МАЛЫЕ 4.5SH И 4.5SI РНК: СТАБИЛЬНОСТЬ И РЕАКЦИЯ НА КЛЕТОЧНЫЙ СТРЕСС тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат наук Татосян Карина Александровна

• Татосян Карина Александровна
• кандидат наук
• 2017

Оглавление диссертации кандидат наук Татосян Карина Александровна

Введение

Актуальность темы исследования и степень ее разработанности

Цели и задачи

Научная новизна, теоретическая и практическая значимость работы

Методология и методы исследования

Положения, выносимые на защиту

Степень достоверности и апробация результатов

Публикации

Основная часть

1. Обзор литературы

1.1. SINE

1.1.1. Структура, происхождение, эволюция и транскрипция SINE

1.1.2. Малые белок-некодирующие РНК, родственные SINE

1.1.2.1. ВС1 РНК

1.1.2.2. BC200 РНК

1.1.2.3. 4.5SH РНК

1.1.2.4. 4.5SI РНК

1.1.2.5. SnaR

1.2. Деградация РНК в клетках эукариот

1.2.1. Основные системы деградации РНК

1.2.1.1. Экзосома

1.2.1.1.1. Кофакторы ядерной экзосомы

1.2.1.1.2. Кофакторы цитоплазматической экзосомы

1.2.1.2. Экзонуклеазы Xrn

1.2.2. Механизмы деградации мРНК и других транскриптов РНК-полимеразы II

в ядре

1.2.2.1. Процессинг, контроль качества и деградация мРНК в ядре

1.2.2.2. Процессинг мя/мяк РНК

1.2.2.3. Деградация CUT дрожжей

1.2.3. Пути деградации мРНК в цитоплазме

1.2.4. Механизмы деградации короткоживущих мРНК

1.2.4.1. AMD (AU-rich element-mediated decay, ARE-mediated decay)

2

1.2.4.2. mCRD -зависимая деградация мРНК c-fos

1.2.4.3. GMD (GU-rich element-mediated decay, GRE-mediated decay)

1.2.4.4. Деградация мРНК гистонов

1.2.4.5. SMD (Staufen 1-mediated decay)

1.2.5. Механизмы деградации аберрантных мРНК

1.2.5.1. NMD (nonsense-mediated decay)

1.2.5.1.1. Деградация XUT дрожжей

1.2.5.2. NSD (nonstop decay)

1.2.5.3. NGD (no-go decay)

1.2.5.4. REMD (ribosome extension-mediated decay)

1.2.5.5. RIDD (rapid IRE1-dependent decay)

1.2.6. РНК-интерференция

1.2.7. Процессинг и контроль качества рРНК

1.2.8. Контроль качества тРНК и других транскриптов РНК-полимеразы III

1.3. Тепловой шок

1.3.1. Разрушительное воздействие теплового шока на клетку

1.3.2. Клеточный ответ на тепловой шок

1.3.2.1. Белки теплового шока

1.3.2.2. Транскрипция

1.3.2.3. Сплайсинг

1.3.2.4. Трансляция

1.3.2.5. Стабильность РНК

2. Материалы и методы

2.1. Материалы, реактивы и приборы, использованные в работе

2.1.1. Клетки

2.1.2. Животные

2.1.3. Ферменты и наборы

2.1.4. Плазмидные векторы

2.1.5. Другие реактивы

2.1.6. Материалы

2.1.7. Приборы

2.1.8. Компьютерные программы

2.2. Методы, использованные при выполнении работы

2.2.1. Получение плазмидных конструкций

2.2.1.1. Проведение полимеразной цепной реакции

3

2.2.1.2. Электрофорез фрагментов ДНК в агарозном геле

2.2.1.3. Выделение фрагментов ДНК из геля

2.2.1.4. Клонирование амплифицированных фрагментов ДНК в плазмиде pGEM-T

2.2.1.5. Трансформация компетентных клеток E. coli и выделение плазмидной ДНК

2.2.2. Работа с клетками

2.2.2.1. Культивирование клеток АКК, HeLa, Rati, L929, NIH/3T3 и 4T1

2.2.2.2. Тепловой шок клеток АКК, Rati, L929, NIH/3T3 и 4T1

2.2.2.3. Заражение клеток АКК вирусом энцефаломиокардита мышей

2.2.2.4. Ингибирование клеточной транскрипции

2.2.2.5. Трансфекция клеток HeLa и 4T1

2.2.2.6. Фракционирование клеток

2.2.2.7. Выделение ядер из клеток АКК

2.2.2.8. Выделение фракции нуклеоплазмы из клеток АКК

или трансфецированных HeLa

2.2.3. Работа с белками

2.2.3.1. Сшивка РНК с белками

2.2.3.2. Иммунопреципитация комплекса РНК с белком La

2.2.4. Работа с РНК

2.2.4.1. Выделение РНК

2.2.4.2. Разрушение ДНК

2.2.4.3. Количественная ПЦР в реальном времени

2.2.4.4. Транскрипция на ядрах (run-on)

2.2.4.5. Реакция удлинения праймера

2.2.5. Нозерн-блот и дот-блот анализы

2.2.5.1. Электрофорез РНК в полиакриламидном геле, содержащем мочевину

2.2.5.2. Электрофорез фракции, содержащей РНП и свободную РНК,

в ПААГ с SDS

2.2.5.3. Электрофорез РНК в агарозном геле

2.2.5.4. Электроблоттинг

2.2.5.5. Радиоактивное мечение ДНК

2.2.5.6. Гибридизация РНК с меченым зондом

2.2.5.7. Определение количества молекул РНК в клетке

4

2.2.5.8. Дот-гибридизация

3. Результаты

3.1. Относительное содержание 4.5 SH и 4.5 SI РНК в различных органах грызунов

3.2. Определение внутриклеточной локализации 4.5 SH и 4.5 SI РНК

3.3. Определение числа молекул 4.5 SH и 4.5 SI РНК в клетке

3.4. Изучение стабильности 4.5SH и 4.5SI РНК

3.5. Изучение структурных особенностей, определяющих время жизни 4.5SH и

4.5SI РНК

3.6. Изучение влияния комплементарного взаимодействия между 3' - и 5'-концами

РНК на стабильность транскриптов SINE

3.7. Выявление белков, связанных в клетке с 4.5SI и 4.5SH РНК

3.8. Исследование влияния теплового шока на уровень 4.5SH и 4.5SI РНК

в клетках АКК

3.9. Исследование влияния теплового шока на уровень 4.5SH и 4.5SI РНК

в разных культурах клеток мышей и крыс

3.10. Исследование укороченной РНК, образующейся из 4.5SH РНК

3.11. Изучение специфичности действия теплового шока клеток на 4.5 SH РНК

3.12. Исследование влияния вирусной инфекции на уровень 4.5SH и 4.5SI РНК

в клетке

4. Обсуждение результатов

4.1. 4.5SH и 4.5SI РНК богато представлены в различных клетках и

локализованы преимущественно в ядре

4.2. Наличие концевого двуспирального стебля определяет стабильность 4.5SI РНК

в клетке

4.3. 4.5SH и 4.5SI РНК в клетке связаны с белками

4.4. Клеточный уровень и время жизни 4.5SH РНК увеличиваются в ответ

на тепловой шок

Заключение

Выводы

Благодарности

Список сокращений

Список литературы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «МАЛЫЕ 4.5SH И 4.5SI РНК: СТАБИЛЬНОСТЬ И РЕАКЦИЯ НА КЛЕТОЧНЫЙ СТРЕСС»

Введение

Актуальность темы исследования и степень ее разработанности

История изучения малых клеточных РНК началась с открытия тРНК и 5S рибосомной РНК. Их участие в трансляции мРНК было установлено довольно быстро. Целый ряд новых малых РНК (70-300 н.) был обнаружен в клетках эукариот в 70-х годах прошлого века. Постепенно стало ясно, что они играют важную роль в сплайсинге пре-мРНК (U1, U2, U4, U5, U6, U11 и U12 РНК), процессинге пре-рРНК (U3 и U14 РНК), модификации пре-рРНК (C/D-бокс РНК и H/ACA-бокс РНК), а также секреции белков (7SL РНК), регуляции транскрипции (7SK РНК) и инициации репликации ДНК (Y РНК) (Макарова and Крамеров, 2007; Cooper et al., 2009; Diribarne and Bensaude, 2009; Moazed, 2009; Krude, 2010). Открытие многочисленных микро-РНК и малых интерферирующих РНК длиной около 22 н. вызвало бурное развитие целого направления исследований, показавших, что микро-РНК регулируют экспрессию генов путем сайленсинга мРНК, а малые интерферирующие РНК обеспечивают защиту от вирусных инфекций и мутагенной активности мобильных генетических элементов (Bartel, 2004; Carthew and Sontheimer, 2009). РНК явно потеснили белки на их пьедестале главных молекул, обеспечивающих жизнедеятельность клеток.

Две малые некодирующие РНК, известные под названиями 4.5SH и 4.5SI, были открыты еще в 70-е годы прошлого века. Эти РНК имеются в тканях представителей лишь нескольких семейств грызунов. Гены 4.5SH и 4.5SI РНК родственны соответственно В1- и В2-элементам, представляющим собой короткие рассеянные по геному грызунов повторяющиеся последовательности ДНК (SINE). Обе эти РНК имеют длину около 100 н. и синтезируются РНК-полимеразой III, что и обусловливает наличие небольших сходных последовательностей: (i) внутреннего промотора, состоящего из боксов А и В (каждый длиной 11 н.), и (ii) 3-4 остатков U на 3'-конце РНК, образующихся при транскрипции терминатора (ТТТТТТ) (Leinwand et al., 1982; Reddy et al., 1983; Gogolevskaya and Kramerov, 2002; Gogolevskaya et al., 2005).

Несмотря на долгую историю исследований 4.5SI и 4.5SH РНК, ряд существенных проблем остался неизученным или данные о них противоречивы. Функции 4.5SI и 4.5SH РНК также до сих пор остаются неясными.

Цели и задачи

Целью данной работы является оценка представленности 4^Н и 4^1 РНК в различных клетках грызунов, выяснение структурных свойств малых РНК, способных определять время их жизни в клетке и исследование реакции 4^Н и 4^1 РНК на клеточный стресс.

