Функциональная идентификация и транспортные свойства Cl-/H+-антипортера мембран аппарата Гольджи клеток корня галофита Suaeda altissima(L.)Pall. тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.05, кандидат наук Шувалов, Алексей Витальевич

• Шувалов, Алексей Витальевич
• кандидат наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат наук Шувалов, Алексей Витальевич

Оглавление

Введение

1. Обзор литературы

1.1. Растения в условиях почвенного засоления

1.2. Значение СГ для растений в норме и повреждающее действие СГ в условиях засоления

1.3. Движущие силы транспорта анионов через мембраны клеток растений

1.4. Семейство белков CLC (ChLoride Channel) и их распространенность в живых организмах

1.5. Семейство CLC в Arabidopsis thaliana: гены, функции и физиологическая роль

1.5.1. AtCLCa - нитратный транспортер, вовлеченный в накоплении нитрата в вакуолях

1.5.2. AtCLCb - нитратный транспортер, экспрессирующийся в вакуолях на ранних стадиях развития

1.5.3. AtCLCc - хлоридный транспортер, вовлеченный в регуляцию работы устьичного аппарата и солеустойчивость

1.5.4. AtCLCd - хлоридный транспортер, колокализованный с АТФазой V-типа в мембранах аппарата Гольджи

1.5.5. AtCLCe -анионный канал или транспортер, локализованный в тилакоидах хлоропластов

1.5.6. AtCLCf- канал или транспортер с неизвестной функцией, локализованный в мембранах аппарата Гольджи

1.5.7. AtCLCg - хлоридный транспортер, локализованный в тонопласте

1.6. Семейство CLC у других растений

1.7. Структурная организация CLC транспортеров

1.8. Предполагаемый молекулярный механизм СГ/Н+-обмена

1.9. Физиология солеустойчивости галофита Suaeda altissima

2. Объекты и методы исследования

2.1. Объект исследования

2.2. Культивирование 5. аШяята

2.3. Выделение частично очищенной микросомальной фракций из клеток корня & а1Шзта

2.4. Разделение фракции ЧОМ в непрерывном градиенте плотности йодиксанола и получение фракции обогащенной мембранами аппарата Гольджи

2.5. Регистрация С17Н+-обмена через везикулярную мембрану

2.6. Обнаружение генерации трансмембранного электрического потенциала

2.7. Оценка внутривезикулярных концентраций К+ и

2.8. Аналитические методы

2.9. Статистика

3. Результаты и обсуждение

3.1. Регистрация С17Нт-обмена во фракции частично очищенных мембран (ЧОМ), выделенной из клеток корня 5

3.1.1. Доказательства компетентности фракции ЧОМ для обнаружения трансмембранного С17Н+-обмена

3.1.2. Регистрация СГ /Н+-обмена во фракции ЧОМ с помощью ДрН-индикатора АО и А^-индикатора сафранина 0

3.1.3. Регистрация СГ/Н+-обмена во фракции ЧОМ с помощью рН-индикатора пиранина

3.2. Разделение мембран центрифугированием в градиенте плотности йодиксанола

3.3. Регистрация электрогенного СП/НГ-обмена во фракции МАГ

3.4. Свойства СПТГ-антипортера

3.4.1. Электрогенные свойства СГ/КГ-антипортера

3.4.2. С 17Н+-антипортер характеризуется односторонней проводимостью

3.4.3. рН-зависимость СГ/ЬГ-антипортера

3.4.4. Влияние ингибиторов анионного транспорта на С17Н+-обмен

3.4.5. Анионная специфичность СГ/Н+-антипортера

Заключение

Список литературы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Функциональная идентификация и транспортные свойства Cl-/H+-антипортера мембран аппарата Гольджи клеток корня галофита Suaeda altissima(L.)Pall.»

Одной из ключевых проблем современной биологии растений является поиск и исследование механизмов, лежащих в основе устойчивости растений к высоким концентрациям солей в почве. Среди этих механизмов важнейшую роль играет способность клеток поддерживать ионный гомеостаз. Эта способность реализуется за счет функционирования мембранного комплекса растительной клетки. Ионный гомеостаз поддерживается функцией локализованных в мембранах транспортеров и каналов. Исследование этих белков раскрывает пути адаптации растений к почвенному засолению. При высоких концентрациях NaCl в среде растения должны поддерживать низкие концентрации NaT и СГ в цитоплазме, чтобы избегать токсических эффектов. Поддерживая низкие концентрации ионов Na+ и СГ в цитоплазме, клетки транспортируют их в вакуоль и/или внеклеточное пространство с затратой метаболической энергии.

Несмотря на то, что трансмембранный электрический потенциал на плазматической мембране (ПМ) препятствует транспорту СГ в цитоплазму, в условиях засоления СГ может поступать в клетку по градиенту электрохимического потенциала (Teakle, Tyerman, 2010). Механизмы транспорта СГ в клетке, в отличие от механизмов транспорта Na+, слабо изучены. Известно, что в трансмембранный перенос анионов вовлечены мембранные белки семейства CLC (ChLoride Channel), которое включает анионные каналы и анион/протонные антипортеры. Гены семейства CLC и их продукты обнаружены у бактерий, животных и растений (Marmagne et al., 2007; Jentsch, 2008). К представителям этого семейства относятся С17Н+-антипортеры, которые осуществляют вторично активный транспорт СГ в обмен на Нт, используя энергию градиента электрохимического потенциала протонов.

Длительное время исследования функций растительных CLC белков отставали от идентификации кодирующих их генов, хотя в ранних работах были обнаружены С17Н+ и ЫОз~/Н+ обменные транспортные активности через тонопласт клеток корней красной свеклы и овса (Blumwald, Poole, 1985; Shumaker, Sze, 1987).

