Механизмы пространственно-временной организации мезодермы в раннем развитии рыб тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.30, кандидат биологических наук Розанова, Наталья Владимировна

• Розанова, Наталья Владимировна
• кандидат биологических наук
• 1999

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Розанова, Наталья Владимировна

СОДЕРЖАНИЕ Стр.

ВВЕДЕНИЕ--------------------------------------------------------------------------------------1

ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

ГЛАВА 1. Раннее эмбриональное развитие костистых рыб-----------------------8

1. Строение яйца вьюна, оплодотворение, дробление--------------9

2. Гаструляция-------------------------------------------------------------10

3. Ранняя дифференцировка некоторых тканей--------------------17

ГЛАВА 2. Некоторые характеристики раннего

эмбрионального развития амфибий (Хепорив 1аеу1з)----------------20

1. Строение яйца и дробление-----------------------------------23

2. Гаструляция------------------------------------------------------25

ГЛАВА 3. Механизмы формирования мезодермы у амфибий------------------31

ГЛАВА 4. Пространственно-временная организация мезодермы в

зародышах костистых рыб------------------------------------------------42

ГЛАВА 5. Роль щелевых контактов (ЩК) в эмбриональном развитии.

Ранняя компартментализация зародыша-------------------------------47

1. Формирование канала ЩК---------------------------------------------48

2. Генное семейство коннексинов, тканевое

распределение коннексинов в эмбриогенезе-------------------------53

3. Свойства проницаемости щелевых контактов

и различия, связанные со спецификой коннексинов-----------------56

4. Сигнальные пути включающие взаимодействие

через ЩК-------------------------------------------------------------------57

5. Динамика и пространственные особенности физиологических свойств ЕЦК в развивающихся зародышах.

Коммуникационные компартменты-----------------------------------58

Заключение-----------------------------------------------------------------62

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Материал и методика-------------------------------------------------------------------------64

1. Получение икры вьюна-------------------------------------------------64

2. Краткие морфологические характеристики раннего развития вьюна.

3. Особенности приготовления гистологических препаратов

ранних зародышей костистых рыб:

а) гистологическая проводка----------------------------------------------65

б) заливка в парафин--------------------------------------------------------66

в) методы окраски-----------------------------------------------------------68

4. Микрохирургические методы------------------------------------------72

а) изолирование бластодермальных шапочек;

б) культивирование эксплантатов, инкубационные среды.

5. Метод микроинъекций при работе с флуоресцентными красителями,некоторые характеристики используемых красителей (Люциферового желтого, флуоресцеин-декстрана,

диамино-2-фенилиндола, флуоресцеина)------------------------------73

6. Обработка ранних зародышей вьюна дорсализующим фактором Li Cl---------------------------------------------------------------77

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

ГЛАВА1. Роль цитоплазматических связей бластомеров с желточной

клеткой в детерминации и регионализации мезодермы у рыб--------79

1.1 .Формирование бластодермы и желточного синцитиального слоя-----------------------------------------------------------79

1.2.Изучение локализации мезодермальной закладки в ранних зародышах с помощью флуоресцентных меток (флуоресцеин изотиоционат-декстрана)------------------------------------------------------91

1.3. Изучение потенций к развитию мезодермы в

v изолированных бластодермах------------------------------------------------93

1.4. Анализ вклада клеток базального слоя бластодермы в мезодермальную дифференцировку на модели

развивающихся эксплантантов-----------------------------------------------99

ОБСУЖДЕНИЕ----------------------------------------------------------------107

ГЛАВА2. Значение ЩК для ранней компартментализации

мезодермы у рыб---------------------------------------------------------------120

2.1. Изучение пространственно-временных изменений проницаемости ЩК с помощью

флуоресцентных красителей--------------------------------------------120

2.2. Коммуникационные компартменты в ранних зародышах рыб. Дорсо-вентральная ассиметрия,

ее проявление в ионной селективности каналов--------------------133

2.3. Соответстие коммуникационных компартментов различным морфологическим структурам

развивающегося зародыша----------------------------------------------135

2.4. Исследование влияния электрического

поля на характер диффузии ионов красителей через ЕЦК--------140

2.5. Изменение границ коммуникационных компартментов в результате дорсализации

зародышей, вызванной ионами Li+.-----------------------------------141

ОБСУЖДЕНИЕ------------------------------------------------------------146

ЗАКЛЮЧЕНИЕ------------------------------------------------------------------------------155

ВЫВОДЫ-------------------------------------------------------------------------------------161

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ---------------------------------------------------------------—166

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Механизмы пространственно-временной организации мезодермы в раннем развитии рыб»

ВВЕДЕНИЕ

Как известно, общий план строения развивающегося организма устанавливается в процессе гаструляции. В это время предетерминированные к различной судьбе клетки, мигрируя, формируют различные зародышевые листки. Клетки, образующие впоследствие энтодермальные и мезодермальные ткани, попадают внутрь зародыша, а будущие эктодермальные производные и зачатки нервной ткани располагаются по его поверхности. У позвоночных мезодерма является наиболее рано специфицирующейся тканью, которая одновременно подвергается достаточно детальной регионализации. Под регионализацией подразумевается то, что клетки в разных участках мезодермы коммитируются (предназначаются) к дифференцировке в разные специализированные типы. Из дорсальной области мезодермы, в частности, образуется хордомезодерма, которая становится "организатором", формирующим ось тела будущего зародыша. Клеточной спецификации мезодермы предшествует активация ранних зиготических генов Wnt 11, no tail, goosecoid, sna-1, eve-1 и др., некоторые из которых начинают работать уже на бластуле. Интересно, что клетки, активно экспрессирующие эти гены, расположены в краевой области бластодермы (Stachel et al., 1993; Hammerschmidt and Nusslein-Volhard , 1993; Thisse et al., 1993; Schulte-Merker et al., 1994; Talbot et al., 1995), причем экспрессия этих генов внутри краевой области подвергается пространственно-временной регуляции. На сегодняшний день точно известно, что молекулярная ассиметрия развития наступает еще до морфологической. Так, в бластодерме имеется ассиметрия в локализации таких ранних мезодермальных генов рыбы, как goosecoid ( Stachel et al., 1993; Schulte-

Merker et al., 1994 ) и fork head (Jesuthasan and Strahle, 1996) уже на стадии сферы. Показано для zebrafish, что на стадии сферы бластулы становится различим интенсивный сигнал zbmp-2 (Nikaido et al., 1997), локализация которого в бластодерме ассиметрична.

В последние десятилетия были обнаружены и молекулы, регулирующие экспрессию генов, участвующих в формировании мезодермального препаттерна

(работы проводились в основном на амфибиях). К ним относятся белковые факторы из семейств TGF-b, Wnt, FGF и др. (Sive et al., 1993; Kessler and Melton,1994; Slack et al., 1994; Doniach et al., 1995). Аналогичные факторы были обнаружены и у костистых рыб ( Cho et al., 1991; Lemaire et al., 1995; Talbot et al., 1995; Fisher et al., 1997; Furthauer et al., 1997). С каждым годом число обнаруженных морфогенов увеличивается. Существует, по-видимому, значительно большее количество факторов, пока еще неидентифицированных, участвующих в формообразовательных процессах и имеющих сложную взаимную регуляцию (Lemaire et al., 1996). Результатом их деятельности в конечном счете является формирование определенной препаттерной дифференцировки, в частности, мезодермальной.

Идентичности молекулярных механизмов развития мезодермы у амфибий и костистых рыб противостоит несхожесть процессов морфогенеза, в основе которых лежат различия. , между дискоидальным типом дробления рыб и меробластическим типом дробления амфибий. То обстоятельство, что зародыши рыб в последнее время становятся наиболее широко изучаемыми на ' молекулярном уровне объектами биологии развития, говорит о необходимости

проведения детального анализа их клеточных механизмов. Нашей основной задачей было изучение роли межклеточных взаимодействий в формировании препаттерна мезодермы у зародышей рыб и изучение его развития на стадиях вплоть до раннего сомитогенеза. На первом этапе работы нас интересовало взаимодействие бластомеров с желточной клеткой. Изучение взаимодействия бластомеров с желтком представляется нам важным потому, что зиготические гены, связанные с мезодермальной дифференцировкой, локализуются на стадии поздней бластулы в базальном слое бластодермы, примыкающем к желтку (Schulte-Merker et al., 1992; Stachel et al., 1993; Joly et al., 1993; Schulte-Merker et al., 1994). В процессе развития зародыша возможны два механизма взаимодействия бластомеров с желточной клеткой: переход из нее по цитоплазматическим связям в базальный слой бластодермы материала желтка (материнских факторов) еще до формирования желточного синцитиального слоя (Игнатьева, 1979), и переход низкомолекулярных веществ в бластомеры через высокопроницаемые межклеточные контакты - gap junctions или щелевые контакты (ЩК) (Potter et al., 1966) после формирования ЖСС. Возможно, что именно взаимодействия бластомеров с желтком посредством перечисленных двух механизмов лежат в основе формирования препаттерной генной активности. Важное значение желточной клетки в морфогенезе мезодермы и раннее предполагалось в работах по культивированию изолированных бластодерм рыб (Oppengeimer, 1936; Kostomarova, 1969; Rott et al., 1978 и др.). О важной роли желточной клетки в формировании дорсо-вентральной ассиметрии сообщали и другие работы (Long, 1983; Bozhkova et al., 1994; Mizuno et al.,1996). В недавней

работе Страла и Джисутасана (Jesuthasan and Strahle, 1996) были обнаружены субклеточные механизмы ассиметрии желточной клетки. Так, в желточной клетке различные вещества могут транспортироваться по микротрубочкам, причем процесс этот ассиметричен и в его основе лежит ассиметрия организации микротрубочек кортекса. Показано, что микротрубочки желтка на стадиях дробления входят в краевые бластомеры. Такая транспортировка веществ из желтка возможна, по данным авторов, до стадии 32-х клеток. Однако, цитоплазматические потоки в желтке у зародышей вьюна и данио наблюдаются не только в период дробления, но и позже, вплоть до средней гаструлы (Светлов, 1962). Многие детали процессов взаимодействия бластомеров с желтком не известны. Неясно также, когда заканчивается перенос морфогенетических веществ из желтка в зародыш по цитоплазматическим тяжам.

Трансплантационные эксперименты на рыбах показывают, что клетки становятся детерминированными к мезодермальной дифференцировке не ранее стадии средней гаструлы (Но and Kimmel, 1993). Только детерминированным клеткам свойственно автономное развитие, до этой стадии развитие клеток зависит от окружающих их тканей, как сообщают упомянутые авторы. После прекращения цитоплазматических связей большое значение для клеток приобретают межклеточные взаимодействия через молекулы адгезии и по каналам ЩК. Среди молекул клеточной адгезии, по-видимому, кадгеринам принадлежит ведущая роль при объединении клеток в ткани (Fujimono et al., 1990). Так, для зародышей амфибий было показано участие в адгезии клеток материнского ЕР-кадгерина (Heasman et al., 1994b ). Вполне вероятно участие в

этом процессе белков Wnt семейства и белков катенинового типа (TGF семейства) (Olson and Moon, 1992; Bradley et al, 1993; Kelly et al., 1995). Для зародышей рыб адгезионные молекулы еще не идентифицированы.

