Генетические и эпигенетические особенности генома сперматозоида и их влияние на раннее эмбриональное развитие человека тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.07, кандидат наук Шильникова, Евгения Михайловна

• Шильникова, Евгения Михайловна
• кандидат наук
• 2015

Оглавление диссертации кандидат наук Шильникова, Евгения Михайловна

ОГЛАВЛЕНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Основные этапы сперматогенеза человека

1.2. Эпигенетические механизмы регуляции экспрессии генов в сперматозоидах

1.3. Методы оценки состояния мужской фертильности

1.4. Генетические причины мужского бесплодия

1.4.1. Нарушения кариотипа

1.4.2. Микроделеции Y хромосомы

1.4.3. Микроделеции генов аутосомной локализации и генов хромосомы X

1.4.4. Нарушение расхождения хромосом в мейозе

1.5. Структурно-функциональные особенности генома сперматозоида

1.5.1. Нарушение компактизации хроматина созревающего сперматозоида

1.5.2. Повреждение ДНК сперматозоида в результате действия АФК

1.5.3. Апоптоз в процессе сперматогенеза

1.5.4. Влияние фрагментации ДНК сперматозоидов на оплодотворение, качество эмбрионов и наступление беременности в программах ВРТ

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ

2.1. Материал

2.2. Методы

2.2.1. Приготовление препаратов метафазных хромосом из лимфоцитов периферической крови

2.2.2. QFH - окрашивание препаратов метафазных хромосом

2.2.3. Флуоресцентная гибридизаця in situ

2.2.4. Спермиологический анализ

2.2.5. Методика приготовления препаратов из эякулята

2.2.6. Метод TUNEL (Terminal deoxynucleotidyl transferase-mediated dUTP Nick-End Labelling)

2.2.7. Предобработка препаратов из эякулята для иммунуцитохимической детекции 5-метилцитозина и 5-гидроксиметилцитозина с помощью антител

2.2.8. Иммунуцитохимическая детекция 5МеС и 5hMeC с помощью антител на препаратах из эякулята

2.2.9. Анализ препаратов

2.2.10. Статистический анализ

3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1. Анализ кариотипа пациентов с нарушением фертильности

3.2. спермиологический анализ у пациентов с нарушением фертильности

3.2.1. Повторный спермиологический анализ у пациентов с нарушением фертильности

3.2.2. Спермиологический анализ для пациентов с аномалиями кариотипа

3.3. Оценка качества культивируемых in vitro эмбрионов и частоты появления эмбрионов с хромосомным дисбалансом у пациентов с аномалиями кариотипа

3.4. Анализ морфологии головок эякулированных сперматозоидов пациентов с нарушением фертильности

3.5. Анализ фрагментация ДНК сперматозоидов при нарушении фертильности

3.5.1. Анализ фрагментации ДНК сперматозоидов с учетом формы их головки

3.5.2. Влияние фрагментации ДНК сперматозоидов на эффективность оплодотворения и качество эмбрионов, культивируемых in vitro

3.6. Иммунодетекция 5-МеС и 5-нМеС в сперматозоидах из эякулята пациентов с нарушением фертильности

3.7. Сопоставление уровня фрагментации с уровнем гидроксилирования ДНК сперматозоидов в эякуляте пациентов с нарушением фертильности

4. ОБСУЖДЕНИЕ

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

ПРИЛОЖЕНИЕ А

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Генетические и эпигенетические особенности генома сперматозоида и их влияние на раннее эмбриональное развитие человека»

ВВЕДЕНИЕ

Нарушение сперматогенеза - одна из основных причин бесплодия, частота которого во многих странах, в том числе и в России, достигает 15% (WHO, 2010). При этом вклад мужского фактора в его этиологию составляет 50-60% (WHO, 2010).

В последние десятилетия отмечается значительное ухудшение качества эякулята (Slama et al., 2002; Cooper et al., 2010; Jorgensen et al., 2011; Rolland et al., 2013). Согласно данным Международного андрологического конгресса в большинстве случаев нарушение фертильности у мужчин сопровождается снижением показателей спермиологического анализа (Dohle et al., 2010; Jungwirth et al., 2013). Так, согласно проведенным исследованиям, среднее значение концентрации сперматозоидов в эякуляте за последние десятилетия снизилось практически в 1,5 раза (Carlsen et al., 1992; Cooper et al., 2010). В последнем руководстве Всемирной Организации Здравоохранения по исследованию и обработке эякулята человека референсные значения основных показателей спермограммы: концентрации, подвижности и морфологии сперматозоидов, существенно снижены (WHO, 2010).

К нарушению такого сложного и многоэтапного процесса, как сперматогенез, приводят как наследственные, так и экзогенные факторы. Среди наследственных факторов выделяют нарушения кариотипа, в том числе числовые и структурные аномалии. Хромосомные перестройки затрудняют расхождение хромосом в мейозе, что приводит к снижению спермопродукции, и как следствие, нарушению фертильности. В то же время у носителей структурных аномалий кариотипа повышена частота образования несбалансированных гамет, которые могут принять участие в оплодотворении, увеличивая вероятность появления эмбрионов с хромосомным дисбалансом. Поэтому своевременный анализ кариотипа позволит скорректировать стратегию преодоления бесплодия. Другой причиной снижения фертильности у мужчин являются микроделеции Y хромосомы в локусе AZF. Известно так же, что сперматогенез контролируется более 2 000 генов, мутации в которых могут приводить к нарушениям процесса на том или ином этапе. Таким образом, генетические факторы обуславливают до 10-15%, а по некоторым данным до 50%, случаев нарушения сперматогенеза (Ferlin et al., 2007; Ferlin, 2012).

Немаловажную роль в нарушении сперматогенеза играют факторы внешней среды, такие как курение, ожирение, стресс. Неблагоприятные факторы внешней среды приводят к образованию активных форм кислорода (АФК) в клетке, и, как следствие, могут быть причиной окислительного стресса. Последний, в свою очередь, напрямую связан с

процессом активного деметилирования ДНК, являющегося одним из основных эпигенетических механизмов регуляции функции генов. В процессе активного деметилирования происходит превращение 5-метилцитозина в цитозин. При этом в ходе последовательных биохимических реакций образуются кислородсодержащие производные 5-метилцитозина, в том числе 5-гидроксиметилциозин. Для изучения гидроксиметилирования ДНК разработан ряд подходов, одним из которых является иммуноцитохимическая детекция 5-гидроксиметилцитозина с помощью высокоспецифичных моноклональных антител. Использование иммуноцитохимического подхода для оценки эпигенетического статуса генома особенно целесообразно при работе с отдельными клетками, в том числе половыми.

Другой мишенью АФК является ДНК половых клеток. Действительно, показано, что в 20% случаев идиопатического бесплодия, причиной отсутствия беременности является именно нарушение целостности ДНК сперматозоидов (SCSA, 2005). Нарушение целостности ДНК сперматозоида влияет на первые деления дробления зародыша, частоту имплантации и наступления беременности (Shamsi et al., 2008). Одним из основных методов оценки фрагментации ДНК сперматозоидов является метод TUNEL (Terminal deoxynucleotidyl transferase-mediated dUTP Nick-End Labelling), или метод флуоресцентного мечения одно- и двунитевых разрывов ДНК. Нарушение целостности генома сперматозоида и его функционирования, наиболее вероятно, будут приводить к изменениям его морфологии, и, как следствие, к снижению оплодотворяющей способности и ухудшению качества эмбрионов. Таким образом, изучение корреляции морфологических характеристик сперматозоидов со структурно-функциональными и эпигенетическими особенностями их генома является актуальным. Выявление такой взаимосвязи важно для направленного отбора сперматозоидов в условиях искусственного оплодотворения и реализации программ вспомогательных репродуктивных технологий.

В связи с этим цель настоящего исследования - оценить взаимосвязь между морфо-функциональными характеристиками сперматозоидов, целостностью их ДНК и уровнем ее гидроксиметилирования, а также эффективностью оплодотворения, способностью к развитию эмбрионов, полученных от пациентов с нормальным и аберрантным кариотипами.

Задачи:

1. Провести анализ кариотипа пациентов с нарушением фертильности.

2. Провести сравнительный анализ уровня фрагментации ДНК сперматозоидов у пациентов

с различными нарушениями параметров спермограммы.

3. Проанализировать взаимосвязь между степенью фрагментации ДНК сперматозоидов и преобладанием различных форм аномалий их головок.

4. Проанализировать долю сперматозоидов с фрагментированной ДНК у пациентов с нарушениями конституционального кариотипа.

5. Сопоставить уровень фрагментации ДНК с уровнем гидроксиметилирования генома сперматозоидов у пациентов с нарушением фертильности.

6. Оценить влияние нарушения целостности ДНК сперматозоидов на эффективность оплодотворения и развитие эмбрионов, полученных с помощью вспомогательных репродуктивных технологий.

Научная новизна:

Впервые установлено, что для носителей числовых и структурных нарушений кариотипа характерно варьирование как уровня фрагментации ДНК сперматозоидов, так и параметров спермиологического анализа. Уверенно доказано, что увеличение доли сперматозоидов с фрагментированной ДНК характерно для пациентов со сниженным содержанием морфологически нормальных сперматозоидов. Кроме того, выявлен морфологический маркер нарушения целостности ДНК сперматозоидов -вакуолизированная головка. Впервые показано, что высокий уровень фрагментации ДНК соответствует высокому уровню содержания гидроксиметилированных сперматозоидов в эякуляте. Доказано, что нарушение целостности ДНК сперматозоидов не снижает эффективности оплодотворения, но приводит к нарушению развития эмбрионов при культивирования in vitro.

Теоретическая и практическая значимость:

Настоящее исследование выполнено в рамках изучения взаимоотношения генотип -фенотипа при формировании сложных признаков. Результаты настоящего исследования вносят существенный вклад в понимание взаимосвязи между морфологическими характеристиками сперматозоидов и структурно-функциональными и эпигенетическими особенностями их генома.

Понимание этой взаимосвязи позволит осуществлять направленную селекцию сперматозоидов, используемых для оплодотворения с целью повышения его эффективности и вероятности развития нормальных эмбрионов. Результаты проведенного исследования могут быть использованы для разработки алгоритма обследования пациентов с нарушением фертильности, что особенно актуально для пар, прошедших ряд неудачных попыток ЭКО.

