Роль антиоксидантных систем в отклике бактерий Escherichia coli на температурные стрессы тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.07, кандидат биологических наук Закирова, Ольга Николаевна

• Закирова, Ольга Николаевна
• кандидат биологических наук
• 2001

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Закирова, Ольга Николаевна

Список принятых сокращений.

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Глава 1. Ответ бактерий Escherichia coli на температурные стрессы

1.1. Влияние температуры на рост и развитие микроорганизмов

1.2. Ответ бактерий Е. coli на тепловой шок.

1.2.1. Влияние теплового шока на структуру и функции мембран

1.2.2. Влияние теплового шока на ДНК.

1.2.3. Белки теплового шока: характеристика и функции.

1.2.4. Регуляция ответа на тепловой шок у Е. coli.

1.3. Ответ на тепловой шок у других микроорганизмов.

1.4. Ответ Е. coli на холодовой шок.

1.5. Ответ Е. coli на воздействие этанолом.

Глава 2. Ответ Е. coli на окислительный стресс.

2.1. Реактивные формы кислорода и их токсическое действие на живые клетки.

2.2. Регуляция ответа Е. coli на окислительный стресс.

2.2.1. Ответ на действие перекиси водорода, роль oxyR регулона

2.2.2. Роль rpoS (katF) регулона в защите клеток от окислительного стресса.

2.2.3. Ответ на действие генераторов супероксид аниона, роль soxRS регулона.

2.3. Роль глутатиона в ответе Е. coli на окислительный стресс

2.3.1. Клеточные функции глутатиона.

2.3.2. Ферменты биосинтеза глутатиона.

2.3.3. Глутатионоксидоредуктаза.

2.3.4. у-Глутамилтранспептидаза.

2.3.5. Глутатион-8-трансфераза.

2.4. Проявление признаков, характерных для окислительного стресса, при тепловом шоке клеток разных типов.

Глава 3. Объекты и методы исследований.

3.1. Бактериальные штаммы.

3.2. Питательная среда и условия культивирования.

3.3. Определение содержания белковых и небелковых тиолов

3.4. Определение содержания внутриклеточного глутатиона.

3.5. Определение активности глутатионредуктазы.

3.6. Определение активности каталазы.

3.7. Определение активности (3-галактозидазы.

3.8. Определение содержания ионов калия в клетке.

3.9. Определение содержания белка.

3.10. Статистическая обработка данных.

Глава 4. Роль антиоксидантных систем в отклике бактерий Е. coli на тепловой шок.

4.1. Влияние теплового шока на рост Е. coli, несущих мутации в антиоксидантных генах.

4.2. Влияние теплового шока на активность антиоксидантных систем

4.2.1. Экспрессия генов katG и katE и активность каталазы.

4.2.2. Экспрессия генов sodA и soxS

4.2.3. Уровни внутри- и внеклеточного глутатиона.

4.2.4. Экспрессия гена gor и активность глутатионредуктазы.

4.3. Влияние обработки этанолом на рост, уровни небелковых тиолов и калия у Е. coli, несущих мутации в антиоксидантных генах.

Глава 5. Роль антиоксидантных систем в отклике бактерий Е. coli на холодовой шок

5.1. Влияние холодового шока на рост Е. coli, несущих мутации в антиоксидантных генах.

5.2. Влияние холодового шока на активность антиоксидантных систем.

5.2.1. Экспрессия генов katG и katE и активность каталазы.

5.2.2. Экспрессия генов sodA и soxS.

5.2.3. Уровни внутри-и внеклеточного глутатиона.

5.2.4. Экспрессия гена gor и активность глутатионредуктазы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Роль антиоксидантных систем в отклике бактерий Escherichia coli на температурные стрессы»

Актуальность проблемы. В природных условиях бактерии постоянно подвергаются воздействию разного рода стрессов. Испытываемые клетками стрессы могут быть следствием резких изменений температуры, осмотического давления, рН, содержания кислорода, облучения солнечным светом и некоторыми другими факторами. В процессе эволюции бактерии развили различные механизмы, позволяющие адаптироваться к стрессам и сохранять жизнеспособность в неблагоприятных условиях. В исследованиях на клетках разных видов было обнаружено, что в некоторых случаях один и тот же стрессовый фактор может индуцировать ответные реакции, как специфичные для данного стресса, так и характерные для другого вида стресса. Известным примером такого рода служит наличие реакций, характерных для окислительного стресса, при тепловом шоке эукариотических клеток (Mitchell, Russo, 1983). Накапливаются данные о том, что у бактерий, растущих в аэробных условиях, тепловой шок также может сопровождаться реакциями характерными для окислительного стресса (Lee et al., 1983; Privalle, Fridovich, 1987; Benov, Fridovich, 1995). С другой стороны, бактерии, обладающие высокой устойчивостью к перекиси водорода, проявляли высокую устойчивость к тепловому шоку (Christman et al, 1985). Отмечалось также, что в действии теплового шока и этанола на бактерии есть общие черты.

Бактерии Escherichia coli обладают сложной системой антиоксидантной защиты, главными компонентами которой являются каталазы HPI, НРИ и супероксиддисмутазы (Farr, Kogoma, 1991). В клетках эукариот важное значение для антиоксидантной защиты имеет система с участием глутатиона (GSH), и обработка клеток перекисью водорода сопровождается снижением уровня восстановленного глутатиона и его окислением (Meister, Anderson, 1983). Бактерии Е. coli содержат высокие концентрации глутатиона, сравнимые с теми, которые наблюдаются в эукариотических клетках, однако данные о роли этой системы в защите Е. coli от окислительного стресса противоречивы, и проблема роли глутатиона у этих бактерий остается открытой. Так мутанты Е. coli, дефицитные по синтезу глутатиона, проявляют такую же устойчивость к действию Н2О2 и некоторым другим оксидантам, как и клетки родительского типа (Apontoweil, Berends, 1975b; Owens, Hartman, 1986). Более того, в некоторых ситуациях такие мутанты проявляли даже большую устойчивость к действию Н202, чем клетки дикого типа (Greenberg, Demple, 1986; Imlay, Linn, 1987; Romero, Canada, 1991). Было обнаружено также, что обработка перекисью водорода не влияет на уровень общего глутатиона у Е. coli (Greenberg, Demple, 1986) или даже приводит к его увеличению (Smirnova, Oktyabrsky, 1994).

Еще меньше известно о роли антиоксидантных систем в защите бактерий Е. coli от температурных стрессов и действия этанола. Данные, касающиеся этой проблемы, также немногочисленны и противоречивы. В этой связи, выяснение роли антиоксидантных систем при температурных стрессах и действии этанола является актуальной задачей.

Цель данной работы - изучение роли антиоксидантных систем в ответе бактерий Е. coli, растущих в аэробных условиях, на температурный стресс и действие этанола.

Основные задачи исследований:

1. Изучить влияние мутаций в генах, кодирующих компоненты антиоксидантных систем, на рост Е. coli при температурных стрессах.

2. Используя штаммы со слияниями генов, кодирующих компоненты антиоксидантных систем с геном (3-галактозидазы, изучить влияние холодового и теплового шоков на экспрессию антиоксидантных генов.

3. Изучить влияние холодового и теплового шоков на каталазную и глутатионредуктазную активность.

4. Изучить влияние температурных стрессов на статус внутри- и внеклеточного глутатиона.

5. Исследовать активность антиоксидантных систем в клетках Е. coli, адаптированных к росту при различных температурах.

6. Исследовать действие этанола на рост клеток Е. coli, несущих мутации в антиоксидантных генах, а также на уровень небелковых тиолов и калия.

Научная новизна и практическое значение работы.

Показано, что в аэробных условиях мутация в гене katG, кодирующем синтез каталазы HPI, приводит к снижению устойчивости Е. coli к тепловому шоку, вызванному быстрым повышением температуры с 30° до 45°С. При этих же условиях мутанты, дефицитные по синтезу глутатиона, проявляют более высокую устойчивость к тепловому шоку, чем клетки родительского штамма. Показано, что к обработке этанолом более чувствительны штаммы, имеющие мутации в генах, кодирующих синтез глутатиона и супероксиддисмутаз Mn-СОД и Fe-СОД.

Установлено, что тепловой шок бактерий Е. coli приводит к ингибированию экспрессии генов katG, katE и sodA, контролирующих синтез компонентов главных антиоксидантных систем, а также активности каталазы и глутатионредуктазы.

