Значение морфофизиологических особенностей растений подорожника большого и подорожника приморского для поддержания водно-солевого баланса при засолении тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.05, кандидат биологических наук Карташов, Александр Валерьевич

• Карташов, Александр Валерьевич
• кандидат биологических наук
• 2012

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Карташов, Александр Валерьевич

Введение.

1 Обзор литературы.

1.1 Засоление как фактор внешней среды.

1.2 Механизмы прямого действия хлоридного засоления на растение.

1.3 Физиологические последствия хлоридного засоления и механизмы адаптации растений.

1.3.1 Водный и ионный баланс растений при хлоридном засолении.

1.3.2 Механизмы поддержания водного и ионного баланса растений при засолении.

1.3.3 Роль протонных помп в адаптации растений к засолению.

1.3.4 Окислительный стресс при засолении и его влияние на водный и ионный гомеостаз растений.

1.3.5 Антиоксидантная система растений.

2 Объекты и методы исследования.

2.1 Объекты исследования.

2.2 Условия выращивания в водной культуре.

2.3 Условия проведения опытов.

2.4 Проведение анатомо-морфологического исследования растений.

2.5 Изучение водного статуса растений.

2.6 Определение содержания Иа+, К+ и С1+ в листьях растений.

2.7 Анализ растворимых углеводов и сахароспиртов в листьях растений методом ВЭЖХ.

2.8 Определение содержания сорбита в листьях растений.

2.9 Определение содержания свободного пролина в листьях растений.

2.10 Оценка содержания МДА в листьях растений.

2.11 Оценки активности низкомолекулярных антиоксидантов в листьях растений.

2.12 Получение препаратов мембран плазмалеммы из растений.

2.13 Определение содержания белка в препаратах мембран.

2.14 Иммунодетекция Н+-АТФаз Р-типа в белковой фракции мембран.

2.15 Определение АТФазной активности полученных мембран плазмалеммы.

2.16 Определение АТФ-зависимой Н+-транслоцирующей активности и оценка скорости Иа+/Н+ обмена полученных мембран плазмалеммы.

2.17 Математическая обработка данных.

3 Результаты и их обсуждение.

3.1 Анатомо-морфологическая характеристика побегов подорожников.

3.2 Оценка устойчивости растений подорожников к хлоридному засолению.

3.3 Динамика содержания воды, осмотического потенциала, содержания натрия и хлора в листьях исследуемых растений при засолении 300 мМ №С1 и в восстановительный период.

3.4 Динамика содержания совместимых осмолитов в листьях исследуемых растений при засолении 300 мМ ЫаС1 и в восстановительный период.

3.5 Антиоксидантный статус растений при засолении 300 мМ ИаС1 в течение 3-х суток и в последующий восстановительный период.

3.6 Влияние засоления на активности Н+-АТФазы и Ка+/Н+ антипортера в плазмалемме из корней и листьев подорожников.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Значение морфофизиологических особенностей растений подорожника большого и подорожника приморского для поддержания водно-солевого баланса при засолении»

Глобальные климатические изменения и усиление атропогенной нагрузки делают засоление почв экономической и экологической проблемой многих стран. В условиях высокой потребности в сельскохозяйственной продукции, снижения качества и доступности плодородных земель, изучение устойчивости растений к засолению становится особо важным направлением в современной физиологии растений.

Растения - галофиты не обладают значительной биохимической устойчивостью к высоким концентрациям солей, то есть их белки также легко теряют свои свойства при увеличении концентрации NaCl, как и у гликофитов (Osmond, Green-way, 1972; Greenway, Osmond, 1972; Richharia et al., 1997). He зависимо от экологической принадлежности растения, высокая чуствительность макромолекул к нарушению ионного состава цитоплазмы клеток, делает способность противостоять дефициту воды и избегать токсического действия засоляющих ионов главными условиями выживания растения при действии засоления (Chinnusamy, Zhu, 2003). Данные особенности определяют важность изучения молекулярных и физиологических механизмов поддержания водного и ионного гомеостаза в растениях при засолении. Исследования в этом направлении установили значение совместимых осмоли-тов и водных каналов растений (аквапоринов) для поддержания осмотического баланса и транспорта воды в клетках (Kuznetsov, Shevyakova, 2010; Maurel et al., 2008). При изучении процессов поглощения, транспорта и компартментации засоляющих ионов были установлены функции транспортных белков таких как Na+/H+-антипортеры (Shi et al., 2000; Blumwald et al., 2000), С1УН+-антипортеры (Isayenkov et al, 2010; Mian et al, 2011), bf-АТФазы (Fuglsang et al., 2011; Kluge et al., 2003) и др., а также механизмы регуляции их работы в растительной клетке (Zhu, 2003; Janicka-Russak, 2011; Conde et al., 2011). Исходя из того, что функционирование всех этих механизмов показано как у устойчивых, так и у неустойчивых видов, многие исследователи считают, что основное отличие галофитов от остальных растений следует искать именно в принципах регуляции работы их защитных механизмов при засолении.

Определенные успехи в этом направлении достигнуты благодаря сравнительному изучению контрастных по устойчивости представителей одного семейства, рода или даже вида, что значительно облегчает выявление различий у генетически близких объектов (Inan et al., 2004). В связи с этим, продолжается поиск новых модельных объектов, которые позволят более детально раскрыть различия в регуляции адаптационного процесса (Amtmann et al., 2005; Zhou et al., 2012; Reginato et al., 2012).

С этой точки зрения, можно считать перспективным изучение растений из рода Plantago, которые существенно различаются по экологической валентности. Значительный научный интерес к представителям рода Plantago объясняется большим морфологическим разнообразием этих растений, их экологической «пластичностью» и высокой лекарственной ценностью. Различные виды подорожников используются в качестве модельных объектов для сравнительного анализа особенностей адаптации растений к неблагоприятным условиям внешней среды, в том числе и к засолению (Шипунов, 1998). Наиболее популярными видами для физиологов стали подорожник большой, подорожник средний, подорожник приморский и подорожник толстолистный (Ahmad et al., 1979; Konigshofer, 1983; Pommerrenig et al., 2006; Nadwodnik, Lohaus, 2008; Beara et al., 2009; Reidel et al., 2009; Sekmen et al., 2007; Vicente et al., 2004; Boscaiu et al., 2005 и др.). В некоторых исследованиях представителей рода Plantago делается вывод о высокой значимости механизмов, участвующих в обеспечении водного и ионного гомеостаза у галофитных подорожников для их адаптации и выживания в условиях засоления.

Цель н задачи исследования.

Цель работы заключалась в изучении влияния хлоридного засоления на водный и ионный гомеостаз двух видов подорожника: гликофита - подорожника большого (Plantago major L.) и галофита - подорожника приморского {Plantago maritima L.) и выявлении механизмов, определяющих различие в устойчивости данных видов растений к солевому стрессу.

Задачи исследования:

1. Выявить различия анатомо-морфологического строения растений подорожников, важные для поддержания водного и ионного гомеостаза в условиях засоления.

2. Исследовать влияние хлорида натрия в различных концентрациях в питательной среде на осмотический потенциал, содержание воды, натрия и калия в листьях исследуемых растений.

3. Изучить динамику показателей водного режима, содержания натрия, хлора и совместимых осмолитов в листьях исследуемых растений при засолении и в последующий восстановительный период.

4. Исследовать влияние засоления на уровень перекисного окисления липидов мембран и антиоксидантной способности экстрактов из листьев подорожников -как показателей антиоксидантного статуса растений.

5. Выяснить влияние продолжительного засоления на активности Н+-АТФазы и NaViT^-aHTHnopTepa в плазмалемме из корней и листьев подорожников большого и приморского.

