Идентификация гена вакуолярного Na+/H+-антипортера ячменя и перспективы его использования для повышения солеустойчивости культурных растений тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.06, кандидат биологических наук Васекина, Анастасия Владимировна

• Васекина, Анастасия Владимировна
• кандидат биологических наук
• 2011

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Васекина, Анастасия Владимировна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Солевой стресс и солеустойчивость растений.

1.1.1. Определение солеустойчивости.

1.1.2. Воздействие солевого стресса на растение.

1.1.3. Клеточные детерминанты солеустойчивости.

1.2. Механизмы солеустойчивости растений.

1.2.1. Поступление Na+ в корень.

1.2.2. Отток Na+ из клеток корня.

1.2.3. Радиальный транспорт в корне.

1.2.4. Транспорт ионов Na+ в ксилему и отток из ксилемы.

1.2.5. Рециркуляция Na+ из листьев по флоэме.

1.2.6. Внутриклеточная компартментация ионов Na+.

1.2.7. Адаптация к соли при помощи анатомических образований или неравномерного распределения ионов в клетках разных типов.

1.2.8. Усиленная аккумуляция совместимых осмолитов.

1.2.9. Сигналы трансдукции солевого стресса в растениях.

1.2.10. Восприятие сигнала повышенной концентрации Na+ во внешней среде. SOS-путь передачи сигналов.

1.2.11. АБК-зависимые цепи передачи стрессовых сигналов.

1.2.12. Регуляция экспрессии генов.

1.3. Ыа+/Н+-антипортеры - важная детерминанта солеустойчивости растений.

1.3.1. Сравнительная характеристикаЫа+/Н+-антипортеров из различных организмов.

1.3.2. Филогенетический анализ.

1.3.3. Семейство SOS-Like плазмалеммарных Ыа+/Н+-антипортеров растений.

1.3.4. Семейство NHX внутриклеточных Ка+/Н+-антипортеров растений.

1.3.4.1. Внутриклеточная локализация.

1.3.4.2. Биохимические свойства.

1.3.4.3. Структура.

1.3.4.4. Особенности экспрессии.

1.3.4.5. Регуляция активности.

1.3.4.6. Функции.

1.4. Цели и задачи работы.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Объект исследования.

2.2. Получение растительного материала.

2.3. Выделение РНК.

2.4. Синтез первой цепи кДНК.

2.5. ПЦР.

2.5.1. Определение нуклеотидной последовательности кДНК гена вакуолярного Ка+/Н+-антипортера ячменя (HvNHX2).

2.5.2. Исследование экспрессии HvNHX2 в корнях, стеблях и листьях взрослых растений ячменя.

2.6. Клонирование ПЦР-продуктов методом TA-cloning.

2.7. Выделение плазмидной ДНК.

2.8. ОТ-ПЦР в реальном времени.

2.9. Получение поликлональных антител к HvNHX2.

2.9.1. Выбор фрагмента антигена (HvNHX2), конструирование праймеров, ПЦР.

2.9.2. Наращивание рекомбинантного белка.

2.9.3. Определение растворимости рекомбинантного белка.

2.9.4. Препаративное выделение рекомбинатного белка и его очистка на целлюлозе

2.10. Выделение плазматических мембран из растений ячменя.

2.11. Выделение вакуолярных мембран из растений ячменя.

2.12. Измерение ионного обмена на везикулах тонопласта.

2.13. Электрофорез белков в ПААГ с SDS.

2.14. Вестерн блоттинг HvNHX2.

2.15. Экспрессия HvNHX2 в ооцитах гладкой шпорцевой лягушки (Xenopus laevis L.).

2.15.1. Синтез полной копии кДНК HvNHX2.

2.15.2. Клонирование полной копии кДНК HvNHX2 в плазмиде pT7TS.

2.15.3. Синтез мРНК in vitro.

2.15.4. Подготовка ооцитов и их микроинъекция мРНК.

2.15.5. Определение степени закисления (рН) внешней среды, происходящего в результате работы HvNHX2 в мембранах ооцитов.

2.15.6. Выделение микросомальной фракции ооцитов.

2.16. Иммунохимическая локализация HvNHX2 в клетках корней проростков ячменя.

2.17. Экспрессия кДНК гена HvNHX2 в растениях Arabidopsis thaliana L. и оценка солеустойчивости трансгенных растений.

2.18. Реактивы.

2.19. Статистика.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1. Идентификация кДНК гена вакуолярного №+/Н+-антипортера ячменя.

3.1.1. Анализ структуры белка НуННХ2.

3.1.2. Филогенетический анализ.

3.2. Исследование экспрессии НчТЯНХ! в различных органах растений ячменя.

3.3. Исследование внутриклеточной локализации белка Ну1ШХ2.

3.4. Экспрессия гена НуИНХ2 в ооцитах гладкой шпорцевой лягушки (Хепорш 1аеум Ь.) и подтверждение Ыа+/Н+-обменной функции белка НуЫНХ2.

3.5. Изучение действия антител против Иу>ШХ2 на Ыа+/Н+-обменную активность везикул тонопласта.

3.6. Исследование экспрессии НхЫНХ2 в корнях и надземной части проростков ячменя контрастных сортов при солевом стрессе.

3.7. Изучение количественных изменений НуМНХ2 в вакуолярных мембранах проростков ячменя контрастных сортов при солевом стрессе.

3.8. Иммунохимическая локализация Ну1ЯНХ2 в клетках корней проростков ячменя двух сортов.

3.9. Экспрессия кДНК гена Н\>ЫНХ2 в растениях АгаЫс1ор51$ (каПапа Ь. и оценка солеустойчивости трансгенных растений.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Идентификация гена вакуолярного Na+/H+-антипортера ячменя и перспективы его использования для повышения солеустойчивости культурных растений»

В мире более 800 млн. га земель в той или иной степени подвержено засолению (по данным FAO 2008; http://www.fao.org/ag/agI/aglI/spush). Это количество составляет более 6% от общей площади суши. Помимо естественных засоленных территорий, многие гектары сельскохозяйственных земель считаются засоленными вследствие длительного промывания или орошения почв. Из 1500 млн. га сельскохозяйственных земель засушливых районов 32 млн. га (2%) подвержено вторичному засолению. Из 230 млн. га орошаемых угодий 45 млн. га (20%) являются засоленными. Площадь орошаемых земель составляет лишь 15 % от всех культивируемых земель, но, так как орошаемое земледелие является по крайней мере в 2' раза продуктивнее обычного, на этих землях производится около трети мировой сельскохозяйственной продукции [Munns & Tester 2008].

За последние годы наблюдается всплеск активности в области изучения механизмов солеустойчивости растений [Hasegawa et al. 2000, Zhu 2002], что происходит во многом благодаря использованию методов молекулярной генетики и биологии. Повышенный интерес к данной области также можно объяснить стремлением науки о растениях внести практический вклад в производство сельскохозяйственной продукции в условиях все возрастающих масштабов засоления почв и глобального изменения климата [Zhu 2001].

