Идентификация видового состава и изучение сезонной динамики бактериопланктона малых эвтрофных водохранилищ методами молекулярной генетики тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, кандидат биологических наук Трусова, Мария Юрьевна

• Трусова, Мария Юрьевна
• кандидат биологических наук
• 2004

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Трусова, Мария Юрьевна

Введение.

Глава 1. Проблемы и методы определения видового состава бактериопланктона: обзор литературы.

1.1. Основные подходы к изучению водной микрофлоры.

1.2. Развитие методов идентификации бактерий.

1.3. Использование рРНК для создания молекулярной филогенетической систематики прокариот.

1.4. Основные методы анализа последовательностей рРНК для изучения некультивируемых водных бактерий.

1.4.1. Определение нуклеотидной последовательности рРНК.

1.4.2. Гибридизация рРНК с олигонуклеотидными зондами.

1.4.3. Различные варианты ПЦР для качественного и количественного анализа бактериальных сообществ.

1.4.4. Методы мониторинга динамики структуры бактериального сообщества.

1.4.5. Ограничения методов, использующих рРНК-подход.

1.5. Применение методов молекулярно-генетического анализа для изучения бактериальных сообществ водных экосистем.

Глава 2. Объекты и методы исследований.

2.1. Характеристика района исследований.

2.2. Материал и методика.

2.2.1. Методика гидробиологических исследований пруда Бугач.

2.2.2. Методика отбора и обработки проб воды для анализа видового состава бактериопланктона.

2.2.3. Выделение геномной ДНК бактерий.

2.2.4. Амплификация и клонирование генов 16S рРНК бактерий.

2.2.5. Определение нуклеотидных последовательностей клонированных фрагментов гена 16S рРНК.

2.2.6. Анализ сезонной динамики видового состава бактериопланктона методом денатурирующего градиентного гель-электрофореза.

2.2.7. Схема постановки и проведения эксперимента по изучению субстратов некультивируемого бактериопланктона пруда

Бугач.

2.2.8. Анализ нуклеотидных последовательностей гена 16S рРНК.

2.2.9. Статистическая обработка результатов.

Глава 3. Бактериопланктон пруда Бугач и его связь с гидробиологическими и гидрохимическими показателями экосистемы.

Глава 4. Определение видового состава зимнего бактериопланктона двух эвтрофных прудов по последовательностям гена 16S рРНК.

Резюме.

Глава 5. Изучение сезонной динамики видового состава бактериопланктона прудов Бугач и Лесной методом денатурирующего градиентного гель-электрофореза.

Обсуждение.

Резюме.

Глава 6. Идентификация видового состава водных бактерий, потребляющих полигидроксиалканоаты.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Идентификация видового состава и изучение сезонной динамики бактериопланктона малых эвтрофных водохранилищ методами молекулярной генетики»

В.И. Вернадский (1978) писал в 20-е годы, что человек как масштаб явлений бесконечно мал по сравнению с живой природой и легко постигает свойства ее элементов - организмов, но лишь путем трудной и долгой абстракции может подняться до понимания свойств их совокупности — живого вещества. Таким образом, осознание необходимости системного подхода в экологии произошло уже давно, фактически с момента зарождения ее как самостоятельной науки. Но если теоретико-философские представления о целостности экологических систем, их интегральном функционировании достаточно развиты, то решение конкретных задач описания динамики частных экосистем, установление количественных закономерностей и законов их функционирования сталкивается с трудностями, имеющими принципиальный методологический характер.

Необходимым компонентом любых экологических исследований является измерение интегральных функций экосистем, их изучение в воспроизводимых экспериментах и формализация в прогностических и оптимизационных математических моделях. Для достижения подобных целей необходима специальная аппаратура, работающая с объектами, масштабы которых существенно больше масштабов индивидуального человеческого восприятия, и методы практической абстракции: физическое и математическое моделирование. Именно это и является областью биофизики экосистем как научной дисциплины, развивающейся на стыке экологии и биофизики. Задачи и предмет экологической биофизики состоят в следующем (Гительзон и др., 1993): 1) изучение физических процессов, являющихся отражением интегральных свойств экосистем, и создание соответствующих методов мониторинга; 2) осуществление практической абстракции — физическое и математическое моделирование; 3) изучение роли живых организмов в физических процессах экосистемного масштаба.

В экологической биофизике функциональная (биогеохимическая) роль видов в экосистеме формализуется в виде численных значений кинетических ростовых характеристик: ji(S) и Ks. Они количественно выражают интегральную скорость биохимических реакций, которая заложена в генотипе организмов. Эти биохимические константы с учетом температурных и других поправок могут быть включены в модели любого водоема, где обитают данные виды (Гладышев, 1999). Важно отметить, что кинетические характеристики не могут быть достоверно определены на основании изучения одних лишь временных рядов (Дегерменджи, Гладышев, 1995). Они определяются в независимых от сезонной и годовой динамики численности лабораторных экспериментах на чистых культурах организмов (например, Болсуновский и др., 1990; Гладышев и др., 1994; Гладышев и др., 1996; Губанов и др., 1996). Однако, если для фито- и зоопланктона полученные значения констант - это действительно видовые характеристики, бактериопланктон практически во всех моделях природных водоемов представлен агрегированной компонентой (Адамович, Межевикина, 1986; Адамович, 1992). В то же время, хорошо известно, что природные сообщества водных бактерий представляют собой чрезвычайно гетерогенную систему отдельных видов, выполняющих различные геохимические функции и по-разному взаимодействующих с другими звеньями экосистемы (Горленко и др., 1977; Романенко, 1985). Исследователи неоднократно указывали на необходимость дезагрегации бактериального звена с целью повышения адекватности описания трофического взаимодействия бактерий с компонентами экосистем (Адамович, 1992; Гладышев и др., 1997). Понятно, что в идеальном случае определение кинетических характеристик необходимо проводить для отдельных видов водных бактерий, однако классические методы водной микробиологии не обеспечивали такой возможности. Основным методом определения видовой принадлежности бактерий в течение длительного периода было выращивание на твердых селективных средах. Однако, как известно (Горленко и др., 1977; Cole, 1982; Amann et al.,

1995), на твердых средах вырастает не более 1-3% планктонных бактерий, определяемых прямым счетом. Поэтому до недавнего времени видовой состав бактериопланктона оставался практически неизвестным. Появление методов молекулярно-генетической идентификации бактерий позволяет надеяться, что методические трудности описания бактериального звена водных экосистем будут преодолены и описание микробного звена водных экосистем будет отвечать требованиям эколого-биофизического подхода.