Научная новизна. В работе впервые проведено комплексное сравнительное исследование действия засоления на растения подорожника большого и подорожника приморского. Дана оценка вклада защитных механизмов в солеустойчивость исследуемых растений на уровне их морфологии и физиологии. Получены новые данные о динамике важнейших физиологических процессов, вовлеченных в обеспечение водного и ионного гомеостаза у подорожников, различающихся устойчивостью к засолению. В частности, показана способность подорожника приморского противостоять развитию водного дефицита, а также наличие у этого вида строгого контроля содержания ионов натрия в листьях. Впервые сделаны выводы об отличии восстановительного процесса подорожников. После снятия засоления контрастные по устойчивости подорожники большой и приморский имели различную динамику маркерных биохимических показателей. Возврат осмотического потенциала клеток, содержания натрия и сорбита к контрольным значениям у листьев подорожника большого проходил медленнее и не всегда полностью, в отличие от подорожника приморского, который отличался большей регенерационной способностью и быстрее восстанавливался после действия засоления. В работе впервые охарактеризовано влияние засоления на активность транспорта Н* и Иа+ в плазматических мембранах из листьев и корней исследуемых видов подорожника. Показано, что наблюдаемые изменения могут быть частью адаптационной стратегии подорожников большого и приморского, заключающейся в разной способности к ограничению транспорта ионов Ыа+ в побеги при действии засоления.

Практическая значимость. Полученные данные о различии защитных механизмов галофитного и гликофитного видов подорожников в ответ на действие засоления расширяют представления о процессах адаптации растений к действию неблагоприятных факторов среды. Результаты настоящего исследования могут быть использованы в практике растениеводства, а теоретические обобщения в курсах лекций для студентов биологических специальностей.

Апробация работы. Результаты работы были представлены на VI Международной конференции молодых учёных «Леса Евразии - Венгерский лес» (Венгрия, Шопрон, 2006); VII Международной конференции молодых учёных «Леса Евразии - Русский север» (Петрозаводск, 2007); VI Съезде ОФР «Современная физиология растений: от молекул до экосистем» (Сыктывкар, 2007 г.); VII Съезде ОФР «Физиология растений - фундаментальная основа экологии и инновационных биотехнологий» (Нижний Новгород, 2011); XI Международной конференции молодых учёных «Леса Евразии - Брянский лес» (Брянск, 2011); Всероссийском симпозиуме «Экология мегаполисов: фундаментальные основы и инновационные технологии» (Москва, 2011); X Международной конференции молодых учёных «Леса Евразии -Белорусское поозерье» (Белоруссия, Браслав, 2012).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 12 печатных работ, из которых 3 - статьи в рецензируемых журналах.

Структура н объём диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора

Заключение диссертации по теме «Физиология и биохимия растений», Карташов, Александр Валерьевич

выводы

1. В поддержании водного гомеостаза растений подорожника приморского значительный вклад вносило анатомо-морфологическое строение листьев, имеющих меньшую, в сравнении с подорожником большим, транспирационную поверхность, выраженный суккулентный характер внутренней организации и наличие водозапа-сающих тканей.

2. Основными отличиями подорожника большого от подорожника приморского в реакции их на засоление были более выраженный водный дефицит, и малоэффективный контроль накопления ионов натрия и хлора в листьях растений.

3. Стимуляция накопления совместимых осмолитов сорбита и пролина имела большее значение в защитном ответе менее устойчивого к засолению подорожника большого, который сильнее испытывал водный дефицит.

4. Подорожник большой и подорожник приморский испытывали окислительный стресс при засолении, однако, подорожник приморский был способен к более эффективному обезвреживанию свободных радикалов, что является одной из причин его большей солеустойчивости.

5. Подорожник приморский обладал более высоким регенерационным потенциалом по сравнению с подорожником большим, что проявлялось в большей степени восстановления исследованных параметров (содержание воды, осмотический потенциал, содержание ионов натрия и хлора в листьях) при перенесении растений из засоления в контрольные условия.

6. В листьях растений обоих видов подорожников, наблюдаемая при засолении индукция АТФазной активности плазмалеммы, вероятно, была причиной усиления АТФ-зависимого транспорта, что может рассматриваться как стресс-зависимая регуляция вторично-энергизованного транспорта.

7. В отличие от подорожника большого, подорожник приморский, был способен при засолении ограничивать поступление ионов натрия в ксилему и надземные органы за счет уменьшения скорости Ма+/Н+ обмена в плазмалемме клеток корня.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Адаптация растений к действию засоления должна заключаться в восстановлении водного режима клеток и ионного баланса их цитоплазмы, направленном как на уменьшение степени взаимодействия ионов солей с чувствительными компонентами клетки, так и на нормализацию минерального питания. Одним из решений данной задачи растениями-галофитами может быть наличие специализированных морфологических и анатомических приспособлений.

Полученные данные о различиях строения контрастных по устойчивости к засолению подорожника большого и подорожника приморского показывают значение анатомо-морфологических особенностей для адаптации этих растений к засолению. Подорожник приморский характеризовался меньшей площадью листьев (в 3,5 меньше, чем у подорожника большого), что позволяет экономно расходовать воду. Для некоторых других представителей рода Planíago, например, подорожника оленерогого, подорожника толстолистного, подорожника яйцевидного, подорожника песчаного, которые считаются видами устойчивыми к засухе или засолению, также характерны узкие листовые пластинки или линейные листья (Vicente et al., 2004; Boscaiu et al., 2005; Koyro, 2006; Rahimi et al., 2006; Afsharmanesh et al., 2010). Таким образом, форма листовой пластинки подорожников в значительной степени зависит от экологической принадлежности вида и, несомненно, влияет на водный режим растения. В отличие от подорожника большого листья подорожника приморского характеризовались изолатеральным строением, характерным для суккулентов (Fisher et al., 1997), и обладали хорошо развитой водозапасающей тканью, которая занимала большой объем листа. При этом, водозапасающая паренхима листьев подорожника приморского может быть предназначена не столько для приспособления к засухе, сколько для депонирования избытка солей. Таким образом, полученные данные сравнительного анатомо-морфологического исследования растений свидетельствуют о наличии ряда особенностей в строении подорожника приморского, которые имеют значение для сохранения водного баланса при засолении.

Сравнительный анализ действия различных концентраций ИаС1 на растения подорожника большого и подорожника приморского позволил выявить четкие границы адаптационных возможностей данных растений к засолению. Для подорожника большого токсическим было воздействие хлорида натрия в концентрации выше 100 мМ, в то время как подорожник приморский не имел признаков повреждения при выращивании на растворе с концентрацией до 200 мМ ИаСЬ

Достаточно низкий осмотический потенциал в клетках создает условия, необходимые для транспорта воды из почвы в растение. При засолении, в условиях физиологической засухи, растения способны регулировать осмотический потенциал и сохранять его в физиологически допустимых пределах, что может рассматривается, как один из адаптационных механизмов. Исследованые растения различались по способности противостоять развитию водного дефицита. Содержание воды в листьях подорожника приморского, в отличие от подорожника большого, изменялось в узких пределах, а осмотический потенциал клеток не опускался ниже 0,4 МПа относительно осмотического потенциала среды, но сохранял возможность поступления воды в растение. У подорожника большого при действии засоления значительное снижение осмотического потенциала клеточного экссудата листев не приводило к усилению транспорта воды в направлении действующего осмотического градиента. Как было показано в экспериментах с отделенными листьями, возможной причиной развивающегося водного дефицита в растениях подорожника большого являлось повреждение корневой системы.

Важной особенностью и, возможно, центральным звеном в солеустойчивости подорожника приморского была способность к контролю накопления натрия в листьях. У исследуемого галофита содержание натрия поддерживалось на постоянном уровне (в пределах 5 ммоль/г сухой массы), даже при значительных уровнях засоления, что отличало его от подорожника большого.