Показано, что у Е. coli тепловой шок приводит к значительному снижению внутриклеточного глутатиона и, одновременно, к повышению внеклеточного глутатиона.

Установлено, что при холодовом шоке бактерий Е. coli, вызываемом быстрым снижением температуры с 37° до 20°С, наиболее выраженное отрицательное влияние оказывает потеря активности двух супероксиддисмутаз Mn-СОД и Fe-СОД и дефицит по глутатиону.

Полученные данные о роли антиоксидантных систем в защите бактерий от температурного стресса и действия этанола расширяют представления о механизмах клеточной защиты от стрессов и могут способствовать совершенствованию методов борьбы с патогенными микроорганизмами, с совершенствованию методов борьбы с патогенными микроорганизмами, с одной стороны, и развитию приемов культивирования бактерий в биотехнологии, с другой стороны.

Положения, выносимые на защиту.

1. Температурные стрессы у бактерий Е. coli, сопровождаются явлениями, характерными для окислительного стресса, и антиоксидантные системы, которыми обладают эти бактерии, вносят вклад в устойчивость клеток к температурным стрессам. Устойчивость к тепловому и холодовому шоку определяется разными компонентами антиоксидантной защиты.

2. Поведение антиоксидантных систем у бактерий, адаптированных к росту при экстремальных температурах, и у бактерий, подвергшихся действию теплового и холодового шока, существенно различается.

Апробация работы и публикации. Материалы диссертации представлены на Международной конференции «Загрязнение окружающей среды. Проблемы токсикологии и эпидемиологии» (Москва-Пермь, 1993); Конференции молодых ученых-экологов Уральского региона «Современные проблемы популяционной, исторической и прикладной экологии» (Екатеринбург, 1998); Международной конференции «Проблемы загрязнения окружающей среды ICEP' 98» (Москва, 1998); По теме диссертации опубликовано 6 печатных работ.

Объем и структура диссертации. Диссертация изложена на 135 страницах печатного текста, иллюстрирована 30 рисунком и 5 таблицами; состоит из введения, обзора литературы, трех глав экспериментальной части, заключения и выводов. Список литературы включает 241 наименований работ отечественных и зарубежных авторов.

Заключение диссертации по теме «Микробиология», Закирова, Ольга Николаевна

выводы

1. В аэробных условиях мутация в гене katG, кодирующем синтез каталазы HPI, приводит к снижению устойчивости Е. coli к тепловому шоку, вызванному быстрым повышением температуры с 30° до 45°С. При этих же условиях мутанты, дефицитные по синтезу глутатиона, проявляют более высокую устойчивость к тепловому шоку, чем клетки родительского штамма.

2. Тепловой шок бактерий Е. coli приводит к ингибированию экспрессии генов katG, katE и sodA, контролирующих синтез компонентов главных антиоксидантных систем, а также активности каталазы и глутатионредуктазы. Тепловой шок приводит к значительному снижению внутриклеточного глутатиона и, одновременно, к повышению внеклеточного глутатиона.

3. При холодовом шоке бактерий Е. coli, вызываемом быстрым снижением температуры с 37° до 20°С, наиболее выраженное отрицательное влияние оказывает утрата активности двух супероксиддисмутаз Mn-СОД и Fe-СОД и дефицит по глутатиону.

4. Холодовой шок приводил к индукции экспрессии гена sodA, кодирующего Мп-СОД. Достоверного снижения уровня общего внутриклеточного глутатиона при холодовом шоке не обнаружено.

5. Температурные стрессы у бактерий Е. coli; сопровождаются явлениями, характерными для окислительного стресса, и антиоксидантные системы, которыми обладают эти бактерии, вносят вклад в устойчивость клеток к температурным стрессам. Устойчивость к тепловому и холодовому шоку определяется разными компонентами антиоксидантной защиты. Поведение антиоксидантных систем у бактерий, адаптированных к росту при

Ill экстремальных температурах, и у бактерий, подвергшихся действию теплового и холодового шока, существенно различается.

6. Обнаружена взаимосвязь между каталазной и глутатионовой системами: в клетках, адаптированных к пониженной температуре, при повышенном уровне экспрессии генов каталазной системы обнаружен низкий уровень внутриклеточного GSH и низкий уровень экспрессии гена и активности глутатионоксидоредуктазы. Это свидетельствует о том, что в клетках Е. coli разные антиоксидантные системы определенным образом взаимодействуют друг с другом.

7. К обработке этанолом более чувствительны штаммы, имеющие мутации в генах, кодирующих синтез глутатиона и супероксиддисмутаз Mn-СОД и Fe-СОД. Обработка этанолом вызывает временное снижение уровня небелковых тиолов и повышение уровня внутриклеточного калия. Результаты свидетельствуют о различной роли антиоксидантных систем при тепловом шоке и обработке этанолом.

Hi

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Для исследования роли ангиоксидатных систем при температурном шоке Е. coli нами были изучены три антиоксидатные системы, которыми обладают эти бактерии. В первую очередь это каталазы (HPI и НРИ), участвующие в деградации перекиси водорода; супероксиддисмутазы (Mn-СОД и Fe-СОД), катализирующие дисмутацию супероксидного аниона, и глутатион. У бактерий в репарации повреждений ДНК участвует также система, называемая SOS-ответом, но в нашей работе роль этой системы в ответе на температурный шок не изучалась.

Одним из признаков окислительного стресса у таких бактерий как Е. coli считается индукция генов, откликающихся на повышение внутриклеточной концентрации оксидантов, и, соответственно, повышение активности антиоксидантных ферментов, кодируемых этими генами (Farr, Kogoma, 1991; Demple, 1991). В наших условиях не отмечалось повышения активности указанных компонентов антиоксидантной защиты в ответ на тепловой шок, скорее, наоборот, наблюдалось их ингибирование. В то же время, пониженная устойчивость к тепловому шоку мутантов, дефицитных по каталазе HPI, может указывать на то, что повышение уровня активных форм кислорода, в частности, Н2О2, может иметь место при тепловом шоке растущих клеток Е. coli. Представляется возможным, что явления, характерные для окислительного стресса при внезапном тепловом шоке Е. coli, связаны не только с увеличением продукции АФК как прямого результата повышения температуры, но и с ингибированием активности компонентов антиоксидантной защиты.

Исследования на эукариотических клетках показали, что глутатион, участие которого в антиоксидантной защите клеток эукариот твердо установлено, может принимать участие и в ответе клеток на тепловой шок. Повышение уровня внутриклеточного глутатиона в ответ на тепловой шок рассматривается как одно из доказательств причастности глутатиона к терморезистентности эукариотических клеток (Mitchell, Russo, 1983). Об этом свидетельствует также повышенная чувствительность к тепловому шоку клеток, предварительно обработанных реагентами, снижающими концентрацию внутриклеточного глутатиона (Mitchell, Russo, 1983). Менее изученной является роль глутатиона в защите бактериальных клеток от теплового стресса. В настоящей работе показано, что у бактерий Е. coli тепловой шок приводил к снижению внутриклеточного глутатиона и соотношения GSHin/GSSGm, а дефицит глутатиона не повышал чувствительности клеток к тепловому стрессу. Это указывает на то, что в эукариотических клетках и у бактерий Е. coli поведение и роль глутатиона в ответе на тепловой шок существенно различаются.

Могут ли наблюдаемые при тепловом шоке Е. coli изменения в статусе внутриклеточного глутатиона свидетельствовать о наличии в этой ситуации окислительного стресса? Ранее были подробно исследованы изменения в поведении глутатиона при действии экзогенных оксидантов на растущие клетки Е. coli (Smirnova et al., 2000). Сравнительный анализ показывает, что изменения в статусе глутатиона при тепловом шоке Е. coli, обнаруженные в нашей работе, в наибольшей степени схожи с теми, которые наблюдались при действии перекиси водорода на клетки, дефицитные по каталазе HPI, и при действии менадиона на клетки, дефицитные по супероксиддисмутазе (Smirnova et al., 2000). На первый взгляд, это должно указывать на наличие окислительного стресса при тепловом шоке, поскольку в клетках дикого типа тепловой шок ингибировал экспрессию генов, кодирующих активность именно этих ферментов, и фенотипы мутантов katG и sodA и клеток дикого типа при действии теплового шока могут быть близки. Однако ситуация выглядит более сложной, если рассматривать изменения статуса глутатиона при , тепловом шоке как внутри клеток, так и снаружи. Данные, представленные на рис. 14, показывают, что тепловой шок сопровождался значительным увеличением экстраклеточного глутатиона, и убыль значительной части внутриклеточного глутатиона могла быть следствием его экспорта наружу. Примечательно также, что тепловой шок не приводил к увеличению уровня GSSG внутри клеток, а увеличение экстраклеточного глутатиона происходило, главным образом, за счет GSH. Эти данные затрудняют возможность объяснения снижения внутриклеточного глутатиона при тепловом шоке как результата прямого окисления глутатиона эндогенными оксидантами.

