Роль механо-геометрических факторов в пространственной организации осевых дифференцировок у зародышей шпорцевой лягушки тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.05, кандидат биологических наук Корникова, Евгения Сергеевна

• Корникова, Евгения Сергеевна
• кандидат биологических наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Корникова, Евгения Сергеевна

Введение.

Обзор литературы.

1. Карты презумптивных зачатков. Гаструляция.

2. Молекулярные механизмы дифференцировки осевых зачатков при нормальном развитии зародышей Хепориз 1аеу1$.

2.1. Формирование дорсо-вентральной полярности зародыша Xenopus laevis.

2.2. Молекулярные механизмы образования центра Ныокупа и BNCE центра. Мезодермальная индукция.

2.3. Формирование Шпемановского организатора. Нейралъная индукция и модель двойного ингибирования.

2.4. Формирование нервной пластинки. Экспрессия у Xenopus ранних нейральных маркеров.

2.5. Генетические взаимодействия при формировании осевой мезодермы у Xenopus.

2. б. Формирование передне-задней полярности зародыша. Роль неканонического сигнального пути Wnt Planar Cell Polarity в формировании передне-задней оси.

2.7. Экспрессия маркера передних нейральных структур, гена Otx2, в раннем развитии зародышей Xenopus.

2.8. Роль молекул внеклеточного матрикса в регуляции коллективных клеточных движений при гаструляции.

3. Роль механических напряжений в развитии.

3.1. Методы оценки механического напряжения. Механические напряжения в раннем развитии амфибий.

3.2. Молекулярные механизмы механотрансдущии.

3.3. Механозависимая экспрессия генов.

Материалы и методы.

Материалы.:.

1.1. Реактивы

1.2. Ферментные препараты.

1.3. Лабораторное оборудование.

1.4. Лабораторные животные.

1.5. Буферы и растворы.

1.6. Микробиологические среды.

1.7. Предоставленные плазмиды.

2. Методы.

2.1. Получение зародышей.

2.2. Микрохирургические операции и культивирование оперированных зародышей.

2.3. Тестирование механических напряжений.

2.4. Маркировка клеточных движений.

2.5. Фиксация эмбрионов.

2.6. Синтез гибридизационных зондов. 2.1. Процедура in situ гибридизации.

2.8. Гистологическая обработка.

2.9. Морфометрические измерения.

2.10. Статистические расчеты.

Результаты.

1. Результаты ортотопной трансплантации СБО на стадии ранней-средней гаструлы.

1.1 . Изменение паттернов механических напряжений, вызванных ортотопной трансплантацией СБО.

1.2 . Морфология зародышей с ортотопно трансплантированной СБО.

1.3 . Перемещение ФДА-меченого материала СБО и вентральной области у оперированных зародышей.

1.4 . Паттерны экспрессии тканеспецифичных генов у зародышей с ортотопно трансплантированной СБО.

2. Результаты операций по искусственному изгибанию двойных эксплантатов СБО.

1.1. Наблюдение за развитием двойных эксплантатов СБО после изгибания.

1.2. Гистологическое исследование изменения форм клеток в двойных эксплантатах СБО в первые часы после изгиба.

1.3. Тестирование механических напряжений в изогнутых двойных эксплантатах СБО.

1.4. Паттерны экспрессии тканеспецифичных генов в изогнутых двойных эксплантатах СБО.

Обсуждение

1. Обсуждение результатов экспериментов по ортотопной трансплантации

1.1. Ортотопная трансплантация СБО приводила к релаксации напряжений в маргинальной зоне и перемещению основного узла натяжений с СБО на вентральную сторону.

1.2. Движения латеро-медиалыюй интерполяции клеток при гаструляции зависят от полей механических натяжений.

1.3. Для правильной закладки и ориентации осевых структур необходимы нормальные клеточные движения в период гаструляции.

2. Обсуждение результатов операций по искусственному изгибанию двойных эксплантатов СБО.

2.1. Направление дифференцировки клеток СБО по нейральному или мезодермалыюму пути зависит от механо-геометрических условий в местах их расположения.

2.2. Альтернативные интерпретации полученных результатов.

2.3. Принципиальное сходство механо-геометрических условий в изогнутых эксплантатах и у нормальных зародышей при нейруляции.