В последнее время наблюдается повышенный интерес к исследованию функций и физиологической роли растительных CLC. В ряде работ показано, что локализованные в тонопласте Arabidopsis thaliana (резуховидка Таля) AtCLCa и AtCLCb являются М037Н+-антипортерами и вовлечены в транспорт нитрата из цитоплазмы в вакуоль (Geelen et al., 2000; Harada et al., 2004; De Angelí et al., 2006; Monachello et al., 2009). Крайне мало исследований посвящено функциям С17Н+-антипортеров в растениях. Показано, что AtCLCc, локализованный в тонопласте замыкающих клеток устьиц A. thaliana, является С17Н+-антипортером и вовлечен в накопление СГ вакуолями, тем самым регулируя работу устьичного аппарата (Jossier et al., 2010). Было установлено, что GmCLCl, кодирующий локализованный в тонопласте клеток сои СГ транспортер, вовлечен в накопление СГ в вакуолях. Экспрессия этого гена в клетках табака BY-2 повышала их устойчивость к NaCl (Li et al., 2006: Wang et al., 2012).

Мы предположили, что Cl /Н'-антипортер играет важную роль у галофитов, где он участвует в регуляции концентраций СГ в цитоплазме в условиях засоления. Предполагаемая роль этого антипортера состоит в экспорте ионов СГ из цитоплазмы в вакуоль и/или апопласт. Основанием для этого предположения послужили данные, полученные ранее в лаборатории транспорта ионов и солеустойчивости ИФР РАН, о распределении ионов СГ в клетках и тканях соленакапливающего галофита Suaeda altissima (Балнокин с соавт., 2007; Халилова, 2008).

Цель и задачи исследования

Цель работы заключалась в функциональной идентификации, определении локализации и исследовании свойств С17Н+-антипортера в клетках корня галофита Suaeda altissima (L.) Pall..

Для достижения данной цели были поставлены следующие задачи:

1. С помощью оптического АрН-индикатора акридинового оранжевого (АО) и флуоресцентного рН-индикатора пиранина в мембранах, выделенных из клеток корня 5. altissima, продемонстрировать трансмембранный СГ/Н+-обмен.

2. Определить мембранную локализацию С17Н+-обмена путем разделения выделенных мембран в непрерывном градиенте плотности йодиксанола.

3. Исследовать свойства С17Н+-обмена (электрогенная активность, зависимость от трансмембранного электрического потенциала, рН-зависимость, чувствительность к ингибиторам анионного транспорта, ионная специфичность, сродство к СГ)

Заключение диссертации по теме «Физиология и биохимия растений», Шувалов, Алексей Витальевич

выводы

1. Из клеток корней галофита Suaeda altissima выделена мембранная фракция, обогащенная везикулами аппарата Гольджи, которые имеют, преимущественно, нативную ориентацию, то есть обращены цитоплазматической стороной наружу.

2. В мембранах аппарата Гольджи из клеток корней галофита Suaeda altissima функционирует С17Н+-антипортер, чувствительный к ингибитору СГ транспортеров и СГ каналов DIDS (4,4'-diisothiocyano-2,2'-stilbene-disulfonic acid) и не чувствительный к ингибитору СГ каналов NPPB (5-nitro-2-(3-phenylpropylamino)benzoic acid).

3. СГ/Н-обмен, осуществляемый С1 /Н -антипортером мембран аппарата Гольджи, сопровождается генерацией трансмембранного электрического потенциала, отрицательного внутри везикул.

4. С17Н+-антипортер обладает выпрямляющими свойствами, то есть характеризуется односторонней проводимостью: СГ транспортируется внутрь везикул, а Н+ - из везикул в наружную среду.

5. Активность С17Н+-антипортера регулируется трансмембранным электрическим потенциалом. СГ/Н+-обмен, осуществляемый антипортером, усиливается при более положительных значениях потенциала и подавляется при более отрицательных.

6. Активность С17Н+-антипортера обнаруживает рН-зависимость с максимумом при рН 7,5, что соответствует значению цитоплазматического рН растительной клетки.

7. С17Н+-антипортер мембран аппарата Гольджи S. altissima обменивает Н+ на другие неорганические анионы (N03~, Br"), то есть характеризуется низкой анионной селективностью, подобно С17Н+-антипортерам внутриклеточных мембран млекопитающих, цитоплазматической мембраны прокариот и внутриклеточных мембран A. thaliana.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Шувалов, Алексей Витальевич, 2013 год

Список литературы

1. Алехина, Н. Д., Балнокин, Ю. В., Гавриленко, В. Ф., Жигалова, Т. В., Мейчик, Н. Р., Носов, А. М., Чуб, В. В. (2007). Физиология растений. Москва: Академия.

2. Балнокин, Ю. В., Куркова, Е. Б., Мясоедов, Н. А., Луеьков, Р. В., Шамсутдинов, Н. 3., Егорова, Е. А., Бухов, Н. Г. (2004). Структурно-функциональное состояние тилакоидов у галофита Suaeda altissima L. в норме и при нарушении водно-солевого режима под действием экстремально высоких концентраций NaCl. Физиология растений, 51 (6), 905-912.

3. Балнокин, Ю. В., Котов, А. А., Мясоедов, Н. А., Хайлова, Г. Ф., Куркова, Е. Б., Луньков, Р. В., Котова, Л. М. (2005). Участие дальнего транспорта Na+ в поддержании градиента водного потенциала в системе среда-корень-лист у галофита Sueada altissima. Физиология растений, 52 (4), 549-557.

4. Балнокин, Ю. В., Куркова, Е. Б., Халилова, Л. А., Мясоедов, Н. А., Юсуфов, А. Г. (2007). Пиноцетоз в клетках корня соленакапливающего галофита Suaeda altissima и его возможное участие в транспорте ионов С1. Физиология растений,54 (6), 892-901.

5. Луньков, Р. В., Андреев, И. М., Мясоедов, Н. А., Хайлова, Г. Ф., Куркова, Е. Б., Балнокин, Ю. В. (2005). Функциональная идентификация Н+-АТФазы и Ыа+/Н+-антипортера в плазматической мембране, выделенной из клеток корня соленакапливающего галофита Suaeda altissim. Физиология растений, 52 (5), 715725.