Значительная роль в стабилизации содержания натрия в листьях подорожника приморского могла принадлежать механизмам активного транспорта ионов через мембраны клеток. Для предотвращения поступления в листья ионов натрия подо-рожник-галофит должен был ограничивать их загрузку в ксилему и, следовательно, блокировать эти ионы на уровне клеток ксилемной паренхимы. Как показали исследования на инвертированных везикулах мембран выделенных из корней и листьев подорожника, этот механизм действительно возможно функционировал. Везикулы плазмалеммы, выделенные из корня подорожника приморского, подвергавшегося засолению, характеризовались сильно сниженной скоростью №+/Н+ обмена по сравнению с везикулами, выделенными из корней контрольных растений. В то время как для везикул из корней растений подорожника большого в условиях засоления таких изменений отмечено не было. Вместе с этим, в листьях обоих растений при действии засоления происходило усиление как протон-транслоцирующей, так и №+/Н+ обменной активности мембран.

Рисунок 33 - Схема возможного влияния засоления №С1 на транспорт ионов натрия в растении подорожника приморского. - стимуляция; [■-—-■■ - торможение; О - НҐ-АТФаза; О " ^/Н4" -антипортер.

Исходя из полученных нами данных, можно предположить, что с одной стороны, наблюдаемое при засолении снижение скорости Ка^Н4" обмена в плазмалемме, выделенной из корней, позволяло в условиях целого растения подорожника приморского ограничивать поступление ионов натрия в ксилему и надземные органы (Рисунок 33). А с другой стороны, выраженная в условиях засоления стимуляция АТФазной и -транслоцирующеи активности плазмалеммы листьев, возможно, позволяла растениям усиливать энергозависимый транспорт засоляющих ионов из клеток листа, а также, возможно, интенсифицировать загрузку флоэмы фотоасси-милятами.

Перенесение растения из стрессовых условий в нормальные позволяет оценивать его способность к восстановлению, что может служить дополнительным критерием при сравнительном изучении видов с различной устойчивостью. Проведенное изучение постстрессового состояния растений позволило сделать вывод о большей регенерационной способности растений подорожника приморского по сравнению с подорожником большим, о чем говорит более быстрое и более полное восстановление изучаемых параметров до исходных значений. Основным различием восстановительного процесса у исследуемых видов подорожников была динамика содержания ионов натрия и хлора в листьях. Подорожник большой, по видимому, был не способен эффективно снижать содержание натрия и особенно содержание хлора в листьях после перенесения растений в питательную среду без засоления. Следствием этого становилось неполное восстановление осмотического потенциала, снизившегося при засолении, и сохраняющееся высокое содержание сорбита в листьях данного растения.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Карташов, Александр Валерьевич, 2012 год

1. Абдеева А.Р., Холодова В.П., Кузнецов Вл.В. (2008) Экспрессия генов аква-поринов врастениях хрустальной травки при индукции водосберегающего механизма фотосинтеза CAM-типа в условиях солевого шока. Доклады Академии наук, 418, 270-273.

2. Балнокин Ю.В. (2012) Ионный гомеостаз и солеустойчивость растений. LXX Тимирязевские чтения. М.: Наука, 99 с.

3. Балнокин Ю.В., Мясоедов H.A., Шамсутдинов З.Ш., Шамсутдинов Н.З. (20056) Роль Na+ и К+ в поддержании оводненности тканей органов у галофи-тов сем. Chenopodiaceae различных экологических групп. Физиология растений, 52, 882-890.

4. Бараненко В.В. (2006) Супероксиддисмутаза в клетках растении. Цитология, 48, 465-475.

5. Васильев А.Е., Воронин Н.С., Еленевский А.Г., Серебрякова Т.И. Шорина

6. Н.И. (1988) Ботаника: Морфология и анатомия растений. М.: Просвещение, 480 с.

7. Ершов П.В., Решетова О.С., Трофимова М.С., Бабаков A.B. (2005) Активность ионных транспортеров и солеустойчивость ячменя. Физиология растений, 52, 867-875.

8. Карташов A.B., Радюкина Н.Л., Иванов Ю.В., Пашковскин П.П., Шевя-кова Н.И., Кузнецов Вл.В. (2008) Роль систем антиоксидантной защиты при адаптации дикорастущих видов растений к солевому стрессу. Физиология растений, 55, 516-522.

9. Кузнецов Вл.В., Шевякова Н.И. (1999) Пролин при стрессе: биологическая роль, метаболизм, регуляция. Физиология растений, 46, 321-336.

10. Микшниа П.В., Чемнкосова С.Б., Мокшина Н.Е., Ибрагимова H.H., Горшкова Т.А. (2009) Свободная галактоза и галактозидазная активность в волокнах льна на разных стадиях их формирования. Физиология растений, 56, 67-77.

11. Османова Г. О. (2009) Экобиоморфология и структура ценопопуляций видов рода Plantago L. {Plantaginaceae Juss.): Автореф. дисс. докт. биол. наук, Оренбург: Оренбургский ГПУ, 37 с.

12. Радюкнна Н.Л., Мапелли С., Иванов Ю.В., Карташов A.B., Брамбилла И., Кузнецов В.В. (2009) Гомеостаз полиаминов и антиоксидантная система корней и листьев Plantago major L. при солевом стрессе. Физиология растений, 56, 359-368.

13. Радюкнна Н.Л., Шашукова A.B., Макарова С.С., Кузнецов Вл.В. (2011) Экзогенный пролин модифицирует дифференциальную экспрессию генов су-пероксиддисмутазы в растениях шалфея при UV-B облучении. Физиология растений, 58, 49-57.

14. Строгонов Б.П. (1962) Физиологические основы солеустойчивости растений (при разнокачественном засолении). М.: Изд-во АН СССР, 366 с.

15. Строгонов Б.П., Кабанов В.В., Шевякова Н.И., Лапина Л.П., Комирезко Е.И., Попов Б.А., Достанова Р.Х., Приходько Л.С. (1970) Структура и функции клеток при засолении. М.: Наука, 318 с.

16. Вл.В., Кузнецова В.В., Романова Г.А. М.: БИНОМ. Лаборатория знаний, с. 456-466.

17. Шипунов А.Б. (1998) Подорожники (Роды Plantago L. и Psyllium Mill., Plantaginaccae) европейской России и сопредельных территорий. Дисс. докт. биол. наук, Москва, 226 с.

18. Abbasi A.-R., Hajirezaei М., Hofius D., Sonnewald U., Voll L.M. (2007) Specific roles of a- and y-tocopherol in abiotic stress. Plant Physiol., 143, 1720-1738.

19. Adler G., Blumwald E., Bar-Zvi D. (2010) The sugar beet gene encoding the sodium/proton exchanger 1 (BvNHXl) is regulated by a MYB transcription factor. Planta, 232, 187-195.

20. Ahmad I., Larher F., Stewart G.R. (1979) Sorbitol, a compatible osmotic solute in Plantago maritima. New Phytol., 82, 671-678.

21. Amakura Y., Yoshimura A., Yoshimura M. Yoshida T. (2012) Isolation and characterization of phenolic antioxidants from Plantago. Herb Molecules, 17, 54595466.

22. Amtmann A., Bohnert H.J., Bressan R.A. (2005) Abiotic stress and plant genome evolution. Search for new models. Plant Physiol., 138, 127-130.

23. Anderson C.A., Van Steveninck R.F.M. (1987) Accumulation and sub-cellular distribution of Na+, СГ and K+ ions in lucerne populations differing in salt tolerance. Australian Salinity Newsletter, 15, 74-75.

24. Apse M.P., Aharon G.S., Sncdden W.A., Blumwald E. (1999) Salt tolerance conferred by overexpression of a vacuolar Na+/H+ antiport in Arabidopsis. Science, 285, 1256-1258.

25. Asada K. (1999) The water-water cycle in chloroplasts: scavenging of active oxygens and dissipation of excess photons. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 50, 601-39.

26. Athara H.R., Khanb A., Ashraf M. (2008) Exogenously applied ascorbic acid alleviates salt-induced oxidative stress in wheat. Environ. Exp. Bot., 63, 224-231.