Известно, что у большинства зародышей уже ранние бластомеры связаны ЩК, в результате чего небольшие молекулы и ионы (менее 1000 Да) свободно проходят между клетками (см. лит. обзор, ниже). Если каналы ЩК еще не компактизированных зародышей мыши блокировать соответствующими антителами, то несмотря на продолжающиеся деления, клетки теряют способность компактизоваться (Lee et al., 1987). Похоже, что ЩК играют важную роль в синхронизации морфогенетических процессов на клеточном уровне. Однако, их влияние на механизмы формирования мезодермы и ее регионализации все еще далеки от понимания. Какая роль отводится индукционным потокам, обеспечиваемым лиганд-рецепторными взаимодействиями в этом процессе, а какая клеточным взаимодействиям через ЩК, до конца не ясно.

Предполагая, что на самых ранних стадиях потоки цитоплазмы из желточной клетки в бластомеры обеспечивают пространственное распределение материнских детерминант, необходимых для активации зиготических генов, индукции и регионализации мезодермы, мы изучили, во-первых, в течение какого периода развития существуют цитоплазматические связи между бластомерами и ЖК у зародышей вьюна и данио. Мы также описали динамику и пространственную картину процесса разобщения бластомеров с ЖК и выяснили, что этот процесс завершается только на поздней бластуле. Во-вторых, прерывая

цитоплазматические потоки, микрохирургически отделяя бластодерму от желточной клетки, мы проанализировали состояние бластодерм после изоляции в отношении наличия в них потенции к развитию хордомезодермы. Наши данные по изоляции бластодерм дополнили раннее проведенные работы (Kostomarova, 1969; Ротт и др., 1978) и позволили дать им альтернативную трактовку. В частности, мы показали, что повреждение нижнего слоя клеток, целостность которых нарушалась при механическом отделении от желтка, и последующая инкубация в натриевом физиологическом растворе существенно сказываются на их потенциях к развитию. При попытке сохранить эти клетки инкубацией в растворе KCl выяснилось, что процент дифференцированных структур в инкубируемых бластодермах увеличивался. Эти же опыты по культивированию позволили уточнить область бластодермы, в которой локализуются хордоме-зодермальные детерминанты после переноса их из желтка. Мы показали, что детерминанты достигают бластодерму уже на стадии 32 бластомеров. До этого момента дифференцировка в эксплантатах отсутствовала даже при инкубации бластодерм в растворе KCl. Таким образом, наши данные свидетельствуют в пользу того, что мезодермальные детерминанты попадают из желтка в бластомеры по цитоплазматическим связям в период от первых делений дробления до, по крайней мере, средней бластулы. С помощью маркирования флуоресцеин -декстраном (ФД) клеток, имеющих цитоплазматические связи с ЖК, мы показали, что окрашенные на ранней бластуле клетки являются потомками многих тканей, в том числе и потомками презумптивной хорды, однако после стадии 6,5-7 часов развития (13-14 т0) хордальный зачаток развивается уже

более автономно от желтка, тогда как включение меченных клеток в параосевую (сомитную) мезодерму еще продолжается. Похоже, что поступление хордоме-зодермальных детерминант из желтка в бластомеры заканчивается на этой стадии. Это предполагает, что передаваемая по цитоплазматическим связям информация может участвовать в регионализации мезодермы.

Изучая свойства ЩК методом переноса флуоресцентных красителей, различающихся величиной электростатического заряда: флуоресцеина (ФЛ), люциферового желтого (ЛЖ) и диамидино-2-фенилиндола (ДАФИ), мы впервые обнаружили, во-первых, что каналы ЩК могут избирательно пропускать вещества, различая их по заряду. Во- вторых, мы показали, что свойства ЩК различны в разных областях зародыша на стадиях бластулы и гаструлы. Так, будущая мезодерма в целом отличается по свойствам ЩК от будущей эктодермальной области. Имеются и дорсо-вентральные отличия в ЩК внутри мезодермы. При этом, однако, участок презумптивной хорды не образует ЩК с желточной клеткой и близлежащими клетками параосевой мезодермы и представляет собой изолированный компартмент по всем изученным красителям. Эти данные предполагают, что в процессе детерминации клетки мезодермы проиобретают особые свойства ЩК, способствующие поддержанию их специфичности.

Надеемся, что в целом наши данные окажутся полезными для дальнейших исследований раннего эмбриогенеза рыб и их мезодермы, в частности.

Заключение диссертации по теме «Биология развития, эмбриология», Розанова, Наталья Владимировна

Выводы:

1. Наблюдение в базальном слое бластодермы зародышей вьюна ^¡БдигпиБ йзвБШв) клеток, формирующих цитоплазматические связи с желточной клеткой в период ранней-поздней бластулы, показало, что процесс отделения бластомеров является длительным и занимает весь период бластуляции. На стадии 10 х0 только около 20% клеток базального слоя изолированы от желтка плазматической мембраной. Полная изоляция бластодермы от желточной клетки происходит к стадии 17 То (к поздней бластуле). В это же время формируется и многоядерный желточный синцитиальный слой.

2. Отделение бластомеров от желточной клетки не является строго пространственно детерминированным. Выделение бластомеров происходит случайным образом и повсеместно, как в краевой зоне бластодермы, так и в ее центральной части. Статистически, тем не менее, более длительное время связанными с ЖК оказываются клетки краевой бластодермы (презумптивной мезодермы).

3. Опыты по механическому прерыванию связи бластомеров с желточной клеткой и последующей инкубацией эксплантатов показали, что уже со стадии 6 х0 около 40% бластодерм способны формировать зачаток хорды. Изоляты со стадии 12 т0 формировали зачаток хорды в 90% случаев. Потенции к дифференцировке со-митообразующей мезодермы обнаруживались в изолятах более поздних зародышей, начиная со стадии 10 х0.

4. Повреждение клеток базального слоя бластодермы, цитоплазматически связанных с желтком, после изоляции и инкубирования в разных солевых растворах приводило к значительному уменьшению их потенциий к мезодермальной диффе-ренцировке. Повреждаемость таких клеток у бластодерм, изолированных на стадиях 6-10 т0, была ниже в растворе с высоким содержанием калия, чем в растворе с высоким содержанием натрия и, соответственно, возрастала способность к дифференцировке. Дифференцировка бластодерм становилась нечувствительной к условиям инкубации на стадиях поздней бластулы, когда большинство бласто-меров было уже отделено от желточной клетки плазматической мембраной.

5. Предполагается последовательное послойное поступление мезодермальных детерминант или других активаторов дорсальной мезодермальной дифференци-ровки по цитоплазматическим тяжам из желтка зародыша в период ранней бластулы.

6. После образования желточного синцитиального слоя в зародышах рыб образуется два морфологически раздельных компартмента-желточная клетка и бластодерма. С помощью инъекций в желточную клетку флуоресцентных красителей с молекулярной массой менее 500 Да и высокомолекулярного красителя флуо-ресцеин-изотиоционат-декстрана с молекулярной массой 17 ООО Да нами было показано, что связь между этими областями осуществляется по щелевым контактам.

7. Впервые подробно изучена проницаемость щелевых каналов у зародышей вьюна с помощью трех разных флуоресцентных проб близкой молекулярной массы (люциферового желтого, флуоресцеина и 4,6-диамидино-2-фенилиндола) на стадиях от средней бластулы до поздней гаструлы. Показано существование в зародыше областей, различающихся по свойствам проницаемости щелевых контактов. На стадии ранней гаструлы в базальном слое бластодермы было обнаружено три коммуникационных компартмента (по связи бластомеров с желточной клеткой): область презумптивной эктодермы, область презумптивной дорсальной мезодермы и область презумптивной вентролатеральной мезодермы. На стадии средней гаструлы к ним добавляется компартмент презумптивной хорды. Специфика проницаемости каналов щелевых контактов разных областей предшествует их детерминации.

8. Впервые ¡n vivo показано существование щелевых контактов с анионной селективностью, не пропускающих катионный краситель (4,6-диамидино-2-фенилиндол), но высокопроницаемых для анионов (люциферового желтого и флуоресцеина). Такие контакты формировались в вентролатеральной области краевой бластодермы (презумптивной мезодермы) вьюна на стадиях ранней-средней гаструлы. Клетки дорсальной области краевой бластодермы, наоборот, формировали неселективные щелевые контакты, одинаково хорошо проницаемые для катионных и анионных красителей.

9. Впервые обнаружено, что область презумптивной хорды у зародышей рыб на стадии средней гаструлы представляет собой отдельный компартмент, который в отличие от других областей мезодермы не связан с желточной клеткой щелевыми контактами, пропускающими хотя бы один из использованных красителей. Показано с помощью флуоресцентных красителей, что область презумптивной хорды до стадии 50% эпиболии находится в глубоких слоях бластодермы.

10. Показано, что обработка зародышей вьюна на ранней бластуле в течение 510 минут 0,3 М ЫС1 сдвигает их последующее развитие в сторону дорсализации. При этом все клетки, в норме предетерминированные к вентральной судьбе, приобретают вместе с дорсальной спецификацией и щелевые контакты, селективность которых соответствует клеткам дорсальной спецификации.

Автор благодарит всех сотрудников лаборатории биоуправления за поддержку и приятное сотрудничество. И выражает особую благодарность д.б.н. Божко-вой В.П., Николаеву Д.П., к.б.н. Воронову Д.А., д.б.н. Ротт H.H., Розанову Г.С. и к.б.н. Хижняк Т.В за всестороннюю помощь.