Ранее было показано, что в отличие от клеток эукариот у Е. coli глутатион не является существенным компонентом антиоксидантной защиты от перекиси водорода и соединений, генерирующих супероксид анион (Greenberg, Demple, 1986; Смирнова и др., 1999). Более того, присутствие глутатиона у этих бактерий оказывает ингибирующее действие на экспрессию soxS, индуцируемую паракватом (Ding, Demple, 1996) и экспрессию katG, индуцируемую перекисью водорода (Смирнова и др., 1997). Эти данные дают одно из возможных объяснений положительного эффекта мутации gshA на устойчивость Е. coli к тепловому шоку. Клетки gshA, дефицитные по синтезу GSH, потенциально имеют более высокую способность к индукции каталазной активности, и это может быть одной из причин их повышенной устойчивости к тепловому шоку. Представляется, что, как и в случае окислительного стресса, при тепловом шоке Е. coli глутатион не принимает прямого участия в антиоксидантной защите.

Данные о поведении клеток Е. coli, адаптированных к росту при повышенной температуре, дают дополнительные доказательства в пользу того, что повышение температуры среды выше ростового оптимума сопровождается повышением уровня АФК. В таких клетках при переходе к аэробному росту при повышенной температуре наблюдалась интенсивная индукция каталазной активности на уровне транскрипции. Высокий уровень внутри- и внеклеточного восстановленного глутатиона у адаптированных

1UU клеток является, возможно, одним из элементов адаптации к росту при повышенной температуре.

Мы не отметили увеличения экспрессии sodA в ответ на повышение температуры от 30 до 45°С, так же как и существенного влияния мутаций sodA и sodB на устойчивость Е. coli к тепловому шоку. Ранее было сообщено, что нет различия между СОД* и СОД' штаммами в чувствительности к 53 °С (Privalle, Fridovich, 1987; Kogoma, Yura, 1992). В то же время было показано, что выживаемость Е. coli sodAsodB после повышения температуры от 37 до 45-48°С значительно ниже, чем у клеток родительского типа (Privalle, Fridovich, 1987). Указанные различия могут быть связаны, в первую очередь, с различиями в температурных градиентах. Возможно, что при 53 °С происходит такое же сильное ингибирование активности супероксиддисмутаз, как и в наших условиях, что делает два фенотипа неразличимыми. Следует также отметить, что мы оценивали чувствительность клеток к тепловому шоку по его влиянию на рост, тогда как в указанных выше работах использовался тест на выживаемость бактерий после высева на чашках с агаром.

Результаты свидетельствуют о том, что холодовой шок аэробно растущих клеток Е. coli, так же как и тепловой шок, сопровождается реакциями, характерными для окислительного стресса. Повышенная чувствительность к холодовому шоку клеток, дефицитных по двум супероксиддисмутазам Мп-СОД и Fe-COD, и повышение уровня экспрессии гена sodA, кодирующего супероксиддисмутазу Mn-СОД в ответ на холодовой стресс, свидетельствуют о том, что окислительный стресс в этой ситуации, вероятнее всего, связан с повышением внутриклеточного уровня супероксидного аниона, а не Н2О2. Косвенно в пользу этого свидетельствует также снижение внутриклеточного уровня восстановленного глутатиона и соотношения GSH/GSSG в клетках, растущих при пониженной температуре. Ранее было показано, что обработка растущих аэробно клеток Е. coli дикого типа генератором супероксид аниона менадионом, но не Н202, приводит к снижению как внутриклеточного уровня общего глутатиона, так и соотношения GSHin/GSSGin (Demple, 1991).

Полученные данные свидетельствуют о том, что длительный рост Е. coli при 20°С также может сопровождаться реакциями, характерными для окислительного стресса, однако вопрос о роли различных антиоксидантных систем в этой ситуации остается открытым.

Одной из причин наблюдаемых эффектов может быть повышение концентрации кислорода в культуре при снижении температуры. Было показано, что снижение температуры с 37° до 19-22°С приводит к повышению содержания кислорода в аэробной культуре Е. coli. Это связано с тем, что в результате снижения скорости роста клеток происходит и существенное снижение потребления кислорода. Вследствие этого, скорость растворения кислорода в культуре превышает скорость его потребления клетками, и концентрация кислорода в культуре повышается. Эта повышенная концентрация кислорода может удерживаться на достаточно высоком уровне даже при очень высокой плотности биомассы (Shiloach, Bauer, 1975).

Еще одной причиной появления реакций, характерных для окислительного стресса при холодовом шоке, может быть повышение продукции активных форм кислорода в дыхательной цепи вследствие изменения свойств мембран. Накоплены данные о значительных изменениях свойств мембран у Е. coli и других бактерий при понижении температуры среды с 35° до 20°С (Гельман и др., 1972). Показано также, что мембранные компоненты в цепи переноса электронов могут быть источниками АФК в аэробно растущих Е. coli (Imlay, Fridovich, 1991). Указанные выше факторы могут действовать одновременно.

В таблице 5 суммированы данные, отражающие реакцию изученных антиоксидантных систем у Е. coli на температурные стрессы. Таблица наглядно демонстрирует, что, во-первых, роли каждой из этих систем при тепловом и холодовом шоке существенно различаются, и, во-вторых, поведение антиоксидантных систем различно в клетках, подвергшихся

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Закирова, Ольга Николаевна, 2001 год

1. Александров В.Я. Клетки, макромолекулы и температура //Ленинград: Наука. 1975. 329 С.

2. Гельман Н.С., Лукоянова М.А., Островский Д.Н. Мембраны бактерий и дыхательная цепь // Москва: Наука. 1972. 246 С.

3. Евстигнеева З.Г., Соловьева Н.А., Сидельникова Л.И. Структура и функции шаперонов и шаперонинов // Прикладная биохимия и микробиол. 2001. Т.37. №1. С.5-18.

4. Карасевич Ю.Н. Экспериментальная адаптация микроорганизмов// Москва: Наука. 1975. 180 С.

5. Логинова Л.Г., Головачева Р.С., Егорова Л.А. Жизнь микроорганизмов при высоких температурах // Москва: Наука. 1966. 295 С.

6. Логинова Л.Г., Головачева Р.С., Головина И.Г., Егорова Л.А., Позмогова И.Н., Хохлова Ю.М., Цаплина И.А. Современные представления о термофилии микроорганизмов // Ред. Имшенецкий А.А. Москва: Наука. 1973. 275 С.

7. Меныцикова Е.Б., Зенков Н.К. Окислительный стресс при воспалении // Успехи соврем, биол. 1997. Т. 117. Вып. 2. С.155-171.

8. Методы общей бактериологии. Т. 1 // Москва: Мир. 1983. 536 С.

9. Мирошниченко М.А., Кострикина Н.А., Хиппе Р., Слободкин А.И., Бонч-Осмоловская Е.А. Биоразнообразие термофильных сероредуцирующих бактерий: новые субстраты и места обитания // Микробиология. 1998. Т.67. № 5. С.680-686.

10. Николаев Ю.А. Участие экзометаболитов в адаптации Escherichia coli к стрессам // Микробиология. 1997. Т.66. С.38-41.

11. Островский Д.Н. Окислительный стресс у бактерий // 53 Баховское чтение. РАН, 17 марта 1997, Москва. 1997. 23С.i I о

12. Рощина E.K., Петров JI.H. Выделение белка во внеклеточное пространство как неспецифическая реакция Escherichia coli на стресс // Микробиология. 1997. Т.66 С. 179-184.

13. Смирнова Г. В., Музыка Н.Г., Глуховченко М.Н., Октябрьский О.Н. Отклик Escherichia coli на действие проникающего и непроникающего оксидантов // Биохимия. 1997. Т. 62. № 5, С.563-569.

