Биологическая роль 8-оксо-2'-дезоксигуанозина тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.05, кандидат наук Мармий Наталья Владимировна

• Мармий Наталья Владимировна
• кандидат наук
• 2018

Оглавление диссертации кандидат наук Мармий Наталья Владимировна

Список сокращений

Глава 1. Введение

1.1 Актуальность проблемы

1.2 Цели исследования

1.3 Задачи работы

1.4 Научная новизна

1.5 Практическая и теоретическая значимость

1.6 Положения, выносимые на защиту

1.7 Апробация диссертации

1.8 Публикации по теме диссертации

1.9 Структура и объем диссертации

Глава 2. Обзор литературы

2.1 Образование и репарация 8-оксо-2'-дезоксигуанозина

2.2 8-Оxo-dG как биомаркер окислительного стресса и старения

2.3 Данные о биологической роли 8-оксо-2'-дезоксигуанозина

2.3.1 Мутагенез

2.3.2 Регуляция экспрессии генов и репарации ДНК

2.3.3 Сигнальная роль «свободных» гуаниновых производных

2.4. Предпосылки настоящего исследования

Глава 3. Материалы и методы

3.1 Реактивы и оборудование

3.2 Химический синтез

Синтез 8-бромо-2'-дезоксигуанозина

Синтез 8-оксо-2'-дезоксигуанозина

Синтез 8-оксо-2'-дезоксигуанозина и 8-оксогуанозина (в качестве стандарта ВЭЖХ) по реакции Фентона

3.3 Эксперименты на дрожжах Saccharomyces cerevisiae

Штаммы микроогранизмов и условия их выращивания

Схема биологического эксперимента

3.4 Эксперименты на Drosophila melanogaster

Биологический эксперимент на личинках Drosophila melanogaster

Эксперимент по исследованию зависимости эффекта 8-oxo-dG от его концентрации на личинках

Drosophila melanogaster

Биологический эксперимент на имаго Drosophila melanogaster

Геронтологический эксперимент на Drosophila melanogaster

3.5 Эксперименты на клеточной культуре

3.6 Эксперимент на мышах

3.7 Анализ содержания окисленных нуклеозидов

Выделение нуклеотидов цитоплазмы

Выделение и гидролиз РНК

Выделение и гидролиз ДНК

Высокоэффективная жидкостная хроматография с электрохимической детекцией

Высокоэффективная жидкостная хроматография с УФ-детекцией для определения состава среды

Глава 4. Результаты и обсуждение

4.1 Препаративный синтез 8-охо-ёО

4.2 Влияние экзогенного 8-охо-ёО на динамику накопления эндогенного окисленного нуклеозида в дрожжевых клетках Saccharomyces cerevisiae

4.3 Протекторный эффект 8-охо-ёО на личиночные стадии Drosophila melanogaster в условиях теплового шока

4.4 Отсутствие зависимости протекторного эффекта 8-охо-ёО на личиночные стадии Drosophila melanogaster в условиях теплового шока от его концентрации

4.5 Протекторный эффект 8-охо-ёО на имаго Drosophila melanogaster в условиях теплового шока

4.6 Исследование геропротекторных и долговременных эффектов 8-охо-ёО на Drosophila melanogaster

4.7 Изменения уровня 8-охо-ёО в ДНК клеток печени подвергнутых токсическому стрессу мышейю

4.8 Динамика изменения концентрации 8-oxo-dG в культуральной среде клеток китайского хомячка

4.9 Сравнительный анализ содержания окисленных производных гуанина в ДНК, РНК и пуле свободных нуклеотидов клеток

4.10 Влияние экзогенного 8-охо-ёО на содержание эндогенных производных окисленного гуанина в культивируемых клетках китайского хомячка

4.11 Зависимость эффекта экзогенного 8-охо-ёО от пролиферативного статуса культуры

Заключение

Выводы

Список литературы

Благодарности

Список работ Мармий Н.В., опубликованных по теме диссертации

Приложения

1Н-ЯМР-спектр 8-oxo-dG

LC/MS-анализ синтезированного 8-oxo-dG

13С-ЯМР-спектр 8-oxo-dG и dG

Первичные данные к эксперименту по исследованию влияния экзогенного 8-oxo-dG на содержание

oxo-dG в ДНК дрожжей Sacharomices cerevisae

Первичные данные к эксперименту по подбору условий теплового шока для Drosophila melanogaster

Первичные данные к эксперименту по изучению протекторного действия 8-oxo-dG на личиночные

стадии Drosophila melanogaster

Первичные данные к эксперименту по изучению протекторного действия 8-oxo-dG на личиночные

стадии Drosophila melanogaster

Первичные данные к эксперименту по изучению протекторного действия 8-oxo-dG на личиночные

стадии Drosophila melanogaster

Первичные данные к эксперименту по изучению протекторного действия 8-oxo-dG на личиночные

стадии Drosophila melanogaster

Первичные данные к эксперименту по изучению протекторного действия 8-oxo-dG на личиночные

стадии Drosophila melanogaster

Первичные данные к эксперименту по изучению протекторного действия 8-oxo-dG на личиночные

стадии Drosophila melanogaster

Первичные данные к эксперименту по изучению зависимости протекторного действия 8-oxo-dG на

личиночные стадии Drosophila melanogaster от его концентрации

Первичные данные к экспериментам по изучению протекторного действия 8-oxo-dG на имаго

Drosophila melanogaster

Первичные данные к экспериментам по исследованию влияния экзогенного 8-oxo-dG на на клетки

китайского хомячка линии B11-dii FAF28 (клон 237)

Первичные данные к экспериментам по исследованию влияния экзогенного 8-oxo-dG на на клетки

китайского хомячка линии B11-dii FAF28 (клон 237)

Первичные данные к экспериментам по исследованию влияния экзогенного 8-oxo-dG на на клетки

китайского хомячка линии B11-dii FAF28 (клон 237)

Первичные данные к экспериментам по исследованию влияния экзогенного 8-oxo-dG на на клетки

китайского хомячка линии B11-dii FAF28 (клон 237)

Первичные данные к экспериментам по изучению геропротекторного действия 8-oxo-dG на

Drosophila melanogaster

Первичные данные к экспериментам по изучению геропротекторного действия 8-oxo-dG на Drosophila melanogaster

Список сокращений

8-Br-dG - 8-бромо-2'-дезоксигуанозин, 8-bromo-2'-deoxuguanosine 8-Oxo-dG - 8-оксо-2'-дезоксигуанозин, 8-oxo-2'-deoxuguanosine 8-Oxo-G, 8-oxo-rG - 8-оксогуанозин, 8-oxoguanosine 8-Oxo-GTP - 8-оксогуанозинтрифосфат, 8-oxoguanosine 8-Oxo-Guo - 8-оксогуанин, 8-oxoguanine AP - апуриновый

APE-1- Apurinic/apyrimidinic endonuclease 1 ARF - ADP-ribosylation factor

BER - base excision repair, эксцизионная репарация оснований

CS(A/B) protein - cockayne syndrome group A/В protein

dG - 2'-дезоксигуанозин, 2'-deoxuguanosine

FAPY - формамидопиримидин

Fpg - формамидопиримидин-ДНК-гликозилаза

G, rG - гуанозин, guanosine

GEF - guanine nucleotide exchange factors

LC/MS - liquid chromatography/mass spectrometry

MAPK - mitogen-activated protein kinase, митоген-активируемая протеинкиназа m-TOR - mechanistic target of rapamycin MYH, MytY - mutY DNA glycosylase NEIL - human endonuclease Vlll-like proteins

NER - nucleotide excision repair, эксцизионная репарация нуклеотидов NP-YA - nuclear transcription factor Y subunit alpha OGG-1 - 8-оксогуанин-ДНК-гликозилаза

PARP - поли-АДФ-рибозополимераза Rab - Ras-related in brain

Rac-1 - Ras-related C3 botulinum toxin substrate

Ras-1 - rat sarcoma protein

Rho - Ras homolog gene family

STAT - signal transducer and activator of transcription

TFA - трифторуксусная кислота

XP(A/C) - xeroderma pigmentosum, complementation group A/С protein

АФК - активные формы кислорода

БАС - боковой амиотрофический склероз

ВЭЖХ - высокоэффективная жидкостная хроматография

ГТФ - гуанозинтрифосфат

ДМФА - диметилформамид

ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота

НАДФ - никотинамидадениндинуклеотидфосфат

РНК - рибонуклеиновая кислота

СКВ - системная красная волчанка

ТСХ - тонкослойная хроматография

УФ - ультрафиолетовый

ЭД - электрохимическая детекция

ЭДТА - этилендиаминотетрауксусная кислота

ЯМР, NMR - ядерный магнитный резонанс

Глава 1. Введение

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Биологическая роль 8-оксо-2'-дезоксигуанозина»

1.1 Актуальность проблемы

Свободнорадикальное окисление биомолекул неизбежно сопровождает метаболизм всех живых клеток и организмов с момента возникновения жизни и до наших дней. Этот процесс по большей части не поддается биохимическому контролю, так как взаимодействие свободных радикалов с биомолекулами, как правило, происходит без участия ферментов, а выбор мишени радикальной атаки случаен. Продукты окисления компонентов белков, липидов и нуклеиновых кислот закономерно отличаются от исходных соединений по структуре и физико-химическим свойствам. Как правило, они не способны полноценно выполнять присущую «оригиналам» биологическую функцию. Так, окисленные нуклеотиды зачастую не обеспечивают точного сохранения наследственной информации при репликации ДНК и транскрипции РНК, окисление липидов приводит к нарушению барьерных свойств мембраны, модифицированные белки теряют активность.

Практически все живые организмы имеют многоступенчатую систему борьбы с окислительным повреждением значимых компонентов своих клеток. Она работает в двух основных направлениях. Первое, «защитное», представляет собой перехват свободных радикалов низкомолекулярными «ловушками» либо нейтрализующими ферментами до того, как они окажут повреждающее действие. Второе, репаративное, включает «ремонт» либо деградацию окисленных биомолекул.

На настоящий момент можно считать полностью доказанным фактом то,

что окислительный стресс, то есть гиперпродукция свободных радикалов с

последующим повышением содержания окисленных биомолекул, сопровождает

практически все патологические состояния организма и действие большинства

стрессовых факторов. Значимые и достоверные повышения уровней 8-оксо-2'-

дезоксигуанозина (8-охо-ёО), 8-оксо-гуанозина (8-охо-О) и продуктов окисления

7

липидов фиксируются на фоне многих воспалительных [Li P., Ramm G.A., Macdonald G.A., 201б], аллергических [Tsukahara H., Shibata R. et al., 2003], сердечнососудистых [Di Minno A., Turnu L. et al., 201б] и онкологических [Lowe F.J., Luettich K., Gregg E.O., 2013] заболеваний, а также токсического [Kirkpatrick M., Benoit J. et al., 2015], термического [Huang Y.K., Lin C.W. et al., 2012], гипоксического [Escobar J., Teramo K. et al., 2013] стресса. При улучшении состояния пациентов уровни окисленных биомолекул достаточно быстро снижаются до базальных.

В связи с этим, окисленные биомолекулы (в частности, 8-oxo-dG) уже много лет используются в качестве диагностических и прогностических биомаркеров соответствующих заболеваний [Невредимова Т.С., Мармий Н.В и др., 2014], а экзогенные антиоксиданты применяются в их терапии и являются зарегистрированными фармацевтическими препаратами [Mao X.Y., Jin M.Z. et al., 201l].

Однако, зачастую, в клинических исследованиях экзогенные антиоксиданты дают лишь незначительный терапевтический эффект [Steinhub S.R., 200S], а при неправильном подборе дозировки нередко оказывают прооксидантное действие [Kawanishi S., Oikawa S., Murata M., 2005]. Между тем многие белки защитных систем клетки являются индуцибельными, их продукция и активность могут значительно возрастать на фоне окислительного стресса.