Заключение

Как и у других видов костистых рыб (Lentz and Trinkaus, 1967; Long, 1980), у вьюна на стадии бластуляции из ранее цитоплазматически связанных перибласта и желтка образуется два различных функциональных компартмента: бластомеры и желток. Эти компартменты различаются и по темпу цитокинеза (Капе et al., 1992). Морфологическое отделение бластомеров от желточной цитоплазмы происходит за счет формирования плазматических мембран на нижней границе ба-зальных бластомеров, т.е. над поверхностью цитоплазмы желтка, что приводит к окончательному отделению бластодермы от желтка и формированию ЖСС. С этого момента желток, заключенный в цитоплазматическую мембрану, представляет собой в функциональном смысле внезародышевый орган - желточный мешок, а в цитологическом - желточную клетку - ЖК. Как показали наши опыты с инъекциями ФД в ЖК на зародышах вьюна, процесс их морфологического разделения оказывается более длительным, чем ранее предполагалось (Kimmel and Law, 1985), и завершается только к началу эпиболии (рис. 2А). Это же было показано нами ранее и для зародышей данио (Розанова, Божкова, 1995). Наш результат совпадает также с данными, полученными на Catostomus, у которых ЖСС тоже формируется только к началу эпиболии (Long, 1980). Гистологические исследования зародышей вьюна, как и данные, приведенные Киммелом и Лоу (Kimmel and Law, 1985) для данио, показали определенную пространственную закономерность потери цито-плазматических связей, когда более длительно связанными с цитоплазмой ЖК оказывались краевые бластомеры. Краевые и центральные бластомеры, таким образом, различаются по времени их образования. С другой стороны, они включают в себя и разную по составу цитоплазму. В течение всего времени отделения бластомеров от ЖК (от 10-со до 17то) происходит поступление в ЖСС (Long, 1980) большого количества рибосом (Айтхожин и др., 1964; Игнатьева, 1979; Thomas, 1968; Hagenmeier, 1969; Long 1983) и, повидимому, других морфогенети-ческих веществ, что предполагает важную роль ЖСС в предетерминации мезодермы. Пока из материнских факторов, определяющих регионализацию мезодермы у амфибий и рыб, наиболее исследован ß-катенин (Heasman et al., 1994; Sokol et al.,1995; Funajama et al., 1995; Kelly et al., 1995; Schneider et al., 1996; Heasman et al., 1997 др.), компонент Wnt-сигнальной системы. Он временно накапливается в ядрах клеток вегетативной части зародышей и ЖК на дорсальной стороне на средней бластуле и его локализация предшествует экспрессии дорсально специфических генов siamois и goosecoid (Cho et al., 1991; Lemaire et al., 1995). Что касается времени поступления мезодермальных детерминант в бластодерму рыб, то наши данные показывают, что дифференцировка мезодермы у зародышей вьюна также, как и у зародышей Fundulus (Oppenheimer, 1936), может идти автономно от желтка уже со стадии 32 клеток. Часть бластодерм, изолированных на стадии 5-6 деления (6-7 то), т.е. существенно ранее наступления активности морфогенетиче-ской функции ядер, которая у вьюна происходит на стадии 12-13 то (Нейфах и Тимофеева, 1977), не только образует выросты, характерные для мезодермальной ткани, но и развивает участки хордомезодермы. Особенно отчетливо эта способность обнаруживается в растворе 2, что согласуется с данными и др. авторов (Ротт и др., 1978). Наши данные имеют расхождение с данными Костомаровой (Kostomarova, 1969), не обнаружившей дифференцировки у бластодерм вьюна, изолированных до средней бластулы. Объяснить эти расхождения можно различием методов изоляции бластодерм и анализа их дифференцировок. Мы предполагаем, что в опытах Костомаровой (1969) использование для изоляции бластодерм метода центрифугирования приводило к большему повреждению «клеток без дна» и к большей потери из них морфогенетических веществ, чем в случае микрохирургической изоляции бластодерм, использованной в наших опытах и опытах Оппенгеймер (1936). Мы, как и Оппенгеймер (1936), не смогли однако обнаружить признаков дифференцировки у бластодерм, изолированных до стадии 32 бластомеров. Это совпадает с данными Джесутасана и Страхла (Jesuthasan and Strahle, 1996) показавших, что гипотетические дорсализующие материнские факторы могут транспортироваться из желтка в бластодерму данио по системе кортикальных микротрубочек в этот период, до стадии 32 бластомеров, и эти факторы необходимы для активации ранних мезодермальных генов goosecoid и forkhead 2. Механизмы движения этих веществ по микротрубочкам пока только предполагаются. Известно также, что определенную роль в переходе цитоплазмы из ЖК в область бластодиска может играть кортикальный актиновый цитоскелет (Ivanenkov et al., 1987). Как у амфибий, так и у рыб предполагаеся, что в формировании мезодермы участвуют гены, активируемые как материнскими факторами, так и внеклеточными сигналами индукционного типа. У амфибий индукционной активностью обладают бластомеры вегетативной области зародыша, а у рыб -желточная клетка (Gerhart et al., 1986; Mizuno et al., 1996). Вопрос о других механизмах, требует специального изучения. После того как непрерывная цитоплазма-тическая связь бластомеров с ЖК прекращена и сформировался ЖСС, из него в бластомеры, как отмечалось ранее, могут проходить низкомолекулярные вещества по ЩК (Potter et.al., 1966). Исследование специфики ЩК в базальном слое бластодермы было проведено во второй части работы. Основным результатом этого исследования стало обнаружение компартментов в пределах базального слоя бластодермы (презумптивной мезодермы и эктодермы), клетки которых имеют разные свойства ЩК, формируемые ими с ЖК: ЩК, пропускающие анионы, но не пропускающие катионы, ЩК, неселективные по ионам, но обладающие высокой проницаемостью и слабо проницаемые ЩК. Данные по изучению проницаемости ЩК между бластомерами ЖК у вьюна согласуются с результатами более ранних работ (Божкова и Воронов, 1995; Божкова, 1997; Bozhkova and Voronov,1997) и дополняют ранние исследования новыми фактами. Впервые обнаружены у зародышей рыб ЩК с анионной селективностью. Они появляются на стадии начала формирования зародышевого кольца у клеток вентролатеральной области презумптивной мезодермы. Из семи исследованных на настоящее время коннексинов считается, сто Сх45 и Сх26 могут формировать катион-, а Сх43 и Сх31 анионсе-лективные каналы (Brissette et al., 1994; Steinberg et al., 1994; Veenstra et al., 1994; Elfgang et al., 1995; Waltzman and Spray, 1995; Koval et al., 1995). Однако, эти данные были получены на искуственных системах, на клетках, трансфецированных экзогенными генами. До настоящего времени практически не имеется работ, в которых бы сравнивалась проницаемость ЩК для молекул разного заряда в клетках in vivo. В некоторых, из проведенных, работах не было обнаружено ионной селективности ЩК (Flagg-Newton et al., 1979; Imanaga et.al., 1987). По нашим данным, к клеткам презумптивной мезодермы, ЩК которых не обладают ионной селективностью, относятся клетки передней области зародышевого щитка и клетки центральной части базального слоя бластодермы (презумптивной эктодермы). Но вместе с тем, наша работа впервые показывает существование ион-селективных ЩК. Такие каналы формировались между клетками вентролатеральной области зародышевого кольца и ЖК. На сегодняшний день не имеется универсальной гипотезы о роли ЩК в дифференцировке. Существует только общее представление о том, что дифференцирующиеся клетки, которые в дальнейшем станут разнотипными, остаются связанными друг с другом диффузионными каналами. Клетки, прошедшие дифференцировку, теряют связь с клетками другого типа. Существование коммуникационных компартментов, пространственно совпадающих с областями детерминации, было показано для млекопитающих и асцидий (Kimmel et al., 1984; Goodall, Johnson, 1984; Serras et al., 1985; Van den Biggelaar, Serras, 1988). Наши наблюдения на рыбах дополняют эти результаты и показывают, что в ранних зародышах рыб изменения свойств ЩК сопровождают предетерминацию клеток разных областей мезодермы. Причем разные свойства ЩК могут обеспечивать условия для пространственного распределения сигналов к дифференцировке.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Розанова, Наталья Владимировна, 1999 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ:

Айтхожин М.А., Белицина Н.В. и Спирин A.C. Нуклеиновые кислоты на ранних стадиях развития зародышей рыб (на примере вьюна Misgurnus fossilis) // Биохимия. 1964. Т.29. С. 169-175.

Албертс Б., Брей Д., Рэфф М., Роберт К. и Уотсон Дж. Молекулярная биология клетки // М.: Мир, 1986. 5 томов.

Нейфах A.A. и Тимофеева М.Я. Проблема регуляции в молекулярной биологии развития // М. «Наука». 1977.

Бериташвили Д.Р., Квавилашвили И.Ш.,Кафиани К.А. Изменение отношения K/Na в зародышах вьюна на ранних стадиях развития // Цитология. 1969. T.11. №5. С.574-581.

Беркинблит М.Б., Божкова В.П., Бойцова Л.Ю. и др. Высокопроницаемые контактные мембраны // М.: Наука. 1981. 466с.

Божкова В.П., Чайлахян Л.М. Специфическая роль ионов в предзародышевом и зародышевом развитии // Внешняя среда и развивающийся организм. М.: Наука. 1977. С.210-256.

Божкова В.П. и Воронов Д.А. Пространственно-временные свойства высокопроницаемых контактов в раннем развитии рыб // ДАН. 1995.

Божкова В.П., Ковалев С.А., Чайлахян Л.М. и Шилянская Э.Н. Обратимые нарушения развития зародышей вьюна в растворах различного ионного состава II Онтогенез. 1972. T.3. С.208-211.

Божкова В.П., Воронов Д.А., Корочкин Л.И. и Куликова Д.А. Изучение функциональной роли щелевых контактов в эмбриогенезе рыб на трансгенной модели //ДАН. 1996. Т.349, №6. С.834-837.

Божкова В.П., Ковалев С.А., Чайлахян Л.М. и Шилянская Э.Н. Исследование электрической связи между клетками зародыша вьюна на ранних стадиях развития // Онтогенез, 1971, т.2, №5, С. 512-517.

Божкова В.П. и Харитон В.Ю. Разобщение межклеточных контактов у зародышей вьюна в средах разного ионного состава // Онтогенез, 1984, т.15, №6, с. 608-615.

Гилберт С. Биология развития: в 3-х т. Т.1: пер. с англ.// М., Мир. 1993, -228с.

Детлаф Т.А., Детлаф A.A. О безразмерных характеристиках продолжительности развития в эмбриологии //ДАН СССР. 1960. Т.134. С.199-202.

Игнатьева Г.М. Ранний эмбриогенез рыб и амфибий.// М., "Наука".1979. 175с.

Квавилашвили И.Ш., Божкова В.П., Кафиани К.А., Чайлахян Л.М. Изменение мембранного потенциала яиц вьюна в раннем эмбриогенезе // Онтогенез.-1971. T.2. №2. С. 213-216.

Корж В.П., Байкова О.В. и Дмитревская Т.В. Микроинъекции флуоресцирующих веществ в эмбрионы вьюна Misgurnus fossilis L. 2.Исследование морфологии гигантских ядер синцития //Онтогенез. 1989. T.20. С.357-363.

Костомарова A.A. Вьюн (Misgurnus fossilis L.) // Объекты биологии развития. Под ред. Т.А.Детлаф. М.1975. С.308-323.

Нейфах A.A. Использование метода радиационной инактивации ядер для исследования их функции в раннем развитии рыб //Журн. общ. биол. 1959.T.20. С. 202213.

Нейфах A.A. и Тимофеева М.Я. Проблема регуляции в молекулярной биологии развития // М. «Наука». 1977.

Розанова Н.В., и Божкова В.П. Динамика формирования и морфология базального слоя бластодермы вьюна и данио в период образования желточного синцитиального слоя // Онтогенез, 1995, т.26, №6, с. 437-445.

Ромейс Б. Микроскопическая техника // ИЛ, М., 1953, 780с.

Ротт H.H., Божкова В.П., Квавилашвили И.Ш., Харитон В.Ю. и Шарова Л.В. Развитие изолированных бластодерм вьюна (Misgurnus fossilis) при культивировании в разных средах//Онтогенез. 1978. Т.9. N5. С.457-469.

Светлов П.Г., Быстрое В.Д. и Корсакова Г.Ф. К морфологии и физиологии ранних стадий развития костистых рыб II Арх. анат. гист. и цитол.1962. Т.42. С.22-37.

Тимофеева и Кафиани К.А. Нуклеиновые кислоты неоплодотворенных яиц и развивающихся зародышей вьюна // Биохимия. 1964. Т.29, с. 110-115.

Тринкаус Дж. От клеток к органам //Под ред. Г. М. Игнатьевой и А. Г. Маленкова // М. 1972. 281с.

Шаров А.А. Статистическая обработка экологических данных с применением ЭКВМ «Искра-124». Учебно-методическое пособие. // М., Изд-во Моск. Ун-та, 1984,-92с.

REFERENCES:

Amaya E., Musci T.J. and Kirschner M.W. Expression of a dominant negative mutant of the FGF receptor disrupts mesoderm formation in Xenopus embryos // Cell. 1991. V. 66. P. 256-270.

Amaya E., Stein P.A., Musci T.J. and Kirschner M.W. FGF signalling in the early specification of mesoderm in Xenopus // Development. 1993. V.118. P. 477-487.

Ancel P., Vintenberger P. Recherches sur le determinisme de la symmetrie bilaterale dans I'oeufdes amphibiens//Bull. Biol.Belg. (Suppl.) 1948 V. 31. P. 1-182.