3. Структурные сходства экспериментальных образцов и зародышей других групп могут указывать на устойчивость формообразующих механизмов в эволюции.

Выводы

Благодарности

Список сокращений

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Роль механо-геометрических факторов в пространственной организации осевых дифференцировок у зародышей шпорцевой лягушки»

Вопросы, связанные с механизмами формирования осевых структур организма в период раннего эмбриогенеза, являются важнейшими вопросами классической биологии развития. На сегодняшний день на модели зародышей амфибий показано, что разметка будущих осевых структур обеспечивается благодаря возникающим- еще до начала гаструляции градиентам растворимых факторов, таких как noggin, chordin, follistatin, BMP и др. (De Robertis et al., 2009). Кроме того, важную роль в данных процессах играют клеточные движения конвергентной интеркаляции, основным центром которых является область, расположенная над дорсальной губой бластопора, или супрабластопоральная область (СБО). Движения конвергентной интеркаляции совершаются клетками зародыша в направлении, перпендикулярном средней линии СБО, и приводят к его продольному вытяжению. При этом если бы к началу гаструляции направление клеточной дифференцировки было определено окончательно, функция данных движений сводилась бы лишь к распределению клеток, в зависимости от их свойств, в пределах организма. Однако, судя по результатам ряда работ (Beloussov et al., 1988; Keller and Danilchik, 1988; Zaraisky, 1991), в действительности ситуация представляется значительно сложнее, а вопрос о том, каким образом определяется направление интеркаляционных движений, все еще остается открытым.

Относительно новой областью в биологии развития стало исследование механических факторов, которые, как показано в многочисленных исследованиях (Reilly and Engler, 2010; Farge, 2003; Beloussov et al., 2006; Yang et al., 2000; Allioux-Guerin et al., 2009 и др.), наряду с химическими участвуют в пространственной организации и дифференцировке клеточных структур. Моделью в таких работах служат как отдельные клеточные культуры, так и развивающиеся организмы в целом. При этом клетка рассматривается как механически напряженная система, способная оказывать силовое воздействие на окружающие структуры, а также воспринимать подобный сигнал извне (Mammoto and Ingber, 2009). В настоящее время описаны пути передачи силового сигнала с поверхности клетки или его создания самой клеткой, а также взаимосвязь этих процессов с генетической экспрессией (Wang et al., 2009). В связи с вышеизложенным, большой научный интерес представляет экспериментальное изучение роли механо-геометрических изменений, сопровождающих развитие организма и дифференцировку его клеток.

Исследования по передаче клетками механических сигналов имеют не только фундаментальное, но и прикладное значение. Во-первых, нарушения данных систем могут служить причинами разного рода патологий (Ingber, 2003), в том числе заболеваний сердечнососудистой системы, нарушений опорно-двигательного аппарата, онкологической трансформации и др. Кроме того, продемонстрирована решающая роль механических условий при определении направления дифференцировки стволовых клеток (McBeath et al., 2004).

Основной задачей настоящей работы было исследование классических вопросов биологии развития, связанных с дифференцировкой осевых зачатков, принимая во внимание возможную роль механических факторов в регуляции данных процессов. Хорошо известно, что начальные этапы формирования осевых зачатков сопровождаются сложной структурной реорганизацией тканей зародыша. В первую очередь, это латеро-медиальная интеркаляция клеток и интенсивное продольное вытяжение нейроэктодермы, хордомезодермы и мезодермы сомитов. Во-вторых, это последовательные активные и пассивные сокращения и растяжения участков данных тканей в ходе образования нервной трубки (Jacobson and Gordon, 1976).

Касательно первой группы процессов необходимо отметить исследования, в которых наблюдали нарушения упорядоченности осевых структур у зародышей амфибий вследствие релаксации напряжений на стадии гаструлы (Beloussov et al., 1994), а также переориентацию интеркаляционных движений в ответ на искусственное растяжение СБО в направлении, перпендикулярном передне-заднему (Beloussov et al., 1988). Относительно второй группы процессов, в научных публикациях не' раз встречались свидетельства формирования у различных экспериментальных образцов нейральных закладок на вогнутых и, возможно, подвергавшихся сжатию областях, а мезодермальных - на выпуклых, возможно, подвергавшихся растяжению (Spemann, 1936; Saxen and Toivonen, 1963; Saint-Jeannet et al., 1994 и др.). Данные наблюдения порождают вопрос о зависимости дифференцировки тканей осевых структур от механо-геометрических условий, в которых находятся их клетки-предшественники. В частности, важно выяснить, какова роль механических факторов при определении направлений движений конвергентной интеркаляции и взаимного расположения и ориентации осевых зачатков в пространстве.