Это делает актуальным поиск потенциальных физиологических индукторов протекторных и адаптивных механизмов клетки. Больше всего на роль такого сигнала подходят продукты окисления биомолекул. До недавнего времени в научной среде принято было считать их не имеющими физиологической роли «вредными» побочными продуктами метаболизма, однако ряд исследований последнего десятилетия показывает, что это - неверный подход. Так, для одного из продуктов перекисного окисления липидов (4-гидрокси-2-ноненаль) роль активатора экспрессии генов антиоксидантных ферментов через фактор Nrf 2

можно считать уже доказанной [Luczaj W., Gçgotek A., Skrzydlewska E., 201l].

8

В связи с этим особенно актуальна проверка на биологическую активность самого распространенного в природе окисленного нуклеозида - 8-oxo-dG.

Помимо этого, 8-oxo-dG может оказаться одним из важных регуляторов онтогенеза, а не только маркером старения. За счет взаимодействия с малыми ГТФ-азами он может играть особую роль в восприятии клеткой механических и химических сигналов от внешней среды (без которого невозможен нормальный морфогенез), в регуляции апоптоза и некробиотического метаморфоза, а также -диапаузы у организмов, склонных таким образом пережидать периоды неблагоприятных условий среды. Кроме того, малые ГТФ-азы являются важнейшими белками, управляющими клеточной миграцией, движением эмбриональных слоев и любыми формами организованного клеточного и тканевого движения в целом. Роль их в развитии организмов всех систематических групп огромна, и 8-oxo-dG за счет взаимодействия с малыми ГТФ-азами может оказывать значимое регуляторное воздействие на соответствующих этапах онтогенеза [Zandvakili I., Lin Y. et al., 2017].

1.2 Цели исследования

Цель работы: Изучение биологической роли 8-оксо-2'-дезоксигуанозина в онтогенезе (развитии и старении) организмов различных систематических групп.

1.3 Задачи работы

1. Синтезировать 8-oxo-dG в количестве, достаточном для проведения биологических экспериментов.

2. Исследовать влияние экзогенного 8-oxo-dG на жизнедеятельность и метаболизм дрожжей Sacharomyces cerevisae.

3. Исследовать влияние экзогенного 8-oxo-dG на развитие, жизнедеятельность, метаболизм и продолжительность жизни Drosophila melanogaster в норме и в условиях теплового шока.

4. Исследовать влияние экзогенного 8-oxo-dG на жизнедеятельность и метаболизм культуры клеток млекопитающего.

1.4 Научная новизна

Выдвинуто и обосновано предположение о том, что действие экзогенного 8-охо-ёО является протекторным и антистрессовым для любых аэробных организмов. Впервые охарактеризовано изменение отношения 8-охо-ёО/ёО в ДНК дрожжей Sacharomyces cerevisae при их длительном культивировании. Впервые выявлен выраженный и достоверный протекторный эффект экзогенного 8-охо-ёО на модели теплового шока Drosophila melanogaster. Впервые описано отсутствие зависимости протекторного эффекта 8-охо-ёО от его концентрации в диапазоне 1 нМ - 1 мкМ. Впервые показано отсутствие геропротекторных и геропромоторных эффектов экзогенного 8-oxo-dG на Drosophila melanogaster.

Впервые показано снижение отношения 8-oxo-dG/dG в клеточной ДНК под действием экзогенного 8-oxo-dG. Впервые обнаружена специфичность воздействия 8-охо-ёО в отношении «старых» и не делящихся клеток.

1.5 Практическая и теоретическая значимость

Полученные результаты открывают перспективы использования 8-oxo-dG в качестве лекарственного средства, в частности, для сокращения возможных травматических эффектов оперативных вмешательств, наркоза, радио- и химиотерапии и иных прогнозируемых стрессирующих воздействий. Помимо медицинских вмешательств, к таковым относятся, например, «сезонные» аллергии, УФ-облучение фоточувствительных больных, физические нагрузки. Способность 8-oxo-dG индуцировать репарацию ДНК «старых» клеток при условии отсутствия активности в «молодых» может быть полезной при разработке геронтологических препаратов. В фундаментальном аспекте обнаруженные эффекты могут оказаться важны для понимания механизмов внутриклеточной регуляции в условиях стресса, а также регуляции процессов развития и старения организма.

1.6 Положения, выносимые на защиту

1. Экзогенный 8-oxo-2'-дезоксигуанозин не влияет на скорость роста непересеваемой суспензионной культуры дрожжей Sacharomyces cerevisae.

2. Содержание эндогенного 8-oxo-dG в ДНК дрожжей нелинейно возрастает по мере роста и «старения» культуры.

3. Экзогенный 8-oxo-dG (внесенный в культуральную среду) уменьшает накопление окисленного гуанинового основания в ДНК дрожжей. При добавлении 8-oxo-dG к достигшей стационарной фазы роста культуре этот эффект более выражен, нежели при его внесении в момент посева.

4. Экзогенный 8-oxo-dG оказывает выраженное протекторное действие на подвергнутых тепловому шоку личинок Drosophila melanogaster. Этот эффект проявляется окисленным нуклеозидом в диапазоне концентраций от 1 нМ до 1 мкМ, и, вероятно, обусловлен сигнальным механизмом.

5. Экзогенный 8-oxo-dG оказывает выраженное протекторное действие на имаго Drosophila melanogaster в условиях теплового шока. Под его влиянием увеличивается выживаемость Drosophila melanogaster и уменьшается содержание 8-oxo-dG в ДНК подвергнутых тепловому стрессу мух.

6. Экзогенный 8-oxo-dG не проявляет геропротекторных и геропромоторных эффектов на Drosophila melanogaster.

7. Экзогенный 8-oxo-dG (в отличие от dG) снижает содержание окисленного гуанинового основания в ДНК и высокомолекулярной РНК «старых» клеток китайского хомячка. Этот эффект не проявляется на «молодых» клетках той же линии. На уровень окисленных рибонуклеозидов пула 8-oxo-dG влияния не оказывает.

1.7 Апробация диссертации

Результаты диссертационной работы были доложены в устной форме на

Международной научной конференции студентов, аспирантов и молодых ученых

«Ломоносов-2016» (Москва, 2016), Международной конференции Biomedical

11

Innovations for Healthy Longevity / Биомедицинские инновации для здорового долголетия (Санкт-Петербург, 2016), XXI Международной научно-практической конференции «Пожилой больной. Качество жизни» (Москва, 2016), XVI International Scientific Conference «High-Tech in Chemical Engineering - 2016» with elements of school of young scientists (Москва, 2016), Международной научной конференции студентов, аспирантов и молодых ученых «Ломоносов-2017» (Москва, 2017), научной конференции молодых ученых по медицинской биологии ФГБУ ФНКЦ ФХМ ФМБА (Москва, 2017), Международной конференции «Рецепторы и внутриклеточная сигнализация» (Пущино, 2017), XXII Международной научно-практической конференции «Пожилой больной. Качество жизни» (Москва, 2017).

Подана заявка на патент по разработанному методу синтеза 8-oxo-dG.

1.8 Публикации по теме диссертации

По материалам работы было опубликовано 15 печатных работ, из них: 4 -статьи, опубликованные в журналах из списка рекомендованных для защиты в диссертационных советах МГУ, 3 - статьи, опубликованные в журналах, соответствующих Перечню ВАК, 1 - статьи в сборниках, 6 - тезисы докладов международных конференций.

1.9 Структура и объем диссертации

Диссертационная работа изложена на 146 страницах, содержит 6 таблиц и 30 рисунков и состоит из следующих разделов: список сокращений, введение, обзор литературы, материалы и методы, результаты и обсуждение, выводы, список литературы, включающий 165 источников (9 русскоязычных и 156 англоязычных), приложения.

Глава 2. Обзор литературы 2.1 Образование и репарация 8-оксо-2'-дезоксигуанозина

8-Оксо-2'-дезоксигуанозин (рис. 1) был открыт в 1983 году при изучении модификации нуклеотидов в процессе приготовления пищи [Kasai К, Hayami К, 1984].

Впоследствии выяснилось, что это соединение встречается в живых клетках и распространено повсевместно. 8-Oxo-dG детектировался в ДНК животных [Kasai H., Okada Y. et al., 1989] и человека [Ames B.N., 1988], растений [Bialkowski K., Olinski R., 1999], грибов [Lee S.M., Park J.W., 1998] и бактерий [Брусков В.И., Юров С.С. и др., 1992]. Нет данных о наличии либо отсутствии 8-oxo-dG в ДНК представителей царств вирусов и архей. При этом некий «базальный» уровень 8-oxo-dG всегда обнаруживается в ДНК здоровых и не испытывающих стресс организмов, а широкий спектр патологических состояний сопровождается его повышением [European Standards Committee on Oxidative DNA Damage, 2002].

Образование 8-oxo-dG протекает по неферментативному механизму, в результате окисления dG активными формами кислорода и органическими перекисями. На настоящий момент до конца не выяснено, какой именно окислитель играет ключевую роль в образовании 8-oxo-dG в живой клетке.

В экспериментах in vitro показана возможность окисления dG синглетным кислородом [Devasagayam T.P., Steenken S. et al., 1991], пероксинитритом [Niles

O

OH

Рисунок 1. 8-Оксо-2'-дезоксигуанозин - структурная формула.

J.C., Wishnok J.S., Tannenbaum S.R., 2006], гидроксид-радикалом [Delaney S., Jarem D.A. et al., 2012] и супероксид-анион-радикалом [Misiaszek R., Crean C. et al., 2004]. Однако распространенность этих механизмов в живой клетке вызывает сомнения в связи с малыми сроками существования соответствующих свободных радикалов. Синглетный кислород и супероксид-анион-радикал образуются на значительном удалении от ДНК и с очень высокой вероятностью прекращают свое существование, не добравшись до нее. Источником супероксид-анион-радикала служат «утечка» электронов в митохондриальных транспортных цепях и работа ксантиноксидазы. Крайне реакционноспособный радикал в кратчайшие сроки взаимодействует с ближайшим акцептором электронов либо нейтрализуется специфическим ферментом - супероксиддисмутазой.

Синглетный кислород порождается в результате фотохимических реакций, а также при работе лактопероксидазы, липоксигеназы и хлорпероксидазы. Но последние три фермента ограничены в клетке мембранными компартментами, и вероятность выхода оттуда синглетного кислорода и миграции его в ядро мала. Фотохимические реакции могут быть одним из механизмов образования 8-oxo-dG в пластидной ДНК растений.

Пероксинитрит генерируется клетками иммунной системы в качестве мощного цитотоксического агента для атаки на клетки, подлежащие уничтожению. Взаимодействовать с гуанином он может по механизмам как окисления, так и нитрования, спектр модификаций при этом довольно широк, 8-oxo-dG является только одной из таковых [Niles J.C., Wishnok J.S., Tannenbaum S.R., 2006]. Время существования пероксинитрита достаточно мало, однако в случае иммунной атаки на клетку локальная концентрация этого радикала может быть очень велика. По-видимому, пероксинитрит может внести вклад в окислительное повреждение ДНК в случае воспаления и развития иммунного ответа. Но сомнительно, что он играет значимую роль в формировании базального (существующего при нормальном редокс-статусе клетки) уровня 8-oxo-dG.

Гидроксил-радикал имеет время полужизни всего 10-9 c, но, в отличие от остальных АФК, может образоваться непосредственно в ядре, вблизи ДНК. Наиболее известный механизм такой генерации - реакция Фентона, в которую вступает перекись водорода при наличии ионов железа и меди. Перекись водорода достаточно стабильна, может образовываться и длительное время существовать в клетке, в том числе, мигрировать в ядро. Однако напрямую, до генерации гидроксил-радикала, окислить dG она не может. Образование 8-oxo-dG в ходе внутриядерной реакции Фентона было описано экспериментально. По данным журнала «Science» (2008 г.), по крайней мере, в некоторых случаях имеет место целенаправленное образование перекиси водорода, гидроксил-радикала и 8-oxo-dG в ядре. Это происходит при работе флавин-зависимого фермента деметилирования гистонов (по лизину), и, судя по всему, является важным для запуска экспрессии соответствующих генов [Perillo B., Ombra M.N. et al., 2008]. В связи с достаточным распространением процесса деметилирования гистонов, можно предположить, что значимая часть «базального» 8-oxo-dG в ДНК генерируется подобным образом.