Для достижения поставленной цели были сформулированы следующие задачи:

1. Исследовать относительное содержание 4^Н и 4^1 РНК в органах грызунов, определить их внутриклеточную локализацию и оценить число их молекул в клетке;

2. Определить время жизни 4^Н и 4^1 РНК в клетке и изучить структурные особенности, его определяющие;

3. Выявить связь 4^Н и 4^1 РНК с белками;

4. Исследовать влияние теплового шока и инфекции вирусом энцефаломиокардита на уровень 4^Н и 4^1 РНК в клетке.

Научная новизна, теоретическая и практическая значимость работы

В данной работе мы изучили относительное содержание 4^1 и 4^Н РНК в органах грызунов и их распределение между ядром и цитоплазмой. Также было определено количество молекул обеих РНК в нескольких видах клеток и сделано заключение об их богатой представленности. Была выявлена связь 4^1 и 4^Н РНК с белками.

Эти две РНК существенно отличаются по своему времени жизни в клетке: 4^Н РНК -быстро, а 4^1 РНК - очень медленно деградирует в клетке. Нами впервые точно определены времена полураспада этих двух РНК в клетке. Обнаружено, что стабильность 4^1 РНК в значительной мере обусловлена наличием у нее длинного двуспирального стебля, образованного ее концами. Короткое время жизни 4^Н РНК связано с отсутствием в ее составе аналогичной структуры.

Существенная часть данного исследования посвящена наблюдению изменения содержания и стабильности 4^1 и 4^Н РНК в клетке при воздействии теплового шока и вирусной инфекции. Показано, что тепловой шок вызывает многократное увеличение уровня 4^Н РНК в клетке, что обусловлено как усилением синтеза этой РНК, так и замедлением ее распада.

Полученные результаты расширяют наши представления о малых некодирующих РНК, о структурных особенностях, определяющих время их жизни в клетке, а также об участии таких РНК в клеточном ответе на стресс.

Методология и методы исследования

При создании плазмидных конструкций с нуклеотидными заменами в генах 4.5SH, 4.5SI РНК, SINE B2 и Rhin-1 использовали полимеразную цепную реакцию (ПЦР) с последующим клонированием амплифицированных фрагментов ДНК в векторе pGEM-T. Трансфекцию клеток мыши и человека осуществляли с помощью реагента TurboFect.

Тепловой шок проводили, инкубируя флаконы с клетками в течение 30 минут при 45°C; затем их переносили на 37 °C для восстановления клеток после стресса. Для заражения клеток асцитной карциномы Кребса их инкубировали в течение 30 минут при комнатной температуре с вирусом энцефаломиокардита мышей. При определении времени жизни РНК клеточную транскрипцию ингибировали с помощью актиномицина Д. 4.5SH и 4.5SI РНК детектировали с

32

помощью Нозерн-гибридизации с [ Р]-мечеными зондами. Измерения гибридизационных сигналов проводили с использованием фосфоимеджера Cyclon.

Изменение интенсивности транскрипции РНК-полимеразой III при тепловом шоке

32

определяли, осуществляя реакцию синтеза [ Р]-меченой РНК на изолированных клеточных ядрах в присутствии а-аманитина с последующей дот-гибридизацией с плазмидами, содержащими гены исследуемых РНК и SINE.

Для выявления белков, связанных в клетке с 4.5SH и 4.5SI РНК, фракцию нуклеоплазмы облучали ультрафиолетовым светом и проводили электрофорез в SDS-содержащем полиакриламидном геле с последующей Нозерн-гибридизацией.

Положения, выносимые на защиту

1. 4.5SH и 4.5SI РНК присутствуют во всех проанализированных органах мыши, крысы и хомяка, локализованы преимущественно в ядре и богато представлены в клетке.

2. 4.5SH РНК быстро распадается в клетке, тогда как 4.5SI РНК стабильна. Времена их полужизни составляют 16 мин и 22 часа соответственно.

3. Важную роль в стабильности 4.5SI РНК в клетке играет двуспиральная структура, образованная длинными взаимно комплементарными концевыми районами молекулы. Короткое время жизни 4.5SH РНК объясняется отсутствием у нее такой двуспиральной структуры.

4. 4.5SH и 4.5SI РНК связаны в клетке с полипептидами, которые пришиваются к этим РНК при облучении ультрафиолетовым светом.

5. Уровень 4.5SH РНК значительно увеличивается при воздействии на клетки теплового шока. Содержание 4.5SI РНК при этом практически не меняется.

8

6. Повышение уровня 4^Н РНК при тепловом стрессе объясняется как активацией транскрипции, так и замедлением ее распада.

7. Инфекция клеток вирусом энцефаломиокардита мышей приводит к удлинению времени жизни 4^Н РНК и увеличению ее уровня в клетке.

Степень достоверности и апробация результатов

Основные результаты диссертационной работы были представлены на 38-м конгрессе Федерации европейских биохимических обществ FEBS (Санкт-Петербург, 2013 г.) и на юбилейном конгрессе Федерации европейских биохимических обществ и Европейской молекулярно-биологической организации FEBS-EMBO (Париж, 2014 г.).

Публикации

По результатам работы опубликовано 6 печатных работ, из них 4 статьи в рецензируемых научных журналах и 2 тезиса международных конференций.

Основная часть

1. Обзор литературы 1.1. SINE

Еще до возникновения методов клонирования посредством изучения кинетики ренатурации ДНК было обнаружено, что по геномам большинства эукариотических организмов разбросаны повторяющиеся нуклеотидные последовательности. Были получены свидетельства того, что среди таких повторяющихся последовательностей встречаются как длинные (тысячи нуклеотидов), так и короткие (сотни нуклеотидов). Клонирование и секвенирование повторяющихся последовательностей, рассеянных по геному, однозначно доказало их существование и позволило выяснить их природу. Их подавляющее большинство оказалось мобильными генетическими элементами. Одни из них, такие как ДНК-транспозоны, LTR-ретротранспозоны и LINE (Long Interspersed Elements), имели длину от 3 до 7 т. п. н., тогда как длина других, SINE (Short Interspersed Elements), не превышала 600 п. н. Первыми были описаны В1 и В2 SINE мыши (Kramerov et al., 1979; Krayev et al., 1980; Krayev et al., 1982) и Alu SINE человека (Deininger et al., 1981).

В геноме присутствуют десятки и даже сотни тысяч копий SINE одного вида. Копии не полностью идентичны, и 5-35% нуклеотидных позиций могут отличаться друг от друга. Совокупность таких достаточно сходных копий часто называют семейством SINE. В геноме одного вида обычно имеются 2-4 семейства SINE; всего же к настоящему времени описано более 175 их семейств (Vassetzky and Kramerov, 2013). Наиболее распространены SINE длиной 200-300 п. н. Эти мобильные элементы были обнаружены у млекопитающих всех исследованных отрядов. Были они выделены также из геномов черепах, ящериц, змей и многочисленных отрядов рыб. Имеются SINE и в геномах беспозвоночных животных, например, у асцидий, головоногих моллюсков, тутового шелкопряда, саранчи, комаров и термитов. Также они характерны для цветковых растений (Kramerov and Vassetzky, 2005; Deragon and Zhang, 2006). Однако SINE нехарактерны для одноклеточных эукариот. Не обнаружены они и в таких хорошо изученных объектах, как различные виды дрозофил. В отличие от всех других мобильных элементов, транскрибирующихся РНК-полимеразой II, SINE транскрибируются РНК-полимеразой III благодаря наличию в их составе промотора для этого фермента. SINE не кодируют каких-либо полипептидов и используют для обратной

транскрипции своих РНК фермент, закодированный в LINE. В результате такого процесса, называемого ретропозицией, в геноме образуются новые копии SINE. В связи с этим они получили и другое свое название - короткие ретропозоны.

1.1.1. Структура, происхождение, эволюция и транскрипция SINE

Типичный SINE состоит из трех частей: 5'-концевой «головы», «тела», и 3'-концевого «хвоста» (Рисунок 1).

ДНК

РНК

«голова»

SINE класса Т-«тело»

«хвост»

A B

транскрипция pol III

Терминатор

TTTT

ДНК

РНК

РНК

SINE класса Т+

AATAAA Терминатор

TTTT

A B А-богатый хвост |

транскрипция pol III

полиаденилирование

AAAAAAAAAAAAAAAA

Рисунок 1. Схематическое изображение структуры типичных SINE класса Т- и Т+.

«Голова» всех известных к настоящему времени семейств SINE имеет явное сходство с нуклеотидной последовательностью одного из трех видов РНК, синтезируемых РНК-полимеразой III: тРНК, 7SL РНК или 5S рРНК. Сходство «головы» с определенной клеточной РНК указывает на ее происхождение в эволюции от этой РНК; скорее всего, промежуточной ступенью в образовании семейства SINE является возникновение ретропсевдогена данной клеточной РНК путем ее обратной транскрипции. Наиболее обширен класс SINE, произошедших от тРНК. Во многих случаях можно с высокой вероятностью определить, от какого именно вида тРНК произошло данное семейство SINE, однако иногда этого установить не удается из-за нуклеотидных замен, возникших за время эволюции короткого ретропозона. SINE, родственные 7SL РНК, до сих пор обнаружены только у грызунов, приматов и тупай (Zietkiewicz et al., 1998; Nishihara et al., 2002; Vassetzky et al., 2003). Сама 7SL РНК длиною в 300 н. имеется у всех эукариот и входит в состав рибонуклеопротеидных частиц SRP (signal

recognition particles), которые участвуют в трансляции секретируемых и мембранных белков. У соответствующих SINE отсутствует центральный район последовательности 7SL РНК, составляющий более половины ее длины. Семейства SINE, произошедшие от 5S рРНК, также встречаются не очень часто: они обнаружены у некоторых рыб (Kapitonov and Jurka, 2003; Nishihara et al., 2006), а среди млекопитающих - только у крыланов (Gogolevsky et al., 2009) и грызуна капского долгонога (Gogolevsky et al., 2008).

Все короткие ретропозоны, как и гены породивших их РНК, обладают внутренним промотором для РНК-полимеразы III. В тРНК- и 7SL РНК-родственных SINE такой промотор состоит из двух боксов (А и В) длиной по 11 п. н., расположенных обычно на расстоянии 30 -40 п. н. друг от друга (Рисунок 1). В случае 5S рРНК-родственных SINE промотор образован тремя боксами - А, IE и C. Тот факт, что промотор входит в состав транскрибирующейся последовательности SINE, очень важен для его ретропозиции, так как это позволяет сохранить промотор в составе новообразованной копии SINE.

