Каталитические свойства рекомбинантной липоксигеназы-3 (ZmLOX3) кукурузы тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.05, кандидат биологических наук Осипова, Елена Валентиновна

• Осипова, Елена Валентиновна
• кандидат биологических наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Осипова, Елена Валентиновна

Список сокращений

Введение

Глава I. Обзор литературы

1.1. Липоксигеназы растений

1.1.1. Липоксигеназная реакция и субстратные предпочтения

1.1.2. Модели специфичности действия липоксигеназ

1.1.3. Ренгеноструктурный анализ липоксигеназ

1.1.4. Липоксигеназа-3 кукурузы (гшЬОХЗ)

1.2. Липоксигеназная сигнальная система растений

1.2.2. Алленоксидсинтазный путь

1.2.3. Гидропероксидлиазный путь

1.2.4. Дивинилэфирсинтазный путь

1.3. Постановка цели исследования

Глава II. Материалы и методы

2.1. Получение продуцентов рекомбинантных ферментов

2.2. Полимеразная цепная реакция

2.3. Сайт-направленный мутагенез

2.4. Определение нуклеотидной последовательности

2.5. Получение рекомбинантного фермента

2.7. Кинетические исследования

2.8. Дериватизация продуктов реакции

2.9. Высокоэффективная жидкостная хроматография

2.10. Масс-спектрометрические исследования

Глава III. Результаты и их обсуждение

3.1. Получение рекомбинатного фермента ZmLOXЗ

3.1.1. Экспрессия и лизис культуры-продуцента

3.1.2. Очистка рекомбинантного фермента

3.1.3. Стабильность рекомбинантного фермента 2гпЬОХЗ

3.2. Окисление свободных жирных кислот

3.2.1. Окисление линолевой кислоты при участии ZmLOX

3.2.2. Окисление высших гомологов линолевой кислоты при участии ZmLOX3 и GmLOXl

3.2.3. Окисление жирных кислот гексадеканового ряда при участии ZmLOX3 и GmLOXl

3.2.4. Особенности окисления свободных жирных кислот при участии ZmLOX3 и GmLOXl

3.3. Гексадеканоидный путь в растениях

3.3.1. Идентификация производных 16:3 в растениях in vivo

3.3.2. Участие ^¿^-гидроперекиси 16:3 в липоксигеназном пути

3.4. Сайт-направленный мутагенез ZmLOX3 86 3.4.1. Создание мутантных форм ZmLOX

3.4.3. Окисление линолевой кислоты при участии мутантных форм ZmLOX

3.4.4. Окисление сложных липидов при участии ZmLOX3 дикого типа и ее мутантной формы Ala562Gly

3.4.1. Трехмерная модель ZmLOX

3.5. Модель позиционирования субстратов в активном центре липоксигеназ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Каталитические свойства рекомбинантной липоксигеназы-3 (ZmLOX3) кукурузы»

Постановка проблемы и ее актуальность. Окисленные производные жирных кислот - оксилипины - выступают в качестве сигнальных молекул, определяющих физиологическое состояние растений, животных и микроорганизмов [Guerrero et al., 1997; Hamberg et al., 1998; Su, Oliw, 1998; Hornsten et al., 2002; Vance et al., 2004; Vidal-Mas et al., 2005]. Эти вещества участвуют в регуляции роста, развития, ответа на ряд биотических и абиотических стрессоров у растений. Являясь продуктами жизнедеятельности многих микроорганизмов, оксилипины задействованы в процессах коммуникации между патогеном и хозяином.

Ключевым ферментом липоксигеназного пути является липоксигеназа (ЛОГ; линолеатжислород оксидоредуктаза ЕС 1.13.11.12). Липоксигеназы животных, водорослей, грибов и микроорганизмов используют в качестве субстрата С^о-жирные кислоты (например, арахидоновую кислоту), в то время как липоксигеназы растений катализируют превращение Cig-жирных кислот (линолевой и а-линоленовой кислоты). У многих видов растений, животных и микроорганизмов определены нуклеотидные последовательности генов липоксигеназ. В то же время лишь некоторые из них клонированы с целью исследования функциональных белковых продуктов.

В зависимости от образуемых региоизомеров продуктов реакции, липоксигеназы растений разделяются на (9 S)- и (13£)-специфичные. Относительно механизмов катализа, определяющих специфичность действия ферментов данного класса, единого мнения у исследователей не существует. Классическим объектом для исследования моделей взаимодействия субстрата с активным центром является (П^-специфичная липоксигеназа-1 сои (GmLOXl), для которой получены данные рентгеноструктурного анализа [Tomchick et al., 2001]. Предложено несколько моделей взаимодействия активного центра липоксигеназ с арахидоновой и линолевой кислотами. Эти модели достаточно хорошо описывают каталитические свойства (135)специфичных липоксигеназ, однако не согласуются с экспериментальными данными, полученными при изучении (9£)-специфичных липоксигеназ. Не исследованным остается вопрос о каталитической активности липоксигеназ растений в отношении других ненасыщенных жирных кислот, кроме линолевой и а-линоленовой, в том числе жирных кислот гексадеканового ряда, составляющих до 20% от общего количества липидов в 16:3 растениях [Jamieson, Reid 1971; Mongrand et ah, 2005].

У всех изученных видов растений обнаружено несколько изоформ как (9S)-, так и (135)-специфичных липоксигеназ. Это затрудняет изучение отдельных ферментов, выделяемых из гомогенатов тканей [Gardner, 1989]. В этой связи, перспективным подходом для изучения каталитических особенностей индивидуальных ферментов является клонирование соответствующих генов с последующей их экспрессией в гетерологичных системах. Данная технология также облегчает проведение направленных модификаций первичной структуры изучаемых белков, что служит эффективным инструментом для проверки предполагаемых моделей катализа.

Цель и задачи исследования. Целью нашего исследования являлось выяснение механизма каталитического действия рекомбинантной {9S)~ специфичной липоксигеназы-3 (ZmLOX3) кукурузы.

Для достижения указанной цели были поставлены следующие задачи:

1. Получение и характеристика рекомбинантного фермента ZmLOX3.

2. Сравнение регио- и стереоспецифичности действия ZmLOX3 и (135)-специфичной липоксигеназы-1 (GmLOXl) сои при использовании в качестве субстратов гомологов линолевой и а-линоленовой кислот с разной длиной углеродной цепи.

3. Выявление особенностей каталитически важных доменов ZmLOX3 и определение вариантов их направленной модификации.

4. Получение мутантных форм ХтЬОХЗ. Сравнение особенностей превращения линолевой кислоты и сложных липидов при участии фермента дикого типа и его мутантной формы.

5. Построение моделей взаимодействия 2тЬОХЗ и СтЬОХ1 с субстратами на основании экспериментальных данных и компьютерного моделирования.

Научная новизна работы. Проведенные исследования расширяют представления о теории специфичности действия ферментов липоксигеназ. На основании компьютерного моделирования и полученных экспериментальных данных определены факторы, влияющие на специфичность окисления субстратов при участии (95)- и (О^-липоксигеназ растений (2тЬОХЗ и ОтЬОХ1). Показано, что позиционирование субстратов в активном центре ОшЬОХ1 и ZmLOXЗ различается, однако, вне зависимости от региоспецифичности фермента проникновение субстрата в активный центр липоксигеназ осуществляется метильным концом вперед. Специфичность действия 2тЬОХЗ определяется лимитированным объемом активного центра, его пространственной структурой, положением ключевых аминокислотных остатков и атома железа. Выявлено, что проявление специфичности действия 2тЬОХЗ возможно при использовании жирных кислот октадеканового и гексадеканового ряда, встречающихся в растениях.

Полученные данные открывают перспективы для изучения гексадеканоидного липоксигеназного пути и физиологической роли его продуктов в растениях. Впервые обнаружено, что ZmLOXЗ и СтЬОХ1 диоксигенируют жирные кислоты с укороченной по сравнению с линолевой кислотой углеродной цепью по (п-2) и (п+2) типу в зависимости от специфичности действия ферментов. Показано участие (72,102,132)-гексадекатриеновой кислоты в классическом 9-липоксигеназном пути растений.

Результаты работы могут способствовать разработке алгоритмов направленной модификации белков с целью получения ферментов с заданными свойствами. На основе разработанной модели выявлены консервативные участки полипептидной цепи 2тЬОХЗ и предложены варианты мутаций, с высокой вероятностью влияющие на каталитические свойства фермента. В результате единичной аминокислотной замены изменена региоспецифичность действия 2шЬОХЗ.

Научно-практическая значимость работы. Полученные данные вносят вклад в понимание функционирования одной из ключевых сигнальных систем растения, способствующей его адаптации к неблагоприятным условиям. Изучены механизмы образования продуктов функционирования липоксигеназной сигнальной системы - оксилипинов, участвующих в процессах онтогенеза растений, таких как созревание плодов, прорастание семян, образование пыльцы, развитие цветков, корней и других органов, а также в формировании ответа на стрессовые факторы.