NaCl - наиболее распространенная соль, отличающаяся высокой растворимостью, при этом ионы натрия оказывают неблагоприятное воздействие на1 калийное питание растений, активность ферментов в цитозоле и метаболизм. Неудивительно, что все растения развили механизмы, регулирующие ее накопление и ограничивающие поступление в пользу других питательных веществ, обычно присутствующих в низких концентрациях, таких как К+ и NO3". Способность растений выживать в условиях высоких концентраций NaCl связана с имеющимися у них возможностями транспортировки, компартментации, выделения и мобилизации ионов Na+. Удаление Na+ из транспирационного тока, его распределение в растении и энергичная аккумуляция в вакуолях определяют способность противостоять токсическому эффекту Na+ [Apse & Blumwald 2007]. Среди большого набора ионных транспортеров и ионных каналов, обеспечивающих эти процессы, важная роль принадлежит протонным насосам и Na+/H+-антипортерам плазмалеммы и тонопласта. №+/Н+-антипортеры используют ДрН, генерируемый протонными насосами, для удаления Na+ из цитоплазмы либо в апопласт, либо в вакуоль [Niu et al. 1995]. Ка+/Н+-антипортеры растений представляют собой мембранные белки, имеющие сходные структуру и функции. Это было установлено в опытах, проведенных в гетерологичной системе дрожжей и в опытах по сверхэкспрессии

Ка+/Н+-антипортеров в растениях [Zhang & Blumwald 2001].

Хотя высокие концентрации Na+ в цитоплазме токсичны для растительных клеток, растения активируют механизмы высокоаффинного поглощения Na+ в условиях дефицита К+, что говорит о том, что Na+ способен в некоторой степени функционально заменять К+, по крайней мере, в качестве осмолита в вакуоли [Garciadeblas et al. 2003, Horie et al. 2007]. Очевидно, что в условиях сильного засоления одним из важнейших механизмов адаптации к солевому стрессу является аккумуляция излишнего цитоплазматического Na+ в вакуолях, что способствует снижению его количества в цитоплазме и обеспечению осмотического давления. В этот механизм непосредственным образом вовлечены вакуолярные На+/Н+-антипортеры.

Первый ген вакуолярного Na+/H+- антипортера, идентифицированный в арабидопсисе, кодирует белок AtNHXl [Gaxiola et al. 1999], гомологичный плазмалеммарным Na+/H+-антипортерам животных и антипортеру дрожжей ScNHXl. Гетерологичная экспрессия AtNHXl в дрожжах компенсировала чувствительность к соли, вызванную дисфункцией соответствующего дрожжевого гомолога ScNHXl. Сверхэкспрессия AtNHXl привела к повышению солеустойчивости как растений арабидопсиса [Apse et al. 1999], так и других видов растений [Zhang & Blumwald 2001, Zhang et al. 2001]. Внутриклеточные NHX-подобные антипортеры стали первым семейством катион/протонных транспортеров, изучаемым в растениях. Впоследствии целый ряд членов данного семейства был идентифицирован в растениях, грибах и животных [Rodriguez-Rosales et al. 2009].

Хотя физиологические и биохимические данные уже давно свидетельствовали о том, что Na+/H+- и К+/Н+-антипортеры вовлечены в регуляцию концентрации ионов и рН внутри клеток, понадобилось много времени, чтобы идентифицировать гены, кодирующие эти антипортеры. К настоящему времени проекты по секвенированию геномов выявили, что растения содержат огромное количество гомологов предполагаемых катион/протонных антипортеров, функции и особенности экспрессии которых еще не достаточно исследованы. Вакуолярные Ма+/Н+-антипортеры обнаружены во всех изучаемых видах растений, большинство изоформ экспрессируется в нормальных условиях во всех органах растения. Дифференциальная экспрессия NHX-генов в разных видах и сортах растений, которые либо аккумулируют Na+, либо ограничивают его поступление, говорит о том, что NHX-антипортеры, скорее всего, являются ключевым фактором данных различий.

В последнее время при изучении механизмов устойчивости культурных растений к солевому стрессу в качестве объектов сравнительного исследования стали использовать сорта, отличающиеся по солеустойчивости. При этом удалось в ответ на солевой стресс установить прямую корреляцию между солеустойчивостью сорта и возрастанием уровня экспрессии генов вакуолярных Ка+/Н+-антипортеров е1 а1. 2004, Saqib й а1. 2005]. Изучение регуляции экспрессии отдельно взятой ЫНХ-изоформы на разных уровнях и в разных органах растения при солевом стрессе позволяет получить информацию о роли данной изоформы в общей солеустойчивости того или иного сорта.

Ранее в нашей лаборатории были охарактеризованы по солеустойчивости и накоплению ионов Ыа+ и К+ несколько контрастных сортов ячменя, и возник вопрос, существует ли взаимосвязь между сортовой устойчивостью ячменя к засолению и особенностями экспрессии вакуолярного На+/Н+-антииортера. Таким образом, в настоящей работе внимание было уделено идентификации гена вакуолярного Ка+/Н+-антипортера в ячмене и изучению его экспрессии в контрастных по солеустойчивости сортах ячменя при повышенных концентрациях №С1 в среде, изучению вклада продукта гена в общий Ыа+/Н+-обмен на тонопласте, исследованию локализации данного белка и, в конечном итоге, обоснованию возможности использования нового гена для повышения солеустойчивости растений.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Биотехнология (в том числе бионанотехнологии)», Васекина, Анастасия Владимировна

ВЫВОДЫ

1. Идентифицирован ген HvNHX2, экспрессирующийся в корнях, стеблях и листьях ячменя, кодирующий изоформу вакуолярного Ма+/Н+-антипортера, которая вносит существенный вклад в общий Ыа+/Н+-обмен на тонопласте клеток ячменя.

2. Аминокислотная последовательность HvNHX2 имеет типичное для вакуолярных На+/Н+-антипортеров распределение гидрофобных и гидрофильных участков с мотивом «лейциновая молния» в одном из гидрофобных доменов, что указывает на вероятное функционирование HvNHX2 в вакуолярной мембране в виде гомодимера.

3. Экспрессия HvNHX2 органо- и сортоспецифична и регулируется на посттранскрипционном уровне.

4. Обнаружена взаимосвязь между изменением экспрессии HvNHX2 при солевом стрессе и сортовой устойчивостью ячменя и установлено, что увеличение количества HvNHX2 в ответ на солевой стресс, по-видимому, является одной из адаптационных характеристик растений ячменя.

5. Показана перспективность использования гена HvNHX2 для повышения солеустойчивости растений в эксперименте по его гетерологичной экспрессии в Arabidopsis thaliana.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Проведенные исследования подтверждают предположение о дифференциальной органо- и сортоспецифичной регуляции экспрессии вакуолярного ^+/Н+-антипортера в контрастных по солеустойчивости сортах ячменя. Более высокая активность ионного обмена на мембранах тонопласта, характеризующая устойчивые сорта, в большой степени зависит от уровня экспрессии антипортеров, в частности, изоформы НуЫНХ2. Вклад этой изоформы в общий Ыа+/Н+-обмен является весьма значительным, т.к. при ее инактивации антителами наблюдалось почти полное ингибирование обмена на мембранах тонопласта.