«Тело» SINE обычно образовано нуклеотидной последовательностью, специфичной для каждого семейства SINE, происхождение которой неизвестно (Рисунок 1). Такие короткие ретропозоны очень характерны для млекопитающих. Однако описано довольно много SINE, у которых в состав «тела» входят сходные между собой нуклеотидные последовательности. Известно четыре вида таких последовательностей (доменов), по наличию которых семейства SINE этого типа объединяют в четыре суперсемейства: CORE-SINE, имеющиеся у все позвоночных (Gilbert and Labuda, 1999), V-SINE, характерные для многих рыб (Ogiwara et al., 2002), Deu-SINE, вероятно, возникшие еще у предков вторичноротых животных (Deuterostomia) (Nishihara et al., 2006) и Ceph-SINE, свойственные головоногим моллюскам (Akasaki et al., 2010).

Кроме того, весьма распространены SINE, у которых 3'-концевая часть «тела» происходит из 3'-концевой последовательности LINE длиной 30-100 п. н. (Ohshima et al., 1996; Okada and Hamada, 1997). Такие семейства SINE особенно характерны для рыб и черепах, но встречаются и у млекопитающих. Это сходство концевых последовательностей SINE и LINE неслучайно: оно необходимо для узнавания 3'-конца РНК SINE обратными транскриптазами некоторых LINE (Kajikawa and Okada, 2002). В то же время, обратные транскриптазы других LINE не требуют специфической последовательности для узнавания. Соответственно, SINE делят на группы «строгого» и «нестрогого» узнавания.

На 3'-концах всех SINE имеется «хвост», представляющий собой простую нуклеотидную последовательность (Рисунок 1). У SINE, относящихся к группе «строгого» узнавания, хвост обычно состоит из прямых тандемных повторов длиной от двух до пяти нуклеотидов. У очень многих семейств SINE хвост представляет собой поли(А) или вариабельную по длине

12

нерегулярную А-богатую последовательность. Большинство SINE млекопитающих имеют именно такой А-богатый хвост и относятся к группе «нестрогого» узнавания, а их ретропозиция зависит от активности ревертазы LINE1 (L1). У недавно возникших копий таких SINE хвост образован длинной последовательностью поли(А), однако довольно быстро длина хвоста уменьшается, и в поли(А) появляются многочисленные нуклеотидные замены (Roy-Engel et al., 2002; Odom et al., 2004).

Следует отметить, что SINE некоторых семейств имеют атипичную структуру. Так, не все SINE имеют «тело» (в частности, все известные SINE, происходящие от 7SL РНК, лишены «тела»); то есть немало SINE состоят лишь из «головы» и «хвоста». Такие короткие ретропозоны, напоминающие псевдогены клеточных РНК, называют «простыми» SINE (Borodulina and Kramerov, 2005). Простой SINE отличается от псевдогена специфическими нуклеотидными заменами, что указывает на их непосредственное происхождение не от гена соответствующей РНК, а от копии SINE с такими заменами (Gogolevsky et al., 2009).

С другой стороны, структура SINE может быть сложнее той, которая представлена выше как типичная. Два или более SINE могут объединиться в димерную (или более сложную) структуру и далее распространяться по геному уже в таком виде. Объединяться могут представители одного или разных семейств. Один из первых открытых SINE - Alu приматов -состоит из двух сходных частей, ведущих происхождение от 7SL РНК (левый мономер FLAM и правый мономер FRAM - Alul и Alu2 соответственно). Известны SINE, состоящие из двух или трех мономеров, произошедших от одного вида тРНК (Piskurek et al., 2003). С другой стороны, есть многочисленные примеры димерных SINE, которые составлены из последовательностей SINE разных семейств или даже типов. Известно много таких коротких ретропозонов, образовавшихся из простых 7SL РНК- и тРНК-родственных SINE; большинство - у различных грызунов (Veniaminova et al., 2007; Churakov et al., 2010), но они есть и у приматов и тупай (Daniels and Deininger, 1983; Nishihara et al., 2002). Описаны также гибридные 5S рРНК/тРНК-родственные SINE (Gogolevsky et al., 2009).

В отличие от других мобильных элементов, семейства SINE, благодаря их простоте, возникали de novo в ходе эволюции множество раз (у млекопитающих это происходило, по крайней мере, 23 раза). Затем из таких SINE путем усложнения структуры образовывались новые семейства, часто более успешные, чем исходные. SINE передаются в ходе эволюции по вертикали от одних видов к их потомкам и сохраняются в геномах на протяжении десятков миллионов лет. Благодаря этому SINE оказались удобными и надежными филогенетическими маркерами.

Многие, но далеко не все, копии SINE способны транскрибироваться РНК-полимеразой III (Kramerov and Vassetzky, 2005). Для этого они, по крайней мере, должны иметь полноценный, не поврежденный мутациями промотор РНК-полимеразы III (Рисунок 1).

Последовательность, прилежащая к SINE с 5'-конца, видимо, также может оказывать большое влияние на эффективность транскрипции. Инициации транскрипции предшествует связывание транскрипционного фактора TFIIIC с боксом В внутреннего промотора. Образовавшийся комплекс рекрутирует фактор TFIIIB, после чего уже происходит присоединение РНК-полимеразы III и инициация транскрипции. Транскрипция начинается с первого нуклеотида SINE, то есть приблизительно за 10-12 нуклеотидов перед боксом А. Транскрипция прекращается, достигнув терминатора, коим для РНК-полимеразы III служит блок из четырех или более остатков Т (последовательность ТСТТТ также может функционировать как терминатор). Интересно, что короткие ретропозоны подавляющего большинства известных семейств не содержат терминатора в своем составе (SINE класса Т-), поэтому их транскрипция продолжается за пределы SINE и терминируется на Т-блоках, случайно встречающихся в 3'-прилежащей последовательности ДНК (Рисунок. 1). При транскрипции большого числа копий SINE в клетке образуется набор гетерогенных по длине РНК. Поскольку блоки из 4-6 остатков Т в геноме встречаются достаточно часто, длина этих РНК обычно не превышает нескольких сот нуклеотидов. С другой стороны, около половины семейств SINE млекопитающих характеризуется наличием терминатора транскрипции на конце короткого ретропозона (SINE класса Т+). В этом случае образуются РНК, соответствующие по длине транскрибирующемуся SINE, которые, как выяснилось, способны полиаденилироваться благодаря наличию сигналов полиаденилирования ААТААА (Borodulina and Kramerov, 2008; Borodulina et al., 2016) (Рисунок. 1).

1.1.2. Малые белок-некодирующие РНК, родственные SINE

Известен ряд примеров возникновения белок-некодирующих генов из копий SINE (Рисунок 2). Все такие гены транскрибируются РНК-полимеразой III с образованием малых РНК. Каждый из видов этих генов возник в эволюции сравнительно недавно (несколько десятков миллионов лет назад) и поэтому имеет довольно узкое таксономическое распространение. В связи с этим их транскрипты было предложено называть stenoRNA (stenos -«узкий», греч.) (Gogolevskaya and Kramerov, 2002).

ID SINE

головной район

А-богатый район

уникальный район T

В1 SINE

BC1 РНК

(160 н.)

4.5 SH РНК (94 н.)

T

Рисунок 2. Гомология SINE и малых РНК грызунов. Гомологичные последовательности в составе SINE и соответствующей РНК выделены одинаковым цветом. T - терминатор транскрипции.

1.1.2.1. ВС1 РНК

В нервной ткани грызунов синтезируется BC1 РНК (Sutcliffe et al., 1984). ВС1 РНК состоит из 5'-концевого головного района (75 н.), А-богатого участка (50 н.) и уникальной 3'-последовательности (DeChiara and Brosius, 1987). ВС1 РНК консервативна в геномах грызунов на протяжении как минимум 55 млн. лет (Martignetti and Brosius, 1995).

Обычно имеется один ген этой РНК в геноме, который, по сути, представляет собой особую копию SINE ID (Рисунок 2). ID-элементы - это одно из основных семейств SINE грызунов. Их головная часть родственна тРНК^, что свидетельствует о происхождении ID-семейства SINE от этой тРНК. Различные грызуны отличаются по количеству копий ID-элементов в геноме (Вениаминова et al., 2007). Наибольшее их число найдено в геноме крысы -130 000 (Kim et al., 1994).

Как и SINE, ген ВС1 РНК транскрибируется РНК-полимеразой III. Его промотор включает А-бокс и особый вариант В-бокса. Кроме того, для транскрипции гена ВС1 необходим 5'-прилежащий район, содержащий две октамер-связывающих последовательности, ТАТА-бокс и PSE (proximal sequence element). Эти элементы характерны для внешнего промотора РНК-полимеразы II. Если в промоторе гена ВС1 РНК В-бокс заменить на обычный В-бокс тРНК, то эффективно он будет работать только в отсутствие 5'-прилежащего района. Таким образом, существует функциональное взаимодействие между внутренним промотором РНК-полимеразы III и элементами внешнего промотора РНК-полимеразы II, что, возможно,

15

играет роль в регуляции транскрипции гена BC1 РНК. Транскрипционная неактивность ID-элементов, образованных из BC1 РНК, может объясняться отсутствием у них 5'-прилежащей последовательности, свойственной гену BC1 РНК (Martignetti and Brosius, 1995).

Функция ВС1 РНК в клетке заключается в регуляции синтеза определенных белков в нейронах. Локальный синтез белков в постсинаптической зоне дендритов связан с образованием и функционированием синапсов. мРНК таких белков транспортируется в постсинаптическую область к сайтам трансляции. Синтез белков с этих мРНК в нужное время и в нужном месте обеспечивается с помощью механизма, регулирующего транспорт, локализацию и трансляцию мРНК. ВС1 РНК участвует в этом процессе, блокируя трансляцию на уровне инициации. Таким образом, трансляция с мРНК, транспортированной в постсинаптическую область, остается репрессированной до тех пор, пока не понадобится соответствующий белок (Lin et al., 2008).

5'-домен ВС1 РНК отвечает за ее транспорт в дендритную область, а центральный А -богатый район и 3'-домен - за выполнение функции трансляционного репрессора (Muslimov et al., 2006). Эксперименты ex vivo показали, что основные элементы 5'-домена, необходимые для дендритной локализации ВС1 РНК, - это GA-мотив апикальной внутренней петли и неспаренный нуклеотид U22 (Рисунок 3) (Muslimov et al., 2006). Однако недавние опыты, проведенные in vivo на трансгенных мышах, продемонстрировали, что удаление обоих упомянутых элементов 5'-домена не изменяют локализацию ВС1 РНК в клетке. Авторы показали, что необходимым условием для транспорта ВС1 РНК в дендриты является наличие терминальной трехнуклеотидной петли. Интересно, что первичная структура этой петли неважна (Robeck et al., 2016).

