Влияние стресс-зависимых изменений текучести мембран на экспрессию генов у цианобактерии Synechocystis sp. PCC 6803 тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.05, кандидат биологических наук Миронов, Кирилл Сергеевич

• Миронов, Кирилл Сергеевич
• кандидат биологических наук
• 2011

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Миронов, Кирилл Сергеевич

Введение.б

Глава I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.1.

1.1. Структура липидов биологических мембран.

1.1.1. Основные липиды мембран растений.

1.1.2. Липиды тилакоидных мембран хлоропластов высших растений и цианобактерий.

1.1.3. ЖК-состав липидов мембран.

1.2. Свойства биологических мембран.

1.2.1. Плавление остатков жирных кислот.

1.2.2. Фазовые переходы в биологических мембранах.

1.2.3. Фазы клеточных мембран.

1.2.4. Связь между вязкостью и ненасыщенностью жирных кислот.

1.2.5. Роль мембранных белков.

1.2.6. Измерение величины упорядоченности липидного бислоя.

1.3. Конверсия насыщенных жирных кислот в ненасыщенные.

1.3.1. Синтез ненасыщеных жирных кил от у Е. coli.

1.3.2. Десатуразы жирных кислот.

1.3.3. Ацил-КоА десатуразы животных и грибов.

1.3.4. Ацил-АПБ десатуразы высших растений.

1.3.5. Ацил-липидные десатуразы цианобактерий и высших растений.

1.3.6. Разнообразие и функционирование ацил-липидных десатураз.

1.3.7. Система десатурации жирных кислот у Synechocystis sp.

1.4. Адаптация к пониженным температурам у Synechocystis sp.

1.4.1. Гены холодого ответа у Synechocystis sp.

1.4.2. Двухкомпонентные системы регуляции у Synechocystis sp.

1.4.3. Hik33 — рецептор холодового шока у Synechocystis sp.

1.4.4. Роль света в формировании ответа на холодовое воздействие.

1.4.5. Компакггизация ДНК и гены холодого ответа Synechocystis sp.

1.4.6. Модель для изучения ответа на понижение температуры.

Глава П. ОБЪЕКТ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1. Synechocystis sp., объект исследования.

2.1.1. Условия культивирования Synechocystis sp.

2:1.2. Трансформация Synechocystis sp.

2.1.3. Ростовые кривые.

2.1.4. Расчет параметров роста.

2.1.5. Выделение ДНК из Synechocystis sp.

2.1.6. Определение содержания нуклеиновых кислот в пробе.

2.1.7. Электрофорез нуклеиновых кислот в агарозном геле.

2.2. Этапы клонирования ДНК.

2.2.1. Работа с базами данных.

2.2.2. Полимеразная цепная реакция (ПЦР).

2.2.3. Выделение фрагментов ДНК из агарозного геля.

2.2.4. Дотирование.

2.2.5. Клонирование ПЦР-продукта.

2.2.6. Процедура трансформации Е. coli.

2.2.7. Выделение плазмидной ДНК из культуры Е. coli.

2.2.8. Рестрикция.

2.3. Анализ экспрессии генов Synechocystis sp.

2.3.1. Фиксация проб и выделение РНК из Synechocystis sp.

2.3.2. ОТ-ПЦР.

2.3.3. Анализ результатов ОТ-ПЦР.

2.4. Определение содержания жирных кислот в мембранах.

2.5. Фракционирование клеточных мембран Synechocystis sp.

2.5.1. Определение содержания белков в пробе.

2.5.2. Разделение белков и вестерн-блоттинг.

2.6. Анизотропия поляризации флуоресценции (АПФ).

Глава П1. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1. Инактивация генов десатураз Зупескосуэ¿¿у яр.

3.1.1. Клонирование фрагментов генов десатураз.

3.1.2. Инактивация генов ёезА и ¿ехО у ЗупесУюсузНз эр.

3.1.3. Жирнокислотный состав липидов ЗупесИосузИя ер.

3.2. Воздействие пониженных температур на клетки ¿еяА'МеяО'.

3.2.1. Выбор условий эксперимента.

3.2.2. Рост клеток с1еяА7йехО~щт пониженной температуре.

3.3. Светозависгшый эффект действия пониженных температур.

3.3.1. Светозависимость изменения ЖК-состава при пониженной температуре

3.3.2. Регуляция физического состояния клеточных мембран светом.

3.3.3. Анализ экспрессии генов методом ОТ-ПЦР: выбор условий эксперимента.

3.3.4. Влияние вязкости клеточных мембран на светозависимую индукцию генов пониженными температурами.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние стресс-зависимых изменений текучести мембран на экспрессию генов у цианобактерии Synechocystis sp. PCC 6803»

Принято считать, что предшественниками хлоропластов высших растений' были цианобактерии, типичным представителем которых является Synechocystis sp. РСС 6803 (далее Synechocystis sp.)- Этот одноклеточный организм широко используется в качестве модельного объекта для изучения стрессовых воздействий, поскольку характеризуется высокими скоростями роста в широком спектре условий, обладает способностью к генетической трансформации путём двойной гомологичной рекомбинации (Grigorieva & Shestakov, 1982). Кроме того, известна полная нуклеотидная последовательность генома Synechocystis sp. (Kaneko et al, 1996).