Положения, выносимые на защиту:

1. Частота аномалий кариотипа у пациентов с нарушением фертильности, нуждающихся в применении вспомогательных репродуктивных технологий, составляет 10,78%.

2. Нарушение фертильности у мужчин в 70% случаев обусловлено снижением показателей спермиологического анализа, проведенного в соответствии с нормативами ВОЗ 2010 года, и в 95% случаев - в соответствии с нормативами ВОЗ 1999 года.

3. Увеличение доли сперматозоидов с фрагментированной ДНК характерно для пациентов со сниженным содержанием морфологически нормальных сперматозоидов в эякуляте.

4. Вакуолизированная форма головки сперматозоида является морфологическим маркером нарушения целостности его ДНК.

5. Для носителей числовых и структурных нарушений кариотипа характерен широкий диапазон варьирования как параметров спермиологического анализа, так и уровня фрагментации ДНК сперматозоидов в эякуляте.

6. Для пациентов, в эякуляте которых повышено содержание сперматозоидов с фрагментированной ДНК, характерен высокий уровень содержания 5-гидроксиметилированных сперматозоидов.

Публикации

По материалам исследования опубликовано 25 работ (5 статей и 20 тезисов конференций), в том числе 5 статей в изданиях, рекомендуемых ВАК.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 1.1. Основные этапы сперматогенеза человека

Сперматогенез - важнейший процесс репродукции человека, в ходе которого из недифференцированных половых клеток с диплоидным набором хромосом - сперматогоний, в результате одного цикла репликации и двух последовательных митотических делений образуются гаплоидные высокоспециализированные клетки - сперматозоиды.

Сперматогонии берут начало от первичных половых клеток (ППК), которые появляются на ранних этапах эмбриогенеза. Клетки, потомки которых дают начало гаметам, называются примордиальными. ППК представляют собой диплоидные клетки, способные к митотическим делениям. Согласно экспериментальным данным (Surani et al., 1986). ППК формируются в проксимальной части эпибласта (первичной эктодермы) под влиянием сигнальных молекул внеэмбриональной эктодермы - продуктов генов Втр4 и Втр8Ь. Первыми маркерными белками ППК являются трансмембранный белок fragilis и цитоплазматический белок Stella. Основным геном, с которого начинается эпигенетическое становление ППК у мышей, оказался ген Blimp 1 (B-lymphocyte maturation induced protein-1). На стадии ранней гаструлы ген Blimp 1 экспрессируется только в 4-6 клетках, которые находятся в непосредственном контакте с клетками эпибласта. Мутации в гене Blimpl ведут к остановке развития ППК. В ППК также активно экспрессируются плюрипотентные гены Sox2, Oct-4, Nanas3 и репрессированы гены семейства Нах (Haxlb, Haxla), которые определяют соматическую судьбу клеток.

Начиная со стадии гаструлы в хромосомах ППК исчезает метильная метка гистона НЗК9те2, снижаются уровни HP la в эухроматиновых и перицентромерных гетерохроматиновых районах (ст.Е9.0). Происходит снижение общего уровня метилирования ДНК, которое коррелирует с репрессией ферментов Dnmt3a и Dnmt3b (Reik et al., 2001; Surani, 2007).

Миграция ППК в область зачатка гонад, формирующихся на вентральной стороне мезонефроса, или первичной почки, происходит в основном посредством хемотаксиса. Так, на модельных объектах показано, что в миграции ППК участвуют лиганд kit (Steel, stem cell factor) и рецептор kit (KIT), а также лиганд CXCL12 и рецептор хемокинов CXCR4 (Ära et al., 2003; Molyneaux et al., 2003). В период миграции численность популяции ППК возрастает примерно от ста клеток до пяти тысяч (Афанасьев, 2002). ППК, заселившие зачатки мужских гонад, называются гоноцитами. На 18-20 неделе эмбрионального развития гоноциты прекращают митотическую активность и вступают в Go фазу клеточного цикла. Вскоре после

рождения митотически делящиеся гоноциты начинают мигрировать к базальной мембране семенных канальцев, формируя к 12 неделе после рождения пул сперматогониев, возобновляющих активные деления после наступления полового созревания (Yoshida et al. 2006). В мигрирующих к базальной мембране семенных канальцев гоноцитах под действием транскрипционный фактор SRY, ген которого экспрессируется в соматических клетках пока еще индифферентной гонады, активируется экспрессия гена белка CYP26B1, который связывается с молекулами ретиноевой кислоты. Данное взаимодействие детерминирует мигрирующий гоноцит к развитию по пути сперматогенной клетки и препятствует преждевременному вступлению гониев в мейоз. В этом процессе также принимают участие факторы FGF9 и NANOS3 (Bowles et al., 2006; Wilhelm and Koopman, 2006).

Процесс сперматогенеза человека характеризуется строгой временной и пространственной упорядоченностью. Основные этапы сперматогенеза протекают в семенных канальцах яичек, откуда потом незрелые сперматозоиды выходят в просвет канальцев и в составе секрета мигрируют в придаток яичка, где и происходит их полное дозревание.

Сперматогенный эпителий лежит на базальной мембране и включает два типа клеток: эпителиальные, играющие вспомогательную роль, и сперматогенные клетки. Эпителиальные клетки представлены клетками Сертоли, каждая из которых простирается на всю длину эпителия от базальной мембраны до просвета канальца. На боковых поверхностях клеток Сертоли имеются бухтообразные углубления, в которых размещаются развивающиеся сперматогенные клетки. Каждая клетка Сертоли контактирует с пятью другими клетками такого же типа и сразу с 40 - 50 сперматогенными клетками на разных стадиях созревания. В процессе перемещения созревающих сперматогенных клеток изменяется и морфология клеток Сертоли: меняется контур и форма, а также перемещается ядро. Такие изменения цикличны и совпадают с созреванием очередной генерации сперматогенных клеток. Поэтому цикл - это время созревания очередной генерации сперматогенных клеток.

Между клетками Сертоли существуют плотные контакты, которые создают особый гематотестикулярный барьер. Он изолирует клетки сперматогенного ряда от контакта с клетками иммунной системы и поддерживает специфическую среду для прохождения всех этапов сперматогенеза. Кроме того, клетки Сертоли фагоцитируют сперматогенные клетки, которые погибают в процессе сперматогенеза, а также цитоплазматические капельки, отшнуровывающиеся от поздних сперматид. Также клетки Сертоли секретируют в просвет канальца жидкость, в которой окажутся сперматозоиды после потери связи со сперматогенным эпителием. На поверхности клеток Сертоли расположены рецепторы фолликулостимулирующего гормона, лютеинизирующего гормона и тестостерона. Клетки

Сертоли координируют процесс развития сперматогенных клеток и их перемещение к просвету канальца, а также контролируют прохождение волны инициации сперматогенеза вдоль семенного канальца (Zini and Agarwal et al., 2011).

Сперматогонии составляют всего 0,03% от общего количества клеток сперматогенного ряда сперматогенного эпителия (Meistrich and Van Beek, 1993). Пул сперматогониев разделяют на три функционально различных типа в зависимости от морфологических характеристик их ядра: тип Ad (dark - «темный»), тип Ар (pale «светлый») и тип В (Clermont, 1966). Сперматогонии типа Ad способны к митотическому делению с образованием как двух идентичных Ad сперматогониев, так и двух идентичных Ар сперматогониев. Сперматогонии типа Ad непосредственного участия в образовании сперматозоидов не принимают. Их основной функцией является поддержание численности популяции сперматогониев. Сперматогонии типа Ар повторно делятся митотически, при этом между клонами остаются контакты, так называемые цитоплазматические мостики, и формируется плазмодиум, обеспечивающий синхронизацию последующих событий происходящих с клетками. После завершения деления эти клетки дифференцируются в сперматогонии типа В. Они в свою очередь также делятся митозом с образованием двух идентичных клеток, называемых сперматоцитами первого порядка, или сперматоцитами I.

Сразу после рождения собственно эпителиальными клетками сперматогенного эпителия - клетками Сертоли - начинают синтезироваться особые факторы, обеспечивающие поддержание сперматогоний в недифференцированном состоянии. Так, ключевыми в данном процессе являются белки GDNF (glialcellline-derived neurotrophic factor) и фактор роста фибробластов (bFGF, basic fibroblast growth factor) (Hofmann et al., 2005). Следует отметить, что мутация в гене фактора GDNF и его рецептора у самцов мыши летальна (Sanchez et al., 1996). Дифференцировка сперматогоний определяется активацией транскрипции гена клеточного рецептора c-kit (Dolci et al., 2001). Связывание лиганда, продуцируемого клетками Сертоли, с рецептором c-kit обеспечивает запуск транскрипции многих генов, в том числе тех, продукты которых обеспечивают вступление клетки в мейоз (Rossi et al., 2008).

В процессе сперматогенеза выделяют несколько последовательных этапов:

• сперматоцитогенез;

• спрематидогенез;

• спермиогенез.

В ходе первого этапа сперматогенеза - сперматоцитогенеза - происходит митотическое деление сперматогоний с образованием сперматоцитов I порядка, которые

затем вступают в первое деление мейоза, завершающееся образованием сперматоцитов II порядка.

Важным этапом, предшествующим любому клеточному делению, является возникновение тесной связи (когезии) между сестринскими хроматидами. Когезия необходима для удержания сестринских хроматид во время метафазы, а также для правильной ориентации и расхождения хромосом (Valdeolmillos et al., 2007). Когезия сестринских хроматид происходит с участием мультипротеиновых комплексов - когезинов (Гришаева с соавт., 2010). В установлении когезии участвуют белки семейства SMC (structuralmaintenanceofchromosome) (SMC3, SMC la, SMC lß) и SCC (sisterchromatidecohesion) (SCC1, SCC3) (Costa and Cooke, 2007). В профазе мейоза I белки когезии служат опорой для белков рекомбинации и белков синаптонемного комплекса (Hagstrom and Meyer, 2003).