6. Халилова Л. А. (2008) Пути транспорта СГ в системе целого растения у галофита Suaeda altissima (L.) Pall. Дисс. канд. биол. наук, Москва, 125 с

7. Abdolzadeh, A., Shima, К., Lambers, Н., Chiba, К. (2008). Change in uptake, transport and accumulation of ions in Nerium oleander (Rosebay) as affected by different nitrogen sources and salinity. Annals of botany, 102 (5), 735-746.

8. Accardi, A., Miller, C. (2004). Secondary active transport mediated by a prokaryotic homologue of C1C Cl-channels. Nature, 427 (6977), 803-807.

9. Accardi A, Walden M, Nguitragool W, Jayaram H, Williams C, Miller C. (2005). Separate ion pathways in а СГ/Н+ exchanger. J. Gen. Physiol. 126:5, 63-70

10. Akerman, K. E., Wikstrom, M. K. (1976). Safranine as a probe of the mitochondrial membrane potential. Febs Letters, 68 (2), 191-197.

11. Amtmann, A., Jelitto, T. C., Sanders, D. (1999). K+-selective inward-rectifying channels and apoplastic pH in barley roots. Plant Physiology, 120 (1), 331-338.

12. An, Y., Wan, S., Zhou, X., Subedar, A. A., Wallace, L. L., Luo, Y. (2005). Plant nitrogen concentration, use efficiency, and contents in a tallgrass prairie ecosystem under experimental warming. Global Change Biology, 11 (10), 1733-1744.

13. Apse, M. P., Blumwald, E. (2007). Na+ transport in plants. FEBS letters, 581 (12), 2247-2254.

14. Aydi, S., Sassi, S., Abdelly, C. (2008). Growth, nitrogen fixation and ion distribution in Medicago truncatula subjected to salt stress. Plant and soil, 312 (1-2), 59-67.

15. Barbier-Brygoo, H., De Angeli, A., Filleur, S., Frachisse, J. M., Gambale, F., Thomine, S., Wege, S. (2011). Anion channels/transporters in plants: from molecular bases to regulatory networks. Annual review of plant biology, 62, 25-51.

16. Beilby, M. J., Walker, N. A. (1981). Chloride transport in Chara I. Kinetics and current-voltage curves for a probable proton symport. Journal of experimental Botany, 32 (1), 43-54.

17. Bender, J., Fink, G. R. (1998). A Myb homologue, ATR1, activates tryptophan gene expression in Arabidopsis. Proceedings of the National Academy of Sciences, 95 (10), 5655-5660.

18. Bergsdorf EY, Zdebik AA, Jentsch TJ. (2009). Residues important for nitrate/proton coupling in plant and mammalian CLC transporters. J. Biol. Chem. 284:111, 84-93

19. Blumwald, E., Poole, R. J. (1985). Na+/H+antiport in isolated tonoplast vesicles from storage tissue of Beta vulgaris. Plant physiology, 78 (1), 163-167.

20. Blumwald, E., Aharon, G. S., Apse, M. P. (2000). Sodium transport in plant cells. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes, 1465 (1), 140-151.

21. Britto, D. T., Ruth, T. J., Lapi, S., Kronzucker, H. J. (2004). Cellular and whole-plant chloride dynamics in barley: insights into chloride-nitrogen interactions and salinity responses. Planta, 218 (4), 615-622.

22. Byrt, C. S., Platten, J. D., Spielmeyer, W., James, R. A., Lagudah, E. S., Dennis, E. S.,Munns, R. (2007). HKT1; 5-like cation transporters linked to Na+ exclusion loci in wheat, Nax2 and Knal. Plant Physiology, 143 (4), 1918-1928.

23. Cakirlar, H., Bowling, D. J. F. (1981). The effect of salinity on the membrane potential of sunflower roots. Journal of Experimental Botany, 32 (3), 479-485.

24. Checchetto, V., Teardo, E., Carraretto, L., Formentin, E., Bergantino, E., Giacometti, G. M., Szabo, I. (2013). Regulation of photosynthesis by ion channels in cyanobacteria and higher plants. Biophysical chemistry, 182, 51-57.

25. Clement, N. R., Gould, J. M. (1981). Pyranine (8-hydroxy-l, 3, 6-pyrenetrisulfonate) as a probe of internal aqueous hydrogen ion concentration in phospholipid vesicles. Biochemistry, 20 (6), 1534-1538.

26. De Angeli, A., Monachello, D., Ephritikhine, G., Frachisse, J. M., Thomine, S., Gambale, F., Barbier-Brygoo, H. (2006). The nitrate/proton antiporter AtCLCa mediates nitrate accumulation in plant vacuoles. Nature, 442 (7105), 939-942.

27. De Angeli, A., Monachello, D., Ephritikhine, G., Frachisse, J. M., Thomine, S., Gambale, F., Barbier-Brygoo, H. (2009). CLC-mediated anion transport in plant cells. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences, 364 (1514), 195-201.

28. De Angeli, A., Moran, O., Wege, S., Filleur, S., Ephritikhine, G., Thomine, S., Gambale, F. (2009). ATP binding to the C terminus of the Arabidopsis thaliana nitrate/proton antiporter, AtCLCa, regulates nitrate transport into plant vacuoles. Journal of Biological Chemistry, 284 (39), 26526-26532.

29. Demaurex, N., Furuya, W., D'Souza, S., Bonifacino, J. S., Grinstein, S. (1998). Mechanism of acidification of the trans-Golgi network (TGN) In situ measurements of pH using retrieval of TGN38 and furin from the cell surface. Journal of Biological Chemistry, 273 (4), 2044-2051.

30. Dettmer, J., Hong-Hermesdorf, A., Stierhof, Y. D., Schumacher, K. (2006). Vacuolar H+-ATPase activity is required for endocytic and secretory trafficking in Arabidopsis. The Plant Cell Online, 18 (3), 715-730.

31. Diedhiou, C. J., Golldack, D. (2006). Salt-dependent regulation of chloride channel transcripts in rice. Plant Science, 170 (4), 793-800.

32. Downton, W. J. S., Grant, W. J. R., Robinson, S. P. (1985). Photosynthetic and stomatal responses of spinach leaves to salt stress. Plant Physiology, 78 (1), 85-88.