14. Смирнова Г.В., Музыка Н.Г., Глуховченко М.Н., Красных Т.А. Октябрьский О.Н. Устойчивость к окислительному стрессу у штаммов Escherichia coli, дефицитных по синтезу глутатиона // Биохимия. 1999. Т. 64. № Ю. С.1318-1324.

15. Смирнова Г.В., Октябрьский О.Н. Изменение количества SH-соединений в культурах Escherichia coli и Bacillus subtilis II Микробиология. 1990. Т.59. Вып.З. С.387-393.

16. Смирнова Г.В., Музыка Н.Г., Глуховченко М.Н., Октябрьский О.Н. Перекись водорода модулирует внутриклеточные уровни тиолов и калия в шутках Escherichia coli II Микробиология. 1998. Т.67. Вып.5. С.594-600.

17. Страйер Л. Т.2 //Москва: Наука. 1985. 310 С.

18. Физиология бактерий // Москва: Иностранная литература. 1954. 547 С.

19. Шлегель Г. Общая микробиология // Москва: Мир. 1987. 566 С.

20. Altuvia S., Almiron М., Huisman G., Kolter R., Storz. G. The dps promoter is activated by oxyR during growth and by ihf and sigma(S) in stationary-phase 11 Mol. Microbiol. 1994. Vol.13. P.265-272.

21. Apontoweil P., Berends W. Glutathione biosynthesis in Escherichia coli K12: properties of the enzymes and regulation // Biochim. Biophys. Acta. 1975a. Vol.399. P.l-9.

22. Apontoweil P., Berends W. Isolation and initial characterization of glutathione-deficient mutants of Escherichia coli K12 // Biochim. Biophys. Acta. 1975b. Vol.399. P. 10-22.

23. Arscott L.D., Drake D.M., Williams J.C.H. Inactivation-reactivation of two-electron reduced Escherichia coli glutathione reductase involving a dimer-monomer equilibrium // Biochem. 1989. Vol.28. P.3591-3598.

24. Bardwell J.C.A., Craig E.A. Major heat shock gene of Drosophila and the Escherichia coli heat-inducible dnaK gene are homologous // Proc. Natl. Acad. Sci. 1984. Vol.81. P.848-852.

25. Basaga H.S. Biochemical aspects of free radicals // Biochem. Cell. Biol. 1990. Vol.68. P.989-998.

26. Becker-Hapak M., Eisenstark A. Regulation of glutathione oxidoreductase by rpoS in Escherichia coli IIFEMS Microbiol. Lett 1995. Vol. 134. P.39-44.

27. Beers R.F., Sizer I.W. A spectrophotometric method for measuring the breakdown of hydrogen peroxide by catalase // J. Biol. Chem. 1952. Vol.195. P.133-140.

28. Benov L. Т., Fridovich I. Escherichia coli expresses a copper- and zinc-containing superoxide dismutase // J. Biol. Chem. 1994. Vol.269. P.25310-25314.

29. Benov L.T., Fridovich I. Superoxide dismutase protect against aerobic heat shock in Escherichia coli //J. Bacteriol. 1995. Vol. 177. P.3344-3346.

30. Berglin E.H., Edlund M.-B.K., Nyberg G.K., Carlsson J. Potentiation by L-cysteine of the bactericidal effect of hydrogen peroxide in Escherichia coli II J. Bacteriol. 1982. Vol.152. P.81-88.

31. Beyer W., Imlay J., Fridovich I. Superoxide dismutases // Progr. Nucl. Acid. Res. Mol. Biol. 1991. Vol.40. P.221-253.

32. Brown K.L., Hughes K.T. The role of anti-sigma factors in gene regulation // Mol. Microbiol. 1995. Vol.16. P.397-404.

33. Booth I.R. Regulation of cytoplasmic pH in bacteria // Microbiol. Rev. 1985. Vol.49. P.359-378.

34. Brigelius R. Mixed disulfides: biological functions and increase in oxidative stress // In: Sies H. (Ed.) Oxidative stress. London: Acad. Press, 1985. P.243-272.

35. Bukau B. Regulation of heat shock response // Mol. Microbiol. 1993. Vol. 9. P. 671-680.

36. Buttke T.M., Ingram L.O. Echanol-induced changes in lipid composition of Escherihia coli: inhibition of fatty acid synthesis in vitro // Arch. Biochem. Biophys. 1980. Vol.203. P.565-571.

37. Carlioz A., Touati D. Isolation of superoxide dismutase mutants in Escherichia coir, is superoxide dismutase necessary for aerobic life? // EMBO J. 1986. Vol.5. P.623-630.

38. Chance В., Sies H., Boveris A. Hydroperoxide metabolism in mammalian organs // Physiol. Rev. 1979. Vol.59. P.527-605.

39. Chen S., Roseman A.M., Hunter A.S., Wood S.P., Burston S.G., Ranson N.A., Clarke A.R., Saibil H.R. Localization of the folding protein and shape changes in GroEL GroES complexes imaged by cryo-electron microscopy // Nature. 1994. Vol.371. P.261-264.

40. Christman M.F., Morgan R.W., Jacobson F.S., Ames B.N. Positive control of a regulon for defenses against oxidative stress and some shock proteins in Salmonella typhimurium II Cell. 1985. Vol.41. P.753-762.

41. Cohen G., Hochstein P. Glutathione peroxidase: the primary agent for the elimination of hydrogen peroxide in erythrocytes // Biochem. 1963. Vol.2. P.1420-1426.

42. Compton J.L., McCarthy B.J. Induction of the Drosophila heat shock response in isolated polytene nuclei // Cell. 1978. Vol.14. P.191-201.

43. Darzynkiewiez Z., Traganos F., Sharpless Т., Melamed M.R. DNA denaturation in situ: effects of divalent cations and ethanol // J. Cell Biol. 1976. Vol.68. P.l-10.

44. Davies K.J.A. Protein damage and degradation by oxygen radicals // J. Biol. Chem. 1987. Vol.262. P.9902-9907.

45. Davies K.J.A., Lin S.W. Degradation of oxidatively denatured proteins in Escherichia coli II Free. Radic. Biol. Med. 1988. Vol.5. P.215-223.

46. Demple B. Regulation of bacterial oxidative stress genes // Annu. Rev. Genet. 1991. Vol.25. P.315-337.

47. Demple B. Radical ideas: genetic responses to oxidative stress // Clinic. Experim. Pharmocol. Physiol. 1999. Vol.26. P.64-68.

48. Demple В., Linn S. 5,6-Saturated thymine lesions in DNA: production by UV light and hydrogen peroxide // Nucl. Acids Res. 1982. Vol.10. P.3781-3789.

49. Ding H., Demple B. Glutathione-mediated destabilization in vitro of 2Fe-2S. centers in the SoxR regulatory protein I I Proc. Natl. Acad. Sci. 1996. Vol.93. P.9449-9453.

50. Duchene A.-M., Thompson C.J., Mazodier P. Transcription analysis of groEL genes in Streptomyces coelicolor A3(2) // Mol. Gen. Genet. 1994. Vol.245. P.61-68.

51. Eisenstark A., Calcutt M.J., Becker-Hapak ML, Ivanova A., Role of Escherihia coli rpoS and associated genes in defense against oxidative damage // Free radical Biol. Med. 1996. Vol.21. P.975-993.

52. Elmore M.J., Lamb A J., Ritchie G.Y., Douglas R.M., Munro A., Gajewska A., Booth I.R. Activation of potassium efflux from Echerichia coli by glutathione metabolites // Mol. Microbiol. 1990. Vol.4. P.405-412.

53. Epstein W. Osmoregulation by potassium transport in Escherichia coli II FEMS Microbiol. Rev. 1986. Vol.39. P.73-78.

54. Fahey R.C., Brown W.C., Adams W.B., Worsham M.B. Occurrence of glutathione in bacteria // J. Bacteriol. 1978. Vol.133. P. 1126-1129.

55. Farr S.B., Kogoma T. Oxidative stress responses in Escherichia coli and Salmonella typhimurium // Microbiol. Rev. 1991.Vol.55. P.561-585.

56. Farr S.В., Touati D., Kogoma T. Effects of oxygen stress on membrane functions in Escherichia coli: role of HPI catalase // J. Bacteriol. 1988. Vol.170. P.l837-1842.