Регуляция экспрессии данной изоформы, по-видимому, происходит на посттранскрипционном уровне. Солеустойчивые сорта характеризует резкое повышение количества НуЫНХ2 в корнях при солевом стрессе. Это наблюдение подтверждает сделанный ранее вывод о том, что солеустойчивые сорта, демонстрирующие повышенное количество транскриптов и/или молекул №+/Н+ - антипортеров в корнях при солевом стрессе, по-видимому, накапливают больше На+ в вакуолях клеток корней, ограничивая поступление этих ионов в фотосинтезирующие ткани.

Итак, в результате наших экспериментов нашла свое подтверждение гипотеза о наличии взаимосвязи между сортовой солеустойчивостью ячменя и изменением экспрессии изоформы НуЫНХ2 вакуолярного Иа+/Н+ - антипортера под действием солевого стресса.

Кроме этого, полученные нами результаты указывают также на то, что, во-первых, нужно очень осторожно связывать солеустойчивость сорта с возрастанием в растениях этого сорта уровня экспрессии генов в ответ на стрессовое воздействие, и, во-вторых, результаты по измерению уровня экспрессии генов, полученные на растениях одного сорта, нельзя автоматически переносить на растения других сортов.

Дальнейшее накопление данных по изучению и сравнительному анализу экспрессии генов ИНХ-антипортеров в контрастных по солеустойчивости сортах может служить основой для изучения ключевых механизмов регуляции экспрессии этих генов при солевом стрессе. Кроме того, такая база данных может быть использована для выявления главных тенденций и характеристик солеустойчивых сортов с целью последующего создания молекулярных маркеров солеустойчивости.

Далее, в нашей работе было показано, что растения Arabidopsis thaliana, экспрессирующие ген HvNHX2, демонстрируют повышенную солеустойчивость на стадии раннего развития проростков. Помимо этого, копия кДНК идентифицированного нами гена HvNHX2 была передана в Институт молекулярной биологии и биохимии им М.А. Айтхожина (Алматы, Республика Казахстан) и в Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева (Москва, Россия) для проведения работы по трансформации растений табака и картофеля соответственно. Низкородова с соавт. (2009) экспрессировали кДНК гена HvNHX2 в растениях табака (Nicotiana tabacum L.) и показали, что трансгенные растения демонстрируют повышенную устойчивость к натриевому засолению при культивировании in vivo. Аналогично, Баят с соавт. (2010) экспрессировали HvNHX2 в нескольких сортах картофеля (Solanum tuberosum L.). В результате они наблюдали значительное повышение солеустойчивости одного из сортов, при этом трансгенные растения отличались повышенным содержанием калия в корнях. Всё вышесказанное позволяет сделать вывод о способности гена HvNHX2 повышать солеустойчивость некоторых видов растений, в т.ч. культурных.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Васекина, Анастасия Владимировна, 2011 год

1. Ершов П.В., Решетова О.С., Трофимова М.С., Бабаков A.B. (2005) Активность ионных транспортеров и солеустойчивость ячменя. Физиология растений. 52; 6: 867875.

2. Ершов П.В., Васекина A.B., Вобликова В.Д., Таранов В.В., Рослякова Т.В., Бабаков A.B. (2007) Идентификация гомолога К+/Н+-антипортера в ячмене: экспрессия в сортах, отличающихся по устойчивости к NaCl. Физиология растений. 54; 1: 22-30.

3. Леонова Т.Г., Гончарова Е.А., Ходоренко A.B., Бабаков A.B. (2005) Характеристика солеустойчивых и солечувствительных сортов ячменя. Физиология растений. 52; 2: 774-778.

4. Маргулис Б.А., Гужова И.В. (2000) Белки стресса в эукариотической клетке. Цитология. 42; 4: 323-341.

5. Рослякова Т., Лазарева Е., Кононенко Н., Бабаков A.B. (2009) Новая изоформа HvNHX3 вакуолярного На+/Н+-антипортера в ячмене: экспрессия и иммунолокализация. Биохимия. 74; 5: 549-556.

6. Alexander R.T. & Grinstein S. (2006) Na+/H+ exchangers and the regulation of volume. Acta Physiol (Oxf). 187(1-2): 159-67.

7. Antosiewicz D.M. & Hennig J. (2004) Overexpression of LCT1 in tobacco enhances the protective action of calcium against cadmium toxicity. Environ. Pollut. 129: 237-245.

8. Apse M.P., Aharon G.S., Snedden W.A., Blumwald E. (1999) Salt tolerance conferred by overexpression of a vacuolar Na+/H+ antiport in Arabidopsis. Science. 285(5431): 12568.

9. Apse M.P. & Blumwald E. (2007) Na+ transport in plants. FEBS Letters. 581: 2247-2254.

10. Apse M.P., Sottosanto J.B., Blumwald E. (2003) Vacuolar cation /Hf1" exchange ion^ homeostasis and leaf development are altered in a T-DNA insertion mutant of AtNHXl, the arabidopsis vacuolar NaTH* antiporter. Plant J. 36; 2: 229-39.

11. Barkla B. J., Zingarelli L., Blumwald E., Smith J.A.C. (1995) Tonoplast NaW Antiport Activity and Its Energization by the Vacuolar H+-ATPase in the Halophytic Plant Mesembryanthemum crystallinum L. Plant Physiol. 109; 2: 549-556.

12. Bartels D., Hanke C., Schneider K., Michel D., Salamini F. (1992) A desiccation-related Elip-like gene from the resurrection plant Craterostigma plantagineum is regulated by light and ABA. EMBO J. 11: 2771-2778.

13. Batelli G, Verslues PE, Agius F, Qiu Q, Fujii H, Pan S, et al. (2007) SOS2 promotes salt tolerance in part by interacting with the vacuolar H+-ATPase and upregulating its transport activity. Mol. Cell. Biol. 27: 7781-90.

14. Bers DM, Barry WH, Despa S. (2003) Intracellular Na+ regulation in cardiac myocytes. Cardiovasc. Res. 57: 897-912.

15. Blumwald E., Aharon G.S., Apse M.P. (2000) Sodium transport in plant cells. Biochim. Biophys. Acta. 1465: 140-151.

16. Blumwald E. & Poole R.J. (1985) Na/H antiport in isolated tonoplast vesicles from storage tissue of Beta vulgaris. Plant Physiol. 78: 163-167.

17. Bradford M. (1976) A rapid and sensitive method for the quantitation of microgramm quantities of protein utilizing the principle of dye-binding. Anal. Biochem. 72: 248-254.

18. Braun Y., Hassidim N., Lerner H.R., Reinhold L. (1988) Evidence for a Na+/H+ antiporter in membrane vesicles isolated from roots of the halophyte Atriplex nummularia. Plant Physiol. 87: 104-108.

19. Brett CL, Donowitz M, Rao R. (2005) Evolutionary origins of eukaryotic sodium/proton exchangers. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 288: 223-39.

20. Brini F, Hanin M, Mezghani I, Berkowitz GA, Masmoudi K. (2007) Overexpression of wheat Na+/H+ antiporter TNHX1 and H+-pyrophosphatase TVP1 improve salt- and drought-stress tolerance in Arabidopsis thaliana plants. J. Exp. Bot. 58: 301-8.