На стадии зиготены профазы первого деления мейоза начинается конъюгация сначала на отдельных участках хромосом, а потом и по всей их длине, что приводит к образованию бивалента. Кроме двух сконъюгированных хромосом в состав бивалента входит структура синаптонемного комплекса, состоящая из трех белковых единиц: двух латеральных элементов, соединенных трансверсальными филаментами, и одного центрального. В состав латеральных элементов синаптонемного комплекса входят белки SCP2 и SCP3, трансверсальных филаментов - белок SCP1, центрального филамента - SYCE1 и SYCE2 (Hermo et al., 2010). У человека в отсутствии данных белковых продуктов нарушается формирование синаптонемного комплекса и синапсис хромосом, наблюдается блокирование сперматогенеза на стадии зиготены (Costa et al., 2005; Hamer et al., 2006; Bolcun-Filas et al., 2007). Важную роль в формировании синаптонемного комлекса также играет РНК-связывающий белок СРЕВ (Cytoplasmic polyadenylation element binding protein). У мышей Cpeb-/- наблюдается блокирование сперматогенеза на стадии пахитены (Tay and Richter, 2001).

В диплотене начинается отталкивание гомологов, становятся различимы хиазмы, свидетельствующие об обмене гомологичными участками хромосом. В местах прохождения кроссинговера локализуется белок DMC1, который также отвечает за расхождение хромосом в первом делении мейоза (Hermo et al., 2010). Вместе с белком DMC1 на каркасе синаптонемного комплекса локализован белок RAD51, участвующий в активации обменов между участками хромосом. Мыши с делецией гена данного белкового продукта гибнут на ранних этапах эмбрионального развития (Deans et al., 2000). Важным компонентом процесса рекомбинации является белок ТЕХ 15, обеспечивающий связывание белков репарации с сайтами двунитевых разрывов ДНК (Yang et al., 2008). Отсутствие белка ТЕХ 15 в половых

клетках самцов мыши приводит к накоплению двунитевых разрывов ДНК, нарушению синапсиса хромосом, кроссинговера, клеточной гибели и, как следствие, к стерильности (Hamer et al., 2008). Белок MLH1 (The MutL homologue 1) локализован в участках прохождения кроссинговера, принимает участие в репарации неправильно спаренных оснований. Нарушение функционирования гена, продуктом которого является данный белок, приводит к нарушению формирования хиазм, блокированию сперматогенеза на стадии пахитены - диплотены и отсутствию постмейотических продуктов (Hermo et al., 2010).

С начала профазы мейоза и до стадии сперматид в сперматогенных клетках выявляются белки пострепликативной репарации HR6A и HR6B, участвующие в репарации повреждений после репликации. Интересно отметить, что мыши с делецией гена белка HR6A фертильны, в то время как при делеции гена белка HR6B наблюдается гибель значительного количества клеток на постмейотических стадиях и формирование аномальных сперматозоидов (Hermo et al., 2010).

Ключевую роль в интеграции сигналов от поврежденной ДНК и их дальнейшей передаче к разнообразным эффекторам играют специфические протеинкиназы, такие как ATM (Ataxia-Telangiectasia Mutated). В ответ на возникновение двунитевых разрывов ДНК ATM активируется, фосфорилирует свои мишени, вызывая, тем самым, остановку клеточного цикла (McKinnon, 2004).

Заключительным этапом сперматогенеза является спермиогенез, длительность которого у человека в среднем составляет 21,6 дня (Iguchi et al., 2006). В процессе спермиогенеза происходит развитие структур сперматозоида: акросомы, аксонемы, хвоста и шейки, в которой уложена митохондрия (Hermo et al., 2010). Так, в формировании одной из органелл сперматозоида - акросомы, мембранного пузырька, заполненный ферментами, необходимыми для прохождения оболочек яйцеклетки при оплодотворении (Yoshinaga and Toshimori, 2003), участвует аппарат Гольджи. Для слияния синтезируемых аппаратом Гольджи акросомных гранул необходимо взаимодействие белка GRASP65 с белком Golgin-95/GM130 (Moreno et al., 2000). Важным белком является HRB, в отсутствии которого нарушается слияние акросомных гранул и происходит формирование округлой головки сперматозоида (Kang-Decker et al., 2001).В ходе спермиогенеза меняется состав прилегающей к акросоме плазматической мембраны, что способствует таксису, или направленному движению сперматозоида, обеспечивает связывание с ПМ ооцита, а также облегчает разрыв самой мембраны при проникновении сперматозоида в ооцит. Одна из двух центриолей сперматиды дает начало базальному телу жгутика, откуда формируется аксонема. Митохондрии выстраиваются по спирали вокруг проксимального отдела аксонемы. На данном этапе сперматогенеза еще идет синтез мРНК, благодаря которому

сперматозоид приобретает возможность использовать новые источники энергии: ацетилкарнитин, входящий в состав секрета придатка яичка, фруктозу, являющуюся основным компонентом секрета семенных пузырьков, а также лактат и пируват, продуцирующиеся эпителиальными клетками женских половых путей.

С момента отделения от клетки Сертоли и выхода в просвет семенного канальца поздняя сперматида называется сперматозоидом. Выход клеток в просвет семенного канатика, или спермиация, сопровождается деградацией цитоплазматических контактов между сперматозоидами.

Дозревание сперматозоида происходит и после спермиации. В придатке яичка завершается формирование акросомы и происходит приобретение подвижности сперматозоидом.

В норме за день в яичках образуется около 200 - 300 миллионов сперматозоидов (Никеп, 2004). При этом полный цикл сперматогенеза длится примерно 72-74 дня (Тиктинский, Михайличенко, 1999).

1.2. Эпигенетические механизмы регуляции экспрессии генов в сперматозоидах

В настоящее время наряду с рассмотренными выше генетическими факторами, выделяют особый класс эпигенетических изменений, привносящих заметный вклад в нарушение процесса сперматогенеза (Zamudio et al., 2008).

Эпигенетика - наука о митотически и/или мейотически наследуемых изменениях экспрессии генов или клеточного фенотипа, которые происходят без изменения последовательности нуклеотидов в цепочке ДНК (Goldberg et al., 2007).

Основные эпигенетические механизмы регуляции функционирования генома включают: метилирование цитозиновых остатков в молекуле ДНК, модификации гистоновых белков и действие малых регуляторных молекул РНК (miRNA). Данные механизмы регуляции направлены на изменение структурно-функциональных особенностей хроматина и регуляции транскрипции соответствующих генов или целых участков ДНК.

Метилирование цитозиновых остатков в молекуле ДНК - одна из наиболее хорошо изученных эпигенетических геномных модификаций. Доказано участие метилирования в регуляции экспрессии отдельных тканеспецифичных генов и генов «домашнего хозяйства», в поддержании геномной стабильности, репликации ДНК, клеточной дифференцировки,

защите генома от мобильных элементов (Паткин, 2008). Метилирование ДНК происходит посредством добавления метильной группы к 5 положению остатков цитозина в динуклеотиде 5'-CpG-3' (Nakao, 2001; Aapola et al., 2004). Метилирование осуществляется специальными белками - ДНК метилтрансферазами (DNMT): DNMT1, DNMT2, DNMT3A, DNMT3B, DNMT3L. В геноме человека метилировано 60 - 90% CpG динуклеотидов (Ng and Bird, 1999). Однако уровень метилирования неодинаков для разных стадий развития организма, тканей и участков ДНК. Так, например, показано, что ДНК, выделенная из клеток сперматогенного ряда, содержит в 8 раз больше гипометилированных районов на уникальных последовательностях генома по сравнению с ДНК соматических клеток (Oakes et al., 2007; Zamudio et al., 2008).

Другим эпигенетическим механизмом регуляции генной активности являются модификации гистоновых белков, прежде всего гистонового комплекса, образующего нуклеосому. Последовательность аминокислотных остатков в гистоновых белках характеризуется высокой консервативностью, однако сами аминокислотные остатки могут подвергаться различным пост-трансляционным модификациям, к числу которых относят ацетилирование, метилирование, фосфорилирование, убиквитинилирование, сумоилирование и рибозилирование (Bradbury, 1992). В зависимости от типа и сайта модификаций аминокислотных остатков каждая нуклеосома имеет свой так называемый «гистоновый код», регулирующий активность транскрипции и определяющий доступность ДНК для транскрипционных факторов. Как правило, метилирование аминокислотных остатков является маркером неактивного хроматина (например, метилирование гистона НЗ по 9 остатку лизина (НЗК9), в отличие от ацетилирования, служащего меткой активного хроматина (Rice and Allis, 2001). Так, например, гиперацетилирование коровых гистонов наблюдается при замене гистонов на протамины в гаплоидных сперматидах (Sonnack et al., 2002).

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Шильникова, Евгения Михайловна, 2015 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Афанасьев Ю.И. и др., Гистология, цитология и эмбриология: под ред. Афанасьева Ю.И, Юриной H.A. // Москва: Медицина. 2002. 681 с.

2. Баранов B.C., Кузнецова Т.В. Цитогенетика эмбрионального развития человека: Научно-практические аспекты / СПб: из-во H-JI. 2007. С. 640.

3. Быков B.J1. Сперматогенез у мужчин в конце XX века (обзор литературы). // Проблемы репродукции. 2000. №1. С. 6-13.

4. Гришаева Т.М., Дадашев С.Я., Богданов Ю.Ф. Анализ in silico структурной основы функциональных различий соматических и мейотических форм когезинов SCC3/SA/STAG. // Вестник ВОГиС. 2010. Т. 14. №1. С. 96-105.

5. Дыбан А.П., Баранов B.C. Цитогенетика развития млекопитающих. // М: Наука. 1976. С. 262.

6. Иващенко Т.Э, Баранов B.C. Биохимические и молекулярно-генетические основы патогенеза муковисцидоза. // СПб: Интермедика. 2002. С. 256.

7. Иващенко Т.Э. и др. Анализ мутаций у больных муковисцидозом методом полноэкзомного секвенирования гена CFTR. // Медицинская генетика. 2014. Том 13. № 3. С. 28-31.

8. Корочкин Л.И. Гены и поведение. // Соросовсий образовательный журнал. 1997. № 1. С. 15-21.

9. Корочкин Л.И. Биология индивидуального развития. // М.: Наука. 2002. С. 263.