57. Fayet O., Ziegelhoffer Т., Georgopoulos C. The groEL and groES heat shock genes of Escherichia coli are essential for bacterial growth at all temperatures //J. Bacteriol. 1989. Vol. 171. P. 1379-1385.

58. Fento'n H.J.H., Jackson H. The oxidation of polyhydric alcohols in the presence of iron // J. Chem. Soc. Trans. 1899. Vol.75. P. 1-11.

59. Fenton W.A., Kashi Y., Furtak K., Horwich A.L. Residues in chaperonin

60. GroEL required for polypeptide binding and release // Nature. 1994. Vol.371. P.614-619.

61. Fischer H.M., Babst M., Kaspar Т., Acuna G., Arigoni F., Hennecke H. One member of groESL-like chaperonin multigene family in Bradyrhizobium japonicum is coregulated with symbiotic nitrogen fixation genes // EMBO J. 1993. Vol.12. P.2901-2912.

62. Fitz-James P. Microbial protoplasts, spheroplasts and L-forms // Ed. L.Guze. Baltimore. 1968. 124 P.

63. Flynn G.C., Chappell T.G., Rothman J.E. Peptide binding and release by proteins implicated as catalysts of protein assembly // Science. 1989. Vol.245 P.385-390.

64. Freeman M.L., Spitz D.R., Meredith M.J. Does heat shock enhance oxidative stress? Studies with ferrous and ferric iron // Radiat. Res. 1990. Vol.124. P.288-293.

65. Fridovich I. The biology of oxygen radicals // Science 1978. Vol.201. P.875-880.

66. Frydman J., Nimmesgern E., Ohtsuka K., Hartl F. Folding of nascent polypeptide chains in a high molecular mass assembly with molecular chaperones // Nature. 1994. Vol.370. P. 111-117.

67. Fuchs J.A., Warner H.R. Isolation of an Escherichia coli mutant deficient in glutathione synthesis // J. Bacteriol. 1975. Vol.124. P.140-148.

68. Gamer J., BuJard H., Bukau B. Physical interaction between heat shock proteins DnaK, DnaJ, GrpE and the bacterial heat shock transcriptional factor 832 // Cell. 1992. Vol. 69. P.833-842.

69. Georgopoulos С., Welch W.J. Role of the major heat shock proteins as molecular chaperones // Ann. Rev. Cell Biol. 1993. Vol.9. P.601-634.

70. Gerner E.W., Schneider M.J. Induced thermal resistance in Hela cells // Nature. 1975. Vol.256. P.500-502.

71. Ghe A.M., Stefanelli C., Tsintiki P., Veschi G. Influence of some metal ions on oxidation of NADH and on formation of the superoxide anion radical 0{ during enzymatic catalysis by EC 1.2.3.2 xanthine oxidase // Talanta. 1985. Vol. 32. P.359-362.

72. Goff S.A., Goldberg A.L. Production of abnormal proteins in Escherichia coli stimulates transcription of Ion and other heat shock genes // Cell. 1985. Vol.41. P.587-595.

73. Gomes S.L., Gober J.W., Shapiro L. Expression of the Caulobacter heat shock gene dnaK is developmentally controlled during growth at normal temperatures // J. Bacteriol. 1990. Vol.172. P.3051-3059.

74. Gonzalez-Flecha В., Demple B. Homeostatic regulation of intracellular hydrogen peroxide concentration in aerobically growing Escherichia coli II J. Bacteriol. 1997. Vol.179. P.382-388.

75. Graf E., Empson K., Eaton J. Phytic acid a natural antioxidant // J. Biol. Chem. 1987. Vol.262. P.l 1647-11650.

76. Gragerov A., Zeng L., Zhao X., Burkholder W., Gottesman M. E. Specificity of DnaK-peptide binding // Mol. Biol. 1994. Vol. 235. P. 848-854.

77. Graumann P., Marahiel M.A. Some like it cold: Response of micro-organisms to cold shock // Arch. Microbiol. 1996. Vol.166. P.293-300.

78. Graumann P, Marahiel M.A. Effect of heterologous expression of CspB, the major cold shock protein of Bacillus subtilis, on protein synthesis in Escherichia coli //Mol. Gen. Genet. 1997. Vol.253. P.745-752.1Z.W

79. Greenberg J.T., Demple В. Glutathione in Escherichia coli is dispensable for resistance to H2O2 and gamma radiation // J. Bacteriol. 1986. Vol.168.1. P. 1026-1029.

80. Greenberg J.T., Demple B. Overproduction of peroxide-scavenging enzymes in Escherichia coli suppresses spontaneous mutagenesis and sensitivity to redox-cycling agents in oxyR mutants // EMBO J. 1988. Vol.7. P.2611-2617.

81. Greenberg J.T., Demple B. A global response induced in Escherichia coli by redox-cycling agents overlaps with that induced by peroxide stress // J. Bacteriol. 1989. Vol.171. P.3933-3939.

82. Greer S., Perham R.N. Glutathione reductase from Escherichia coli: cloning and sequence analysis of the gene and relationship to other flavoprotein disulfide oxidoreductases // Biochem. 1986. Vol.25. P.2736-2742.

83. Grossman A.D., Straus D.B., Walter W.A., Gross C.A. Sigma 32 synthesis can regulate the synthesis of heat shock proteins in Escherihia coli II Genes Dev. 1987. Vol.1. P. 179-184.

84. Gushima H., Miya Т., Murata K., Kimura A. Purification and characterization of glutathione synthetase from Escherichia coli В // J. Appl. Biochem. 1983. Vol.5. P.210-218.

85. Gushima H., Yasda S., Soeda E., Yokata M., Kondo M., Kimura A. Complete nucleotide sequence of the Escherichia coli glutathione synthetase gsh-II 11 Nucl. Acid. Res. 1984. Vol.12. P.9299-9307

86. Hahn G.M., Li G.C. Thermotolerance and heat shock proteins in mammalian cells // Radiat. Res. 1982. Vol.92. P.452-457.

87. Harington A.A., Kallio R.E. Oxidation of methanol and formaldehyde by Pseudomonas methanica II Can. J. Microbiol. 1969. Vol.6. P. 1-7.

88. Hashimoto W., Suzuki H., Yamamoto K., Kumagai H. A Analysis of low temperature inducible mechanism of y-glutamyltranspeptidase of Escherichia coli K12 //Biosci. Biotech. Biochem. 1997. Vol.61. P.34-39.

89. Henle К J., Nagle W.A., Moss A .J., Herman T.S. Polyhydroxy compounds and thermotolerance: A proposed concatenation // Radiat. Res. 1982. Vol.92.1. Р.445-451.

90. Herendeen S.L., VanBogelen R.A, Neidhardt F.C. Levels of major proteins of Escherichia coli during growth at different temperatures. // Bacteriol. 1979. Vol.139. P.185-194.

91. Herman C., Thevenet D., D'Ari R, Bouloc P. Degradation 8-32, the heat shock regulator in Escherichia coli is governed by FtsH // Proc. Natl. Acad. Sci. 1995. Vol. 92. P. 3516-3520.

92. Hiratsu K., Amemura M., Nashimoto H., Shinagawa H., Makino K. The rpoE gene of Escherihia coli, which encodes S-E, is essential for bacterial growth at high temperature // J.Bacteriol. 1995. Vol.177. P.2918-2922.

93. Fenton reaction in vivo and in vitro II Science. 1991. Vol.240. P.640-642. 102.Ingram L.O. Mechanism of lysis of Escherichia coli by ethanol and other chaotropic agents // J. Bacteriol. 1981. Vol.146. P.331-336.

94. Jakoby W.B., Habig W.H. Glutathione transferases // Biochem. Pharmacol. Toxicol. Enzymatic Basis Detoxicat. Jacoby W.B. (Ed.). New York: Acad. Press. 1980. Vol.11. P.63-94

95. Jamieson D.J. Saccharomyces cerevisiae has distinct adaptive responses to both hydrogen peroxide and menadione // J. Bacteriol. 1992. Vol.174. P.6678-6681.

96. Jenkins D.E., Schultz J.E., Matin A. Starvation-induced cross protection against heat or H202 challenge in Escherichia coli II J. Bacteriol. 1988. Vol.170. P.3910-3914.

97. Jishage M., Ishihama A. Regulation of RNA polymerase sigma subunit synthesis in Escherichia coli: Intracellular levels of sigma-70 and sigma-38 //

98. J. Bacteriol. 1995. Vol.177. P.6832-6835.

99. Jones P.G., Cashel M., Glaser G., Neidhardt F.C. Function of a relaxed-like state following temperature downshifts in Escherichia coli // J.Bacteriol. 1992. Vol.174. P.3903-3914.