Сейчас достаточно много известно относительно ответа Synechocystis sp. на холодовое воздействие. Клетки Synechocystis sp. испытывают состояние холодового шока если температура окружающей среды снижается, по крайней мере, на 6 градусов (Los et al, 1993). При этом индуцируется экспрессия ряда генов: десатураз жирных кислот (ЖК), РНК-связывающих белков, РНК-хеликаз, рибосомных белков, протеаз и др. — это было продемонстрировано с использованием ДНК-микрочипов (Los et al, 2008). Известно, что часть этих генов экспрессируется под контролем гистидин-киназы Hik33, являющейся сенсором низкой температуры у Synechocystis sp. (Suzuki et al, 2000). Другая часть генов регулируется изменением степени сверхспирализации молекул ДНК Synechocystis sp. (Prakash et al, 2009). Упомянутые регуляторные механизмы играют основную роль в формировании ответа на холодовой стресс. Кроме этого имеется единичная работа, показывающая индукцию светом экспрессии генов десатураз (Kis et al, 1996), выполненная на клетках Synechocystis sp., адаптированных к гетеротрофному росту в присутствии глюкозы. В этом случае индукция транскрипции генов десатураз ЖК наблюдалась при освещении. Однако вопрос регуляции экспрессии данной группы генов светом в условиях фотоавтотрофного роста так и оставался открытым.

Снижение температуры окружающей среды в первую очередь сказывается на клеточных мембранах, поскольку жидкокристаллическое состояние липидов при этом сменяется кристаллическим (Hazel et al., 1995). В этом случае основной стратегией адаптации к действию пониженных температур представляется повышение степени ненасыщенности остатков ЖК в составе мембран. Известно, что инактивация генов десатураз ЖК desA и desD у Synechocystis sp., отвечающих за синтез полиненасыщенных ЖК в липидах мембран, приводила к снижению текучести мембран у двойного мутанта desAldesD" (Tasaka et al., 1996). На этом штамме с применением геномных микрочипов было показано влияние изменения текучести мембран на экспрессию генов (Inaba et al., 2003). Следует иметь ввиду, что упомянутый мутант был получен с использованием кассеты устойчивости к t антибиотику хлорамфиниколу, который является ингибитором фотосинтеза, поскольку опосредует передачу электронов с фотосистемы I на кислород (Okada et al, 1991). Поэтому данный < мутант не вполне подходит для изучения физиологических аспектов адаптации к условиям стресса на свету.

Цели и задачи» исследования. Целью настоящей работы было изучить влияние физического состояния клеточных мембран на экспрессию генов в условиях холодового стресса у цианобактерии Synechocystis sp. Для достижения поставленной цели были сформулированы следующие задачи:

1) сконструировать двойной мутант по генам desA и desD и охарактеризовать его способность регулировать ЖК состав в различных условиях;

2) сравнить ростовые характеристики мутанта desA ~/desD~ и клеток дикого типа в нормальных условиях и при пониженной температуре;

3) исследовать температуро-зависимое изменение текучести мембран у мутанта desA~/desD~ по сравнению с диким типом;

4) исследовать индукцию экспрессии генов холодового ответа в зависимости от физического состояния (текучести/вязкости) биологических мембран;

5) исследовать влияние света на индукцию экспрессии генов ответа на низкотемпературный стресс.

Заключение диссертации по теме «Физиология и биохимия растений», Миронов, Кирилл Сергеевич

выводы

1. Накопление ПНЖК в клетках Synechocystis sp., индуцированное снижением температуры окружающей среды,, носит светозависимый; характер. Десатурация в положениях А12 и А6 зависит : от света, тогда как со3 (А15) осуществляется-только на свету. Образование первой двойной связи в положении-А9, сопровождающее синтез: мононенасыщенных ЖК не зависит от температуры; и/или света.

2. Сконструированный двойной-, мутант desA~/desDТ не способен синтезировать ПНЖК и изменять ЖК-состав клеточных-мембран; вследствие чего клетки мутанта desA VdesD'iie способны адаптироваться к пониженным-температурам ни на свету, ни в темноте.

3. Клетки Synechocystis sp: способны регулировать текучесть; клеточных мембран при; снижении температуры только на' свету. Мутант desA'/desD"может повышать текучесть клеточных мембран« при низкотемпературном воздействии, несмотря на полную неспособность синтезировать ПНЖК и регулировать ЖК-состав липидов мембран. Таким образом, обнаружено существование неизвестного ранее механизма регуляции текучести мембран, который не связан с: изменениями состава ЖК мембранных липидов.

4. Экспрессия генов (например, desB, HUB, ndhD2), индуцируемая низкими температурами и находящаяся под контролем сенсорной гистидин-киназы Hik33, зависит от текучести клеточных мембран: Экспрессия генов-низкотемпературного ответа (например, rbpAl, crhR), не регулируемых Hik33, не зависит от текучести клеточных мембран.

5. Физическое состояние мембран (их текучесть/вязкость) определяет температурную зависимость экспрессии генов холодового: ответа, находящихся под? контролем гистидин-киназы Hik33. Экспрессия носит светозависимый характер, но не зависит от активности фотосинтетического аппарата.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Таким образом, вязкость клеточных мембран оказывает влияние на экспрессию генов при низкотемпературном стрессе. Гены, отвечающие на холодовой стресс у ЗупескосузШ можно разделить на две группы. К первой группе относятся гены, экспрессия которых при холодовом стрессе зависит от вязкости клеточных мембран (например, кИВ, ¿еэВ, гиШО!). Эта группа генов находится под контролем сенсорной гистидин-киназы НдкЗЗ. Ко второй относятся гены, экспрессия которых индуцируется при снижении температуры независимо от вязкости клеточных мембран (сгкЯ, гЬрА1).