10. Кузнецова Т.В., Родионов A.B., Яковлев А.Ф. Мейотические хромосомы эякулированных сперматоцитов быков. // Цитология. 1990. Т.32. №2. С. 181-187.

11. Кузнецова Т.В. и др. Цитогенетические методы // Медицинские лабораторные технологии: под ред. Карпищенко А.И. СПб: Интермедика. 1999.

12. Кулаков В.И., Леонова Б.В., Кузьмичева Л.Н. Лечение мужского и женского бесплодия. Вспомогательные репродуктивные технологии. // М: Медицинское информационное агентство. 2005. С. 589.

13. Курило Л.Ф. и др. Количественный кариологический анализ состава незрелых половых клеток из эякулята. // Урология и нефрология. 1993. №5. С. 45-47.

14. Курило Л.Ф., Дубинская В.П., Остроумова В.П. Оценка сперматогенеза по незрелым половым клеткам эякулята. // Проблемы репродукции. 1995. Т. 3. С. 33-38.

15. Паткин Е.Л. Эпигенетические механизмы распространенных заболеваний человека. // СПб.: Нестор-История. 2008. С. 196.

16. Прокофьева-Бельговская А.А. и др. Основы цитогенетики человека. // под ред. Прокофьевой-Бельговской А.А. // М: Медицина. 1969. С. 544.

17. Тиктинский O.JL, Михайличенко В.В. // Андрология. СПб: Медиа Пресс. 1999. С. 464.

18. Федорова И.Д. и др. // Генетика человека. 2005. Т. 41. №1. С. 1-8.

19. Чалый М. Репродуктивная функция мужчин в XXI веке. // Врач. 2009. №6. С. 6-7.

20. Черных В.Б., Курило Л.Ф., Поляков А.В. Y-хромосома, AZF-микроделеции и идиопатическое бесплодие у мужчин. // Пробл. репрод. 2001. Т. 7. №5. С. 47-58.

21. Черных В.Б. и др. Анализ микроделеций в локусе AZF у мужчин с бесплодием: совместный опыт исследований. // Медицинская генетика. 2003. Т. 2. № 8. С. 367-379.

22. Черных В.Б. AZF делеции - частая генетическая причина бесплодия у мужчин: современное состояние исследований. // Пробл. Репрод. 2009. №15(1). С. 10-5.

23. Aapola U. et al. Epigenetic modifications affect Dnmt3L expression. // Biochem. J. 2004. T. 3. №. 380. P. 705-13.

24. Abdel-Razic M.M., Abdel-Hamid I.A., ElSobky E.S. Nonmosaic 47,XYY syndrome presenting with male infertility: case series. // Andrologia. 2012. T. 44. № 3. P. 200-4.

25. Agarwal A., Allamaneni S.S.R. The effect of sperm DNA damage on assisted reproduction outcomes. A review. // Minerva Ginecol. 2004. T. 56. № 3. P. 235^45.

26. Ahmad L. et al. Effects of cryopreservation on sperm DNA integrity in normospermic and four categories of infertile males. // Syst. Biol. Reprod. Med. 2010. T. 56. № 1. P. 74-83.

27. Ahmadi A., Ng S.C. Fertilizing ability of DNA-damaged spermatozoa. // J. Exp. Zool. 1999. T. 284. № 6. P. 696-704.

28. Aitken R.J. et al. The source and significance of DNA damage in human spermatozoa; a commentary on diagnostic strategies and straw man fallacies. // Mol. Hum. Reprod. 2013. T. 19. № 8. P.475-85.

29. Andrabi S.M.H. Mammalian sperm chromatin structure and assessment of DNA fragmentation. // J. Assist. Reprod. Genet. 2007. T. 24. № 12. P. 561-9.

30. Aoki V.W., Carrell D.T. Human protamines and the developing spermatid: their structure, function, expression and relationship with male infertility. // Asian J. Androl. 2003. T. 5. № 4. P. 31524.

31. Aoki V.W., Emery B.R., Carrell D.T. Global sperm deoxyribonucleic acid methylation is unaffected in protamine-deficient infertile males. // Fertil. Steril. 2006. T. 86. № 5. P. 1541-3.

32. Ara T. et al. Impaired colonization of the gonads by primordial germ cells in mice lacking a chemokine, stromal cell-derived factor-1 (SDF-1). // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2003. T. 100. № 9. P. 5319-23.

33. Ashley T. G-band position effects on meiotic synapsis and crossing over. // Genetics. 1988. T. 118. №2. P. 307-17.

34. Bakos H.W. et al. Sperm DNA damage is associated with assisted reproductive technology pregnancy. // Int. J. Androl. 2008. T. 31. № 5. P. 518-26.

35. Baltaci V. et al. Relationship between embryo quality and aneuploidies. // Reprod. Biomed. Online. 2006. T. 12. № 1. P. 77-82.

36. Barratt C.L.R., Jonge C.J. De. Clinical relevance of sperm DNA assessment: an update. // Fertil. Steril. 2010. T. 94. № 6. P. 1958-9.

37. Bartoov B. et al. Pregnancy rates are higher with intracytoplasmic morphologically selected sperm injection than with conventional intracytoplasmic injection. // Fertil. Steril. 2003. T. 80. № 6. P. 1413-9.

38. Bench G.S. et al. DNA and total protamine masses in individual sperm from fertile mammalian subjects. // Cytometry. 1996. T. 23. № 4. P. 263-71.

39. Benchaib M. et al. Influence of global sperm DNA methylation on IVF results. // Hum. Reprod. 2005. T. 20. № 3. P. 768-73.

40. Bernardini L. et al. Comparison of gonosomal aneuploidy in spermatozoa of normal fertile men and those with severe male factor detected by in-situ hybridization. // Mol. Hum. Reprod. 1997. T. 3. №5. P. 431-8.

41. Bernardini L. et al. Study of aneuploidy in normal and abnormal germ cells from semen of fertile and infertile men. // Hum. Reprod. 1998. T. 13. № 12. P. 3406-13.

42. Blanco J., Egozcue J., Vidal F. Meiotic behaviour of the sex chromosomes in three patients with sex chromosome anomalies (47,XXY, mosaic 46,XY/47,XXY and 47,XYY) assessed by fluorescence in-situ hybridization. // Hum. Reprod. 2001. T. 16. № 5. P. 887-92.

43. Boitrelle F. et al. A predictive score for testicular sperm extraction quality and surgical ICSI outcome in non-obstructive azoospermia: a retrospective study. // Hum. Reprod. 2011. T. 26. № 12. P. 3215-21.

44. Bolcun-Filas E. et al. SYCE2 is required for synaptonemal complex assembly, double strand break repair, and homologous recombination. // J. Cell Biol. 2007. T. 176. № 6. P. 741-7.

45. Bourc'his D., Bestor T.H. Meiotic catastrophe and retrotransposon reactivation in male germ cells lacking Dnmt3L. // Nature. 2004. T. 431. № 7004. P. 96-9.

46. Bowles J. et al. Retinoid signaling determines germ cell fate in mice. // Science. 2006. T. 312. № 5773. P. 596-600.

47. Bradbury E.M. Reversible histone modifications and the chromosome cell cycle. // Bioessays. 1992. T. 14. № 1. p. 9-16.

48. Braude P., Bolton V., Moore S. Human gene expression first occurs between the four- and eight-cell stages of preimplantation development. // Nature. 1988. T. 332. № 6163. P. 459-61.

49. Buckton K.E. et al. Forty four probands with an additional "marker" chromosome. // Hum. Genet. 1985. T. 69. № 4. P. 353-70.

50. Bungum M. et al. Sperm DNA integrity assessment in prediction of assisted reproduction technology outcome. // Hum. Reprod. 2007. T. 22. № 1. P. 174-9.

51. Burgoyne P.S. Evidence for an association between univalent Y chromosomes and spermatoycte loss in XYY mice and men. // Cytogenet. Cell Genet. 1979. T. 23. № 1-2. P. 84-9.

52. Burns T.P., Guo W., McCabe E.R. The gene responsible for adrenal hypoplasia congenita, DAX-1, encodes a nuclear hormone receptor that defines a new class within the superfamily. // Recent Prog. Horm. Res. 1996. T. 51. P. 241-59; discussion 259-60.

53. Carlsen E. et al. Evidence for decreasing quality of semen during past 50 years. // BMJ. 1992. T. 305. № 6854. P. 609-13.

54. Carrell D.T. Epigenetics of the male gamete. // Fértil. Steril. 2012. T. 97. № 2. P. 267-74.

55. Carrell D.T., Emery B.R., Hammoud S. Altered protamine expression and diminished spermatogenesis: what is the link? // Hum. Reprod. Update. 2007. T. 13. № 3. P. 313-27.

56. Carrell D.T., Emery B.R., Hammoud S. The aetiology of sperm protamine abnormalities and their potential impact on the sperm epigenome. // Int. J. Androl. 2008. T. 31. № 6. P. 537-45.

57. Carrell D.T., Hammoud S.S. The human sperm epigenome and its potential role in embryonic development. // Mol. Hum. Reprod. 2010. T. 16. № 1. P. 37-47.

58. Chai N.N., Salido E.C., Yen P.H. Multiple functional copies of the RBM gene family, a spermatogenesis candidate on the human Y chromosome. // Genomics. 1997. T. 45. № 2. P. 355-61.

59. Chantot-Bastaraud S., Ravel C., Siffroi J.P. Underlying karyotype abnormalities in IVF/ICSI patients. // Reprod. Biomed. Online. 2008. T. 16. № 4. P. 514-22.

60. Chemes E.H., Rawe Y.V. Sperm pathology: a step beyond descriptive morphology. Origin, characterization and fertility potential of abnormal sperm phenotypes in infertile men. // Hum. Reprod. Update. 2003. T. 9. № 5. P. 405-28.

61. Chillón M. et al. Mutations in the cystic fibrosis gene in patients with congenital absence of the vas deferens. // N. Engl. J. Med. 1995. T. 332. № 22. P. 1475-80.

62. Cho Y.S. et al. The relative levels of translin-associated factor X (TRAX) and testis brain RNA-binding protein determine their nucleocytoplasmic distribution in male germ cells. // J. Biol. Chem. 2004. T. 279. № 30. P. 31514-23.