Таким образом, из распространенных в клетке активных форм кислорода и азота именно гидроксил-радикал лучше всего подходит на роль естественного окислителя dG. Однако этот механизм едва ли объясняет многократное повышение содержания 8-oxo-dG при окислительном стрессе. Скорость реакции Фентона лимитирована количеством двухвалентных ионов железа и меди в ядре, а не только содержанием перекиси водорода.

Еще в 90-х годах прошлого века были обнаружены корреляции между окислением липидов и повышенными уровнями 8-oxo-dG [Hruszkewycz A.M., Bergtold D.S., 1990]. Спустя некоторое время было продемонстрировано, что это -не простое совпадение. При добавлении липоперекисей, в частности, линолевой кислоты, наблюдается образование 8-oxo-dG как in vitro, так и in vivo [Kanazawa K., Sakamoto M. et al., 2016]. Механизм переноса гидроксил-радикала с перекиси

ненасыщенной жирной кислоты на dG был описан не так давно [Kanazawa K., Sakamoto M. et al., 2016].

Более того, существуют данные, согласно которым dG может акцептировать гидроксильную группу с других окисленных оснований, в частности, с гидроксиметилуридина, который образуется при окислении тимидина [ Goto M., Ueda K. et al., 2008]. Такое возможно потому, что потенциал окисления гуанина ниже, чем у всех остальных нуклеотидов (E0 = 1,3, 1,4, 1,6 и 1,7 В для dG, dA, dC и dT соответственно) [Delaney S., Jarem D.A. et al., 2012].

Перенос гидроксила на гуанин с органических перекисей, по -видимому, является основным механизмом его массированного образования при окислительном стрессе. Время жизни перекисей липидов составляет в среднем 7 с, что более чем достаточно для миграции с ядерной или митохондриальной мембраны к ДНК. К тому же, нередко отдельные участки хромосомы или кольцевой ДНК соприкасаются с мембраной, а то и связаны с ней белковыми линкерами. В этих случаях они становятся еще доступнее для контакта с окисленными липидами.

Окисление ненасыщенных липидов и повреждение мембран - одно из первых событий, происходящих при окислительном стрессе. Если стресс -эндогенный, то атаке активными формами кислорода подвергаются мембраны митохондрий и эндоплазматического ретикулума, если вызван внешним агентом -плазмалемма. В любом случае, при окислительном стрессе концентрация органических перекисей в клетке может быть очень высокой, а вклад их в генерацию 8-oxo-dG - существенным.

Независимо от механизма образования, 8-oxo-dG не накапливается в ДНК, а подлежит быстрой репарации либо гипероксидации.

Гипероксидация, то есть дальнейшее окисление 8-oxo-dG, возможна

потому, что потенциал окисления этого вещества вдвое ниже, чем у dG (0,7 В

против 1,3 В у dG) [Steenken S., Jovanovic S.V., 1997]. Первым продуктом

гипероксидации является 5-O^8-oxo-dG [Hajas G., Bacsi A. et al., 2012], далее при

16

pH < 7 образуются диастереомеры гуанидиногидантоина, а при pH > 7 -спироиминодигидантоина (см. рис. 2). Дальнейшими продуктами могут быть 4-гидрокси-2,5-диоксо-имидазолидин-4-карбоновая кислота (HICA), парабановые и оксалуровые кислоты, и в конечном итоге - мочевина [Niles J.C., Tannenbaum S.R., 2006]. При окислении высокими дозами пероксинитрита может наблюдаться альтернативный путь образования пероксида 5-OOH-8-oxo-dG с последующим его превращением в имидазолон и оксазолон. Все продукты гипероксидации являются критическими повреждениями ДНК, не совместимыми с транскрипцией и репликацией. Их громоздкие циклы позиционируются в большой бороздке ДНК, существенно нарушая систему водородных связей молекулы и дестабилизируя ее конформацию [Fenn D., Chi L.M., Lam S.L., 2008]. Появление продуктов гипероксидации в ДНК приводит к блокировке клеточного цикла до момента их устранения системами NER, а иногда и к апоптозу. В тех случаях, когда этого не происходит, например, в некоторых трансформированных клетках, гидантоины проявляют себя, как сильнейшие мутагены [Alshykhly O.R., Fleming A.M., Burrows C.J, 2015].

В то же время сам 8-oxo-dG критическим повреждением не является, он не нарушает структуру дуплекса и В-форму ДНК. Появление 8-oxo-dG снижает температуру плавления ДНК и релаксирует суперскрученные структуры [Delaney S., Jarem D.A. et al., 2012], тем самым даже облегчая продвижение ферментов по цепи. Однако 8-oxo-dG является проблемой для точности передачи генетической информации, так как способен образовывать неканоническую пару с аденином [Kuchino Y., Mori F. еt al., 1987]. Следует отметить, что эта пара термодинамически менее стабильна, нежели каноническая G:C, однако, некоторые распространенные полимеразы проявляют селективность, создавая пару 8-oxo-dG:A. При последующей репликации такой пары в одной из дочерних цепей может возникнуть мутация замены пары G:C на А:Т.

НЮА lz Oz

Рисунок 2. Продукты гипероксидации 8-оксо-2'-дезокcигуанозина (на примере окисления пероксинитритом). DGh - дегидрогуанидингидантоин, Gh - гуанидингидантоин, Sp -спироиминогидантоин, Iz - имидазалон, Oz - оксазалон, HICA - 4-гидроки-2,5-диокси-имидазолин-4-карбоновая кислота, CAC - 2,4,6-триоксо-1,3,5-триазинан-1-карбоксиамидид, UA - мочевина, CA -циануровая кислота, PA - парабановая кислота, OA - оксалуровая кислота. По материалам Niles J.C., Tannenbaum S.R., 2006.

Предотвращает мутагенез, а также гипероксидацию в составе ДНК у эукариот специфический репаративный фермент 8-оксо-гуанин-ДНК-гликозилаза (OGG-1). Этот фермент сочетает активности гликозилазы и АР-лиазы, последовательно удаляя окисленное основание и оставшийся после этого апуриновый сайт. Активность фермента контекстно-зависима и требует присутствия цитозина на противоположной цепи [Tchou J., Kasai Н. et а1., 1991]. Фермент состоит из трех альфа-спиралей и нескольких слабоструктурированных участков, центр специфического связывания 8-oxo-dG формируется при участии пяти аминокислот (см. рис. 3). Phe319 и Cys253 охватывают 8-охо^ с боков, в то время как Gly42, Gln43 и Phe45 взаимодействует с основной канавкой и распознают протонированный N7 [Яаёак Ъ., Boldogh I., 2010].

Рисунок 3. Структура OGG-1 со связанным в активном центре 8-oxo-dG [Radak Z., Boldogh I.,

2010].

У фермента есть домен, связывающий остов ДНК, и механизм переключения «открытой» и «закрытой» конформаций, не позволяющий свободному 8-oxo-dG занимать активный центр [Bj0râs M., Seeberg E et al., 2002]. В связи с этим, OGG-1 не может быть ингибирована своим продуктом. OGG-1 не узнает 8-oxo-dG в паре с А, но способна узнавать 8-oxo-dA в паре с C [Jensen A., Calvayrac G. et al., 2003]. Активность фермента может регулироваться как на уровне экспрессии, так и на уровне посттрансляционных модификаций, включающих ацетилирование и фосфорилирование [Bravard A., Vacher M. et al., 2006].

В частности, ацетилирование OGG-1 по лизину при окислительном стрессе приводит к значительному повышению активности фермента [Bhakat К.К., Sanath K. et al., 2006]. Фосфорилирование фермента по тирозину, треонину и серину не влияет на активность, но может менять внутриклеточную локализацию и время жизни OGG-1 [Hu J., Imam S.Z. et al., 2005]. По некоторым данным, OGG-1 способна связать свой продукт, 8-oxo-Guo, вне активного центра. Такой комплекс способен специфически взаимодействовать с сигнальными ГТФ-азами Ras-1 [German P., Szaniszlo P. et al., 2013] и Rac-1 [Hajas G., Bacsi A. et al., 2013]. Очевидно, в естественных условиях при этом запускаются некие механизмы клеточной сигнализации, но пока неизвестно, к чему это приводит. Предполагается, что выщепленное основание (8-oxo-Guo) как раз и позволяет OGG-1 стать «переходным звеном» от репарации ДНК к внутриклеточной сигнализации [Boldogh I., Hajas G. et al., 2012].

Взаимодействия OGG-1 с другими белками множественны, сложны и не вполне изучены. Так, несмотря на наличие собственной AP-лиазной активности фермента, кооперация с экзонуклеазой APE-1 значительно увеличивает число оборотов OGG-1. Экзонуклеаза при этом вытесняет гликозилазу из медленно распадающегося комплекса с продуктом [Sidorenko V.S., Nevinsky G.A, Zharkov D.O., 2007]. В сложных «отношениях» находятся OGG-1 и главный регулятор апоптоза p53. С одной стороны, OGG-1 предотвращает апоптоз, блокируя связанный с р53 путь сигнализации, с другой - p53 может увеличивать экспрессию OGG-1 [Youn С.К., Song P.I. et al., 2007]. Дефицит белка туберина, наблюдаемый при некоторых формах рака, сопряжен с резким снижением как экспрессии, так и активности OGG-1 [Habib S.L., Riley D.L. et al., 2008]. OGG-1 способна ковалентно связываться по N-концу с PARP, белком-«датчиком» повреждений ДНК, такое связывание приводит к активации PARP, но ингибированию OGG-1 [Hooten N.N., Kompaniez К. et al., 2011]. Связывание активизируется при окислительном стрессе.

В некоторых специфических случаях, например, в лимфоцитах

периферической крови человека, конститутивная активность OGG-1 практически

отсутствует. По-видимому, накопление 8-oxo-dG для этих клеток служит своего

рода «биологическими часами», отсчитывающими время до апоптоза. Лимфоциты

живут недолго и лишены способности к делению. Это - биологическая

необходимость, потому что на фоне агрессивного окислительного метаболизма

иммунных клеток и их частых контактов с патогенами становится слишком

большим риск злокачественной трансформации. С другой стороны, мутагенез

предшественников лимфоцитов не является нежелательным для организма

явлением. За счет частых мутаций достигается изменчивость антиген-

распознающих участков иммуноглобулинов. Возможно, биологический смысл

ограничения репарации ДНК в иммунных клетках именно таков. Интересно, что в

случае реакции активации лимфоцитов (наблюдается при инфицировании

организма, когда нужно усилить иммунный ответ), экспрессия и активность OGG-

20

1, как и ряда других ферментов репарации, может быть индуцирована и в этих клетках [von der Lippen C., Sahu S. et al., 2015]. Это происходит при участии MAP-киназного каскада и NF-YA.

Также интересен тот факт, что активность OGG-1 подвержена четкому циркадному ритму [Manzella N., Bracci M. et al., 2015]. Самая высокая активность фермента у людей наблюдается рано утром, а самая низкая - поздно вечером, однако это коррелирует с индивидуальными ритмами секреции мелатонина и кортизола. Авторы показавшей эту зависимость работы объясняют ее необходимостью усиленной репарации образующегося в активный, дневной период 8-oxo-dG. В ночное время как активность дыхательной цепи, так и внешнее облучение минимальны, и образуется меньше 8-oxo-dG (см. рис. 4).

Рисунок 4. Циркадный ритм активности 000-1 и его биологическая роль. По данным Мап2е11а К., Вгасс М. ег а1., 2015.

Все эти данные свидетельствуют о важной роли 000-1, процесса репарации 8-охо^О и самого 8-охо^О в жизнедеятельности клетки и организма.