100. Jones P.G., Inouye M. The cold shock response a hot topic I I Mol. Microbiol. 1994. Vol.11. P.811-818.

101. Jones P.G., VanBogelen R.A., Neidhardt F.C. Induction of proteins in response to low temperature in Escherichia coli // J. Bacteriol. 1987. Vol.169. P.2092-2095.

102. Kogoma T.S., Farr S.B., Joyce K.M., Natvig D.O. Isolation of gene fusions (soir.lacZ) inducible by oxidative stress in Escherichia coli II Proc. Narl. Acad. Sci. USA. 1988. Vol.85. P.4799-4803.

103. Kogoma Т., Yura T. Sensitization of Escherichia coh cells to oxidative stress by deletion of the rpoH gene, which encodes one heat shock sigma factor // J. Bacteriol. 1992. Vol.174. P.630-632.

104. Kosower N.S., Kosower E.M. The glutathione status of cells // Int. Rev. Cytol. 1978. Vol.54. P.109-160.

105. Langer Т., Pfeifer G., Martin J., Baumeister W., Hartl F.-U. Chaperonin-mediated protein folding: GroES binds to one end of the GroEL cylinder whichaccommodates the substrate within its central cavity // EMBO J. 1992. Vol.11. P.455-457.

106. La Teana A., Brandi A., Falconi M., Spurio R., Pon C.L., Gualerzi C.O. Identification of a cold shock transcriptional enhancer of the Escherichia coli gene encoding nucleoid protein H-NS // Proc. Natl. Acad. Sci. 1991. Vol.88. P.1097-1101.

107. Lee J., Dawes I.W., Roe J.-H. Adaptive response of Schizosaccharomyces pombe to hydrogen peroxide and menadione // Microbiol. 1995a. Vol.141. P.3127-3132.

108. Lee, K.-H. Schweder, Т., Lomovskaya. 0.: Matin. A. CIpX proteolytic activity plays a major role in lowering sigma-70 levels in exponential phase Escherihia coll// Abstract. 95th Meeting, Am. Soc. Microbiol. 1995b. P.509.

109. Lee P.C., Bochner B.R., Ames B.N. AppppA, heat shock stress, and cell oxidation // Proc. Natl. Acad. Sci. 1983. Vol.80. P.7496-7500.

110. Leenders H.J., Berendes H.D. The effect of changes in one respiratory metabolism upon genome activity in Drosophilas. The induction of gene activity // Chromosoma. 1972. Vol.37. P.433-444.

111. Lesko S.A., Lorentzen R.J., Ts'o P.O.P. Role of superoxide in deoxyribonucleic acid strand sciccion // Biochem. 1980. Vol.19. P.3023.

112. Li G.C., Hahn G.M. Ethanol-induced tolerance to heat and to adriamycin // Nature. 1978. Vol.274. P.699-701.

113. Li G.C., Webb Z. Correlation between synthesis of heat shock proteins and development of thermotolerance in Chinese hamster fibroblasts // Proc. Natl. Acad. Sci. 1982. Vol.79. P.3218-3222.

114. Liberek K., Georgopoulos C. Autoregulation of the Escherichia coli heat shock response by the DnaK and DnaJ heat shock proteins // Proc. Nati. Acad. Sci. 1993. Vol.90. P. 11019-11023.

115. Lilie H., Buchner J. Interaction of GroEL with a highly structured folding intermediate: interactive binding cycles do not involve unfolding // Proc. Natl. Acad. Sci. 1995. Vol.92. P.8100-8104.1. J.

116. Lipinska В., King J., Ang D., Georgopoulos C. Sequence analyses and transcriptional regulation of the Escherichia coli grpE gene, encoding a heat shock protein//Nucleic. Acids Res. 1988. Vol.16. P.7545-7562.

117. Llorea O., Marco S., Carracosa J., Valpuesta J.M. The formation of symmetrical GroEL-GroES complexes in the presence of ATP // FEBS. 1994. Vol.345. P.181-186.

118. Loewen P.C. Levels of coenzyme A-glutathione mixed disulfide in Escherichia coli II Can. J. Biochem. 1978. Vol.56. P.753-759.

119. Loewen P. C. Levels of glutathione in Escherichia coli II Can. J. Biochem. 1979. Vol.57. P.107-111.

120. Loewen P.C. Regulation of bacterial catalase synthesis 11 Molecular Biology of free Radical Scavering Systems. 1992 Cold spring Harbor Laboratory Press. P.97-115.

121. Loewen P.C., Switala J., Triggs-Raine B.L. Catalases HPI and HPII in Escherichia coli are induced independently // Arch. Biochem. Biophys. 1985. Vol.243. P. 144-149.

122. L6pez-Barea J., Barcena J.A. Redox control of glutathione and thioredoxin reductase // In: Plasm. Membr. Oxidoreduct. Control Anim. Plant Growth. Proc. NATO Adv. Res. Worthshop. Cordowa, March 21-25. 1988. New York-London.

123. Lowry O.H., Rosenbrough N.J., Farr A.L., Randall RJ. Protein measurement with the Folin-phenol reagent // J. Biol. Chem. 1951. Vol.193. P.263-275.

124. Mata A.M., Pinto M.C., Lopez-Barea J. Purification by affinity chromatography of glutathione reductase (EC 1.6.4.2) from Escherichia coli and characterization of such enzyme // Z. Naturforsch 39C. 1984. P.908-915.

125. Matin A., Auger E.A., Blum P.H., Schultz J.E. Genetic basis of starvation survival in nondifferentiating bacteria // Annu. Rev. Microbiol. 1989. Vol.43. P.293-316.

126. McCormick J.P., Fischer R.J., Pachlatko J.P., Eisenstark A. Characterization of a cell lethal product from the photooxidation of tryptophan: hydrogen peroxide // Science 1976. Vol.191. P.468-469.

127. McMullin Т., Hallberg R. A highly evolutionarily conserved mitochondrial protein is structurally related to the protein encoded by the Escherichia coli groEL gene // Mol. Cell. Biol. 1988.Vol.8. P.371-380.

128. Mead J. Free radical mechanisms of lipid damage and consequences forcellular membranes // In: Free radicals in biology. Pryor W.A. (Ed.) NewYork: Acad. Press. 1976. P.51-68.

129. Mecsas J., Rouviere P.E., Erickson J.W., Donahue T.J., Gross C.A. The activity of 5-E, an Escherichia coli heat-inducible 5-factor, is modulated by expression of outer membrane proteins //Genes Dev. 1993. Vol.7. P.2618-2628.

130. Meister A. On the cycles of glutathione metabolism and transport // Curr. Top. Cell Regul. 1981. Vol.18. P.21-58.

131. Meister A., Anderson M.E. Glutathione // Annu. Rev. Biochem. 1983. Vol.52. P.711-760.

132. Meury J., Kepes A. Glutatione and the gated potassium channels of Escherichia coli // EMBO J. 1982. Vol.1. P.339-343.

133. Meury J., Robin A. Glutathione-gated K+ channels of Escherichia coli carry out K+ efflux controlled by the redox state of the cells // Arch. Microbiol. 1990. Vol.154. P.475-482.1Z0

134. Miller J.H. Experiments in molecular genetics // Cold Spring Harbor. New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1972.

135. Mirkin S.M., Bogdanova E.S., Gorlenko Z.M., Gragerov A.I., Larionov O.A. DNA supercoiling and transcription in Escherichia coli: influence of RNA polymerase mutations // Mol. Gen. Genet. 1979. Vol.177. P. 169-175.

136. Missiakas D., Georgopoulos C., Raina S. Identification and characterization of the Escherichia coli gene dsbB, whose product is involved in the formation of disulfide bonds in vivo // Proc. Natl. Acad. Sci. 1993. Vol.90. P.7084-7088.

137. Missiakas D., Georgopoulos C., Raina S. The Escherichia coli dsbC (xprA) gene encodes a periplasmic protein involved in disulfide bond formation // EMBO J. 1994. Vol.13. P.2013-2020.