Разработаны системы получения и очистки препаративных количеств липоксигеназ растений. Использование технологии рекомбинантных ДНК и различных систем экспрессии дало возможность получения рекомбинантных белков данного класса для последующего возможного использования в промышленности, поскольку количество многих белков часто ограничено низкой доступностью в природе.

Возможность направленных превращений ферментов открывает новые способы модификации их каталитических свойств. Качественное изменение ферментативного катализа при сайт-направленном мутагенезе представляет, потенциальный интерес для практического использования в области биоинженерии с целью получения ферментов с заданными свойствами.

Экспериментальные данные и методические приемы, изложенные в работе, могут быть использованы в учреждениях медицинского, сельскохозяйственного, биологического и биотехнологического профилей, занимающихся получением рекомбинантных ферментов, исследованием взаимосвязи структуры и функций белков, а также в учебном процессе при чтении курсов лекций по биохимии, физиологии растений и молекулярной биологии в ВУЗах.

Связь работы с научными программами и собственный вклад автора в исследования. Работа проводилась с 2006 по 2009 гг. в соответствии с планом научных исследований УРАН КИББ КазНЦ РАН по I теме «Липоксигеназы растений. Изучение молекулярных механизмов , I' катализа и поиск новых физиологически активных продуктов» (гос. 1 регистрационный номер 0120.0 603843). Исследования автора, как исполнителя данной тематики, поддержаны грантом РФФИ № 06-04-48430-а «Липоксигеназы растений. От первичного : строенияч - ' к пониманию молекулярных механизмов действия», и грантом Президиума РАН (программа «Молекулярная и клеточная биология»), а также грантом ведущей научной школы академика И.А. Тарчевского НШ-5492.2008.4. Научные положения и выводы диссертации, базируются на результатах собственных исследований автора.

Положения, выносимые на защиту:

1. Липоксигеназа-3 ^тЬОХЗ) кукурузы проявляет (95)-специфичность действия при окислении линолевой кислоты при разных значениях рН (6,5, 7,5, 9,5).

2. 2тЬОХЗ не способна специфически окислять жирные кислоты с длиной углеродной цепи более 18 атомов, не встречающиеся в растениях, в отличии от соевой липоксигеназы-1 (ОптЬОХ1), которая окисляет эти субстраты специфически. Окисление (72,102,132)-гексадекатриеновой кислоты при участии ZпLLOXЗ происходит специфически.

3. Аминокислотный остаток А1а562, расположенный в активном центре ХтЪОХЗ, важен для проявления региоспецифичности действия, так как замена аланина на меньший по размерам глицин приводит к частичному проявлению (13./?)-региоспецифичности.

4. 2тЬОХЗ окисляет сложные липиды, которые, из-за значительного размера группировки, связанной с карбоксильной группой жирной кислоты, могут проникнуть в активный центр только метальным концом вперед.

5. Анализ моделей взаимодействия липоксигеназ с субстратами показал, что для ХтЬОХЗ наиболее характерен единственный способ позиционирования субстрата в активном центре, тогда как для СтЬОХ1 показано наличие двух способов позиционирования.

Апробация работы. Результаты диссертационной работы доложены на 12-ой Международной школе-конференции молодых ученых «Биология -наука XXI века» (Пущино, 2008); на I Всероссийском конгрессе студентов и аспирантов «Симбиоз Россия 2008» (Казань, 2008); на Международной школе-конференции «Генетика микроорганизмов и биотехнология» (Москва-Пущино, 2008); на IV съезде Российского общества биохимиков и молекулярных биологов (Новосибирск, 2008); на II Международной конференции «Постгеномная эра в биологии и проблемы биотехнологии» (Казань, 2008); на Международном симпозиуме «Растительные липиды и оксилипины» (Казань, 2008); на Международном симпозиуме «Регуляторные оксилипины» (Швейцария, Лозанна, 2009); на Международной конференции «Симбиоз-2009: Биология - расширение границ» (Казань, 2009); на II Всероссийском конгрессе студентов и аспирантов «Симбиоз Россия-2009» (Пермь, 2009); на 13-ой Международной Пущинской школе-конференции молодых ученых «Биология - наука XXI века» (Пущино, 2009); на IV Российском симпозиуме «Белки и пептиды» (Казань, 2009). Работа награждена дипломом I степени I Всероссийского конгресса студентов и аспирантов «Симбиоз Россия-2008» (Казань, 2008).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 15 работ, из них три статьи в рецензируемых изданиях.

Структура и объем диссертации. Диссертация изложена на 139 страницах машинописного текста и состоит из введения, обзора литературы, описания объектов и методов исследования, изложения и обсуждения

Заключение диссертации по теме «Физиология и биохимия растений», Осипова, Елена Валентиновна

выводы

1. Получен препарат очищенной рекомбинантной липоксигеназы (ZmLOX3) кукурузы. Преобладающим продуктом окисления линолевой кислоты при участии ZmLOX3 является (9£)-гидроперекись линолевой кислоты.

2. Специфичность действия ZmLOX3 сохраняется при окислении субстратов с укороченной цепью, но теряется при окислении субстратов с удлиненной углеродной цепью.

3. ZmLOX3 и соевая липоксигеназа-1 (GmLOXl) специфически окисляют (7Z, 10Z, 132)-гексадекатриеиовую кислоту с образованием (7S)-гидроперекиси и (1 ^-гидроперекиси, соответственно. Впервые обнаружено, что гидроксипроизводные кислот гексадеканового ряда содержатся в некоторых растениях.

4. Впервые показано участие (7£)-гидроперекиси гексадекатриеновой кислоты в липоксигеназном каскаде растений. При участии дивинилэфирсинтазы табака и алленоксидсинтазы кукурузы (7S)-гидроперекись превращается в дивиниловый эфир (динор-колнеленовую кислоту) и а-кетол, соответственно.

5. Показано, что ZmLOX3 катализирует специфическое окисление 1-линоленоил-глицерола и 2-линолеол-глицеро-З-фосфохолина, что свидетельствует о проникновении субстрата в активный центр метальным концом вперед.

6. Получена мутантная форма ZmLOX3 Ala562Gly, которая при окислении линолевой кислоты и 1-линоленоил-глицерола проявляет измененную специфичность действия, образуя (13Я)-гидроперекиси наряду с обычными для фермента дикого типа (96}-гидроперекисями. Таким образом, даже минимальные изменения объема полости активного центра приводят к изменению специфичности действия ZmLOX3.

7. Создана модель трехмерной структуры ZmLOX3, а также модели взаимодействия субстратов (жирные кислоты, сложные липиды) с активным центром, объясняющие специфичность действия фермента.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Благодаря прогрессу в области молекулярной биологии определены аминокислотные последовательности множества липоксигеназ, а также условия экспрессии их генов в растениях. В то же время, работы по клонированию генов липоксигеназ растений в большинстве случаев завершаются лишь поверхностной характеристикой свойств рекомбинантного белка. Остаются неизученными субстратные предпочтения, регио- и стереоспецифичность действия, что препятствует выяснению общих закономерностей 9- и 13-липоксигеназных путей. В результате экспериментов с жирными кислотами, имеющими разную длину углеродной цепи (16:2, 18:2, 20:2, 22:2), выяснено, что для гшЬОХЗ определяющим фактором является расстояние от карбоксильного конца субстрата до центра пентадиенильного основания. Так, высокие скорость реакции и специфичность липоксигеназы сохраняются в случае, если указанное это расстояние соответствует характерному для линолевой кислоты расстоянию, как наблюдается в случае гексадекадиеновой кислоты. Такое соответствие можно объяснить необходимостью заякоривания карбоксильной группы субстрата на поверхности фермента. Нарушение регио- и стереоспецифичности диоксигенирования 20:2 и 22:2 может быть связано с неправильным позиционированием субстрата в активном центре фермента. Однако в настоящей работе показано сохранение специфичности действия по (п-2) типу фермента ОтЬОХ1 при использовании различных субстратов. Полученные экспериментальные данные согласуются с построенной нами моделью позиционирования субстрата в активном центре фермента, согласно которой расположение пентадиенильного основания может определяться лимитированным объемом субстрат-связывающего центра данного фермента. В связи с этим, окисление субстратов с удлиненной цепью оказывается затрудненным, что проявляется в снижении скорости, но не специфичности реакции. Р?7С00Н

98)-гидроперекись, У9-.13-гидроперекиси^

ООН

ООН

Р?5

ООН игсоон

98)-, (13РУ-гидроперекись , К7СООН

138)-гидроперекись, (13-, 9-гидроперекисиУ

ООН а. ^ ^ ягсоон (98)-гидроперекись

Ал гтЮХЗ! А1а56201у гтюхз

2-ЛФХ

1-МЛГ сложные лип иды р^соон 20:2 вободныежирные кислоты я7соон гтЮХЗ |СООН

ООН

Я5

НОО, п+/-2)

59СООН

П+/-1) ^ Ъсоон 11-.12-. 13-.14угидроперекиси^у п-2) 13:2

ИтЮХЗ

ООН г

3 к7соон

16:2 7

К2 ^ Чч// \?соон

18:3 тЮХЗ!