Целью диссертационной работы явилось качественное и количественное изучение бактериопланктона двух пресноводных водоемов методами мо-лекулярно-генетического анализа нуклеотидных последовательностей гена 16S рРНК. Были поставлены следующие задачи:

1. Определить видовой состав бактериопланктона эвтрофных водохранилищ Бугач и Лесной.

2. Изучить сезонную динамику видового состава бактериопланктона этих водоемов.

3. Определить виды водных бактерий, использующих в качестве субстрата биоразрушаемые полимеры гидроксиалканоатов.

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Трусова, Мария Юрьевна

выводы

1.По нуклеотидным последовательностям гена 16S рРНК впервые определен видовой состав зимнего бактериопланктона двух эвтрофных водохранилищ Бугач и Лесной. Обнаружено 48 уникальных клонов, среди которых 18 имели сходство с различными штаммами культивируемых бактерий, 15 - с не-культивируемыми бактериями, выявленными только по последовательностям 16S рРНК. Отмечено 15 новых, ранее неизвестных последовательностей.

2. Выявлено сходство видового состава зимнего бактериопланктона изученных эвтрофных водохранилищ и разнообразных пресноводных экосистем, в том числе таких уникальных как озеро Байкал, озера Европы, Америки, Арктики и Антарктиды. Полученные данные свидетельствуют о глобальном распространении многих видов водных бактерий, что не имеет аналогов среди других эволюционно более молодых типов организмов.

3. Молекулярно-генетическими методами изучена динамика видового состава бактериальных сообществ водохранилищ Бугач и Лесной в течение вегетационного периода 2000-2001 гг. и выявлены одни и те же доминирующие виды свободноживущих некультивируемых бактерий. Это позволяет предположить отсутствие существенного влияния «цветения» цианопрокариот на видовой состав доминантов свободноживущего бактериопланктона. Влияние «цветения» потенциально проявляется в увеличении числа видов бактериопланктона.

4. На примере экспериментального изучения деградации ПОБ-со-ПОВ показана принципиальная возможность выявления и определения субстратной специфичности отдельных видов бактерий без выделения в чистую культуру, в нестерильных условиях экспериментальных микроэкосистем. Определены виды (клоны) бактерий, осуществляющие деградацию гетерополимера ПОБ-со-ПОВ в условиях пресноводного водоема.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Таким образом, результаты, полученные в данной работе, подтвердили, что применение современных молекулярно-генетических методов анализа видового состава бактерий может оказаться весьма важным для мониторинга динамики бактериальных сообществ водных экосистем и изучении их роли в процессах экосистемного масштаба. Определение видовой принадлежности бактерий по последовательностям гена 16S рРНК выявило принципиальное сходство видового состава зимнего бактериопланктона двух небольших эвтрофных водохранилищ и разнообразных пресноводных экосистем, в том числе таких уникальных как озеро Байкал, высокогорные холодноводные озера Европы и Северной Америки, озера Аляски и Антарктики. Это может означать, что бактерии обладают широчайшей адаптационной способностью, не свойственной эволюционно более молодым организмам.

Двумя различными методами, базирующимися на сравнении нуклеотидных последовательностей гена 16S рРНК показано, что бактериопланктон исследованных водоемов в отдельные периоды имел сходный видовой состав. Идентифицированы доминирующие виды бактерий, присутствовавшие в обоих водоемах в течение всего периода наблюдений.

Отмечена тенденция к увеличению числа видов в п. Бугач в летние месяцы по сравнению с началом и концом вегетационного периода. Также отмечено, что в среднем в летние месяцы 2000 г. число видов в п. Бугач выше такового в п. Лесной. Это позволяет предположить, что «цветение» цианопрокариот вызывает изменение видового состава бактериопланктона, но не приводит к смене доминирующих видов бактерий.

Сопоставление сезонной динамики отдельных видов бактериопланктона прудов Бугач и Лесной позволило получить результаты, которые послужат отправной точкой для последующих экспериментов на водоемах или в МЭС. Отмечено, что для выявления взаимосвязи временной динамики видового состава бактериопланктона с остальными компонентами экосистемы необходимо ее более детальное изучение, в частности, увеличение частоты пробоотбора.

Показана принципиальная возможность определения субстратной специфичности отдельных видов бактерий в естественных условиях (нестерильных МЭС), без выделения их в чистую культуру. В водохранилище Бугач экспериментально выявлены бактерии, способные утилизировать сополимер Р-гидроксибутирата и Р-гидроксивалерата.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Трусова, Мария Юрьевна, 2004 год

1. Адамович В.В. Экспериментальное определение параметров функционирования микрофлоры Красноярского водохранилища // Водные ресурсы. -1992.-№2.-С. 106-114.

2. Беликов С.И., Грачев М.А., Земская Т.И., Манакова Е.Н., Парфёнова В.В. Определение таксономического положения бактерий из озера Байкал методом анализа последовательностей фрагментов 16S рРНК // Микробиология. 1996. - Т. 65, № 6. - С. 855-864.

3. Болсуновский А.Я. Экспериментальное моделирование экосистемы эв-трофного водоема / А.Я. Болсуновский, Н.И. Звегинцева, Е.Б. Хромечек и др. Красноярск, 1990. - 54 с. - (Препринт / СО АН СССР, Ин-т физики им. Л.В. Киренского; № 139 Б).

4. Вернадский В.И. Живое вещество / В.И. Вернадский. М.: Наука, 1978. — 358 с.

5. Волова Т.Г. Полиоксиалканоаты (ПОА) биоразрушаемые полимеры для медицины / Т.Г. Волова, В.И. Севастьянов, Е.И. Шишацкая. - Новосибирск, Издательство СО РАН, 2003. - 330 с.

6. Гительзон И.И., Гладышев М.И., Дегерменджи А.Г., Левин Л.А., Сидько Ф.Я. Экологическая биофизика и ее роль в изучении водных экосистем // Биофизика. 1993. - Т. 38, № 6. - С. 1069-1078.

7. Гладышев М.И., Темерова Т.А., Щур Л.А., Дегерменджи А.Г., Толомеев А.П. Истинный и мнимый микроводорослевый спектр питания Simocepha-lus sp. в проточных и закрытых культиваторах // Докл. РАН. 1994. - Т. 336, №6.-С. 843-846.