21. Bustin S.A. (2000) Absolute quantification of mRNA using real-time reverse transcription polymerase chain reaction assays. Journal of Molecular Endocrinology. 25: 169-193.

22. Byrt CS, Platten JD, Spielmeyer W, James RA, Lagudah ES, et al. (2007) HKT1 ;5-like cation transporters linked to Na+ exclusion loci in wheat, Nax2 and Knal. Plant Physiol. 143: 1918-28.

23. Carden D.E., Walker D.J., Flowers T.J., Miller A.J. (2003) Single cell measurements of the contributions of cytosolic Na+ and K+ to salt tolerance. Plant Physiol. 131: 676-683.

24. Chauhan S, Forsthoefel N, Ran Y, Quigley F, Nelson DE, Bohnert HJ. (2000) Na+/myo-inositol symporters and Na+/H+-antiport in Mesembryanthemum crystallinum. Plant J. 24: 511-22.

25. Chen H, An R, Tang J-H, Cui X-H, Hao F-S, et al. (2007) Over-expression of a vacuolar Na+/H+ antiporter gene improves salt tolerance in an upland rice. Mol. Breed. 19: 215-25.

26. Chen Z., Pottosin I., Cuin T., Fuglsang A., Tester M., Jha D., Zepeda-Jazo I., Zhou M., Palmgren M., Newman I. Shabala S. (2007) Root Plasma Membrane Transporters Controlling K+/Na+ Homeostasis in Salt-Stressed Barley. Plant Physiol. 145: 1714-1725.

27. Cleaver O., Patterson K.D., Krieg P.A. (1996) Overexpression of the tinman-related genes XNkx-2.5 and XNkx-2.3 in Xenopus embryos results in myocardial hyperplasia. Development. 122: 3549-3556.

28. Colman A. (1984) Translation of eucaryotic messenger RNA in Xenopus oocytes. B. Hames and S.J. Higgins (Eds.), Transcription and Translation a Practical Approach. IRL Oxford. 271-302.

29. Colmer TD, Munns R, Flowers TJ. (2005) Improving salt tolerance of wheat and barley: future prospects. Aust. J. Exp. Agric. 45: 1425-43.

30. Counillon L., Noel J., Reithmeier R.A., Pouyssegur J. (1997) Random mutagenesis reveals a novel site involved in inhibitor interaction within the fourth transmembrane segment oftheNa+/H+ exchanger-1. Biochemistry. 36: 2951-59.

31. Counillon L. & Pouyssegur J. (1993) Nucleotide sequence of the Chinese hamster Na+/H+exchanger NHE1. Biochim. Biophys. Acta. 1172; 3: 343-5.

32. Counillon L. & Pouyssegur J. (2000) The expanding family of eucaryotic Na+/H+ exchangers. J. Biol. Chem. 275; 1: 1-4.

33. Counillon L., Scholz W., Lang H.J., Pouyssegur L. (1993) Pharmacological characterization of stably transfected Na+/H+ antiporter isoforms using amiloride analogs and a new inhibitor exhibiting antiischemic properties. Mol. Pharmacol. 44: 1041-45.

34. Cuin TA, Miller A J, Laurie SA, Leigh RA. (2003) Potassium activities in cell compartments of salt-grown barley leaves. J. Exp. Bot. 54(383): 657-61.

35. Darley C.P., Van Wuytswinkel O.C.M., Van der Woude K., Mager W.H., De Boer

36. A.H. (2000) Arabidopsis thaliana and Saccharomyces cerevisiae NHX1 genes encode amiloride sensitive electroneutral Na+/H+ exchangers. Biochem. J. 351: 241-249.

37. Dang C.V., McGuire M., Buckmire M., Lee W.M. (1989) Involvement of the 'leucine zipper1 region in the oligomerization and transforming activity of human c-myc protein. Nature. 6208; 337: 664-6.

38. Davenport R.J., Munoz-Mayor A., Jha D., Essah P.A., Rus A., Tester M. (2007) The Na+ transporter AtHKTl;l controls retrieval of Na+ from the xylem in Arabidopsis. Plant Cell Env. 30: 497-507.

39. Demidchik B., Essah P.A., Tester M. (2004) Glutamate activates cation currents in the plasma membrane of Arabidopsis root cells. Planta. 219: 167—175.

40. Ding J, Rainey JK, Xu C, Sykes BD, Fliegel L. (2006) Structural and functional characterization of transmembrane segment VII of the Na+/H+ exchanger isoform 1. J. Biol. Chem. 281(40): 29817-29.

41. DuPont FM & Morrissey PJ. (1992) Subunit composition and Ca(2+)-ATPase activity of the vacuolar ATPase from barley roots. Arch. Biochem. Biophys. 294; 2: 341-6.

42. Epstein E. (1966) Dual pattern of ion absorption by plant cells and by plants. Nature. 212: 1324-1327.

43. Flowers T.J. & Hajibagheri M.A. (2001) Salinity tolerance in Hordeum vulgare: Ion concentration in root cells of cultivars differing in salt tolerance. Plant Soil. 231: 1-9.

44. Flowers T.J., Hajibagheri M.A., Clipson N.J.W. (1986) Halophytes. The Quarterly Review of Biology. 61: 313-337.

45. Flowers T.J., Troke P.F., Yeo A.R. (1977) The mechanisms of salt tolerance in halophytes. Annu. Rev. Plant Physi ol. 28: 89-121.

46. Foat B.C., Houshmandi S.S., Olivas W.M., Bussemaker H.J. (2005) Profiling condition-specific, genome-wide regulation of mRNA stability in yeast. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 102(49): 17675-80.

47. Fricke W, Leigh RA, Tomos AD. (1996) The intercellular distribution of vacuolar solutesin the epidermis and mesophyll of barley leaves changes in response to NaCl. J. Exp. Bot. 47: 1413-26.

48. Fukuda A., Nakamura A., Tagiri A., Tanaka H., Miyao A., Hirochika H., Tanaka Y.20046) Function, intracellular localization and the importance in salt tolerance of a vacuolar Na+/H+ antiporter from rice. Plant Cell Physiol. 45(2): 146-59.

49. Fukuda A., Nakamura A., Tanaka Y. (1999) Molecular cloning and expression of the Na/H exchanger gene in Oriza sativa. Biochim. Biophys. Acta. 1446: 149-155.

50. Fukuda A., Yasaki Y., Ishikawa T., Koike S., Tanaka Y. (1998) Na+/H+ antiporter in tonoplast vesicles from rice roots. Plant Cell Physiol. 39: 196-201.

51. Garbarino J. & DuPont F. (1988) NaCI induces a Na+/H+ antiport in Tonoplast vesicles from barley roots. Plant Physiol. 86: 0231-0236.

52. Garbarino J. & DuPont F. (1989) Rapid induction of Na/H exchange activity in barley root tonoplast. Plant Physiol. 89: 1-4.

53. Garciadeblás B, Senn ME, Bañuelos MA, Rodríguez-Navarro A. (2003) Sodium transport and HKT transporters: the rice model. Plant J. 34: 788-801.