Нужно отметить, что у прокариот OGG-1 отсутствует, а ее функцию выполняет фермент Fpg (формамидопиридин-ДНК-гликозилаза) с более широкой субстратной специфичностью. Он способен удалять как 8-oxo-dG, так и продукты

21

его гипероксидации, а также FAPY и окисленные пиримидины. Активность этого белка не зависима от контекста [Boiteux S., Coste F., Castaing B, 2017]. Гомологами Fpg у эукариот являются ферменты семейства NEIL, которые удаляют окисленные пиримидины. Нужно отметить, что эти белки тоже обладают небольшой S-oxo-dG-гликозилазной активностью, вероятно, выступающей в качестве резервной. OGG-1 не гомологична Fpg по структуре и является более специализированным белком, появившимся в ходе эволюции, вероятно, и в целях сопряжения репарации с внутриклеточной сигнализацией.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Мармий Наталья Владимировна, 2018 год

Список литературы

1. Abe T., Konishi T., Hirano T., Kasai H., Shimizu K., Kashimura M., Higashi K. Possible correlation between DNA damage induced by hydrogen peroxide and translocation of heat shock 70 protein into the nucleus // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1995. Vol. 206. № 2. P. 548555.

2. Agarwal S., Sohal R.S. DNA oxidative damage and life expectancy in houseflies // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1994. Vol. 91. № 25. P. 12332-12335.

3. Al-Afaleg N.O., Al-Senaidy A., El-Ansary A. Oxidative stress and antioxidant status in Saudi asthmatic patients // Clin. Biochem. 2011. Vol. 44. P. 8-9.

4. Alshykhly O.R., Fleming A.M., Burrows C.J. Guanine oxidation product 5-carboxamido-5-formamido-2-iminohydantoin induces mutations when bypassed by DNA polymerases and is a substrate for base excision repair // Chem. Res. Toxicol. 2015. Vol. 28. № 9. P. 1861-1871.

5. Ames B.N. Measuring oxidative damage in humans: Relation to cancer and ageing // ARC Sci. Publ. 1988. Vol. 89. P. 407-416.

6. Arrigo A.P., Tanguay R.M. Expression of heat shock proteins during development in Drosophila // Results Probl. Cell Differ. 1991. Vol. 17. P. 106-119.

7. Avouac J., Borderie D., Ekindjian O.G., Kahan A., Allanore Y. High DNA oxidative damage in systemic sclerosis // J. Rheumatol. 2010. Vol. 37. № 12. P. 2540-2547.

8. Bashir S., Harris G., Denman M.A. Oxidative DNA damage and cellular sensitivity to oxidative stress in human autoimmune diseases // Ann. Rheum. Dis. 1993. Vol. 2. P. 659-667.

9. Bender M. Metamorphosis in Drosophila: From molecular biology to mutants // Trends Genet. 1995. Vol. 11. № 9. P. 335-336.

10. Bhakat К.К., Sanath K., Mokkapati S.K., Boldogh I., Hazra T.K., Mitra S. Acetylation of human 8-oxoguanine-DNA glycosylase by p300 and its role in 8-oxoguanine repair in vivo // Mol. Cell Biol. 2006. Vol. 26. № 5. P. 1654-1665.

11. Bialkowski K., Olinski R. Oxidative damage to plant DNA in relation to growth conditions // Acta Biochim. Pol. 1999. Vol. 46. № 1. P. 43-49.

12. Bj0ras M., Seeberg E., Luna L., Pearl L.H., Barrett T.E. Reciprocal "flipping" underlies substrate recognition and catalytic activation by the human 8-oxo-guanine DNA glycosylase // J. Mol. Biol. 2002. Vol. 22. № 317(2). P. 171-177.

13. Bodepudi V., Shibutani S., Johnson F. Synthesis of 2'-deoxy-7,8-dihydro-8-oxoguanosine and 2'-deoxy-7,8-dihydro-8-oxoadenosine and their incorporation into oligomeric DNA // Chem. Res. Toxicol. 1992. Vol. 5. P. 608-617.

14. Bogdanov M., Brown R.H., Matson W., Smart R., Hayden D., O'Donnell H., Flint Beal M., Cudkowicz M. Increased oxidative damage to DNA in ALS patients // Free Radic. Biol. Med. 2000. Vol. 29. № 7. P. 652-658.

15. Boiteux S., Coste F., Castaing B. Repair of 8-oxo-7,8-dihydroguanine in prokaryotic and eukaryotic cells: Properties and biological roles of the Fpg and OGG1 DNA N-glycosylases // Free Radic. Biol. Med. 2017. Vol. 107. P. 179-201.

16. Boldogh I., Hajas G., Aguilera-Aguirre L., Hegde M.L., Radak Z., Bacsi A., Sur S., Hazra T.K., Mitra S. Activation of ras signaling pathway by 8-oxoguanine DNA glycosylase bound to its excision product, 8-oxoguanine // J. Biol. Chem. 2012. Vol. 287. № 25. P. 20769-20773.

17. Borrego S., Vazquez A., Dasí F., Cerdá C., Iradi A., Tormos C., Sánchez J.M., Bagán L., Boix J., Zaragoza C., Camps J., Sáez G. Oxidative stress and DNA damage in human gastric carcinoma: 8-Oxo-7,8-dihydro-2'-deoxyguanosine (8-oxo-dG) as a possible tumor marker // Int. J. Mol. Sci. 2013. Vol. 14. № 2. P. 3467-3486.

18. Bravard A., Vacher M., Gouget B., Coutant A., de Boisferon F.H., Marsin S., Chevillard S., Radicella J.P. Redox regulation of human OGG1 activity in response to cellular oxidative stress // Mol. Cell Biol. 2006. Vol. 26. P. 7430-7436.

19. Broedbaek K., Siersma V., Henriksen T., Weimann A., Petersen M., Andersen J.T., Jimenez-Solem E., Stovgaard E.S., Hansen L.J., Henriksen J.E., Bonnema S.J., Olivarius N.F., Poulsen H.E. Urinary markers of nucleic acid oxidation and long-term mortality of newly diagnosed type 2 diabetic patients //Diabetes Care. 2011. Vol. 34. № 12. P. 2594-2596.

20. Choi D.H., Cristóvao A.C., Guhathakurta S., Lee J., Joh T.H., Beal M.F., Kim Y.S. NADPH oxidase 1-mediated oxidative stress leads to dopamine neuron death in Parkinson's disease // Antioxid. Redox Signal. 2012. Vol. 16. № 10. P. 1033-1045.

21. Choi S., Choi H.H., Choi JH., Yoon B.H., You HJ., Hyun J.W., Kim J.E., Ye S.K., Chung M.H. Inhibitory effect of 8-oxo-7,8-dihydro-2'-deoxyguanosine on the growth of KG-1 myelosarcoma in Balb/c nude mice // Leuk. Res. 2006. Vol. 30. № 11. P. 1425-1436.

22. Choi S., Choi H.H., Lee S.H., Ko S.H., You H.J., Ye S.K., Chung M.H. Antiinflammatory effects of 8-hydroxy-2'-deoxyguanosine on lipopolysaccharide-induced inflammation via Rac suppression in Balb/c mice // Free Radic. Biol. Med. 2007. Vol. 43. № 12. P. 1594-1603.

23. Cooke M.S., Evans M.D. Oxidative DNA damage: Mechanisms, mutation and disease // FASEB J. 2003. Vol. 17. P. 1195-1214.

24. Da Broi M.G., de Albuquerque F.O., de Andrade A.Z., Cardoso R.L., Jordao Junior A.A., Navarro P.A. Increased concentration of 8-hydroxy-2'-deoxyguanosine in follicular fluid of infertile women with endometriosis // Cell Tissue Res. 2016. Vol. 366. № 1. P. 231-242.

25. De Luca G., Russo M.T., Degan P., Tiveron C., Zijno A., Meccia E., Ventura I., Mattei E., Nakabeppu Y., Crescenzi M., Pepponi R., Pezzola A., Popoli P., Bignami M. A role for oxidized DNA precursors in Huntington's disease-like striatal neurodegeneration // PLoS Genet. 2008. Vol. 4. № 11.e1000266

26. de Vega M., Salas M. A highly conserved Tyrosine residue of family B DNA polymerases contributes to dictate translesion synthesis past 8-oxo-7,8-dihydro-2'-deoxyguanosine // Nucleic Acids Res. 2007. Vol. 35. № 15. P. 5096-5107.

27. Degan P., Bonassi S., De Caterina M. In vivo accumulation of 8-hydroxy-2'-deoxyguanosine in DNA correlates with release of reactive oxygen species in Fanconi's anaemia families // Carcinogenesis. 1995. Vol. 16. P. 735-742.

28. Delaney S., Jarem D.A., Volle C.B., Yennie C.J. Chemical and biological consequences of oxidatively damaged guanine in DNA // Free Radic. Res. 2012. Vol. 46. № 4. P. 420-441.

29. Devasagayam T.P., Steenken S., Obendorf M.S., Schulz W.A., Sies H. Formation of 8-hydroxy(deoxy)guanosine and generation of strand breaks at guanine residues in DNA by singlet oxygen // Biochemistry. 1991. Vol. 30. № 25. P. 6283-6289.

30. Di Cara F., King-Jones K. How clocks and hormones act in concert to control the timing of insect development // Curr. Top. Dev. Biol. 2013. Vol. 105. P. 1-36.

31. Di Minno A., Turnu L., Porro B., Squellerio I., Cavalca V., Tremoli E., Di Minno M.N. 8-Hydroxy-2-deoxyguanosine levels and cardiovascular disease: a systematic review and metaanalysis of the literature // Antioxid. Redox Signal. 2016. Vol. 24. № 10. P. 548-555.

32. Dorszewska J., Florczak J., Rozycka A., Kempisty B., Jaroszewska-Kolecka J., Chojnacka K., Trzeciak W.H., Kozubski W. Oxidative DNA damage and level of thiols as related to polymorphisms of MTHFR, MTR, MTHFD1 in Alzheimer's and Parkinson's diseases // Acta Neurobiol. Exp. (Wars). 2007. Vol. 67. № 2. P. 113-129.

33. Duffus J.H., McDowell W., Manners D.J. The use of primuline to identify the septum polysaccharide of the fission yeast Schizosaccharomyces pombe // Stain Technol. 1984. Vol. 59. № 2. P. 79-82.

34. Escobar J., Teramo K., Stefanovic V., Andersson S., Asensi M.A., Arduini A., Cubells E., Sastre J., Vento M. Amniotic fluid oxidative and nitrosative stress biomarkers correlate with fetal chronic hypoxia in diabetic pregnancies // Neonatology. 2013. Vol. 103. № 3. P. 193-198.

35. Esipov D.S., Gorbacheva T.A., Khairullina G.A., Klebanov A.A., Nguyen Thi Ngok Tu, Khokhlov A.N. 8-Oxo-2'-deoxyguanosine accumulation in DNA from "stationary phase aging" cultured cells // Advances in Gerontology. 2008. Vol. 21. № 3. P. 485-487.

36. European Standards Committee on Oxidative DNA Damage. Comparative analysis of baseline 8-oxo-7,8-dihydroguanine in mammalian cell DNA, by different methods in different laboratories: An approach to consensus // Carcinogenesis. 2002. Vol. 23. P. 2129-2133.

37. Fabrizio P., Longo V.D. The chronological life span of Saccharomyces cerevisiae // Aging Cell. 2003. Vol. 2. № 2. P. 73-81.

38. Fenn D., Chi L.M., Lam S.L. Effect of hyperoxidized guanine on DNA primer-template structures: Spiroiminodihydantoin leads to strand slippage // FEBS Lett. 2008. Vol. 582. P. 41694175.

39. Fleming A.M., Burrows C.J. 8-Oxo-7,8-dihydroguanine, friend and foe: Epigenetic-like regulator versus initiator of mutagenesis // DNA Repair (Amst). 2017. Vol. 56. P. 75-83.

40. Fleming A.M., Ding Y., Burrows C.J. Oxidative DNA damage is epigenetic by regulating gene transcription via base excision repair // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2017. Vol. 114. № 10. P. 2604-2609.

41. Fleming A.M., Muller J.G., Dlouhy A.C., Burrows C.J. Structural context effects in the oxidation of 8-oxo-7,8-dihydro-2'-deoxyguanosine to hydantoin products: Electrostatics, base stacking, and base pairing // J. Am. Chem. Soc. 2012. Vol. 134. № 36. P. 15091-15102.

42. Fogarty N.M., Ferguson-Smith A.C., Burton G.J. Syncytial knots (Tenney-Parker changes) in the human placenta: Evidence of loss of transcriptional activity and oxidative damage // Am. J. Pathol. 2013. Vol. 183. № 1. P. 144-152.