27. Ayala F., O'Leary J.W., Schumaker K.S. (1996) Increased vacuolar and plasma membrane H-ATPase activities in Salicornia bigelovii Torr. in response to NaCl. J. Exp. Bot., 47, 25-32.

28. Ballesteros E., Donaire, J.P., Belver A. (1996) Effects of salt stress on H+-ATPase and H^-PPase activities of tonoplast-enriched vesicles isolated from sunflower roots. Physiologia Plantarum, 97, 259-268.

29. Bates L.S., Waldren R.P., and Teare I.D. (1973) Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant Soil, 39, 205-207.

30. Beara I.N., Lesjak M.M., Jovin E.D., Balog K.J., Anackov G.T., Orcic D.Z., Mimica-Dukic N.M. (2009) Plantain (Plantago L.) species as novel sources of fla-vonoid antioxidants. J. Agric. Food Chem., 57, 9268-9273.

31. Becana M., Moran J.F., Iturbe-Ormaetxe I. (1998) Iron-dependent oxygen free radical generation in plants subjected to environmental stress: toxicity and antioxidant protection. Plant Soil, 201, 137-147.

32. Beyenbach K.W., Wieczorek H. (2006) The V-type H^ATPase: molecular structure and function, physiological roles and regulation. J. Exp. Biol., 209, 577-589.

33. Binzel M., Ratajczak R. (2002) Function of membrane transport systems under salinity: tonoplast. In: Salinity: Environment Plants - Molecules, Lauchli A., Luttge U. (eds.) Dordrecht: Academic Publishers, pp. 423-449.

34. Blokhina O., Virolainen E., Fagerstedt K.V. (2003) Antioxidants, oxidative damage and oxygen deprivation stress: a review. Ann. Bot., 91, 179-194.

35. Blumwald E., Aharon G.S., Apse M.P. (2000) Sodium transport in plant cells. Biochim. Biophys. Acta, 1465, 140-151.

36. Boscaiu M., Estrelles E., Soriano P., Vicente O. (2005) Effects of salt stress on the reproductive biology of the halophyte Plantago crassifolia. Biologia Plantarum, 49, 141-143.

37. Boursiac Y., Chen S., Luu D.-T., Sorieul M., van den Dries N., Maurel C. (2005) Early effects of salinity on water transport in Arabidopsis roots. Molecular and cellular features of aquaporin expression. Plant Physiol., 139, 790-805.

38. Boursier P., Lauchli A. (1989) Mechanisms of chloride partitioning in the leaves of salt-stressed Sorghum bicolor L. Physiologia Plantarum, 77, 537-544.

39. Bradford M.M. (1976) A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem., 72, 248-254.

40. Breckle S.-W. (2002) Salinity, halophytes and salt affected natural ecosystems. In: Salinity: Environment Plants - Molecules, Lauchli A., Luttge U. (eds.) Dordrecht: Academic Publishers, pp. 53-77.

41. Briens M., Larher F. (1982) Osmoregulation in halophytic higher plants: a comparative study of soluble carbohydrates, polyols, betaines and free proline. Plant Cell Environ., 5, 287-292.

42. Brownell P.F. (1980) Sodium as an essential micronutrient element for plants and its possible role in metabolism. Advances in Botanical Research, 7, 117-224.

43. Bruggemann W., Janiesch P. (1987) Characterization of plasma membrane H+-ATPase from salt-tolerant and salt-sensitive Plantago species. J. Plant Physiol., 130, 395-411.

44. Buege J.A., Aust S.D. (1978) Microsomal lipid peroxidation. Meth Enzymol, 52, 302-310.

45. Burg M.B., Ferraris J.D. (2008) Intracellular Organic Osmolytes: Function and Regulation. J. Biol. Chem., 283, 7309-7313.

46. Cazale A.-C., Rouet-Mayer M.-A., Barbier-Brygoo H., Mathieu Y., Lauriere C. (1998) Oxidative burst and hypoosmotic stress in tobacco cell suspensions. Plant Physiol., 116, 659-669.

47. Cellier F., Conejero G., Ricaud L., Luu D. T., Lepetit M., Gosti F., Casse F. (2004) Characterization of AtCHX17, a member of the cation/H+ exchangers, CHX family, from Arabidopsis thaliana suggests a role in K+ homeostasis. Plant Journal, 39, 834—846.

48. Chaves M.M., Flexas J., Pinheiro C. (2009) Photosynthesis under drought and salt stress: regulation mechanisms from whole plant to cell. Annals of Botany, 103, 551— 560.

49. Chinnusamy V., Jagendorf A., Zhu J.-K. (2005) Understanding and improving salt tolerance in plants. Crop science, 45, 437-448.

50. Chinnusamy V., Zhu J., Zhu J.-K. (2006) Salt stress signaling and mechanisms of plant salt tolerance. In: Genetic engineering: principles and methods, Setlow J.K. (ed.) New York: Springer Science+Business Media, Inc., pp. 141-177.

51. Chinnusamy V., Zhu J.-K. (2003) Plant salt tolerance. Topics Curr. Genet., 4, 241-270.

52. Conde A., Chaves M.M., Geros H. (2011) Membrane transport, sensing and signaling in plant adaptation to environmental stress. Plant Cell Physiol., 52, 15831602.

53. Cuin T.A., Shabala S. (2006) Potassium homeostasis in salinized plant tissues. In: Plant Electrophysiology. Theoiy and methods. Berlin Heiddelberg: SpringerVerlag, pp. 173-185.

54. Cuin T.A., Shabala S. (2007) Compatible solutes reduce ROS-induced potassium efflux in Arabidopsis roots. Plant, Cell Environ., 30, 875-885.

55. Cushman J.C., Meyer M., Michalowski C.B., Schmitt J.M., Bohnert H.J. (1989) Salt stress leads to differential expression of two isogenes of phosphoenolpyruvate carboxylase during CAM induction in the common ice plant. Plant Cell., 1, 715-725.

56. De Boer A.H., Volkov V. (2003) Logistics of water and salt transport through the plant: structure and functioning of the xylem. Plant Cell Environ., 26, 87-101.

57. Demidchik V., Davenport R.J., Tester M. (2002) Nonselective cation channels in plants. Annu. Rev. Plant Biol., 53, 67-107.

58. Downton W.J.S., Grant W.J.R., Robinson S.P. (1985) Photosynthetic and stomatal responses of spinach leaves to salt stress. Plant Physiol., 77, 85-88.

59. Duby G., Boutry M. (2009) The plant plasma membrane proton pump ATPase: a highly regulated P-type ATPase with multiple physiological roles. Eur. J. Physiol., 457, 645-655.

60. Evers D., Legay S., Lamoureux D., Hausman J. F. Hoffmann L., Renaut J.2012) Towards a synthetic view of potato cold and salt stress response by transcriptomic and proteomic analyses. Plant Mol Biol., 78, 503-514.

61. Feki K., Quintero F.J., Pardo J.M., Masmoudi K. (2011) Regulation of durum wheat Na+/H+ exchanger TdSOSl by phosphorylation. Plant Mol. Biol., 76, 545556.

62. Fisher D.D., Schenk H.J., Thorsch J.A., Ferren W.R. (1997) Leaf anatomy and subgeneric affiliations of C3 and C4 species of Suaeda (Chenopodiaceae) in North America. Am. J. Bot., 84, 1198-1210.

63. Flowers T.J., Colmer T.D. (2008) Salinity tolerance in halophytes. New Phytologist, 179, 945-963.

64. Flowers T.J,., Galal H.K., Bromham L. (2010) Evolution of halophytes: multiple origins of salt tolerance in land plants. Fund. Plant Biol., 37, 604—612.

65. Flowers T.J., Hajibagheri M.A., Clipson N.J.W. (1986) Halophytes. Q Rev Biol. 61,313-337.

66. Foyer C.H., Halliwell B. (1976) The presence of glutathione and glutathione reductase in chloroplast: a proposed role in ascorbic acid metabolism. Planta, 133, 21-25.