8. Гладышев М.И., Грибовская И.В., Калачева Г.С., Сущик Н.Н. Экспериментальное изучение скорости самоочищения как интегральной функциональной характеристики водных экосистем различных типов // Сиб. экол. журн. 1996. - Т. 3, № 5. - С. 419-431.

9. Гладышев М.И., Сущик Н.Н., Калачева Г.С., Щур Л.А. Специфические свободные жирные кислоты поверхностной пленки воды как возможныеиндикаторы смертности бактериопланктона // Докл. РАН. 1997. - Т. 352, №3.-С. 427-430.

10. Гладышев М.И. Основы экологической биофизики водных систем / М.И. Гладышев. Новосибирск: Наука, 1999. - 113 с.

11. Головлёв ЕЛ. О старых проблемах новой систематики бактерий // Микробиология. 1998. - Т. 67, № 2. - С. 281-286.

12. Гольд В.М., Попельницкий В.И. Определение фотосинтеза водорослей флуоресцентным методом // Методические вопросы изучения первичной продукции планктона внутренних водоемов. СПб.: Гидрометеоиздат, 1993.- С. 25-29.

13. Горбенко Ю.И. О наиболее благоприятном количестве сухого питательного агара для культивирования морских микроорганизмов // Микробиология.-1961.-Вып. 1.-С. 168-172.

14. Горленко В.М. Экология водных микроорганизмов / В.М. Горленко, Г.А. Дубинина, С.И. Кузнецов. М.: Наука, 1977. - 288 с.

15. ГОСТ 24849-81. Полевые методы санитарно-микробиологического анализа. Вода питьевая. М. Госстандарт. - 1989.

16. Гусев М.В., Минеева Л.А. Микробиология Электронный ресурс. 3-е издание. М., Изд-во МГУ. [1992-2001]. — Режим доступа: http://l.cellimm.bio.msu.ru/edocs/micro/index.html. - Загл. с экрана.

17. Дегерменджи А.Г., Гладышев М.И. Природные воды, математические модели // Веста. РАН. 1995. - Т. 65, № 9. - С. 807-810.

18. Денисова Л.Я., Белькова Н.О., Тулохонов И.И., Зайчиков Е.Ф. Биоразнообразие бактерий на различных глубинах южной котловины озера Байкал,выявленное по последовательностям 16S рРНК // Микробиология. 1999. -Т. 68, № 4. - С. 547-556.

19. Джефферс Дж. Введение в системный анализ: применение в экологии: Пер. с англ. / Дж. Джефферс. М.: Мир., 1981. - 252 с.

20. Дубовская О.П., Гладышев М.И., Есимбекова Е.Н., Морозова И.И., Гольд З.Г., Махутова О.Н. Изучение связи сезонной динамики естественной смертности зоопланктона в водоеме с изменением токсичности воды // Биол. внутр. вод. 2002. - № 3. - С. 39-43.

21. Колмаков В.И., Анищенко О.В., Иванова Е.А., Кравчук Е.С. Закономерности сезонной динамики вертикального распределения фитопланктона малого лесного пруда (окрестности г. Красноярска, Россия) // Альгология. -2002. Т. 12, № 2. - С. 207-221.

22. Копылов А.И., Косолапое Д.Б. Характеристика различных биотопов Рыбинского водохранилища по общей численности и количеству бактерий, содержащих нуклеоиды // Микробиология. 1998 - Т. 67, № 6. - С. 859864.

23. Кравчук Е.С., Иванова Е.А., Гладышев М.И. Сезонная динамика численности акинет Anabaena flos-aquae (Lyngb.) Breb. в поверхностном слое донных отложений и в толще воды // Доклады АН. 2002. - Т. 384, № 2. -С. 281-282.

24. Методические рекомендации по сбору и обработке материалов при гидробиологических исследованиях на пресноводных водоемах. Зоопланктон и его продукция.- Л.: 1984.- 32 с.

25. Методические рекомендации по сбору и обработке материалов при гидробиологических исследованиях на пресноводных водоемах. Фитопланктон и его продукция.- Л.: 1984.- 34 с.

26. Определитель бактерий Берджи. В 2-х т.: Пер. с англ. / Под ред. Дж. Хо-улта, Н. Крига, П. Снита, Дж. Стейли, С. Уилльямса. М.: Мир, 1997. — 800 е., ил.

27. Плохинский Н.А. Алгоритмы биометрии / Н.А. Плохинский. М.: МГУ, 1980.-150 с.

28. Поглазова М.Н., Мицкевич И.Н. Применение флуорескамина для определения количества микроорганизмов в морской воде эпифлуоресцентным методом // Микробиология. 1984. -Т. 53, № 5. - С. 850-857.

29. Ратнер В.А. Молекулярная эволюция //Соросовский образовательный журнал. 1998. - № 3. - С. 41-47.

30. Романенко В.И. Микробиологические процессы продукции и деструкции органического вещества во внутренних водоемах / В.И. Романенко. Л.: Наука, 1985.-295 с.

31. Смирнова О., Солдатов А. Приготовление Т-вектора Электронный ресурс. / О. Смирнова, А. Солдатов. [24 сентября 2002]. - Режим доступа: http://molbiol.ru/protocol/1205.html. - Загл. с экрана.

32. Смирнова О., Солдатов А. Выделение ДНК из агарозного геля с помощью glass milk Электронный ресурс. / О. Смирнова, А. Солдатов. [16 января 2003]. - Режим доступа: http://molbiol.ru/protocol/0802.html. - Загл. с экрана.

33. Сущик Н.Н., Гладышев М.И., Калачева Г.С., Дубовская О.П., Кравчук Е.С., Иванова Е.А., Трусова М.Ю. Сезонная динамика зоопланктона и содержания незаменимых жирных кислот в сестоне небольшого пруда // Биол. внутр. вод. 2002. - № 2. - С. 60-68.

34. Турова Т.П., Кузнецов Б.Б., Новикова Е.В., Полтараус А.Б. Назина Т.Н. Гетерогенность нуклеотидных последовательностей генов 16S рибосом-ной РНК типового штамма Desulfotomaculum kuznetsovii И Микробиология. 2001. - Т. 70, № 6. - С. 788-795.