43. Garrido P., Mejia E., Garcia-Diaz M., Blanco L., Picher A.J. The active site of TthPolX is adapted to prevent 8-oxo-dGTP misincorporation // Nucleic Acids Res. 2014. Vol. 42. № 1. P. 534543.

44. Geiger A., Seliger H., Nehls P. A new approach for the efficient synthesis of oligodeoxyribonucleotides containing the mutagenic DNA modification 7,8-dihydro-8-oxo-2'-deoxyguanosine at predefined positions // Nucleosides and Nucleotides. 1993. Vol. 12. № 5. P. 463477.

45. German P., Szaniszlo P., Hajas G., Radak Z., Bacsi A., Hazra T.K., Hegde M.L., Ba X., Boldogh I. Activation of cellular signaling by 8-oxoguanine DNA glycosylase-1-initiated DNA base excision repair // DNA Repair (Amst). 2013. Vol. 12. № 10. P. 856-863.

46. Goto M, Ueda K., Hashimoto T., Fujiwara S., Matsuyama K., Kometani T., Kanazawa K. A formation mechanism for 8-hydroxy-2'-deoxyguanosine mediated by peroxidized 2'-deoxythymidine // Free Radic. Biol. Med. 2008. Vol. 45. № 9. P. 1318-1325.

47. Habib S.L., Riley D.L., Mahimainathan L., Bhandari B., Choudhury G.G., Abboud H.A. Tuberin regulates the DNA repair enzyme OGG1 // Am. J. Physiol. Renal. 2008. Vol. 294. P. F281-F290.

48. Haghdoost S., Sjolander L., Czene S., Harms-Ringdahl M. The nucleotide pool is a significant target for oxidative stress // Free Radic. Biol. Med. 2006. Vol. 41. № 4. P. 620-626.

49. Hajas G., Bacsi A., Aguilera-Aguirre L., Hegde M.L., Tapas K.H., Sur S., Radak Z., Ba X., Boldogh I. 8-Oxoguanine DNA glycosylase-1 links DNA repair to cellular signaling via the activation of the small GTPase Rac1 // Free Radic. Biol. Med. 2013. Vol. 61. P. 384-394.

50. Hajas G., Bacsi A., Aguilera-Aguirre L., Hegde M., Tapas H., Sur S., Radak Z., Ba X., Boldogh I. 8-Oxoguanine DNA glycosylase-1 links DNA repair to cellular signaling via the activation of the small GTPase Rac1 // Free Rad. Biol. Med. 2013. Vol. 61. P. 384-394.

51. Hajas G., Bacsi A., Aguilerra-Aguirre L., German P., Radak Z., Sur S., Hazra T.K., Boldogh I. Biochemical identification of a hydroperoxide derivative of the free 8-oxo-7,8-dihydroguanine base // Free Radic. Biol. Med. 2012. Vol. 52. № 4. P. 749-756.

52. Helle F. Germ cell DNA-repair systems-possible tools in cancer research? // Cancer Gene Ther. 2012. Vol. 19. № 4. P. 299-302.

53. Henderson P.T., Evans M.D., Cooke M.S. Salvage of oxidized guanine derivatives in the (2'-deoxy)ribonucleotide pool as source of mutations in DNA // Mutat. Res. 2010. Vol. 703. № 1. P. 11 -17.

54. Hermes-Lima M., Moreira D.C., Rivera-Ingraham G.A., Giraud-Billoud M., Genaro-Mattos T.C., Campos E.G. Preparation for oxidative stress under hypoxia and metabolic depression: Revisiting the proposal two decades later // Free Radic. Biol. Med. 2015. Vol. 89. P. 1122-1143.

55. Homma Y., Tsunoda M., Kasai H. Evidence for the accumulation of oxidative stress during cellular ageing of human diploid fibroblasts // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1994. Vol. 203. № 2. P. 1063-1068.

56. Hong G.U., Kim N.G., Jeoung D., Ro J.Y. Anti-CD40 Ab- or 8-oxo-dG-enhanced treg cells reduce development of experimental autoimmune encephalomyelitis via downregulating migration and activation of mast cells // J. Neuroimmunol. 2013. Vol. 260. № 1. P. 60-73.

57. Hooten N.N., Kompaniez K., Barnes J., Lohani A., Evans M.K. Poly(ADP-ribose) polymerase 1 (PARP-1) binds to 8-oxoguanine-DNA glycosylase (OGG1) // J. Biol. Chem. 2011. Vol. 286. № 52. P. 44679-44690.

58. Hoshino M., Kawakita M., Hattori S. Characterization of a factor that stimulates hydrolysis of GTP bound to ras gene product p21 (GTPase-activating protein) and correlation of its activity to cell density // Mol. Cell. Biol. 1988. Vol. 8. P. 4169-4173.

59. Hruszkewycz A.M., Bergtold D.S. The 8-hydroxyguanine content of isolated mitochondria increases with lipid peroxidation // Mutat. Res. 1990. Vol. 244. P. 123-128.

60. Hu J., Imam S.Z., Hashiguchi K., de Souza-Pinto N.C., Bohr V.A. Phosphorylation of human oxoguanine DNA glycosylase (a-OGG1) modulates its function // Nucleic Acids Res. 2005. Vol. 33. № 10. P. 3271-3282.

61. Huang Y.K., Lin C.W., Chang C.C., Chen P.F., Wang C.J., Hsueh Y.M., Chiang H.C. Heat acclimation decreased oxidative DNA damage resulting from exposure to high heat in an occupational setting // Eur. J. Appl. Physiol. 2012. Vol. 112. № 12. P. 4119-4126.

62. Huh J.Y., Jung I., Piao L., Ha H., Chung M.H. 8-Hydroxy-2-deoxyguanosine ameliorates high-fat diet-induced insulin resistance and adipocyte dysfunction in mice // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2017. Vol. 491. № 4. P. 890-896.

63. Huh J.Y., Son D.J., Lee Y., Lee J., Kim B., Lee H.M., Jo H., Choi S., Ha H., Chung M.H. 8-Hydroxy-2-deoxyguanosine revents plaque formation and inhibits vascular smooth muscle cell activation through Rac1 inactivation // Free Radic. Biol. Med. 2012. Vol. 53. № 1. P. 109-121.

64. Hwanga B.J., Shi G., Lua A.L. Mammalian MutY homolog (MYH or MUTYH) protects cells fromoxidative DNA damage // DNA Repair. 2014. Vol. 13. P. 10-21.

65. Hyun J.W., Jung Y.C., Kim H.S., Choi E.Y., Kim J.E., Yoon B.H., Yoon S.H., Lee Y.S., Choi J., You H.J., Chung M.H. 8-hydroxydeoxyguanosine causes death of human leukemia cells deficient in 8-oxoguanine glycosylase 1 activity by inducing apoptosis // Mol. Cancer Res. 2003. Vol. 1. № 4. P. 290-299.

66. Jacob K.D., Noren Hooten N., Trzeciak A.R., Evans M.K. Markers of oxidant stress that are clinically relevant in aging and age-related disease // Mech. Ageing Dev. 2013. Vol. 134. № 34. P. 139-157.

67. Jensen A., Calvayrac G., Karahalil B., Bohr V.A., Stevnsner T. Mammalian 8-oxoguanine DNA glycosylase 1 incises 8-oxoadenine opposite cytosine in nuclei and mitochondria, while a different glycosylase incises 8-oxoadenine opposite guanine in nuclei // J. Biol. Chem. 2003. Vol. 278. № 21. P. 19541-19548.

68. Johansen M.E., Muller J.G., Xu X., Burrows C.J. Oxidatively induced DNA-protein cross-linking between singlestranded binding protein and oligodeoxynucleotides containing 8-oxo-7,8-dihydro-2' -deoxyguanosine // Biochemistry. 2005. Vol. 44. № 15. P. 5660-5671.

69. Kalebina T.S., Plotnikova T.A., Gorkovskii A.A., Selyakh I.O., Galzitskaya O.V., Bezsonov E.E., Gellissen G., Kulaev I.S. Amyloid-like properties of Saccharomyces cerevisiae cell wall glucantransferase Bgl2p: Prediction and experimental evidences // Prion. 2008. Vol. 2. № 2. P. 91 -96.

70. Kanazawa K., Sakamoto M., Kanazawa K., Ishigaki Y., Aihara Y., Hashimoto T., Mizuno M. Lipid peroxides as endogenous oxidants forming 8-oxo-guanosine and lipid soluble antioxidants as suppressing agents // J. Clin. Biochem. Nutr. 2016. Vol. 59. № 1. P. 16-24.

71. Kanazawa K., Sakamoto M., Kanazawa K., Ishigaki Y., Aihara Y., Hashimoto T., Mizuno M. Lipid peroxides as endogenous oxidants forming 8-oxo-guanosine and lipidsoluble antioxidants as suppressing agents // J. Clin. Biochem. Nutr. 2016. Vol. 59. P.16-24.

72. Kasai H., Hayami H. Detection and identification of mutagens and carcinogens as their adducts with guanosine derivatives // Nucleic Acids Res. 1984. Vol. 12. P. 2127-2136.

73. Kasai H., Okada Y., Nishimura S., Rao M.S., Reddy J.K. Formation of 8-hydroxydeoxyguanosine in liver DNA of rats following long-term exposure to a peroxisome proliferator // Cancer Res. 1989. Vol. 49. № 10. P. 2603-2605.

74. Kawanishi S., Oikawa S. Mechanism of telomere shortening by oxidative stress // Ann. N.Y. Acad. Sci. 2004. Vol. 1019. P. 278-284.

75. Kawanishi S., Oikawa S., Murata M. Evaluation for safety of antioxidant chemopreventive agents // Antioxid. Redox Signal. 2005. Vol. 7. № 11-12. P. 1728-1739.

76. Khokhlov A.N., Klebanov A.A., Morgunova G.V. Anti-aging drug discovery in experimental gerontological studies: From organism to cell and back // Aging: Exploring a Complex Phenomenon. Boca Raton: Taylor & Francis, 2017. P. 575-592.

77. Khokhlov A.N. Which aging in yeast is true? // Moscow Univ. Biol. Sci. Bull. 2016. Vol. 71. № 1. P. 11-13.

78. Khokhlov A.N., Morgunova G.V. On the constructing of survival curves for cultured cells in cytogerontological experiments: a brief note with three hierarchy diagrams // Moscow Univ. Biol. Sci. Bull. 2015. Vol. 70. № 2. P. 67-71.

79. Kim D.H., Cho I.H., Kim HS., Jung JE., Kim JE., Lee K.H., Park T., Yang Y.M., Seong S.Y., Ye S.K., Chung M.H. Anti-inflammatory effects of 8-hydroxydeoxyguanosine in LPS-

induced microglia activation: Suppression of STAT3-mediated intercellular adhesion molecule-1 expression // Exp. Mol. Med. 2006. Vol. 38. № 4. P. 417-427.

80. Kim D.H., Cho I.H., Kim H.S., Jung J.E., Kim J.E., Hong G.U., Kim N.G., Ro J.Y. Expression of airway remodeling proteins in mast cell activated by TGF-P released in OVA-induced allergic responses and their inhibition by low-dose irradiation or 8-oxo-dG // Radiat. Res. 2014. Vol. 181. № 4. P. 425-438.

81. Kim H.S., Ye S.K., Cho I.H., Jung J.E., Kim D.H., Choi S., Kim Y.S., Park C.G., Kim T.Y., Lee J.W., Chung M.H. 8-Hydroxydeoxyguanosine suppresses NO production and COX2 activity via Rac1/STATs signaling in LPS induced brain microglia // Free Radic. Biol. Med. 2006. Vol. 41. № 9. P.1392-1403.

82. Kim J.E., Choi S., Yoo J.A., Chung M.H. 8-Oxoguanine induces intramolecular DNA damage but free 8-oxoguanine protects intermolecular DNA from oxidative stress // FEBS Lett. 2004. Vol. 556. P.104-110.

83. Kim J.E., Chung M.H. 8-Oxo-7,8-dihydro-2'-deoxyguanosine is not salvaged for DNA synthesis in human leukemic U937 cells // Free Radic. Res. 2006. Vol. 40. P. 461-466.