В качестве удобной модели для изучения и оценки молекулярных и физических факторов, участвующих в морфогенезе и дифференцировке клеток, в экспериментальной эмбриологии успешно используется зародыш шпорцевой лягушки Xenopus laevis. С одной стороны, для данного объекта разработан обширный ряд методик, позволяющих 6 исследовать эти процессы. С другой стороны, в силу высокого консерватизма базовых механизмов раннего эмбриогенеза, результаты, полученные на Хепорш, могут быть в той или иной степени перенесены на других представителей группы позвоночных.

Обзор литературы

Заключение диссертации по теме «Биология развития, эмбриология», Корникова, Евгения Сергеевна

Выводы.

1. Ортотопная трансплантация (ретрансплантации) участка супрабластопоральной области (СБО) у зародышей Хепория 1аеу1я на стадии ранней-средней гаструлы приводила к релаксации механических напряжений в маргинальной зоне и перемещению основного узла натяжений с СБО на вентральную сторону.

2. В результате у оперированных зародышей полностью изменялось направление клеточных интеркаляционных движений: они были подавлены в СБО, но вместо этого возникали в области боковых губ бластопора и в направлении вентральной средней линии. Следовательно, в определении локализации и направления латеро-медиальной интеркаляции важную роль играют поля механических натяжений.

3. Судя по паттернам экспрессии нейральных и мезодермальных генов, для правильной пространственной организации осевых структур необходимы нормальные клеточные движения в период гаструляции и нейруляции, и, в первую очередь, движения латеро-медиальной интеркаляции. В отсутствие нормальных движений вариабельность в расположении и площади закладок осевых структур возрастает. С другой стороны, осевые дифференцировки обладают высокой лево-правой симметрией и по этому признаку устойчивы к добавлению клеточного материала иного дорсо-вентрального уровня.

4. Пассивное сжатие/растяжение двойных эксплантатов СБО зародышей Хепорт 1ае\18 на стадии ранней-средней гаструлы в течение более чем 30 мин. могли вызывать активный ответ со стороны их клеток. В области сжатия формировалась впадина, клетки, окружающие её принимали колбовидную форму, а сам участок сокращался. Растянутый участок продолжал вытягиваться, создавая дополнительное активное давление на сжатую сторону.

5. На более поздних сроках (соответствующих стадиям поздней нейрулы-хвостовой почки) вне зависимости от направления изгибания относительно передне-задней оси наблюдали статистически значимое преимущественное расположение нейральных закладок на вогнутых участках СБО, подвергавшихся сжатию, а мезодермальных - на более растянутых, обращенных к выпуклой стороне участках.

6. Для формирования и нормального взаиморасположения нейральных и мезодермальных осевых дифференцировок необходимо возникновение правильных паттернов активного и пассивного сжатия/растяжения. Отмечается сходство этих паттернов в изогнутых двойных эксплантатах СБО и при нормальных нейруляционных движениях.

Благодарности.

Автор выражает благодарность:

- сотрудникам и аспирантам лаборатории биофизики развития кафедры эмбриологии биологического факультета МГУ, а также лаборатории молекулярной биологии развития ИМБ РАН за помощь, оказанную при выполнении данной работы и любезно предоставленные материалы;

- научному руководителю, зав. лаб. биофизики развития, Белоусову Л.В. за научное руководство, содействие и помощь, как при выполнении экспериментальной части работы, так и в процессе работы над текстом и оформлением диссертации.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Корникова, Евгения Сергеевна, 2010 год

1. Белоусов JI.B. 2005. Основы общей эмбриологии (3-е издание, переработанное и дополненнное) // М.: Изд-во МГУ-Наука.

2. Белоусов JI.B., Лучинская Н.Н., Зарайский А.Г. Тензотаксис — коллективное движение эмбриональных клеток вверх по градиентам механических натяжений // Онтогенез. 1999. Т. 30. С. 346-352.

3. Дондуа А.К. 2005. Биология развития // СПб.: Изд-во С.-Петерб. ун-та.