54. Gaxiola R., Li J., Undurraga S., Dang L.M., Allen G.J., Alper S.L., Fink G.R. (2001) Drought- and salt-tolerant plants result from overexpression of the AVR1 H+ pump. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 98: 11444-11449.

55. Gaxiola R., Rao R., Sherman A., Grisafi P., Alper S. L., Fink G.R. (1999) The Arabidopsis thaliana proton transporters, AtNhxl and Avpl, can function in cation detoxification in yeast. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 96; 4: 1480-1485.

56. Gerchman Y., Rimon A., Venturi M. and Padan E. (2001) Oligomerization of NhaA, the Na+/H+ Antiporter of Escherichia coli in the Membrane and Its Functional and Structural Consequences. Biochemistry. 40: 3403-3412.

57. Gobert A., Park G., Amtmann A., Sanders D., Maathuis F.J.M. (2006) Arabidopsis thaliana cyclic nucleotide gated channel 3 forms a non-selective ion transporter involved in germination and cation transport. J. Exp. Bot. 57: 791-800.

58. Greenway H. & Osmond C.B. (1972) Salt responses of enzymes from species differing in salt tolerance. Plant Physiol. 49: 256-59.

59. Hager A, Frenzel R, Laible D. (1980) ATP-dependent proton transport into vesicles of microsomal membranes of Zea mays coleoptiles. Z. Naturforsch. 35: 783-93.

60. Churchill KA, Holaway B, Sze H. (1983) Separation of two types of electrogenic H+-pumping ATPases from oat roots. Plant Physiol. 73: 921-8.

61. Halfter U, Ishitani M, Zhu JK.,(2000) The Arabidopsis SOS2 protein kinase physically interacts with and is activated by the calcium-binding protein SOS3. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 97: 3735-40.

62. Hall D., Evans A.R., Newbury J.J., Pritchard J. (2006) Functional analysis of CHX21: a putative sodium transporter in Arabidopsis. J. Exp. Bot. 57: 1201—1210.

63. Hamada A., Hibino T., Nakamura T., Takabe T. (2001a) Na+/H+ Antiporter from Synechocystis Species PCC 6803, Homologous to SOS1, Contains an Aspartic Residue and Long C-Terminal Tail Important for the Carrier Activity. Plant Physiol. 125(1): 437-446.

64. Hamada A., Shono M., Xia T., Ohta M., Hayashi Y., Tanaka A., Hayakawa T. (20016) Isolation and characterization of a Na+/H+ antiporter gene from the halophyte Atriplex gmelini. Plant Mol. Biol. 46: 32-42.

65. Hanana M, Cagnac O, Yamaguchi T, Hamdi S, Ghorbel A, Blumwald E. A. (2007) Grape berry (Vitis vinifera L.) Cation/proton antiporter is associated with berry ripening. Plant Cell Physiol. 48: 804-11.

66. Hasegawa P.M., Bressan R.A., Zhu J-K., Bohnert H.J. (2000) Plant cellular and molecular responses to high salinity. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 51: 463499.

67. High S., Flint N., Dobberstein B. (1991) Requirements for the membrane insertion of signal-anchor type proteins. The Journal of Cell Biology. 113: 25-34.

68. Higinbotham N. (1973) Electropotentials of plant cells. Annu. Rev. Plant Physiol. B24: 25-46.

69. Hilger D„ Polyhach Y., Padan E., Jung H., Jeschke G. (2007). High resolution structure of a Na+/H+ antiporter dimer obtained by pulsed EPR distance measurements. Biophys. J. 93: 3675-3683.

70. Horie T, Costa A, Kim TH, Han MJ, Horie R, Leung HY, et al. (2007) Rice OsHKT2;l transporter mediates large Na+ influx component into K+-starved roots for growth. EMBO J. 26: 3003-14.

71. Horie T. & Schroeder J.I. (2004) Sodium transporters in plants. Diverse genes and physiological functions. Plant Physiol. 136; 1: 2457-62.

72. Hua X.J., Cotte V., Montagu V.B., Verbruggen N. (2001) The 5' untranslated region of the At-P5R gene is involved in both transcriptional and post-transcriptional regulation. Plant J. 26: 157-169.

73. Hunte C., Screpanti E., Venturi M., Rimon A., Padan E., Nichel H. (2005) Structure of a Na+/H+ antiporter and insights into mechanism of action and regulation by pH. Nature. 435; 30: 1197-1202.

74. Ishitani M, Liu JP, Halfter U, Kim CS, Shi WM, Zhu J-K. (2000) SOS3 function in plant salt tolerance requires N-myristoylation and calcium binding. Plant Cell. 12: 166777.

75. James R.A., Davenport R.J., Munns R. (2006a) Physiological characterization of two genes for Na+ exclusion in Durum wheat, Naxl and Nax2. Plant Physiol. 142: 1537-1547.

76. Kader M.A., Seidel T., Golldack D., Lindberg S. (2006) Expressions of OsHKTl, OsHKT2 and OsVHA are differently regulated under NaCl stress in salt-sensitive and salttolerant rice (Oryza sativa L.) cultivars. J. Exp. Bot. 57: 4257-4268.

77. Kang T.J. & Yang M.S. (2004) Rapid and reliable extraction of genomic DNA from various wild-type and transgenic plants. BMC Biotechnology. 4: 20-32.

78. Kiegle E, Moore C, Haseloff J, Tester M, Knight M. (2000) Cell-type specific calcium responses to drought, NaCl, and cold in Arabidopsis root: a role for endodermis and pericycle in stress signal transduction. Plant J. 23: 267-78.

79. Knetch M.L.W., Wang M., Snaar-Jagalska B.E., Heimovaara-Dijkstra S. (1996) Abcisic acid unduces mitogen-activated protein kinase activation in barley aleurone protoplasts. Plant Cell. 8: 1061-1067.

80. Knight H. (2000) Calcium signaling during abiotic stress in plants. Int. Rev. Cytol. 192: 269-324.

81. Koorneef M., Leon-Kloosterziel K.M., Schwartz S.H., Zeevaart J.A.D. (1998) The genetic and molecular dissection of abscisic acid biosynthesis and signal transduction in Arabidopsis. Plant Physiol. Biochem. 36: 83-89.

82. Laemmli U.K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature. 227: 680-685.

83. Landau M, Herz K, Padan E, Ben-Tal N. (2007) Model structure of the Na+/H+ exchanger 1 (NHE1). Functional and clinical implications. J. Biol. Chem. 282: 37854-63.

84. Lauchli A. (1984) Salt exclusion: an adaptation of legumes for crops and pastures under saline conditions. Salinity Tolerance in Plants: Strategies for Crop Improvement, ed. RC Staples. New York: Wiley. 171-87.

85. Laurie S., Feeney K.A., Maathuis F.J.M., Heard P.J., Brown S.J., Leigh R.A. (2002) A role for HKT1 in sodium uptake by wheat roots. Plant J. 32: 139-149.

86. Lehoux S, Abe Ji, Florian JA, Berk BC. (2001) 14-3-3 Binding to Na+/H+ exchanger isoform-1 is associated with serum-dependent activation of Na+/H+ exchange. Biol. Chem. 276; 19: 15794-800.