67. Fricke W., Peters W.S. (2002) The biophysics of leaf growth in salt-stressed barley. A study at the cell level. Plant Physiol, 129, 374-388.

68. Fukuda A., Nakamura A., Tanaka Y. (1999) Molecular cloning and expression of the Na+/H+ exchanger gene in Oryza sativa. Biochim. Biophys. Acta, 1446, 149-155.

69. Gao X., Ren Z., Zhao Y., Zhang H. (2003) Overexpression of SOD increases salt tolerance of Arabidopsis. Plant Physiol., 133, 1873-1881.

70. Gattolin S., Sorieul M., Hunter P.R., Khonsari R.H., Frigerio L. (2009) In vivo imaging of the tonoplast intrinsic protein family in Arabidopsis roots. BMC Plant Biol 9: 133. DOI: 10.1186/1471 -2229-9-133.

71. Gevaudant F., Duby G., von Stedingk E., Zhao R. (2007) Expression of a consti-tutively activated plasma membrane II+-ATPase alters plant development and increases salt tolerance. Plant Physiol., 144, 1763-1776.

72. Gill S. S., Tuteja N. (2010) Reactive oxygen species and antioxidant machinery in abiotic stress tolerance in crop plants. Plant Physiol. Biochem., 48, 909-930.

73. Glvez M., Martn-Cordero C., Houghton P.J., Ayuso M.J. (2005) Antioxidant activity of methanol extracts obtained from Plantago species. J. Agric. Food Chem., 53, 1927-1933.

74. Gorham J. (1992) Salt tolerance of plants. Science Progress, 76, 273-285.

75. Greenway H., Munns R. (1980) Mechanisms of salt tolerance in nonhalophytes. Annu. Rev. Plant Physiol., 31, 149-190.

76. Greenway H., Osmond C.B. (1972) Salt responses of enzymes from species differing in salt tolerance. Plant Physiol., 49, 256-259.

77. Gurjanov O.P., Gorshkova T.A., Kabel M., Schols H.A., van Dam J.E.G. (2007) MALDI-TOF MS evidence for the linking of flax bast fibre galactan to rhamnogalacturonan backbone. Carbohydrate Polymers, 67, 86-96.

78. Hajibagheri M.A., Flowers T.J. (1989) X-ray microanalysis of ion distribution within root cortical cells of the halophyte Suaeda maritima (L.) Dum. Planta, 177, 131-134.

79. Halliwell B. (2009) The wanderings of a free radical. Free Radical Bio. Med. 46, 531-542.

80. Heath R.L. (1987) The biochemistry of ozone attack on the plasma membrane of plant cells. Advances in PhytochemisUy, 21, 29-54.

81. Hemavathi, Upadhyaya C.P., Akula N., Young K.E., Chun S.C., Kim D.H., Park S.W. (2010) Enhanced ascorbic acid accumulation in transgenic potato confers tolerance to various abiotic stresses. Biotechnol. Lett., 32, 321-330.

82. Henzler T., Ye Q., Steudle E. (2004) Oxidative gating of water channels (aquaporins) in Chara by hydroxyl radicals. Plant Cell Environ., 27,1184-1195.

83. Hernandez J.A., Almansa M.S. (2002) Short-term effects of salt stress on antioxidant systems and leaf water relations of pea leaves. Physiologia Plantarum, 115, 251-257.

84. Hernandez J.A., Ferrer M.A., Jimenez A., Barcelo A.R., Sevilla F. (2001) Antioxidant systems and 027H202 production in the apoplast of pea leaves. Its relation with salt-induced necrotic lesions in minor veins. Plant Physiology, 127, 817-831.

85. Hu Y., Schmidhalter U. (2005) Drought and salinity: A comparison of their effects on mineral nutrition of plants. J. Plant Nutr. Soil Sci., 168, 541-549.

86. Huang C.-Y. (1996) Salt-stress induces lipid degradation and lipid phase transition in plasma membrane Soybean plants. Taiwania, 41, 96-104.

87. Hurkman W.J., Tanaka C.K., Dupont F.M. (1988) The effects of salt stress on polypeptides in membrane fractions from barley roots. Plant Physiol., 88, 12631273.

88. Isayenkov S., Isner J.C., Maathuis F.J.M. (2010) Vacuolar ion channels: Roles in plant nutrition and signaling. FEBSLett., 584, 1982-1988.

89. Jefferies R.L., Rudmic T., Dillon E.M. (1979) Responses of halophytes to high salinities and low water potentials. Plant Physiol., 64, 989-994.

90. Johnston J.W., Horne S., Harding K., Benson E. E. (2007) Evaluation of the 1-methyl-2-phenylindole colorimetric assay for aldehydic lipid peroxidation products in plants: Malondialdehyde and 4-hydroxynonenal. Plant Physiol. Biochem., 45, 108-112.

91. Kalampanayil B.D., Wimmers L.E. (2001) Identification and characterization of a salt-stress-induced plasma membrane H^ATPase in tomato. Plant Cell Environ., 24, 999-1005.

92. Kanczewska J., Marco S., Vandermeeren,C., Maudoux O., Rigaud J.L., Boutry

93. M. (2005) Activation of the plant plasma membrane IT^-ATPase by phosphorylation and binding of 14-3-3 proteins converts a dimer into a hexamer. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 102, 11675-11680.

94. Karahara I., Ikeda A., Kondo T., Uetake Y. (2004) Development of the Casparian strip in primary roots of maize under salt stress. Planta, 219, 41-47.

95. Ketchum R.E.B., Warren R.S., Klima L.J., Lopez-Gutierrez F., Nabors M.W. (1991) The mechanism and regulation of proline accumulation in suspension cell cultures of the halophytic grass Distichlis spicata L. J. Plant Physiol., 137, 368-374.

96. Kirsch M., An Z., Viereck R., Low R., Rausch T. (1996) Salt stress induces an increased expression of V-type KT-ATPase in mature sugar beet leaves. Plant Mol. Biol., 32, 543-547.

97. Kishor P.B.K., Hong Z., Miao G.-H., Hu C.-A.A., Verma D.P.S. (1995) Overexpression of A'-pyrroline-5-carboxylate synthetase increases proline production and confers osmotolerance in transgenic plants. Plant Physiol. 108, 1387-1394.

98. Kluge C., Lahr J., Hanitzsch M., Bolte S., Golldack D., Dietz K.-J. (2003) New insight into the structure and regulation of the plant vacuolar H^-ATPase. J. Bioenerg. Biomembr., 35, 377-388.

99. Konigshofer H. (1983) Changes in ion composition and hexitol content of different Plantago species under the influence of salt stress. Plant and Soil, 72, 289-296.

100. Kourie J.I. (1998) Interaction of reactive oxygen species with ion transport mechanisms. American Journal of Physiology: Cell Physiology, 275, 1-24.

101. Koyro H.-W. (2002) Ultrastructural effects of salinity in higher plants. In: Salinity: Environment Plants - Molecules, Lauchli A., Luttge U. (eds.) Dordrecht: Kluwer Academic Publishers, pp. 139-157.

102. Koyro H.-W. (2006) Effect of salinity on growth, photosynthesis, water relations and solute composition of the potential cash crop halophyte Plantago coronopus (L.). Environmental and Experimental Botany, 56, 136-146.

103. Kramer P.J., Boyer J.S. (1995) Water relations of plants and soils. San Diego: Academic Press, Inc., 495 p.

104. Kronzucker H.J., Britto D.T. (2011) Sodium transport in plants: a critical review. NewPhytol., 189, 54-81.

105. Kuhn C., Grof C.P.L. (2010) Sucrose transporters of higher plants. Curr. Op. Plant Biol, 13, 288-298.

106. Kuznetsov VI.V., Shevyakova N.I. (2010) Polyamines and Plant Adaptation to Saline Environments. In: Desert Plants Biology and Biotechnology Vol. 3, Ramawat K.G. (eds) Berlin Heidelberg: Springer, pp. 261-298.