4. Зарайский А.Г. Самоорганизация при определении размера осевых структур в эмбриогенезе шпорцевой лягушки // Онтогенез. 1991. Т. 22. С. 365-374.

5. Antia М., Baneyx G., Kubow К.Е., Vogel V. Fibronectin in aging extracellular matrix fibrils is progressively unfolded by cells and elicits an enhanced rigidity response // Faraday Discuss. 2008. V. 139. P. 229-249.

6. Barrett K., Leptin M., Settleman J. The Rho GTPase and a putative RhoGEF mediate a signaling pathway for the cell shape changes in Drosophila gastrulation // Cell. 1997. V. 91. P. 905-915.

7. Beloussov L.V. and Lakirev A.V. Generative rules for the morphogenesis of epithelial tubes//J. Theor. Biol. 1991. V. 152. P. 455-468.

8. Beloussov L.V. Mechanics of animal development // Riv. Biol. 1990. V. 83. P. 303-322.

9. Beloussov L.V., Dorfman J.G., Cherdantzev V.G. Mechanical stresses and morphological patterns in amphibian embryos // J. Embryol. Exp. Morphol. 1975. V. 34. P. 559-574.

10. Beloussov L.V., Lakirev A.V., Naumidi I.I. The role of external tensions in differentiation of Xenopus laevis embryonic tissues // Cell Differ. Dev. 1988. V. 25. P. 165-176.

11. Beloussov L.V., Lakirev A.V., Naumidi I.I., Novoselov V.V. Effects of relaxation of mechanical tensions upon the early morphogenesis of Xenopus laevis embryos // Int. J. Devel. Biol. 1990. V. 34. P. 409-419.

12. Beloussov L.V., Louchinskaia N.N., Stein A.A. Tension-dependent collective cell movements in the early gastrula ectoderm of Xenopus laevis embryos // Dev. Genes Evol. 2000. V. 210. P. 92-104.

13. Beloussov L.V., Saveliev S.V., Naumidi I.I., Novoselov V.V. Mechanical stresses in embryonic tissues: patterns, morphogenetic role, and involvement in regulatory feedback // Int. Rev. Cytol. 1994. V. 150. P. 1-34.

14. Beiigtson S. Teasing fossils out of shales with cameras and computers // Pal. Elect. 2000. V. 3.P. 1-14.

15. Bergstrom D.E., Young M., Albrecht K.H., Eicher E.M. Related function of mouse SOX3, SOX9, and SRY HMG domains assayed by male sex determination // Genesis. 2000. V. 28. P. 111-124.

16. Boucaut J.C. and Darribere T. Fibronectin in early amphibian embryos. Migrating mesodermal cells contact fibronectin established prior to gastrulation // Cell Tissue Res. 1983. V. 234. P. 135-145.

17. Bray D. Axonal growth in response to experimentally applied mechanical tension // Dev. Biol. 1984 V. 102. P. 379-389.

18. Brott B.K. and Sokol S.Y. A vertebrate homolog of the cell cycle regulator Dbf4 is an inhibitor of Wnt signaling required for heart development // Dev. Cell. 2005. V. 8. P. 703-715.

19. Chang C. and Harland R.M. Neural induction requires continued suppression of both Smadl and Smad2 signals during gastrulation // Development. 2007. V. 134. P. 38613872.

20. Chanoine C. and Hardy S. Xenopus muscle development: from primary to secondary myogenesis // Dev. Dyn. 2003 V. 226. P. 12-23.

21. Chen J.Y. 'The sudden appearance of diverse animal body plansduring the Cambrian explosion // Int. J. Dev. Biol. 2009. V. 53. P. 733-751.

22. Choi S.C. and Han J.K. Xenopus Cdc42 regulates convergent extension movements during gastrulation through Wnt/Ca2+ signaling pathway // Dev. Biol. 2002. V. 244. P. 342-357.

23. Christen B. and Slack J.M. Spatial response to fibroblast growth factor signaling in Xenopus embryos//Development. 1999. V. 126. P. 119-125.

24. Colas J.F. and Schoenwolf G.C. Towards a cellular and molecular understanding of neurulation // Dev. Dyn. 2001. V. 221. P. 117-145.