35. Унифицированные методы анализа вод.- М.: Химия, 1971.- 316 с.

36. Acinas S.G., Anton J., Rodriguez-Valera F. Diversity of free-living and attached bacteria in offshore western Mediterranian waters as depicted by analysis of genes encoding 16S rRNA // Appl. Environ. Microbiol. 1999. - 65. - № 2.-P. 514-522.

37. Altschul S.F., Madden T.L., Schaffer A.A., Zhang J., Zhang Z., Miller W., Lipman D.J. Gapped BLAST and PSI-BLAST: a new generation of protein database search programs // Nucleic Acids Res. 1997. - 25. - P. 3389-3402.

38. Amann R., Ludwig W., Schleifer K.H. Phylogenetic identification and in situ detection of individual microbial cells without cultivation // Microbiol. Rev. -1995. 59. - № l. - p. 143-169.

39. Amann R., Glockner F.-O., Neef A. Modern methods in subsurface microbiology: in situ identification of microorganisms with nucleic acid probes // FEMS Microbiol. Rev. 1997. - 20. - P. 191-200.

40. Amann R. Methodological aspects of fluorescence in situ hybridization // Bio-sci. Microflora. 2000a. -19. - № 2. - P. 85-91.

41. Amann R. Who is out there? Microbial aspects of biodiversity // System. Appl. Microbiol. 2000b. - 23. - P. 1-8.

42. Andreatta S., Wallinger M.M., Posch Т., Psenner R. Detection of subgroups from flow cytometry measurements of heterotrophic bacterioplankton by image analysis // Cytometry. 2001. - 44. - P. 218-225.

43. Bahr M., Hobbie J.E., Sogin M.L. Bacterial diversity in an arctic lake: a freshwater SARI 1 cluster // Aquat. Microb. Ecol. 1996. - 11. - P. 271 -277.

44. Baker J.A., Neilan B.A., Entsch В., McKay D.B. Identification of Cyanobacte-ria and their toxigenicity in ebvuronmental samples by rapid molesular analysis // Environ. Toxicology. 2001. - 16. - P. 472-782.

45. Bansal A.K., Meyer Т.Е. Evolutionary analysis by whole-genome comparisons // J. Bacterid. 2002. - 184. - № 8. - P. 2260-2272.

46. Bernard L., Schafer H., Joux F., Courties C., Muyzer G., Lebaron P. Genetic diversity of total, active and culturable marine bacteria in coastal seawater // Aquat. Microb. Ecol. 2000b. - 23. - P. 1-11.

47. Bourne D.G., Riddles P., Jones G.J., Smith W., Blakeley R.L. Characterisation of a gene cluster involved in bacterial degradation of the cyanobacterial toxin microcystin LR // Environ. Toxicol. 2001. - 16. - P. 523-534.

48. Brosius J., Dull T.J., Sleeter D.D., Noller H.F. Gene organization and primary structure of a ribosomal RNA operone from Escherichia coli II J. Mol. Biol. — 1981.-148.-P. 107-127.

49. Bruns A., Cypionka H., Overmann J. Cyclic AMP and acyl homoserine lactones increase the cultivation efficiency of heterotrophic bacteria from the Central Baltic Sea // Appl. Environ. Microbiol. 2002. - 68. - P. 3978-3987.

50. Casamayor E.O., Calder6n-Paz J.I., Mas J., Pedr6s-Alio C. Identification of phototrophic sulfur bacteria through the analysis of ImwRNA band patterns // Arch. Microbiol. 1998. - 170. - P. 269-278.

51. Cases I., de Lorenzo V. The grammar of (micro)biological diversity // Environ. Microbiol. 2002. - 4. - № 11. - P. 623-627.

52. Christner B.C., Mosley-Thompson E., Thompson L.G., Reeve J.N. Isolation of bacteria and 16S rDNAs from Lake Vostok accretion ice // Environ. Microbiol. 2001. - 3. - № 9. - P. 570-577.

53. Cilia V., Lafay В., Christen R. Sequence heterogeneities among 16S ribosomal RNA sequences and their effect on phylogenetic analyses at the species level // Mol. Biol. Evol. 1996. - 13. - № 3. - P. 451-461.

54. Cole J.J. Interactions between bacteria and algae in aquatic ecosystems // Ann. Rev. Ecol. Syst. 1982. - 13. - P. 291-314.

55. Cohan F.M. What are bacterial species? // Annu. Rev. Microbiol. 2002. - 56. -P. 457-487.

56. Connon S.A., Giovannoni S.J. High-throughput methods for culturing microorganisms in very-low-nutrient media yield diverse new marine isolates // Appl. Environ. Microbiol. 2002. - 68. - P. 3878-3885.

57. Conte C., Mutti I., Puglisi P., Ferrarini A., Regina G., Maestri E., Marmiroli N. DNA fingerprinting analysis by a PCR based method for monitoring the geno-toxic effects of heavy metals pollution // Chemosphere. 1998. - 37. - P. 27392749.

58. Crump B.C., Armbrust E.V., Baross JA. Phylogenetic analysis of particle-attached and free-living bacterial communities in the Columbia river, its estuary, and the adjacent coastal ocean // Appl. Environ. Microbiol. 1999. - 65. -№7.-P. 3192-3204.

59. Degans H., Z6llner E., Van der Gucht K., De Meester L., Jurgens K. Rapid Dap/ima-mediated changes in microbial community structure: an experimental study // FEMS Microbiol. Ecol. 2002. - 42. - P. 137-149.

60. Dojka M.A., Harris J.K., Pace N.R. Expanding the known diversity and environmental distribution of an uncultivated phylogenetic division of Bacteria // Appl. Environ. Micrbiol. 2000. - 66. - № 4. - P. 1617-1621.

61. Dominik K., Hofle M.G. Changes in bacterioplankton community structure and activity with depth in a eutrophic lake as revealed by 5S rRNA analysis // Appl. Environ. Microbiol. 2002. - 68. - P. 3606-3613.

62. Don R.H., Сох P.T., Wainwright B.J., Baker K., Mattick J.S. "Touchdown" PCR to circumvent spurious priming during gene amplification // Nucleic Acids Res. 1991. - 19. - № 14. - P. 4008.

63. Ercolini D., Moschetti G., Blaiotta G., Coppola S. Behavior of variable V3 region from 16S rDNA of lactic acid bacteria in denaturing gradient gel electrophoresis // Cur. Microbiol. 2001. - 42. - P. 199-202.