Гены, экспрессия которых зависит от вязкости мембран и находится под контролем НУсЗЗ, демонстрируют исключительно светозависимый характер низкотемпературной индукции. Эксперименты с использованием диурона показали, что эта зависимость не связана с активностью фотосинтетического аппарата.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Миронов, Кирилл Сергеевич, 2011 год

1. Еланская. И.В., Бибикова М.В., Богданова С.Л., Бабыкин М.М., Шестаков C.B. (1987) Бирепликонные векторные плазмиды для цианобактерии Synechocystis 6803 и Escherichia coli. Доклады АН СССР, 293, 716-719.

2. Зинченко В.В., Пивен И.В., Мельник В.А., Шестаков C.B. (1999) Векторы для комплементационного анализа мутантов цианобактерий. Генетика, 35, 291-296.

3. Зорина A.A., Миронов К.С., Степанченко Н.С., Синетова М.А., Куприянова Е.В., Аллахвердиев С.И., Лось Д.А. (2011) Системы регуляции стрессовых ответов у цианобактерий. Физиология растений, 57, 121.

4. Клячко-Гурвич Г.Л., Пронина H.A., Ладыгин В.Г., Цоглин Л.Н., Семененко В.Е. (2000) Разобщённое функционирование отдельных фотосистем. I. Особенности и роль десатурации жирных кислот. Физиология' растений, 47, 688-698.

5. Клячко-Гурвич Г.Л., Семенова А.Н., Семененко В.Е. (1980) Липидный обмен хлоропластов при адаптации клеток хлореллы к снижению освещённости. Физиология растений, 27, 370-379.

6. Лось Д., А. (2001) Структура, регуляция экспрессии и функционирование десатураз жирных кислот. Успехи биологической химии, 41, 163-198.

7. Лось Д.А. (2010) Сенсорные системы цианобактерий. М.: Научный мир, 218 с.

8. Маргелис Л. (1983) Роль симбиоза в эволюции клетки. М., Мир, 354 с.

9. Маслова И.П., Мурадян Е.А., Лапина С.С., Клячко-Гурвич Г.Л., Лось Д.А. (2004) Жирнокислотный состав липидов и термофильность цианобактерий. Физиология растений, 51, 396-403.

10. Новикова Г.В., Мошков И.Е., Лось Д.А. (2007) Белковые сенсоры и передатчики холодового и осмотического стрессов у цианобактерий и растений. Молекулярная биология, 41,478-490.

11. Шестаков С.В., Еланская И.В., Бибикова М.В. (1985) Векторы интеграциидля цианобактерии Synechocystis sp. 6803 .Доклады АН СССР, 282, 176-179.100

12. Aguilar P.S., De Mendoza D. (2006) Control of fatty acid desaturation: a mechanism conserved from bacteria to humans. Mol. Microbiol., 62, 1507-1514.1. V

13. Ajdzanovic V., Spasojevic I.', Sosic-Jurjevic B., Filipovic B., Trifunovic S., Sekulic M., Milosevic V. (2011) The negative effect of soy extract on erythrocyte membrane-fluidity: An electron paramagnetic resonance study. J. Membr. Biol., 239, 131-135.

14. Andreeva A., Popova A. (2010) Integration of P-carotene molecules in small" liposomes. Journal of Physics: Conference Series, 253, 012066.

15. Andreu V., Lagunas B., Collados R., Picorel Ri, Alfonso Mi (2010) The GmFAD7 gene family from soybean: identification of novel genes and tissue -specific conformations of the FAD7 enzyme involved in desaturase activity. J. Exp.Bot., 61,3371-3384.

16. Aronsson H. (2008) The galactolipid monogalactosyldiacylglycerob (MGDG) contributes to photosynthesis-related processes in Arabidopsis thaliana. Plant Signaling & Behavior, 3, 1093-1095.

17. Babbitt B., Huang L., Freire E. (1984) Thermotropic and dynamic characterization of interactions of acylated alpha-bungarotoxin with phospholipid bilayer membranes. Biochemistry, 23, 3920-3926.

18. Barkan L., Vijayan P., Carlsson A.S., Mekhedov S., Browse J. (2006) A suppressor of fabl challenges hypotheses on the role of thylakoid unsaturation in photosynthetic function. Plant Physiol., 141, 1012-1020.

19. Bausch A.R., Ziemann F., Boulbitch A.A., Jacobson K., Sackmann E. (1998) Local measurements of viscoelastic parameters of adherent cell surfaces by magnetic bead microrheometry. Biophy. J., 75, 2038-2049.

20. Behan M.K., Macdonald A.G., Jones G.R., Cossins A.R. (1992) Homeoviscous adaptation under pressure: the pressure dependence of membrane order in brain myelin membranes of deep-sea fish. Biochim. Biophys. Acta, 1103, 317-323.

21. Bonaventure G., Salas J.J., Pollard M.R:, Ohlrogge J.B. (2003) Disruption of the FATB gene in Arabidopsis demonstrates an essential role of saturated fatty acids in plant growth. Plant Cell, 15, 1020-1033.

22. Brown D.A. (2006) Lipid rafts, detergent-resistant membranes, and raft targeting signals. Physiology, 21,430-439.

23. Bullock W.O., Fernandez J.M., Short J.M. (1987) XLl-Blue: a high efficiency plasmid transforming recA Escherichia coll strain with p-galactosidase selection. Biotechniques, 5, 376-379.

24. Cahoon E.B., Lindqvist Y., Schneider G., Shanklin J. (1997) Redesign of soluble fatty acid desaturases from plants for altered substrate specificity and double bond position. Proc. Natl Acad. Set U.S.A., 94, 4872-4877.

