M.A., Веньямииова А.Г., Франсуа Ж.-К., Власов В.В. двухкомпонентные ДНКзимы 10-23.// Информационный вестник ВОГиС. 2006. Т.10. N.2. С.ЗЗ 1-341.

155. Fokina A., Novopashina D., Meschaninova М., Francois J.-C., Venyaminova A. 3'-Modified oligo(2'-0-methylribonucleotides) improve cleavage of long structured RNA by DNAzyme 10-23. //Collection Symp. Ser. 2008. V.10. P. 420-422.

156. Brown K.M., Chu C.-Y., Rana T.M. Target accessibility dictates the potency of human RISC. //Nature Struct. Mol. Biol. 2005. V.12. N.5. P.469-470.

157. Hutvagner G., McLachlan J., Pasquinelli A.E., Balint E., Tuschl T. Zamore P.D. A cellular function for the RNA-interference enzyme Dicer in the maturation of the let-1 small temporal RNA. // Science. 2001. V.293. N.5531. P.834-838.

158. Chan S.W., Zilberman D., Xie Z., Johansen L.K., Carrington J.C., Jacobsen S.E. RNA silencing genes control de novo DNA methylation. // Science. 2004 V.303. N.5662. P.1336.

159. Dykxhoorn D.M., Novina C.D., Sharp P.A. Killing the messenger: short RNAs that silence gene expression. // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2003. V.4. N.6. P.457-467.

160. Kim K., Lee Y.S., Carthew R.W. Conversion of pre-RISC to holo-RISC by Ago2 during assembly of RNAi complexes. // RNA. 2007. V.13.N.1. P.22-29.

161. Navani N.K., Li Y. Nucleic acid aptamers and enzymes as sensors. // Curr. Opin. Chem. Biol. 2006. V.10. N.3. P. 272-281.

162. Zinnen S.P., Domenico K., Wilson M., Dickinson B.A., Beaudry A., Mokler V., Daniher A.T., Burgin A., Biegelman L. Selection, design, and characterization of a new potentially therapeutic ribozyme. // RNA. 2002. V.8. N.2. P.214-228.

163. Schubert S., Furste J.P., Werk D., Grunert H.-P., Zieehhardt H., Erdmann V.A., Kurreck J. Gaining target access for deoxyribozymes. // J. Mol. Biol. 2004. V.339. N.2. P.355-363.

164. Schubert S., Gul D.C., Grunert H.-P., Zieehhardt H., Erdmann V.A., Kurreck J. RNA cleaving '10-23' DNAzymes with enhanced stability and activity. // Nucleic Acids Res. 2003. V.31.N.20. P.5982-5992.

165. Trepanier J.B., Tanner J.E., Alfieri C. Reduction in intracellular HCV RNA and virus protein expression in human hepatoma cells following treatment with 2'-0-methyl-modified anti-core deoxyribozyme. //Virology. 2008. V.377. N.2. P.339-344.

166. Behlke M.A. Chemical modification of siRNA for in vivo use. // Oligonucleotides. 2008. V. 18. N.4. P.305-320.

167. Choung S., Kim Y.J., Kim S., ParkH.-O., Choi Y.-C. Chemical modification of siRNAs to improve serum stability without loss of efficacy. // Biochem. Biophys. Res. Comun. 2006. V.342.N.3. P.919-927.

168. Peek A.S., Behlke M.A. Design of active small interfering RNAs. // Curr. Opin. Mol.Ther. 2007. V.9. N.2. P. 110-118.

169. Hoerter J.A.H., Walter N.G. Chemical modification resolves the asymmetry of siRNA strand degradation in human blood serum. // RNA. 2007. V.13. N.l 1. P. 1887-1893.

170. Hermann Т., Patel D.J. Adaptive recognition by nucleic acid aptamers. // Science. 2000. V.287. N. 5454. P.820-825.

171. Boiziau C., Toulme J.-J. A method to select chemically modified aptamers directly. // Antisense Nucl. Acid Drug Dev. 2001. V.ll. N.5. P.379-385.

172. Burmeister P.E., Lewis S.D., Silva R.F., Preiss J.R., Horwitz L.R., Pendergrast P.S., McCauley T.G., Kurtz J.C., Epstein D.M., Wilson C., Keefe A.D. Direct iv vitro selection of a 2'-0-methyl aptamer to VEGF. // Chem. Biol. 2005. V.12. N.l. P.25-33.