33. Dutzler, R., Campbell, E. B., Cadene, M., Chait, B. T., MacKinnon, R. (2002). X-ray structure of a C1C chloride channel at 3.0 angst; reveals the molecular basis of anion selectivity. Nature, 415 (6869), 287-294.

34. Dutzler, R., Campbell, E. B., MacKinnon, R. (2003). Gating the selectivity filter in C1C chloride channels. Science, 300 (5616), 108-112.

35. Dutzler, R. (2006). The C1C family of chloride channels and transporters. Current opinion in structural biology, 16 (4), 439-446.

36. Essah, P. A., Davenport, R., Tester, M. (2003). Sodium influx and accumulation in Arabidopsis. Plant Physiology, 133 (1), 307-318.

37. Felle, H. H. (1994). The H+/Cl"-symporter in root-hair cells of Sinapisalba (an electrophysiological study using ion-selective microelectrodes). Plant Physiology, 106 (3), 1131-1136.

38. Feng, L., Campbell, E. B., Hsiung, Y., MacKinnon, R. (2010). Structure of a eukaryotic CLC transporter defines an intermediate state in the transport cycle. Science, 330 (6004), 635-641.

39. Frachisse, J. M., Thomine, S., Colcombet, J., Guern, J., Barbier-Brygoo, H.

(1999). Sulfate is both a substrate and an activator of the voltage-dependent anion channel of Arabidopsis hypocotyl cells. Plant Physiology, 121 (1), 253-262.

40. Franklin, J. A., Zwiazek, J. J. (2004). Ion uptake in Pinus banksiana treated with sodium chloride and sodium sulphate. Physiologiaplantarum, 120 (3), 482-490.

41. Fricke, W., Akhiyarova, G., Veselov, D., Kudoyarova, G. (2004). Rapid and tissue-specific changes in ABA and in growth rate in response to salinity in barley leaves. Journal of experimental botany, 55 (399), 1115-1123.

42. Fricke, W., Leigh, R. A., Tomos, A. D. (1994). Concentrations of inorganic and organic solutes in extracts from individual epidermal, mesophyll and bundle-sheath cells of barley leaves. Planta, 192 (3), 310-316.

43. Fricke, W., Peters, W. S. (2002). The biophysics of leaf growth in salt-stressed barley. A study at the cell level. Plant Physiology, 129 (1), 374-388.

44. Fricke, W., Akhiyarova, G., Wei, W., Alexandersson, E., Miller, A., Kjellbom, P. O., Volkov, V. (2006). The short-term growth response to salt of the developing barley leaf. Journal of Experimental Botany, 57 (5), 1079-1095.

45. Fuchs, R., Schmid, S., Mellman, I. (1989). A possible role for Na+, K+-ATPase in regulating ATP-dependent endosome acidification. Proceedings of the National Academy of Sciences, 86 (2), 539-543.

46. Gassmann, W., Rubio, F., Schroeder, J. I. (1996). Alkali cation selectivity of the wheat root high-affinity potassium transporter HKT1. The Plant Journal, 10 (5), 869-882.

47. Geelen, D., Lurin, C., Bouchez, D., Frachisse, J. M., Lelievre, F., Courtial, B., Maurel, C. (2000). Disruption of putative anion channel gene AtCLC-a in Arabidopsis suggests a role in the regulation of nitrate content. The Plant Journal,21 (3), 259-267.

48. Gong, H. J., Randall, D. P., Flowers, T. J. (2006). Silicon deposition in the root reduces sodium uptake in rice (Oryza sativa L.) seedlings by reducing bypass flow. Plant, cell, environment, 29 (10), 1970-1979.

49. Gorham, J., Bridges, J. (1995). Effects of calcium on growth and leaf ion concentrations of Gossypium hirsutum grown in saline hydroponic culture. Plant and soil, 176 (2), 219-227.

50. Graves, A. R., Curran, P. K., Smith, C. L., Mindell, J. A. (2008). The C17H+ antiporter C1C-7 is the primary chloride permeation pathway in lysosomes. Nature, 453 (7196), 788-792.

51. Gyomorey, K., Rozmahel, R., Bear, C. E. (2000). Amelioration of intestinal disease severity in cystic fibrosis mice is associated with improved chloride secretory capacity. Pediatric research, 48 (6), 731-734.

52. Hajibagheri, M. A., Yeo, A. R., Flowers, T. J., Collins, J. C. (1989). Salinity resistance in Zea mays: fluxes of potassium, sodium and chloride, cytoplasmic concentrations and microsomal membrane lipids. Plant, Cell, Environment,l2 (7), 753757.

53. Hamaji, K., Nagira, M., Yoshida, K., Ohnishi, M., Oda, Y., Uemura, T., Mimura, T. (2009). Dynamic aspects of ion accumulation by vesicle traffic under salt stress in Arabidopsis. Plant and cell physiology, 50 (12), 2023-2033.

54. Hall, D., Evans, A. R., Newbury, H. J., Pritchard, J. (2006). Functional analysis of CHX21: a putative sodium transporter in Arabidopsis. Journal of experimental botany, 57(5), 1201-1210.

55. Hechenberger, M., Schwappach, B., Fischer, W. N., Frommer, W. B., Jentsch, T. J., Steinmeyer, K. (1996). A family of putative chloride channels from Arabidopsis and functional complementation of a yeast strain with a CLC gene disruption. Journal of Biological Chemistry, 271(52), 33632-33638.

56. Horie, T., Schroeder, J. I. (2004). Sodium transporters in plants. Diverse genes and physiological functions. Plant Physiology, 136 (1), 2457-2462.

57. Hua, B. G., Mercier, R. W., Leng, Q., Berkowitz, G. A. (2003). Plants do it differently. A new basis for potassium/sodium selectivity in the pore of an ion channel. Plant Physiology, 132 (3), 1353-1361.

58. Huang, C. X., Steveninck, R. F. (1989). Longitudinal and transverse profiles of K+ and CP concentration in 'low-'and 'high-salt'barley roots. New Phytologist, 112 (A), 475-480.

59. Hu, Y., Fricke, W., Schmidhalter, U. (2005). Salinity and the growth of non-halophytic grass leaves: the role of mineral nutrient distribution. Functional Plant Biology, 32 (11), 973-985.