К л V

16:3

КбСООН

Г ООН

Я9

В5' ^^^ К7СООН

ООН гтюхз ноо Р?11СООН ИПСООН

И 3- .17-тдоопеоекисиУ

2гпЮХЗ

Р2 ^ ^ В7СООН

98)-гидроперекись 0он (98)-гидроперекись оон (п-2)! (п-2) '

ЯЗ ^ Я7С00Н Г?2 V V Я5СООН

98)-гидроперекись (78)-гидроперекись

Рис. 33. Схема липоксигеназных реакций, катализируемых при участии 2шЬОХЗ и ее мутантной формы А1а56201у. о 00

Ранее сообщалось, что замена одного аминокислотного остатка в сайте Коффа приводила к смене регио- и стереоспецифичности действия 13-специфичных липоксигеназ [Coffa, Brash, 2004]. Нами показано, что мутация Ala562Gly 9-специфичной липоксигеназы ZmLOX3 лишь частично изменяет региоспецифичность фермента. Также получены данные о возможности окисления 9-специфичными липоксигеназами сложных липидов. Таким образом, результаты нашего исследования указывают на ограниченность теории специфичности липоксигеназ, связанной с ориентацией субстрата в активном центре и необходимостью разработки новой модели, основанной на признании того, что субстрат поступает в активный центр только метальным концом.

Выявленные нами пути метаболизма липидов, катализируемые ZmLOX3, представлены на рис. 33. Значительные каталитические возможности фермента предполагают разнообразие его физиологических функций. Если такие субстраты как 20:2, 22:2, 20:4 не встречаются в растениях, или встречаются в крайне малых количествах, то жирные кислоты гексадеканового ряда могут составлять до 20% от общей массы жирных кислот в 16:3 растениях [Mongrand et al., 2005]. Нами в экспериментах in vitro впервые показано, что ZmLOX3 стерео- и региоспецифически катализирует превращение гексадекатриеновой кислоты с образованием (7 S)-гидроперекиси.

7-Гидроперекись гексадекатриеновой кислоты обнаружена в 16:3 растениях, и в 18:3 растениях. Присутствие данного оксилипина в 18:3 растениях можно объяснить результатом либо Р-окисления 9-гидроперекиси 18:3, либо Р-окисления 18:3 до 16:3 и последующим образованием гидроперекиси с помощью 9-специфичной липоксигеназы. Однако, гидроперекиси жирных кислот с более короткой цепью, которые присутствовали бы в случае р-окисления 9-гидроперекиси 18:3, наряду с 7-гидроперекисью 16:3, обнаружены не были. Возможно, образование 7-гидроперекиси 16:3 для растений не является случайным, хотя физиологическая роль данного оксилипина еще не выявлена. Согласно полученным результатам, 7-гидроперекись 16:3 может использоваться другими ферментами липоксигеназного каскада в качестве субстрата для последующих реакций. (95)-Специфичная дивинилэфирсинтаза табака преобразует 7-гидроперекись 16:3 in vitro в новый оксилипин - динор-колнеленовую кислоту. Алленоксидсинтаза кукурузы преобразует 7-гидроперекись 16:3 in vitro в а-кетол - 7-гидрокси-8-оксо-10(Z), 12(Z)-гексадекадиеновую кислоту. Полученные результаты предполагают возможность участия 7-гидроперекиси гексадекатриеновой кислоты в липоксигеназном каскаде в растениях. Также показано, что GmLOXl может использовать в качестве субстрата 16:3, образуя 11-гидроперекись, которая участвует в липоксигеназном каскаде. Использование в качестве субстрата гексадекатриеновой кислоты липоксигеназами, принадлежащими к филогенетически отдаленным группам и различающимися по специфичности действия, предполагает существование еще не известной физиологической роли этих новых оксилипинов. Полученные результаты открывают новые возможности исследования гексадеканоидного липоксигеназного пути и механизмов регуляции специфичности действия липоксигеназ.

Ill

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Осипова, Елена Валентиновна, 2010 год

1. Гловер, Д. Клонирование ДНК. Методы / Д. Гловер. М.: Мир, 1988.-538 с.

2. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Д. Молекулярное клонирование. -М.: Мир, 1984.-479 с.

3. Остерман, JI.A. Методы исследования белков и нуклеиновых кислот: электрофорез и ультрацентрифугирование / JI.A. Остерман. М.: Наука, 1981.-288 с.

4. Патрушев, Л.И. Искусственные генетические системы. Т. 1. Генная и белковая инженерия. М.: Наука, 2004. - с. 530.

5. Скоупс, Р. Методы очистки белков / Р. Скоупс. — М.: Мир, 1985. -358 с.

6. Тарчевский, И.А. Метаболизм растений при стрессе (избранные труды) / И.А. Тарчевский. Казань.: Фэн, 2001. - 448 с.

7. Чечеткин И. Р. Регио- и стереоспецифичность рекомбинантной липоксигеназы-2 сои / И.Р Чечеткин., Ф.К. Мухитова, Ю.В. Гоголев, А.Н. Гречкин // Доклады РАН. 2007. - Вып.415. С. 829-831.

8. Agrawal, G.K. Шее octadecanoid pathway / G.K. Agrawal, S.Tamogami, O. Han, H. Iwahashi, R. Rakwal // Biochemical and Biophysical Research Communications. 2004. -V. 317. P. 1-15.

9. Aharon, G.S. Activation of a plant plasma membrane Ca2+ channel by TGalphal, a heterotrimeric G protein alpha-subunit homologue / G.S. Aharon, A. Gelli, W.A. Snedden, E. Blumwald//FEBS Lett. 1998. -V. 424. P. 17-21.

10. Andreou, A.Z. Properties of a mini 9R-lipoxygenase from Nostoc sp. PCC 7120 and its mutant forms / Andreou A. Z., M. Vanko, L. Bezakova, I. Feussner // Phy to chemistry. 2008. - V.69. PI 832-1837.

11. Andreou, A.Z. On the Substrate Binding of Linoleate 9-Lipoxygenases / A.Z. Andreou, E. Hornung, S. Kunze, S. Rosahl, I. Feussner // Lipids. 2009. - V. 44. P. 207-215.

12. Anterola, A. Physcomitrella patens has lipoxygenases for both eicosanoid and octadecanoid pathways / A. Anterola, C.Gubel, E.Hornung, G. Sellhom, I. Feussner, H. Grimes // Phytochemistry. 2009. - V. 70. P. 40-52.

13. Balbi, V. Jasmonate signalling network in Arabidopsis thaliana: crucial regulatory nodes and new physiological scenarios / V. Balbi, A. Devoto //New Phytol. 2008. - V. 177. P. 301-318.

14. Bate, N.J. C6-volatiles derived from the lipoxygenase pathway induce a subset of defense-related genes / N.J. Bate, S.J. Rothstein // Plant J. 1998. - V. 16. P. 561-569.

15. Bateman, A. The PLAT domain: a new piece in the PKD1 puzzle / Bateman A., Sandford R. // Curr Biol. 1999. - V. 9. P. 588-590.

16. Battu, S. Linoleic acid peroxidation by Solanum tuberosum lipoxygenase was activated in the presence of human 5-lipoxygenase-activating protein / S. Battu, S. Moalic, M. Rigaud, J.L. Beneytout // Biochim Biophys Acta. 1998. - V. 1392. P. 340-350.

17. Belkner, J. The oxygenation of cholesterol esters by the reticulocyte lipoxygenase / J. Belkner, R. Wiesner, H. ICuhn, V.Z. Lankin // FEBS Lett. 1991. -V. 279. P. 110-114.

18. Belkner, J. The rabbit 15-lipoxygenase preferentially oxygenates LDL cholesterol esters, and this reaction does not require vitamin E / J. Belkner, H. Stender, H. Kuhn // J. Bio.l Chem. 1998. - V. 273. P. 23225-23232.

19. Bernart, M.W. Unprecedented oxylipins from the marine green alga

20. Acrosiphonia coalita / M.W. Bernart, G.G.Whatley, Gerwick W.H. // J. Nat. Prod. 1993. V. 56. P. 245-259.

21. Blee, E. Envelope Membranes from Spinach Chloroplasts Are a Site of Metabolism of Fatty Acid Hydroperoxides / E. Blee, J. Joyard // Plant Physiol. -1996. V. 110. P. 445-454.

22. Blee, E. Phytooxylipins and plant defense reactions / Prog. Lipid Res. -1998.-V. 37. P. 33-72.i

23. Blee, E. Impact of phyto-oxylipins in plant defense / Trends in Plant Science. 2002. -V. 7. P. 315-322.

24. Boeglin, W.E. A 12R-lipoxygenase in human skin: mechanistic evidence, molecular cloning and expression / W.E. Boeglin, R.B. Kim, A.R. Brash // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. - V. 95. P. 6744-6749.

25. Boeglin, W.E. Investigation of substrate binding and product stereochemistry issues in two linoleate 9-lipoxygenases / W.E. Boeglin, A. Itoh, Y. Zheng, G. Coffa, G.A. Howe, A.R. Brash // Lipids. 2008. - V. 43. P. 979-987.