Ariizumi T., Sawamura K., Uchiyama H., and Asashima M. Dose and time dependent mesoderm induction and outgrowth formation by activin A in Xenopus laevis // Int. J. Dev. Biol. 1991. V.35. P.407-414.

Asashima M., Nakano H., Uchiyama H., Sugino H., Nakamura T., Eto Y., Ejima D., Nishimatsu S.I.., Ueno N. and Konoshita K. Presence of activin (Erythroid Differentiation Factor) in unfertilized eggs and blastulae of Xenopus laevis // Proc. Natl. Acad Sci. USA. 1991. V.88. P.6511-6514.

Asashima M., Nakano H., Konoshita K., Ishi K., Shibai H. and Ueno N. Mesodermal induction in early amphibian embryos by activin A (erytheroid differentiation factor) // Roux Arch. Dev. Biol. 1990. V.198. P.330-335.

Ballard W.W. Morphogenetic movements in Salmo gairdneri Richardson. // J.exp. Zool.1973. V. 184. P. 27-48.

Ballard W.W. Morphogenetic movements and fate map of the Cypriniform Teleost, Catostomus commersoni (Lacepede) //J. Exp. Zool. 1982. V. 219. P. 301-321.

Bennett M.V.L., Spira M. and Spray D.C. Permeability of gap junctions between embryonic cells of Fundulus// Devel. Biol. 1978. V.65. P.114-125.

Bennett M.V.L., Spray D.C. and Harris A.L. Electrical coupling in development // Amer. Zool. 1981. V.21. P.413-427.

Bennett M.V.L., Barrio L.C., Bargiello T.A., Spray D.C., Hertzberg E. and Saez J.C. Gap junctions: new tools, new answers, new questions//Neuron. 1991. V.6. P.305-320.

Beyer E.C., Kistler J., Paul D.L. and Goodenough D.A. Connexin Cx43: a protein from heart homologous to a gap junction protein from liver // J. Cell. Biol. 1987. V.105. P.2621-2629.

Beyer E.C., Kistler J., Paul D.L. and Goodenough D.A. Antisera directed against connexin 43 peptidas react with a 43kD protein localized to gap junctions in miocardium and other tissues //J. Cell. Biol. 1989. V.108. P.595-605.

Beyer E.C., Paul D.L. and Goodenough D.A. Connexin family of gap junction proteins // J. Membr. Biol. 1990. V.116. P.187-194.

Blennerhassett M. and Caveney S. Separation of developmental compartments by a cell type with reduced junctional permeability//Nature. 1984. V.309. P.361-364.

Bossinger O. and Schierenberg E. The use of fluorescent marker dyes for studing intercellular communication in nematode embryos // Int. J. Dev. Biol. 1996.V.40.P.431-439.

Boucaut J.C., D'Arribere T., Poole T.J., Aoyama H., Yamada K.M., Thiery J.P. Biologically active synthetic peptides as probes of embryonic development.: A competitive peptide inhibition of fibronectin function inhibits gastrulation in amphibian embryos and neural crest cell migration in avian embryos// J. Cell Biol. 1984. V. 99, P. 1822-1830.

Bozhkova V.P., Voronov D.A. Spatial-temporal character is tics of intercellular junctions in early zebrafish and loach embryos before and during gastrulation // Dev. Genez Evol. 1997 V.207. P. 115-126.

Bozhkova V.P., Kovalev S.A., Chailakhyan L.M., and Shilyanskaya E.N. Reversible disturbances of development of the loach embryos in solutions of different ionic composition HOntogenez. 1972. V. 3 P.208-211.

Bozhkova V.P., te Kronnie G. and Timmermans L. Mesoderm differentiation in explants of carp embryos //Roux's Arch. Develop. Biol. 1994.

Bozhkova V.P., Rott N.N., Voronov D.A. Aggregation chimeras of teleost fish // Abstracts of Europ. Develop. Biol. Congr., Jerusalem, Israel. 1991. P.102.

Bozhkova V. and Voronov D. Spatial temporal characteristics of intercellular junctions in early zebrafish and loach embryos before and during gastrulation // Devel. Genes and Evol. 1997.

Bradley R.S., Cowin P. and Brown A.M.C. Expression of wnt-1 in PC12 cells results in modulation of plakoglobin and E-cadherin and increased cellular adhesion // J. Cell Biol. 1993. V.123. P.1857-1865.

Brannon M. and Kimelman D. Rapid communication: activation of Siamois By the Wnt pathway. // Dev. Biol. 1996. V.173. P. 344-347.

Brissette J.L., Kumar N.M., Gilula N.B., Hall J.E. and Dotto G. P. Switch in gap junction protein expression is associated with selective changes in junctional permiability during keratinocyte differentiation//Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. V.91 P.6453-6457.

Britz H., Cunningham S.H., Shah M.M., Suppan C.W. and Fletcher W.H. Mutations of the connexin43 gap junction gene in patients with heart malformations and defects of laterality// N. Engl. J. Med. 1995. V.332. P.1323-1329.

Bruzzone R., Haefliger J.A., Gimlich R.I. and Paul D.L. Connexin Cx40, a component of gap junctions in vascular endotelium, is restricted in its ability to interact with other connexins // Mol. Biol. Cell. 1993. V.4. P.7-20.

Carnac G., Kodjiabachian L., Gurdon J.B. and Lemaire P. The homebox gene Siamois is a target of the Wnt dorsalisation pathway and triggers organiser activity in the absence of mesoderm // Development. 1996. V. 122. P.3055-3065.

Cascio V., Kumar N.M., Safarik R. and Gilula N.B. Physical characterization of gap junction membrane connexons (semi-channels) isolated from rat liver // J. Biol. Chem. 1995. V.270. P.18643-18648.

Cho K.W.Y., Blumberg B., Steinbeisser H. and De Robertis, E.M. Molecular nature of Spemann's organizer: The role of the Xenopus homebox gene goosecoid // Cell. 1991. V. 67, P. 1111-1120.

Christian J.L., McMahon J.A., McMahon A.P. and Moon R.T. Xwnt-8,a Xenopus Wnt-1/int-1 related gene responsive to mesoderm indusing factors, may play a role in ventral mesodermal patterning during embryogenesis. // Development. 1991. V. 111. P. 1045-1055.

Christian J.L., and Moon R.T. Interactions between Xwnt-8 and Spemann organizer signaling pathways generate dorsoventral pattern in the embryonic mesoderm of Xenopus // Genes Dev. 1993. V. 7, P. 13-28.

Cunninghman B. Cell adhesion molecules as morphoregulators // Cur. Biol. 1995. V.7. P.28-633.

Cui Y., Brown J.D., Moon R. and Christian J.L. Xwnt-8b: maternally expessed Xenopus Wnt gene with a potentional role in establish in the dorsoventral axis. // Development. 1995. V. 121. P. 2177-2186.

Dahl E., Winterhager E., Traub O., Butterweck A., Reuss B. And Willecke K. Expression pattern of different connexins in comparison with communication compatments during early mouse development // Progress in Cell Research. 1995. V.4. P.19-26.

Dale L., Howes G., Price B. M. and Smith J.C. Bone morphogenetic protein 4; a ventralizing factor in early Xenopus development // Development. 1992. V. 115. P. 573-585.

Dale I., Slack J.M.W. Regional specificity within the mesoderm of early embryos of Xenopus laeis // Development. 1987.V.100. P 279-295.

Dasgupta J.D. and Singh U.H. Early differentiation in zebrafish blastula: role of Yolk Syncitical layer//Roux's Arch. Develop. Biol. 1981. V.190. P.358-360.

Dasgupta J.D. and Singh U.H. Spatio-temporal dustribution of gap junctions in zebrafish embryo // Withelm Roux's Arch. Dev. Biol. 1982. V. 191. P. 378-380.

Devillers C. Structural and dynamic aspects of the development of the teleostean egg// Adv. in Morphogenesis. 1961.V.1. P.379-428.

Devillers CH. Coordination des forces epiboliques dansla gastrulation de salmo. // Bull. Soc. Zool. Fr. 1952. V. 77 P. 304-309.

Devillers CH. and Raichman Z. Quelques donnes sur l'utilisation du vitellus au cours delà gastrulation dans l'ouet de salmo irideus. // Comp. rend. Acad. Sci. 1958. V. 247. Pariz, P.2033-2035.

Devillers C. Structural and dynamic aspects of the development of the teleostean egg // Adv. in Morphogenesis. 1961.V.1. P.379-428.

Doniach T. Basic FGF as an inducer of anteroposterior neural pattern // Cell. 1995. V.83. P. 1067-1070.

Dorresteijn A., Wagemaker H., de Laat S.W. and van den Biggelaar J.A. Dye-coupling between blastomeres in early embryos of Patella vulgata: Its relevance for cell determination // W. Roux's Arch. Dev. Biol. 1983. V.192. P.262-271.

Driever W. Axis formation in zebrafish // Develop. 1995. V.5. P.610-618.

Ebihara L., Beyer E.C., Swenson K.I., Paul D.L. and Goodenough D.A. Cloning and expression of a Xenopus embryonic gap junction protein // Science (Wash. DC). 1989. V.243. P.1194-1195.

Echelard Y., Epstein D.J., St. Jacques B., Shen L., mohler J., McMahon .A., McMahon A.P. Sonic hedgehog a member of a family of putative signaling molecules, is implicated in the regulation of CNS polaity // Cell. 1993. V. 75. P. 1471-1430.

ElfgangC., EckertR., Lichtenberg=Frate H., Butterweck A., Traub O., Klein R.A., Hulser D.F. and Willecke K. Specific permiability and selective formation of gap junction channels in connexin-transfected HeLa cells//J. Cell. Biol. 1995.V.129. P.8 5-817.

Elinson R.P. Changes in levels of polimeric tubulin associated with activation and dorsoventral polarization of the frog egg // Dev. Biol.1985. V. 109 P. 224-233.

Essner J., Laing J., Beyer E., Johnson R. and Hackoff P. Expression of zebrafish connexin 43.4 in the notochord and tail bud of wild type and mutant no tail embryos // Devel. Biol. 1996. V.177. P.449-462.

Fagotto F., Guger K., and Gumbiner B.M. Induction of the primary dorsalizing center in Xenopus by the Wnt/GSK/beta-catenin signaling pathway, but not by Vgl, Activin or Noggin // Development. 1997. V. 124. P. 453-460.

Fainsod A., Steinbeisser H. And de Robertis E.M. On the function of BMP-4 in patterning the marginal zone of the Xenopus embryo // EMBO J.13, 1994, 5015-5025.

Falk M.M., Kumar N.M. and Gilula N.B. Membrane insertion of gap junction connexins: politopic channel forming membrane proteins // J. Cell. Biol. 1994. V.127. P.343-355.

Fan C.M., Porter J.A., Chiang D.T., Beachy P.A., Tessier-Lavigne M. Long-range sclerotome induction by sonic hedgehog: direct role of the amino-terminal cleavage product and modulation by the cyclic AMP signaling pathway//Cell. 1995. V.81. P. 457-465.

Fan C.M. and Tessier Lavigne M. Pattering of mammalian somites by surface ectoderm and notochord: evidence for sclerotome induction by a hedgehog homolog // Cell. 1994, V.79P. 1175-1186.

Fisher Sh., Amacher Sh.L.. and Halpern M.E. Loss of cerebum function venralizes the zebrafish embryo // Development. 1997. V.124. P. 1301-1311.