60. Husain, S., von Caemmerer, S., Munns, R. (2004). Control of salt transport from roots to shoots of wheat in saline soil. Functional Plant Biology, 37(11), 1115-1126.

61. Ignoul, S., Eggermont, J. (2005). CBS domains: structure, function, and pathology in human proteins. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 289 (6), 1369-1378.

62. Islam, S., Malik, A. I., Islam, A. K. M. R., Colmer, T. D. (2007). Salt tolerance in a Hordeum marinum - Triticum aestivum amphiploid, and its parents. Journal of Experimental Botany, 58(5), 1219-1229.

63. James, R. A., Rivelli, A. R., Munns, R., von Caemmerer, S. (2002). Factors affecting CO2 assimilation, leaf injury and growth in salt-stressed durum wheat. Functional Plant Biology, 29 (12), 1393-1403.

64. Jayaram, H., Robertson, J. L., Wu, F., Williams, C., Miller, C. (2011). Structure of a slow CLC Cf/H+ antiporter from a cyanobacterium. Biochemistry, 50 (5), 788-794.

65. Jentsch, T. J., Steinmeyer, K., Schwarz, G. (1990). Cloning in Xenopus oocytes. Nature, 348, 6.

66. Jentsch, T. J., Friedrich, T., Schriever, A., Yamada, H. (1999). The CLC chloride channel family. Pfliigers Archiv, 437 (6), 783-795.

67. Jentsch, T. J., Stein, V., Weinreich, F., Zdebik, A. A. (2002). Molecular structure and physiological function of chloride channels. Physiological Reviews,82 (2), 503-568.

68. Jentsch, T. J. (2008). CLC chloride channels and transporters: from genes to protein structure, pathology and physiology. Critical reviews in biochemistry and molecular biology, 43 (1), 3-36.

69. Jossier, M., Kroniewicz, L., Dalmas, F., Le Thiec, D., Ephritikhine, G., Thomine, S., Leonhardt, N. (2010). The Arabidopsis vacuolar anion transporter, AtCLCc, is involved in the regulation of stomatal movements and contributes to salt tolerance. The Plant Journal, 64(4), 563-576.

70. Kaestner, K. H., Sze, H. (1987). Potential-dependent anion transport in tonoplast vesicles from oat roots. Plant physiology, 83(3), 483-489.

71. Keller, B. A. (1951). Extreme salt resistance of higher plants in nature and the problem of adaptation. Selected Works, 212-236.

72. Kieferle, S., Fong, P., Bens, M., Vandewalle, A., Jentsch, T. J. (1994). Two

highly homologous members of the C1C chloride channel family in both rat and human kidney. Proceedings of the National Academy of Sciences, 91(15), 6943-6947.

73. Kinraide, T. B. (1999). Interactions among Ca2+, Na+ and K+ in salinity toxicity: quantitative resolution of multiple toxic and ameliorative effects. Journal of Experimental Botany, 50 (338), 1495-1505.

74. Kornak, U., Kasper, D., Bôsl, M. R., Kaiser, E., Schweizer, M., Schulz, A., Jentsch, T. J. (2001). Loss of the C1C-7 chloride channel leads to osteopetrosis in mice and man. Cell, 104(2), 205-215.

75. Kramer, B. K., Bergler, T., Stoelcker, B., Waldegger, S. (2008). Mechanisms of disease: the kidney-specific chloride channels C1CKA and C1CKB, the Barttin subunit, and their clinical relevance. Nature Clinical Practice Nephrology, 4(1), 38-46.

76. Krebs, M., Beyhl, D., Gôrlich, E., Al-Rasheid, K. A., Marten, I., Stierhof, Y. D., Schumacher, K. (2010). Arabidopsis V-ATPase activity at the tonoplast is required

for efficient nutrient storage but not for sodium accumulation. Proceedings of the National Academy of Sciences, 107(7), 3251-3256.

77. Ku, Y. S., Koo, N. S. C., Li, F. W. Y., Li, M. W., Wang, H., Tsai, S. N., Lam,

H. M. (2013). GmSALl Hydrolyzes Inositol-1, 4, 5-Trisphosphate and Regulates Stomatal Closure in Detached Leaves and Ion Compartmentalization in Plant Cells. PloS one, 8 (10), e78181.

78. Lauchli, A., James, R. A., Huang, C. X., Mccully, M. A. R. G. A. R. E. T., Munns, R. (2008). Cell-specific localization of Na+ in roots of durum wheat and possible control points for salt exclusion. Plant, cell, environment, 31 (11), 1565-1574.

79. Lin, C. C., Kao, C. H. (2001). Abscisic acid induced changes in cell wall peroxidase activity and hydrogen peroxide level in roots of rice seedlings. Plant Science, 160 (2), 323-329.

80. Lloyd, S. E., Gunther, W., Pearce, S. H., Thomson, A., Bianchi, M. L., Bosio, M., Thakker, R. V. (1997). Characterisation of renal chloride channel, CLCN5, mutations in hypercalciuric nephrolithiasis (kidney stones) disorders. Human molecular genetics, 6 (8), 1233-1239.

81. Lucht, W., Prentice, I. C., Myneni, R. B., Sitch, S., Friedlingstein, P., Cramer, W., Smith, B. (2002). Climatic control of the high-latitude vegetation greening trend and Pinatubo effect. Science, 296 (5573), 1687-1689.

82. Luo, Q., Yu, B., Liu, Y. (2005). Differential sensitivity to chloride and sodium ions in seedlings of Glycine max and G. soja under NaCl stress ..Journal of plant physiology, 162(9), 1003-1012.

83. Lurin, C., Geelen, D., Barbier-Brygoo, H., Guern, J., Maurel, C. (1996). Cloning and functional expression of a plant voltage-dependent chloride channel. The Plant Cell Online, 8 (4), 7,01-711.

84. Lv, Q. D., Tang, R. J., Liu, H., Gao, X. S., Li, Y. Z., Zheng, H. Q., Zhang, H.

X. (2009). Cloning and molecular analyses of the Arabidopsis thaliana chloride channel gene family. Plant Science, 176 (5), 650-661.