107. Ladjal M., Epron D., Ducrey M. (2000) Effects of drought preconditioning on thermo tolerance of photosystem II and susceptibility of photosynthesis to heat stress incedar seedlings. Tree Physiol, 20,1235-1241.

108. Lacmmli U.K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature, 227, 680-685.

109. Lambers H., Chapin III F.S. Pons T.L. (2008) Plant Physiological Ecology, 2nd ed., New York: Springer Science+Business Media, 610 p.

110. Larcher W. (2003) Physiological plant ecology: Ecophysiology and stress physiology of functional groups, 4th ed. Berlin: Springer-Verlag, 517 p.

111. Laurie S., Feeney K.A., Maathuis F.J.M., Heard P.J., Brown S.J., Leigh R.A. (2002) A role for HKT1 in sodium uptake by wheat roots. Plant J., 32, 139-149.

112. Lawlor D.W, Tezara W. (2009) Causes of Decreased Photosynthetic Rate and Metabolic Capacity in Water-Deficient Leaf Cells: a Critical Evaluation of Mechanisms and Integration of Processes. Ann. Bot., 103, 561-579.

113. Leigh R.A., Ahmad N., Wyn Jones R.G. (1981) Assessment of glycinebetaine and proline compartmentation by analysis of isolated beet vacuoles. Planta, 153, 34-41.

114. Leopold A.C., Willing R.P. (1984) Evidence for toxicity effects of salt on membranes. In: Salinity Tolerance in Plants, Staples R.C., Toenniessen G.H. (eds.) New York: Wiley, pp. 67-76.

115. Li Q., Li Y., Li C., Yu X. (2012) Enhanced ascorbic acid accumulation through overexpression of dehydroascorbate reductase confers tolerance to methyl viologen and salt stresses in tomato. Czech. J. Genet. Plant, 48, 74-86.

116. Li W.-Y.F., Wong F.-L., Tsai S.-N., Phang T.-H., Shao G., Lam H.-M. (2006) Tonoplast-located GmCLCl and GmNHXl from soybean enhance NaCl tolerance in transgenic bright yellow (BY)-2 cells. Plant, Cell Environ., 29, 1122-1137.

117. Li X.P., Ong B.L. (1997) Ultrastructural changes in gametophytes of Acrostichum aureum L. cultured in different sodium chloride concentrations. Biol. Plantarum, 39, 607-614.

118. Liu P., Yang G.-D., Li H., Zheng C.-C., Wu C.-A. (2010) Overexpression of NHXls in transgenic Arabidopsis enhances photoprotection capacity in high salinity and drought conditions. Acta Physiol. Plant., 32, 81-90.

119. Lopez-Perez L., Martinez-Ballesta Mdel.C., Maurel C., Carvajal M. (2009) Changes in plasma membrane lipids, aquaporins and proton pump of broccoli roots, as an adaptation mechanism to salinity. Phytochemistry, 70, 492-500.

120. Ludwig A., Stolz J., Sauer N. (2000). Plant sucrose-H+ symporters mediate the transport of vitamin H. Plant J., 24, 503-509.

121. Luo Q., Bingjun Y., Liu Y. (2005) Differential selectivity to chloride and sodium ions in seedlings of Glycine max and G. soja under NaCl stress. J. Plant Physiol., 162, 1003-1012.

122. Luttge U. (2002 ) Performance of plants with modes of photosynthesis under salinity. In: Salinity: Environment Plants - Molecules, Lauchli A., Luttge U. (eds.) Dordrecht: Academic Publishers, pp. 341-360.

123. Lv Q.-D., Tang R.-J., Liu H., Gao X.-S., Li Y.-Z., Zheng H.-Q., Zhang H.-X. (2009) Cloning and molecular analyses of the Arabidopsis thaliana chloride channel gene family. Plant Sci., 176, 650-661.

124. Lyons T., Ollerenshaw J.H., Barnes J.D. (1999) Impacts of ozone on Plantago major: apoplastic and symplastic antioxidant status. NewPhytol., 141, 253-263.

125. Maathuis F.J.M., Amtmann A. (1999) K+ Nutrition and Na+ Toxicity: The Basis of Cellular K+/Na+ Ratios Ann. Bot., 84, 123-133.

126. Magdy M., Mansour F., van Hasselt P.R., Kuiper P.J.C. (1994) Plasma membrane lipid alterations induced by NaCl in winter wheat roots. Physiol. Plantarum, 92,473-478.

127. Mallik S., Nayak M., Sahu B.B., Panigrahi A.K., Shaw B.P. (2011) Response of antioxidant enzymes to high NaCl concentration in different salt-tolerant plants. Biol. Plantarum, 55 191-195.

128. Mano J., Miyatake F., Hiraoka E., Tamoi M. (2009) Evaluation of the toxicity of stress-related aldehydes to photosynthesis in chloroplasts. Planta, 230, 639-648.

129. Mansour M.M.F. (2012) Plasma membrane permeability as an indicator of salt tolerance in plants. Biol. Plantarum, DOI: 10.1007/sl0535-012-0144-9.

130. Mansour M.M.F., Salama K.H.A., Al-Mutawa M.M., Abou Hadid A.F. (2002) Effect of nacl and polyamines on plasma membrane lipids of wheat roots. Biol. Plantarum, 45, 235-239.

131. Martinez-Atienza J., Jiang X., Garciadeblas B., Mendoza I., Zhu J.K., Pardo J.M., Quintero F.J. (2007) Conservation of the salt overly sensitive pathway in rice. Plant Physiol., 143, 1001-1012.

132. Maurel C., Kado R. T., Guern J., Chrispeels M. J. (1995) Phosphorylation regulates the water channel activity of the seed-specific aquaporin alpha-TIP. EMBO J., 14, 3028-3035.

133. Maurel C., Verdoucq L., Luu D.T., Santoni V. (2008) Plant aquaporins: membrane channels with multiple integrated functions. Annu. Rev. Plant Biol., 59, 595624.

134. McCue K.F., Hanson A.D. (1990). Drought and salt tolerance: Towards understanding and application. Trends Biotechnol., 8, 358-362.

135. Meloni D.A., Oliva M.A., Martinez C.A., Cambraia J. (2003) Photosynthesis and activity of superoxide dismutase, peroxidase and glutathione reductase in cotton under salt stress. Environ. Exp. Bot., 49, 69-76.

136. Middleton N., Thomas D. (1997) World Atlas of Desertification, 2-d edition. New-York: John Wiley & Sons, 183 p.

137. Mimura T., Kura-Hotta M., Tsujimura T., Ohnishi M., Miura M., Okazaki Y., Mimura M., Maeshima M., Washitani-Nemoto S. (2003) Rapid increase of vacuolar volume in response to salt stress. Planta, 216, 397-402.

138. Mittler R. (2002) Oxidative stress, antioxidants and stress tolerance. Trends Plant Sci., 7, 405-410.

139. Munns R., Tester M. (2008) Mechanisms of salinity tolerance. Annu. Rev. Plant Biol., 59, 651-681.

140. Nadwodnik J., Lohaus G. (2008) Subcellular concentrations of sugar alcohols and sugars in relation to phloem translocation in Plantago major, Plantago maritima, Prunuspersica, and Apium graveolens. Planta, 227, 1079-1089.

141. Narasimhan M.L., Binzel M.L., Perez-Prat E., Chen Z., Nelson D.E., Singh N.K., Bressan R.A., Hasegawa P.M. (1991) NaCI regulation of tonoplast ATPase 70-kilodalton subunit mRNA in tobacco cells. Plant Physiol., 97, 562-568.

142. Niu X., Bressan R.A., Hasegawa P.M., Pardo J.M. (1995) Ion homeostasis in NaCI stress environments. Plant Physiol, 109, 735-742.