87. Leng Q., Mercier R.W., Hua B.G., Fromm H., Berkowitz G.A. (2002) Electrophysiological analysis of cloned cyclic nucleotide-gated ion channels. Plant Physiol. 128: 400-419.

88. Li X., Borsics T., Harrington H.M., Christopher D.A. (2005) Arabidopsis ArCNGCIO rescues potassium channel mutants of E. coli, yeast and Arabidopsis and is regulated by calcium/calmodulin and cyclic GMP in E. coli. Funct. Plant Biol. 32: 643-653.

89. Li WY, Wong FL, Tsai SN, Phang TH, Shao G, Lam HM. (2006) Tonoplast-located GmCLCl and GmNHXl from soybean enhance NaCl tolerance in transgenic bright yellow (BY)-2 cells. Plant Cell Environm. 29: 1122-37.

90. Lohaus G., Hussmann M., Pennewiss K., Schneider H., Zhu J-J., Sattelmacher B.2000) Solute balance of a maize source leaf as affected by salt treatment with special emphasis on phloem retrotranslocation and ion leaching. J. Exp. Bot. 51: 1721-1732.

91. Maeshima M. & Yoshida S. (1989) Purification and properties of vacuolar membrane proton-translocating inorganic pyrophosphatase from mung bean. J. Biol. Chem. 264; 33: 20068-73.

92. Malo M.E. & Fliegel L. (2006) Physiological role and regulation of the Na+/H+ exchanger. Can. J. Physiol. Pharmacol. 84; 11: 1081-95.

93. Mariaux J.-B, E. Fisher-Schliebs, U. Luttge, R. Ratajczak. (1997) Dynamics of activity and structure of the tonoplast V-type H+-ATPase in plants with different expression of CAM and in a C3 plant under salt stress. Protoplasma. 196: 181-189.

94. Martinez-Atienza J., Jiang X., Garciablades B., Mendoza I., Zhu J.K., Pardo J.M., Quintero F.J. (2007) Conservation of the salt overly sensitive pathway in rice. Plant Physiol. 143: 1001-1012.

95. Matoh T., Ishikawa T., Tanahashi E. (1989) Collapse of ATP -induced pH gradient by sodium ions in microsomal membrane vesicles prepared from Atriplex gmelini leaves. Plant Physiol. 86: 180-183.

96. Maurel C. (1997) Aquaporins and water permeability of plant membranes. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 48: 399-429.

97. Millar D.G. & Shore G.C. (1994) Mitochondrial Mas70p signal anchor sequence. Mutations in the transmembrane domain that disrupt dimerization but not targeting or membrane insertion. J. Biol. Chem. 269; 16: 12229-12232.

98. Miller A.J. & Zhou J.J. (2000) Xenopus oocytes as an expression system for planttransporters. Biochim. et Biophys. Acta. 1465: 343-358.

99. Mukerjee S, Kallay L, Brett CL, Rao R. (2006) Mutational analysis of the intramembranous H10 loop of yeast Nhxl reveals a critical role in ion homeostasis and vesicle trafficking. Biochem J. 398: 97-105.

100. Munns R. & Tester M. (2008) Mechanisms of Salinity Tolerance. Annu. Rev. Plant Biol. 59:651-81.

101. Nakamura N., Tanaka S., Teko Y., Mitsui K., Kanazawa H. (2005) Four Na+/H+ exchanger isoforms are distributed to Golgi and post-Golgi compartments and are involved in organelle pH regulation. J. Biol. Chem. 28: 1561-72.

102. Nass R. & Rao R. (1998) Novel Localization of a Na+/H+ Exchanger in a Late Endosomal Compartment of Yeast. J. Biol. Chem. 273; 33: 21054-21060.

103. Niu X., Bressan R.A., Hasegawa P.M., Pardo J.M. (1995) Ion homeostasis in NaCl stress environments. Plant Physiol. 109: 735-742.

104. OrlowsKi J. & Grinstein S. (1997) Na+/H+ exchangers of mammalian cells. J.Biol.Chem. 272; 36: 22373-22376.

105. Padan E., Kozachkov L., Herz K., Rimon A. (2009) NhaA crystal structure: functional-structural insights. J. Exp. Biol. 212(11): 1593-603.

106. Palmgren M.G. (1991) Acridine orange as a probe for measuring pH gradients across membrane: mechanisms and limitations. Anal. Biochem. 192: 316-321

107. Pardo J., Cubero B., Leidi E. and Quintero F. (2006) Alkali cation exchangers: roles in cellular homeostasis and stress tolerance. J. exp. Bot. 57; 5: 1181-1199.

108. Porat R., Pavoncello D., Ben-Hayyim G., Lurie S. (2002) A heat treatment induced the expression of a Na+/H+ antiport gene (cNHXl) in citrus fruit. Plant Science. 162; 6: 957963.

109. Prior C., Potier S., Souciet J. L., Sychrova H. (1996) Characterization of the NHA1 gene encoding a Na+/H+-antiporter of the yeast Saccharomyces cerevisiae. FEBS Lett. 387: 8993.

110. Putney L.K., Denker S.P., Barber D.L. (2002) The changing face of the Na+/H+ exchanger, NHE1: structure, regulation and cellular actions. Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. 42: 527-552.

111. Qiu Q.S., Barkla B.J., Vera-Estrella R., Zhu J.-K., Schumaker K. (2003) NaW exchange activity in the plasma membrane of Arabidopsis Plant Physiol. 132: 1041-1052.

112. Qiu Q.S., Guo Y, Dietrich MA, Schumaker KS, Zhu J-K. (2002) Regulation of SOS 1, a plasma membrane Na+/H+ exchanger in Arabidopsis thaliana, by SOS2 and SOS3. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 99: 8436-41.

113. Qiu Q.S., Guo Y., Quintero F.J., Pardo J.M., Schumaker K.S., Zhu J.K. (2004) Regulation of vacuolar Na+/H+ exchange in Arabidopsis thaliana by the salt-overly-sensitive (SOS) pathway. J. Biol. Chem. 279; 1: 207-15.

114. Quintero FJ, Blatt MR, Pardo JM. (2000) Functional conservation between yeast and plant endosomal Na+/H+ antiporters. FEBS Lett. 471: 224-8.

115. Rarus G. E., Dietrich M.A., Schumaker K. S. (2002) Increased vacuolar Na+/H+ exchange activity in Salicornia bigelovii Torr. In response to NaCl. J. Exp. Bot. 53; 371: 1055-1056.

116. Rasmussen A A, Eriksen M., Gilany K., Udesen C., Franch T., Petersen C., ValentinHansen P. (2005) Regulation of ompA mRNA stability: the role of a small regulatory RNA in growth phase-dependent control. Mol. Microbiol. 58; 5: 1421-9.

117. Ratajczak R. (2000) Structure, function and regulation of the plant vacuolar H+-translocating ATPase. Biochim. Biophys. Acta. 1465: 17-36.

118. Raven JA. (1985) Regulation of pH and generation of osmolarity in vascular plants: A cost-benefit analysis in relation to efficiency of use of energy, nitrogen and water. New Phytol. 101: 25-77.