85. Maathuis, F. J., Amtmann, A. N. N. A. (1999). K+ nutrition and Na+ toxicity: the basis of cellular K+/Na+ ratios. Annals of Botany, 84(2), 123-133.

86. Mankodi, A., Takahashi, M. P., Jiang, H., Beck, C. L., Bowers, W. J., Moxley, R. T., Thornton, C. A. (2002). Expanded CUG repeats trigger aberrant splicing of C1C-

1 chloride channel pre-mRNA and hyperexcitability of skeletal muscle in myotonic dystrophy. Molecular cell, 10 (1), 35-44.

87. Maritzen, T., Keating, D. J., Neagoe, I., Zdebik, A. A., Jentsch, T. J. (2008). Role of the vesicular chloride transporter C1C-3 in neuroendocrine tissue. The Journal of neuroscience, 28 (42), 10587-10598.

88. Markovic, S., Dutzler, R. (2007). The structure of the cytoplasmic domain of the chloride channel CIC-Ka reveals a conserved interaction interface. Structure, 15 (6), 715-725.

89. Marmagne, A., Vinauger-Douard, M., Monachello, D., de Longevialle, A. F., Charon, C., Allot, M., Ephritikhine, G. (2007). Two members of the Arabidopsis CLC (chloride channel) family, AtCLCe and AtCLCf, are associated with thylakoid and Golgi membranes, respectively. Journal of experimental botany, 58 (12), 3385-3393.

90. Marschner, H. (1996). Mineral nutrition of higher plants, 2nd edn. Academic Press, London, UK.

91. Martinoia, E., Meyer, S., De Angeli, A., Nagy, R. (2012). Vacuolar transporters in their physiological context. Annual Review of Plant Biology, 63, 183-213.

92. Maser, P., Eckelman, B., Vaidyanathan, R., Horie, T., Fairbairn, D. J., Kubo, M., Schroeder, J. I. (2002). Altered shoot/root Na+ distribution and bifurcating salt sensitivity in Arabidopsis by genetic disruption of the Na+ transporter AtHKTl FEBS letters, 531 (2), 157-161.

93. Migocka, M., Warzybok, A., Papierniak, A., Klobus, G. (2013). N037H+ Antiport in the Tonoplast of Cucumber Root Cells Is Stimulated by Nitrate Supply: Evidence for a Reversible Nitrate-Induced Phosphorylation of Vacuolar N037H+ Antiport. PloS one, 8 (9), e73972.

94. Mohammad-Panah, R., Ackerley, C., Rommens, J., Choudhury, M., Wang, Y., Bear, C. E. (2002). The chloride channel C1C-4 co-localizes with cystic fibrosis transmembrane conductance regulator and may mediate chloride flux across the apical membrane of intestinal epithelia. Journal of Biological Chemistry, 277 (1), 566-574.

95. Monachello, D., Allot, M., Oliva, S., Krapp, A., Daniel-Vedele, F., Barbier-Brygoo, H., Ephritikhine, G. (2009). Two anion transporters AtCICa and AtClCe fulfil interconnecting but not redundant roles in nitrate assimilation pathways. New Phytologist, 183 (1), 88-94.

96. Moya, J. L., Gómez-Cadenas, A., Primo-Millo, E., Talon, M. (2003). Chloride absorption in salt-sensitive Carrizo citrange and salt-tolerant Cleopatra mandarin citrus rootstocks is linked to water use. Journal of Experimental Botany, 54 (383), 825-833.

97. Munns, R., Guo, J., Passioura, J. B., Cramer, G. R. (2000). Leaf water status controls day-time but not daily rates of leaf expansion in salt-treated barley. .Functional Plant Biology, 27(10), 949-957.

98. Munns, R. (2002). Comparative physiology of salt and water stress. Plant, Cell, Environment, 25 (2), 239-250.

99. Munns, R. (2005). Genes and salt tolerance: bringing them together. New

phytologist, 167 (3), 645-663.

100. Munns, R., Tester, M. (2008). Mechanisms of salinity tolerance. Annu. Rev. Plant Biol., 59, 651-681.

101. Nakamura, A., Fukuda, A., Sakai, S., Tanaka, Y. (2006). Molecular cloning, functional expression and subcellular localization of two putative vacuolar voltage-gated chloride channels in rice (Oryza sativa L.). Plant and Cell Physiology, 47(1), 3242.

102. Neves-Piestun, B. G., Bernstein, N. (2005). Salinity-induced changes in the nutritional status of expanding cells may impact leaf growth inhibition in maize. .Functionalplant biology, 32(2), 141-152.

103. Nguyen, C. T. (2012). Identification et caractérisation d'un canal chlorure, AtCLCg, impliquédans la réponse au stress salin chez Arabidopsis thaliana (Doctoral dissertation, Université Paris Sud-Paris XI).

104. Novarino G, Weinert S, Rickheit G, Jentsch TJ. (2010). Endosomal chlorideproton exchange rather than chloride conductance is crucial for renal endocytosis. Science 328:1 398^01

105. O'Neill, S. D., Bennett, A. B., Spanswick, R. M. (1983). Characterization of a N03"-Sensitive H+-ATPase from Corn Roots. Plant Physiology, 72 (3), 837-846.

106. Otegui, M. S., Spitzer, C. (2008). Endosomal functions in plants. Traffic, 9 (10), 1589-1598.

107. Padmanaban, S., Lin, X., Perera, I., Kawamura, Y., Sze, H. (2004). Differential expression of vacuolar H+-ATPase subunit c genes in tissues active in

membrane trafficking and their roles in plant growth as revealed by RNAi. Plant physiology, 134 (4), 1514-1526.

108. Paul, M. J., Foyer, C. H. (2001). Sink regulation of photosynthesis. Journal of experimental botany, 52 (360), 1383-1400.

109. Plett, D., Safwat, G., Gilliham, M., Moller, I. S., Roy, S., Shirley, N., Tester,

M. (2010). Improved salinity tolerance of rice through cell type-specific expression of AtHKTl; 1. PLoSOne, 5 (9), el2571.