173. Levy-Nissenbaum E., Radovic-Morcno A.F., Wang A.Z., Langcr R., Farokhzad O.C. Nanotechnology and aptamers: applications in drug delivery. // Trends Biotech. 2008. V.26. N.8. P.442-449.

174. Navani N.V., Li Y. Nucleic aid aptamers and enzymes as sensors. // Curr. Opin. Chem. Biol. 2006. Y.10. P.272-281.

175. Mairal Т., Ozalp V.C., Sanchez P.L., Mir M., Katakis I., O'Sullivan C.K. Aptamers: molecular tools for analytical application. // Anal. Bioanal.Chem. 2008. V.390. P.989-1007.

176. Wincott F.E. Strategies for oligoribonucleotide synthesis according to the phosphoramidite method. // Protocols in nucleic acid chemistry ./Eds. S.L. Beaucage, D.E. Bergstrom, G.D. Glick, R.A. Jones: John Wiley & Sons, Inc. 2003. Unit 3.5.

177. Ефимов B.A., Бурякова A.A., Ревердатто C.B., Чахмахчева О.Г. Применение N-метилимидазолидного фосфотриэфирного метода для получения олигонуклеотидов, полезных при изучении рекомбинантных ДНК. // Биоорган, химия. 1983. Т.9. N.10. С.1376-1381.

178. Fuijimoto M., Kuninaka A., Yoshino H. Substrate specificity of nuclease PL // Agr. Biol. Chem. 1974. V.38. N.9. P.1555-1561.

179. Volbeda A., Dietrich C., Romier S. Nuclease PL // Handbook of Metalloproteins. Zinc Hydrolases: Acting on Ester Bonds. / Eds. A. Messerschmidt, R. Huber, T. Poulas, K. Wieghardt, M. Cygler, W. Bode. New York: John Wiley & Sons, Inc., 2006.

180. Silberklang M., Gillum A.M., RajBhandary U.L. The use of nuclease PI in sequence analysis of end group labeled RNA. //Nucleic Acids Res. 1977. V.4. N.12. P.4091-4108.

181. Wang Y., Taylor J.-S., Gross M.L. Nuclease PI digestion combined with tandem mass spectrometry for the structure determination of DNA photoproducts. // Chem. Res. Toxicol. 1999. V.12.N.11. P. 1077-1082.

182. Kihara K., Nomiyama H., Yukuhiro M., Mukai J.I. Enzymatic synthesis of a "P.ATP of high specific activity. // Anal. Biochem. 1976. V.75. N.2. P.672-673.

183. Van Houten V., Denkers F., van Dijk M., Brekel M., Brakenhoff R. Labeling efficiency of oligonucleotides by T4 polynucleotide kinase depends on 5-nucleotide. // Anal. Biochem. 1998. V.265. N.2. P.386-389.

184. Duan S., Mathews D.H., Turner D.H. Interpreting oligonucleotide microarray data to determine RNA secondary structure: application to the З'-end of Bombyx mori R2 RNA. // Biochemistry. 2006. V.45. N.32. P.9819-9832.

185. Inoue H., Hayase Y., Asaka M., Imura A., Iwai S., Miura K., Ohtsuka E. Synthesis and properties of novel nucleic acid probes. //Nucleic Acids Symp. Ser. 1985. N.16. P.165-168.

186. Johnson W.C., Jr. Determination of the conformation of nucleic acids by elecronic CD. // Circular dichroism and the conformational analysis of biomolecules. / Ed. G.D. Fasman. New York; London: Plenum Press, 1996. P.433-468.

187. Sabahi A., Guidry J., Inamati G.B., Manoharan M., Wittung-Stafshede P. Hybridization of 2!-ribose modified mixed-sequence oligonucleotides: thermodynamic and kinetic studies. // Nucleic Acids Res. 2001. V.29. N.10. P.2163-2270.

188. Keller D. Theories of circular dichroism for nucleic acids. // Circular dichroism and the conformational analysis of biomolecules. / Ed. Fasman G.D. New York: Plenum Press, 1996. P.413-468.

189. O'Toole A.S., Miller S., Haines N., Zink M.C., Serra M.J. Comprehensive thermodynamic analysis of 3' double-nucleotide overhangs neighboring Watson-Crick terminal base pairs. // Nucleic Acids Res. 2006. V.34. N.l 1. P.3338-3344.