25. Conlon F.L. and Smith J.C. Interference with brachyury function inhibits convergent extension, causes apoptosis, and reveals separate requirements in the FGF and activin signalling pathways // Dev. Biol. 1999. V. 213. P. 85-100.

26. Darken R.S., Scola A.M., Rakeman A:S., Das G., Mlodzik M., Wilson P.A. The planar polarity gene strabismus regulates convergent extension movements in Xenopus // EMBO J. 2002 V. 21. P. 976-985.

27. Davidson L.A., Keller R., DeSimone D.W. Assembly and remodeling of the fibrillar fibronectin extracellular matrix during gastrulation and neurulation in Xenopus laevis // Dev. Dyn. 2004. V. 231. P. 888-895.

28. De Robertis E.M. and Kuroda H. Dorsal-ventral patterning and neural induction in Xenopus embryos // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 2004. V. 20. P. 285-308.

29. Delaune E., Lemaire P., Kodjabachian L. Neural induction in Xenopus requires early FGF signalling in addition to BMP inhibition // Development. 2005. V. 132. P. 299-310.

30. Farge E. Mechanical induction of Twist in the Drosophila foregut/stomodeal primordium // Curr. Biol. 2003. V. 13. P. 1365-1377.

31. Fuerer C., Nüsse R., Ten Berge D. Wnt signalling in development and disease. Max Delbrück Center for Molecular Medicine meeting on Wnt signaling in Development and Disease // EMBO Rep. 2008. V. 9. P. 134-138.

32. Gao C. and Chen Y.G. Dishevelled: The hub of Wnt signaling // Cell Signal. 2010. V. 22. P. 717-727.

33. Germain S., Howell M., Esslemont G.M., Hill C.S. Homeodomain and winged-helix transcription factors recruit activated Smads to distinct promoter elements via a common Smad interaction motif// Genes Dev. 2000. V. 14. P. 435-451.

34. Goto T., Davidson L., Asashima M., Keller R. Planar cell polarity genes regulate polarized extracellular matrix deposition during frog gastrulation // Curr. Biol. 2005. V. 15. P. 787-793.

35. Gotoh N., Muroya K., Hattorf S., Nakamura S., Chida K., Shibuya M. The SH2 domain of She suppresses EGF-induced mitogenesis in a dominant negative manner // Oncogene. 1995 V. 11 P. 2525-2533.

36. Gove C., Walmsley M., Nijjar S., Bertwistle D., Guille M., Partington G., Bomford A., Patient R. Over-expression of GATA-6 in Xenopus embryos blocks differentiation of heart precursors // EMBO J. 1997. V. 16. P. 355-368.

37. Granholm N.M. and Baker J.R. Cytoplasmic microtubules and the mechanism of avian gastrulation//Dev. Biol. 1970. V. 23. P. 563-584.

38. Grunz H., Schuren C., Richter K. The role of vertical and planar signals during the early steps of neural induction // Int. J. Dev. Biol. 1995. V. 39. P. 539-543.

39. Guth S.I. and Wegner M. Having it both ways: Sox protein function between conservation and innovation// Cell Mol. Life Sci. 2008 V. 65. P. 3000-3018.

40. Habas R., Kato Y., He X. Wnt/Frizzled activation of Rho regulates vertebrate gastrulation and requires a novel Formin homology protein Daaml // Cell. 2001. V. 107. P. 843-854.

41. Hall A. Rho GTPases and the actin cytoskeleton // Science. 1998. V. 279. P. 509-514.

42. Harland R.M. In situ hybridization: an improved whole-mount method for Xenopus embryos // Methods Cell Biol. 1991. V. 36. P. 685-695.

43. Harland R.M., Gerhart J. Formation and function of Spemann's organizer // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 1997. V. 13. P. 611-667.

44. Heasman J. Patterning the early Xenopus embryo // Development. 2006. V. 133. P. 12051217.

45. Hemmati-Brivanlou A. and Thomsen G.H. Ventral mesodermal patterning in Xenopus embryos: expression patterns and activities of BMP-2 and BMP-4 // Dev. Genet. 1995. V. 17. P. 78-89.

46. Hongo I., Kengaku M., Okamoto H. FGF signaling and the anterior neural induction in Xenopus // Dev. Biol. 1999. V. 216. P. 561-581.