110. Pope, A. J., Leigh, R. A. (1987). Some characteristics of anion transport at the tonoplast of oat roots, determined from the effects of anions on pyrophosphatedependent proton transport. Planta, 772 (1), 91-100.

111. Pope, A. J., Leigh, R. A. (1988). Dissipation of pH Gradients in Tonoplast Vesicles and Liposomes by Mixtures of Acridine Orange and Anions Implications for the Use of Acridine Orange as a pH Probe. Plant physiology, 86 (4), 1315-1322.

112. Rengasamy, P. (2002). Transient salinity and subsoil constraints to dryland farming in Australian sodic soils: an overview. Animal Production Science, 42 (3), 351361.

113. Roberts, S. K. (2006). Plasma membrane anion channels in higher plants and their putative functions in roots. New Phytologist, 169 (4), 647-666.

114. Robinson, S. P., Downton, W. J. S. (1985). Potassium, sodium and chloride ion concentrations in leaves and isolated chloroplasts of the halophyte Suaeda australis R. Br. Functional Plant Biology, 12 (5), 471-479.

115. Rodríguez-Navarro, A., Rubio, F. (2006). High-affinity potassium and sodium transport systems in plants. Journal of Experimental Botany, 57 (5), 1149-1160.

116. Rogers, M. E., Craig, A. D., Munns, R. E., Colmer, T. D., Nichols, P. G. H., Malcolm, C. V., Ewing, M. A. (2006). Corrigendum to: The potential for developing fodder plants for the salt-affected areas of southern and eastern Australia: an overview. Animal Production Science, 46 (12), 1665-1665.

117. Rogers, M. E., Noble, C. L., Pederick, R. J. (1997). Identifying suitable temperate forage legume species for saline areas .Animal Production Science, 37 (6), 639-645.

118. Romero-Aranda, R., Moya, J. L., Tadeo, F. R., Legaz, F., Primo-Millo, E., Talon, M. (1998). Physiological and anatomical disturbances induced by chloride salts

in sensitive and tolerant citrus: beneficial and detrimental effects of cations. .Plant, Cell, Environment, 21 (12), 1243-1253.

119. Saheki, S., Takeda, A., Shimazu, T. (1985). Assay of inorganic phosphate in the mild pH range, suitable for measurement of glycogen phosphorylase activity. Analytical biochemistry, 148 (2), 277-281.

120. Sanders, D. (1980). The mechanism of CF transport at the plasma membrane of Char a corallina I. Cotransport with H+. The Journal of Membrane Biology, 53 (2), 129141.

121. Schachtman, D. P., Tyerman, S. D., Terry, B. R. (1991). The K+/Na+ selectivity of a cation channel in the plasma membrane of root cells does not differ in salt-tolerant and salt-sensitive wheat species. Plant Physiology, 97 (2) , 598-605.

122. Scheel, O., Zdebik, A. A., Lourdel, S., Jentsch, T. J. (2005). Voltage-dependent electrogenic chloride/proton exchange by endosomal CLC proteins. Nature, 436 (7049), 424-427.

123. Schumaker, K. S., Sze, H. (1987). Inositol 1, 4, 5-trisphosphate releases Ca2+ from vacuolar membrane vesicles of oat roots. Journal of Biological Chemistry, 262 (9), 3944-3946.

124. Sibole, J. V., Cabot, C., Poschenrieder, C., Barcelo, J. (2003). Efficient leaf ion partitioning, an overriding condition for abscisic acid-controlled stomatal and leaf growth responses to NaCl salinization in two legumes. Journal of experimental botany, 54 (390), 2111-2119.

125. Simpson, I. A., Sonne, O. (1982). A simple, rapid, and sensitive method for measuring protein concentration in subcellular membrane fractions prepared by sucrose density ultracentrifugation. Analytical biochemistry, 119 (2), 424-427.

126. Song, J., Chen, M., Feng, G., Jia, Y., Wang, B., Zhang, F. (2009). Effect of salinity on growth, ion accumulation and the roles of ions in osmotic adjustment of two populations of Suaeda salsa. Plant and Soil, 314 (1-2), 133-141.

127. Sunarpi, H. T., Motoda, J., Kubo, M., Yang, H., Yoda, K., Horie, R., Uozumi,

N. (2005). Enhanced salt tolerance mediated by AtHKTl transporter-induced Na+ unloading from xylem vessels to xylem parenchyma cells. Plant J., 44, 928-938.

128. Sykes, S. R. (1992). The inheritance of salt exclusion in woody perennial fruit species. Plant and Soil, 146(\-2), 123-129.

129. Tampieri, E., Baraldi, E., Carnevali, F., Frascaroli, E., De Santis, A. (2011). The activity of plant inner membrane anion channel (PIMAC) can be performed by a chloride channel (CLC) protein in mitochondria from seedlings of maize populations divergently selected for cold tolerance. Journal of bioenergetics and biomembranes, 43(6), 611-621.

130. Teakle, N. L., Real, D., Colmer, T. D. (2006). Growth and ion relations in response to combined salinity and waterlogging in the perennial forage legumes Lotus corniculatus and Lotus tenuis. Plant and Soil, 289 (1-2), 369-383.

131. Teakle, N. L., Flowers, T. J., Real, D., Colmer, T. D. (2007). Lotus tenuis tolerates the interactive effects of salinity and water logging by 'excluding' Na+ and CF from the xylem. Journal of Experimental Botany, 58 (8), 2169-2180.

132. Teakle, N. L., Tyerman, S. D. (2010). Mechanisms of CF transport contributing to salt tolerance. Plant, cell, environment, 33 (4), 566-589.

133. Teardo, E., Frare, E., Segalla, A., Marco, V. D., Giacometti, G. M., Szabo, I.

(2005). Localization of a putative C1C chloride channel in spinach chloroplasts. FEBS letters, 579 (22), 4991-4996.

134. Teodoro, A. E., Zingarelli, L., Lado, P. (1998). Early changes of CF efflux and H+ extrusion induced by osmotic stress in Arabidopsis thaliana cells. Physiologia Plantarum, 102 (1), 29-37.