190. Limmer S., Hofmann H.P., Ott G., Sprinzl M. The З'-terminal end (NCCA) of tRNA determines the structure and stability of the aminoacyl acceptor stem. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. V. 90. N.13. P.6199-202.

191. Xu J., Craig S.L. Thermodynamics of DNA hybridization on gold nanoparticles. // J. Amer. Chem. Soc. 2005. V. 127. N.38. P. 13227-13231.

192. Isaksson J., Chattopadhyaya J. A uniform mechanism correlating dangling-end stabilization and stacking geometry. // Biochemistry. 2005. V.44. N.l4. P.5390-5401.

193. Freier S.M., Kierzek R., Jaeger J.A., Sugimoto N., Caruthers M.H., Neilson Т., Turner D.H. Improved free-energy parameters for predictions of RNA duplex stability. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1986. V.83. N.24. P.9373-9377.

194. Freier S.M., Alkema D., Sinclair A., Neilson Т., Turner D. Contribution of dangling end stacking and terminal base-pair formation to the stabilisation of XGGCCp, XCCGGp, XGGCCYp, and XCCGGYp helixes. // Biochemistry. 1985. V.24. N.l 7. P.4533-4539.

195. Sugimoto N., Kierzek R., Turner D.H. Sequence dependence for the encrgetics of dangling ends and terminal base pairs in ribonucleic acid. // Biochemistry. 1987. V.26. N.14. P.4554-4558.

196. Ohmichi Т., Nakano S., Miyoshi D., Sugimoto N. Long RNA dangling end has large energetic contribution to duplex stability. // J. Amer. Chem. Soc. 2002. V.124. N.35. P.10367-10372.

197. Долинная Н.Г., Грязнова О.И. Комплексы олиго(поли)нуклеотидов со структурными аномалиями. //Успехи химии. 1989. Т.58. Вып. 8. С.1318-1353.

198. Senior М., Jones R.A., Breslauer К.J. Influence of dangling thymidine residues on the stability and structure two duplexes. // Biochemistry. 1988. V.27. N.10. P.3879-3885.

199. Bommarito S., Peyret N., Santa Lucia J. Thermodynamic parameters for DNA sequences with dangling ends. //Nucleic Acids Res. 2000. V.28. N.9. P. 1929-1934.

200. Bozza M., Sheardy R.D., Dilone E., Scypinski S., Galazka M. Characterization of the secondary structure and stability of an RNA aptamer that binds vascular endothelial growth factor. // Biochemistry. 2006. V.46. N.24. P.7639-7643.

201. Giovannangeli C., Diviacco S., Labrousse V., Gryaznov S., Charneau P., Helene C. Accessibility of nuclear DNA to triplex-forming oligonucleotides: the integrated HIV-l provirus as a target. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1997. V.94. N.l. P.79-84.

202. Inoue H., Hayase Y., Iwai S., Ohtsuka E. Sequence-specific cleavage of RNA using chimeric DNA splints and RNase H. //Nucleic Acids Symp. Ser. 1988. V.19. P.135-138.

203. Crooke S.T., Lemondis K.M., Neilson L., Griffey R., Lesnik E.A., Monia B.P. Kinetic characteristics of Escherichia coli RNase HI: cleavage of various antisense oligonucleotide-RNA duplexes. // Biochem. J. 1995. V.312. N.2. P.599-608.

204. Chan J.H.P., Lim S., Wong F.W.S. Antisense oligonucleotides: from design to therapeutic application. // Clin. Exp. Pharm. Physiol. 2006. V. 33. N.5-6. P.533-540.

205. Kostenko E.V., Beabealashvily R.S., Vlassov V.V., Zenkova M.A. Secondaiy structure of the 5'-region of PGY1/MDR1 mRNA. // FEBS Letters. 2000. V.475. P.181-186.

206. Robert J., Jarry C. Multidrug resistance reversal agents. // J. Med. Chem. 2003. V.46. N. 23. P.4805-4817.

207. Коршунова Г.А., Сумбатян Н.В., Топин А.Н., Мчедлидзе М.Т. Фотоактивируемые реагенты на основе арил(трифторметил)диазиринов: синтез и использование для изучения нуклеиново-белковых взаимодействий // Молскулярн. Биология. 2000. Т.34. N.6. С.966-983.