25. Carisey A., Stroud M., Tsang R., Ballestrem C. (2011) Fluorescence recovery after photobleaching. Meth. Mol. Biol, 769, 387-402.

26. Casali N. (2003) Escherichia coli host strains. In: Methods in Molecular Biology, 235, Casali N., Preston A. (eds.). Totowa, NJ: Humana Press Inc., pp. 27-48.

27. Chapman D., Quinn P.J. (1976) A method for the modulation of membrane fluidity: homogeneous catalytic hydrogenation of phospholipids and phospholipids and phospholipid-water model biomembranes. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 73, 3971-3975.

28. Chen Q., Nimal J., Li W., Liu X., Cao W. (2011) Д-6 desaturase from borage converts linoleic acid to y-linolenic acid in HEK293 cells. Biochem. Biophys. Res. Commun., 410, 484-488.

29. Chochina S.V., Avdulov N.A., Igbavboa U., Cleary J.P., O'hare E.O., Wood W.G. (2001) Amyloid beta-peptide 1-40 increases neuronal membrane fluidity: role of cholesterol and brain region. J. Lipid Res., 42, 1292-1297.

30. Glerico E., M.; Ditty, J., L.; Golden, S., S. (2007) Specialized techniques for site-directed mutagenesis in cyanobacteria. In: Methods in Molecular Biology, 362, Rosato E. (ed.). Totowa, NJ: Humana Press Inc., pp. 155-171.

31. DeLong, E.F., Yayanos A. A. (1985) Adaptation of the membrane lipids of a deep-sea bacterium to changes in hydrostatic pressure. Science, 228, 1101-1102.

32. Duysen M., Huckle L., Mogen K., Freeman T. (1987) Chloramphenicol effects on chlorophyll degradation and photosystem I assembly in the chlorina CD3 wheat mutant. Photosynth. Res, 14, 159-169.

33. Duysen M.E., Freeman T.P., Williams N.D., Huckle L.L. (1985) Chloramphenicol stimulation of light harvesting chlorophyll protein complex accumulation in a chlorophyll b deficient wheat mutant. Plant Physiol., 78, 531536.

34. Dyer D.H., Lyle K.S., Rayment I., Fox B.G. (2005) X-ray. structure of putative acyl-ACP desaturase DesA2 from Mycobacterium tuberculosis H37Rv. Prot. Sci., 14, 1508-1517.

35. Dyer J.M., Mullen R.T. (2001) Immunocytological localization of two plant fatty acid desaturases in the endoplasmic reticulum. FEBS letters, 494, 44-47.

36. Ehrt S., Schnappinger D. (2003) Isolation of plasmids from E. coli by alkaline lysis; In: Methods in Molecular Biology, 235, Gâsali N., Preston A. (eds.). Totowa, NJ: Humana Press Inc., pp. 75-78.

37. Falcone D.L., Gibson S., Lemieux B., Somerville G. (1994) Identification of a gene that; complements an; Arabidopsis mutant deficient in chloroplast ©6 desaturase activity. Plant Physiol, 106, 1453-1459.

38. Freire E., Markello T., Rigell G., Holloway P.W. (1983) Calorimetric and fluorescence characterization of interactions between- cytochrome 65 and phosphatidylcholine bW&y&xs. Biochemistry, 22,1675-16801.

39. Fudge D.S., Stcvcns E.D., Ballantyne J.S. (1998) No evidence for homeoviscous adaptation in a heterothermic tissue: tuna heat-exchangers. Am. J. Physiol., 275, R818-823.

40. Gibson S.A., Arondeli V.; Iba K., Somerville C. (1994) Cloning of a temperature-regulated gene encoding a chloroplast co3 desaturase from Arabidopsis thaliana. Plant Physiol, 106, 1615-1621.

41. Goni F.M:, Alonso A., Bagatolli L.A., Brown R.E., Marsh D., Prieto M., Thewalt .l.L. (2008) Phase diagrams of lipid mixtures relevant to the study of membrane rafts. Biochim. Biophys. Acta, 1781, 665-684.

42. Goodwin T.V., Mercer E.I. (1983) Introduction to Plant Biochemistry. Oxford: Pergamon Press, 677 p.

43. Guillou H., D'andrea S., Rioux V., Barnouin R., Dalaine S., Pedrono F., Jan S., Legrand P. (2004) Distinct roles of endoplasmic reticulum cytochrome b5 and fused cytochrome b5-like domain for rat A6-desaturase activity. J. Lipid Res., 45, 32-40.

44. Guler S., Seeliger A., Hartel H., Renger G., Benning C. (1996) A null mutant of Synechococcus sp. PCC7942 deficient in the sulfolipid sulfoquinovosyl diacylglycerol. J. Biol. Chem., 271, 7501-7507.

45. Gurr M.I., Harwood J.L., Frayn K.N. (2002) Lipid biochemistry: an introduction. Oxford: Blackwell Science Ltd., 336 p.

46. Guy C. (1999) Molecular responses of plants to cold shock and cold acclimation. J. Mol. Microbiol. Biotechnol., 1, 231-242.

47. Hagio M., Gombos Z., Varkonyi Z., Masamoto K., Sato N., Tsuzuki M., Wada H. (2000) Direct evidence for requirement of phosphatidylglycerol in photosystem II of photosynthesis. Plant Physiol., 124, 795-804.

48. Haidekker M.A., Ling T., Anglo M., Stevens H.Y., Frangos J.A., Theodorakis E.A. (2001) New fluorescent probes for the measurement of cell membrane viscosity. Chemistry & Biology, 8, 123-131.