47. Hynes R.O., Lively J.C., McCarty J.H., Taverna D., Francis S.E., Hodivala-Dilke K., Xiao Q. The diverse roles of integrins and their ligands in angiogenesis // Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 2002. V. 67. P. 143-153.

48. Ingber D.E. Mechanobiology and diseases of mechanotransduction // Ann. Med. 2003. V. 35. P. 564-577.

49. Jacobson A.G. and Gordon R. Changes in the shape of developing vertebrate nervous system analysed experimentally, mathematically and by computer simulation // J. Exp. Zool. 1976. V. 197. P. 191-246.

50. Keller R. and Danilchik M. Regional expression, pattern and timing of convergence and extension during gastrulation of Xenopus laevis // Development. 1988. V. 103. P. 193209.

51. Keller R.E. An experimental analysis of the role of bottle cells and the deep marginal zone in gastrulation of Xenopus laevis // J. Exp. Zool. 1981. V. 216. P. 81-101.

52. Keller R.E. The cellular basis of amphibian gastrulation // Int. J. Devel. Biol. 1986. V. 45. P. 241-327.

53. Keller R.E., Cooper M.S., Danilchik M., Tibbetts P., Wilson P.A. Cell intercalation during notochord development in Xenopus laevis // J. Exp. Zool. 1989. V. 251. P. 134154.

54. Keller R.E., Danilchik M., Gimlich R., Shih J. The function and mechanism of convergent extension during gastrulation of Xenopus laevis // J. Embryol. Exp. Morphol. 1985. V. 89. P. 185-209.

55. Keller R.E., Jansa S. Xenopus Gastrulation without a blastocoel roof // Dev. Dyn. 1992. V. 195. P. 162-176.

56. Khokha M.K., Yeh J., Grammer T.C., Harland R.M. Depletion of three BMP antagonists from Spemann's organizer leads to a catastrophic loss of dorsal structures // Dev. Cell. 2005. V. 8. P. 401-411.

57. Kimelman D. Mesoderm induction: from caps to chips // Nat. Rev. Genet. 2006. V. 7. P. 360-372.

58. Koyano S., Ito M., Takamatsu N., Takiguichi S., Shiba T. The Xenopus Sox3 gene expressed in oocytes of early stages // Gene. 1997. V. 188. P. 101-107.

59. Krain B. and Nordheim A. Artefactual gene induction during preparation of Xenopus laevis animal cap explants // Int. J. Devel. Biol. 1999. V. 43. P. 563-566.

60. Kuroda H., Wesseley O., De Robertis E.M. Neural induction in Xenopus: requirement for ectodermal and endomesodermal signals via Chordin, Noggin, P-Catenin and Cerberus // PLoS. Biol. 2004. V. 2. P. 625-634.

61. LaBonne C., Burke B., Whitman M. Role of MAP kinase in mesoderm induction and axial patterning during Xenopus development // Development. 1995 V. 121. P. 14751486.

62. Launay C., Fromentoux V., Shi D.L., Boucaut J.C. A truncated FGF receptor blocks neural induction by endogenous Xenopus inducers // Development. 1996. V. 122. P. 869• 880.

63. Lee J.Y. and Harland R.M. Actomyosin contractility and microtubules drive apical constriction in Xenopus bottle cells // Dev. Biol. 2007. V. 311. P. 40-52.

64. Mackay D.J. and Hall A. Rho GTPases // J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 20685-20688.98

65. Manning M.L., Foty R.A., Steinberg M.S., Schoetz E.M. Coaction of intercellular adhesion and cortical tension specifies tissue surface tension // Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 2010. V. 107. P. 12517-12522.

66. Marsden M. and DeSimone D.W. Regulation of cell polarity, radial intercalation and epiboly in Xenopus: novel roles for integrin and fibronectin // Development. 2001. V. 128. P. 3635-3647.

67. Miller J.R. and Moon R.T. Signal transduction through (3-Catenin and specification of cell fate during embryogenesis // Genes Dev. 1996. V. 10. P. 2527-2539. '

68. Miller J.R. The Wnts // Genome Biol. 2002. V. 3. P. 1-15.

69. Mohun T.J., Brennan S., Dathan N., Fairman S., Gurdon J.B. Cell type-specific activation of actin genes in the early amphibian embryo // Nature. 1984. V. 311. P. 716-721.