84. Kim J.S., Kim D.Y., Lee J.K., Ro J.Y., Chung M.H. 8-Oxo-2'-deoxyguanosine suppresses allergy-induced lung tissue remodeling in mice // Eur. J. Pharmacol. 2011. Vol. 651. № 1-3. P.218-226.

85. Kimura C., Watanabe K., Iwasaki A., Mori T., Matsushita H., Shinohara K., Wakatsuki A. The severity of hypoxic changes and oxidative DNA damage in the placenta of early-onset preeclamptic women and fetal growth restriction // J. Matern. Fetal. Neonatal. Med. 2013. Vol. 26. № 5. P. 491-496.

86. Kimura-Ohba S., Yang Y. Oxidative DNA damage mediated by intranuclear MMP activity is associated with neuronal apoptosis in ischemic stroke // Oxid. Med. Cell Longev. 2016. Vol. 2016. e.6927328.

87. Kirkpatrick M., Benoit J., Everett W., Gibson J., Rist M., Fredette N. The effects of methylmercury exposure on behavior and biomarkers of oxidative stress in adult mice // Neurotoxicology. 2015. Vol. 50. P. 170-178.

88. Ko S.H., Lee J.K., Lee H.J., Ye S.K., Kim H.S., Chung M.H. 8-Oxo-2'-deoxyguanosine ameliorates features of metabolic syndrome in obese mice // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2014. Vol. 443. № 2. P. 610-616.

89. Kostyuk S., Tabakov V.J., Chestkov V.V., Konkova M.S., Glebova K.V., Baydakova G.V., Ershova E.S., Izhevskaya V.L., Baranova A., Veiko N.N. Oxidized DNA induces an adaptive response in human fibroblasts // Mutat. Res. 2013. Vol. 747-748. P. 6-18.

90. Kuchino Y., Mori F., Kasai H., Inoue H., Iwai S., Miura K., Ohtsuka E., Nishimura S. Misreading of DNA templates containing 8-hydroxydeoxyguanosine at the modified base and at adjacent residues // Nature. 1987. Vol. 327. № 6117. P. 77-79.

91. Lanznaster D., Dal-Cim T., Piermartiri T.C.B, Tasca C.I. Guanosine: a neuromodulator with therapeutic potential in brain disorders // Aging Dis. 2016. Vol. 7. № 5. P. 657-679.

92. Lee J.K., Ko S.H., Ye S.K., Chung M.H. 8-Oxo-2'-deoxyguanosine ameliorates UV-binduced skin damage in hairless mice by scavenging reactive oxygen species and inhibiting MMP expression // J. Dermatol. Sci. 2013. Vol. 70. № 1. P. 49-57.

93. Lee S.M., Park J.W. A yeast mutant lacking thiol-dependent protector protein is hypersensitive to menadione // Biochim. Biophys. Acta. 1998. Vol. 1382. № 1. P. 167-175.

94. Li P., Ramm G.A., Macdonald G.A. Value of the 8-oxodG/dG ratio in chronic liver inflammation of patients with hepatocellular carcinoma // Redox Biol. 2016. Vol. 8. P. 259-270.

95. Lin T., Cheng J., Ishiguro K., Sartorelli A. 8-Substituted guanosine and 2'-deoxyguanosine derivatives as potential inducers of the differentiation of friend erythroleukemia cells // J. Med. Chem. 1985. V. 28. P. 1194-1198.

96. Lisitsyna T.A, Durnev A.D. The effect of bemetil on the production of DNA antibodies in patients with systemic lupus erythematosus // Eksp. Klin. Farmakol. 1999. Vol. 62. P. 38-41.

97. Lord T., Aitken R.J. Fertilization stimulates 8-hydroxy-2'-deoxyguanosine repair and antioxidant activity to prevent mutagenesis in the embryo // Dev. Biol. 2015. Vol. 406. № 1. P. 1-13.

98. Lowe F.J., Luettich K., Gregg E.O. Lung cancer biomarkers for the assessment of modified risk tobacco products: an oxidative stress perspective // Biomarkers. 2013. Vol. 18. № 3. P. 183-195.

99. Lowe L.G., Guengerich F.P. Steady-state and pre-steady-state kinetic analysis of dNTP insertion opposite 8-oxo-7,8-dihydroguanine by Escherichia coli polymerases I exo- and II exo // Biochemistry. 1996. Vol. 35. P. 9840-9849.

100. Luczaj W., G^gotek A., Skrzydlewska E. Antioxidants and HNE in redox homeostasis // Free Radic. Biol. Med. 2017. Vol. 111. P. 87-101.

101. Lutchman V., Medkour Y., Samson E., Arlia-Ciommo A., Dakik P., Cortes B., Feldman R., Mohtashami S., McAuley M., Chancharoen M., Rukundo B., Simard E., Titorenko V.

Discovery of plant extracts that greatly delay yeast chronological aging and have different effects on longevity-defining cellular processes // Oncotarget. 2016. Vol. 7. № 13. P. 16542-16566.

102. Ma H., Zheng L., Li Y., Pan S., Hu J., Yu Z., Zhang G., Sheng G., Fu J. Triclosan reduces the levels of global DNA methylation in HepG2 cells // Chemosphere. 2013. Vol. 90. № 3. P. 1023-1029.

103. Maiti K., Sultana Z., Aitken R.J., Morris J., Park F., Andrew B., Riley S.C., Smith R. Evidence that fetal death is associated with placental aging // Am. J. Obstet. Gynecol. 2017. Vol. 217. № 4. e1-441.e14.

104. Manzella N., Bracci M., Strafella E., Staffolani S., Ciarapica V., Copertaro A., Rapisarda V., Ledda C., Amati M., Valentino M., Tomasetti M., Stevens R.C., Santarelli L. Circadian modulation of 8-oxoguanine DNA damage repair // Scientific Reports. 2015. Vol. 5. № 13752. P. 112.

105. Mao X.Y., Jin M.Z., Chen J.F., Zhou H.H., Jin W.L. Live or let die: Neuroprotective and anti-cancer effects of nutraceutical antioxidants // Pharmacol. Ther. 2017. pii: S0163-7258(17)30262-0. doi: 10.1016/j.pharmthera.2017.10.012. [Epub ahead of print]

106. Martinet W., Knaapen M.W., De Meyer G.R., Herman A.G., Kockx MM. Elevated levels of oxidative DNA damage and DNA repair enzymes in human atherosclerotic plaques // Circulation. 2002. Vol. 106. № 8. P. 927-932.

107. Meseguer M., Martínez-Conejero J.A., O'Connor J.E., Pellicer A., Remohí J., Garrido N. The significance of sperm DNA oxidation in embryo development and reproductive outcome in an oocyte donation program: A new model to study a male infertility prognostic factor // Fertil. Steril. 2008. Vol. 89. № 5. P. 1191-1199.

108. Misiaszek R., Crean C., Joffe A., Geacintov N.E., Shafirovich V. Oxidative DNA damage associated with combination of guanine and superoxide radicals and repair mechanisms via radical trapping // J. Biol. Chem. 2004. Vol. 279. P. 32106-32115.

109. Moore J.M., Correa R., Rosenberg S.M., Hastings P.J. Persistent damaged bases in DNA allow mutagenic break repair in Escherichia coli // PLoS Genet. 2017. Vol. 13. № 7. e1006733.

110. Morero N.R., Argaraña C.E. Pseudomonas aeruginosa deficient in 8-oxodeoxyguanine repair system shows a high frequency of resistance to ciprofloxacin // FEMS Microbiol. Lett. 2009. Vol. 290. № 2. P. 217-226.

111. Morgunova G.V., Klebanov A.A., Khokhlov A.N. Some remarks on the relationship between autophagy, cell aging, and cell proliferation restriction // Moscow Univ. Biol. Sci. Bull. 2016. Vol. 71. № 4. P. 207-211.

112. Morgunova G.V., Klebanov A.A., Marotta F., Khokhlov A.N. Culture medium pH and stationary phase/chronological aging of different cells // Moscow Univ. Biol. Sci. Bull. 2017. Vol. 72. № 2. P. 47-51.

113. Mundt J.M., Hah S.S., Sumbad R.A., Schramm V., Henderson P.T. Incorporation of extracellular 8-oxodG into DNA and RNA requires purine nucleoside phosphorylase in MCF-7 cells // Nucleic Acids Res. 2008. Vol. 36. № 1. P. 228-236.

114. Natter K., Kohlwein S.D. Yeast and cancer cells - common principles in lipid metabolism // Biochim. Biophys. Acta. 2013. Vol. 1831. № 2. P. 314-326.

115. Nguyen K.V., Burrows C.J. A prebiotic role for 8-oxoguanosine as a flavin mimic in pyrimidine dimer photorepair // J. Am. Chem. Soc. 2011. Vol. 133. P. 14586-14589.

116. Nie B., Gan W., Shi F., Hu G.X., Chen L.G., Hayakawa H., Sekiguchi M., Cai J.P. Age-dependent accumulation of 8-oxoguanine in the DNA and RNA in various rat tissues // Oxid. Med. Cell Longev. 2013. Vol. 2013. E. 303181.

117. Niles J.C., Wishnok J.S., Tannenbaum S.R. Peroxynitrite-induced oxidation and nitration products of guanine and 8-oxoguanine: Structures and mechanisms of product formation // Nitric Oxide. 2006. Vol. 14. P. 109-121.

118. Obtulowicz T., Swoboda M., Speina E., Gackowski D., Rozalski R., Siomek A., Janik J., Janowska B., Ciesla J.M., Jawien A., Banaszkiewicz Z., Guz J., Dziaman T., Szpila A., Olinski R., Tudek B. Oxidative stress and 8-oxoguanine repair are enhanced in colon adenoma and carcinoma patients // Mutagenesis. 2010. Vol. 25. № 5. P. 463-471.

119. Ock C.Y., Hong K.S., Choi K., Chung M.H., Kim Y.S., Kim J.H., Hahm K.-B. A novel approach for stress-induced gastritis based on paradoxical anti-oxidative and anti- infl ammatory action of exogenous 8-hydroxydeoxyguanosine // Biochem. Pharmacol. 2011. Vol. 81. P. 111-122.

120. Ock C.Y., Kim E.H., Choi D.J., Lee H.J., Hahm KB., Chung M.H. 8-Hydroxydeoxyguanosine: Not mere biomarker for oxidative stress, but remedy for oxidative stressimplicated gastrointestinal diseases // World J. Gastroenterol. 2012. Vol. 18. № 4. P. 302-308.

121. Park J.M., Han Y.M., Jeong M., Chung M.H, Kwon C., Ko K.H., Hahm K B. Synthetic 8-hydroxydeoxyguanosine inhibited metastasis of pancreatic cancer through concerted inhibitions of ERM and Rho-GTPase // Free Radic. Biol. Med. 2017. Vol. 110. P. 151-161.

122. Park Y.M., Han M.Y., Blackburn R.V., Lee Y.J. Overexpression of HSP25 reduces the level of TNF alpha-induced oxidative DNA damage biomarker, 8-hydroxy-2'-deoxyguanosine, in L929 cells // J. Cell Physiol. 1998. Vol. 174. № 1. P. 27-34.

123. Pastukh V., Roberts J.T., Clark D.W., Bardwell G.C., Patel M., Al-Mehdi A.B., Borchert G.M., Gillespie M.N. An oxidative DNA "damage" and repair mechanism localized in the VEGF promoter is important for hypoxia-induced VEGF mRNA expression // Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. 2015. Vol. 309. № 11. P. 1367-1375.

124. Pazmandi K., Agod Z., Kumar B.V., Szabo A., Fekete T., Sogor V., Veres A., Boldogh I., Rajnavolgyi E., Lanyi A., Bacsi A. Oxidative modification enhances the immunostimulatory effects of extracellular mitochondrial DNA on plasmacytoid dendritic cells // Free Radic. Biol. Med. 2014. Vol. 77. P. 281-290.

125. Peddireddy V., Siva Prasad B., Gundimeda S.D., Penagaluru P.R., Mundluru H.P. Assessment of 8-oxo-7, 8-dihydro-2'-deoxyguanosine and malondialdehyde levels as oxidative stress markers and antioxidant status in non-small cell lung cancer // Biomarkes. 2012. Vol. 17. № 3. P. 261268.