49. Haidl G., Opper C. (1997) Changes in lipids and membrane anisotropy in human spermatozoa during epididymal maturation. Human Reproduction, 12, 2720-2723.

50. Hastings N., Agaba M., Tocher D.R., Leaver M.J., Dick J.R., Sargent J.R., Teale A.J. (2001) A vertebrate fatty acid desaturase with A5 and A6 activities. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 98, 14304-14309.

51. Hazel J.R. (1995) Thermal adaptation in biological membranes: is homeoviscous adaptation the explanation? Annu. Rev. Physiol., 57, 19-42.

52. Heilmann I., Pidkowich M.S., Girke T., Shanklin J. (2004) Switching desaturase enzyme specificity by alternate subcellular targeting. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 101, 10266-10271.

53. Heimburg T. (2009) Physical properties of biological membranes. In: Handbook-of Molecular. Biophysics: Methods and Applications. Bohr H.G. (ed.) Wiley-VCH, 1074 p.

54. Higashi S., Murata N. (1993) An in v/vo-study of substrate specificities of acyl-lipid desaturases and acyltransferases in lipid synthesis in Synechocystis PCC6803. Plant Physiol, 102, 1275-1278.

55. Hihara Y., Sonoike K., Kanehisa Mi, Ikeuchi M. (2003) DNA Microarray analysis of redox-responsive genes in the genome of the cyanobacterium Synechocystis sp. strainPCC 6803. J. Bacteriol., 185, 1719-1725:

56. Hodzic A., Rappolt M., Amenitsch H., Laggner P., Pabst G. (2008) Differential modulation of membrane structure and; fluctuations by plant sterols and-cholesterol. Biophys. J., 94, 3935-3944.

57. Horvath I., Multhoff G., Sonnleitner A., Vigh L. (2008) Membrane-associated stress proteins: more than simply chaperones. Biochim. Biophys. Aacta, 1778, 1653-1664.

58. Huang F., Hedman E., Funk C., Kieselbach T., Schroder W.P., B. N. (2004) Isolation of outer membrane of Synechocystis sp. PCC 6803 and itsiproteomic characterization. Mol. Cell. Proteom., 3, 586-595.

59. Ikeuchi Mi, Tabata S. (2001) Synechocystis sp; PCC 6803 — a useful tool in the study of the genetics of cyanobacteria. Photosynth. Res:, 70, 73 -83 .

60. Kachroo A., Fu D.Q., Havens W., Navarre D., Kachroo P., Ghabrial S.A. (2008): An oleic acid-mediated pathway induces^ constitutive defense signaling and enhanced resistance to multiple pathogens- in soybean. Mol. Plant Microbe Interact., 21,:564-575.

61. Kachroo A., Kachroo P. (2009)* Fatty acid-derived signals in'plant: defense. Annn. Rev. Phytopathol., 41, 153-176.

62. Kamp F., Beyer K. (2006) Binding of a-synuclein affects, the lipid packing in bilayers of small vesicles. J. Biol. Chem., 281, 9251-9259.

63. Kaneko T., Nakamura Y., Sasamoto S., Watanabe A., Kohara M., Matsumoto M., Shimpo S., Yamada M., Tabata S. (2003) Structural analysis of four large*plasmids harboring in a unicellular cyanobacterium, Synechocystis sp. PCC 6803. DNA'Res., 10, 221-228.

64. Kaneko T., Tabata S. (1997) Complete genome structure of the unicellular cyanobsLCtevium^Synechocystis sp. PCC 6803. Plant Cell Physiol., 38, 1171-1176.

65. Kang D., Gho Y.S., Suh M.; Kang C. (2002) Highly sensitive and fast protein detection with coomassie brilliant blue in sodium dodecyl sulfate-polyacrylamide gel electrophoresis. Bull. Korean Chem. Soc., 23, 1511-1512.

66. KargiotidouA., Deli D., Galanopoulou D., Tsaftaris A., Farmaki T. (2008) Low temperature and light regulate A12 fatty acid desaturases (FAD2) at a< transcriptional level in cotton (Gossypium hirsutum). J. Exp. Bot., 59, 2043-2056.

67. Kis M.Z., O.; Farkas, T.; Wada, H.; Nagy, F.; Gombos, Z. (1998) Light-induced expression of fatty acid desaturase genes. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A 95, 4209-4214.

68. Kiseleva L.L., Serebriiskaya T.S., Horvath I.,Vigh L., Lyukevich A.A., Los D.A. (2000) Expression of the gene for the A9 acyi-lipid desaturase in the thermophilic cyanobacterium. J. Mol. Microbiol. Biotechnol., 2, 331-338.

69. Klyachko-Gurvich G.L., Tsoglin L.N., Doucha J., Kopetskii J., Shebalina (Ryabykh) I.B., Semenenko V.E. (1999) Desaturation of fatty acids as an adaptive response to shifts in light intensity. Physiol. Plantarum 107, 240-249.

70. Kotani H., Kaneko T., Matsubayashi T., Sato S., Sugiura M., Tabata S. (1994) A physical map of the genome of a unicellular cyanobacterium Synechocystis sp. StrainPCC 6803. DNA Res., 1, 303-307.

71. Laemmli U.K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature, 227,

72. Liberton M., Pakrasi H.B. (2008) Membrane systems in cyanobacteria.-In: The Cyanobacteria: Molecular Biology, Genetics and Evolution. Eds. A. Herrero, E. Flores, Caister Academic Press, Norfolk, UK, pp. 271-288.