26. Borngraber, S. Phenylalanine 353 is a primary determinant for the positional specificity of mammalian 15-lipoxygenases / S. Borngraber, R.J. Kuban, M. Anton, H. Kuhn // J. Mol. Biol. 1996. - V. 264. P. 1145-1153.

27. Borngraber, S. Shape and specificity in mammalian 15-lipoxygenase active site / S. Borngraber, M. Browner, S. Gillmor, C. Gerth, M. Anton, R. Flettericlc, H. Kuhn // J. Biol. Chem. 1999. - V. 274. P. 37345-37350.

28. Boutaud, O. Purification and catalytic activities of the two domains of the allene oxide synthase-lipoxygenase fusion protein of the coral Plexaura homomalla / O. Boutaud, A.R. Brash // J Biol Chem. 1999. - V. 274. P. 3376433770.

29. Boyington, J.C. The three-dimensional structure of an arachidonic acid 15-lipoxygenase / J.C. Boyington, B.J. Gaffney, L.M. Amzel // Science. 1993. -V. 260. P. 1482-1486.

30. Brash, A.R. Analysis of a specific oxygenation reaction of soybean lipoxygenase-1 with fatty acids esterified in phospholipids / A.R. Brash, C.D. Ingram, T.M. Harris // Biochemistry. 1987. - V. 26. P. 5465-5471.

31. Brash, A.R. Allene oxide and aldehyde biosynthesis in starfish oocytes /

32. A.R. Brash, M.A. Hughes, D.J. Hawkins, W.E. Boeglin, W.C. Song, L. Meijer // J. Biol. Chem. 1991. - V. 266. P. 22926-22931.

33. Brash, A.R. Lipoxygenases: occurrence, functions, catalysis, and acquisition of substrate / J. Biol. Chem. 1999. -V. 274. P. 23679-23682.

34. Brash, A.R. Autoxidation of methyl linoleate: identification of the bis-allylic 11-hydroperoxide // Lipids. 2000. -V. 35. P. 947-952.

35. Bryant, R.W. Positional specificity of a reticulocyte lipoxygenase. Conversion of arachidonic acid to 15£-hydroperoxy-eicosatetraenoic acid / R.W. Bryant, J.M. Bailey, T. Schewe, S.M. Rapoport // J. Biol. Chem. 1982. - V. 257. P. 6050-6055.

36. Butovich, I.A. Enzyme-catalyzed and enzyme-triggered pathways in dioxygenation of 1 -monolinoleoyl-rac-glycerol by potato tuber lipoxygenase / I.A. Butovich, C.C. Reddy // Biochim Biophys Acta. 2001. -V. 1546. P. 379-398.

37. Cardinale, F. Differential activation of four specific MAPK pathways by distinct elicitors / F. Cardinale, C. Jonak, W. Ligterinlc, K. Niehaus, T. Boiler, H. Hirt // J. Biol. Chem. 2000. - V. 275. P. 36734-36740.

38. Casey, R. New frontiers in food enzymology: recombinant lipoxygenases / R. Casey, S.I. West, D. Hardy, D.S. Robinson, Z. Wu, R.K. Hughes // Trends Food Sci. Technol. 2000. - V. 10. P. 297-302.

39. Chamulitrat, W. Nitroxide metabolites from alkylhydroxylamines and N-hydroxyurea derivatives resulting from reductive inhibition of soybean lipoxygenase / W. Chamulitrat, R.P. Mason, D. Riendeau // J. Biol. Chem. 1992. -V. 267. P. 9574-9579.

40. Chappie, C. Molecular-genetix analysis of plant cytochrome P450-dependent monooxygenase / Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1998. -V. 49. P. 311-343.

41. Chechetkin, I.R. The novel pathway for ketodiene oxylipin biosynthesis in Jerusalem artichoke {Helianthus tuberosus) tubers / I.R. Chechetkin, N.V.

42. Medvedeva , A.N. Grechkin // Biochim. Biophys. Acta. 2004. - V. 1686. P. 714.

43. Chechetkin, I. R. A lipoxygenase-divinyl ether synthase pathway in flax {Linum usitatissimum L.) leaves / I.R.Chechetkin, A. Blufard, M. Hamberg, A.N. Grechkin // Phytochemistry. 2008. - V. 69. P.2008-2015.

44. Chechetkin, I.R. Unprecedented pathogen-inducible complex oxylipins from flax linolipins A and B / I.R. Chechetkin, F.K. Mukhitova, A.S. Blufard, A.Y. Yarin, L.L. Antsygina, A.N. Grechkin // FEBS J. - 2009. V. 276. P. 44634472.

45. Chen, X.Y. Expression, purification, and characterization of a recombinant 5-lipoxygenase from potato tuber / X.Y. Chen, P. Reddanna, G.R. Reddy, R. Kidd, G. Hildenbrandt, C.C. Reddy // Biochem. Biophys. Res. Comm. -1998. V. 243. P. 438-443.

46. Choi, J. Conformational flexibility in mammalian 15S-lipoxygenase: Reinterpretation of the crystallographic data / J. Choi, J.K. Chon, S. Kim, W.Shin // Proteins. 2008. - V. 70. P. 1023-1032.

47. Christopher, J. Isolation of an isozyme of soybean lipoxygenase / J. Christopher, E. Pistorius, B. Axelrod // Biochim Biophys Acta. 1970. - V. 198. P.12-19.

48. Christopher, J.P. Factors influencing the positional specificity of soybean lipoxygenase / J.P. Christopher, E.K. Pistorius, F.E. Regnier, B. Axelrod // Biochim. Biophys. Acta. 1972. - V. 289. P. 82-87.

49. Coffa, G. Discovery of an 11 (R)- and 12(<S)-lipoxygenase activity in ovaries of the mussel Mytilus edulis / G. Coffa, E.M. Hill // Lipids. 2000. - V. 35. P. 1195-1204.

50. Coffa, G. A single active site residue directs oxygenation stereospecificity in lipoxygenases: stereocontrol is linked to the position of oxygenation / G. Coffa, A.R. Brash // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. - V. 101. P. 15579-15584.

51. Coffa, G. A comprehensive model of positional and stereo control in lipoxygenases / G. Coffa, C. Schneider, A. R. Brash // Biochemical and Biophysical Research Communications. 2005. - V. 338. P. 87-92.

52. Cowley, T. Local and systemic effects of oxylipins on powdery mildew infection in barley / T. Cowley, D. Walters // Pest Management Science. 2005. -V. 61. P. 572-576.

53. Croft, K. Volatile Products of the Lipoxygenase Pathway Evolved from Phaseolus vulgaris (L.) Leaves Inoculated with Pseudomonas syringae pv phaseolicola / K. Croft, F. Juttner, A.J. Slusarenko // Plant Physiol. 1993. - V. 101. P. 13-24.

54. Farmer, E.E. Interplant communication: airborne methyl jasmonate induces synthesis of proteinase inhibitors in plant leaves / E.E. Farmer, C.A. Ryan // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. - V. 87. P 7713-7716.

55. Farmer, E.E. Fatty acid signaling in Arabidopsis / E.E. Farmer, H. Weber, S. Vollenweider // Planta. 1998. - V. 206. P. 167-174.

56. Fauconnier M.L. Potato tuber phospholipids contain colneleic acid in the 2-position / M.L. Fauconnier, T.D. Williams, M. Marlier, R. Welti // FEBS Lett. -2003.-V. 538. P. 155-158.

57. Feussner, I. The lipid body lipoxygenase from cucumber seedlings exhibits unusual reaction specificity / I. Feussner, H. Kuhn // FEBS Lett. 1995. -V. 367. P. 12-14.

58. Feussner, I. Structural Elucidation of Oxygenated Storage Lipids in

59. Cucumber Cotyledons. Implication of lipid body lipoxygenase in lipid mobilization during germination / I. Feussner, T.J. Balkenhohl, A. Porzel, H. Kuhn, C. Wasternack // The Journal of Biological Chemistry. 1997. - V. 272. P. 21635-21641.

60. Feussner, I. Lipoxygenase-dependent degradation of storage lipids / I. Feussner, H. Kuhn, C. Wasternack // Trends Plant Sci. 2001. - V. 6. P. 268-273.

61. Feussner, I. The lipoxygenase pathway / I. Feussner, C. Wasternack // Annual Reviews of Plant Biology. 2002. - V. 53. P. 275-297.

62. Fukushige, H. Purification and Identification of Linoleic Acid Hydroperoxides Generated by Soybean Seed Lipoxygenases 2 and 3 / H. Fukushige, C. Wang, T.D. Simpson, H.W. Gardner, D.F. Hildebrand // J. Agric. Food Chem. 2005. - V. 53. P. 5691-5694.

63. Fuller, M. Activity of soybean lipoxygenase isoforms against esterified fatty acids indicates functional specificity / M. Fuller, H. Weichert, A. Fischer, I. Feussner, H. Grimes // Arch. Biochem. Biophys. 2001. - Y. 388. P. 146-154.