63. Chopade S. Impact of Chromosomal Heteromorphisms on Recurrent Miscarriages // Hum. Genet. Embryol. 2012. T. 02. № 01.

64. Christensen G.L. et al. Screening the SP011 and EIF5A2 genes in a population of infertile men. // Fertil. Steril. 2005. T. 84. № 3. P. 758-60.

65. Clermont Y. Renewal of spermatogonia in man. // Am. J. Anat. 1966. T. 118. № 2. P. 509-24.

66. Cooper T.G. et al. World Health Organization reference values for human semen characteristics. // Hum. Reprod. Update. 2010. T. 16. № 3. P. 231^15.

67. Costa Y. et al. Two novel proteins recruited by synaptonemal complex protein 1 (SYCP1) are at the centre of meiosis. // J. Cell Sei. 2005. T. 118. № Pt 12. P. 2755-62.

68. Costa Y., Cooke H.J. Dissecting the mammalian synaptonemal complex using targeted mutations. // Chromosome Res. 2007. T. 15. № 5. P. 579-89.

69. Deans B. et al. Xrcc2 is required for genetic stability, embryonic neurogenesis and viability in mice. // EMBO J. 2000. T. 19. № 24. P. 6675-85.

70. De Braekeleer M., Perrin A., Morel F. Chromosomal abnormalities in male infertility. // Cytogenetics and Infertility: ed. De Braekeleer M. // India. Transworld Research Network. 2006. P. 27-52.

71. Deininger P.L. et al. Mobile elements and mammalian genome evolution. // Curr. Opin. Genet. Dev. 2003. T. 13. № 6. P. 651-8.

72. Delbridge M.L. et al. The candidate spermatogenesis gene RBMY has a homologue on the human X chromosome. // Nat. Genet. 1999. T. 22. № 3. P. 223^1.

73. Dohle G. et al. Guidelines on Male Infertility. // European Association of Urology. 2010.

74. Dolci S. et al. Signaling through extracellular signal-regulated kinase is required for spermatogonial proliferative response to stem cell factor. // J. Biol. Chem. 2001. T. 276. № 43. P. 40225-33.

75. Donat R. et al. The incidence of cystic fibrosis gene mutations in patients with congenital bilateral absence of the vas deferens in Scotland. // Br. J. Urol. 1997. T. 79. № 1. P. 74-7.

76. Doshi T. et al. Hypermethylation of estrogen receptor promoter region in adult testis of rats exposed neonatally to bisphenol A. // Toxicology. 2011. T. 289. № 2-3. P. 74-82.

77. Duran E.H. et al. Sperm DNA quality predicts intrauterine insemination outcome: a prospective cohort study. // Hum. Reprod. 2002. T. 17. № 12. P. 3122-8.

78. Eberhart C.G., Maines J.Z., Wasserman S.A. Meiotic cell cycle requirement for a fly homologue of human Deleted in Azoospermia. // Nature. 1996. T. 381. № 6585. P. 783-5.

79. Efthymiadou A., Stefanou E.G., Chrysis D. 45,X/46,XY mosaicism: a cause of short stature in males. // Hormones (Athens). 2012. T. 11. № 4. P. 501-4.

80. Egozcue S. et al. Human male infertility: chromosome anomalies, meiotic disorders, abnormal spermatozoa and recurrent abortion. // Hum. Reprod. Update. 2000. T. 6. № 1. P. 93-105.

81. Erenpreiss J. et al. Comparative study of cytochemical tests for sperm chromatin integrity. // J. Androl. 2001. T. 22. № 1. P. 45-53.

82. Evans E.P. et al. XY spermatocytes in an XYY male. // Lancet. 1970. T. 1. № 7649. P. 719-20.

83. Evenson D.P., Larson K.L., Jost L.K. Sperm chromatin structure assay: its clinical use for detecting sperm DNA fragmentation in male infertility and comparisons with other techniques. // J. Androl. 2002. T. 23. № 1. P. 25-43.

84. Fekonja N. et al. Clinical and structural features of sperm head vacuoles in men included in the in vitro fertilization programme. // Biomed Res. Int. 2014. T. 2014. P. 927841.

85. Ferlin A. et al. Male infertility: role of genetic background. // Reprod. Biomed. Online. 2007. T. 14. № 6. P. 734-45.

86. Ferlin A. New genetic markers for male fertility. // Asian J. Androl. 2012. T. 14. № 6. P. 807-8.

87. Ferlin A., Arredi B., Foresta C. Genetic causes of male infertility. // Reprod. Toxicol. 2006. T. 22. №2. P. 133^1.

88. Fernandez-Capetillo O. et al. H2AX is required for chromatin remodeling and inactivation of sex chromosomes in male mouse meiosis. // Dev. Cell. 2003. T. 4. № 4. P. 497-508.

89. Foresta C., Ferlin A., Moro E. Deletion and expression analysis of AZFa genes on the human Y chromosome revealed a major role for DBY in male infertility. // Hum. Mol. Genet. 2000. T. 9. № 8. P.1161-9.

90. Foss G.L., Lewis F.J. A study of four cases with Klinefelter's syndrome, showing motile spermatozoa in their ejaculates. // J. Reprod. Fertil. 1971. T. 25. № 3. P. 401-8.

91. Gan H. et al. Dynamics of 5-hydroxymethylcytosine during mouse spermatogenesis. // Nat Commun. 2013. V. 4. P. 1995.

92. Gandini L. et al. Study of apoptotic DNA fragmentation in human spermatozoa. // Hum. Reprod. 2000. T. 15. №4. P. 830-9.

93. Gandini L. et al. Full-term pregnancies achieved with ICSI despite high levels of sperm chromatin damage. // Hum. Reprod. 2004. T. 19. № 6. P. 1409-17.

94. Garcia-Peiro A. et al. Dynamics of sperm DNA fragmentation in patients carrying structurally rearranged chromosomes. // Int. J. Androl. 2011. T. 34. № 6 Pt 2. P. e546-53.

95. Gardner D.K., Schoolcraft W.B. Culture and transfer of human blastocysts. // Curr. Opin. Obstet. Gynecol. 1999. T. 11. № 3. P. 307-11.

96. Gatimel N. et al. Sperm cephalic vacuoles: new arguments for their non acrosomal origin in two cases of total globozoospermia. // Andrology. 2013. T. 1. № 1. P. 52-6.

97. Georgiou I. et al. Genetic and epigenetic risks of intracytoplasmic sperm injection method. // Asian J. Androl. 2006. T. 8. № 6. P. 643-73.

98. Gharagozloo P., Aitken R.J. The role of sperm oxidative stress in male infertility and the significance of oral antioxidant therapy. // Hum. Reprod. 2011. T. 26. № 7. P. 1628-40.

99. Glaser S. et al. The histone 3 lysine 4 methyltransferase, M112, is only required briefly in development and spermatogenesis. // Epigenetics Chromatin. 2009. T. 2. № 1. P. 5.

100. Goldberg A.D., Allis C.D., Bernstein E. Epigenetics: a landscape takes shape. // Cell. 2007. T. 128. № 4. P. 635-8.

101. Greco E. et al. Reduction of the incidence of sperm DNA fragmentation by oral antioxidant treatment. // J. Androl. 2005. T. 26. № 3. P. 349-53.

102. Guttenbach M., Engel W., Schmid M. Analysis of structural and numerical chromosome abnormalities in sperm of normal men and carriers of constitutional chromosome aberrations. A review. // Hum. Genet. 1997. T. 100. № 1. P. 1-21.

103. Guzick D.S. et al. Sperm morphology, motility, and concentration in fertile and infertile men. // N. Engl. J. Med. 2001. T. 345. № 19. P. 1388-93.

104. Habermann B. et al. DAZ (Deleted in Azoospermia) genes encode proteins located in human late spermatids and in sperm tails. // Hum. Reprod. 1998. T. 13. № 2. P. 363-9.

105. Hagstrom K.A., Meyer B.J. Condensin and cohesin: more than chromosome compactor and glue. // Nat. Rev. Genet. 2003. T. 4. № 7. P. 520-34.

106. Hamer G. et al. Characterization of a novel meiosis-specific protein within the central element of the synaptonemal complex. // J. Cell Sci. 2006. T. 119. № Pt 19. P. 4025-32.

107. Hamer G. et al. Disruption of pairing and synapsis of chromosomes causes stage-specific apoptosis of male meiotic cells. // Theriogenology. 2008. T. 69. № 3. P. 333-9.

108. Hammoud A.O. et al. Updates on the relation of weight excess and reproductive function in men: sleep apnea as a new area of interest. // Asian J. Androl. 2012. T. 14. № l.P. 77-81.

109. Hammoud S.S. et al. Alterations in sperm DNA methylation patterns at imprinted loci in two classes of infertility. // Fertil. Steril. 2010. T. 94. № 5. P. 1728-33.

110. Hann M.C., Lau P.E., Tempest H.G. Meiotic recombination and male infertility: from basic science to clinical reality? // Asian J. Androl. 2011. T. 13. № 2. P. 212-8.

111. Hata K. et al. Meiotic and epigenetic aberrations in Dnmt3L-deficient male germ cells. // Mol. Reprod. Dev. 2006. T. 73. № 1. P. 116-22.

112. Henkel R. et al. DNA fragmentation of spermatozoa and assisted reproduction technology. // Reprod. Biomed. Online. 2003. T. 7. № 4. P. 477-84.

113. Henkel R. et al. Influence of deoxyribonucleic acid damage on fertilization and pregnancy. // Fertil. Steril. 2004. T. 81. № 4. P. 965-72.

114. Hermo L. et al. Surfing the wave, cycle, life history, and genes/proteins expressed by testicular germ cells. Part 1: background to spermatogenesis, spermatogonia, and spermatocytes. // Microsc. Res. Tech. 2010. T. 73. № 4. P. 241-78.

115. Hofmann MC, Dym M. Long-term cultures of mammalian spermatogonia. // Sertoli cell biology: ed. Skinner M.K., Griswold M.D. // London: Elsevier Academic Press. 2005. P. 449-470.