Терминальная петля

С ñ С — G 40 G-C U-A

^Апикальный стебль

G-C зо C-G G-С А А

G А Апикальная внутренняя петля

A GSO

U*G G-C в-С

U Неспаренный нуклеотид U22

G-C 20 Д-U С -G U* G

с-е

G- U

A-U 60

и с Базальная внутренняя петля но

и- G А

U-G с с

A-U G А

10 G-C G-C

G-C U-A

G-U С

G-C А С

U-A А А

U * G 70 U—А

G—С G-C

G-U 130 G-C

G-C A-U 150

G-CGA22GACAAAAUAACAAAAAGACCAsCA-[JU

I

127

Рисунок 3. Структура BC1 РНК (Robeck et al., 2016).

16

ВС1 РНК ингибирует образование 488-преинициаторного комплекса, т.е. связывание 438-преинициаторного комплекса, состоящего из малой рибосомной субъединицы и нескольких инициаторных факторов, с мРНК. Известно, что ВС1 РНК не влияет на инициацию трансляции, если в ней не участвуют факторы группы 4 (eIF4), т.е. ВС1 РНК взаимодействует с одним из белков этой группы. Доказано, что ВС1 РНК связывается с eIF4A (РНК-хеликаза, АТФ-аза), что препятствует посадке 43S-комплекса на инициаторный кодон мРНК (Wang et al., 2002). ВС1 РНК блокирует способность фактора eIF4A к расплетанию РНК-дуплексов, находящихся в 5'-нетранслируемой области мРНК, при этом стимулируя его АТФ-азную активность. Таким образом, происходит разъединение двух активностей eIF4A: фактор начинает работать вхолостую, гидролизуя АТФ, но, не выполняя при этом хеликазной функции. Существует два возможных сценария этого процесса. В первом из них ВС1 РНК выступает в роли ложного субстрата для eIF4A, имитируя РНК-дуплекс. Пытаясь его расплести, фактор вынужден тратить АТФ, но ВС1 РНК возвращается к своей исходной структуре, и процесс повторяется. По второй гипотезе ВС1 РНК блокирует взаимодействие между N-терминальным и С-терминальным доменами белка eIF4A, препятствуя конформационным изменениям, приводящим к переводу энергии гидролиза АТФ в работу хеликазы. Таким образом, ВС1 РНК непосредственно нарушает сопряжение между двумя активностями фактора eIF4A (Lin et al., 2008). ВС1 РНК также взаимодействует с PABP (поли(А)-связывающий белок), который участвует в циркуляризации мРНК во время трансляции. За это взаимодействие отвечает А-богатый район ВС1 РНК (Muddashetty et al., 2002). Есть предположение, что на ВС1 РНК собирается комплекс из eIF4A, eIF4B (стимулирует хеликазную активность eIF4A), РАВР и eIF4G (связывается с eIF4A) и блокирует образование 48S комплекса (Lin et al., 2008) (Рисунок

4).

Показана экспрессия BC1 РНК в опухолевых тканях мышей не нейронного происхождения. Таким образом, строгая ткане-специфичность данной РНК нарушается в трансформированных клетках. Это, возможно, объясняется сбоем в работе супрессоров, блокирующих синтез BC1 РНК во всех клетках кроме нейронов, или, наоборот, несвоевременным включением активаторов транскрипции этой РНК, которые в норме работают лишь в нервной ткани (Chen, Heierhorst, et al., 1997).

Были проведены исследования, которые показали, что, несмотря на нормальное развитие и морфологию мозга, мыши с выключенным геном ВС1 РНК менее способны к обследованию окружающей среды и обладают повышенным чувством беспокойства (Lewejohann et al., 2004).

elF4A active elF4A inactivated

Рисунок 4. Модель участия ВС1 РНК в блокировании инициации трансляции (Lin et al., 2008). 1.1.2.2. BC200 РНК

У человека и других высших приматов имеется BC200 РНК (Watson and Sutcliffe, 1987), которая аналогична ВС1 РНК грызунов. BC200 РНК также синтезируется в нейронах и локализуется в дендритах (Tiedge et al., 1993) (Martignetti and Brosius, 1993).

Большую часть этой РНК составляет нуклеотидная последовательность, очень сходная с левым мономером Alu. Alu - самое распространенное семейство SINE приматов (около 1000000 копий в геноме человека). Alu возник благодаря слиянию двух сходных последовательностей, FLAM-C (free left Alu monomer) и FRAM (free right Alu monomer), ведущих происхождение от 7SL РНК (Quentin, 1994). Скорее всего, ген ВС200 РНК произошел от FLAM-C.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Татосян Карина Александровна, 2017 год

Список литературы

1. Agarwal P., Enroth S., Teichmann M., Jernberg Wiklund H., Smit A., Westermark B., Singh U. (2016). Growth signals employ CGGBP1 to suppress transcription of AluSINEs. Cell Cycle 15, 1558-1571.

2. Akasaki T., Nikaido M., Nishihara H., Tsuchiya K., Segawa S., Okada N. (2010). Characterization of a novel SINE superfamily from invertebrates: "Ceph-SINEs" from the genomes of squids and cuttlefish. Gene 454, 8-19.

3. Akerfelt M., Morimoto R.I., Sistonen L. (2010). Heat shock factors: integrators of cell stress, development and lifespan. Nat RevMol Cell Biol 11, 545-555.

4. Alexandrov A., Chernyakov I., Gu W., Hiley S.L., Hughes T.R., Grayhack E.J., Phizicky E.M. (2006). Rapid tRNA decay can result from lack of nonessential modifications. Mol Cell 21, 87-96.

5. Allen T.A., Von Kaenel S., Goodrich J.A., Kugel J.F. (2004). The SINE-encoded mouse B2 RNA represses mRNA transcription in response to heat shock. Nat Struct Mol Biol 11, 816-821.

6. Anderson P., Kedersha N. (2008). Stress granules: the Tao of RNA triage. Trends Biochem Sci 33, 141-150.

7. Araki Y., Takahashi S., Kobayashi T., Kajiho H., Hoshino S., Katada T. (2001). Ski7p G protein interacts with the exosome and the Ski complex for 3'-to-5' mRNA decay in yeast. EMBO J 20, 4684-4693.

8. Bachvarova R. (1988). Small B2 RNAs in mouse oocytes, embryos, and somatic tissues. Dev Biol 130, 513-523.

9. Barreau C., Paillard L., Osborne H.B. (2005). AU-rich elements and associated factors: are there unifying principles? Nucleic Acids Res 33, 7138-7150.

10. Bartel D.P. (2004). MicroRNAs: genomics, biogenesis, mechanism, and function. Cell 116, 281-297.

11. Betat H., Morl M. (2015). The CCA-adding enzyme: A central scrutinizer in tRNA quality control. Bioessays 37, 975-982.

12. Biamonti G. (2004). Nuclear stress bodies: a heterochromatin affair? Nat Rev Mol Cell Biol 5, 493-498.

13. Biamonti G., Caceres J.F. (2009). Cellular stress and RNA splicing. Trends Biochem Sci 34, 146-153.

14. Bonneau F., Basquin J., Ebert J., Lorentzen E., Conti E. (2009). The yeast exosome functions as a macromolecular cage to channel RNA substrates for degradation. Cell 139, 547-559.

15. Borodulina O.R., Golubchikova J.S., Ustyantsev I.G., Kramerov D.A. (2016). Polyadenylation of RNA transcribed from mammalian SINEs by RNA polymerase III: Complex requirements for nucleotide sequences. Biochim Biophys Acta 1859, 355-365.

16. Borodulina O.R., Kramerov D.A. (2005). PCR-based approach to SINE isolation: simple and complex SINEs. Gene 349, 197-205.

17. Borodulina O.R., Kramerov D.A. (2008). Transcripts synthesized by RNA polymerase III can be polyadenylated in an AAUAAA-dependent manner. RNA 14, 1865-1873.

18. Briggs M.W., Burkard K.T., Butler J.S. (1998). Rrp6p, the yeast homologue of the human PM-Scl 100-kDa autoantigen, is essential for efficient 5.8 S rRNA 3' end formation. J Biol Chem 273, 13255-13263.

19. Buchan J.R., Parker R. (2009). Eukaryotic stress granules: the ins and outs of translation. Mol Cell 36, 932-941.

20. Busch H., Reddy R., Rothblum L., Choi Y.C. (1982). SnRNAs, SnRNPs, and RNA processing. Annu Rev Biochem 51, 617-654.

21. Carthew R.W., Sontheimer E.J. (2009). Origins and Mechanisms of miRNAs and siRNAs. Cell 136, 642-655.

22. Chapman K.B., Boeke J.D. (1991). Isolation and characterization of the gene encoding yeast debranching enzyme. Cell 65, 483-492.

23. Chekanova J.A., Gregory B.D., Reverdatto S.V., Chen H., Kumar R., Hooker T., Yazaki J., Li P., Skiba N., Peng Q. et al. (2007). Genome-wide high-resolution mapping of exosome substrates reveals hidden features in the Arabidopsis transcriptome. Cell 131, 1340-1353.

24. Chen C.Y., Shyu A.B. (2011). Mechanisms of deadenylation-dependent decay. Wiley Interdiscip Rev RNA 2, 167-183.

25. Chen W., Bocker W., Brosius J., Tiedge H. (1997). Expression of neural BC200 RNA in human tumours. J Pathol 183, 345-351.

26. Chen W., Heierhorst J., Brosius J., Tiedge H. (1997). Expression of neural BC1 RNA: induction in murine tumours. Eur J Cancer 33, 288-292.

27. Chernyakov I., Whipple J.M., Kotelawala L., Grayhack E.J., Phizicky E.M. (2008). Degradation of several hypomodified mature tRNA species in Saccharomyces cerevisiae is mediated by Met22 and the 5'-3' exonucleases Rat1 and Xrn1. Genes Dev 22, 13691380.

28. Chlebowski A., Lubas M., Jensen T.H., Dziembowski A. (2013). RNA decay machines: the exosome. Biochim Biophys Acta 1829, 552-560.

29. Churakov G., Sadasivuni M.K., Rosenbloom K.R., Huchon D., Brosius J., Schmitz J. (2010). Rodent evolution: back to the root. Mol Biol Evol 27, 1315-1326.