119. Reddy T, Ding J, Li X, Sykes BD, Rainey JK, Fliegel L. (2008) Structural and functional characterization of transmembrane segment IX of the NHE1 isoform of the Na+/H+ exchanger. J. Biol. Chem. 283; 32: 22018-30.

120. Ren ZH, Gao JP, Li LG, Cai XL, Huang W, et al. (2005) A rice quantitative trait locus for salt tolerance encodes a sodium transporter. Nat. Genet. 37: 1141-46.

121. Rodriguez-Navarro A. & Rubio F. (2006) High-affinity Potassium and Sodium Transport Systems in Plants. J. Exp. Bot. 57: 1149-1160.

122. Rodríguez-Rosales M.P., Galvez F.J., Huertas R., Aranda M.N., Baghour M., Cagnac O., Venema K. (2009) Plant NIIX cation/proton antiporters. Plant Signaling & Behavior. 4: 265-276.

123. Rodríguez-Rosales M.P., Jiang X.J., Galvez F.J., Aranda MN, Cubero B, Venema K.2008) Overexpression of the tomato K+/H+ antiporter LeNHX2 confers salt tolerance by improving potassium compartmentalization. New Phytol. 179: 366-77.

124. Rubio F., Gassmann W., Schroeder J J. (1995) Sodiumdriven potassium uptake by the plant potassium transporter HKT1 and mutations conferring salt tolerance. Science. 270: 1660-1663.

125. Saier MH, Eng BH, Fard S, Garg J, Haggerty DA, Hutchinson WJ, et al. (1999) Phylogenic characterization of novel transport protein families revealed by genome analyses. Biochim. Biophys. Acta. 1422: 1-56.

126. Sakano K. (1998) Revision of biochemical pH-Stat: Involvement of alternative pathway metabolisms. Plant Cell Physiol. 39: 467-73.

127. Sambrook J., Russel D.W. Molecular Cloning. A laboratory Manual. 2001. New-York: Cold Spring Harbor Laboratory Press. Vol.3. 1-672.

128. Saneoka H., Nagasaka C., Hahn D.T.,Yang W.-J., Premachandra G.S., Joly R.J., Rhodes D. (1995) Salt tolerance of glycinbetain deficient and containing maize lines. Plant Physiol. 107: 631-638.

129. Saqib M., Zorb C., Rengel Z., Schubert S. (2005) The Expression of the Endogenous Vacuolar Na+/H+ Antiporters in Roots and Shoots Correlates Positively with the Salt Resistance of Wheat (Triticum aestivum L.). Plant Sci. 169: 959-965.

130. Sato Y. & Sakaguchi M. (2005) Topogenic properties of transmembrane segments of Arabidopsis thaliana NHX1 reveal a common topology model of the Na+/H+ exchanger family. J. Biochem. 138: 425-31.

131. Schachtman D.P., Kumar R., Schroeder J.I., Marsch E.L. (1997) Molecular and functional characterisation of a novel low-affinity cation transporter (LCT1) in higher plants. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 94: 11079-11084.

132. Sehnke P.C., Rosenquist M., Alsterfjord M., DeLille J., Sommarin M., Larsson C., Ferl R.J. (2002) Evolution and isoform specificity of plant 14-3-3 proteins. Plant Mol. Biol. 50; 6: 1011-1018.

133. Shabala L., Cuin T.A., Newman I.A., Shabala S. (2005) Salinity-induced ion flux patterns from the excised roots of Arabidopsis sos mutants. Planta. 222: 1041-1050.

134. Sheen J. (1996) Ca2+-dependent protein kinases and stress signal transduction in plants. Science. 274(5294): 1900-2.

135. Shi H., Ishitani M., Kim C., Zhu J-K. (2000) The Arabidopsis thaliana salt tolerance gene SOS1 encodes a putative Na^YH* antiporter. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 97: 68966901.

136. Shi H., Lee B.H., Wu S.J., Zhu J.K. (2003) Overexpression of a plasma membrane Na+/H+ antiporter gene improves salt tolerance in Arabidopsis thaliana. Nat. Biotechnol. 21(1): 81-85.

137. Shi H., Quintero F. J., Pardo J. M., Zhu J.K. (2002) The putative plasma membrane Na+/H+-antiporter SOS1 controls long-distance Na+ transport in plants. Plant Cell. 14: 465477.

138. Shi H. & Zhu J.-K. (2002) Regulation of expression of the vacuolar Na/H antiporter gene AtNHXl by salt stress and abscisic acid. Plant Mol. Biol. 50: 543-550.

139. Shinozaki K. & Shinozaki-Yamaguchi K. (1997) Gene Expression and Signal Transduction in Water-Stress Response. Plant Physiol. 115: 327—334.

140. Shinozaki K. & Yamaguchi -Shinozaki K. (2000) Molecular responses to dehydration and low temperature differences and cross-talk between two stress signal pathways. Current opinion in Plant Biology. 3: 217-223.

141. Sickler CM, Edwards GE, Kiirats O, Gao Z, Loescher W. (2007) Response of mannitolproducing Arabidopsis thaliana to abiotic stress. Funct. Plant Biol. 34: 382-91.

142. Slepkov E.R., Rainey J.K., Li X., Liu Y., Cheng F.J., Lindhout D.A., Sykes B.D., Fliegel L. (2005) Structural and functional characterization of transmembrane segment IV of the NHE1 isoform of the Na+/H+exchanger. J. Biol. Chem. 6; 280; 18: 17863-72.

143. Staal M., Maathuis F.J.M., Elzenga T.M., Overbeek H.M., Prins H.B.A. (1991) Na+/H+ antiporter activity in tonoplast vesicles from roots of the salt tolerant Plantago maritima and salt-sensitive Plantago media. Physiologia Plantarum. 82: 179-184.

144. Steudle E. (2000) Water uptake by roots: effects of water deficit. J. Exp. Bot. 51: 1531— 1542.

145. Storey R. & Walker R.R. (1999) Citrus and salinity. Sci. Hortic. 78: 39-81.

146. Sunkar R. & Zhu J-K. (2007) Micro RNAs and short-interfering RNAs in plants. J. Integr. Plant Biol. 49: 817-26.

147. Sze H. (1983) Proton-pumping adenosine triphosphatase in membrane vesicles of tobacco callus. Sensitivity to vanadate and K+. Biochim. Biophys. Acta. 732: 586-94.

148. Sze H., Li X., Palmgren M.G. (1999) Energization of Plant Cell Membranes by H+-Pumping ATPases: Regulation and Biosynthesis. Plant Cell. 11:677-690.

149. Talke I.N., Blaudez D., Maathuis F.J.M., Sanders D. (2003) CNGCs: prime targets of plant cyclic nucleotide signaling? Trends Plant Sci. 8: 286-293.

150. Tester M. & Davenport R. (2003) Na+ tolerance and Na+ transport in higher plants. Ann. Bot. 91: 503-527.

151. Towle D.W., Baksinski A., Richard N.E., Kordylewski M. (1991) Characterization of an endogenous Na+/H+ antiporter in Xenopus laevis oocytes. J. exp. Biol. 159: 359-369.