73. Los D., Horvath L, Vigh L., Murata N. (1993) The temperature-dependent expression of the desaturase gene desA in Synechocystis PCC 6803. FEBS Lett., 318, 57-60.

74. Los D.A., Murata N. (1998) Structure and expression of fatty acid desaturases. Biochim. Biophys. Acta, 1394, 3-15.

75. Los D.A., Murata N. (2004) Membrane fluidity and its roles in the perception of environmental signals. Biochim. Biophys. Acta, 1666, 142-157.

76. Los D.A., Ray M.K., Murata N. (1997) Differences in the control of the temperature-dependent expression of four genes for desaturases in Synechocystis sp. PCC 6803. Mol. Microbiol. 25, 1167-1176.

77. Los D.A., Zinchenko V.V. (2009) Regulatory role of membrane fluidity in gene expression. In: Lipids in Photosynthesis: Essential and Regulatory Functions, Wada H., Murata N., Govingee (eds.) Springer Science + Business Media B.V., pp. 329-348.

78. Los D.A., Zorina A., Sinetova M., Kryazhov S., Mironov K., Zinchenko V.V.2010) Stress sensors and signal transducers in cyanobacteria. Sensors, 10, 23862415.

79. Luddy F. (1979) Physical properties of fatty acids. J. Am. Oil Chem. Soc., 56, 759A-759A.

80. Mansilla M.C., Cybulski L.E., Albanesi D., De Mendoza D. (2004) Control of membrane lipid fluidity by molecular thermosensors. J. Bacteriol, 186, 66816688.

81. Maresca В., Schwartz J.H. (2006) Sudden origins: a general mechanism of evolution based on stress protein concentration and rapid environmental change. Anatomical Record. PartB, New Anatomist, 289, 38-46.

82. M'Baye G., Mely Y., Duportail G., Klymchenko A.S. (2008) Liquid ordered and gel phases of lipid bilayers: fluorescent probes reveal close fluidity but different hydration. Biophys. J., 95, 1217-1225.

83. Megha, Sawatzki P., Kolter T., Bittman R., London E. (2007) Effect of ceramide N-acyl chain and polar headgroup structure on the properties of ordered lipid domains (lipid rafts). Biochim. Biophys. Acta, 1768, 2205-2212.

84. Mitchell A., G.; Martin, С., E. (1995) A novel cytochrome ¿>5-like domain is linked to the carboxyl terminus of the Saccharomyces cerevisiae Л9 fatty acid desaturase. J. Biol. Chem., 270, 29766-29772.

85. Mizuno T., Kaneko T., Tabata S. (1996) Compilation of all genes encoding bacterial two-component signal transducers in the genome of the cyanobacterium, Synechocystis sp. strain PCC 6803. DNA Res., 3,407-414.

86. Mourek J., Mourek J., Jr. (2011) Developmentally dependent and different roles of fatty acids co6 and ©3. Prague Med. Rep., 112, 81-92.

87. Mouritsen O.G., Jorgensen K. (1994) Dynamical order and disorder in lipid bilayers. Chem. Phys. Lipids, 73, 3-25.

88. Murata N., Los D.A. (2006) Histidine kinase Hik33 is an important participant in cold-signal transduction in cyanobacteria. Physiologia Plantarum, 126,17-27.

89. Murata N., Wada H. (1995) Acyl-lipid desaturases and their importance in thetolerance and acclimatization to cold of cyanobacteria. The Biochemical journal, 308 (Pt 1), 1-8.

90. Nakamura Y., Kaneko T., Hirosawa M., Miyajima N., Tabata S. (1998) Cyanobase, a www database containing the complete nucleotide sequence of the genome of Synechocystis sp. strain PCC 6803. Nucleic Acids Research, 26, 63-67.

91. Nakamura Y., Kaneko T., Tabata S. (2000) Cyanobase, the genome database for synechocysts sp. Strain pcc6803: Status for the year 2000. Nucleic Acids Research, 28, 72.

92. Neuhoff V., Stamm R., Hansjorg E. (1985) Clear background and highlysensitive protein staining with coomassie blue dyes in polyacrylamide gels:A systematic analysis. Electrophoresis, 6, 427-448.

93. Nichols W.A. (2003) Cloning per products with t-vectors. In: Methods in Molecular Biology, 235, Casali N., Preston A. (eds.). Totowa, NJ: Humana Press Inc., pp. 141-152.

94. Nipper M.E., Majd S., Mayer M., Lee J.C., Theodorakis E.A., Haidekker M.A. (2008) Characterization of changes in the viscosity of lipid membranes with the molecular rotor FCVJ. Biochimica et biophysica acta, 1778,1148-1153.

95. Norling B., Zak E., Andersson B., Parkasi H. (1998) 2d-isolation of pure plasma and thylakoid membranes from the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. FEBSLetters., 436, 189-192.

96. Norling B., Zarka A., Boussiba S. (1997) Isolation and characterization of plasma membranes from cyanobacteria. Physiol. Plantarum., 99, 495-504.

97. Novo C., Fonseca E. (1989) Change of the unsaturation of the lymphocyte plasma membrane by ethanol and fatty acids. Actas Bioq., 2, 63-70.

98. Ntambi J.M. (1999) Regulation of stearoyl-CoA desaturase by polyunsaturated fatty acids and cholesterol. Journal of Lipid Research, 40, 1549-1558.