64. Funk, M.O. Oxygenation of trans polyunsaturated fatty acids by lipoxygenase reveals steric features of the catalytic mechanism / M.O.J. Funk, J.C. Andre, T. Otsuki // Biochemistry. 1987. - V. 2621. P. 6880-6884.

65. Galliard, T. Lipids of potato tubers. II. Lipid-degrading enzymes in different varieties of potato tuber / T. Galliard, J.A. Matthew // J. Sci. Food. Agric. 1973.-V. 24. P. 623-627.

66. Gan, Q.F. Defining the arachidonic acid binding site of human 15-lipoxygenase: molecular modelling and mutagenesis / Q.F. Gan, M.F. Browner, D.L. Sloane, E. Sigal // J. Biol. Chem. 1996. - V. 271. P. 25412-25418.

67. Gardner, H.W. Soybean lipoxygenase-1 enzymically forms both (95)-and (13 ^-hydroperoxides from linoleic acid by a pH-dependent mechanism / Biochim. Biophys. Acta. 1989. - V. 1001. P. -274-281.

68. Gardner, H. W. Recent investigations into the lipoxygenase pathway ofplants / Biochim. Biophys. Acta. 1991. V. 1084. P. 221-239.

69. Gardner, H.W. Biocatalysis by the plant lipoxygenase pathway: oxygenated fatty acid production and hydroperoxide lyases / H.W. Gardner, A.N. Grechkin // Lipid Biotechnology, New York, Basel, 2002 pp. 157-182.

70. Garssen, G.J. An anaerobic reaction between lipoxygenase, linoleic acid and its hydroperoxides / G.J. Garssen, J.F. Vliegenthart, J. Boldingh // Biochem. J. 1971.-V. 122. P. 327-332.

71. Glickman, M.H. Lipoxygenase reaction mechanism: demonstration that hydrogen abstraction from substrate precedes dioxygen binding during catalytic turnover / M.H. Glickman, J.P. Klinman // Biochemistry. 1996. - V. 35. P. 12882-12892.

72. Grechkin, A.N. Double hydroperoxidation of alpha-linolenic acid by potato tuber lipoxygenase / A.N. Grechkin, R.A. Kuramshin, E.Y. Safonova, Y.J. Yefremov, S.K. Latypov, A.V. Ilyasov, I.A. Tarchevsky // Biochim. Biophys. Acta. 1991.-V. 1081. P. 79-84.

73. Grechkin, A.N. The lipoxygenase pathway in garlic {Allium sativum L.) bulbs: detection of the novel divinyl ether oxylipins / A.N. Grechkin, F.N.Fazliev, and L.S. Mukhtarova / FEBS Lett. 1995. - V. 371. P. 159-162.

74. Grechlcin, A.N. Recent developments in biochemistry of the plant lipoxygenase pathway / Prog. Lipid Res. 1998. - V. 37. P. 317-352.

75. Grechkin, A.N. The lipoxygenase pathway in tulip (Tulipa gesneriana): detection of the ketol route / A.N. Grechkin, L.S. Mukhtarova, M. Hamberg // Biochem. J. 2000. - V. 352. P. 501-509.

76. Grechkin, A.N. Biocatalysis by the plant lipoxygenase pathway: hydroperoxide-metabolizing enzymes / A.N. Grechkin, H.W.Gardner // Lipid Biotechnology, New York, Basel, 2002, pp. 183-202.

77. Grechkin, A.N. Hydroperoxide lyase and divinyl ether synthase / Prostaglandins Other Lipid Mediat. 2002. - V. 68-69. P. 457-470.

78. Grechkin, A.N. The "heterolytic hydroperoxide lyase" is an isomerase producing a short-lived fatty acid hemiacetal / A.N. Grechkin, M. Hamberg // Biochim. Biophys. Acta. 2004. - V. 1636. - P. 47-58.

79. Grechkin, A.N. Detection of a pathway from linoleate to a novel cyclopentenone: cis-12-oxo-10-phytoenoic acid in sunflower roots / A.N. Grechkin, A.V. Ogorodnikova, O.I. Gnezdilov, L.S. Mukhtarova // Chembiochem. -2007.-V. 8. P. 2275-2280.

80. Grullich, C. Inhibition of 15-lipoxygenase leads to delayed organelle degradation in the reticulocyte / C. Grullich, R.M. Duvoisin, M. Wiedmann, K. van Leyen // FEBS Lett. 2001. - V. 489. P. 51-54.

81. Guerrero, A. Oxidation of oleic acid to (£)-10- hydroperoxy-8-octadecenoic and (E)-10-hydroxy-8- octadecenoic acids by Pseudomonas sp. 42A2 / A. Guerrero, I. Casals, M. Busquets, Y. Leon, A. Manresa // Biochim. Biophys. Acta.- 1997. V. 12. P. 75-81.

82. Gundlach, H. Jasmonic acid is a signal transducer in elicitor-induced plant cell cultures / H.Gundlach, M J. Muller, T.M. Kutchan, M.H. Zenk // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1992. - V. 89. P. 2389-2393.

83. Hada, T. Discovery of 5R-lipoxygenase activity in oocytes of the surf clam, Spisula solidissima / T. Hada, L.L. Swift, A.R. Brash // Biochim. Biophys. Acta.- 1997.-V. 1346. P. 109-119.

84. Hamberg, M. On the specificity of the oxygenation of unsaturated fatty acids catalyzed by soybean lipoxidase / M. Hamberg, B. Samuelsson // J. Biol. Chem. 1967. - V. 242 P. 5329-5335.

85. Hamberg, M. Novel biological transformations of 15-Ls-hydroperoxy-5,8,11,13-eicosatetraenoic acid / M. Hamberg, C.A. Herman, R.P. Herman // Biochim. Biophys. Acta. 1986. - V. 877. P. 447-457.

86. Hamberg, M. Biosynthesis of 12-oxo-10,15(Z)-phytodienoic acid: identification of an allene oxide cyclase / Biochem. Biophys. Res. Coramun. -1988.-V. 156. P. 543-550.

87. Hamberg, M. Oxylipin pathway to jasmonates: biochemistry and biological significance / M. Hamberg, H.W. Gardner // Biochim. Biophys. Acta. -1992.-V. 1165. P. 1-18.

88. Hamberg, M. A pathway for biosynthesis of divinyl ether fatty acids in green leaves / Lipids. 1998. - V. 33. P. 1061- 1071.

89. Hamberg, M. Manganese lipoxygenase: discovery of a bis-allylic hydroperoxide as product and intermediate in a lipoxygenase reaction / M. Hamberg, C. Su, E. Oliw // J. Biol. Chem. 1998. - V. 273. P. 13080-13088.

90. Hamberg, M. New cyclopentenone fatty acids formed from linoleic andlinolenic acids in potato / Lipids. 2000. - V. 35. P. 353-363.

91. Hamberg, M. Biosynthesis of new divinyl ether oxylipins in Ranunculus plants / Lipids. 2002. - V. 37. P. 427-433.

92. Hamberg, M. Hidden stereospecificity in the biosynthesis of divinyl ether fatty acids / FEBS Journal. 2005. - V. 272. P. 736-743.

93. Hamberg, M. Synthesis of 3-oxalinolenic acid and beta-oxidation-resistant 3-oxa-oxylipins / M. Hamberg, I.R. Chechetkin, Grechkin A.N., I.P. de Leyn, C. Castresana, G. Bannenberg // Lipids. 2006. - V. 41. P. 499-506.

94. Hawkins, D.J. Eggs of the sea urchin Strongylocentrotus purpuratus, contain a prominent (lli?) and (12R) lipoxygenase activity / D.J. Hawkins, A.R. Brash // J. Biol. Chem. 1987. - V. 262. P. 7629-7634.

95. He, Y. Evidence supporting a role of jasmonic acid in Arabidopsis leaf senescence / Y. He, H. Fulcushige, D.F. Hildebrand, S. Gan // Plant Physiol. -2002.-V. 128. P. 876-884.

96. Herman, R.P. Properties of the soluble arachidonic acid 15-lipoxygenase and 15-hydroperoxide isomerase from the oomycete Saprolegnia parasitica / R.P. Herman, M. Hamberg / Prostaglandins. 1987. -V. 34. P. 129-139.

97. Hey deck, D. On the reaction of wheat lipoxygenase with arachidonic acid and its oxygenated derivatives / D. Heydeck, R. Wiesner, H. Kuhn, T. Schewe // Biomed Biochim Acta. 1991. - V. 50. P. 11-15.

98. Hilbers, M.P. The primary structure of a lipoxygenase from the shoots of etiolated lentil seedlings derived from its cDNA / M.P. Hilbers, A. Rossi, A. Finazzi-Agro, G.A. Veldink, J.F. Vliegenthart // Biochim Biophys Acta. 1994. -V. 1211. P.239-242.

99. Hofmann, E. Molecular mechanism of enzymatic allene oxide cyclization in plants / E. Hofmann, S. Pollmann // Plant Physiol. Biochem. 2008. -V. 46. P/302-308.