143. Nukaya A., Masul M., Ishida A. (1982) Salt tolerance of green soybeans as affected by various salinities in sand culture. J. Japan. Soc. Hort. Sci., 50, 487-495.

144. Ohnishi J., Flugge U.-I., Heldt H.W., Kanai R. (1990) Involvement of Na+ in active uptake of pyruvate in mesophyll chloroplasts of some C4 plants 1. Na+/pyruvate cotransport. Plant Physiol., 94, 950-959.

145. Orcutt D.M., Nilsen E.T. (2000) The physiology of plants under stress: soil and biotic factors. Canada: John Wiley and Sons, 683 p.

146. Orthena B., Poppa M., Smirnoff N. (1994) Hydroxyl radical scavenging properties of cyclitols. P Roy Soc Edinb B, 102, 269-272.

147. Osmond C.B., Greenway H. (1972) Salt responses of carboxylation enzymes from species differing in salt tolerance. Plant Physiol., 49, 260-263.

148. Ouyang S.Q., He S.J., Liu P., Zhang W.K, Zhang J.S., Chen S.Y. (2011) The role of tocopherol cyclase in salt stress tolerance of rice. Sci China Life Sci, 54, 181-188.

149. Palmgren M. (1990) An H+-ATPase assay: Proton Pumping and ATPase Activity Determined Simultaneously in the Same Sample. Plant Physiol., 94, 882-826.

150. Paul S., Bag S.K., Das S., Harvill E.T., Dutta C. (2008) Molecular signature of hypersaline adaptation: insights from genome and proteome composition of halophilic prokaryotes. Genome Biol., 9, R70.1- R70.19.

151. Perez-Alfocea F., Balibrea M.E., Alarcon J.J., Bolarin M.C. (2000) Composition of xylem and phloem exudates in relation to the salt-tolerance of domestic and wild tomato species. J. Plant Physiol., 156, 367-374.

152. Pitman M.G., Lauchli A., Stelzer R. (1981) Ion distribution in roots of barley seedlings measured by electron-probe X-ray-microanalysis. Plant Physiol., 68, 673679.

153. Plett D.C., Moller I.S. (2010) Na+ transport in glycophytic plants: what we know and would like to know. Plant Cell Environ., 33, 612-626.

154. Popp M. (1984) Chemical composition of Australian mangroves. II. Low molecular weight carbohydrates. Z. Pflanzenphysiol., 113, 411-421.

155. Prashanth S. R., Sadhasivam V., Parida A. (2008) Over expression of cytosolic copper/zinc superoxide dismutase from a mangrove plant Avicennia marina in indica Rice var Pusa Basmati-1 confers abiotic stress tolerance. Transgenic. Res., 17, 281-291.

156. Priebe A., Jager H.-J. (1978) Responses of amino acid metabolizing enzymes from plants differing in salt tolerance to NaCl. Oecologia, 36, 307-315.

157. Qiu Q.S., Barkla B.J., Vera-Estrella R., Zhu J.K., Schumaker K.S. (2003) Na+/H+ exchange activity in the plasma membrane of Arabidopsis. Plant Physiol., 132,1041-1052.

158. Queiros F., Fontes N., Silva P., Almeida D., Maeshima M., Geros H., Fidalgo F.2009) Activity of tonoplast proton pumps and Na^H* exchange in potato cell cultures is modulated by salt. J. Exp. Bot., 60, 1363-1374.

159. Quigley F., Rosenberg J.M., Shachar-Hill Y., Bohnert H.J. (2001) From genome to function: the Arabidopsis aquaporins. Genome Biol., 3, 1-17.

160. Rahimi A., Jahansoz M.R., Mashhadi R.H.R., Poustini K., Sharifzade F. (2006). Effect of iso-osmotic salt and water stress on germination and seedling growth of two Plantago species. Pak. J. Biol. Sci., 9, 2812-2817.

161. Ramsperger-GIeixner M., Geiger D., Hedrich R., Sauer N. (2004) differential expression of sucrose transporter and polyol transporter genes during maturation of common plantain companion cells. Plant Physiol., 134, 147-160.

162. Re R., Pellegrini N., Proteggente A., Pannala A., Yang M., Rice-Evans C. (1999) Antioxidant activity applying an improved ABTS radical cation decolorization assay. Free Radical Bio. Med., 26, 1231-1237.

163. Reddy A.R., Chaitanyaa K.V., Vivekanandan M. (2004) Drought-induced responses of photosynthesis and antioxidant metabolism in higher plants. J. Plant Physiol., 161, 1189-1202.

164. Reidel E.J., Rennie E.A., Amiard V., Cheng L., Turgeon R. (2009) Phloem loading strategies in three plant species that transport sugar alcohols. Plant Physiol., 149,1601-1608.

165. Reiser V., Raitt D.C., Saito H. (2003) Yeast osmosensor Slnl and plant cytokinin receptor Crel respond to changes in turgor pressure. J. Cell Biol., 161, 1035-1040.

166. Ren H.-X., Wang Z.-L., Chen X., Zhu Y.-L. (1999) Antioxidative responses to different altitudes in Plantago major. Environ. Exp. Bot., 42, 51-59.

167. Rengel Z. (1992) The role of calcium in salt toxicity. Plant Cell Environ., 15, 625632.

168. Reuveni M., Bennett A. B., Bressan R. A., Hasegawa P. M. (1990) Enhanced H+ transport capacity and ATP hydrolysis activity of the tonoplast H+-ATPase after NaCl adaptation. Plant Physiol., 94, 524-530.

169. Rhodes D., Nadolska-Orczyk A., Rich P.J. (2002) Salinity, osmolytes and compatible solutes. In: Salinity: Environment Plants - Molecules, Lauchli A., Luttge U. (eds.) Dordrecht: Academic Publishers, pp. 181-204.

170. Richharia A., Shah K., Dubey R.S. (1997) Nitrate reductase from rice seedlings: Partial purification, characterization and the effects of in situ and in vitro NaCl salinity./. Plant Physiol., 151, 316-322.

171. Robinson S.P., Jones G.P. (1986) Accumulation of glycinebetaine in chloroplasts provides osmotic adjustment during salt stress. Aust. J. Plant Physiol., 13, 659-668.

172. Sahu B., Shaw B. (2009a). Salt-inducible isoform of plasma membrane ET-ATPase gene in rice remains costitutively ezpressed in natural halophyte, Suaeda maritima. J. Plant Physiol, 166, 1077-1089.

173. Sahu B.B, Shaw B.P. (2009b). Isolation, identification and expression analysis of salt-induced genes in Suaeda maritima, a natural halophyte, using PCR-based suppression subtractive hybridization. BMC Plant Biol., 9:69.

174. Sairam R.K., Tyagi A., Chinnusamy V. (2006) Salinity tolerance: cellular mechanisms and gene regulation. In: Plant-Environment Interactions, Third Edition, Huang B. (ed.) Boca Raton: CRC Press, pp 121-175.

175. Sakurai J., Ishikawa F., Yamaguchi T., Uemura M., Maeshima M. (2005) Identification of 33 rice aquaporin genes and analysis of their expression and function. Plant Cell Physiol., 46, 1568-77.

176. Samuclsen A. B. (2000) The traditional uses, chemical constituents and biological activities of Plantago major L. A review. J. Ethnopharmacol., 71,1-21.

177. Santoni V., Verdoucq L., Sommerer N., Vinh J., Pflieger D., Maurel C. (2006) Methylation of aquaporins in plant plasma membrane. Biochem. J., 400, 189-197.

178. Schofield J.J. (1989) Discovering wild plants, Alaska, Western Canada, the Northwest. Portland: Alaska Northwest Books, 355p.

179. Sekmen A.H., Turkan I., Takio S. (2007) Differential responses of antioxidative enzymes and lipid peroxidation to salt stress in salt-tolerant Plantago maritima and salt-sensitive Plantago media. Physiol. Plantarum, 131, 399-411.