70. Mohun T.J., Garrett N., Gurdon J.B. Upstream sequences required for tissue-specific activation of the cardiac actin gene in Xenopus laevis embryos // EMBO J. 1986. V. 5. P. 3185-3193.

71. Morini R. and Becchetti A. Integrin receptors and ligand-gated channels // Adv. Exp. Med. Biol. 2010. V. 674. P. 95-105.

72. Nakatsuji N., Smolira M.A., Wylie C.C. Fibronectin visualized by scanning electron microscopy immunocytochemistry on the substratum for cell migration in Xenopus laevis gastrulae // Dev. Biol. 1985. V. 107. P. 264-268.

73. Nentwich O., Dingwell K.S., Nordheim A., Smith J.C. Downstream of FGF during mesoderm formation in Xenopus: the roles of Elk-1 and Egr-1 // Dev. Biol. 2009 V. 336. P. 313-326.

74. Niehrs C., Keller R.E., Cho K., De Robertis E.M. The homeobox gene goosecoid controls cell migration in Xenopus embryos // Cell. 1993. V. 72. P. 491-503.

75. Nieuwkoop P.D. and Faber J. Normal Table of Xenopus laevis (Daudin) // North-Holland Publ. Co., Amsterdam. 1967.

76. Ninomiya H., Elinson R.P., Winklbauer R. Antero-posterior tissue polarity links mesoderm convergent extension to axial patterning // Nature. 2004. V. 430. P. 364-367.

77. Pannese M., Polo C., Andreazzoli M., Vignali R., Kablar B., Barsacchi G., Boncinelli E. The Xenopus homologue of Otx2 is a maternal homeobox gene that demarcates and specifies anterior body regions // Development. 1995. V. 121. P. 707-720.

78. Pensel R., Oschwald R., Chen Y., Tacke L., Grunz H. Characterization and early embryonic expression of a neural specific transcription factor xSox3 in Xenopus laevis // Int. J. Devel. Biol. 1997. V. 41. P. 667-677.

79. Pera E.M., Ikeda A., Eivers E., De Robertis E.M. Integration of IGF, FGF, and anti-BMP signals via Smadl phosphorylation in neural induction. // Genes Dev. 2003. V. 17. P. 3023-3028.

80. Piccolo S., Sasai Y., Lu B., De Robertis E.M. Dorsoventral patterning in Xenopus: inhibition of ventral signals by direct binding of chordin to BMP-4 // Cell. 1996. V. 86. P. 589-598.

81. Potard U.S., Butler J.P., Wang N. Cytoskeletal mechanics in confluent epithelial cells probed through integrins and E-cadherins // Am. J. Physiol. 1997. V. 272. P. 1654-1663.

82. Reilly G.S. and Engler A.J. Intrinsic extracellular matrix properties regulate stem cell differentiation // J. Biomech. 2010. V. 43. P. 45-62.

83. Reversade B., Kuroda H., Lee H., Mays A., De Robertis E.M. Depletion of Bmp2, Bmp4, Bmp7 and Spemann organizer signals induces massive brain formation in Xenopus embryos // Development. 2005. V. 132. P. 3381-3392.

84. Ribisi S. Jr., Mariani F.V., Aamar E., Lamb T.M., Frank D., Harland R.M. Ras-mediated FGF signaling is required for the formation of posterior but not anterior neural tissue in Xenopus laevis // Dev. Biol. 2000. V. 227. V. 183-196.

85. Rogers C.D., Archer T.C., Cunningham D.D., Grammer T.C., Casey E.M. Sox3 expression is maintained by FGF signaling and restricted to the neural plate by Vent proteins in the Xenopus embryo // Dev. Biol. 2008. V. 313. P. 307-319.

86. Saint-Jeannet J.P., Karavanov A.A., Dawid J.B. Expression of mesodermal markers in Xenopus laevis Keller explants // Int. J. Dev. Biol. 1994. V. 38. P. 605-611.

87. Samarin S. and Nusrat A. Regulation of epithelial apical junctional complex by Rho family GTPases // Front. Biosci. 2009. V. 14. P. 1129-1142. V

88. Saxen L. and Toivonen S. 1963. Primary embryonic induction // London: Logos Press.

89. Schier A.F. Axis formation and patterning in zebrafish // Curr. Opin. Genet. Dev. 2001 V. 11. P. 393-404.

90. Sokol S. Y. The pregastrula establishment of gene expression pattern in Xenopus embryos: requirements for local cell interactions and for protein synthesis // Dev. Biol. 1994. V. 166. P. 782-788.