30. Cole S.E., LaRiviere F.J., Merrikh C.N., Moore M.J. (2009). A convergence of rRNA and mRNA quality control pathways revealed by mechanistic analysis of nonfunctional rRNA decay. Mol Cell 34, 440-450.

31. Cooper T.A., Wan L., Dreyfuss G. (2009). RNA and disease. Cell 136, 777-793.

32. Cougot N., van Dijk E., Babajko S., Seraphin B. (2004). 'Cap-tabolism'. Trends Biochem Sci 29, 436-444.

33. Creamer T.J., Darby M.M., Jamonnak N., Schaughency P., Hao H., Wheelan S.J., Corden J.L. (2011). Transcriptome-wide binding sites for components of the Saccharomyces cerevisiae non-poly(A) termination pathway: Nrd1, Nab3, and Sen1. PLoS Genet 7, e1002329.

34. Cuesta R., Laroia G., Schneider R.J. (2000). Chaperone hsp27 inhibits translation during heat shock by binding eIF4G and facilitating dissociation of cap-initiation complexes. Genes Dev 14, 1460-1470.

35. Daniels G.R., Deininger P.L. (1983). A second major class of Alu family repeated DNA sequences in a primate genome. Nucleic Acids Res 11, 7595-7610.

36. DeChiara T.M., Brosius J. (1987). Neural BC1 RNA: cDNA clones reveal nonrepetitive sequence content. Proc Natl Acad Sci U S A 84, 2624-2628.

37. Deininger P.L., Jolly D.J., Rubin C.M., Friedmann T., Schmid C.W. (1981). Base sequence studies of 300 nucleotide renatured repeated human DNA clones. J Mol Biol 151, 17-33.

38. Delhi P., Queiroz R., Inchaustegui D., Carrington M., Clayton C. (2011). Is there a classical nonsense-mediated decay pathway in trypanosomes? PLoS One 6, e25112.

39. Deragon J.M., Zhang X. (2006). Short interspersed elements (SINEs) in plants: origin, classification, and use as phylogenetic markers. Syst Biol 55, 949-956.

40. Dez C., Houseley J., Tollervey D. (2006). Surveillance of nuclear-restricted pre-ribosomes within a subnucleolar region of Saccharomyces cerevisiae. EMBO J 25, 15341546.

41. DiDomenico B.J., Bugaisky G.E., Lindquist S. (1982). The heat shock response is self-regulated at both the transcriptional and posttranscriptional levels. Cell 31, 593-603.

42. Diribarne G., Bensaude O. (2009). 7SK RNA, a non-coding RNA regulating P-TEFb, a general transcription factor. RNA Biol 6, 122-128.

123

43. Doma M.K., Parker R. (2006). Revenge of the NRD: preferential degradation of nonfunctional eukaryotic rRNA. Dev Cell 11, 757-758.

44. Doma M.K., Parker R. (2007). RNA quality control in eukaryotes. Cell 131, 660-668.

45. Eckmann C.R., Rammelt C., Wahle E. (2011). Control of poly(A) tail length. Wiley Interdiscip Rev RNA 2, 348-361.

46. Erkina T.Y., Tschetter P.A., Erkine A.M. (2008). Different requirements of the SWI/SNF complex for robust nucleosome displacement at promoters of heat shock factor and Msn2- and Msn4-regulated heat shock genes. Mol Cell Biol 28, 1207-1217.

47. Espinoza C.A., Goodrich J.A., Kugel J.F. (2007). Characterization of the structure, function, and mechanism of B2 RNA, an ncRNA repressor of RNA polymerase II transcription. RNA 13, 583-596.

48. Falk S., Weir J.R., Hentschel J., Reichelt P., Bonneau F., Conti E. (2014). The molecular architecture of the TRAMP complex reveals the organization and interplay of its two catalytic activities. Mol Cell 55, 856-867.

49. Fan J., Yang X., Wang W., Wood W.H., 3rd, Becker K.G., Gorospe M. (2002). Global analysis of stress-regulated mRNA turnover by using cDNA arrays. Proc Natl Acad Sci US A 99, 10611-10616.

50. Fan X.C., Myer V.E., Steitz J.A. (1997). AU-rich elements target small nuclear RNAs as well as mRNAs for rapid degradation. Genes Dev 11, 2557-2568.

51. Fatica A., Tollervey D. (2002). Making ribosomes. Curr Opin Cell Biol 14, 313-318.

52. Fierro-Monti I., Mathews M.B. (2000). Proteins binding to duplexed RNA: one motif, multiple functions. Trends Biochem Sci 25, 241-246.

53. Fornace A.J., Jr., Mitchell J.B. (1986). Induction of B2 RNA polymerase III transcription by heat shock: enrichment for heat shock induced sequences in rodent cells by hybridization subtraction. Nucleic Acids Res 14, 5793-5811.

54. Gherzi R., Lee K.Y., Briata P., Wegmuller D., Moroni C., Karin M., Chen C.Y. (2004). A KH domain RNA binding protein, KSRP, promotes ARE-directed mRNA turnover by recruiting the degradation machinery. Mol Cell 14, 571-583.

55. Gilbert N., Labuda D. (1999). CORE-SINEs: eukaryotic short interspersed retroposing elements with common sequence motifs. Proc Natl Acad Sci U S A 96, 2869-2874.

56. Gogolevskaya I.K., Koval A.P., Kramerov D.A. (2005). Evolutionary history of 4.5SH RNA. Mol Biol Evol 22, 1546-1554.

57. Gogolevskaya I.K., Kramerov D.A. (2010). 4.5SI RNA genes and the role of their 5'-flanking sequences in the gene transcription. Gene 451, 32-37.

58. Gogolevskaya I.K., Kramerov D.A. (2002). Evolutionary history of 4.5SI RNA and indication that it is functional. J Mol Evol 54, 354-364.

59. Gogolevsky K.P., Vassetzky N.S., Kramerov D.A. (2009). 5S rRNA-derived and tRNA-derived SINEs in fruit bats. Genomics 93, 494-500.

60. Gogolevsky K.P., Vassetzky N.S., Kramerov D.A. (2008). Bov-B-mobilized SINEs in vertebrate genomes. Gene 407, 75-85.

61. Gong C., Kim Y.K., Woeller C.F., Tang Y., Maquat L.E. (2009). SMD and NMD are competitive pathways that contribute to myogenesis: effects on PAX3 and myogenin mRNAs. Genes Dev 23, 54-66.

62. Gong C., Maquat L.E. (2011). lncRNAs transactivate STAU1-mediated mRNA decay by duplexing with 3' UTRs via Alu elements. Nature 470, 284-288.

63. Goodarzi H., Najafabadi H.S., Oikonomou P., Greco T.M., Fish L., Salavati R., Cristea I.M., Tavazoie S. (2012). Systematic discovery of structural elements governing stability of mammalian messenger RNAs. Nature 485, 264-268.

64. Goodrich J.A., Kugel J.F. (2010). Dampening DNA binding: a common mechanism of transcriptional repression for both ncRNAs and protein domains. RNA Biol 7, 305-309.

65. Gorgoni B., Gray N.K. (2004). The roles of cytoplasmic poly(A)-binding proteins in regulating gene expression: a developmental perspective. Brief Funct Genomic Proteomic 3, 125-141.

66. Gratacos F.M., Brewer G. (2010). The role of AUF1 in regulated mRNA decay. Wiley Interdiscip Rev RNA 1, 457-473.

67. Grosset C., Chen C.Y., Xu N., Sonenberg N., Jacquemin-Sablon H., Shyu A.B. (2000). A mechanism for translationally coupled mRNA turnover: interaction between the poly(A) tail and a c-fos RNA coding determinant via a protein complex. Cell 103, 29-40.

68. Guan Q., Zheng W., Tang S., Liu X., Zinkel R.A., Tsui K.W., Yandell B.S., Culbertson M.R. (2006). Impact of nonsense-mediated mRNA decay on the global expression profile of budding yeast. PLoS Genet 2, e203.

69. Gudipati R.K., Xu Z., Lebreton A., Seraphin B., Steinmetz L.M., Jacquier A., Libri D. (2012). Extensive degradation of RNA precursors by the exosome in wild-type cells. Mol Cell 48, 409-421.

70. Haghighat A., Mader S., Pause A., Sonenberg N. (1995). Repression of cap-dependent translation by 4E-binding protein 1: competition with p220 for binding to eukaryotic initiation factor-4E. EMBO J 14, 5701-5709.

71. Hamill S., Wolin S.L., Reinisch K.M. (2010). Structure and function of the polymerase core of TRAMP, a RNA surveillance complex. Proc Natl Acad Sci U S A 107, 1504515050.

72. Harada F., Kato N. (1980). Nucleotide sequences of 4.5S RNAs associated with poly(A)-containing RNAs of mouse and hamster cells. Nucleic Acids Res 8, 1273-1285.

73. Hildebrandt B., Wust P., Ahlers O., Dieing A., Sreenivasa G., Kerner T., Felix R., Riess H. (2002). The cellular and molecular basis of hyperthermia. Crit Rev Oncol Hematol 43, 33-56.

74. Hirose Y., Harada F. (2008). Mouse nucleolin binds to 4.5S RNAh, a small noncoding RNA. Biochem Biophys Res Commun 365, 62-68.

75. Hollien J., Lin J.H., Li H., Stevens N., Walter P., Weissman J.S. (2009). Regulated Ire1-dependent decay of messenger RNAs in mammalian cells. J Cell Biol 186, 323-331.

76. Hopfield J.J. (1974). Kinetic proofreading: a new mechanism for reducing errors in biosynthetic processes requiring high specificity. Proc Natl Acad Sci U S A 71, 41354139.

77. Houseley J., Tollervey D. (2009). The many pathways of RNA degradation. Cell 136, 763-776.

78. Iacoangeli A., Lin Y., Morley E.J., Muslimov I.A., Bianchi R., Reilly J., Weedon J., Diallo R., Bocker W., Tiedge H. (2004). BC200 RNA in invasive and preinvasive breast cancer. Carcinogenesis 25, 2125-2133.

79. Inada T. (2013). Quality control systems for aberrant mRNAs induced by aberrant translation elongation and termination. Biochim Biophys Acta 1829, 634-642.

80. Ishida K., Miyauchi K., Kimura Y., Mito M., Okada S., Suzuki T., Nakagawa S. (2015). Regulation of gene expression via retrotransposon insertions and the noncoding RNA 4.5S RNAH. Genes Cells 20, 887-901.