99. Okada K., Satoh K., Katoh S. (1991) Chloramphenicol is an inhibitor of photosynthesis. FEBS, 295, 155-158.

100. Panpoom S., Los D.A., Murata N. (1998) Biochemical characterization of a A12 acyl-lipid desaturase after overexpression of the enzyme in Escherichia coli. Biochim. Biophys. Acta, 1390, 323-332.

101. Phetsuksiri B., Jackson M., Scherman H., Mcneil M., Besra G.S., Baulard

102. A.R., Slayden R.A., Debarber A.E., Barry C.E. 3rd, Baird M.S., Crick D.C., Brennan P.J. (2003) Unique mechanism of action of the thiourea drug isoxyl on Mycobacterium tuberculosis. J. Biol. Chem., 278, 53123-53130.

103. Pisareva T., Kwon J., Oh J., Kim S., Ge C., Wieslander A., Choi J.S., Norling

104. B. (2011) A model for membrane organization and protein sorting in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803 inferred from' proteomics and multivariate sequence analyses. J. Proteome Res., 10, 3617-3631.

105. Ponting C.P., Aravind L. (1997) PAS: a multifunctional domain family comes to light. Curr. Biol., 7, 674-677.

106. Prakash J.S., Sinetova M., Zorina A., Kupriyanova E., Suzuki I., Murata N., Los D.A. (2009) DNA supercoiling regulates the stress-inducible expression of genes in the cyanobacterium Synecliocystis. Mol. BioSys., 5, 1904-1912.

107. Quackenbush J. (2002) Microarray data normalization and transformation. Nat. Genet. Suppl., 32, 496-501.

108. Raffaele S., Leger A., Roby, D. (2009) Veiy long chain fatty acid and lipid signaling in the response of plants to pathogens. Plant Signaling & Behavior, 4, 94-99.

109. Reddy A.S., Nuccio M.L., Gross L.M., Thomas T.L. (1993) Isolation of a A6-desaturase gene from the cyanobacterium Synechocystis sp. strain PCC 6803 by gain-of-function expression in Anabaena sp. strain PCC 7120. Plant Mol. Biol., 22,293-300.

110. Rippka R., Deruelles J., Waterbury J., Herdman M., Stanier R. (1979) Generic assignments, strain histories and properties of pure cultures of cyanobacteria. Gen. Microbiol., Ill, 1-61.

111. Russell N.J., Evans R.I., ter Steeg P.F., Hellemons J., Verhuel A., Abee T.1995) Membranes as a target for stress adaptation. Int. J. Food Microbiol., 28, 255-261.

112. Ryan B.J. (2011) Differential precipitation and solubilization of proteins. In: Methods in Molecular Biology, 681, Walls D., Loughran S.T.T. (eds.). Totowa, NJ: Humana Press Inc., pp. 203-212.

113. Sakamoto T., Los D.A., Higashi S., Wada H., Nishida I., Ohmori M., Murata N. (1994a) Cloning of oo3 desaturase from cyanobacteria and its use in altering the degree of membrane-lipid unsaturation. Plant Mol. Biol., 26, 249-263.

114. Sakamoto T., Wada H., Nishida I., Ohmori M., Murata N. (1994b) Identification of conserved domains in the A12 desaturases of cyanobacteria. Plant Mol. Biol., 24, 643-650.

115. Sakayori T., Shiraiwa Y., Suzuki I. (2009) A Synechocystis homo log of SipA protein, Ssl3451, enhances the activity of the histidine kinase Hik33. Plant Cell Physiol., 50, 1439-1448.

116. Sakurai I., Shen J.-R., Leng J., Ohashi S., Kobayashi M., Wada H. (2006) Lipids in oxygen-evolving photosystem II complexes of cyanobacteria and higher plants. J. Biochem., 140, 201-209.

117. Sambrook J., Frisch E.F., Maniatis T. (1989) Molecular Cloning: A Laboratory Manual. Cold Spring Harbor: Cold Spring Harbor Lab. Press, 1659 p.

118. Sato M., Theret D.P., Wheeler L.T., Ohshima N., Nerem R.M. (1990) Application of the micropipette technique to the measurement of cultured porcine aortic endothelial cell viscoelastic properties. J. Biomech. Eng. 112, 263-268.

119. Sato N., Wada H. (2009) Lipid biosynthesis and its regulation in cyanobacteria. In: Lipids in Photosynthesis: Essential and Regulatory Functions. Wada H., Murata N. (eds.) Springer Science + Business Media B.V., pp. 157-177.

120. Sato S., Shimoda Y., Muraki A., Kohara M., Nakamura Y., Tabata S. (2007) A large-scale protein-protein interaction analysis in Synechocystis sp. PCC 6803. DNA Research, 14, 207-216.

121. Schultz D.J., Suh M.C., Ohlrogge J.B. (2000) Stearoyl-acyl carrier protein and unusual acyl-acyl carrier protein desaturase activities are differentially influenced by ferredoxin. Plant Physiol, 124, 681-692.

122. Scrimgeour C. (2005) Chemistry of Fatty Acids. In: Bailey's Industrial Oil and Fat Products,Shahidi F. (ed.) John Wiley & Sons, Inc., pp. 1-43.

123. Selstam E., Campbell D. (1996) Membrane lipid composition of the unusual cyano bacterium Gloeobacter violaceus sp. PCC 742 T, which lacks sulfoquinovosyl diacylglycerol. Arch Microbiol, 166, 132-135.

124. Shanklin J., Somerville C. (1991) Stearoyl-acyl-carrier-protein desaturase from higher plants is structurally unrelated to the animal and fungal homologs. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 88, 2510-2514.