116. Host E., Lindenberg S., Smidt-Jensen S. The role of DNA strand breaks in human spermatozoa used for IVF and ICSI. // Acta Obstet. Gynecol. Scand. 2000. T. 79. № 7. P. 559-63.

117. Huang C.-C. et al. Sperm DNA fragmentation negatively correlates with velocity and fertilization rates but might not affect pregnancy rates. // Fértil. Steril. 2005. Т. 84. № 1. P. 130-40.

118. Huleyuk N. et al. Complex cytogenetic and molecular-genetic analysis of males with spermatogenesis failure // Cytol. Genet. 2010. T. 44. № 6. P. 370-375.

119. Hultén M., Baker H., Tankimanova M. Encyclopedia of Genetics, Genomics, Proteomics and Bioinformatics / под ред. L.B. Jorde et al. Chichester: John Wiley & Sons, Ltd, 2004.

120. Hultén M.A. et al. On the origin of trisomy 21 Down syndrome. // Mol. Cytogenet. 2008. T. 1. № 1. P. 21.

121. Huynh Т., Mollard R., Trounson A. Selected genetic factors associated with male infertility. // Hum. Reprod. Update. 2002. T. 8. № 2. P. 183-198.

122. Iguchi N. et al. An SNP in protamine 1: a possible genetic cause of male infertility? // J. Med. Genet. 2006. T. 43. № 4. P. 382-4.

123. ISCN. An International System for Human Cytogenetic Nomenclature. // ed. Shaffer L. G., Slovak M. L., Campbell L.J.// Basel: Karger. 2009. P. 138.

124. Ito S. et al. Role of Tet proteins in 5mC to 5hmC conversion, ES-cell self-renewal and inner cell mass specification. // Nature. 2010. T. 466. № 7310. P. 1129-33.

125. Jäger R.J. et al. A human XY female with a frame shift mutation in the candidate testis-determining gene SRY. //Nature. 1990. T. 348. № 6300. P. 452^1.

126. Jalbert P., Sele B. Factors predisposing to adjacent 2 and 3:1 disjunctions: study of 161 human reciprocal translocations. // J. Med. Genet. 1979. T. 16. № 6. P. 467-78.

127. Johannisson R. et al. Down's syndrome in the male. Reproductive pathology and meiotic studies. // Hum. Genet. 1983. T. 63. № 2. P. 132-8.

128. Jones J.M. et al. The RAG1 V(D)J recombinase/ubiquitin ligase promotes ubiquitylation of acetylated, phosphorylated histone 3.3. // Immunol. Lett. 2011. T. 136. № 2. P. 156-62.

129. Jonge C.J. De, Barratt C.L.R. The future of reproductive cellular engineering in male infertility. // Urol. Clin. North Am. 2002. T. 29. № 4. P. 809-15.

130. Jorgensen N. et al. Regional differences in semen quality in Europe. // Hum. Reprod. 2001. T. 16. № 5. P. 1012-9.

131. Jargensen N. et al. Coordinated European investigations of semen quality: results from studies of Scandinavian young men is a matter of concern. // Int. J. Androl. 2006. T. 29. № 1. P. 54-61; discussion 105-8.

132. Jorgensen N. et al. Recent adverse trends in semen quality and testis cancer incidence among Finnish men. // Int. J. Androl. 2011. T. 34. № 4 Pt 2. P. e37-48.

133. Jungwirth et al. Guidelines of Male Infertility. // European Association of Urology. 2013

134. Kane D.J. et al. Bcl-2 inhibition of neural death: decreased generation of reactive oxygen species. // Science. 1993. T. 262. № 5137. P. 1274-7.

135. Kang-Decker N. et al. Lack of acrosome formation in Hrb-deficient mice. // Science. 2001. T. 294. №5546. P. 1531-3.

136. Kato Y. et al. Role of the Dnmt3 family in de novo methylation of imprinted and repetitive sequences during male germ cell development in the mouse. // Hum. Mol. Genet. 2007. T. 16. № 19. P. 2272-80.

137. Kent-First M. et al. Defining regions of the Y-chromosome responsible for male infertility and identification of a fourth AZF region (AZFd) by Y-chromosome microdeletion detection. // Mol. Reprod. Dev. 1999. T. 53. № 1. P. 27-41.

138. Kjessler B. Karyotype, meiosis and spermatogenesis in a sample of men attending an infertility clinic. // Monogr. Hum. Genet. 1966. T. 2. P. 1-93.

139. Kobayashi H. et al. Aberrant DNA methylation of imprinted loci in sperm from oligospermic patients. // Hum. Mol. Genet. 2007. T. 16. № 21. P. 2542-51.

140. Koopman P. et al. Male development of chromosomally female mice transgenic for Sry. // Nature. 1991. T. 351. №6322. P. 117-21.

141. Krausz C., Forti G. Clinical aspects of male infertility. // Results Probl. Cell Differ. 2000. T. 28. P. 1-21.

142. Kruger T.F. et al. Sperm morphologic features as a prognostic factor in in vitro fertilization. // Fertil. Steril. 1986. T. 46. № 6. P. 1118-23.

143. Kumar S. et al. Roles, and establishment, maintenance and erasing of the epigenetic cytosine methylation marks in plants // J. Genet. 2013. T. 92. № 3. P. 629-666.

144. Lahdetie J. et al. Incidence of aneuploid spermatozoa among infertile men studied by multicolor fluorescence in situ hybridization. // Am. J. Med. Genet. 1997. T. 71. № 1. P. 115-21.

145. Lahn B.T., Page D.C. Functional coherence of the human Y chromosome. // Science. 1997. T. 278. № 5338. P. 675-80.

146. Lamb J.C., Kato A., Birchler J.A. Sequences associated with A chromosome centromeres are present throughout the maize B chromosome. // Chromosoma. 2005. T. 113. № 7. P. 337^49.

147. Laurie D.A., Hulten M.A. Further studies on chiasma distribution and interference in the human male. // Ann. Hum. Genet. 1985. T. 49. № Pt 3. P. 203-14.

148. Lee J.D., Kamiguchi Y., Yanagimachi R. Analysis of chromosome constitution of human spermatozoa with normal and aberrant head morphologies after injection into mouse oocytes. // Hum. Reprod. 1996. T. 11. № 9. P. 1942-6.

149. Lewis S.E.M. Is sperm evaluation useful in predicting human fertility? // Reproduction. 2007. T. 134. № l.P. 31^10.

150. Lewis S.E.M., Agbaje I., Alvarez J. Sperm DNA tests as useful adjuncts to semen analysis. // Syst. Biol. Reprod. Med. 2008. T. 54. № 3. P. 111-25.

151. Lewis-Jones I. et al. Sperm chromosomal abnormalities are linked to sperm morphologic deformities. // Fertil. Steril. 2003. T. 79. № 1. P. 212-5.

152. Liehr T., Claussen U., Starke H. Small supernumerary marker chromosomes (sSMC) in humans. // Cytogenet. Genome Res. 2004. T. 107. № 1-2. P. 55-67.

153. Liehr T., Weise A. Frequency of small supernumerary marker chromosomes in prenatal, newborn, developmentally retarded and infertility diagnostics. // Int. J. Mol. Med. 2007. T. 19. № 5. P. 719-31.

154. Liu N. et al. The microRNA miR-34 modulates ageing and neurodegeneration in Drosophila. // Nature. 2012. T. 482. № 7386. P. 519-23.

155. Luciani J.M. et al. Presumptive fluorescent evidence for spermatocyte with X+Y+Y diakinetic univalents in an XYY male. // Clin. Genet. 1973. T. 4. № 5. P. 415-6.

156. Machev N., Gosset P., Viville S. Chromosome abnormalities in sperm from infertile men with normal somatic karyotypes: teratozoospermia. // Cytogenet. Genome Res. 2005. T. 111. № 3-4. C. 352-7.

157. Maduro M.R. et al. Genes and male infertility: what can go wrong? // J. Androl. 2003. T. 24. № 4. P. 485-93.

158. Maiburg M., Repping S., Giltay J. The genetic origin of Klinefelter syndrome and its effect on spermatogenesis. // Fertil. Steril. 2012. T. 98. № 2. P. 253-60.

159. Martin R.H. et al. A comparison of the frequency and type of chromosomal abnormalities in human sperm after different sperm capacitation conditions. // Biol. Reprod. 1992. T. 47. № 2. P. 26870.

160. Martin R.H. Mechanisms of nondisjunction in human spermatogenesis. // Cytogenet. Genome Res. 2005. T. 111. № 3-4. P. 245-9.

161. Martin R.H. Meiotic chromosome abnormalities in human spermatogenesis. // Reprod. Toxicol. 2006. T. 22. № 2. P. 142-7.

162. Martin R.H. Analysis of human sperm chromosome complements from a male heterozygous for a reciprocal translocation t(l l;22)(q23;ql 1) // Clin. Genet. 2008. T. 25. № 4. P. 357-361.

163. Martin R.H., Rademaker A. The frequency of aneuploidy among individual chromosomes in 6,821 human sperm chromosome complements. // Cytogenet. Cell Genet. 1990. T. 53. № 2-3. P. 1037.

164. McKinnon P.J. ATM and ataxia telangiectasia. // EMBO Rep. 2004. T. 5. № 8. P. 772-6.

165. McPherson S., Longo F.J. Chromatin structure-function alterations during mammalian spermatogenesis: DNA nicking and repair in elongating spermatids. // Eur. J. Histochem. 1993. T. 37. № 2. P. 109-28.

166. Melnyk J. et al. Failure of transmission of the extra chromosome in subjects with 47,XYY karyotype. // Lancet. 1969. T. 2. № 7624. P. 797-8.

167. Meistrich, M.L., van Beek, M.E.. Spermatogonial stem cells. // In Cell and molecular biology of the testis: ed. Desjardins C. and Ewing L.L. // NY: Oxford University Press. 1993. P. 266-295.

168. Menezo Y., Dale B., Cohen M. DNA damage and repair in human oocytes and embryos: a review. // Zygote. 2010. T. 18. № 4. P. 357-65.

169. Menkveld R. et al. Semen parameters, including WHO and strict criteria morphology, in a fertile and subfertile population: an effort towards standardization of in-vivo thresholds. // Hum. Reprod. 2001. T. 16. № 6. P. 1165-71.