81. Isken O., Maquat L.E. (2007). Quality control of eukaryotic mRNA: safeguarding cells from abnormal mRNA function. Genes Dev 21, 1833-1856.

82. Jang K.L., Latchman D.S. (1992). The herpes simplex virus immediate-early protein ICP27 stimulates the transcription of cellular Alu repeated sequences by increasing the activity of transcription factor TFIIIC. Biochem J 284 ( Pt 3), 667-673.

83. Januszyk K., Liu Q., Lima C.D. (2011). Activities of human RRP6 and structure of the human RRP6 catalytic domain. RNA 17, 1566-1577.

84. Jia H., Wang X., Anderson J.T., Jankowsky E. (2012). RNA unwinding by the Trf4/Air2/Mtr4 polyadenylation (TRAMP) complex. Proc Natl Acad Sci US A 109, 7292-7297.

85. Jolly C., Vourc'h C., Robert-Nicoud M., Morimoto R.I. (1999). Intron-independent association of splicing factors with active genes. J Cell Biol 145, 1133-1143.

86. Jones C.I., Zabolotskaya M.V., Newbury S.F. (2012). The 5' --> 3' exoribonuclease XRN1/Pacman and its functions in cellular processes and development. Wiley Interdiscip Rev RNA 3, 455-468.

87. Kadaba S., Wang X., Anderson J.T. (2006). Nuclear RNA surveillance in Saccharomyces cerevisiae: Trf4p-dependent polyadenylation of nascent hypomethylated tRNA and an aberrant form of 5S rRNA. RNA 12, 508-521.

88. Kajikawa M., Okada N. (2002). LINEs mobilize SINEs in the eel through a shared 3' sequence. Cell 111, 433-444.

89. Kampinga H.H. (1993). Thermotolerance in mammalian cells. Protein denaturation and aggregation, and stress proteins. J Cell Sci 104 ( Pt 1), 11-17.

90. Kapitonov V.V., Jurka J. (2003). A novel class of SINE elements derived from 5S rRNA. Mol Biol Evol 20, 694-702.

91. Khanam T., Rozhdestvensky T.S., Bundman M., Galiveti C.R., Handel S., Sukonina V., Jordan U., Brosius J., Skryabin B.V. (2007). Two primate-specific small non-protein-coding RNAs in transgenic mice: neuronal expression, subcellular localization and binding partners. Nucleic Acids Res 35, 529-539.

92. Kim J., Martignetti J.A., Shen M.R., Brosius J., Deininger P. (1994). Rodent BC1 RNA gene as a master gene for ID element amplification. Proc Natl Acad Sci U S A 91, 36073611.

93. Kim Y.K., Furic L., Desgroseillers L., Maquat L.E. (2005). Mammalian Staufen1 recruits Upf1 to specific mRNA 3'UTRs so as to elicit mRNA decay. Cell 120, 195-208.

94. Kim Y.K., Furic L., Parisien M., Major F., DesGroseillers L., Maquat L.E. (2007). Staufen1 regulates diverse classes of mammalian transcripts. EMBO J 26, 2670-2681.

95. Kong J., Liebhaber S.A. (2007). A cell type-restricted mRNA surveillance pathway triggered by ribosome extension into the 3' untranslated region. Nat Struct Mol Biol 14, 670-676.

96. Koval A.P., Kramerov D.A. (2009). 5'-flanking sequences can dramatically influence 4.5SH RNA gene transcription by RNA-polymerase III. Gene 446, 75-80.

97. Kramerov D.A., Grigoryan A.A., Ryskov A.P., Georgiev G.P. (1979). Long double-stranded sequences (dsRNA-B) of nuclear pre-mRNA consist of a few highly abundant classes of sequences: evidence from DNA cloning experiments. Nucleic Acids Res 6, 697-713.

98. Kramerov D.A., Lekakh I.V., Samarina O.P., Ryskov A.P. (1982). The sequences homologous to major interspersed repeats B1 and B2 of mouse genome are present in mRNA and small cytoplasmic poly(A) + RNA. Nucleic Acids Res 10, 7477-7491.

99. Kramerov D.A., Vassetzky N.S. (2005). Short retroposons in eukaryotic genomes. Int Rev Cytol 247, 165-221.

100. Krayev A.S., Kramerov D.A., Skryabin K.G., Ryskov A.P., Bayev A.A., Georgiev G.P. (1980). The nucleotide sequence of the ubiquitous repetitive DNA sequence B1 complementary to the most abundant class of mouse fold-back RNA. Nucleic Acids Res 8, 1201-1215.

101. Krayev A.S., Markusheva T.V., Kramerov D.A., Ryskov A.P., Skryabin K.G., Bayev A.A., Georgiev G.P. (1982). Ubiquitous transposon-like repeats B1 and B2 of the mouse genome: B2 sequencing. Nucleic Acids Res 10, 7461-7475.

102. Krude T. (2010). Non-coding RNAs: new players in the field of eukaryotic DNA replication. SubcellBiochem 50, 105-118.

103. LaRiviere F.J., Cole S.E., Ferullo D.J., Moore M.J. (2006). A late-acting quality control process for mature eukaryotic rRNAs. Mol Cell 24, 619-626.

104. Lebreton A., Tomecki R., Dziembowski A., Seraphin B. (2008). Endonucleolytic RNA cleavage by a eukaryotic exosome. Nature 456, 993-996.

105. Leinwand L.A., Wydro R.M., Nadal-Ginard B. (1982). Small RNA molecules related to the Alu family of repetitive DNA sequences. Mol Cell Biol 2, 1320-1330.

106. Lewejohann L., Skryabin B.V., Sachser N., Prehn C., Heiduschka P., Thanos S., Jordan U., Dell'Omo G., Vyssotski A.L., Pleskacheva M G. et al. (2004). Role of a neuronal small non-messenger RNA: behavioural alterations in BC1 RNA-deleted mice. Behav Brain Res 154, 273-289.

107. Li T., Spearow J., Rubin C.M., Schmid C.W. (1999). Physiological stresses increase mouse short interspersed element (SINE) RNA expression in vivo. Gene 239, 367-372.

108. Lin D., Pestova T.V., Hellen C.U., Tiedge H. (2008). Translational control by a small RNA: dendritic BC1 RNA targets the eukaryotic initiation factor 4A helicase mechanism. Mol Cell Biol 28, 3008-3019.

109. Ling S.H., Qamra R., Song H. (2011). Structural and functional insights into eukaryotic mRNA decapping. Wiley Interdiscip Rev RNA 2, 193-208.

110. Liu B., Qian S.B. (2014). Translational reprogramming in cellular stress response. Wiley Interdiscip Rev RNA 5, 301-315.

111. Liu W.M., Chu W.M., Choudary P.V., Schmid C.W. (1995). Cell stress and translational inhibitors transiently increase the abundance of mammalian SINE transcripts. Nucleic Acids Res 23, 1758-1765.

112. Lubas M., Andersen P.R., Schein A., Dziembowski A., Kudla G., Jensen T.H. (2015). The human nuclear exosome targeting complex is loaded onto newly synthesized RNA to direct early ribonucleolysis. Cell Rep 10, 178-192.

113. Maquat L.E. (2004). Nonsense-mediated mRNA decay: splicing, translation and mRNP dynamics. Nat Rev Mol Cell Biol 5, 89-99.

114. Maraia R.J., Intine R.V. (2002). La protein and its associated small nuclear and nucleolar precursor RNAs. Gene Expr 10, 41-57.

115. Marin-Vinader L., Shin C., Onnekink C., Manley J.L., Lubsen N.H. (2006). Hsp27 enhances recovery of splicing as well as rephosphorylation of SRp38 after heat shock. Mol Biol Cell 17, 886-894.

116. Martignetti J.A., Brosius J. (1995). BC1 RNA: transcriptional analysis of a neural cell-specific RNA polymerase III transcript. Mol Cell Biol 15, 1642-1650.

117. Martignetti J.A., Brosius J. (1993). BC200 RNA: a neural RNA polymerase III product encoded by a monomeric Alu element. Proc Natl Acad Sci U S A 90, 1156311567.

118. Mayer M P. (2010). Gymnastics of molecular chaperones. Mol Cell 39, 321-331.

119. Mendell J.T., Sharifi N.A., Meyers J.L., Martinez-Murillo F., Dietz H.C. (2004). Nonsense surveillance regulates expression of diverse classes of mammalian transcripts and mutes genomic noise. Nat Genet 36, 1073-1078.

120. Merret R., Nagarajan V.K., Carpentier M.C., Park S., Favory J.J., Descombin J., Picart C., Charng Y.Y., Green P.J., Deragon J.M. et al. (2015). Heat-induced ribosome pausing triggers mRNA co-translational decay in Arabidopsis thaliana. Nucleic Acids Res 43, 4121-4132.

121. Miller T.J., Stephens D.L., Mertz J.E. (1982). Kinetics of accumulation and processing of simian virus 40 RNA in Xenopus laevis oocytes injected with simian virus 40 DNA. Mol Cell Biol 2, 1581-1594.

122. Moazed D. (2009). Small RNAs in transcriptional gene silencing and genome defence. Nature 457, 413-420.

123. Moseley P.L., Wallen E.S., McCafferty J.D., Flanagan S., Kern J.A. (1993). Heat stress regulates the human 70-kDa heat-shock gene through the 3'-untranslated region. Am J Physiol 264, L533-537.

124. Muddashetty R., Khanam T., Kondrashov A., Bundman M., Iacoangeli A., Kremerskothen J., Duning K., Barnekow A., Huttenhofer A., Tiedge H. et al. (2002). Poly(A)-binding protein is associated with neuronal BC1 and BC200 ribonucleoprotein particles. J Mol Biol 321, 433-445.

125. Muhlemann O. (2008). Recognition of nonsense mRNA: towards a unified model. Biochem Soc Trans 36, 497-501.

126. Muhlrad D., Parker R. (1999). Aberrant mRNAs with extended 3' UTRs are substrates for rapid degradation by mRNA surveillance. RNA 5, 1299-1307.

127. Mukherjee D., Gao M., O'Connor J.P., Raijmakers R., Pruijn G., Lutz C.S., Wilusz J. (2002). The mammalian exosome mediates the efficient degradation of mRNAs that contain AU-rich elements. EMBO J 21, 165-174.

128. Mullen T.E., Marzluff W.F. (2008). Degradation of histone mRNA requires oligouridylation followed by decapping and simultaneous degradation of the mRNA both 5' to 3' and 3' to 5'. Genes Dev 22, 50-65.