126. Perillo B., Ombra M.N., Bertoni A., Cuozzo C., Sacchetti S., Sasso A., Chiariotti L., Malorni A., Abbondanza C., Avvedimento E.V. DNA oxidation as triggered by H3K9me2 demethylation drives estrogen-induced gene expression // Science. 2008. Vol. 319. № 5860. P. 202206.

127. Poulsen H.E., Nadal L.L., Broedbaek K., Nielsen P.E., Weimann A. Detection and interpretation of 8-oxodG and 8-oxoGua in urine, plasma and cerebrospinal fluid // Biochim. Biophys. Acta. 2014. Vol. 1840. № 2. P. 801-808.

128. Radak Z., Boldogh I. 8-Oxo-7,8-dihydroguanine: Links to gene expression, aging, and defense against oxidative stress // Free Radic. Biol. Med. 2010. Vol. 49. № 4. P. 587-596.

129. Roelen H.C.P.F., Saris CP., Brugghe H.F., Elst H., Westra JG., Marel G.A., Boom J.H. Solid-phase synthesis of DNA fragments containing the modified base 7-hydro-8-oxo-2'-deoxyguanosine // Nucleic Acids Res. 1991. V. 19. № 16. P. 4361-4369.

130. Roszkowski K., Jozwicki W., Blaszczyk P., Mucha-Malecka A., Siomek A. Oxidative damage DNA: 8-oxoGua and 8-oxodG as molecular markers of cancer // Med. Sci. Monit. 2011. Vol. 17. № 6. P. 329-333.

131. Roszkowski K., Olinski R. Urinary 8-oxoguanine as a predictor of survival in patients undergoing radiotherapy // Cancer Epidemiol. Biomarkers Prev. 2012. Vol. 21. № 4. P. 629-634.

132. Seino T., Saito H., Kaneko T., Takahashi T., Kawachiya S., Kurachi H. Eight-hydroxy-2'-deoxyguanosine in granulosa cells is correlated with the quality of oocytes and embryos in an in vitro fertilization-embryo transfer program // Fertil. Steril. 2002. Vol. 77. № 6. P. 1184-1190.

133. Sidorenko V.S., Nevinsky G.A., Zharkov D.O. Mechanism of interaction between human 8-oxoguanine-DNA glycosylase and AP endonuclease // DNA Repair. 2007. Vol. 6. P. 317328.

134. Stebbeds W.J., Lunec J., Larcombe L.D. An in silico study of the differential effect of oxidation on two biologically relevant G-quadruplexes: Possible implications in oncogene expression // PLoS One. 2012. Vol. 7. № 8. e43735.

135. Steenken S., Jovanovic S.V. How easily oxidizable is DNA? One-electron reduction potentials of adenosine and guanosine radicals in aqueous solution // J. Am. Chem. Soc. 1997. Vol. 119. P. 617-618.

136. Steinhub S.R. Why have antioxidants failed in clinical trials? // Am. J. Cardiol. 2008. Vol. 22. № 101(10A). P. 14D-19D.

137. Stuart J.A., Bourque B.M., de Souza-Pinto N.C., Bohr V.A. No evidence of mitochondrial respiratory dysfunction in OGG1-null mice defi cient in removal of 8-oxodeoxyguanine from mitochondrial DNA // Free Radic. Biol. Med. 2005. Vol. 38. P. 737-774.

138. Svoboda P., Harms-Ringdahl M. Influence of chromatin structure and radical scavengers on yields of radiationinduced 8-oxo-dG and DNA strand breaks in cellular model systems // Radiat. Res. 2005. Vol. 164. № 3. P. 303-311.

139. Swain U., Rao K.S. Age-dependent decline of DNA base excision repair activity in rat cortical neurons // Mech. Ageing Dev. 2012. Vol. 133. № 4. P. 186-194.

140. Taggart D.J., Fredrickson S.W., Gadkari V.V., Suo Z. Mutagenic potential of 8-oxo-7,8-dihydro-2'-deoxyguanosine bypass catalyzed by human Y-family DNA polymerases // Chem. Res. Toxicol. 2014. Vol. 27. № 5. P. 931-940.

141. Tasaki E., Kobayashi K., Matsuura K., Iuchi Y. An efficient antioxidant system in a long-lived termite queen // PLoS One. 2017. Vol. 12. № 1. e 0167412.

142. Tchou J., Kasai H., Shibutani S., Chung M.H., Laval J., Grollman A.P., Nishimura S. 8-Oxoguanine (8-hydroxyguanine) DNA glycosylase and its substrate specificity // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1991. Vol. 88. № 11. P. 4690-4694.

143. Terzidis M.A., Prisecaru A., Molphy Z., Barron N., Randazzo A., Dumont E., Krokidis M.G., Kellett A., Chatgilialoglu C. Radical-induced purine lesion formation is dependent on DNA helical topology // Free Radic. Res. 2016. Vol. 50. P. S91-S101.

144. Tsukahara H., Shibata R., Ohshima Y., Todoroki Y., Sato S., Ohta N., Hiraoka M., Yoshida A., Nishima S., Mayumi M. Oxidative stress and altered antioxidant defenses in children with acute exacerbation of atopic dermatitis // Life Sci. 2003. Vol. 72. № 22. P. 2509-2516.

145. Vartanian V., Tumova J., Dobrzyn P., Dobrzyn A., Nakabeppu Y., Lloyd R.S., Sampath H. 8-Oxoguanine DNA glycosylase (OGG1) deficiency elicits coordinated changes in lipid and mitochondrial metabolism in muscle // PLoS One. 2017. Vol. 12. № 7. E. 0181687. Vol. 88. P. 46904694.

146. Völker J., Plum G.E., Klump H.H., Breslauer K.J. Energetic coupling between clustered lesions modulated by intervening triplet repeat bulge loops: allosteric implications for DNA repair and triplet repeat expansion // Biopolymers. 2010. Vol. 93. № 4. P. 355-369.

147. von der Lippen C., Sahu S., Seifermann M., Tiwari V.K., Epe B. The repair of oxidized purines in the DNA of human lymphocytes requires an activation involving NF-YA-mediated upregulation of OGG1 // DNA Repair (Amst). 2015. Vol. 25. P. 1-8.

148. Wang X., Chen M., Zhong M., Hu Z., Qiu L., Rajagopalan S., Fossett N.G., Chen L.C., Ying Z. Exposure to concentrated ambient PM2.5 shortens lifespan and induces inflammation-associated signaling and oxidative stress in Drosophila // Toxicol. Sci. 2017. Vol. 156. № 1. P. 199207.

149. Whitaker A.M., Smith M.R., Schaich M.A., Freudenthal B.D. Capturing a mammalian DNA polymerase extending from an oxidized nucleotide // Nucleic Acids Res. 2017. Vol. 45. № 11. P. 6934-6944.

150. Wiktor H., Kankofer M., Schmerold I., Dadak A., Lopucki M., Niedermüller H. Oxidative DNA damage in placentas from normal and pre-eclamptic pregnancies // Virchows Arch. 2004. Vol. 445. № 1. P. 74-78.

151. Wiseman H., Halliwell B. Damage to DNA by reactive oxygen and nitrogen species: roe in inflammatory disease and progression to cancer // Biochem. J. 1996. Vol. 313. P. 17-29.

152. Yamamoto T., Shibata N., Muramatsu F., Sakayori N., Kobayashi M. Oxidative stress in the human fetal brain: An immunohistochemical study // Pediatr. Neurol. 2002. Vol. 26. № 2. P. 116-122.

153. Ye Y., Lin P., Zhang W., Tan S., Zhou X., Li R., Pu Q., Koff J.L., Dhasarathy A., Ma F., Deng X., Jiang J., Wu M. DNA repair interacts with autophagy to regulate inflammatory responses to pulmonary hyperoxia // J. Immunol. 2017. Vol. 198. № 7. P. 2844-2853.

154. Youn C.K., Song P.I., Kim M.H., Kim J.S., Hyun J.W., Choi S.J., Yoon S.P., Chung M.H., Chang I.Y., You H.J. Human 8-oxoguanine DNA glycosylase suppresses the oxidative stress-induced apoptosis through a p53-mediated signaling pathway in human fibroblasts // Mol. Cancer Res. 2007. Vol. 5. № 10. P. 1083-1099.

155. Zandvakili I., Lin Y., Morris J. C., Zheng Y. Rho GTPases: Anti- or pro-neoplastic targets? // Oncogene. 2017. Vol. 36. № 23. P. 3213-3222.

156. Zarakowska E., Gackowski D., Foksinski M., Olinski R. Are 8-oxoguanine (8-oxoGua) and 5-hydroxymethyluracil (5-hmUra) oxidatively damaged DNA bases or transcription (epigenetic) marks? // Mutat. Res. Genet. Toxicol. Environ. Mutagen. 2014. Vol. 764-765. P. 58-63.

157. Брусков В.И., Юров С.С., Чернов Б.К., Безлепкин В.Г. Мутагенное действие на бактерии Escherichia coli 8-гидрокси-2'-дезоксигуанозина - продукта повреждения ДНК, вызванного кислородными радикалами и ионизирующим излучением // Генетика. 1992. Т. 28. № 7. С. 46-53.

158. Гладнева А. Д., Моргунова Г.В., Шиловский Г. А., Шрам С.И., Хохлов А.Н. Бета-галактозидаза PH 6.0 - биомаркер старения или ограничения клеточной пролиферации? // Успехи геронтологии. 2014. Т. 27. № 2. С. 29.

159. Есипов Д.С., Сидоренко Е.В., Есипова О.В., Горбачева Т.А., Невредимова Т.С., Крушинский А.Л., Кузенков В.С., Реутов В.П. Определение отношения 8-оксо-2-дезоксигуанозина к 2-дезоксигуанозину в ДНК с помощью обращенно-фазовой ВЭЖХ в сочетании с амперометрической детекцией // Вестник МИТХТ. 2010. Т. 5. № 3. С. 69-74.

160. Иванова-Казас О.М. Сравнительная эмбриология беспозвоночных животных. В 6-ти частях. М.: Наука, 1975, 1977, 1978, 1979, 1981.

161. Конев С.В., Мажуль В.М. Межклеточные контакты. М.: Наука и техника, 1977.

312 с.

162. Мармий Н.В., Невредимова Т.С., Есипов Д.С. Влияние мелатонина на образование 8-оксо-2'-дезоксигуанозина в условиях реакции Фентона // Тонкие химические технологии. 2015. Т. 10. № 1. С. 50-55.

163. Невредимова Т.С., Мармий Н.В., Есипов Д.С., Есипова О.В., Швец В.И. 8-Оксо-2'-дезоксигуанозин - биомаркер окислительного стресса // Вестник МИТХТ. 2014. Т. 9. № 5. С. 3-10.

164. Хохлов А.Н. Использование стационарных клеточных культур для изучения процесса старения и факторов, влияющих на его скорость: дис. ... д-ра биол. наук. Москва, Институт цитологии АН СССР, 1989.

165. Черников А.В., Гудков С.В., Усачева А.М., Брусков В.И. 8-Оксо-7,8-дигидро-2'-дезоксигуанозин: биомедицинские свойства, механизмы действия, терапевтический потенциал // Успехи биологической химии. 2017. Т. 57. С. 267-302.

Благодарности

Выражаю благодарности моему научному руководителю Есипову Д.С. за неоценимую помощь в подготовке диссертационной работы, планировании и проведении экспериментов;

Хохлову А.Н., Моргуновой Г.В. и другим сотрудникам сектора эволюционной цитогеронтологии биологического факультета МГУ за предоставление культивируемых клеток для исследований и оценку цитотоксичности 8-охо-ёО;

Ивницкому С.Б. и сотрудникам кафедры биологической эволюции биологического факультета МГУ за предоставление популяции Ого8орко1а melanogaster и обучение работе с ними;

Калебиной Т.С., Рекстиной В. .В. за помощь в проведении экспериментов на дрожжевых культурах;

Твороговой А.В. за помощь в проведении флуоресцентной микроскопии;

Кирилловой Ю.Г., Есиповой О.В., Зиневич Т.В. за помощь в расшифровке ЯМР-спектров;

Воейкову В.Л., Есиповой О.В. за помощь в редактировании диссертации и автореферата;

всем сотрудникам кафедры биоорганической химии биологического факультета МГУ за полученные знания и навыки.