64. Farrelly V., Rainey F.A., Stackebrandt E. Effect of genome size and rrn gene copy number on PCR amplification of 16S rRNA genes from a mixture of bacterial species 11 Appl. Environ. Microbiol. 1995. - 61. - № 7. - P. 2798-2801.

65. Felip M., Pace M.L., Cole J.J. Regulation of planktonic bacterial growth rates: the effects of temperature and resources // Microb. Ecol. 1996. - 31. - P. 1528.

66. Field K.G., Gordon D., Wright Т., Rappe M., Urbach E., Vergin K., Giovan-noni S.J. Diversity and depth-specific distribution of SARI 1 cluster rRNA genes from marine planktonic bacteria // Appl. Environ. Microbiol. 1997. -63.-№ 1.- P. 63-70.

67. Fogel G.B., Collins C.R., Li J., Brunk C.F. Prokaryotic genome size and SSU rDNA copy number: estimation of microbial relative abundance from a mixed population // Microb. Ecol. 1999.-38. - P. 93-113.

68. Fricker C.R. From media to molecules: new approaches to the detection of microorganisms in water // Water, Air and Soil Pollution. 2000. - 123. - P. 3541.

69. Fuhrman J.A., Comeau D.E., Hagstrom A., Chan A.M. Extraction from natural planktonic organisms of DNA suitable for molecular biological studies // Appl. Environ. Microbiol. 1988. - 54. - № 6. - P. 1426-1429.

70. Garcia-Pichel F., Prufert-Bebout L., Muyzer G. Phenotypic and phylogenetic analyses show Microcoleus chthonoplastes to be a cosmopolitan cyanobacte-rium // Appl. Environ. Microbiol. 1996. - 62. - № 9. - P. 3284-32911

71. Gille C., Gille A., Booms P., Robinson P.N., Nurnberg P. Bipolar clamping improves the sensitivity of mutation detection by temperature gradient gel electrophoresis // Electrophoresis. 1998. - 19. - P. 1347-1350.

72. Giovannoni S.J., Britschgi T.B., Moyer C.L., Field K.G. Genetic diversity in Sargasso Sea bacterioplankton // Nature (London). 1990. - 345. - P. 60-63.

73. Giovannoni S.J., Rapp£ M.S., Vergin K.L., Adair N.L. 16S rRNA genes reveal stratified open ocean bacterioplankton populations related to the green non-sulfur bacteria // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. - 93. - P. 7979-7984.

74. Giovannoni S.J., Rappe M.S. Evolution, diversity, and molecular ecology of marine prokaryotes // In D.L. Kirchman, ed., Microbial ecology of the oceans. -Wiley-Liss, Inc. 2000. - P. 47-84.

75. Gladyshev M.I., Gribovskaya I.V., Adamovich V.V. Disappearance of phenol in water samples taken from the Yenisei river and the Krasnoyarsk reservoir // Wat. Res. 1993. - 27. - № 6. - P. 1063-1070.

76. Glockner F.-O., Fuchs B.M., Amann R. Bacterioplankton compositions of lakes and oceans: a first comparison based on fluorescence in situ hybridization // Appl. Environ. Microbiol. 1999. - 65. - № 8. - P. 3721-3726.

77. Gonzalez J.M., Saiz-Jimenez C. A fluorimetric method for the estimation of G+C mol% content in microorganisms by thermal denaturation temperature // Environ. Microbiol. 2002. - 4. - № 11. - P. 770-773.

78. Gordon D.A., Giovannoni S.J. Detection of stratified microbial populations related to Chlorobium and Fibrobacter species in the Atlantic and Pacific oceans // Appl. Environ. Microbiol. 1996. - 62. - № 4. - P. 1171-1177.

79. Gray M.W., Sankoff D., Cedergren R.J. On the evolutionary descent of organisms and organelles: a global phylogeny based on a highly conserved structural core in small subunit ribosomal RNA // Nucleic Acids Res. 1984. - 12. - № 14.-P. 5837-5852.

80. Gray N.D., Head I.M. Linking genetic identity and function in communities of uncultured bacteria // Environ. Microbiol. 2001. - 3. - № 8. - P. 481-492.

81. Gutell RR., Larsen N., Woese C.R. Lessons from an evolving rRNA: 16S and 23 S rRNA structures from a comparative perspective // Microbiol. Rev. 1994. - 58. - № 1.-P. 10-26.

82. Hahn M.W., Hofle M.G. Grazing of protozoa and its effect on populations of aquatic bacteria// FEMS Microbiol. Ecol. 2001. - 35. - P. 113-121.

83. Hastings R.C., Saunders J.R., Hall G.H., Pickup RW., McCarthy A.J. Application of molecular biological techniques to a seasonal study of ammonia oxidation in a eutrophic freshwater lake // Appl. Environ. Microbiol. 1998. - 64. -№10.-P. 3674-3682.

84. Head I.M., Saunders J.R, Pickup RW. Microbial evolution, diversity, and ecology: a decade of ribosomal RNA analysis of uncultivated microorganisms // Microb. Ecol. 1998. - 35. - P. 1-21.

85. Heidelberg J.F., Heidelberg K.B., Colwell R.R Seasonality of Chesapeake Bay bacterioplankton species // Appl. Environ. Microbiol. — 2002a. 68. - № 11.-P. 5488-5497.

86. Heidelberg J.F., Heidelberg K.B., Colwell R.R. Bacteria of the y-subclass Pro-teobacteria associated with zooplankton in Chesapeake Bay // Appl. Environ. Microbiol. 2002b. - 68. - № 11. - P. 5498-5507.

87. Higgins D., Thompson J., Gibson T. CLUSTAL W: improving the sensitivity of progressive multiple sequence alignment through sequence weighting, position-specific gap penalties and weight matrix choice // Nucleic Acids Res. 1994. -22. P. 4673-4680.

88. Hiorns W.D., Methe B.A., Nierzwicki-Bauer S.A., Zehr J.P. Bacterial diversity in Adirondack mountain lakes as revealed by 16S rRNA gene sequences // Appl. Environ. Microbiol. 1997. - 63. - № 7. - P. 2957-2960.

89. Hiraishi A., Furuhata K., Matsumoto A., Koike K.A., Fukuyama M., Tabuchi K. Fenotypic and genetic diversity of chlorine-resistant Methylobacteriumstrains isolated from various environments // Appl. Environ. Microbiol. 1995. -61.- №6. -P. 2099-2107.