170. Merwe F.H. van der et al. The use of semen parameters to identify the subfertile male in the general population. // Gynecol. Obstet. Invest. 2005. T. 59. № 2. P. 86-91.

171. Meschede D. et al. Familial pericentric inversion of chromosome 1 (p34q23) and male infertility with stage specific spermatogenic arrest. // J. Med. Genet. 1994. T. 31. № 7. P. 573-5.

172. Miharu N., Best R.G., Young S.R. Numerical chromosome abnormalities in spermatozoa of fertile and infertile men detected by fluorescence in situ hybridization. // Hum. Genet. 1994. T. 93. № 5. P. 502-6.

173. Milazzo J.P. et al. Chromosome constitution and apoptosis of immature germ cells present in sperm of two 47,XYY infertile males. // Hum. Reprod. 2006. T. 21. № 7. P. 1749-58.

174. Milligan C.E., Schwartz L.M. Programmed cell death during animal development. // Br. Med. Bull. 1997. T. 53. № 3. P. 570-90.

175. Molyneaux K.A. et al. The chemokine SDF1/CXCL12 and its receptor CXCR4 regulate mouse germ cell migration and survival. // Development. 2003. T. 130. № 18. P. 4279-86.

176. Morel F. et al. Meiotic segregation analysis in spermatozoa of pericentric inversion carriers using fluorescence in-situ hybridization. // Hum. Reprod. 2007. T. 22. № l.P. 136—41.

177. Moreno R.D. et al. Vesicular traffic and golgi apparatus dynamics during mammalian spermatogenesis: implications for acrosome architecture. // Biol. Reprod. 2000. T. 63. № 1. P. 89-98.

178. Morris J.K. et al. Is the prevalence of Klinefelter syndrome increasing? // Eur. J. Hum. Genet. 2008. T. 16. № 2. P. 163-70.

179. Morton N.E. Parameters of the human genome // Proc. Nadl. Acad. Sci. USA. 1991. T. 88. № September 1991. P. 7474-7476.

180. Mroz K., Hassold T.J., Hunt P.A. Meiotic aneuploidy in the XXY mouse: evidence that a compromised testicular environment increases the incidence of meiotic errors. // Hum. Reprod. 1999. T. 14. №5. P. 1151-6.

181. Muratori M. et al. Origin and biological significance of DNA fragmentation in human spermatozoa. // Front. Biosci. 2006. T. 11. P. 1491-9.

182. Muriel L. et al. Increased aneuploidy rate in sperm with fragmented DNA as determined by the sperm chromatin dispersion (SCD) test and FISH analysis. // J. Androl. 2007. T. 28. № 1. P. 38-49.

183. Nakao M. Epigenetics: interaction of DNA methylation and chromatin. // Gene. 2001. T. 278. № 1-2. P. 25-31.

184. Namekawa S.H. et al. Postmeiotic sex chromatin in the male germline of mice. // Curr. Biol. 2006. T. 16. № 7. P. 660-7.

185. Negoescu A. et al. In situ apoptotic cell labeling by the TUNEL method: improvement and evaluation on cell preparations. // J. Histochem. Cytochem. 1996. T. 44. № 9. P. 959-68.

186. Ng H.H., Bird A. DNA methylation and chromatin modification. // Curr. Opin. Genet. Dev. 1999. T. 9. №2. P. 158-63.

187. Nguyen H.T. et al. Gain of 20ql 1.21 in human embryonic stem cells improves cell survival by increased expression of Bcl-xL. // Mol. Hum. Reprod. 2014. T. 20. № 2. P. 168-77.

188. Niemann R. Klinefelter syndrome: the commonest form of hypogonadism, but often overlooked or untreated. Cardiological disorders. // Dtsch. Arztebl. Int. 2013. T. 110. № 40. P. 675.

189. Nishikawa N. et al. Sex chromosomal analysis of spermatozoa from infertile men using fluorescence in situ hybridization. // J. Assist. Reprod. Genet. 2000. T. 17. № 2. P. 97-102.

190. Oakes C.C. et al. Developmental acquisition of genome-wide DNA methylation occurs prior to meiosis in male germ cells. // Dev. Biol. 2007. T. 307. № 2. P. 368-79.

191. Oates R.D. et al. Clinical characterization of 42 oligospermic or azoospermic men with microdeletion of the AZFc region of the Y chromosome, and of 18 children conceived via ICSI. // Hum. Reprod. 2002. T. 17. № 11. P. 2813-24.

192. Ogur G. et al. Chromosomal segregation in spermatozoa of 14 Robertsonian translocation carriers. // Mol. Hum. Reprod. 2006. T. 12. № 3. P. 209-15.

193. Olson S.D., Magenis R.E. Preferential paternal origin of de novo structural chromosome rearrangements. // The cytogenetics of mammalian autosomal rearrangements: ed. Daniel A. // NY: Alan R Liss. 1988. P. 583-599.

194. Palermo G. et al. Pregnancies after intracytoplasmic injection of single spermatozoon into an oocyte. //Lancet. 1992. T. 340. № 8810. P. 17-8.

195. Payne J.F. et al. Redefining the relationship between sperm deoxyribonucleic acid fragmentation as measured by the sperm chromatin structure assay and outcomes of assisted reproductive techniques. // Fertil. Steril. 2005. T. 84. № 2. P. 356-64.

196. Peer S. et al. Is fine morphology of the human sperm nuclei affected by in vitro incubation at 37 degrees C? // Fertil. Steril. 2007. T. 88. № 6. P. 1589-94.

197. Pentikainen V., Erkkila K., Dunkel L. Fas regulates germ cell apoptosis in the human testis in vitro. // Am. J. Physiol. 1999. T. 276. № 2 Pt 1. P. E310-6.

198. Perrin A. et al. Molecular cytogenetic and genetic aspects of globozoospermia: a review. // Andrologia. 2013. T. 45. № 1. P. 1-9.

199. Peters A.H. et al. Loss of the Suv39h histone methyltransferases impairs mammalian heterochromatin and genome stability. // Cell. 2001. T. 107. № 3. P. 323-37.

200. Pradhan, A. K., Fisher, D. L., Pollatsek, A. Risk Perception Training for Novice Drivers: Evaluating Duration of Effects on a Driving Simulator. // Transportation Research Record. 2006. P. 58-64.

201. Pylyp L.Y. et al. Chromosomal abnormalities in patients with oligozoospermia and nonobstructive azoospermia. // J. Assist. Reprod. Genet. 2013. T. 30. № 5. P. 729-32.

202. Reijo R. et al. Diverse spermatogenic defects in humans caused by Y chromosome deletions encompassing a novel RNA-binding protein gene. // Nat. Genet. 1995. T. 10. № 4. P. 383-93.

203. Reik W., Dean W., Walter J. Epigenetic reprogramming in mammalian development. // Science. 2001. T. 293. № 5532. P. 1089-93.

204. Rhemrev J.P. et al. Quantification of the nonenzymatic fast and slow TRAP in a postaddition assay in human seminal plasma and the antioxidant contributions of various seminal compounds. // J. Androl. 2000. T. 21. № 6. P. 913-20.

205. Rice J.C., Allis C.D. Histone methylation versus histone acetylation: new insights into epigenetic regulation. // Curr. Opin. Cell Biol. 2001. T. 13. № 3. P. 263-73.

206. Rives N. et al. Relationship between clinical phenotype, semen parameters and aneuploidy frequency in sperm nuclei of 50 infertile males. // Hum. Genet. 1999. T. 105. № 3. P. 266-72.

207. Roeder G.S., Bailis J.M. The pachytene checkpoint. // Trends Genet. 2000. T. 16. № 9. P. 395403.

208. Rolland M. et al. Decline in semen concentration and morphology in a sample of 26,609 men close to general population between 1989 and 2005 in France. // Hum. Reprod. 2013. T. 28. № 2. P. 462-70.

209. Rossi P. et al. Transcriptome analysis of differentiating spermatogonia stimulated with kit ligand. // Gene Expr. Patterns. 2008. T. 8. № 2. P. 58-70.

210. Sahin F.I. et al. Chromosome heteromorphisms: an impact on infertility. // J. Assist. Reprod. Genet. 2008. T. 25. № 5. P. 191-5.

211. Sakkas D., Alvarez J.G. Sperm DNA fragmentation: mechanisms of origin, impact on reproductive outcome, and analysis. // Fertil. Steril. 2010. T. 93. № 4. P. 1027-36.

212. Sánchez M.P. et al. Renal agenesis and the absence of enteric neurons in mice lacking GDNF. // Nature. 1996. T. 382. № 6586. P. 70-3.

213. Sarrate Z. et al. FISH studies of chromosome abnormalities in germ cells and its relevance in reproductive counseling. // Asian J. Androl. 2005. T. 7. № 3. P. 227-36.

214. Sciurano R.B. et al. Focal spermatogenesis originates in euploid germ cells in classical Klinefelter patients. // Hum. Reprod. 2009. T. 24. № 9. P. 2353-60.

215. SCSA Diagnostic Business Briefing. Sperm DNA Fragmentation. The role of the Urologist. // Male Infertility. 2005.

216. Seli E. et al. Extent of nuclear DNA damage in ejaculated spermatozoa impacts on blastocyst development after in vitro fertilization. // Fertil. Steril. 2004. T. 82. № 2. P. 378-83.

217. Shah K. et al. The genetic basis of infertility. // Reproduction. 2003. T. 126. № 1. P. 13-25.

218. Shamsi M.B., Kumar R., Dada R. Evaluation of nuclear DNA damage in human spermatozoa in men opting for assisted reproduction. // Indian J. Med. Res. 2008. T. 127. № 2. P. 115-23.

219. Shashi V. et al. Molecular analysis of recombination in a family with Duchenne muscular dystrophy and a large pericentric X chromosome inversion. // Am. J. Hum. Genet. 1996. T. 58. № 6. P. 1231-8.

220. Sheth F. et al. Cytogenetic analysis of Down syndrome in Gujarat. // Indian Pediatr. 2007. T. 44. № 10. P. 774-7.

221. Shi Q., Martin R.H. Aneuploidy in human spermatozoa: FISH analysis in men with constitutional chromosomal abnormalities, and in infertile men. // Reproduction. 2001. T. 121. № 5. P. 655-66.