152. Tracy FE, Gilliham M, Dodd AN, Webb AAR, Tester M. (2008) Cytosolic free Ca2+ in Arabidopsis thaliana are heterogeneous and modified by external ionic composition. Plant Cell Environm. 8: 1063-73.

153. Utsugi J., Inaba K., Kuroda T., Tsuda M., Tsuchiya T. (1998) Cloning and sequencing of a novel Na+/H+ antiporter gene from Pseudomonas aeruginosa. Biochim. Biophys. Acta. 1398(3): 330-4.

154. Venema K., Belver A., Marin-Manzano M.C., Rodríguez-Rosales M.P., Donairo J. P.2003) A novel Intracellular K+/H+ antiporter related to Na+/H+ antiporters is important for K+ ion himeostasis in plants J. Biol. Chem. 278; 25: 22453-22459.

155. Venema K., Donairo F. J., Pardo J.M. (2002) The Arabidopsis Na+/H+ exchanger AtNHXl catalized low affinity Na+ and K+ transport in reconstituted liposomes. J. Biol. Chem. 273; 4: 2413-2418.

156. Vera-Estrella R, Barkla B. J., Garcia-Ramirez L., Pantoja O. (2005) Salt Stress in Thellungiella halophila Activates Na+ Transport Mechanisms Required for Salinity Tolerance. Plant Physiol. 139: 1507-1517.

157. Volkov V. & Amtmann A. (2006) Thellungiella halophila, a salt-tolerant relative of Arabidopsis thaliana, has specific root ion channel features supporting K+/Na+ homeostasis under salinity stress. Plant J. 48: 342-353.

158. Wakabayashi S., Pang T., Su X., Shigekawa M. (2000) A novel topological model of the human Na+/H+ exchanger isoform 1. J. Biol. Chem. 275: 7942-9.

159. Wakabayashi S., Shigekawa M., Pouyssegur J. (1997) Molecular physiology of vertebrate Na+/H+ exchangers. Physiol. Rev. 77: 51-74.

160. Wang B., Davenport R.J., Volkov V., Amtmann A. (2006) Low unidirectional sodium influx into root cells restricts net sodium accumulation in Thellungiella halophila, a salttolerant relative of Arabidopsis thaliana. J. Exp. Bot. 57: 1161-1170.

161. Wells K.M. & Rao R. (2001) The yeast Na+/H+ exchanger Nhxl is an N-linked glycoprotein. Topological implications. J. Biol. Chem. 276: 3401-7.

162. Widell S., Lundborg T., Larsson C. (1982) Plasma membranes from oats prepared by partition in an aqueous polymer two phase system. Plant Physiol. 70: 1429.

163. Wiebe C.A., Rieder C., Young P.G., Dibrov P., Fliegel L. (2003) Functional analysis of amino acids of the Na+/H+exchanger that are important for proton translocation. Mol. Cell Biochem. 254(1-2): 117-24.

164. Winter D, Vinegar B, Nahal H, Ammar R, Wilson GV, Provart NJ. (2007) An "electronic fluorescent pictograph" browser for exploring and analyzing large-scale biological data sets. PloS ONE. 8: 718.

165. Wise A.A, Liu Z, Binns A.N. (2006) Three Methods for the Introduction of Foreign DNA into Agrobacterium. Methods Mol Biol. 343: 43-53.

166. Wu C.A., Yang G.D., Meng Q.W., Zheng C.C. (2004) The cotton GhNHXl gene encoding a novel putative tonoplast Na^/H^ antiporter plays an important role in salt stress. Plant Cell Physiol. 45; 5: 600-7.

167. Xia T., Apse M.P., Aharon G.S., Blumwald E. (2002) Identification and characterization of a NaCl-inducible vacuolar Na+/H+ antiporter in Beta vulgaris. Physiol. Plant. 116; 2: 206-212.

168. Xiong L., Ishitani M., Zhu J.K. (2002a) Regulation of osmotic stress-responsive gene expression by the LOS6/ABA1 locus in Arabidopsis. J. Biol. Chem. 277: 8588-8569.

169. Xiong L., Schumaker K.S., Zhu J.-K. (20026) Cell signaling during cold, drouth, and salt stress. Plant Cell. 14 Suppl: 165-83.

170. Yamaguchi T., Aharon GS, Sottosanto JB, Blumwald E. (2005) Vacuolar Na+/H+ antiporter cation selectivity is regulated by calmodulin from within the vacuole in a Ca2+-and pH-dependent manner. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 102: 16107-12.

171. Yamaguchi T., Apse M.P., Shi H., Blumwald E. (2003) Topological analysis of a plant vacuolar Na+/H+ antiporter reveals a luminal C terminus that regulates antiporter cation selectivity. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 100: 12510-5.

172. Yamaguchi-Shinozaki K. & Shinozaki K. (2006) Transcriptional regulatory networks in cellular responses and tolerance to dehydration and cold stresses. Annu. Rev. Plant Biol. 57: 781-803.

173. Yang Q, Chen ZZ, Zhou XF, Yin HB, Li X, Xin XF, et al. (2009) Overexpression of SOS (Salt Overly sensitive) genes increases salt tolerance in transgenic Arabidopsis. Mol. Plant; 2; 1:22-31.

174. Yokoi S., Quintero F.J., Cubero B., Ruiz M.T., Bressan R.A., Hasegawa P.M., Pardo

175. J.M, (2002) Differential expression and function of Arabidopsis thaliana NHX Na+/H+ antiporters in the salt stress response. Plant J. 30: 529-39.

176. Zahran H.H., Marín-Manzano MC, Sánchez-Raya A J, Bedmar EJ, Venema K, Rodríguez-Rosales MP. (2007) Effect of salt stress on the expression of NHX-type ion transporters in Medicago intretexta and Melilotus indicus plants. Physiol. Plant. 131: 12230.

177. Zhang H.-X. & Blumwald E. (2001) Transgenic salt-tolerant tomato plants accumulate salt in foliage but not in fruit. Nature biotech 19: 765-768.

178. Zhang H-X, Hodson JN, Williams JP, Blumwald E. (2001) Engineering salt-tolerant Brassica plants: characterization of yield and seed oil quality in transgenic plants with increased vacuolar sodium accumulation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 98: 12832-6.

179. Zhang X., Henriques R., Lin S., Niu Q., Chua N. (2006) Agrobacterium-mediated transformation of Arabidopsis thaliana using the floral dip method. Nature Protocols. 1; 2: 1-6.

180. Zhu J-K. (2001) Plant salt tolerance. Trends Plant Sci. 6: 66-71.

181. Zhu J-K. (2002) Salt and drought signal transduction in plants. Annu. Rev. Plant Biol. 53: 247-73.

182. Zhu J-K, Liu J, Xiong L. (1998) Genetic analysis of salt tolerance in arabidopsis. Evidence for a critical role of potassium nutrition. Plant Cell. 10: 1181-1191.

183. Zorb C., Noll A., Karl S., Leib K, Yan F., Schubert S. (2005) Molecular characterization of Na+/H+ antiporters (ZmNHX) of maize (Zea mays L.) and their expression under salt stress. J. Plant Physiol. 162: 55-66.