90. Hofle M.G. Bacterioplankton community structure and dynamics after large-scale release of nonindigenous bacteria as revealed by low-molecular-weight-RNA analysis // Appl. Environ. Microbiol. 1992. - 58. - № 10. - P. 33873394.

91. H6fle M.G. Taxonomic diversity and metabolic activity of microbial communities in the water column of the central Baltic Sea // Limnol. Oceanogr. 1995. -40.-№5.-P. 868-874.

92. Hofle M.G., Haas H., Dominik K. Seasonal dynamics of bacterioplankton community structure in a eutrophic lake as determined by 5S rRNA analysis // Appl. Environ. Microbiol. 1999. - 65. - № 7. - P. 3164-3174.

93. Jackson C.R., Roden E.E., Churchill P.F. Denaturing gradient gel electrophoresis can fail to separate 16S rDNA fragments with multiple base differences // Mol. Biol. Today. 2000. - 1. - № 2. - P. 49-51.

94. Jukes Т.Н., Cantor C.R. Evolution of protein molecules / In: Munro H.H. (ed.), Mammalian protein metabolism. Academic Press, New York, 1969. P. 21132.

95. Jurgens K., Pernthaler J., Schalla S., Amann R. Morphological and compositional changes in a planktonic bacterial community in response to enhancedprotozoan grazing // Appl. Environ. Microbiol. 1999. - 65. - № 3. - p. 12411250.

96. King C.H., Sanders R.W., Shotts E.B. Jr., Porter K.G. Differential survival of bacteria ingested by zooplankton from a stratified eutrophic lake // Limnol. Oceanogr. 1991. -36. - № 5. - P. 829-845.

97. Kirchman D.L., Yu L., Fuchs B.M., Amann R. Structure of bacterial communities in aquatic systems as revealed by filter PCR // Aquat. Microb. Ecol. 2001. -26.-P. 13-22.

98. Klappenbach J.A., Dunbar J.M., Schmidt T.M. rRNA operon copy number reflects ecological strategies of bacteria // Appl. Environ. Microbiol. 2000. - 66. - № 4. - P.1328-1333.

99. Manefield M., Whiteley A.S., Griffiths R.I., Bailey M.J. RNA Stable isotope probing, a novel means of linking microbial community function to phylogeny // Appl. Environ. Microbiol. 2002. - 68. - P. 5367-5373.

100. Massana R:, Murray A.E., Preston C.M., DeLong E.F. Vertical distribution and phylogenetic characterization of marine planktonic Archaea in the Santa Barbara Channel // Appl. Environ. Microbiol. 1997. - 63. - № 1. - P. 50-56.

101. Massana R., Taylor L.T., Murray A.E., Wu K.Y., Jeffrey W.H., DeLong E.F. Vertical distribution and temporal variation of marine planktonic Archaea in the Gerlache Strait, Antarctica, during early spring // Limnol. Oceanogr. 1998. -43.-№4.-P. 607-617.

102. McMahon K.D., Stahl D.A., Raskin L. A comparison of the use of in vitro-transcribed and native rRNA for the quantification of microorganisms in the environment // Microb. Ecol. 1998. - 36. - p. 362-371.

103. Miskin I.P., Farrimond P., Head I.M. Identification of novel bacterial lineages as active members of microbial populations in a freshwater sediment using a rapid RNA extraction procedure and RT-PCR // Microbiology. 1999. - 145. -P. 1977-1987.

104. Moeseneder M.M., Winter C., Herndl G.J. Horizontal and vertical complexity of attached and free-living bacteria of the eastern Mediterranean Sea, determined by 16S rDNA and 16S rRNA fingerprints // Limnol. Oceanogr. 2001. -46.-3 1.-P. 95-107.

105. Molin S., Givskov M. Application of molecular tools for in situ monitoring of bacterial growth activity // Environ. Microbiol. 1999. - 1. - № 5. - P. 383391.

106. Monciardini P., Sosio M., Cavaletti L., Chiocchini C., Donadio S. New PCR primers for the selective amplification of 16S rDNA from different groups of actinomycetes // FEMS Microbiol. Ecol. 2002. - 42. - P. 419-429.

107. Mullins T.D., Britschgi T.B., Krest R.L., Giovannoni S.J. Genetic comparison reveal the same unknown bacterial lineages in Atlantic and Pacific bacterioplankton communities // Limnol. Oceanogr. 1995. - 40. - № 1. - P. 148-158.

108. Murray A.E., Blakis A., Massana R., Strawzewski S., Passow U., Alldredge A., DeLong E.F. A time series assessment of planktonic archaeal variability in the Santa Barabara Channel // Aquat. Microb. Ecol. 1999. - 20. - P. 129-145.

109. Murrell J.C., McDonald I.R., Bourne D.G. Molecular methods for the study of methanotroph ecology // FEMS Microbiol. Ecol. 1998. - 27. - P. 103-114.

110. Muttray A.F., Mohn W.W. Quantitation of the population size and metabolic activity of a resin acid degrading bacterium in activated sludge using slot-blot hybridization to measure the rRNA:rDNA ratio // Microb. Ecol. 2000. - 38. — P. 348-357.

111. Muyzer G., Smalla K. Application od\f DGGE and TGGE in microbial ecology // Antonie van Leeuwenhoek. 1998. - 73. - P. 127-141.

112. Niederhauser C., Hofelein C., Wegmuller В., Candrian U. Reliability of PCR decontamination systems // PCR Methods Appl. 1994. - 4. - P. 117-123.

113. Nystrom Т. Not quite dead enough: on bacterial life, culturability, senescence, and death // Arch. Microbiol. 2001. - 176. - P. 159-164.

114. Oliver J.D., Nilsson L., Kjelleberg S. Formation of nonculturable Vibrio vulnificus cells and its relationship to the starvation state // Appl. Environ. Microbiol. 1991. - 57. - P. 2640-2644.

115. Osborn A.M., Moore E.R.B., Timmis K.N. An evaluation of terminal-restriction fragment length polymorphism (T-RFLP) analysis for the study of microbial community structure and dynamics // Environ. Microbiol. 2000. -2. -№ 1.-P. 39-50.