208. Lavrik O.I., Khodyreva S.N., Photoaffinity probes in molecular biology of DNA replication and DNA repair. // Chemical probes in biology. / Ed. Schneider M.P. Netherlands: Kluwer Academic Publishers, 2003. P. 193-205.

209. Belousova Е.А., Crespan Е., Lebedeva N.A., Rechkunova N.I., Hubscher U., Magaand G., Lavrik O.I. Photoreactive DNA probes as a tool for studying the translesion synthesis system in Mammalian cell extracts. // Med. Chem. 2008. V.4. N.2. P. 155-162.

210. Venyaminova A.G., Repkova M.N., Ivanova Т.М., Dobrikov M.I., Bulygin K.N., Graifer D.M., Karpova G.G., Zarytova V.F. New photoreactive mRNA analogues for the affinity labeling of ribosomes. //Nucleosides Nucleotides. 1995. V.14. N.3-5. P.1069-1072.

211. Булыгин К.Н., Бау-Драи 3., Фавр А., Веньяминова А.Г., Грайфер Д.М., Карпова Г.Г. Окружение З'-конца тРНК в А- и Р-участках 80S рибосомы. // Биоорган, химия. 2008. Т.34. N.I.C. 96-106.

212. Хайрулина Ю.С., Молотков М.В., Булыгин К.Н., Грайфер Д.М., Веньяминова А.Г., Карпова Г.Г. С-Концевой фрагмент рибосомного белка S15 расположен в декодирующем центре рибосомы человека. // Молекулярн. Биология. 2008. Т.42. N.2. С. 306-313.

213. Garegg P.J., Lidh I., Regberg Т., Stawinski J., Strombcrg R., Henrichson C. Nucleoside H-phosphonates. IV. Automated solid phase synthesis of oligoribonucleotides by the hydrogenphosphonate approach. // Tetrahedron Lett. 1986. V.27. N.34. P.4055-4058.

214. Коваль В.В., Максакова Г.А., Федорова О.С. Фотомодификация ДНК перфторарилазидопроизводными олигонуклеотида. // Биоорган, химия. 1997. Т.23. N.4. С.266-272.

215. Казанцев А.В., Максакова Г.А., Федорова О.С. Кинетика фотомодификации ДНК производными 1-3-(п-азидотетрафторбензоил)аминопропил.-5'-фосфамидов дезокси-рибонуклеотидов в составе модельных дуплексов. // Биоорган, химия. 1995. Т.21. N.10. С. 767-773.

216. Wilson J.N., Kool Е.Т. Fluorescent DNA base replacements: Reporters and sensors for biological systems. // Org. Biomol. Chem. 2006.V.4. N.23. P.4265-4274.

217. Birks J.B. Photophysics of aromatic molecules. London: John Wiley&Sons, 1970.

218. Winnik F.M. Photophysics of preassociated pyrenes in aqueous polymer solutions and in other organized media. // Chem. Rev. 1993. V.93. N.2. P.587-614.

219. Masuko M., Ohtani H., Ebata K., Shimadzu A. Optimization of excimer-forming two-probe nucleic acid hybridization method with pyrene as a fluorophore. // Nucleic Acids Res. 1998. V. 26. N.23. P. 5409-5416.

220. Fujimoto K., Shimizu H., Inouye M. Unambiguous detection of target DNAs by excimer-monomer switching molecular beacons. // J. Org. Chem. 2004. V.69. N. 10. P. 3271-3275.

221. Christensen U.B., Pedersen E.B. Intercalating nucleic acids containing insertions of l-0-(l-pyrenylmethyl)glycerol: stabilisation of dsDNA and discrimination of DNA over RNA. // Nucleic Acids Res. 2002. V.30. N.22. P. 4918-4925.

222. Hwang G.T., Sco Y.J., Kim S.J., Kim B.H. Fluorescent oligonucleotide incorporating 5-(l-ethynylpyrcnyl)-2'-deoxyuridine: sequence-specific fluorescence changes upon duplex formation. //Tetrahedron Lett. 2004. V.45. N.18. P.3543-3546.

223. Yamane A. MagiProbe: a novel fluorescence quenching-based oligonucleotide probe carrying a fluorophore and an intcrcalator. // Nucleic Acids Res. 2002. V.30. N. 19. e97.

224. SNP analysis of 23S rRNA gene in clarithromycin-resistant Helicobacter pylori strains. // Mut. Res. 2006. V.599. N.l-2. P.144-151.