129. Mus E., Hof P R., Tiedge H. (2007). Dendritic BC200 RNA in aging and in Alzheimer's disease. Proc Natl Acad Sci U S A 104, 10679-10684.

130. Muslimov I.A., Iacoangeli A., Brosius J., Tiedge H. (2006). Spatial codes in dendritic BC1 RNA. J Cell Biol 175, 427-439.

131. Nagarajan V.K., Jones C.I., Newbury S.F., Green P.J. (2013). XRN 5'-->3' exoribonucleases: structure, mechanisms and functions. Biochim Biophys Acta 1829, 590-603.

132. Nishihara H., Smit A.F., Okada N. (2006). Functional noncoding sequences derived from SINEs in the mammalian genome. Genome Res 16, 864-874.

133. Nishihara H., Terai Y., Okada N. (2002). Characterization of novel Alu- and tRNA-related SINEs from the tree shrew and evolutionary implications of their origins. Mol Biol Evol 19, 1964-1972.

134. Odom G.L., Robichaux J.L., Deininger P.L. (2004). Predicting mammalian SINE subfamily activity from A-tail length. Mol Biol Evol 21, 2140-2148.

135. Ogiwara I., Miya M., Ohshima K., Okada N. (2002). V-SINEs: a new superfamily of vertebrate SINEs that are widespread in vertebrate genomes and retain a strongly conserved segment within each repetitive unit. Genome Res 12, 316-324.

136. Ohshima K., Hamada M., Terai Y., Okada N. (1996). The 3' ends of tRNA-derived short interspersed repetitive elements are derived from the 3' ends of long interspersed repetitive elements. Mol Cell Biol 16, 3756-3764.

137. Okada N., Hamada M. (1997). The 3' ends of tRNA-derived SINEs originated from the 3' ends of LINEs: a new example from the bovine genome. JMol Evol 44 Suppl 1, S52-56.

138. Orban T.I., Izaurralde E. (2005). Decay of mRNAs targeted by RISC requires XRN1, the Ski complex, and the exosome. RNA 11, 459-469.

139. Pandey N.B., Marzluff W.F. (1987). The stem-loop structure at the 3' end of histone mRNA is necessary and sufficient for regulation of histone mRNA stability. Mol Cell Biol 7, 4557-4559.

140. Papasaikas P., Valcarcel J. (2016). The Spliceosome: The Ultimate RNA Chaperone and Sculptor. Trends Biochem Sci 41, 33-45.

141. Park E., Maquat L.E. (2013). Staufen-mediated mRNA decay. Wiley Interdiscip Rev RNA 4, 423-435.

142. Parrott A.M., Mathews M.B. (2007). Novel rapidly evolving hominid RNAs bind nuclear factor 90 and display tissue-restricted distribution. Nucleic Acids Res 35, 62496258.

143. Parrott A.M., Tsai M., Batchu P., Ryan K., Ozer H.L., Tian B., Mathews M.B. (2011). The evolution and expression of the snaR family of small non-coding RNAs. Nucleic Acids Res 39, 1485-1500.

144. Patapoutian A., Peier A.M., Story G.M., Viswanath V. (2003). ThermoTRP channels and beyond: mechanisms of temperature sensation. Nat Rev Neurosci 4, 529-539.

145. Perales R., Bentley D. (2009). "Cotranscriptionality": the transcription elongation complex as a nexus for nuclear transactions. Mol Cell 36, 178-191.

146. Peterlin B.M., Brogie J.E., Price D.H. (2012). 7SK snRNA: a noncoding RNA that plays a major role in regulating eukaryotic transcription. Wiley Interdiscip Rev RNA 3, 92-103.

147. Piskurek O., Nikaido M., Boeadi, Baba M., Okada N. (2003). Unique mammalian tRNA-derived repetitive elements in dermopterans: the t-SINE family and its retrotransposition through multiple sources. Mol Biol Evol 20, 1659-1668.

148. Place R.F., Noonan E.J. (2014). Non-coding RNAs turn up the heat: an emerging layer of novel regulators in the mammalian heat shock response. Cell Stress Chaperones 19, 159-172.

149. Porrua O., Libri D. (2013). RNA quality control in the nucleus: the Angels' share of RNA. Biochim Biophys Acta 1829, 604-611.

150. Preker P., Nielsen J., Kammler S., Lykke-Andersen S., Christensen M.S., Mapendano C.K., Schierup M.H., Jensen T.H. (2008). RNA exosome depletion reveals transcription upstream of active human promoters. Science 322, 1851-1854.

151. Quentin Y. (1994). Emergence of master sequences in families of retroposons derived from 7sl RNA. Genetica 93, 203-215.

152. Reddy R., Henning D., Tan E., Busch H. (1983). Identification of a La protein binding site in a RNA polymerase III transcript (4.5 I RNA). J Biol Chem 258, 83528356.

153. Reynolds V.L., DiPietro M., Lebovitz R.M., Lieberman M.W. (1987). Inherent tumorigenic and metastatic properties of rat-1 and rat-2 cells. Cancer Res 47, 6384-6387.

154. Richter K., Haslbeck M., Buchner J. (2010). The heat shock response: life on the verge of death. Mol Cell 40, 253-266.

155. Ro-Choi T.S., Moriyama Y., Choi Y.C., Busch H. (1970). Isolation and purification of a nuclear 4.4 S ribonucleic acid of the Novikoff hepatoma. J Biol Chem 245, 19701977.

156. Ro-Choi T.S., Redy R., Henning D., Takano T., Taylor C.W., Busch H. (1972). Nucleotide sequence of 4.5 S ribonucleic acid of Novikoff hepatoma cell nuclei. J Biol Chem 247, 3205-3222.

157. Robeck T., Skryabin B.V., Rozhdestvensky T.S., Skryabin A.B., Brosius J. (2016). BC1 RNA motifs required for dendritic transport in vivo. Sci Rep 6, 28300.

158. Rogers J.H. (1985). The origin and evolution of retroposons. Int Rev Cytol 93, 187279.

159. Ross J. (1995). mRNA stability in mammalian cells. Microbiol Rev 59, 423-450.

160. Rougemaille M., Villa T., Gudipati R.K., Libri D. (2008). mRNA journey to the cytoplasm: attire required. Biol Cell 100, 327-342.

161. Roy-Engel A.M., Salem A.H., Oyeniran O.O., Deininger L., Hedges D.J., Kilroy G.E., Batzer M.A., Deininger P.L. (2002). Active Alu element "A-tails": size does matter. Genome Res 12, 1333-1344.

162. Russanova V.R., Driscoll C.T., Howard B.H. (1995). Adenovirus type 2 preferentially stimulates polymerase III transcription of Alu elements by relieving repression: a potential role for chromatin. Mol Cell Biol 15, 4282-4290.

163. Saba J A., Busch H., Reddy R. (1985). A new moderately repetitive rat DNA sequence detected by a cloned 4.5 SI DNA. J Biol Chem 260, 1354-1357.

164. Saguez C., Schmid M., Olesen J.R., Ghazy M.A., Qu X., Poulsen M.B., Nasser T., Moore C., Jensen T.H. (2008). Nuclear mRNA surveillance in THO/sub2 mutants is triggered by inefficient polyadenylation. Mol Cell 31, 91-103.

165. San Paolo S., Vanacova S., Schenk L., Scherrer T., Blank D., Keller W., Gerber A.P. (2009). Distinct roles of non-canonical poly(A) polymerases in RNA metabolism. PLoS Genet 5, e1000555.

166. Sanduja S., Blanco F.F., Dixon D A. (2011). The roles of TTP and BRF proteins in regulated mRNA decay. Wiley Interdiscip Rev RNA 2, 42-57.

167. Saunders L.R., Barber G.N. (2003). The dsRNA binding protein family: critical roles, diverse cellular functions. FASEB J 17, 961-983.

168. Schmid M., Jensen T.H. (2010). Nuclear quality control of RNA polymerase II transcripts. Wiley Interdiscip Rev RNA 1, 474-485.

169. Schoenberg D.R. (2011). Mechanisms of endonuclease-mediated mRNA decay. Wiley Interdiscip Rev RNA 2, 582-600.

170. Schoeniger L.O., Jelinek W.R. (1986). 4.5S RNA is encoded by hundreds of tandemly linked genes, has a short half-life, and is hydrogen bonded in vivo to poly(A)-terminated RNAs in the cytoplasm of cultured mouse cells. Mol Cell Biol 6, 1508-1519.

171. Schwartz A.M., Komarova T.V., Skulachev M.V., Zvereva A.S., Dorokhov Iu L., Atabekov J.G. (2006). Stability of plant mRNAs depends on the length of the 3'-untranslated region. Biochemistry (Mosc) 71, 1377-1384.

172. Schweingruber C., Rufener S.C., Zund D., Yamashita A., Muhlemann O. (2013). Nonsense-mediated mRNA decay - mechanisms of substrate mRNA recognition and degradation in mammalian cells. Biochim Biophys Acta 1829, 612-623.

173. Serdobova I.M., Kramerov D.A. (1998). Short retroposons of the B2 superfamily: evolution and application for the study of rodent phylogeny. J MolEvol 46, 202-214.

174. Shalgi R., Hurt J.A., Krykbaeva I., Taipale M., Lindquist S., Burge C.B. (2013). Widespread regulation of translation by elongation pausing in heat shock. Mol Cell 49, 439-452.

175. Shamovsky I., Ivannikov M., Kandel E.S., Gershon D., Nudler E. (2006). RNA-mediated response to heat shock in mammalian cells. Nature 440, 556-560.

176. Sheth U., Parker R. (2003). Decapping and decay of messenger RNA occur in cytoplasmic processing bodies. Science 300, 805-808.

177. Shi Y., Manley J.L. (2007). A complex signaling pathway regulates SRp38 phosphorylation and pre-mRNA splicing in response to heat shock. Mol Cell 28, 79-90.

178. Shin C., Feng Y., Manley J.L. (2004). Dephosphorylated SRp38 acts as a splicing repressor in response to heat shock. Nature 427, 553-558.

179. Shyu A.B., Belasco J.G., Greenberg M.E. (1991). Two distinct destabilizing elements in the c-fos message trigger deadenylation as a first step in rapid mRNA decay. Genes Dev 5, 221-231.

180. Shyu A.B., Wilkinson M.F., van Hoof A. (2008). Messenger RNA regulation: to translate or to degrade. EMBO J 27, 471-481.