116. Overmann J., Coolen M.J.L., Tuschak C. Specific detection of different phylogenetic groups of chemocline bacteria based on PCR and denaturing gradient gel electrophoresis of 16S rRNA gene fragments // Arch. Microbiol. 1999. -172.-P. 83-94.

117. Park H.-D., Sasaki Y., Marayama Т., Yanagisawa E., Hiraishi A., Kato K. Degradation of the cyanobacterial hepatotoxin mycrocystin by a new bacterium isolated from a hypertrophic lake // Environ. Toxicol. -2001. 16. - P. 337-343.

118. Pearce D.A., Van der Gast C.J., Lawley В., Ellis-Evans J.C. Bacterioplankton community diversity in a maritime Antarctic lake, determined by culture-dependent and culture-independent techniques // FEMS Microbiol. Ecol. -2003.-45.-P. 59-70.

119. Pernthaler J., Glockner F.-O., Unterholzner S., Alfreider A., Psenner R., Amann R. Seasonal community and population dynamics of pelagic bacteria and ar-chaea in a high mountain lake // Appl. Environ. Microbiol. 1998. - 64. - № 11.-P. 4299-4306.

120. Phillips C.J., Paul E.A., Prosser J.I. Quantitative analysis of ammonia-oxidizing bacteria using competitive PCR // FEMS Microbiol. Ecol. 2000. - 32. - P. 167-175.

121. Pinhassi J., Hagstrom A. Seasonal succession in marine bacterioplankton // Aquat. Microb. Ecol.-2000.-21.-P. 245-256.

122. Qiu X., Wu L., Huang H., McDonel P.E., Palumbo A.V., Tiedje J.M., Zhou J. Evaluation of PCR-generated chimeras, mutations, and heteroduplexes with 16S rRNA gene-based cloning // Appl. Environ. Microbiol. 2001. - 67. - № 2. -P. 880-887.

123. Rappd M.S., Kemp P.F., Giovannoni S.J. Phylogenetic diversity of marine coastal picoplankton 16S rRNA genes cloned from the continental shelf of Cape Hatteras, north Carolina // Limnol. Oceanogr. 1997. - 42. - № 5. - P. 811-826.

124. Rapp£ M.S., Vergin K.L., Giovannoni S.J. Phylogenetic comparisons of a coastal bacterioplankton community with its counterparts in open ocean and freshwater systems // FEMS Microbiol. Ecol. 2000. - 33. - P. 219-232.

125. Rashidan K.K., Bird D.F. Role of predatory bacteria in the termination of a cyanobacterial bloom // Microb. Ecol. 2001. - 41. - P. 97-105.

126. Ravenschlag K., Sahm K., Knoblauch C., J0rgensen B.B., Amann R. Community structure, cellular rRNA content, and activity of sulfate-reducing bacteria in marine arctic sediments // Appl. Environ. Microbiol. 2000. - 66. - № 8. -P. 3592-3602.

127. Reysenbach A.-L., Giver L., Wickham G.S., Pace N.R. Differential amplification of rRNA genes by polymerase chain reaction // Appl. Environ. Microbiol. 1992. - 58. - № 10. - P. 3417-3418.

128. Rheims H., Stackebrandt E. Application of nested polymerase chain reaction for the detection of as yet uncultured organisms of the class Actinobacteria in environmental samples // Environ. Microbiol. 1999. - 1. - № 2. - P. 137-143.

129. Riemann L., Winding A. Community dynamics of free-living and particle-associated bacterial assemblages during a freshwater phytoplankton bloom // Microb. Ecol. 2001. - 42. - P. 274-285.

130. Ritchie N.J., Schutter M.E., Dick RP., Myrold D.D. Use of length heterogeneity PCR and fatty acid methyl ester profiles to characterize microbial communities in soil // Appl. Environ. Microbiol. 2000. - 66. - № 4. - P. 1668-1675.

131. Rosell6-Mora R., Amann R. The species concept for prokaryotes // FEMS Microbiol. Rev. 2001. - 25. - P. 39-67.

132. Saiki R.K., Gelfand D.H., Stoffel S., Schrf S.J., Higuchi R, Horn G.T., Mullis K.B., Ehrlich H.A. Primer-directed enzymatic amplification of DNA with a thermostable DNA polymerase // Science. 1988. - 239. - P. 487-491.

133. Sait M., Hugenholtz P., Janssen P.H. Cultivation of globally distributed soil bacteria from phylogenetic lineages previously only detected in cultivation-independent surveys//Environ. Microbiol.-2002. -4. -№ ll.-P. 654-666.

134. Sambrook J. Molecular Cloning. A laboratory manual / J. Sambrook, E.F. Fritsch, T. Maniatis. Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1989. - V. 2.

135. Schauer M., Massana R., Pedros-Ali6 C. Spatial differences in bacterioplankton composition along the Catalan coast (NW Mediterranean) assessed by molecular fingerprinting // FEMS Microbiol. Ecol. 2000. - 33. - P. 51-59.

136. Schmidt T.M., DeLong E.F., Pace N.R. Analysis of a marine picoplankton community by 16S rRNA gene cloning and sequencing // J. Bacterid. 1991. — 173.-P. 4371-4378.

137. Schweitzer В., Huber I., Amann R., Ludwig W., Simon M. a- and p-Proteobacteria control the consumption and release of amino acids on lake snow aggregates // Appl. Environ. Microbiol. 2001. - 67. - № 2. - P. 632-645.

138. Selje N., Simon M. Composition and dynamics of particle-associated and free-living bacterial communities in the Weser estuary, Germany // Aquat. Microb. Ecol. 2003. - 30. - P. 221-237.

139. Sheu D.-S., Wang Y.-T., Lee C.-Y. Rapid detection of polyhydroxyalkanoate-accumulating bacteria isolated from the environment by colony PCR // Microbiology. 2000. - 146. - P. 2019-2025.

140. Sicheritz-Ponten Т., Andersson S.G.E. A phylogenomic approach to microbial evolution // Nucleic Acids Res. 2001. - 29. - № 2. - P. 545-552.

141. Siefert J.L., Fox G.E. Phylogenetic mapping of bacterial morphology // Microbiology. 1998. - 144. - P. 2803-2808.

142. Simek K., Hornak K., MaSm M., Christaki U., Nedoma J., Weinbauer M.G., Dolan J.R. Comparing the effects of resource enrichment and grazing on a bacterioplankton community of a meso-eutrophic reservoir // Aquat. Microb. Ecol. -2003. -31. -P. 123-135.