225. Shimada N., Mahara A., Sakamoto Т., Yamaoka Т., Murakami A. Transcriptome analysis using fluorescence-labeled oligonucleotide. // Nucleic Acids Symp. Ser. 2004. V.48. N.l. P.301-302.

226. Sakamoto Т., Kobori A., Murakami A. Solid-phase detection of RNA using bispyrene-modified RNA probe. // Nucl. Acids Symp. Ser. 2006. V.50. N.l. P.215-216.

227. Yamana K., Iwai Т., Ohtani Y., Sato S., Nakamura M., Nakano H. Bis-pyrene-labeled oligonucleotides: sequence specificity of excimer and monomer fluorescence changes upon hybridization with DNA. // Bioconj. Chem. 2002. V.13. N.6. P. 1266-1273.

228. Nagatoishi S., Nojima Т., Juskowiak В., Takenaka S. A pyrene-labeled G-quadruplex oligonucleotide as a fluorescent probe for potassium ion detection in biological applications. // Angew. Chem. Int. Ed. 2005. V.44. N.32. P.5067-5070.

229. Looser V., Langenegger S.M., Haner R., Hartig J.S. Pyrene modification leads to increased catalytic activity in minimal hammerhead ribozymes. // Chem. Commun. 2007. N.42. P.4357-4359.

230. Mann J.S., Shibata Y., Meehan T. Synthesis and properties of an oligodeoxynucleotide modified with a pyrene derivative at the 5'-phosphate. // Bioconj. Chem. 1992. V.3. N.6. P.554-558.

231. Yamana K., Nunota K., Nakano H., Sagen O. A new method for introduction of a pyrene group into a terminal position of an oligonucleotide. // Tetrahedron Lett. 1994. V.35. N.16. P.2555-2558.

232. Kierzek R., Li Y., Turner D.H., Bevilacqua P.C. 5'-Amino pyrene provides a sensitive, non-perturbing fluorescent probe of RNA secondary and tertiary structure formation. // J. Amer. Chem. Soc. 1993. V.115. N.12. P.4985-4992.

233. Hrdlicka P.J., Ravindra Babu В., Sorensen M.D., Harrit N., Wengel J. Multilabeled pyrene-functionalized 2-amino-LNA probes for nucleic acid detection in homogeneous fluorescence assays. //J. Amer. Chem. Soc. 2005. V.127. N.38. P.13293-13299.

234. Balakin K.V., Korshun V.A., Mikhalev I.I., Maleev G.V., Malakhov A.D., Prokhorenko I.A., Berlin Yu.A. Conjugates of oligonucleotides with polyaromatic fluorophores as promising DNA probes. // Biosensors Bioelectronics. 1998. V.13. N.7-8. P.771-778.

235. Nakamura M., Ohtoshi Y., Yamana K. Helical pyrene-array along the outside of duplex RNA. // Chem. Commun. 2005. N.41. P.5163-5165.

236. Дюбанкова H.H., Малахов А.Д., Стеценко Д.А., Коршун В.А. Детекция точечных му таций с помощью ДНК-зондов, меченных пиреном. // Изв. Акад. Наук. Серия химическая. 2004. N.2. С.443-449.

237. Okamoto A., Kanatani К., Saito 1. Pyrene-labeled base-discriminating fluorescent DNA probes for homogeneous SNP typing. // J. Amer. Chem. Soc. 2004. V.l26. N.l5. P.4820-4827.

238. Silverman S.K., Deras M.L., Woodson S.A., Scaringe S.A., Cecil T.R. Multiple folding pathways for the P4-P6 RNA domain. // Biochemistry. 2000. V.39. N.40. P. 12465-12475.

239. Blount K.F., Tor Y. Using pyrene-labeled HIV-1 TAR to measure RNA-small molecule binding. //Nucleic Acids Res. 2003. V.31. N.19. P.5490-5500.

240. Dioubankova N.N., Malakhov A.D., Stetsenko D.A., Gait M.J., Volynsky P.E., Efremov R.G., Korshun V.A. Pyrenemethyl ara-uridine-2'-carbamate: a strong interstrand excimer in the major groove of a DNA duplex. // ChemBioChem. 2003. V.4. N.9. P.841-847.

241. Рябиннн В.А., Буторин А.С., Элен К., Денисов А.Ю., Пышный Д.В., Синяков А.Н. Влияние структурных факторов на стабильность дуплексов, образуемых конъюгатами олигонуклеотидов с малобороздочными .лигандами. // Биоорган, химия. 2005. Т.31. N.2. С.159-166.