181. Singh U., Bongcam-Rudloff E., Westermark B. (2009). A DNA sequence directed mutual transcription regulation of HSF1 and NFIX involves novel heat sensitive protein interactions. PLoS One 4, e5050.

182. Spriggs K.A., Bushell M., Willis A.E. (2010). Translational regulation of gene expression during conditions of cell stress. Mol Cell 40, 228-237.

183. Steinmetz E.J., Conrad N.K., Brow D.A., Corden J.L. (2001). RNA-binding protein Nrd1 directs poly(A)-independent 3'-end formation of RNA polymerase II transcripts. Nature 413, 327-331.

184. Stoecklin G., Mayo T., Anderson P. (2006). ARE-mRNA degradation requires the 5'-3' decay pathway. EMBO Rep 7, 72-77.

185. Sutcliffe J G., Milner R.J., Gottesfeld J.M., Lerner R A. (1984). Identifier sequences are transcribed specifically in brain. Nature 308, 237-241.

186. Synowsky S.A., Heck A.J. (2008). The yeast Ski complex is a hetero-tetramer. Protein Sci 17, 119-125.

187. Thiebaut M., Kisseleva-Romanova E., Rougemaille M., Boulay J., Libri D. (2006). Transcription termination and nuclear degradation of cryptic unstable transcripts: a role for the nrd1-nab3 pathway in genome surveillance. Mol Cell 23, 853-864.

188. Thompson D.M., Parker R. (2009). The RNase Rny1p cleaves tRNAs and promotes cell death during oxidative stress in Saccharomyces cerevisiae. J Cell Biol 185, 43-50.

189. Thoreen C.C., Chantranupong L., Keys H.R., Wang T., Gray N.S., Sabatini D.M. (2012). A unifying model for mTORC1-mediated regulation of mRNA translation. Nature 485, 109-113.

190. Tiedge H., Chen W., Brosius J. (1993). Primary structure, neural-specific expression, and dendritic location of human BC200 RNA. J Neurosci 13, 2382-2390.

191. Tisseur M., Kwapisz M., Morillon A. (2011). Pervasive transcription - Lessons from yeast. Biochimie 93, 1889-1896.

192. Tollervey D. (2004). Molecular biology: termination by torpedo. Nature 432, 456457.

193. Ullu E., Tschudi C. (1984). Alu sequences are processed 7SL RNA genes. Nature 312, 171-172.

194. van Dijk E.L., Chen C.L., d'Aubenton-Carafa Y., Gourvennec S., Kwapisz M., Roche V., Bertrand C., Silvain M., Legoix-Ne P., Loeillet S. et al. (2011). XUTs are a class of Xrn1-sensitive antisense regulatory non-coding RNA in yeast. Nature 475, 114117.

195. Vanacova S., Wolf J., Martin G., Blank D., Dettwiler S., Friedlein A., Langen H., Keith G., Keller W. (2005). A new yeast poly(A) polymerase complex involved in RNA quality control. PLoSBiol 3, e189.

196. Vasiljeva L., Kim M., Mutschler H., Buratowski S., Meinhart A. (2008). The Nrd1-Nab3-Sen1 termination complex interacts with the Ser5-phosphorylated RNA polymerase II C-terminal domain. Nat Struct Mol Biol 15, 795-804.

197. Vassetzky N.S., Kramerov D A. (2013). SINEBase: a database and tool for SINE analysis. Nucleic Acids Res 41, D83-89.

198. Vassetzky N.S., Ten O.A., Kramerov D A. (2003). B1 and related SINEs in mammalian genomes. Gene 319, 149-160.

199. Velichko A.K., Markova E.N., Petrova N.V., Razin S.V., Kantidze O.L. (2013). Mechanisms of heat shock response in mammals. Cell Mol Life Sci 70, 4229-4241.

200. Venetianer A., Dubois M.F., Nguyen V.T., Bellier S., Seo S.J., Bensaude O. (1995). Phosphorylation state of the RNA polymerase II C-terminal domain (CTD) in heat-shocked cells. Possible involvement of the stress-activated mitogen-activated protein (MAP) kinases. Eur JBiochem 233, 83-92.

201. Veniaminova N.A., Vassetzky N.S., Kramerov D A. (2007). B1 SINEs in different rodent families. Genomics 89, 678-686.

202. Vidair C.A., Dewey W.C. (1988). Two distinct modes of hyperthermic cell death. Radiat Res 116, 157-171.

203. Vigh L., Maresca B., Harwood J.L. (1998). Does the membrane's physical state control the expression of heat shock and other genes? Trends Biochem Sci 23, 369-374.

204. Vlasova-St Louis I., Dickson A.M., Bohjanen P.R., Wilusz C.J. (2013). CELFish ways to modulate mRNA decay. Biochim Biophys Acta 1829, 695-707.

205. Vogel J.L., Parsell D.A., Lindquist S. (1995). Heat-shock proteins Hsp104 and Hsp70 reactivate mRNA splicing after heat inactivation. Curr Biol 5, 306-317.

206. von Roretz C., Di Marco S., Mazroui R., Gallouzi I.E. (2011). Turnover of AU-rich-containing mRNAs during stress: a matter of survival. Wiley Interdiscip Rev RNA 2, 336347.

207. Wang H., Iacoangeli A., Popp S., Muslimov I.A., Imataka H., Sonenberg N., Lomakin I.B., Tiedge H. (2002). Dendritic BC1 RNA: functional role in regulation of translation initiation. JNeurosci 22, 10232-10241.

208. Wang J., Gong C., Maquat L.E. (2013). Control of myogenesis by rodent SINE-containing lncRNAs. Genes Dev 27, 793-804.

209. Wang M., Pestov D.G. (2011). 5'-end surveillance by Xrn2 acts as a shared mechanism for mammalian pre-rRNA maturation and decay. Nucleic Acids Res 39, 18111822.

210. Wang Y., Guan J., Wang H., Wang Y., Leeper D., Iliakis G. (2001). Regulation of dna replication after heat shock by replication protein a-nucleolin interactions. J Biol Chem 276, 20579-20588.

211. Wasmuth E.V., Lima C.D. (2012). Exo- and endoribonucleolytic activities of yeast cytoplasmic and nuclear RNA exosomes are dependent on the noncatalytic core and central channel. Mol Cell 48, 133-144.

212. Watson J.B., Sutcliffe J.G. (1987). Primate brain-specific cytoplasmic transcript of the Alu repeat family. Mol Cell Biol 7, 3324-3327.

213. Welch W.J., Suhan J.P. (1985). Morphological study of the mammalian stress response: characterization of changes in cytoplasmic organelles, cytoskeleton, and nucleoli, and appearance of intranuclear actin filaments in rat fibroblasts after heat-shock treatment. J Cell Biol 101, 1198-1211.

214. Wery M., Descrimes M., Vogt N., Dallongeville A.S., Gautheret D., Morillon A. (2016). Nonsense-Mediated Decay Restricts LncRNA Levels in Yeast Unless Blocked by Double-Stranded RNA Structure. Mol Cell 61, 379-392.

215. Whipple J.M., Lane E.A., Chernyakov I., D'Silva S., Phizicky E.M. (2011). The yeast rapid tRNA decay pathway primarily monitors the structural integrity of the acceptor and T-stems of mature tRNA. Genes Dev 25, 1173-1184.

216. Wild K., Weichenrieder O., Strub K., Sinning I., Cusack S. (2002). Towards the structure of the mammalian signal recognition particle. Curr Opin Struct Biol 12, 72-81.

217. Williams W.P., Tamburic L., Astell C.R. (2004). Increased levels of B1 and B2 SINE transcripts in mouse fibroblast cells due to minute virus of mice infection. Virology 327, 233-241.

218. Wilmink G.J., Roth C.L., Ibey B.L., Ketchum N., Bernhard J., Cerna C.Z., Roach W.P. (2010). Identification of microRNAs associated with hyperthermia-induced cellular stress response. Cell Stress Chaperones 15, 1027-1038.

219. Wilusz C.J., Wilusz J. (2008). New ways to meet your (3') end oligouridylation as a step on the path to destruction. Genes Dev 22, 1-7.

220. Wilusz J.E., Whipple J.M., Phizicky E.M., Sharp P.A. (2011). tRNAs marked with CCACCA are targeted for degradation. Science 334, 817-821.

221. Wisdom R., Lee W. (1991). The protein-coding region of c-myc mRNA contains a sequence that specifies rapid mRNA turnover and induction by protein synthesis inhibitors. Genes Dev 5, 232-243.

222. Yakovchuk P., Goodrich J.A., Kugel J.F. (2009). B2 RNA and Alu RNA repress transcription by disrupting contacts between RNA polymerase II and promoter DNA within assembled complexes. Proc Natl Acad Sci U S A 106, 5569-5574.

223. Yakovchuk P., Goodrich J.A., Kugel J.F. (2011). B2 RNA represses TFIIH phosphorylation of RNA polymerase II. Transcription 2, 45-49.

224. Yueh A., Schneider R.J. (2000). Translation by ribosome shunting on adenovirus and hsp70 mRNAs facilitated by complementarity to 18S rRNA. Genes Dev 14, 414-421.

225. Yushok W.D., Mallalieu L.J., Batt W.G. (1956). Properties of Krebs 2 ascites carcinoma cells: Weight, size, specific gravity, and protein content. Journal of the Franklin Institute 262, 507-509.

226. Zheng D., Ezzeddine N., Chen C.Y., Zhu W., He X., Shyu A.B. (2008). Deadenylation is prerequisite for P-body formation and mRNA decay in mammalian cells. J Cell Biol 182, 89-101.

227. Zietkiewicz E., Richer C., Sinnett D., Labuda D. (1998). Monophyletic origin of Alu elements in primates. J Mol Evol 47, 172-182.

228. Вениаминова Н.А., Гоголевский К.П., Васецкий Н.С., Крамеров Д.А. (2007). Сравнительный анализ числа копии коротких ретропозонов ID и B1 в геномах грызунов. Молекулярная биология 41, 1081-1084.

229. Калинина Н.О., Скарлат И.В., Чумаков К.М. (1987). 4.5S-PHKi в составе вирусспецифических полирибосом из клеток асцитной карциномы Кребс 2, зараженных вирусом энцефаломиокардита. Биохимия 52, 2045-2049.

230. Кантидзе О.Л., Величко А.К., Разин С.В. (2015). Репрессия транскрипции при тепловом стрессе Биохимия 80, 1181-1185.

231. Макарова Ю.А., Крамеров Д.А. (2007). Малые ядрышковые РНК. Молекулярная биология 41, 246-259.