143. Spanggaard В., Huber I., Nielsen J., Nielsen Т., Appel K.F., Gram L. The microflora of rainbow trout intestine: a comparison of traditional and molecular identification // Aquaculture. 2000. - 182. - P. 1-15.

144. Stahl D.A., Lane D.J., Olsen G.J., Pace N.R. Characterization of a Yellowstone hot spring microbial community by 5S rRNA sequences // Appl. Environ. Microbiol. 1985.-49.-P. 1379-1384:

145. Staley J.T., Gosink J .J. Poles apart: biodiversity and biogeography of sea ice bacteria // Annu. Rev. Microbiol. 1999. - 53. - P. 189-215.

146. Stanier R.Y., Adelberg E.A., Ingraham J.L. General microbiology / The McMillan Press, 1981. P. 502-526.

147. Stein J.L., Marsh T.L., Wu K.Y., Shizuya H., DeLong E.F. Characterization of uncultivated prokaryotes: isolation and analysis of a 40-kilobase-pair genomefragment from a planktonic marine archaeon // J. Bacterid. 1996. - 178. - № 3.-P. 591-599.

148. Stein L.Y., Jones G., Alexander В., Elmund K., Wright-Jones C., Nealson K.H. Intriguing microbial diversity associated with metal-rich particles from a freshwater reservoir // FEMS Microbiol. Ecol. 2002. - 42. - p. 431-440.

149. Suyama Т., Tokiwa Y., Ouichanpagdee P., Kanagawa Т., Kamagata Y. Phylogenetic affiliation of soil bacteria that degrade aliphatic polyesters available commercially as biodegradable plastics // Appl. Environ. Microbiol. 1998. -64. -№ 12.-P. 5008-5011.

150. Suzuki M.T., Giovannoni S.J. Bias caused by template annealing in the amplification of mixtures of 16S rRNA genes by PCR // Appl. Environ. Microbiol. -1996. 62. - № 2. - P. 625-630.

151. Takai K., Horikoshi K. Rapid detection and quantification of members of the archaeal community by quantitative PCR using fluorogenic probes // Appl. Environ. Microbiol. 2000. - 55. - № 11. - P. 5066-5072.

152. Thamdrup В., Rossell6-Mora R., Amann R. Microbial manganese and sulfate reduction in Black Sea shelf sediments // Appl. Environ. Microbiol. 2000. 66. -№ 7.-P. 2888-2897.

153. Thompson J.R., Marcelino L.A., Polz M.F. Heteroduplexes in mixed-template amplifications: formation, consequence and elimination by "reconditioning PCR" // Nucleic Acids Res. 2002. - 30. - № 9. - P. 2083-2088.

154. Toze S. PCR and the detection of microbial pathogens in water and wastewater // Wat. Res. 1999. - 33. - № 17. - P. 3545-3556.

155. Tsai Y.-L., Olson B.H. Rapid method for separation of bacterial DNA from humic substances in sediments for polymerase chain reaction // Appl. Environ. Microbiol. -1992. 58. - № 7. - P. 2292-2295.

156. Ueda К., Seki Т., Kudo Т., Yoshida Т., Kataoka M. Two distinct mechanisms cause heterogeneity of 16S rRNA // J. Bacteriol. 1999. - 181. - № 1. - P. 7882.

157. Urbach E., Vergin K.L., Young L., Morse A. Unusial bacterioplankton community structure in ultra-oligotrophic Crater Lake // Limnol. Oceanogr. 2001. -46. -№3.-P. 557-572.

158. Vandamme P., Pot В., Gillis M., De Vos P., Kersters K., Swings J. Polyphasic taxonomy, a consensus approach to bacterial systematics // Microbiol. Rev. -1996. 60. - № 2. - P. 407-438.

159. Van de Peer Y., Chapelle S., de Wachter R. A quantitative map of nucleotide substitution rates in bacterial rRNA // Nucleic Acids Res. 1996. - 24. - 24. -№ 17. -P. 3381-3391.

160. Ward D.M., Weller R., Bateson M.M. 16S rRNA sequences reveal numerous uncultured microorganisms in a natural community // Nature (London). 1990. -345.-P. 63-65.

161. Weller R., Glockner F.-O., Amann R. 16S rRNA-targeted oligonucleotide probes for in situ detection of members of the phylum Cytophaga-Flavobacterium-Bacteroides II System. Appl. Microbiol. 2000. - 23. - P. 107-114.

162. Wikstrom P., Andersson A.-C., Forsman M. Biomonitoring complex microbial communities using random amplified polymorphic DNA and principal component analysis // FEMS Microbiol. Ecol. 1999. - 28. - P. 131-139.

163. Wilson I.G. Inhibition and facilitation of nucleic acid amplification // Appl. Environ. Microbiol. 1997.-63. - № 10. - P. 3741-3751.

164. Woese C.R., Fox G.E. Phylogenetical structure of the procaryotic domain: the primary kingdoms // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1977. - 74. - № 11. - P. 5088-5090.

165. Woese C.R. Bacterial evolution // Microbiol. Rev. 1987. - 51. - № 2. - P. 221-271.

166. Worm J., Gustavson K., Garde K., Borch N.H., Sondergaard M. Functional similarity of attached and free-living bacteria during freshwater phytoplankton blooms // Aquat. Microb. Ecol. 2001. - 25. - P. 103-111.

167. Yokomaku D., Yamaguchi N., Nasu M. Improved direct viable count procedure for quantitative estimation of bacterial viability in freshwater environments // Appl. Environ. Microbiol. 2000. - 66. - № 12. - P. 5544-5548.

168. Zengler K., Toledo G., Rappe M.S., Elkins J., Mathur E.J., Short J.M., Keller M. Cultivating the uncultured // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2002. - 99. - № 24.-P. 15681-15686.

169. Zwart G., Crump B.C., Kamst-van Agterveld M.P., Hagen F., Han S.-K. Typical freshwater bacteria: an analysis of available 16S rRNA gene sequences from plankton of lakes and rivers // Aquat. Microb. Ecol. 2002. - 28. - P. 141-155.

170. Zwisler W., Selje N., Simon M. Seasonal patterns of the bacterioplankton community composition in a large mesotrophic lake // Aquat. Microb. Ecol. -2003.-31.-P. 211-225.