242. Solinas A., Brown L.J., McKeen С., Mellor J.M., Nicol J.T.G., Thelwell N., Brown Т. Duplex Scorpion primers in SNP analysis and FRET applications. // Nucleic Acids Res. 2001. V.29. N.20. e96.

243. Howell W.M., Jobs M., Brookes A.J. iFRET: an improved fluorescence system for DNA-melting analysis. // Genome Res. 2002. V.12. N.9. P.1401-1407.

244. Ranasinghe R.T., Brown T. Fluorescence based strategies for genetic analysis. // Chem. Commun. 2005. N.44. P.5487 -5502.

245. Gudnason H., Dufva M., Bang D.D., Wolff A. Comparison of multiple DNA dyes for real PCR: effects of dye concentration on DNA amplification and melting temperature. // Nucleic Acids Res. 2007. V.35. N.19. el27.

246. Dervan P.В., Burli R.W. Sequence-specific DNA recognition by polyamides. // Curr. Opin. Chem. Biol. 1999. V.3. N.6. P.688-693.

247. Szewczyk J.W., Baird E.E., Dervan P.B. Sequence-specific recognition of DNA by a major and minor groove binding ligand. // Angew. Chem. Int. Ed. 1996. V.35. N.13-14. P.1487-1489.

248. Синяков A.H., Рябинин В.А., Гримм Г.Н., Буторин А.С. Стабилизация тройных спиралей ДНК с помощью конъюгатов олигонуклеотидов и синтетических лигандов. // Молекулярн. Биология. 2001. Т.35. N.2. С.298-308.

249. Silver G.C., Sun J.S., Nguyen C.H., Boutorine A.S., Bisagni E., Helene C. Stable Triple-helical DNA complexes formed by benzopyridoindole- and benzopyridoquinoxaline-oligonucleotide conjugates. // J. Amer. Chem. Soc. 1997. V. 119. N.2. P.263-268.

250. Schmitt P., Sun J.S., Garestier Т., Helene C., Nguyen C.H., Grierson D.S., Bisagni E. 13H-benzo6-7.indolo[3,2-c]quinolines (B[6,7]IQ): optimization of their DNA triplex-specific stabilization properties. // Chem. Commun. 2000. N.9. P.763-764.

251. Королева O.H., Волков E.M., Друца B.Jl. Конструирование смешанных полимеров на основе ДНК с консенсусными элементами промоторов, разделенных ненуклеотидными участками. // Биоорган, химия. 1994. Т.20. N.4. С.420-432.

252. Bellon L. Oligoribonucleotides with 2'-0-(tert-butyldimethylsilyl) groups. // Current Protocols in Nucleic Acid Chemistry./Eds. S.L. Beaucage, D.E. Bergstrom, G.D. Glick, R.A. Jones. New York: John Wiley & Sons, Inc. 2004. Unit 3.6.

253. Borer P.N. Optical properties of nucleic acids, absorption and circular dichroism spectra. // V. 1. Handbook of Biochemistry and Molecular Biology, 3rd Edn. / Ed. Fasman G.D. Cleveland, OH: CRC Press, 1975. P.589-595.

254. Биофизическая химия. Методы исследования структуры и функции биополимеров / Кантор Ч., Шиммел П.: Пер с англ. М.: Мир, 1984. Т.2. С.496.

255. Stahl D.A., Krupp G., Stackebrand E. RNA sequencing. // Nucleic Acids Sequencing: a Practical Approach. / Eds. Howe C.J., Ward E.S. Oxford; New York; Tokyo: IRL Press, 1989. P.137-182.

256. Harama Т., Saleh A., Huq I., Rana T.M., Miller P.S. Inhibition of HIV Tat-TAR interactions by an antisense oligo-2'-0-methylribonucleoside methylphosphonate. // Bioorg. Med. Chem. Lett. 2003. V.13. N.ll. P. 1845-1848.

257. Belikov S., Wieslander L. Express protocol for generating G+A sequencing ladders. // Nucleic Acids Res. 1995. V.23. N.2. P.310.

258. Barker R.F. Maxam and Gilbert sequencing using one meter gel system. // Nucleic Acids Sequencing: a Practical Approach. / Eds. Howe C.J., Ward E.S. Oxford; New York; Tokyo: IRL Press, 1989. P. 126-127.