138. Mitchell J., Russo A. Thiols, thiol depletion and thermosensitivity // Radiation Res. 1983. Vol.95. P.471-485.

139. Mizushima Т., Kataoka K., Ogata Y., Inoue R., Sekimizu K. Increase in negative supercoiling of plasmid DNA in Escherichia coli exposed to cold shock// Mol. Microbiol. 1997. Vol.23. P.381-386.

140. Morimoto R.I., Tissieres A., Georgopoulos C. The biology of heat shock proteins and molecular chaperones // New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press. 1994. 325 P.

141. Murata K., Tani K., Kato J., Chibata I. Excretion of glutathione by methylglyoxal-resistant Escherichia coli II J. Gen. Microbiol. 1980. Vol.120. P.545-547.

142. Murata N., Wada H. Acyl-lipid desaturases and their importance in the tolerance and acclimatization to cold of cyanobacteria // Biochem. J. 1995. Vol.308. P.l-8.

143. Nagai H., Yano R, Erickson J.W., Yura T. Transcriptional regulation of the heat shock regulatory gene rpoH in Escherichia coli: involvement of a novel catabolite-sensitive promoter // J. Bacteriol. 1990. Vol.172. P.2710-2715.

144. Nagai H., Yuzawa H., Kanemon M., Yura T. A distinct segment of the 5 polypeptide is involved in DnaK-mediated negative control of the heat shockresponse in Escherichia coli // Proc. Nat. Acad. Sci. 1994. Vol.91. P. 1028010284.

145. Nakahigashi K., Yanagi H., Yura T. Isolation and sequence analysis of rpoH genes encoding 8-32 homologs from Gram-negative bacteria: conserved mRNA and protein segments for heat shock regulation // Nucleic. Acids Res. 1995. Vol. 23. P. 4383-4390.

146. Nakayama R., Kumagai H., Tochikura T. Leakage of glutathione from bacterial cells caused by inhibition of y-glutamiltranspeptidase // Appl. Enviromental Microbiol. 1984. Vol.47. P.653-657.

147. Newton G.L., Fahey R.C., Cohen G., Aharonowitz Y. Low-molecular weight thiols in Streptomyces and their potential role as antioxidants // J. Bacteriol. 1993. Vol.175. P.2734-2742.

148. Newton G.L., Javor B. y-Glutamylcysteine and thiosulfate are the major low-molecular-weight thiols in halobacteria // J. Bacteriol. 1985. Vol.161. P.438-441.

149. Nichols S.C., James A.M. Microcalorimetry studies of energy changes during the growth of Klebsiella aerogenes in simple salts/glucose media. The effect of growth temperature on energy conversion // Microbiol. 1981. Vol.31. P. 153160

150. Owens R.A., Hartman P.E. Glutathione: a protective agent in Salmonella typhimurium and Escherichia coli as measured by mutagenicity and by growth delay assays // Environ. Mutagen. 1986. Vol.8. P.659-673.

151. Panoff J.-M., Thammavongs В., Gueguen M., Boutibonnes P. Cold stress responses in mesophilic bacteria // Criobiol. 1998. Vol.36. P.75-83.

152. Penninckx M.J., Jaspers C.J. On the role of glutathione in microorganisms // Bull. Inst. Pasteur. 1982. Vol.80. P.291-301.

153. Pizzaro R.A. UV-A oxidative damage modified by environmental conditions in Escherichia coli II Int. J. Radiat. Biol. 1995. Vol.68. P.293-299.

154. Plummer J.L., Smith B.R., Sies H., Bend J.R. Chemical depletion of glutathione in vivo // Meth. Enzymol. 1981. Vol.77. P.50.

155. Privalle C.T., Fridovich I. Induction of superoxide dismutase in Escherichia coli by heat shock // Proc. Natl. Acad. Sci. 1987. Vol. 84. P.2723-2726.

156. Pryor W. Oxy-radicals and related species: their formation, lifetimes and reactions // Annu. Rev. Physiol. 1986. Vol.48. P.657-667.

157. Qoronfleh M.W., Debiuck С., Keller J. Identification and characterization of novel low-temperature inducible promoters of Escherichia coli // J.Bacteriol. 1992. Vol.174. P.7902-7909.

158. Raina S., Georgopoulos C. The htpR gene, whose product is essential for Escherichia coli viability only at elevated temperatures, is identical to rfaD gene// Nucleic. Acids Res. 1991. Vol.19. P.3811-3819.

159. Raina S., Missiakas D., Georgopoulos C. The rpoE gene encoding the 5-E (8-24) heat shock sigma factor of Escherichia coli II EMBO J. 1995. Vol.14. P.1043-1055.

160. Raina S., Missiakas D. Making and breaking disulfide bonds // Annu. Rev. Microbiol. 1997. Vol.51. P. 179-202.

161. Ramasarma T. H202 has a role in cellular regulation // Indian J. Biochem. Biophys. 1990. Vol. 127. P.269-274.

162. Ranson N. A., Dunster N. J., Burston S. G., Clarke A. R. Chaperonins can catalyze the reversal of early aggregation steps when a protein misfolds // J. Mol. Biol. 1995.Vol. 250. P. 581-586.

163. Rao N., Kornberg A. Inorganic polyphosphate supports resistance and survival of stationary phase Escherichia coli II J. Bacteriol. 1996. Vol.178. P. 13941400.

164. Reed D.J., Beatty P.W. Biosynthesis and regulation of glutathione: toxicological implications // Rev. Biochem. Toxicol. 1980. Vol.2. P.213-241.

165. Rho J., McGlothlen O.G., Litsky W. Dual temperature maxima of leakage from heated Escherichia coli //J.Bacteriol. 1972. P.449-454.

166. Rockabrand D., Livers K., Austin Т., Kaiser R., Jensen D., Burgess R., Blum P. Role of DnaK and RpoS in starvation-induced thermotolerance of Escherichia coli//. Bacteriol. 1998. Vol.180. P.846-854.

167. Rose Z.B., Racker E. Formaldehyde dehydrogenase from baker's yeast // J. Biol. Chem. 1962. Vol.237. P.3279-3283.

168. Rouviere P.E. De Las Penas A., Mecsas J., Lu C.Z., Rudd K.E., Gross C.A. rpoE, the gene encoding the second heat-shock sigma factor, 5-E, in Escherichia coli II EMBO J. 1995. Vol. 14. P. 1032-1042.

169. Rozner J.L., Storz G. Regulation of bacterial responses to oxidative stress II Current Topic in Cell. Regulation. 1997. Vol.35. P. 163-177.

170. Russell A.D., Harries D. Some aspects of thermal injury in Escherichia coli II Appl. Microbiol. 1966. Vol.15. P.407-410.191 .Russell A.D., Harries D. Damage to Escherichia coli on exposure to moist heat //Appl. Microbiol. 1968. Vol.16. P.1394-1399.

171. Russell N.J. Mechanisms of thermal adaptation in bacteria: blueprints for survival//TIBS. 1984. Vol.3. P.108-112.

172. Ryals J., Little R., Bremer H. Control ribonucleic acid synthesis in Escherichia coli after a shift to higher temperature // J. Bacteriol. 1982. Vol.151. P.1425-1432.

173. Sakuda S., Zhou Z.-Y., Yamada Y. Structure of novel disulfide of 2-(N-acetylcysteinyl)amino-2-deoxy-P-D-glucopyranosyl-myo-inositol produced by Streptomyces sp. //Biotech. Biochem. 1994. Vol.58. P.1347-1348.

174. Schaitman C.A. Klena J.D. Genetics of lipopolysaccharide biosyntheses in enteric bacteria // Microbiol. Rev. 1993. Vol.57. P.655-682.

175. Schier E.E., Scheraga H.A. the effect of aqueous ethanol solutions on the thermal transition of ribonuclease // Biochem. Biophys. Acta. 1962. Vol.64. P.406-408.

176. Schmidt M., Bucheler U., Kalusa В., Buchner J. Correlation between the stability of the GroEL/protein ligand complex and the release mechanism // J. Biol. Chem. 1994. Vol.269. P.27964-27972.

177. Schuman W. Regulation of heat shock response in Escherichia coli and Bacillus subtilis II J. Biosci. 1996. Vol.21. P. 133-148.

178. Scrutton N.S., Berry A., Perham R.N. Purification and characterization of glutathione reductase encoded by a cloned and over-expressed gene in, Escherichia coli II Biochem. J. 1987. Vol.245. P. 875-880.