91. Speman H. 1936. Experimentelle Beitrage zu einer Theorie der Entwicklung // Berlin: Springer.

92. Steinbeisser H., De Robertis E.M., Ku M., Kessler D.S., Melton D.A. Xenopus axis formation: induction of goosecoid by injected Xwnt-8 and activin mRNAs // Development. 1993. V. 122. P. 499-507.

93. Stern C.D. Initial patterning of the central nervous system: how many organizers? // Nat. Rev. Neurosci. 2001. V. 2. P. 92-98.

94. Streuli C. Extracellular matrix remodelling and cellular differentiation // Curr. Opin. Cell Biol. 1999. V. 11. P. 634-640.

95. Tada M. and Smith J.C. Xwntll is a target of Xenopus Brachyury: regulation of gastrulation movements via Dishevelled, but not through the canonical Wnt pathway // Development. 2000. V. 127. P. 2227-2238.

96. Umbhauer M., Marshall C.J., Mason C.S., Old R.W., Smith J.C. Mesoderm induction in Xenopus caused by activation of MAP kinase //Nature. 1995. V. 376. P. 5862.

97. Van der Waerden B.L. 1957. Mathematische Statistik // Berlin: Springer.

98. Vriz S., Joly C., Boulekbache H., Condamine Hi Zygotic expression of the zebrafish Sox-19, an HMG box-containing gene, suggests an involvement in central nervous system development // Mol. Brain Res. 1996. V. 40. P. 221-228.

99. Wallingford J.B. Planar cell polarity, ciliogenesis and neural tube defects // Hum. Mol. Genet. 2006. V. 15. P. R227-R234.

100. Wallingford J.B., Fraser S.E., Harland R.M. Convergent extension: the molecular control of polarized cell movement during embryonic development // Dev. Cell. 2002. V. 2. P. 695-706.

101. Wang N. and Ingber D.E. Probing transmembrane mechanical coupling and cytomechanics using magnetic twisting cytometry // Biochem. Cell Biol. 1995. V. 73. P. 327-335.

102. Wang N., Butler J.P., Ingber D.E. Mechanotransduetion across the cell surface and through the cytoskeleton // Science. 1993. V. 260. P. 1124-1127.

103. Wang N., Tytell J.D., Ingber D.E. Mechanotransduction at a distance: mechanically coupling the extracellular matrix with the nucleus // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2009. V. 10. P. 75-82.

104. Warga R.M. and Nüsslein-Volhard C. Origin and development of the zebrafish endoderm // Development. 1999. V. 126. P. 827-838.

105. Wessely O., Kim J.I., Geissert D., Tran U., De Robertis E.M. Analysis of Spemann organizer formation in Xenopus embryos by cDNA macroarrays // Dev. Biol. 2004 V. 269. P. 552-566.

106. Wilson P. and Keller R. Cell rearrangement during gastrulation of Xenopus: direct observation of cultured explants // Development. 1991. V. 112. P. 289-300.

107. Xia Y., Papalopulu N., Vogt P.K., Li J. The oncogenic potential of the high mobility group box protein Sox3 // Cancer Res. 2000. V. 60. P. 6303-6306.

108. Yamada T. Caudalization by the amphibian organizer: brachyury, convergent extension and retinoic acid // Development. 1994. V. 120. P. 3051-3062.

109. Zhang J., Houston D.W., King M.L., Payne C., Wylie C., Heasman J. The role of maternal VegT in establishing the primary germ layers in Xenopus embryos // Cell. 1998. V. 94. P. 515-524.

110. Zimmerman L.B., De Jesús-Escobar J.M., Harland R.M. The Spemann organizersignal noggin binds and inactivates bone morphogenetic protein 4 // Cell. 1996. V. 86. P.i599.606.

111. Zorn A.M., Barish G.D., Williams B.O., Lavender P., Klymkowsky M.W., Varmus H.E. Regulation of Wnt signaling by Sox proteins: XSoxl7 alpha/beta and XSox3 physically interact with beta-catenin // Mol. Cell. 1999. V. 4. P. 487-498.