125. Shi X., Herschlag D. (2009) Fluorescence polarization anisotropy to measure RNA dynamics. Meth. Enzymol., 469, 287-302.

126. Simons K., Ikonen E. (1997) Functional rafts in cell membranes. Nature, 387, 569-572.

127. Sinensky M. (1974) Homeoviscous adaptation—a' homeostatic process that regulates the viscosity of membrane lipids in Escherichia coli. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 71, 522-525.

128. Singer S.J., Nicolson G.L. (1972) The fluid mosaic model of the structure of cell membranes. Science, 175, 720-731.

129. Stein J.R. (1973) Handbook of phycological methods: culture methods and growth measurements. New York: Cambridge University Press, 460 p.

130. Strittmatter P., Spatz L., Corcoran D., Rogers M.J., Setlow B., Redline R. (1974) Purification and properties of rat liver microsomal stearyl coenzyme A desaturase. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 71, 4565-4569.

131. Subczynski W., K.; Wisniewska, A. (2000) Physical properties of lipid bilayer membranes: relevance to membrane biological functions. Acta Biochim. Pol., 47, 613-625.

132. Suzuki I., Kanesaki Y., Mikami K., Kanehisa M., Murata, N. (2001) Cold-regulated genes under control of the cold sensor Hik33 in Synechocystis. Mol. Microbiol., 40, 235-244.

133. Suzuki I., Los D.A., Kanesaki Y., Mikami K., Murata N. (2000) The pathway for perception and transduction of low-temperature signals in Synechocystis. EMBOJ., 19, 1327-1334.

134. Swords W.E. (2003) Chemical transformation of E. coli. In: Methods in Molecular Biology, 235, Casali N., Preston A. (eds.). Totowa, NJ: Humana'Press Inc., pp. 49-53.

135. Tan X., Zhu T., Shen S., Yin C., Gao H., Xu X. (2011) Role of Rbpl in the acquired chill-light tolerance of cyanobacteria. J. Bacteriol., 193, 2675-2683.

136. Tasaka Y., Gombos Z., Nishiyama Y., Mohanty P., Ohba T., Ohki K., Murata

137. N. (1996) Targeted mutagenesis of acyl-lipid desaturases in Synechocystis: Evidence for the important roles of polyunsaturated membrane lipids in growth, respiration and photosynthesis. EMBOJ., 15, 6416-6425.

138. Taylor B.L., Zhulin I.B. (1999) PAS Domains: Internal sensors of oxygen, redox potential, and light. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 63, 479-506.

139. Torres-Franklin M.-L., Repellin A., Huynh V.-B., D'arcy-Lameta A., Zuily-Fodil Y., Pham-Thi A.-T. (2009) Omega-3 fatty acid desaturase (FAD3, FAD7,

140. FADS) gene expression and linolenic acid content in cowpea leaves submitted to drought and after rehydration. Environ. Exp. Bot., 65, 162-169.

141. Vigh L., Nakamoto H., Landry J., Gomez-Munoz A., Harwood J.L., Horvath1. (2007) Membrane regulation of the stress response from prokaryotic models to mammalian cells. Ann. NY Acad. Set, 1113, 40-51.

142. Vioque A. (1992) Analysis of the gene encoding the RNA subunit of ribonuclease P from cyanobacteria. Nucleic Acids Res., 20, 6331 -6337.

143. Wada H., Murata N. (1990) Temperature-induced changes in the fatty acid composition of the cyanobacterium, Synechocystis PCC6803. Plant Physiol., 92, 1062-1069.

144. Wada, H., Schmidt H., Heinz E., Murata N. (1993) In vitro ferredoxin-dependent desaturation of fatty acids in cyanobacterial thylakoid membranes. J. Bacteriol., 175, 544-547.

145. Wang Y., Xu W., Chitnis P. (2009) Identification and bioinformatic analysis of the membrane proteins of Synechocystis sp. PCC 6803. Proteome Sci., 7, 11.

146. Whittle E.J., Tremblay A.E., Buist P.H., Shanklin J. (2008) Revealing the catalytic potential of an acyl-ACP desaturase: tandem selective oxidation of saturated fatty acids. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 105, 14738-14743.

147. Williams C.M., Burdge G. (2007) Long-chain n-3 PUFA: plant v. marine sources. Proc. Nutr. Society, 65, 42-50.

148. Williams J.G.K. (1988) Construction-of specific mutations in photosystem II photosynthetic reaction center by genetic engineering methods in Synechocystis 6803. Methods Enzymol., 167, 766-778:

149. Wu G., Truksa M., Datla N., Vrinten P., Bauer J., Zank T., Cirpus P., Heinz E., Qiu X. (2005) Stepwise engineering to produce high yields of very long-chain polyunsaturated fatty acids in plants. Nature Biotechnology, 23, 1013-1017.

150. Yamajx-Hasegawa A., Tsujimoto M. (2006) Asymmetric distribution of phospholipids in biomembranes. Biological & Pharmaceutical Bulletin, 29, 15471553.

151. Yu B., Xu C., Benning C. (2002) Arabidopsis disrupted in SQD2 encoding sulfolipid synthase is impaired in phosphate-limited growth. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 99, 5732-5737.

152. Zang X., Liu B., Liu S., Arunakumara K.K.I.U., Zhang X. (2007) Optimum conditions for transformation of Synechocystis sp. PCC 6803. J. Microbiol., 45, 241-245.

153. Zhukov A.V., Yereshchagin A.G. (1970) Heptadecanoic acid as an internal standart in the gas chromatographic weight determination of fatty acids. J. Chromatogr., 51, 155-166.