179. Segal G., Ron E.Z. The groESL operon of Agrobacterium tumefaciens: evidence for heat shock-dependent mRNA cleavage // J. Bacteriol. 1995. Vol.177. P.750-757.

180. Shigenaga M.K., Ames B.N. Assays for 8-hydroxy-2-deoxyguanosine: a biomarker of in vivo oxidative DNA damage // Free Rad. Biol. Med. 1991. Vol.10. P.211.

181. Shiloach J., Bauer S. High-yield growth of E. coli at different temperatures in a bench scale fermentor // Biotechnol. Bioeng. 1975. Vol.17. P.227-239.

182. Sies H. Biochemistry of oxidative stress // Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 1986. Vol.25. P.1058-1071.

183. Smirnova G.V., MuzykaN.G., Glukhovchenko M.N., Oktyabrsky O.N. Effects of menadione and hydrogen peroxide on glutathione status in growing Escherichia coli // Free Radic. Biol. Med. 2000. Vol.28. P. 1009-1016.

184. Smirnova G.V., Oktyabrsky O.N. Near-ultraviolet radiation and hydrogen peroxide modulate intracellular levels of potassium and thiols in Escherichia coli 11 Curr. Microbiol. 1994. Vol.28. P.77-79.

185. Smirnova G.V., Oktyabrsky O.V. Betaine modulates intracellular thiol and potassium levels in Escherichia coli in medium with high osmolarity and alkaline pH // Arch. Microbiol. 1995. Vol.163. P.76-78.

186. Spiro I.J., Sapareto S.A., Raaphorst G.P., Dewey W.C. The effect of chronic and acute heat conditioning on the development of thermal tolerance // Int. J. Radiat. Oncol. Biol. Phys. 1982. Vol.8. P.53-58.

187. Storz G., Tartaglia L.A., Ames B.N. Transcriptional regulator of oxidative stress-inducible genes: direct activation of oxidation // Sci. 1990. Vol.248. P.189-194.

188. Strauch K.L., Beckwith J. An Escherichia coli mutation preventing degradation of abnormal periplasmic proteins // Proc. Natl. Acad. Sci. 1988. Vol.85. P.1576-1580.

189. Straus D. В., Walter W. A., Gross C. A. The activity of 532 is reduced under conditions of excess heat shock protein production in Escherichia coli // Genes Dev. 1989. Vol. 3. P.2003-2010.

190. Straus D., Walter W. Gross C. DnaK, DnaJ, and GrpE heat shock proteins negatively regulate heat shock gene expression by controlling the synthesis and stability of 532. // Genes Dev. 1990. Vol.4. P. 2202-2209.

191. Summerfeild F.W., Tappel A.l. Determination by fluorescence quenching of the environment of DNA cross links made by malondialdehyde // Biochim. Biophys. Acta 1983. Vol.740. P.185-189.

192. Sundquist A.R., Fahey R.C. Evolution of antioxidant mechanisms: thiol-dependent peroxidases and thioltransferase among procariotes // J. Mol. Evol. 1989. Vol.29. P.429-435.

193. Suzuki H., Kumagai H., Echigo Т., Tochikura T. DNA sequence of the Escherichia coli K12 y-glutamyltranspeptidase gene, ggt II J. Bacteriol. 1989. Vol.171. P.5169-5172.

194. Suzuki H., Kumagai H., Tochikura T. y-Glutamyltranspeptidase from Escherichia coli K12: purification and properties I I J. Bacteriol. 1986a. Vol.168. P.1325-1331.

195. Suzuki H., Kumagai H., Tochikura T. y-Glutamyltranspeptidase from Escherichia coli K12: formation and localization // J. Bacteriol. 1986b. Vol.168. P.1332-1335.

196. Suzuki H., Kumagai H., Tochikura T. Isolation, genetic mapping and characterization of Escherichia coli K12 mutants lacking y-glutamyltranspeptidase // J. Bacteriol. 1987. Vol.169. P.3926-3931.

197. Tanabe H., Goldstein J., Yang M., Inouye M. Identification of the promoter region of the Escherichia coli major cold shock gene cspA II J.Bacteriol. 1992. Vol.174. P.3867-3873.

198. Tanaka K., Kusano S., Fujita N., Ishihama A., Takahashi H. Promoter determinants for Escherichia coli RNA polymerase holoenzyme containingsigma 38 (the rpoS gene product) // Nucleic. Acids Res. 1995. Vol.23. P.827-834.

199. Tardat В., Toauti D. Two global regulators repress the anaerobic expression of MnSOD in Escherichia coli: Fur (ferric uptake regulation) and Arc (aerobic respiration control) // Mol. Microbiol. 1991. Vol.5. P.455-465.

200. Tietze F. Enzymic method for quantitative determination of nanogram amounts of total and oxidized glutathione. Application to mammalian blood and other tissues // Anal. Biochem. 1969. V.27. P. 502-522.

201. Todd M. J., Viitanen P. V., Lorimer G.H. Dynamics of the chaperonin ATPase cycle. Implications for facilitated folding // Science. 1994. Vol. 265. P. 659-666.

202. Tolner В., Poolman В., Konings Wil N. Adaptation of microorganisms and their transport systems to high temperatures // Сотр. Biochem. Physiol. 1997. Vol.118A. P.423-428.

203. Touati D., Jacques M., Tardat В., Bouchard L., Despied, S. Lethal oxidative damage and mutagenesis are generated by iron in Afur mutants of Escherichia coli: protective role of superoxide dismutase // J. Bacteriol. 1995. Vol.177. P.2305-2314.

204. Travers A., Mace H. The heat shock in bacteria a protection against DNA relaxation? // Heat shock: from bacteria to man. Cold Spring Harbor Laboratory. 1982. P.127-130.

205. Triggs-Raine B.L., Loewen P.C. Physical characterization of katG encoding catalase HPI of Escherichia coli II Gene. 1987. Vol.52. P.121-128.

206. Tsuchida S. Glutathione transferases // In: Encyclopaedia of Cancer. San Diego: Acad. Press, 1997. Vol.11. P.733-743.

207. Tuggle C.K., Fuchs J.A. Glutathione reductase is not required for maintenance of reduced glutathione in Escherichia coli II J. Bacteriol. 1985. Vol.162. P.448-450.

208. VanBogelen R.A., Kelley P.M., Neidhardt F.C. Differential induction of heat shock, SOS, and oxidation stress regulons and accumulation of nucleotides in Escherichia coli //J. Bacteriol. 1987. Vol.169. P.26-32.

209. VanBogelen R.A., Neidhardt F.C. Ribosomes as sensors of heat and cold shock in Escherichia coli //Proc. Natl. Acad. Sci. 1990. Vol.87. P.5589-5593.

210. Vuilleumier S. Bacterial glutathione ^-transferases: what are they good for? // J. Bacteriol. 1997. Vol.179. P.1431-1441.

211. Walkup L.K.B, Kogoma T. Escherichia coli proteins inducible by oxidative stress mediated by the superoxide radical // J. Bacteriol. 1989. Vol.171. P.1476-1484.

212. Wang J.H. On the detailed mechanism of a new type of catalase-like action // J. Am. Chem. Soc. 1955. Vol.77. P.4715-4719.

213. Weber R.F., Silvermen P. M. Structure of CpxA polypeptide as an inner membrane component // Mol. Biol. 1988. Vol.203. P.467-478.

214. Weissman J.S., Kashi Y., Fenton W.A., Horwich A.L. GroEL-mediated folding proceeds by multiple rounds of binding and release of normative forms //Cell. 1994. Vol.78. P. 693-702

215. Wilson G.S. The proportion of viable bacteria in young cultures with special reference to the technique employed in counting // J.Bacteriol. 1922. Vol.7. P.405-446.

216. Yatvin M.B. The influence of membrane lipid composition and procaine on hyperthermic death of cells // Int. J. Radiat. Biol. 1977. Vol.32. P.513-521.

217. Yura Т., Nagai H. Mon H. Regulation of the heat-shock response in bacteria // Annu. Rev. Microbiol. 1993. Vol.47. P. 321-350.

218. Zhang J., Walker G. Interaction of peptides with DnaK and C-terminal DnaK fragments studied using fluorescent and radioactive peptides // Arch. Biochem. Biophys. 1998. Vol.356. P.177-186.1J J

219. Zheng M., Aslund F., Storz G. Activation of the OxyR transcription factor by reversible disulfide bond formation // Science. 1998. Vol.279. P. 1718-1721.