Fishman G.I., Moreno A.P., Spray D.C. and Leinward L.A. Functional analysis of human cardiac gap junction channel mutants// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. V.88. P.3525-3529.

Flagg-Newton J., Simpson I. and Loewenstein W.R. Permeability of the cell-to-cell membrane channels in mammalian cell junction//Science. 1979. V.205. P.404-407.

Furthauer M., Thissee K. and Thissee B. A role for FGF-8 in the dorsoventral pattering of zebrafish gastrula // Development. 1997. V. 124. P. 4253-4264.

Funayama N., Fagotto F., McCrea P. and Gumbiner B. Embryonic axis induction by the armadillo repeat domain of (3-catenin: evidence for intracellular signaling // J. Cell. Biol. 1995. V.128. P.959-968.

Gerhart J., Ubbels G., Black S., Hara K., Kirschner M. A reinvestigation of the role of the grey crescent in axis formation in Xenopus laevis // Nature. 1981. V. 292 P. 511-516.

Gerhart J. and seven others. Amphibian early development. // Bio-Science 1986. V.36 P. 541-549.

Gethirig M.J., McCammon K. and Sambrook J. Expression of wild type and mutant forms of influenza hemagglutinin: the role of folding in intracellular transport // Cell. 1986. V.46. P.939-950.

Gevers P. and Timmermans L.P. Dye coupling and the formation and fate of the hypoblast in the teleost fish embryos, Barbus conchonius // Develop. 1991. V.112. P.431-438.

Gimlich R.L. Cytoplasmic localization and chordomesoderm induction in the frog embryo//J. Embryol. Exp. Morph. (Suppl.). 1985. V. 89 P.89-111.

Gimlich R.L. Acquisition of developmental autonomy in the equatorial region of the Xenopus embryo II Dev. Biol. 1986. V.115. P. 340-352.

Gimlich R.L and Gerhart J.C. Early cellular interactions promote embryonic axis formation in Xenopus laevis// Dev. Biol. 1984. V.104 P. 117-130.

Gimlich R.L., Kumar N.M. and Gilula N.B. Sequence and developmental expression of mRNA coding for a gap junction protein in Xenopus//J. Cell Biol. 1988. V.107. P.1065-1073.

Gimlich R.L., Kumar N.M. and Gilula N.B. Differential regulation of the levels of three gap junction mRNAs in Xenopus embryos//J. Cell Biol. 1990. V.110. P.597-605.

Gont L. K, Steinbeisser H., Blumberg B. And Derobertis E.M. Tail formation as a continuation of gastrulation: the multiple cell populations of the Xenopus tailbud derive from the late blastopore lip. //Development 1993. V.119, P. 991-1004.

Goodall H. and Johnson M.H. Use of carboxyfluorescein diacetate to study formation of permeable channels between mouse biastomeres//Nature. 1982. V.295. P.524-526.

Goodall H. and Johnson M.H. The nature of intercellular coupling in the pre-implantation mouse embryo // J. Embryol. Exp. Morphol. 1984. V.79. P.53-76.

Goodenough D.A., Paul D.L. and Jesaitis L. Topological distribution of two connexin32 antigenic sites in intact and split rodent hepatocyte gap junctions // J. Cell Biol. 1988. V.107. P.1817-1824.

Gotoh Y. and Nishida E. Signals for mesoderm induction. Roles of fibroblast growth factor (FGF)/ mitogen - activated protein kinase (MAPK) pathway // Biochimica er Biophisica Acta 1996, V. 1288. P. F1-F7.

Gourdie R.G., Severs N.J., Green C.R., Rithery S., Germzoth P. and Thompson R.P. The spatial distribution and relative abundance of gap-junctional connexin 40 and connexin 43 correlate to functional properties of components of the cardiac atrioventri ular conduction system//Cell. Sci. 1993. V.105. P.985-991.

Graff J. M., Thies R.S., Song J.J., Celeste A.J. and Melton, D.A. Studies with a Xenopus BMP receptor suggest that ventral mesoderm -indusing signals override dorsal signals in vivo//Cell. 1994. V. 79, P.169-179.

Griffin K., Patient R., Holder N. Analysis of FGF function in normal and no tail zebrafish embryos reveals separate mechanisms for formation of the trunk and the tail // Development. 1995. V. 121. P. 2983-2994.

Gros P., Jarry-Guichard T., Ten Veldsl., De Maziere A., Van Kempen M.I., Davoust J., Briand J.P., Moorman A.F. and Jongsma H.J. Restricted distribution of connexin 40, a gap junctional protein, in mammalian heart // Circ Res. 1994. V.74. P.839-851.

Grunz H. Change in the defferentiation pattern of Xenopus laevis ectoderm by variation of the incubation time and concentration of vegetalizing factor // R.'s Arch. Dev. Biol. 1983. V.192. P.130-137.

Grunz H. Factors responsible for the establishment of the body plan in the amphibian embryo // int. J. Dev. Biol. 1996. V.40. P.279-289.

Grunz H. and Tacke L. The indusing capacity of the presumptive endoderm of Xenopus laevis studed by transfilter experiments // R.'s Arch. Dev. Biol. 1986. V.195. P. 467473.

GuerrierA., Fonlupt P., Morand I., Rabilloud R., Audebet C., Krutovskikh V., Gros D., Rousset B. and Munari-Silem Y. Gap junctions and cell polarity: connexin32 and connexin43 expressed in polarized thyroid epithelial cells essemble into separate gap junctions, which are located in distinct regions of the lateral plasma membrane domain II J. Cell Sci. 1995. V.108. P.2609-2617.

Guger K. and Gumbiner B. ¡3-catenin has Wnt-like activity and mimics the Nieuwkoop signaling center in Xenopus dorsal-ventral patterning // Dev. Biol. 1995. V.172. P.115-125.

Gumbiner B. Signal transduction by p-catenin // Cur. Biol. 1995. V.7. P.634-640.

Gumbiner B. Cell adhesion:the molecular basis of tissue architecture and morphogenesis//Cell. 1996. V.84. P.345-357.

Gurdon J.B, Lemaire P. and Kato K. Community effects and related phenomena in development //Cell. 1993. V.75. P. 831-834.

Guthrie S C. Patterns of junctional permeability in the early amphibian embryo // Nature. 1984. V.311. P.149-151.

Guthrie S. Patterning the hind brain // Cur. Opinion Neurobiol. 1996. V.6. P.41-48.

Guthrie S.C. and Gilula N.B. Gap junctional communication and development // Trends Neurosci. 1989. V.12. P.12-16.

Guthrie S.C., Turin L. and Warner A.E. Patterns of junctional communication during development in the early amphibian embryo // Develop. 1988. V.100. P.769-783.

Haefliger J.-A., Bruzzone R., Jenkins N., Gilbert D., Copeland N. and Paul D. Four novel member of the connexin family of gap junction proteins. Molecular cloning, expression and chromosome mapping // J. Biol. Chem. 1992. V.267. P.17225-17233.

Hagenmeier H.E. Der Nucleinsare-bzw Ribonucleoproteid-Status wahrend der Fruhentwicklin vor Fischkeim (Salmo irideus und S. trutta fario) // Wilhelm Roux'Archiv. 1969. V. 162 P. 19-40.

Halpern M.E., Ho R.K., Walker C. and Kimmel C.B. Induction of muscle pioneers and floor plate is distinguished by the zebrafish no tail mutation // Cell 1993. V.75. P. 99-111.

Hammerschmidt M. and Nusslein-Volhard C. The expression of a zebrafish gene gomologous to Drosophila snail suggests conserved function in invertebrate and vertebrate gastrulation//Development. 1993. V.119. P.1107-1118.

Haugland R. Molecular probes. Hand book of fluorescent probes and research chemicals//ed. Haugland R. eygena. 1995.

Heasman J. Patterning the blastula // Development. 1997. V.124 P.4179-4191.

Heasman J., Crawford A., Goldstone, K., Garner-Hamrick P., Gumbiner B., McCrea P., Kintner C., Nora C.Y. and Wylie C. Overexpression of cadherins and underexpression of P catenin inhibit dorsal mesoderm induction in early Xenopus embryos. // Ceil. 1994a. V. 79. P.791-803.

Heasman J., Ginsberg D., Geiger B., Goldstone K., Pratt T., Yoshida-Noro C. and C. Wylie. A functional test for matternally inherited cadherin in Xenopus shows its importance in cell adhesion at the blastulastage // Development. 1994b. V. 120. P. 49-57.

Hemmati-Brivanlou A. and Melton D.A. A truncated activin receptor inhibits mesoderm induction formation of axial structures in Xenopus embryos // Nature. 1992. V. 359. P.609-614.

Hemmati-Brivanlou A. and Thomsen G.H. Ventral mesodermal patterning in Xenopus embryos: expression patterns and activities of BMP-2 and BMP-4. // Dev. Genetics. 1995. V.17, P.78-89.

Hennemann H., Suchuna T., Lichtenberg-Frate H., Jungbluth S., Dahl E., Schwarz J., Nicholson B. and Willecke K. Molecular cloning and functional expression of mouse connexin40, a second gap junction gene preferentially expressed in lung // J. Cell Bil. 1992. V.117. P.1299-1310.

Heyman I., Kent A. and Lumsden A. Cellular morphology and extracellular space at rhombomere boundaries in the chick embryo hindbrain // Dev. Dyn. 1993. V.198. P.241-253.

Heyman I., Faissner A. and Lumsden A. Cell and matrix specialization of rhombomere boundaries // Dev. Dyn. 1995. V.204. P.301-315.

Hisaoka K. and Firlit C. Further studies on the embryonic development of the Zebrafish, Brachydanio rerio (Hamilton-Buchanan) // J.Morphol. 1960. V.107. P.205-226.

Ho R.K. Axis formation in the embryo of the zebrafish. Brachydanio rerio. // Sem. De. Biol. 1992. V.3. P.53-64.

Ho R.K. and Kimmel C.B. Commitment of cell fate in the early zebrafish embryo II Science. 1993. V.261. P.109-111.

HohJ.H., John S.A. and Revel J.P. Molecular cloning and characterization of a new member of the gap juction gene family, connexin Cx31 //j. Biol. Chem. 1991. V.266. P.6524-6531.

Holtfreter J. A study of the mechanics of gastrulation: Part I. II J. Exp. Zool. 1943. V.94. P. 261-318.

Holtfreter J. A study of the mechanics of gastrulation: Part II. // J. Exp. 1944. V. 95. P. 171-212.

Hurtley S.M. and Helenius A. Protein oligomerization in the endoplasmic reticulum // Ann. Rev. Cell. Biol. 1989. V.5. P.277-307.

Hynes R. The impact of molecular biology on models for cell adhesion // BioEssay. 1994. V.16. P.663-669.

Imanaga I., Kameyana M. and Irisawa H. Cell-to-cell diffusion of fluorescent dyes in paired ventricular cells // Am. J. Physiol. 1987. V.252. P.H223-H232.

Ito S. and Ikematsu Y. Inter- and intratissue communication during amphibian development//Develop. Growth Differ. 1980. V.22. P.247-256.

Ivanenkov V.V., Minin A.A., Meshcheryakov V.N. and Martynova I. The effect of local corticar microfilament disorganization on ooplasmic segregation in the loach (Misgurnus fossilis) egg // Cell Differ.Dev. 1987. V.22 P.19-28.