100. Holtman, W.L. Lipoxygenase-2 oxygenates storage lipids in embryos of germinating barley / W.L. Holtman, J.C. Vredenbregt-Heistek, N.F. Schmitt, I. Feussner // Eur. J. Biochem. 1997. - V. 248. P. 452-458.

101. Hornsten, L. Cloning of the manganese lipoxygenase gene reveals homology with the lipoxygenase gene family / L. Hornsten, C. Su, A. Osbourn, U. Hellman, E. Oliw // Eur. J. Biochem. 2002. - V. 269. P. 2609-2697.

102. Hornung, E. Conversion of cucumber linoleate 13-lipoxygenase to a 9-lipoxygenating species by site-directed mutagenesis / E. Hornung, M. Walther, H Kuhn, I. Feussner / Proc. Natl. Acad. Sci. USA/ 1999. - V. 96. P. 4192-4197.

103. Howe, G.A. Cytochrome P450-dependent metabolism of oxylipins in tomato. Cloning and expression of allene oxide synthase and fatty acid hydroperoxide lyase / G.A. Howe, G.I. Lee, A. Itoh, L. Li, A.E. DeRocher // Plant Physiol. 2000. V. 123. P. 711-724.

104. Howe, G.A. Oxylipin metabolism in response to stress / G.A. Howe, A.L. Schilmiller // Curr. Opin. Plant Biol. 2002. - V. 5. P. 230-236.

105. Huang, J. Mechanisms by which T7 lysozyme specifically regulates T7 RNA polymerase during different phases of transcription / J. Huang, J. Villemain, R. Padilla, R. J. Sousa // Mol. Biol. 1999. - V. 293. P. 457-475.

106. Huang, L.S. Linoleoyl lysophosphatidylcholine is an efficient substrate for soybean lipoxygenase-1 / L.S. Huang, M.R. Kim, D.E. Sole // Arch. Biochem. Biophys. 2006. - V. 455. P. 119-126.

107. Huang, L.S. Linoleoyl lysophosphatidic acid and linoleoyl lysophosphatidylcholine are efficient substrates for mammalian lipoxygenases / L.S. Huang, M.R. Kim, T.S. Jeong, D.E. Sole // Biochim. Biophys. Acta. 2007. V. 1770. P. 1062-1070.

108. Huang, L.S. Regulation of lipoxygenase activity by polyunsaturated lysophosphatidylcholines or their oxygenation derivatives / Huang L.S., Kim M.R., Sole D.E. // J. Agric. Food Chem. 2008. - V. 56. P. 7808-7814.

109. Hughes, M.A. Investigation of the mechanism of biosynthesis of 8-hydroxyeicosatetraenoic acid in mouse skin / M.A. Hughes, A.R. Brash // Biochim. Biophys. Acta. 1991. -V. 1081. P. 347-354.

110. Hughes, R. Mutagenesis and modelling of linoleate-binding to pea seed lipoxygenase / R. Hughes, D. Lawson, A. Hornostaj, S. Fairhurst, R. Casey // Eur. J. Biochem. 2001. - V. 268. P. 1030-1040.

111. Iny, D. The effect of cations on the thermophilic character of alkaline phosphatase from Thermoactinomyces vulgaris / D. Iny, A. Pinsky, H. Malovani // Biochem. Mol. Bio.l Int. 1993. - V. 29. P.729-737.

112. Itoh, A. Molecular Cloning of a Divinyl Ether Synthase. Identification as a CYP74 cytochrome P-450 / A. Itoh, G.A.Howe // The Journal of Biological chemistry. 2001. - V. 276. - P. 3620-3627.

113. Itoh, A. Identification of a jasmonate-regulated allene oxide synthase that metabolizes 9-hydroperoxides of linoleic and linolenic acids / A. Itoh, A.L. Schilmiller, B.C. McCaig, G.A. Howe // J. Biol. Chem. 2002. - V. 277. P. 46051-46058.

114. Ivanov, I. Structural biology of mammalian lipoxygenases: Enzymatic consequences of targeted alterations of the protein structure /1. Ivanov, M. Walther // Biochemical and Biophysical Research Communications. 2005. - V. 338. P. 93-101.

115. Jabs, T. Elicitor-stimulated ion fluxes and 02- from the oxidative burst are essential components in triggering defense gene activation and phytoalexin synthesis in parsley / T. Jabs, M. Tschope, C. Colling, K. Hahlbrock, D. Scheel //

116. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. - V. 94. P. 4800-4805.

117. Jamieson, G.R. The occurrence of hexadeca-7,10,13-trienoic acid in leaf lipids of angiosperms / G.R. Jamieson, E.H. Reid // Phytochemistry. 1971. - V. 10. P. 1837-1843.

118. Jang, S. Regiochemical and Stereochemical Evidence for Enzyme-Initiated Catalysis in Dual Positional Specific Maize Lipoxygenase-1 / S. Jang, T. Huon, IC. Kim, E. Um, O. Han // Organic Letters. 2007. - V. 9. P. 3113-3116.

119. Jiang, Z.D. Novel oxylipins from the temperate red alga Polyneura latissima: evidence for an arachidonate 9(S)- lipoxygenase / Z.D. Jiang, W.H. Gerwick // Lipids. 1997. -V. 32. P. 231-235.

120. Jiang, Z.D. 5-Lipoxygenasederived oxylipins from the red alga Rhodymeniapertusa / Z.D. Jiang, S.O. Ketchum, W.H. Gerwick // Phytochemistry. 2000. - V. 53. P. 129-133.

121. Jisalca, M. Identification of amino acid determinants of the positional specificity of mouse S^-lipoxygenase and human '15»S'-lipoxygenase-2 / M. Jisaka, R. Kim, W.E. Boeglin, A.R. Brash // J. Biol. Chem. 2000. - V. 275. P. 12871293.

122. Kajiwara, T. Fatty acid oxidizing activity in a red marine alga, Porphyra sp / T. Kajiwara, K. Matsui, Y. Akakabe, K. Okajima, A. Chirapart // Z. Naturforsch C. 2000. V. 55. P. 903-909.

123. Kato, T. Appearance of New Lipoxygenases in Soybean Cotyledons after Germination and Evidence for Expression of a Major New Lipoxygenase Gene / T. Kato, H. Ohta, K. Tanaka, D. Shibata // Plant Physiol. 1992. - V. 98. P. 324-330.

124. Knapp, M.J. Steric control of oxygenation regiochemistry in soybean lipoxygenase-1 / M.J. Knapp, F.P. Seebeclc, J.P. Klinman // J. Am. Chem. Soc. -2001.-V. 123. P. 2931-2932.

125. Knapp, M.J. Kinetic studies of oxygen reactivity in soybean lipoxygenase-1 / M.J. Knapp, J.P. Klinman // Biochemistry. 2003. - V. 42. P. 11466-11475.

126. Kudo, I. Phospholipase A2 enzymes / I. Kudo, M. Murakami // Prostaglandins and Other Lipid Mediators. 2002. V. 68-69. P. 3-58.

127. Kuhn, H. The stereochemistry of the reactions of lipoxygenases and their metabolites. Proposed nomenclature of lipoxygenases and related enzymes / H. Kuhn, T. Schewe, S.M. Rapoport// Adv. Enzymol. Relat. Areas Mol. Biol. 1986. -V. 58. P. 273-311.

128. Kuhn, H. Structural basis for the positional specificity of lipoxygenases / Prostagl. Leukotr. Other Lipid Med. 2000. - V. 62. P. 255-270.

129. Kuroda, H. Identification and functional analyses of two cDNAs that encode fatty acid 9-/13-hydroperoxide lyase (CYP74C) in rice / H. Kuroda, T. Oshima, H. Kaneda, M. Takashio // Biosci Biotechnol Biochem. 2005. - V. 69. P. 1545-1554.

130. Lagocki, J.W. Kinetic analysis of the action of soybean lipoxygenase on linoleic acid / J.W. Lagocki, E.A. Emken, J.H. Law, F.J.Kezdy // J Biol Chem.1976.-V. 251. P. 6001-6006.

131. Lan, S.-M.C. Low carbon monoxide affinity allene oxide synthase in the predominant cytochrome P450 in many plant tissues / S.-M.C. Lan, P. Harder, D.P. O'Keefe // Biochemistry. 1993. - V. 32. P. 1945- 1950.

132. Liavonchanka, A. Lipoxygenases: Occurrence, functions and catalysis / A. Liavonchanka, I. Feussner // Journal of Plant Physiology. 2006. - V. 163. P. 348—357.

133. Lorenzo, O. Molecular players regulating the jasmonate signalling network / O. Lorenzo, R. Solano // Curr Opin Plant Biol. 2005. - V. 8. P. 532540.

134. Maccarone, M. In vitro oxygenation of soybean biomembranes by lipoxygenase-2 / M. Maccarone, P.G.M. van Aarle, G.A. Veldinlc, J.F.G. Vliegenthart // Biochim. Biophys. Acta. 1994. - V. 1190. P. 164-169.