135. Tester, M., Davenport, R. (2003). Na+ tolerance and Na+ transport in higher plants. Annals of Botany, 91 (5), 503-527.

136. Tester, M., Leigh, R. A. (2001). Partitioning of nutrient transport processes in roots. Journal of Experimental Botany, 52 (suppl 1), 445-457.

137. Tyerman, S. D. (1992). Anion channels in plants. Annual review of plant biology, 43 (1), 351-373.

138. Uchida, S. (2000). In vivo role of CLC chloride channels in the kidney. American Journal of Physiology-Renal Physiology, 279 (5), 802-808.

139. Vandewalle, A., Cluzeaud, F., Peng, K. C., Bens, M., Liichow, A., Giinther, W., Jentsch, T. J. (2001). Tissue distribution and subcellular localization of the C1C-5 chloride channel in rat intestinal cells. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 280 (2), C373-C381.

140. Volkov, V., Amtmann, A. (2006). Thellungiella halophila, a salt-tolerant relative of Arabidopsis thaliana, has specific root ion-channel features supporting K+/Na+ homeostasis under salinity stress. The Plant Journal, 48 (3), 342-353.

141. Volkov, V., Wang, B., Dominy, P. J., Fricke, W., Amtmann, A. (2004). Thellungiella halophila, a salt-tolerant relative of Arabidopsis thaliana, possesses effective mechanisms to discriminate between potassium and sodium. Plant, Cell, Environment, 27 (1), 1-14.

142. von der Fecht-Bartenbach, J., Bogner, M., Krebs, M., Stierhof, Y.-D., Schumacher, K., Ludewig, U. (2007) Function of the anion transporter AtCLC-d in the trans-Golgi network. Plant J. 50, 466-474.

143. von der Fecht-Bartenbach, J., Bogner, M., Dynowski, M., Ludewig, U. (2010). CLC-b-mediated N03~/H+ exchange across the tonoplast of Arabidopsis vacuoles. Plant and cell physiology, 51 (6), 960-968.

144. Wang, S. S., Devuyst, O., Courtoy, P. J., Wang, X. T., Wang, H., Wang, Y., Guggino, W. B. (2000). Mice lacking renal chloride channel, CLC-5, are a model for Dent's disease, a nephrolithiasis disorder associated with defective receptor-mediated endocytosis. Human molecular genetics, 9 (20), 2937-2945.

145. Waldegger, S., Jentsch, T. J. (2000). From tonus to tonicity physiology of C1C chloride channels. Journal of the American Society of Nephrology, 11 (7), 1331-1339.

146. Ward, J. M., Maser, P., Schroeder, J. I. (2009). Plant ion channels: gene families, physiology, and functional genomics analyses. Annual Review of Physiology, 71, 59-82.

147. Watson, J. G., Chow, J. C., Houck, J. E. (2001). PM2 5 chemical source profiles for vehicle exhaust, vegetative burning, geological material, and coal burning in Northwestern Colorado during 1995. Chemosphere, 43 (8), 1141-1151.

148. Wege, S., Jossier, M., Filleur, S., Thomine, S., Barbier-Brygoo, H., Gambale, F., De Angeli, A. (2010). The proline 160 in the selectivity filter of the Arabidopsis NO3 /H+ exchanger AtCLCa is essential for nitrate accumulation in planta. The Plant Journal, 63 (5), 861-869.

149. WeiBo, S., DaXia, D., LiHeng, Y., XiaoJiao, Z., Juan, Y., HuiXin, P., Qiang,

Z. (2013). Overexpression of the chloride channel gene (GmCLCl) from soybean

increases salt tolerance in transgenic Populus deltoids * P. euramericana 'Nanlin895'. PlantOmics, 6 (5), 347-354.

150. Wheeler, T. M., Lueck, J. D., Swanson, M. S., Dirksen, R. T., Thornton, C. A.

(2007). Correction of C1C-1 splicing eliminates chloride channelopathy and myotonia in mouse models of myotonic dystrophy. Journal of Clinical Investigation, 117 (12), 39523957.

151. White, P. J., Broadley, M. R. (2001). Chloride in soils and its uptake and movement within the plant: a review. Annals of Botany, 88 (6), 967-988

152. Winter, E. (1982). Salt tolerance of Trifolium alexandrinum L. II. Ion balance in relation to its salt tolerance. Functional Plant Biology, 9 (2), 227-237.

153. Wissing, F., Smith, J. A. C. (2000). Vacuolar chloride transport in Mesembryan the mumcrystallinum L. measured using the fluorescent dye lucigenin. The Journal of membrane biology, 177 (3), 199-208.

154. Zdebik, A. A., Zifarelli, G., Bergsdorf, E. Y., Soliani, P., Scheel, O., Jentsch, T. J., Pusch, M. (2008). Determinants of anion-proton coupling in mammalian endosomal CLC proteins. Journal of Biological Chemistry, 283 (7), 4219-4227.

155. Zifarelli, G., Pusch, M. (2010). CLC transport proteins in plants. FEBS letters, 584 (10), 2122-2127.

156. Yang, L., Ye, D., Ye, W., Jiao, C., Zhu, L., Mao, J., Chen, L. (2011). C1C-3 is a main component of background chloride channels activated under isotonic conditions by autocrine ATP in nasopharyngeal carcinoma cells. Journal of cellular physiology, 226 (10), 2516-2526.

157. Yeo, A. R., Izard, P., Boursier, P. J., Flowers, T. J. (1991). Short-and long-term effects of salinity on leaf growth in rice (Oryza sativa L.). Journal of Experimental Botany, 42 (7), 881-889.

158. Xiong, H., Li, C., Garami, E., Wang, Y., Ramjeesingh, M., Galley, K., Bear,

C. E. (1999). C1C-2 activation modulates regulatory volume decrease. The Journal of membrane biology, 167 (3), 215-221.

159. Xu, G., Magen, H., Tarchitzky, J., Kafkafi, U. (1999). Advances in chloride nutrition of plants. Advances in Agronomy, 68, 97-150.