Jesuthasan S. and Strahle U. Dynamic microtubules and spesification of the zebrafish embryonic axis // Current Biology. 1996. V.7 P.31-42.

Joly C., Schulte-Merker S., Boulekbache H. and Condamine H. The ventral and posterior expression of the zebrafish homebox gene eve 1 is perturbed n dorsalized and mutant embryos // Develop. 1993. V.119. P.1261-1275.

Joly J.C., Maury M., Joly C., Duprey P., Boulekbach H. and Condamine H. Expression of zebrafish caudal homebox gene correlates with the establishment of posterior cell lineage at gastrulation II Differentiation. 1992. V.50. P. 75-87.

Jones C., Kuehn M., Hogan B., Smith J. and Wright C. Nodal-related signals induce axial mesoderm and dorsalize mesoderm during gastrulation // Development. 1995. V.121. P.3651-3662.

Jones E. A. and Woodland H.R. The development of animal cap cells in Xenopus: A measure of the start of animal cap competence to form mesoderm // Development. 1987 V.101. P.557-563.

Jones, C.M., Lyons, K.M., Lapan, P.M., Wright, C.V. and Hogan B.L. BMP-4 (bone morphogenetic protein-4) as a posterior-ventralizing factor in Xenopus mesoderm induction. // Development. 1992. V.115. P. 639-647.

Joseph E.M. and Melton D.A. Xnr4: A Xenopus nodal-related gene expressed in the Spemann Organizer// Dev. Biol. 1997. V.184. P. 367-372.

Kalt M.R. The relationship between cleavage and blastocoel formation in Xenopus laevis. Light microscopic observations//J. Embryol. Exp. Morphol. 1971. V.26. P.37-49.

Kane D., Warga R. and Kimmel C. Mitotic domains in the early embryo of the zebrafish II Nature. 1992. V.360. P.735-737.

Kanki J.P. and Ho R.K. The developmentof the posterior body in zebrafish. // Develipment. 1997. V.124. P. 881-893.

Kanno Y. and Loewenstein W.R. Low resistance coupling between gland cells. Some observation on intercellular contact membranes and intercellular space // Nature. 1964. V.201. P.194-195.

KarnovskyA. and Klymkowsky M. Anterior axis duplication in Xenopus induced by the over expression of the cadherin-binding protein plakoglobin // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V.92. P.4522-4526.

Keller R.E. The cellular basis of epiboly: An SEM study of deep cell rearrangement during gastrulation of Xenopus laevis//J. Embryol. Exp. Morphol. 1980. V.60. P. 201-243.

Keller R.E. An experimental analysis of the role of botle cells and the deep marginal zone in the gastrulation of Xenopus laevis//J. Exp. Zool. 1981. V. 216. P. 81101.

Keller R.E. The cellular basis of amphibian gastrulation& In: L. Browder (ed.), Developmental Biology: A Comprehensive Synthesis, Vol. 2. Plenum Press, New York. 1986. V.2. P. 241-327.

Keller R.E. and Schoenwolf G.C. An SEM Study of cellular morphology, contact, and arrangemnt as related to gastrulation of Xenopus laeis. II Wllhelm Roux Arch. De. Biol. 1977.V. 182. .P. 165-186.

Keller R., Trinkaus J. Rearrangement of enveloping layer cells without disruptins of the epithelial permeability barrier as a factor in Fundulus epiboly // Dev. Biol. 1987. V. 120. P.12-24.

Kelly G.M., Erezyilmaz D.F. and Moon R.T. Induction of a secondary embryonic axis in zebrafish oceurs following the overexpression of a p-catenin // Mech. Dev. 1995. V.53. P.261-273.

Kessler D.S. and Melton D.A. Vertebrate embryonic induction: mesodermal and neural patterning // Science. 1994. V.266. P.596-604.

Kessler D.S. and Melton D.A. Induction of dorsal mesoderm by soluble, mature Vg1 protein II Development. 1995. V.121. P.2155-2164.

Kim W.T., Rioult M.G. and Cornell-Bell A.H. Glutamate-induced calcium signaling in astrocytes//Glia. 1994. V.11. P.173-184.

Kimelman D., and Kirshner M. Synergistic induction of mesoderm by FGF and TGFp and the identification of an mRNA coding for FGF in early Xenopus embryo // Cell.

1987. V.51. P.869-877.

Kimelman D., Abracham J.A. Haaparata T., Palisi T.M. and Kirshner M. // Science.

1988. V. 242. P. 1053-1056.

Kimelman D., Christian J.L. and Moon R.T. Synergistic principles of development: overlapping patterning systems in Xenopus mesoderm induction // Development.1992. V.116, P. 1-9.

Kimelman D. And Maas A. Induction of dorsal and ventral mesoderm by ectopically expressed Xenopus basic fibroblast growth factor// Development. 1992. V.114. P. 261-269.

Kimmel C.B. Was Urbilateria Segmented? // Trends. Genet. 1996. V.12. P. 329-376.

Kimmel C., Ballard W., Kimmel S., Ullman B., Schilling T. and Westerfield M. Stages of embryonic development of the zebrafish // In "Zebrafish book". 1991.

Kimmel C.B., Law R.D. Cell lineage of zebrafish blastomeres. 1. Cleavage pattern and cytoplasmic bridges between cells // Dev. Biol. 1985a. V.107 P. 78-85.

Kimmel C.B., Law R.D., Cell lineage of zebrafish blastomeres. 2. Formation of the yolk syncytial layer//Dev. Biol. 1985b. V.107. P. 86-93.

Kimmel C.B., Law R.D. Cell lineage of zebrafish blastomeres. 3. Clonal analysis of the blastula and gastrula stages // Dev. Biol. 1985c. V. 107. P 94-101.

Kimmel C.B., Spray D.C. and Bennett M.V.L. Developmental uncoupling between blastoderm and yolk cell in the embryos of the teleost Fundulus // Devel. Biol. 1984. V.102. P.483-487.

Kimmel C., Warga R. and Schilling T. Origin and organization of the zebrafish fate map//Develop. 1990. V.108. P.581-594.

Kinoshita K, Bessho T. and Asashima M. Competence prepattern in the animal hemisphere of the 8-cell-stage Xenopus embryo. // Dev. Biol. 1993. V.160. P.276-284.

Kispert A. and Hermann B.G. The Brachyury gene encodes a novel DNA binding protein // EMBO 1993. V. 12, P. 4898-4899.

Klein P.S. and Melton D.A. A molecular mechanism for the action of lithium during early development // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V.93. P.8455-8459.

Klymkowsky M. and Parr B. The body language of cells: the intimate connection between cell adhesion and behavior//Cell. 1995. V.83. P.5-8.

Koseki H., Wallin J., Wilting J., Mizutani Y., Kispert A.., Ebensperger C., Herrman B.G., Christ B. and Balling . A role for Pax-1as a mediator of notochordal signals during the dorsoventral specification of vertebrae // Development. 1993. V.119. P. 649-660.

Koster M., Plessow S., Clement J. H., Lorenz A., Tiedemann H. and Knochel, W. Bone Morphogenetic Protein 4 (BMP4), a member of the TGF-beta family, in early embryos of Xenopus laevis: an analysis of mesoderm inducing activity // Mech. Dev. 1991. V. 33, P.191-200.

Kostomarova A. The differentiation capacity of isolated loach (Misgurnus fossilis) blastomeres//J. Embryol. Exptl. Morphol. 1969. V.22. P. 407-430.

Koval S. and others eights. Expression of transfacted Connexin 45 oltheres gap junction permiability in mammalian cells expressing endogenous Connexin 43 // Gap Junctional Conference. L'ile des EMBIEZ. France. 1995. P.21.

Ku M. and Melton D.A. Xwnt-11, a maternally expressed Xenopus Wnt gene. // Development 119, 1993, 1161-1173.

Kumar N.M. and Gilula N.B. Cloning and characterization of human and rat liver cDNAs coding for a gap junction protein //J. Cell. Biol. 1986. V.103. P.767-776.

Kumar N.M. and Gilula N.B. Molecular biology and genetics of gap junction channels//Semin. Cell. Biol. 1992. V.3. P.3-16.

Kumar N.M., Friend D.S. and Gilula N.B. Synthesis and assembly of human b1 gap junctions in BHK cells by DNA transfection with the human b1 cDNA // J. Cell. Sci. 1995. V.108. P.3725-3734.

Kumar N.M. and Gilula N.B. The gap junction communication channel // Cell. 1996. V.84. P.381-388.

Lash J.W., Yamada K.M. The adhession recognition signal of fibronectin: A possible trigger mechanism for compaction during somitogenesis. In: R. Bellaris, D.H. Ede, J.W. Lash (eds.), Somites in Developing Embryos. Plenum, New York. 1986. P.201-208.

Lee S., Warga R.M., Shilling T. F. Gap junctional communication and compation during implantation stages of mouse development//Cell. 1987.V.51. P.851-860.

Lee J. J., Von Kessler D.P., Parks S., Beachy P.A. Secretion and localized transcription suggest a role in positional signaling for products of the segmentation gene hedgehog // Cell. 1992. V.71. P. 33-50.

Lemaire P., Garrett N. And Gurdon J.B. Expression cloning of siamois, a Xenopus homebox gene expressed in dorsal-vegetal cells of blastulae and able to induce a complete secondary axis. // Cell 1995. V.81. P.85-94.

Lemaire P. And Kodjabachian, L.. The vertebrate organizer: structure and molecules //Trends Genet. 1996. V.12. P. 525-531.

Lemaire P. and Gurdon J.B. A role for cytoplasmic determinants in mesoderm patterning: cell-autonomus activation of the goosecoid and XWnt -8 genes along the dorsoventral axis of early Xenopus embryos // Development. 1994. V.120 P. 1191-1199.

LentzT.L., Trinkaus J.P. A fine structural study of cytodifferentiation during cleavage, blastula and gastrula stages of fundulus heteroclitus // J. Cell Biol. 1967. V.32. P. 121-262.

Lo C.W. and Gilula N.B. Gap junctional communication in the pre-implantation mouse embryo // Cell 1979 a. V.18. P.399-409.

Lo C.W. and Gilula N.B. Gap junctional communication in the post-implantation mouse embryo // Cell 1979 b. V.18. P.411-422.

Loewenstein W. The cell-to-celi channels of gap junctions // Cell. 1987. V.48. P. 725-726.

Loewenstein W. and Rose B. The cell-to-cell channel in the control of growth // Seminars in Cell Biology. 1992. V.3. P.59-79.

Long W.L. Analysis of yolk syncytium behavior in Salmo and Catostomus // J. Exp.Zool. 1980. V.214. P. 323-331.

Long W.L. The role of the yolk syncytial layer in determination of the plane of bilateral symmetry in the rainbow trout, Salmo gairdneri, Richardson // J. Exptl. Zool. 1983. V.228. P.91-97.

Manes M.E., Elinson R.P. Ultraviolet lightinhibitis gray crescent formation in the frog egg // Wilhelm Roux Arch. Dev. Biol. 1980. V.189. P. 73-76.

Manes M.E., Elinson R.P., Barbieri F.D. Formation of the amphibian gray crescent: Effects of colchicine and cytochalasin-B //Wilhelm Roux Arch. Dev. Biol. 1978. V. 185. P. 99-104.

Mead P., Brivanlou, Kelley C. and Zon L.. BMP-4-responsive regulation of dorzal-ventral patterning by the homebox protein Mix.1. Nature. 1996.V. 382. P. 357-360.