135. Matsui, K. Bell pepper fruit fatty acid hydroperoxide lyase is a cytochrome P450 (CYP74B) / K. Matsui, M. Shibutani, T. Hase, T. Kajiwara // FEBS Lett. 1996. - V. 394, 21-24.

136. Matsui, K. Molecular cloning and expression of Arabidopsis fatty acid hydroperoxide lyase / K. Matsui, J. Wilkinson, B. Hiatt, V. Knauf, T. Kajiwara // Plant Cell Physiol. 1999. - V. 40. P. 477-481.

137. Matsui, K. Fatty acid 9- and 13-hydroperoxide lyases from cucumber / K. Matsui, C. Ujita, S. Fujimoto, J. Wilkinson, B. Hiatt, V. Knauf, T. Kajiwara, I. Feussner // FEBS Lett. 2000. - V. 481. P. 183-188.

138. Maucher, H. Allene oxide synthases of barley (Hordeum vulgare cv. Salome): tissue specific regulation in seedling development / H. Maucher, B. Hause , I. Feussner, J. Ziegler, C. Wasternack // Plant J. 2000. - V. 21. P. 199213.

139. McConn, M. The critical requirement for linolenic acid in pollen development, not photosynthesis, in Arabidopsis mutant / M. McConn, J. Browse // Plant Cell. 1996. V. 8, 403-416.

140. McGrath, M.E. Crystal structure of phenylmethanesulfonyl fluoride-treated human chymase at 1.9 A / M.E. McGrath, T. Mirzadegan, B.F. Schmidt // Biochemistry. 1997. -V. 36. P. 14318-14324.

141. Meyer, M.P. Enzyme structure and dynamics affect hydrogen tunneling: the impact of a remote side chain (1553) in soybean lipoxygenase-1 / M.P. Meyer, D.R. Tomchick, J.P. Klinman // Proc Natl Acad Sci USA.- 2008. V. 105. P. 1146-1151.

142. Minor, W. Crystal structure of soybean lipoxygenase L-l at 1.4 A resolution / W. Minor, J. Steczko, B. Stec, Z. Otwinowski, J.T. Bolin, R. Walter, B. Axelrod // Biochemistry. 1996. V. 35. P. 10687-10701.

143. Mongrand, S. Chemotaxonomy of the Rubiaceae family based on leaf fatty acid composition / S. Mongrand, A. Badoc, B. Patouille, C. Lacomblez, M. Chavent, J.J. Bessoule // Phytochemistry. 2005. - V. 66. P. 549-559.

144. Mueller, M.J. Prostaglandin-lilce oxilipins in plants: Biosynthesis,

145. Molecular signalling, and response to environment. Lipid Biotechnology, New York, Basel, 2002 pp.203-230

146. Muller, M.J. Signaling in the elicitation process is mediated through the octadecanoid pathway leading to jasmonic acid / M.J. Muller, W. Brodschelm, E. Spannagl, M.H. Zenk // Proc Natl Acad Sci USA. 1993. - V. 90. P. 7490-7494.

147. Murray, J.J. Rabbit reticulocyte lipoxygenase catalyzes specific 12(5) and 15(5) oxygenation of arachidonoyl-phosphatidylcholine / J.J. Murray, A.R. Brash // Arch Biochem Biophys. 1988. - V. 265. P. 514-523.

148. Neau, D.B. The 1.85 A structure of an 8i?-lipoxygenase suggests a general model for lipoxygenase product specificity / D.B. Neau, N.C. Gilbert, S.G. Bartlett, W. Boeglin, A.R. Brash, M.E. Newcomer // Biochemistry. 2009. - V. 48. P. 7906-7915.

149. Nelson, M. J. Structural characterization of alkyl and peroxyl radicals in solutions of purple lipoxygenase // M.J. Nelson, R.A. Cowling, S.P.Seitz // Biochemistry. 1994. -V. 33. P. 4966-4973.

150. Ogorodnikova, A.V. Detection of divinyl ether synthase in Lily-of-the-Valley {Convallaria majalis) roots / A.V. Ogorodnikova, L.R. Latypova, F.K. Mukhitova, L.S. Mukhtarova, A.N. Grechkin // Phytochemistry. 2008. - V. 69. P. 2793-2798.

151. Olcamoto, H. The alpha-subunit of the heterotrimeric G-protein affects jasmonate responses in Arabidopsis thaliana / H. Okamoto, C. Gubel, R.G. Capper, N. Saunders, I. Feussner, M.R. ICnight // J Exp Bot. 2009. V. 60. P. 1991-2003.

152. Oldham, M. Insights from the X-ray crystal structure of coral 8R-lipoxygenase: calcium activation via A C2-like domain and a structural basis of product chirality / M. Oldham, A. Brash, M. Newcomer // J Biol Chem. 2005. -V. 280. P. 39545-39552.

153. Oliw E.H. Plant and fungal lipoxygenase / Prostaglandins and other lipids. -2002 V. 68-69. P. 313-324.

154. Oliw, E.H. / Biosynthesis and isomerization of 11-hydroperoxylinoleates by manganese- and iron-dependent lipoxygenases / E.H. Oliw, M. Cristea, M. Hamberg // Lipids. 2004. - V. 39. P. 319-323.

155. Ou, W.B. Molecular mechanism for osmolyte protection of creatine kinase against guanidine denaturation / W.B. Ou, Y.D. Park, H.M. Zhou / Eur. J. Biochem. -2001. V. 268. P. 5901-5911.

156. Perez-Gilabert M. Oxidation of dilinoleoyl phosphatidylcholine by lipoxygenase 1 from soybeans / M. Perez-Gilabert, G.A. Veldink, J.F. Vliegenthart // Arch Biochem Biophys. 1998. - V. 354. P. 18-23.

157. Porta, H. Lipoxygenase in bacteria: a horizontal transfer event? / H. Porta M. Rocha-Sosa // Microbiology. 2001. - V. 147. P. 3199 -3200.

158. Prigge, S.T. Structure conservation in lipoxygenases: structural analysis of soybean lipoxygenase- 1 and modeling of human lipoxygenases / S.T. Prigge, J.C. Boyington, B.J. Gaffhey, L.M. Amzel // Proteins: Struct Funct Genet. 1996. -V. 24. P. 275-291.

159. Proteau, P.J. Divinyl ethers and hydroxy fatty acids from three species of Laminaria (brown algae) / P.J. Proteau, W.H. Gerwick // Lipids. 1993. - V. 28. P. 783-787.

160. Regdel, D. On the reaction specificity of the lipoxygenase from tomato fruits / D. Regdel, H. Kuhn, T. Schewe // Biochim Biophys Acta. 1994. - V. 1210. P. 297-302.

161. Reymond, P. Differential gene expression in response to mechanical wounding and insect feeding in Arabidopsis / P. Reymond, H. Weber, M. Damond, E.E. Farmer // Plant Cell. 2000. - V. 12. P. 707-720.

162. Riclcert, K.W. Nature of hydrogen transfer in soybean lipoxygenase 1: separation of primary and secondary isotope effects / K.W. Rickert, J.P. Klinman // Biochemistry. 1999. - V. 38. P. 12218-12228.

163. Samuelsson, B. Leukotrienes and lipoxins: structures, biosynthesis, and biological effects / B. Samuelsson, S.E. Dahlen, J.A. Lindgren, C.A. Rouzer, C.N.

164. Serhan//Science. 1987.-V. 237. P. 1171-1176.

165. Samuelsson, B. The discovery of the leukotrienes / Am J Respir Crit Care Med. 2000. - V. 161. P. 2-6.

166. Schaller, F. Enzymes of the biosynthesis of octadecanoid-derived signaling molecules/J. Exp. Bot. 2001. - V. 52. P. 11-23.

167. Schaller, F. The allene oxide cyclase family of Arabidopsis thaliana: localization and cyclization / F. Schaller, P. Zerbe, S. Reinbothe, C. Reinbothe, E. Hofmann, S. Pollmann // FEBS J. 2008. - V. 275. P. 2428-2441.

168. Scheer, J.M. A 160-kD systemin receptor on the surface of lycopersicon peruvianum suspension-cultured cells / J.M. Scheer, C.A. Ryan // Plant Cell. -1999.-V. 11. P. 1525-1535.

169. Schenk, P.M. Coordinated plant defense responses in Arabidopsis revealed by microarray analysis / P.M. Schenk, K. Kazan, I. Wilson, J.P. Anderson, T. Richmond, S.C. Somerville, J.M. Manners // Proc Natl Acad Sci USA. 2000. - V. 97. P. 11655-11660.

170. Schewe, T. Enzymology and physiology of reticulocyte lipoxygenase: comparison with other lipoxygenases / T. Schewe, S.M. Rapaport, H. Kuhn // Adv. Enzymol. Mol. Biol. 1986. - V. 58. P. 191-272.

171. Schilstra M.J. Effect of nonionic detergents on lipoxygenase catalysis / M.J. Schilstra, G.A. Veldink, J.F. Vliegenthart // Lipids. 1994. - V. 29. P. 225231.