Список работ Мармий Н.В., опубликованных по теме диссертации

Статьи в журналах из списка рекомендованных для защиты в диссертационных советах МГУ

1. Мармий Н.В., Невредимова Т.С., Есипов Д.С. Влияние мелатонина на образование 8-оксо-2'-дезоксигуанозина в условиях реакции Фентона // Тонкие химические технологии. 2015. Т. 10. № 1. С. 50-55.

2. Marmiy N.V., Esipov D.S. Biological role of 8-oxo-2'-deoxyguanosine // Moscow University Biological Sciences Bulletin. 2015. Vol. 70. №. 4. P. 168-172.

3. Мармий Н. В., Есипов Д. С. Изменения уровня 8-оксо-2'-дезоксигуанозина в ДНК клеток печени мышей при остром токсическом стрессе // Тонкие химические технологии. 2016. Т. 11. № 6. С. 68-74.

4. Мармий Н.В., Есипов. Д.С. Метод препаративного синтеза 8-оксо-2'-дезокси-гуанозина для лабораторного применения // Тонкие химические технологии. 2017. Т. 12. № 4. С. 58-64.

Статьи в журналах из списка ВАК

1. Невредимова Т.С., Мармий Н.В., Есипов Д.С. и др. 8-Оксо-2'-дезоксигуанозин -биомаркер окислительного стресса // Вестник МИТХТ. 2014. Т. 9. № 5. С. 3-10.

2. Мармий Н.В., Моргунова Г.В., Есипов Д.С., Хохлов А.Н. 8-Оксо-2'-дезоксигуанозин: биомаркер клеточного старения и окислительного стресса или потенциальное лекарство против возрастных болезней? // Клиническая геронтология. 2016. Т. 22. № 9-10. С. 46-47.

3. Мармий Н.В., Моргунова Г.В., Есипов Д.С. и др. Влияние экзогенного 8-оксо-2'-дезоксигуанозина на "стационарно стареющие" культивируемые клетки // Клиническая геронтология. 2017. Т. 23. № 9-10. С. 41-43.

Статьи в сборниках

1. Мармий Н.В., Есипов Д.С., Ивницкий С.Б. 8-Оксо-2'-дезоксигуанозин -«побочный» продукт метаболизма или сигнальная молекула? // Рецепторы и внутриклеточная сигнализация. Т. 2. Fix-print Пущино, 2017. С. 508-512.

Тезисы международных конференций

1. Мармий Н.В., Есипов Д.С., Ивницкий С.Б. 8-Оксо-2'-дезоксигуанозин -"побочный" продукт метаболизма или сигнальная молекула? // Рецепторы и внутриклеточная сигнализация. Т. 2. Fix-print Пущино, 2017. С. 508-512.

2. Marmiy N.V., Morgunova G.V., Esipov D.S., Khokhlov A.N. 8-Oxo-2'-deoxyguanosine - a biomarker of aging and/or a possible tool for biomedical prevention/treatment of age-related diseases? // In IVAO. Biomedical Innovation for Healthy Longevity. Санкт-Петербург, 2016. P. 7575.

3. Esipov D.S., Marmiy N.V., Esipova O.V. How 8-oxo-2'-deoxyguanosine can be used in medicine? // High-Tech in Chemical Engineering - 2016 : Abstracts of XVI International Scientific Conference with elements of school of young scientists. Moscow, 10-15 October 2016. Moscow: Moscow Technological University, 2016. P. 116-116.

4. Marmiy N.V., Ivnitsky S.B., Esipova O.V., Esipov D.S. Protective effect of 8-oxo-2'-deoxyguanosine on the larval stages of drosophila melanogaster in the heat shock conditions // HighTech in Chemical Engineering - 2016: Abstracts of XVI International Scientific Conference with elements of school of young scientists. Moscow, 10-15 October, 2016. Moscow: Moscow Technological University, 2016. P. 128-128.

5. Morgunova G.V., Esipov D.S., Marmiy N.V., Khokhlov A.N. Biomarkers of age in the "stationary phase aging" model // The Tenth International Conference on Bioinformatics of Genome Regulation and Structure Biology: Abstracts. Novosibirsk, Russia, 29 August - 2 September, 2016. Novosibirsk, 2016. P. 189-189.

6. Marmiy N.V., Morgunova G.V., Esipov D.S., Khokhlov A.N. On the possible impact of exogenous 8-oxo-2'-deoxyguanosine on DNA synthesis, damage and repair in aging cell cultures and organism // The Tenth International Conference on Bioinformatics of Genome Regulation and Structure Biology (BGRS-2016) : Abstracts. Novosibirsk, Russia, 29 August - 2 September, 2016. Novosibirsk, 2016. P. 183-183.

о о

-1 KÍ Oí ел -J 00 ÍC

о о о о о о о О О

(I) [D ф 9 ф ф ф (t> ф

tn (5i о tn OI (Л

J J

ю I

—н

о

Ь

О

л

о-о

я

о

03

£5

5! g

S

Ci К

а;

M' Çp

о-О <=> Со

о о

ю о о

то и>

О 05 £5 5! 5! О Оо О

Ос

à

о ^

ji О О

w О

У • •

"h* On

ЧС ^

w On oo

П 00

П

О

О

о

j o jo

О

о

ó P

00 to

J J

^ W On

о о

H- OJ

en <¡

VÖ

00

1л к»

J-

-4

p to

О

00 ON

Ä О

S ^ £ ¿

to -

О

О

to

3 з 00

W Ol

£ s

p ó

LtJ

"vo

ON

О

LtJ Ó 00

p p ON b^

à ь

OS b\ 00

0

СЛ

1

О

О ю о

to

Ó О

О Ó

О

On

00 -J

О -о

On

О

Normalized Intensity

Контрольная группа - дрожжи, культивируемые в стандартной среде

Время, ч Оптическая плотность культуры СС, Б пика 8-охо- СС, Б пика СС, мкмоль 8-охо-СС, пмоль 8-охоСС/СС, пмоль/мкмоль

4 0,12 79432,5 6,20 2,46 0,85 0,35

8 0,41 67881,1 7,81 2,10 1,07 0,51

16 14,20 80435,6 19,17 2,49 2,62 1,05

20 14,00 61456,9 19,06 1,90 2,61 1,37

24 17,20 65534,8 27,17 2,03 3,72 1,83

32 18,40 51984,2 28,99 1,61 3,97 2,47

40 18,90 33897,1 33,25 1,05 4,55 4,34

48 20,80 23516,9 47,10 0,73 6,44 8,86

50 20,20 37854,2 81,38 1,17 11,13 9,51

58 22,40 30965,1 79,70 0,96 10,90 11,39

66 21,20 54789,3 159,40 1,69 21,81 12,87

82 27,50 137,23 1,01 18,77 18,58

175 34,30 186,49 1,12 25,51 22,72

Первая опытная группа - дрожжи, в среду к которым был внесен 1 мкМ 8-охо-СС в момент посева

4 0,09 47965,3 3,70 1,48 0,51 0,34

8 0,32 64598,7 8,10 2,00 1,11 0,55

16 13,00 41907,0 5,08 1,30 0,69 0,54

20 13,30 67805,6 19,60 2,10 2,68 1,28

24 16,00 40629,7 12,18 1,26 1,67 1,33

32 17,70 56804,3 31,67 1,76 4,33 2,47

40 18,90 51904,4 48,08 1,61 6,58 4,10

48 26,20 34076,4 73,45 1,05 10,05 9,54

50 20,20 39756,9 87,58 1,23 11,98 9,75

58 22,70 41535,7 108,54 1,28 14,85 11,56

66 21,20 52854,6 158,64 1,63 21,70 13,28

82 24,10 38603,2 129,88 1,19 17,77 14,88

175 29,50 52891,7 198,43 1,64 27,15 16,60

Вторая опытная группа - дрожжи, в среду к которым был внесен 1 мкМ 8-охо-с культивирования С спустя 32 ч

4 0,1053 35670,4 3,6 1,10 0,49 0,45

8 0,318 38927,1 4,9 1,20 0,67 0,56

16 14,3 40610,5 7,92 1,25 1,08 0,86

20 13,7 45076,2 13,09 1,39 1,79 1,28

24 14,3 37111,9 17,11 1,14 2,34 2,04

32 17,5 58997,3 31,12 1,81 4,23 2,33

40 18,2 36521,0 22,6 1,12 3,09 2,74

Время, ч Оптическая плотность культуры dG, S пика 8-oxo- dG, S пика dG, мкмоль 8-oxo-dG, пмоль 8-oxodG/dG, пмоль/мкмоль

48 19,8 38112,9 34,09 1,17 4,66 3,96

50 18,1 51008,3 49,77 1,57 6,80 4,32

58 21,3 31620,1 37,4 0,97 5,11 5,23

ее 23,9 40896,5 58,13 1,26 7,95 6,29

82 28,5 29888,6 61,9 0,92 8,46 9,16

175 33,8 48661,7 117,99 1,50 16,14 10,73

для Drosophila melanogaster

Температура, °С № пробирк и Выплод имаго 12-й день Выплод имаго на 15-й день Выплод имаго на 18-й день Суммарный выплод имаго Число погибших личинок Число "темных куколок

1 3 16 6 25 0 0

2 8 12 9 29 0 0

3 11 8 13 32 0 0

4 17 0 4 21 0 0

37,5 5 9 4 5 18 0 0

среднее 9,6 8 7,4 25 0 0

1 1 2 11 14 0 0

2 4 18 10 32 0 0

3 8 22 0 30 0 0

4 0 0 0 0 2 8

38 5 11 8 4 23 0 0

среднее 3,25 10,5 5,25 19 0,5 2

1 0 20 3 23 0 0

2 2 0 1 3 1 7

3 2 8 19 29 0 0

4 1 17 0 18 0 0

38,5 5 0 1 0 1 2 11

среднее 1 9,2 4,6 14,8 0,6 3,6

1 0 2 11 13 0 22

2 0 2 8 10 0 14

3 1 0 2 3 0 38

4 0 0 0 0 4 18

39 5 0 3 2 5 0 15

среднее 0,2 1,4 4,6 6,2 0,8 21,4

1 0 1 4 5 0 18

2 0 1 10 11 6 23

3 0 0 2 2 2 33

4 0 2 2 4 2 30

39,5 5 0 1 4 5 1 12

среднее 0 1 4,4 5,4 2,2 23,2

1 0 0 2 2 7 28

2 0 0 0 0 13 16

3 0 0 0 0 4 22

4 0 0 4 4 9 20

40 5 0 1 9 10 6 34

среднее 0 0,2 3 3,2 7,8 24

температ ура , °С № пробирки Выплод имаго 12-й день Выплод имаго 15 день Выплод имаго 18 день Суммарный выплод имаго Число погибших личинок Число "темных" куколок

1 0 1 3 4 17 24

2 0 0 3 3 16 29

3 0 0 2 2 13 32

4 0 0 0 0 16 28

41 5 0 0 1 1 9 19

среднее 0 0,2 1,8 2 14,2 26,4

1 0 0 6 6 18 21

2 0 0 9 9 12 22

3 0 0 0 0 18 18

4 0 0 1 1 11 22

42 5 0 0 4 4 12 20

средние 0 0 4 4 14,2 20,6

1 0 0 3 3 38 10

2 0 0 3 3 44 8

3 0 1 1 2 31 8

4 0 0 0 0 22 11

43 5 0 0 1 1 27 4

средние 0 0,2 1,6 1,8 32,4 8,2

1 0 0 1 1 26 4

2 0 0 6 6 8 11

3 0 0 1 1 19 5

4 0 0 0 0 33 2

44 5 0 0 0 0 17 2

средние 0 0 1,6 1,6 20,6 4,8

1 0 0 1 1 12 9

2 0 0 0 0 15 3

3 0 0 0 0 34 0