Melby A., Rachel M.W. and Kimmel C.B. Specification of cell fates at the dorsal margin if the zebrafish gastrula // Development. 1996.V. 122. P. 2225-2237.

Milks L.C., Kumar N.M., Houghten N., Unwin N. and Gilula N.B. Topology of the 32 kD liver gap junctions protein determined by site-directed antibody localizations // EMBO J. 1988. V.7. P.2967-2975.

Milman L.S. and Yurovitskiy YU.R. (Eds.). Mechanisms of the enzyme regulation of charbohydrate exchange in early embryogenesis. // Nauka Press, Moscow. 1973.

Mizuno T., Yamaha E., Wakahara M., Kuroiva A. and H. Takeda. Mesoderm induction in zebrafish. // Nature 1996. V.383. P. 131-132.

Molenar M., van de Wetering M., Oosterwegel M., Peterson-Maduro J., Godsave S., Korinek V., Roose J., Destree O. And Ceevers H. XTct-3 transcription factor mediates fi-catenin-induced axis formation in Xenopus embryos // Cell. 1996. V.86. P.391-399.

Moon R.T., Christian J.L., Campbell R.M., McGrew L.L., DeMarais A.A., Torres M., Lai C.J., Olson D.J. and Kelly G.M. Dessecting Wnt signalling pathways and Wnt-sensitive developmental processes through transient misexpression analyses in embryos of enopus laevis//Develop. 1993. V.119. (Suppl.). P.85-94.

Morgan T.H. The formation of the fish embryo. //J. Morph. 1895. V.10. P. 419-472.

Musil L.S. and Goodenough D.A. Biochemical analysis of connexin 43 intracellular transport, phosphorilation, and assembly into gap junctional plaques // J. Cell. Biol. 1991. V.115. P.1357-1374.

Musil L.S. and Goodenough D.A. Multisubunit assembly of an intergral plasma membrane channel protein, gap junction connexin43, occurs after exit from ER // Ceil. 1993. V.74. P. 1065-1077.

Musil L.S. and Goodenough D.A. Analysis of connexon stoichiometry. // Abstracts of 1995 Gap Junction Conference, L.' lie des Embiez. France. 1995. P. 5.

Musil L.S., Beyer E.C. and Goodenough D.A. Expression of the gap junction protein connexsin 43 in embrionic chick lens: molecular cloning, ultrastructural localisation, and post-ranslational phosphorylation // J. Membr. Biol. 1990. V.116. P.163-15.

Nakamura O., Takasaki H., and Mizonata T. Differentiation during cleavage in Xenopus laevis. I. Acquisition of self-differentiation capacity of the dorsal marginal zone // Proc. Japan. Acad. 1970a. V.46 P.694-699.

Nakamura O., Takasaki H., and Isihara M. Formation of the organizer from combinations of presumptive ectoderm and endoderm // I. Proc. Japan. Acad. 1970b. V.47 P.313-318.

Nakatsuji N., Smolira M.A., Wylie C.C. Fibronectin visualized by scanning electron microscope immunocytochemistry on the substratum for cell migration in Xenopus laevis gastrulae // Dev. Biol. 1985. V. 107. P. 264-268.

Nedergaard M. Direct signalling from astrocytes to neurons in culture of mammalian brain cells //Science .1994. V.263. P.1768-1771.

Newport J.W., Kirschner M.W. A major developmental transition in early Xenopus embryos: I. Characterization and timing of cellular changes at midblastula stage. // Cell. 1982a. V. 30. P. 675-686.

Newport J.W., Kirschner M.W. A major developmental transition in early Xenopus embryos: II. Control of the onset of transcription // Cell. 1982b. V.30. P.687-696.

Neyfakh A.A. Steps of realization of genetic information in early development // Curr. Topics in Develop. Biol. 1971. V.6. P.45-77.

Nieuwkoop P.D. The formation of the mesoderm in urodelan amphibians. I. Induction by the endoderm // R.'Arch. Dev. Biol. 1969. V.162. P.341-373.

Nieuwkoop P.D. The "organization center" of the amphibian embryo: Its origin, spatial organization, and morphogenetic action//Adv. Morphog. 1973. V. 10. P.1-39.

Nieuwkoop P.D. Origin and establishment of embryonic polar axes in amphibian development//Curr. Top. Dev. Biol. 1977. V. 11 P.115-132.

Nikaido M., Tada M., Saji T. and Ueno N. Conservation of BMP signalizing in zebrafish mesoderm patterning // Mech. Dev. 1997. V.61. P. 75-88.

Nishi M., Kumar N. and Gilula N. Developmental regulation of gap junction gene expression during mouse embryonic development // Devel. Biol. 1991. V.146. P.117-130.

Nishimatsu S., Suzuki A., Shoda A., Murakami K. And Ueno N. Genes for bone morphogenetic proteins are differentially transcribed in early amphibian embryos // Biochem. Biophys. Res. Comm. 1992. V.186. P.1487-1495.

Nordahl I.R. The development and morphology of Kupffer's vesicle in the plaice Pleuronectes platessa (L.) and in the cod, Gadus morhua L. // Sarcia. 1970. V.42 P.41-62.

Olson D. and Moon R. Distinct effects of ectopic expression of Wnt-1, Activin B and bFGF on gap junctional permeability in 32-cell Xenopus embryos // Devel. Biol. 1992. V.151. P.204-212.

Olson D., Christian J. and Moon R. Effect of Wnt-1 and related proteins on gap junctional communication in Xenopus embryos//Science. 1991. V.252. P. 1173-1176.

Oppenheimer J.M. The development of Isolated blastoderms of Fundulus heteroclitus //J. Exp. Zool. 1936. V.72. P.247-269.

Pai L.M., Orsulic S., Bejsovec A. and Peifer M. Negative regulation of armadillo, a wingless effector in Drosophila// Development. 1997. V.124, P.2255-2266.

Pasteels J. Les bases de la morphogenese chez les vertebres anamniotes au function de la structure de I'oeuf. // Folia Biotheoret. (Leiden). 1948. V. 3. P. 83-108.

Pasteels J. Etudes sur la gastrulation des xertebrates meroblastiques. 7. Teleosteens. //Archives de Biologie 1936. V.47. P. 206-308.

Paul D. Molecular cloning of cDNA for rat liver gap junction protein // J. Cell Biol. 1986. V.103. P.123-134.

Paul D. New functions for gap junctions//Cur. Biol. 1995. V.7. P.665-672.

Paul D.L., Ehibara L., Takemoto L.J., Swenson K.I. and Goodenough D.A. Connexin 46 , a novel lens gap junction protein, induces voltage-gated currents in nonjunctional plasma membrane of Xenopus oocytes//J.Cell. Biol. 1991. V.115. P.1077-1089.

Paul D.L., Yu K, Bruzzone R., Gimlich R.L. and Goodenough D.A. Expression of a dominant negative inhibitor of intercellular communication in the early Xenopus embryo causes delamination and extrysion of cells // Develop. 1995. V.121. P.371-381.

Peifer M. Cell adhesion and signal transduction: the Armadillo connection // Trends Cell Biol. 1995. V5. P.224-229.

Penners A., Schleip W. Die Entwicklung der Schultzeschen Doppelbildungen aus dem Ei von Rana fusca//Teil V. und VI. Z. Wissen Zool. 1928. V.131. P. 1-156.

Pfluger E. Uber den Einfluss der Schwerkraft auf die Teilung der Zellen. // Pfluegers Arch. 1883. V.32 P.1-79.

Pierce S.B. and Kimelman D. Regulation of Spemann organizer formation by the intracellular Kinase Xgsk-3 // Development. 1995. V.121. P. 755-765.

Potter D.D., Furshpan E.J. and Lennox E.S. Connections between cells of the developing squid as revealed by electrophisiological methods H Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1966. V.55. P.328-336.

Rahman S., Carlile G. and Evans W.N. Assambly of hepatic gap junctions // J. Biol. Chem. 1993. V.268. P.1260-1265.

Rhumbler L. Zur Mechanik des Gastrulationvorganges insbesundere der Invagination. Eine Entwicklungsmechanische Studie // Wilhelm Roux Arch. Entwicklungsmech. Org. 1902. V.14. P. 401-476.

Rose J.K. and Doms R.W. Regulation of protein export from the endoplasmatic reticulum//Annu. Rev. Cell. Biol. 1988. V.4. P.257-288.

Rott N.N., Bozhkova V.P., Kvavilashvili I.SH. Development of isolated blastoderms of the loach (Misgurnus fossilis) during cultivation in different media. // Ontogenez. 1978. V. 9 P.457-469.

Roux W. Betrage zur Entwicklungsmechanik des Embryo. Arch. Mikrosk. // Anat. 1887. V.29. P. 157-212.

Rowing B.A., Jonathan Wells, Mike Wu, John C. Gerhart, Randall T. Moon and Carolyn A. Larabell. Microtubule-mediated transport of organelles and localization of p-catenin to the future dorsal side of Xenopus eggs // Developmental Biology. 1997. V.94. P. 1224-1229.

Rozanova N.V. and Bozhkova V.P. Formation of the blastoderm basal layer in the loach and zebrafish embryos during the yolk synsytial layer development. // Rus. J. of Dev. Biol. 1995. V. 26 P.437-445.

Ruiz I., Altaba A., Roelink H., Jessel T.M. Restriction to floor plate induction by hedgehog and winged-hellix genes in the neural tube of frog embryos // Mol. Cell Neurosci. 1995. V. 6. P. 106-121.

Saez J., Connor J. Spray D. and Bennett M. Hepatocyte gap junctions are permeable to the second messenger, inositol 1,4,5-triphosphate, and to calcium ions// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989. V.86. P.2707-2712.

Sakai M. The vegetal determinants required for the Spemann organizer move equatorially during the first cell cycle. // Development. 1996. V.122. P.2207-2214.

Sasai Y.Lu. B., Steinbeisser H., Geissert D., Gont L.K., De Robertis E.M. Xenopus chordin: a novel dorsaling factor activated by organizer-spectic homebox genes // Cell. 1994. V.79. P. 779-790.

Sanderson M.J, Charles A.C., Boitano S. and Dirksen E.R. Mechanisms and function of intracellular calcium signaling //Mol. Cell. Endocrinol. 1994. V.98. P.173-187.

Sargent T.D., Jamlich M. and Dawid I. Cell interactions and the control of gene activity during early development of Xenopus laevis // Dev. Biol. 1986. V.114. P.238-246.

Saxen L. Neural induction // Int. J. Dev. Biol. 1989. V.33. P. 21-48.

SchneiderS., Steinbeisser H., Warga R. and Hausen P. p-catenin translocation into nuclei demarcates the dorsalizing centers in frog and fish embryos // Mech. Devel. 1996. V.57. P.191-198.

Schulte-Merker S., Ho R., Herrman B. and Nusslein-Volhard C. The protein product of zebrafish homologue of the mouse T gene is expressed in nuclei of the germ ring and the notochord of the early embryo // Develop. 1992. V.116. P.1021-1032.

Schulte-Merker S., Hammerschmidt M., Cho K.W., DeRobertis E.M. and Nusslein-Volhard C. Expression of zebrafish goosecoid and notail gene products in wild type and mutant notail embryos // Develop. 1994. V. 120. P. 843-852.

Schwartzmann G., Wiegandt H., Rose B., Zimmerman A., Ben-Haim D. and Loewenstein W.R. The diameter of the cell-to-cell junctional membrane channels, as probed with neutral molecules // Science. 1981. V.213. P.551-553.