172. Schrag J.D. The open conformation of a Pseudomonas lipase / J.D. Schrag, Y. Li, M. Cygler, D. Lang, T. Burgdorf, H.J. Hecht, R. Schmid, D. Schomburg, T.J. Rydel, J.D.Oliver, L.C. Strickland, C.M. Dunaway, S.B. Larson,

173. J. Day, A. McPherson / Structure. 1997. - V. 5. P. 187-202.

174. Shibata D. Primary structure of soybean lipoxygenase L-2 / Shibata D, Steczko J, Dixon JE, Andrews PC, Hermodson M, Axelrod B. // J Biol Chem. -1988.-V. 263. P. 6816-6821.

175. Shibata, D. Nucleotide sequences of a soybean lipoxygenase gene and the short intergenic region between an upstream lipoxygenase gene / Shibata D, Kato T, Tanaka K. // Plant Mol Biol. 1991. - V. 16. P. 353-359.

176. Shibata, D. Plant lipoxygenases / D. Shibata, B. Axelrod // J. Lipid Mediators Cell Signal. 1995. - V. 12. P. 213-228.

177. Siedow, J.N. Plant lipoxygenase: structure and function / Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1991. -V. 42. P. 145-88.

178. Skrzypczak-Janlcun, E. Structure of soybean lipoxygenase L3 and a comparison with its LI isoenzyme / E. Skrzypczak-Jankun, L.M. Amzel, B.A. Kroa, M.O.J. Funk// Proteins. 1997. -V. 29. P. 15-31.

179. Skrzypczak-Jankun, E. Three-dimensional structure of a purple lipoxygenase / E. Skrzypczak-Jankun, R.A. Bross, R.T. Carroll, W.R. Dunham, M.O. Funk // J Am Chem Soc. 2001. - V. 123. P. 10814-10820.

180. Sloane, D.L. A primary determinant for lipoxygenase positional specificity / D.L. Sloane, R. Leung, C.S.Craik, E. Sigal // Nature. 1991. - V. 354. P. 149-152.

181. Song, W.-C. Purification and characterization of allene oxide synthase and. identification of the enzyme as a cytochrome P450 / W.-C. Song, A.R. Brash //Science. 1991.-V. 253. P. 781-784.

182. Song, W.-C. Molecular cloning of an allene oxide synthase: a cytochrome P450 specialized for the metabolism of fatty acid hydroperoxides / W.-C. Song, C.D. Funk, A.R. Brash // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. - V. 90. P. 8519-8523.

183. Stenzel, I. The AOC promoter of tomato is regulated by developmental and environmental stimuli /1. Stenzel, B. Hause, R. Proels, O. Miersch, M. Oka, T. Roitsch, C. Wasternack / Phytochemistry. 2008. - V. 69. P. 1859-1869.

184. Stumpe, M. A pathogen-inducible divinyl ether synthase (CYP74D) from elicitor-treated potato suspension cells / M. Stumpe, R. Kandziab, C.Gobel, S. Rosahlb, I. Feussner // FEBS Letters. 2001. - V.507. P. 371-376.

185. Stumpe, M. Biosynthesis of C9-aldehydes in the moss Physcomitrella patens / M. Stumpe, J. Bode, C. Gobel, T. Wichard, A. Schaaf, W. Frank, M. Frank, R. Reslci, G. Pohnert, I. Feussner / Biochim Biophys Acta. 2006. - V. 1761. P. 301-312.

186. Stumpe, M. Divinyl ether synthesis in garlic bulbs / M. Stumpe, J.-G.Carsjens, C. Gobel, I. Feussner // Journal of Experimental Botany. 2008. - V. 59. P. 907-915.

187. Su, C. A protein radical and ferryl intermediates are generated bylinoleate diol synthase, a ferric hemeprotein with dioxygenase and hydroperoxide isomerase activities / C. Su, M.Sahlin, E.H. Oliw // J. Biol. Chem. 1998. - 273. V. 20744-20751.

188. Su, C. Manganese lipoxygenase: purification and characterization / C. Su, E. Oliw // J Biol Chem. 1998. -V. 273. P. 13072-13079. a

189. Sudharshan E. Involvement of cysteine residues and domain interactions in the reversible unfolding of lipoxygenase-1 / E. Sudharshan, A.G. Rao // J. Biol. Chem. 1999. - V. 274. P. 35351-35358.

190. Tijet, N. Allene oxide synthases and allene oxide / N. Tijet, A.R. Brash // Prostaglandins Other Lipid Mediat. 2002. - V. 68-69. P. 423-432.

191. Tomchick, D.R. Structural and functional characterization of second-coordination sphere mutants of soybean lipoxygenase-1 / D.R. Tomchick, P. Phan, M. Cymborowski, W. Minor, T.R. Holman // Biochemistry. 2001. - V. 40. P. 7509-7517.

192. Tsubokura, M. Production of indirect hemolysin by Yersinia enterocolitica and its properties / M. Tsubokura, K. Otsuki, I. Shimohira, H. Yamamoto // Infect Immun. 1979. - V. 25. P. 939-942.

193. Tunaz, H. Eicosanoid biosynthesis inhibitors influence mortality of Pieris brassicae larvae co-injected with fungal conidia / Arch Insect Biochem

194. Physiol. 2006. - V. 63. P. 93-100.

195. Utsunomiya, Y. Purification and inactivation by substrate of an allene oxide synthase 9cyp74) from corn {Zea mays L.) seeds / Y. Utsunomiya, T. Nakayama, H. Oohira, R. Hirota, T. Mori, F. Kawai, T. Ueda // Phytochemistry. -2000.-V. 53. P. 319-323.

196. Vance, R.E. The opportunistic pathogen Pseudomonas aeruginosa carries a secretable arachidonate 15-lipoxygenase / R.E. Vance, S. Hong, K. Gronert, C.N. Serhan, J.J. Mekalanos // Proc Natl Acad Sci USA. 2004. - V. 101. P. 21352139.

197. Vick, B.A. Lipoxygenase, Hydroperoxide Isomerase, and Hydroperoxide

198. Cyclase in Young Cotton Seedlings / B.A. Vick, D.C. Zimmerman // Plant Physiol. 1981.-V. 67. P. 92-97.

199. Vidal-Mas, J. Cloning and expression of a lipoxygenase from Psendomonas aeruginosa 42A2 / J. Vidal-Mas, M. Busquets, A. Manresa // Antonie Van Leeuwenhoek. 2005. - V. 87. P. 245-251.

200. Wasternack, C. Jasmonates: an update on biosynthesis, signal transduction and action in plant stress response, growth and development / Ann Bot. 2007. - V. 100. P. 681-697.

201. Weber, H. Dinor-oxo-phytodienoic acid: a new hexadecanoid signal in the jasmonate family / H. Weber, B.A. Vick, E.E. Farmer // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1997.-V. 94. P. 10473-10478.

202. Weber, H. Divinyl ether fatty acid synthesis in late blight-diseased potato leaves // H. Weber, A. Chetelat, D. Caldelari, E.E. Farmer // Plant Cell. -1999.-V. 11. P. 485-493.

203. Wilson, R.A. Cultivar-Dependent Expression of a Maize Lipoxygenase Responsive to Seed Infesting Fungi / R.A.Wilson, H.W. Gardner, N. P. Keller // MPMI.-2001.-V. 14. P. 980-987.

204. Wu, J.S. Cloning and characteristics of an allene oxide synthase gene (TaAOS) of winter wheat /J.S. Wu, K. Chong, Y.Y. Xu, K.H. Tan II, Zhi Wu Sheng Li Yu Fen Zi Sheng Wu Xue Xue Bao. 2004. - V. 30. P. 413-420.

205. Xu, Y. Upregulation of a tonoplast-localized cytochrome P450 during petal senescence in Petunia inflate / Y. Xu, H. Ishida, D. Reisen, M.R. Hanson // BMC Plant Biol. 2006. - V. 13. P. 6-8.

206. Yamamoto, S. Arachidonate 12-lipoxygenases / S. Yamamoto, H. Suzuki, N. Ueda // Prog. Lipid Res. 1997. -V. 36. P. 23-41.

207. Yamamoto, S. Mammalian lipoxygenases: molecular structures and functions / Biochim. Biophys. Acta. 1992.-V. 1128. P. 117-131.

208. Yu, Z. The lipoxygenase gene ALOXE3 implicated in skindifferentiation encodes a hydroperoxide isomerase / Z. Yu, C. Schneider, W.E. Boeglin, LJ. Marnett, A.R. Brash // Proc Natl Acad Sei USA. 2003. - V. 100. P. 9162-9167.

209. Zhang, L.Y. Specificity of two lipoxygenases from rice: unusual regiospecificity of a lipoxygenase isoenzyme / L.Y. Zhang, M. Hamberg // Lipids. 1996.-V. 31. P. 803-809.

210. Zhang X. Mechanism of inhibition of bacteriophage T7 RNA polymerase by T7 lysozyme / X. Zhang, F.W. Studier // J. Mol. Biol. 1997. - V. 269. P. 10-27.