222. Shirley C.R. et al. Abnormalities and reduced reproductive potential of sperm from Tnpl- and Tnp2-null double mutant mice. // Biol. Reprod. 2004. T. 71. № 4. P. 1220-9.

223. Sigman M.H. Male infertility. // Campbell's Urology: ed. Walsh P.C., Gittes R.F., Perlmutter A.D., Stamey T.A. // Philadelphia: WB Saunders. 1992. P. 661-705.

224. Slama R. et al. Time to pregnancy and semen parameters: a cross-sectional study among fertile couples from four European cities. // Hum. Reprod. 2002. T. 17. № 2. P. 503-15.

225. Sonnack V. et al. Expression of hyperacetylated histone H4 during normal and impaired human spermatogenesis. // Andrologia. 2002. T. 34. № 6. P. 384-90.

226. Speed R. M. Heterologous pairing and fertility in humans. // CRC Press: ed. Gillies C.B. // USA: Florida. 1989. P. 1-36.

227. Speed R.M., Chandley A.C. Prophase of meiosis in human spermatocytes analysed by EM microspreading in infertile men and their controls and comparisons with human oocytes. // Hum. Genet. 1990. T. 84. № 6. P. 547-54.

228. Staessen C. et al. PGD in 47,XXY Klinefelter's syndrome patients. // Hum. Reprod. Update. 2003. T. 9. №4. P. 319-30.

229. Stouffs K. et al. SYCP3 mutations are uncommon in patients with azoospermia. // Fertil. Steril. 2005. T. 84. №4. P. 1019-20.

230. Suleiman S.A. et al. Lipid peroxidation and human sperm motility: protective role of vitamin E. // J. Androl. 1996. T. 17. № 5. P. 530-7.

231. Sun F. et al. Immunofluorescent synaptonemal complex analysis in azoospermic men. // Cytogenet. Genome Res. 2005. T. 111. № 3-4. P. 366-70.

232. Sun F. et al. Abnormal progression through meiosis in men with nonobstructive azoospermia. // Fertil. Steril. 2007. T. 87. № 3. P. 565-71.

233. Sun F., Ko E., Martin R.H. Is there a relationship between sperm chromosome abnormalities and sperm morphology? // Reprod. Biol. Endocrinol. 2006. T. 4. P. 1.

234. Surani M.A. et al. Influence of germline modifications of homologous chromosomes on mouse development. // J. Embryol. Exp. Morphol. 1986. T. 97 Suppl. № 97. P. 123-36.

235. Surani M.A. Germ cells: the eternal link between generations. // C. R. Biol. 2007. T. 330. № 6-7. P. 474-8.

236. Tachibana M. et al. Functional dynamics of H3K9 methylation during meiotic prophase progression. // EMBO J. 2007. T. 26. № 14. P. 3346-59.

237. Tahiliani M. et al. Conversion of 5-methylcytosine to 5-hydroxymethylcytosine in mammalian DNA by MLL partner TET1. // Science. 2009. T. 324. № 5929. P. 930-5.

238. Tanaka H., Baba T. Gene expression in spermiogenesis. // Cell. Mol. Life Sci. 2005. T. 62. № 3. P. 344-54.

239. Tao J. et al. The neglected morula/compact stage embryo transfer. // Hum. Reprod. 2002. T. 17. №6. P. 1513-8.

240. Tay J., Richter J.D. Germ cell differentiation and synaptonemal complex formation are disrupted in CPEB knockout mice. // Dev. Cell. 2001. T. 1. № 2. P. 201-13.

241. Templado C. et al. Meiotic studies and synaptonemal complex analysis in two infertile males with a 13/14 balanced translocation. // Hum. Genet. 1984. T. 67. № 2. P. 162-5.

242. Thomas N.S. et al. Parental and chromosomal origin of unbalanced de novo structural chromosome abnormalities in man. // Hum. Genet. 2006. T. 119. № 4. P. 444-50.

243. Thompson H., Melnyk J., Hecht F. Reproduction and meiosis in XYY men. // Lancet. 1967. №. 831.

244. Tiepolo L., Zuffardi O. Localization of factors controlling spermatogenesis in the nonfluorescent portion of the human Y chromosome long arm. // Hum. Genet. 1976. T. 34. № 2. P. 119-24.

245. Tomar D. et al. Preferential Paternal origin of de novo structural chromosome rearrangements. // Am.J.hum.Genet. 1984. V. 34. P. 115.

246. Tomlinson M.J. et al. Interrelationships between seminal parameters and sperm nuclear DNA damage before and after density gradient centrifugation: implications for assisted conception. // Hum. Reprod. 2001. T. 16. № 10. P. 2160-5.

247. Topping D., Brown P., Hassold T. The immunocytogenetics. // The Genetics of Male Infertility: ed. Carrell D.T., Totowa N.J. // Humana Press. 2007. P. 115-128.

248. Topping D. et al. Synaptic defects at meiosis I and non-obstructive azoospermia. // Hum. Reprod. 2006. T. 21. № 12. P. 3171-7.

249. Tunc O., Tremellen K. Oxidative DNA damage impairs global sperm DNA methylation in infertile men. // J. Assist. Reprod. Genet. 2009. T. 26. № 9-10. P. 537-44.

250. Turner J.M.A. et al. BRCA1, histone H2AX phosphorylation, and male meiotic sex chromosome inactivation. // Curr. Biol. 2004. T. 14. № 23. P. 2135-42.

251. Valdeolmillos A.M. et al. Sequential loading of cohesin subunits during the first meiotic prophase of grasshoppers. // PLoS Genet. 2007. T. 3. № 2. P. e28.

252. Vashist M., Yadav R., Lai M. Trisomy - T ( 21 ; 21 ) with Mosaicisim in a Down Syndrome Girl Child Case Report // 1971. T. 9. № 2. P. 105-107.

253. Vegetti W. et al. Correlation between semen parameters and sperm aneuploidy rates investigated by fluorescence in-situ hybridization in infertile men. // Hum. Reprod. 2000. T. 15. № 2. C. 351-65.

254. Vela G. et al. Advances and controversies in assisted reproductive technology. // Mt. Sinai J. Med. 2009. T. 76. № 6. P. 506-20.

255. Velez de la Calle J.F. et al. Sperm deoxyribonucleic acid fragmentation as assessed by the sperm chromatin dispersion test in assisted reproductive technology programs: results of a large prospective multicenter study. // Fertil. Steril. 2008. T. 90. № 5. P. 1792-9.

256. Vendrell J.M. et al. Meiotic abnormalities and spermatogenic parameters in severe oligoasthenozoospermia. // Hum. Reprod. 1999. T. 14. № 2. P. 375-8.

257. Vicari E. et al. Absolute polymorphic teratozoospermia in patients with oligo-asthenozoospermia is associated with an elevated sperm aneuploidy rate. // J. Androl. 2003. T. 24. № 4. P. 598-603.

258. Vidal F. et al. Meiotic and synaptonemal complex studies in a 14/21 translocation carrier. // Int. J. Androl. 1982. T. 5. № 1. P. 21-6.

259. Vidal F., Blanco J., Egozcue J. Chromosomal abnormalities in sperm. // Mol. Cell. Endocrinol. 2001. T. 183 Suppl.P. S51-4.

260. Vos A. De et al. Intracytoplasmic morphologically selected sperm injection (IMSI): a critical and evidence-based review // Basic Clin. Androl. 2013. T. 23. P. 10.

261. Ward W.S. Function of sperm chromatin structural elements in fertilization and development. // Mol. Hum. Reprod. 2010. T. 16. № 1. P. 30-6.

262. Webster K.E. et al. Meiotic and epigenetic defects in Dnmt3L-knockout mouse spermatogenesis. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2005. T. 102. № 11. P. 4068-73.

263. Weiske W.H. Pregnancy caused by sperm from vasa efferentia. // Fertil. Steril. 1994. T. 62. № 3. P. 642-3.

264. WHO laboratory manual for the examination of human semen and sperm-cervical mucus interactions. // Cambridge University press. Fourth edition. 1999. P. 125.

265. WHO laboratory manual for the Examination and processing of human semen. // Geneva: World Health Organization press. Fifth edition. 2010. P. 26, 44, 100.

266. Wilhelm D., Koopman P. The makings of maleness: towards an integrated view of male sexual development. //Nat. Rev. Genet. 2006. T. 7. № 8. P. 620-31.

267. Winsor E.J. et al. Meiotic analysis of a pericentric inversion, inv(7) (p22q32), in the father of a child with a duplication-deletion of chromosome 7. // Cytogenet. Cell Genet. 1978. T. 20. № 1-6. P. 169-84.

268. Wu J.Y. et al. Spermiogenesis and exchange of basic nuclear proteins are impaired in male germ cells lacking Camk4. // Nat. Genet. 2000. T. 25. № 4. P. 448-52.

269. Yamamoto Y. et al. Morphometric and cytogenetic characteristics of testicular germ cells and Sertoli cell secretory function in men with non-mosaic Klinefelter's syndrome. // Hum. Reprod. 2002. T. 17. №4. P. 886-96.

270. Yang C.-G. et al. Crystal structures of DNA/RNA repair enzymes AlkB and ABH2 bound to dsDNA. //Nature. 2008. T. 452. № 7190. P. 961-5.

271. Yoshida S. et al. The first round of mouse spermatogenesis is a distinctive program that lacks the self-renewing spermatogonia stage. // Development. 2006. T. 133. № 8. P. 1495-505.

272. Yoshinaga K., Toshimori K. Organization and modifications of sperm acrosomal molecules during spermatogenesis and epididymal maturation. // Microsc. Res. Tech. 2003. T. 61. № 1. P. 39-45.

273. Zamudio N.M., Chong S., O'Bryan M.K. Epigenetic regulation in male germ cells. // Reproduction. 2008. T. 136. № 2. P. 131-46.

274. Zini A., Agarwal A. Sperm Chromatin: Biological and Clinical Applications in Male Infertility and Assisted Reproduction. NY: Springer. 2011.