Serras F., Kuthreiber W., Kruk M. and van den Biggelaar J. Communication compartments in molluscan embryos// Cell Biol. Int. Rep. 1985. V.9. P.8-26.

Sharf S., Gerhart J. Axis determination in the eggs of Xenopus laevis: A critical period before first cleavage, identified by the common effects of cold, pressure, and ultraviolet irradiation // Dev. Biol. 1983. V.99. P.75-87.

Sheridan J.D. Electrophysiological evidence for low resistance intercellular junctions in the early chicken embryo // J/ Cell Biol. 1968. V. 37. P. 650-653.

Shih J. and Fraser S.E. Characterizing the zebrafish organizer: microsurgical analysis at the early-shield stage // Development. 1996. V. 122. P. 1313-1322.

Shih J. and Fraser S.E. The distibution of tissue progenitors within the shield region of the zebrafish gastrula // Development. 1995. V. 121. P.2755-2765.

Sive H.L. The frog prince-ss: a molecular formula for dorsoventral patterning in Xenopus. //Genes Dev. 1993. V.7. P. 1-12.

Slack J.M.W. and Isaacs H.V. // Development. 1989. V. 105. P.147-153.

Slack J.M.W. The nature of the mesoderm inducing signal in Xenopus: a transfilter induction study // Develop. 1991. V.113. P.661-671.

Slack J.M.W. Inducing factors in Xenopus efrly embryos // Curr. Biol.1994. V.4. P.116-126.

Slack C., Warner A.E. & Warren R.L. The distribution of sodium and potassium in amphibian embryos during early development // J. Physiol. 1973. V.232. P.297-312.

Smith J.C., Dale L.. and Slack J.M.W. Cell lineage labels as region-specific markers in the analysis of inductive interactions // J. Embryol. Exp. Morphol. 89 Supplement. 1985. P. 317-331.

Smith J.L., Gesteland K.M. and Schoenwolf G.C. Prospective fate map of the mouse primitive streak at 7.5 days of gestation // Dev. Dynamics. 1994. V.201. P. 279-289.

Smith W.C. and Harland R.M. Injected Xwnt-8 RNA acts early in Xenopus embryos to promote formation of a vegetal dorzalizing centre // Cell. 1991. V.67. P. 753-765.

Smith W.C. and Harland R.M. Expression cloning of noggin, a new dorsalizing factor localised to the Spemann organiser in Xenopus embryos // Ceil. 1992. V.70. P.828-840.

Smith W.C., McKendry R., Ribisi R.J. and Harland R.M. A nordal-related gene defines a physical and functional domain within the Spemann organizer // Cell. 1995. V.82. P. 37-46.

Sokol S.Y. Analysis of Dishevelled signaling pathways during Xenopus development // Curr. Biol. 1996. V.6. P.1456-1467.

Sokol S.Y., Klingensmith J., Perrimon N. and Ito S. Dorzalizing and neuralizing properties of Xdsh. A maternally expressed Xenopus homologue of dishevelled. Development. 1995. V.121. P.1637-1647.

Spemann H. and Mangold H. Uber Induktion von Embryonalanlagen durch Implantation artfremder Organisatoren // Roux' Arch Dev Biol. 1924. V.100. P. 599-638.

Spemann H. and Mangold H.P. Induction of embryogenic primordia by the implantation of organiser from different species. //1924. In: B. Wilier and J.M. Oppenheimer (eds.), foundations of Experimental Embryology. 1974. Hafner, New York, P. 144-184.

Stack J.M.W., Isaacs H.V. and Darlington B.G. Inductive effects of fibroblast growth factor and lithium ion on Xenopus blastula ectoderm // Development. 1988. V.103. P.581-590.

Stachel S., Grunwald D. and Myers P. Lithium perturbation and goosecoid expression identify a dorsal specification pathway in the pregastrula zebrafish // Develop. 1993. V.117. P.1261-1274.

Steinberg T.N.,Civitelli R., Geist S., Robertson T., Hick E., Veenstra R.D., Wang H-Z., Warlow P.M., Westphale E.M., Laing J.G. and Beyer E.C. Connexin 43 and connexin 45 form gap junctions with different molecular permeabilities in osteoblastic eels// EMBO J. 1994. V.13. P.744-750.

Suzuki A., Thies R.S., Yamaji N., Song, J.J., Wozney J.M., Murakami, K and Ueno, N. A trunscated bone morphogenetic protein receptor affects dorsal-ventral patterning in the early Xenopus embryo // Proc. Natl. Acad. Sci. USA . 1994.V.91. P.10255-10259.

Symes K. and Smith J.C. Gastrulation movements provide an early marker of mesoderm induction in Xenopus laevis// Development. 1987. V. 101 P.339-349.

Takeichi M. Cadherin cell adhesion receptors as a morphogenic regulator // Science. 1991. V.251. P.1451-1455.

Talbot W., Trevarrow B., Halpern M., Melby A., Farr G., Postlethwait J., Jowett T., Kimmel C. and Kimmelman D. A homeobox gene essential for zebrafish notochord development // Nature. 1995. V.378. P.150-157.

Thisse C., Thisse T., Schilling T.F. and Postlethwait J.H. Structure of the zebrafish snaill gene and its expression in wild-type, spadetail and no tail mutant embryos//Develop. 1993. V.119. P.1203-1205.

Thomas R.L. Yolk distribution and utilisation during early development of a teleost embryo Branchydanio rerio // J.EmbryoI.Exptl. Morph. 1968. V.19 P.203-215.

Thomsen G.H. and Melton D.A. Processed Vg1 protein is an axial mesoderm inductor in Xenopus // Cell. 1993. V.74. P.433-441.

Thomsen G.H., Woolf T., Whitman M., Sokol S., Vaughan J., Vale W. and Melton D.A. Activins are expressed early in Xenopus embryogenesis and can induce axial mesoderm and anterior srtuctures//Cell. 1990. V.63. P.485-493.

Tiedemann H., Lottspeich F., Davids M., Knochel S., Hoppe P.,and Tiedemann H. The vegetalizing factor - a member of the evolutionary highly conserved activin family // FEBS Lett. 1992. V.300. P. 123-126.

Timmermans L.P.M. Early development and differentation in fish // Sarcia. 1987. V. 72. P. 331-339.

Toivonen S. Transmission problem in primary induction // Differ. 1979. V.15. P.177-181.

Townes P. and Holtfreter J. Derected movements and selective adhesion of embrionic amphibian cells // J. Exptl. Zool. 1995. V.128. P.53-120.

Trinkaus J. The midblastula transition, the YSL transition and the onset of gastrulation in Fundulus // Suppl. Develop. 1992. P.75-80.

Trinkaus J. P. Procurement, maintenance and use of Fundulus eggs. In: Methods in Developmental Biology. F.h. Wilt and N.K. Wessels, eds.//Crowell. New York. 1967. P.113-122.

Van den Biggelaar J. and Serras F. Determenative decisions and dye-coupling changes in the molluscan embryo. In "Gap Junctions", ed. Gilula, N., Alan R. Liss., N.Y. 1988. P.483-493.

Veenstra R.D., H.-Z. Wang E.M. Westphale and E.C. Beyer. Multiple connexins distrinct regulatory and conductance properties of gap junctions in developing heart. // Circ. Res. 1992. V.71. P.1277-1283.

Veenstra R.D., H.-Z. Wang E.C. Beyer and P.R. Bunk. Selective dye and ionic permeability of gap junctions formed by connexin 45. // Circ. Res. 1994. V.75, P. 483-490.

Vincent J.P., Oster G.F., Gerhart J.C. Kinematics of gray crescent formation in Xenopus eggs. The displacement of subcortical cytoplasm relative to the egg surface // Dev. Biol. 1986. V. 113. P. 484-500.

Vize P.D. DNA sequences mediating the transcriptional response of the mix 2 homebox gene to mesoderm induction // Dev. Biol. 1996. V.177. P. 223-226.

Von Dassow, G., Schmidt J.E. and Kimelman D. Induction of the Xenopus organizer: expression and regulation of Xnot, a novel FGF and activin-regulated homeo box gene // Genes Dev. 1993. V.7 P. 355-66.

Waltzman M., Spray D.// Progress in Cell Research./ Ed. Kanno Y., Kataoka K., Shiba Y., Shibata Y., Shimazu T. Amsterdam: Elsevier, 1995 V.4 P.9-20

Warga R.M. and Kimmel C.B. Cell movements during epiboly and gastrulation in zebrafish // Development. 1990. V.108. P. 569-580.

Watabe T., Kim S., Candia A., Rothbacher U., Hashimoto C., Inoue K. and Cho, K.W.Y. Molecular mechanisms of Spemann's organizer formation: conserved growth factor synergy between Xenopus and mouse // Genes Dev. 1995. V.9. P.3038-3050.

Weir M.P., Lo S.W. Gap junction cjmmunication compartments in the Drosophila wing imaginal disc// Devel. Biol. 1984. V. 102. P. 130-141.

White T.W., R. Bruzzone, S. Wolfarm, D.L. Paul, and D.A. Goodenough. Selective interactions among the multiple connexin proteins expressed in the vertebrate lens: the second extra cellular domain is a determination between connexins // J. Cell Biol. 1994. V.125. P. 879-892.

White T„ Paul D., Goodenough D., Bruzzone R. // Mol. Biol. Cell. 1995. V.6. P.459-

470.

Wilson H.V. and Hemmati-Brivanlou A. Induction of epidermis and inhibition of neural fate by BMP-4 // Nature. 1995. V.376. P.331-333.

Wilson H.V. The embryology of the sea bass // Bull. U.S. Fish. Comm. 1891. V.9. P.209 - 277.

Wilson H.V. The embryology of sea-bass (Serranus atrarius) // Bull. U. S. Fish. Comm. 1889. V.9. P.209-278.

Wilson,V., Manson L., Skarnes.W.C. and Beddington R.S. the T-gene is necessary for normal mesodermal morphogenetic cell movements during gastrulation // Development 1995. V.121. P. 877-886.

Wolszon L.R., Render V., Kater S.B., Macagno E.R. Calcium wave fronts that cross gap junctions may signal neuronal death during development // J. Neurosci. 1994. V.14. P. 3437-3448.

Wylie C., Kofron M., Payne,C., Anderson R., Hosobuchi M., Soseph E. and Heasman S. Maternal p-catenin establishes a 'dorsal signal' in early Xenopus embryos // Development. 1996. V. 122 P.2987-2996.

Yamada T., Placzek,M., Tanaka H., Dodd J. And Jessel T.M. Control of cell pattern in the developing nervous system: polarizing activity of the floor plate and notochord. // Cell. 1991. V. 64. P. 635-647.

Yamanaka Y., Mizuno T., Sasai Y., Kishi M., Takeda H.,Kim C.-H., Hibi M. and Hirano T. A noel homebox gene, dharma, can induce the organizer in a non-cell-autonomus manner// Genes Dev. 1998. V.12. P.2345-2353.

Yeager M., Gilula N.B. Membrane topology and quaternary structure of cardiac gap junction ijn channels//J. Mol. Biol. 1992. V. 223. P. 929-948.

Zimmer D.B., Green C.R., Evans W.h., Gilula N.B. Topological analysis of the major protein in isolated intact liver gap junctions and gap junction-derived single membrane structures//J. Biol. Chem. 1987. V. 262. P. 7751-7763.

Всего процитировано 318 работ. Из них 292 иностранных источника.