180. Shalata A., Neumann P.M. (2001) Exogenous ascorbic acid (vitamin C) increases resistance to salt stress and reduces lipid peroxidation. J. Exp. Bot., 52, 2207-2211.

181. Shao H.-B., Chu L.-Y., Lu Z.-H., Kang C.-M. (2008) Primary antioxidant free radical scavenging and redox signaling pathways in higher plant cells. Int. J. Biol. Sci., 4, 8-14.

182. Shi H., Ishitani M., Kim C., Zhu J.-K. (2000) The Arabidopsis thaliana salt tolerance gene SOS1 encodes a putative Na+/H+ antiporter. P. Natl. Acad. Sci. USA., 97, 6896-6901.

183. Shi H., Quintero F.J., Pardo J.M., Zhu J.K. (2002) The putative plasma membrane Na+/H+ antiporter SOS1 controls longdistance Na+ transport in plants. Plant Cell, 14, 465-477.

184. Shi H., Zhu J.-K. (2002) Regulation of expression of the vacuolar Na+/H+ antiporter gene AtNHXl by salt stress and abscisic acid. Plant Mol. Biol., 50, 543550.

185. Smirnoff N. (1993) The role of active oxygen in the response of plants to water deficit and desiccation. NewPhytol., 125, 27-58.

186. Smirnoff N., Cumbes Q.J. (1989) Hydroxyl radicals scavenging activity of compatible solutes. Phytochemistty, 28, 1057-1059.

187. Smith M.M., Hodson M.J., Opik H., Wainwright S.J. (1982) Salt-induced ultrastructural damage to mitochondria in root tips of a salt-sensitive ecotype of Agrostis stolonifera. J. Exp. Bot., 33, 886-895.

188. Staal M., Maathuis F.J.M., Elzenga J.T.M., Overbeek J.H.M., Prins H.B.A. (1991) NaVH1" antiport activity in tonoplast vesicles from roots of the salt-tolerant Plantago maritima and the salt-sensitive Plantago media. Physiol. Plantarum, 82, 179-184.

189. Storey R., Schachtman D.P., Thomas M.R. (2003) Root structure and cellular chloride, sodium and potassium distribution in salinised grapevines. Plant Cell Environ., 26, 789-800.

190. Su H., GoIIdack D., Zhao C., Bohnert H.J. (2002) The expression of HAK-type K+ transporters is regulated in response to salinity stress in common ice plant. Plant Physiol., 129, 1482-1493.

191. Suzuki N., Koussevitzky S., Mittler R. Miller G. (2012) ROS and redox signalling in the response of plants to abiotic stress. Plant Cell Envir., 35, 259-270.

192. Tarczynski M.C., Jensen R.G., Bohnert H.J. (1993) Stress protection of transgenic tobacco by production of the osmolyte mannitol. Science, 259, 508-510.

193. Teakle N.L., Tyerman S.D. (2010) Mechanisms of CI" transport contributing to salt tolerance. Plant Cell Environ., 33, 566-589.

194. Tester M., Davenport R. (2003) Na+ tolerance and Na+ transport in higher plants. Ann. Bot., 91, 503-27.

195. Towbin H., Staehelin T., Gordon J. (1979) Electrophoretic transfer of proteins from polyacrylamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some applications. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 76, 4350^1354.

196. Tsiantis M.S., Bartholomew D.M., Smith J.A.C. (1996) Salt regulation of transcript levels for the c subunit of a leaf vacuolar H+-ATPase in the halophyte Mes-embtyanthemum ciystallinum. Plant J., 9, 729-736.

197. Tuteja N. (2009) Cold, salinity, and drought stress. In: Plant Stress Biology From Genomics to Systems Biology, Hirt H. (ed.) Weinheim: Wiley-Vch Verlag, pp. 137159.

198. Uehlein N., Lovisolo C., Siefritz F., Kaldenhoff R. (2003) The tobacco aquaporin NtAQPl is a membrane C02 pore with physiological functions. Nature, 425, 734737.

199. Uozumi N., Schroeder J.I. (2010) Ion channels and plant stress: past, present, and future. In: Ion channels and plant stress responses, Demidchik V., Maathuis F. (eds.) Berlin Heidelberg: Springer-Verlag, pp. 1-22.

200. Vera-Estrella R., Barkla B.J., Bohnert H.J., Pantoja O. (2004). Novel regulation of aquaporins during osmotic stress. Plant Physiol., 135, 2318-2329.

201. Vera-Estrella R., Barkla B.J., Garcia-Ramirez L., Pantoja O. (2005) Salt stress in Thellungiella halophila activates Na+ transport mechanisms required for salinity tolerance. Plant Physiol., 139, 1507-1517.

202. Waisel Y. (1972) Biology of halophytes, New York, London, Academic Press, 395 P

203. Wang B., Davenport R.J., Volkov V., Amtmann A. (2006) Low unidirectional sodium influx into root cells restricts net sodium accumulation in Thellungiella halophila, a salt-tolerant relative of Arabidopsis thaliana. J. Exp. Bot., 57, 1161— 1170.

204. Wang B., Luttge U., Ratajczak R. (2001) Effects of salt treatment and osmotic stress on V-ATPase and V-PPase in leaves of the halophyte Suaeda salsa. J. Exp. Bot., 52, 2355-2365.

205. Wang W., Vinocur B., Altman A. (2003) Plant responses to drought, salinity and extreme temperatures: towards genetic engineering for stress tolerance. Planta, 218, 1-14.

206. Wang Y.C., Qu G.Z., Li H.Y., Wu Y. J., Wang C., Liu G.F., Yang C.P. (2010) Enhanced salt tolerance of transgenic poplar plants expressing a manganese superoxide dismutase from Tamarix androssowii. Mol. Biol Rep., 37, 1119-1124.

207. Wilson C., Shannon M.C. (1995) Salt-induced NaVH*" antiport in root plasma membrane of a glycophytic and halophytic species of tomato. Plant Sci., 107, 147157.

208. Wohlbach D.J., Quirino B.F. Sussman M.R. (2008) Analysis of the Arabidopsis histidine kinase ATHK1 reveals a connection between vegetative osmotic stress sensing and seed maturation. Plant Cell, 20, 1101-1117.

209. Wu C.A., Yang G.D., Meng Q.W., Zheng, C.C. (2004) The cotton GhNHXl gene encoding a novel putative tonoplast NaVH* antiporter plays an important role in salt stress. Plant Cell Physiol., 45, 600-607.

210. Wyn Jones G., Gorham J. (2002) Intra- and inter-cellular compartmentation of ions a study in specificity and plasticity In: Salinity: Environment - Plants - Molecules, Lauchli A., Luttge U. (eds.) Dordrecht: Academic Publishers, pp. 159 - 180.

211. Wyn Jones R.G., Storey R., Leigh R.A., Ahmad N., Pollard A. (1977) A hypothesis on cytoplasmic osmoregulation, In: Regulation of Cell Membrane Activities in Plants Marre E., Cifferi O. (eds.) Amsterdam: Elsevier, pp. 121-136.

212. Xiong L., Zhu J.-K. (2002) Salt tolerance. In The Arabidopsis Book, Somerville C., Meyerowitz E. (eds.) Published online: ASPB, doi: 10.1199/tab.0048.

213. Yamada S., Katsuhara M., Kelly W.B., Michalowski C.B., Bohnert H.J. (1995) A family of transcripts encoding water channel proteins: tissue-specific expression in the common ice plant. Plant Cell, 7, 1129-1142.

214. Yamaguchi T., Aharon G.S., Sottosanto J.B., Blumwald E. (2005) Vacuolar Na+/H+ antiporter cation selectivity is regulated by calmodulin from within the vacuole in a Ca and pH-dependent manner. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 102, 16107— 16112.

215. Yamashita K., Kasai M., Yamamoto Y., Matsumoto H. (1994) Stimulation of plasma membrane H^-transport activity in barley roots by salt stress. Soil Sci. Plant Nutr., 40, 555-563.

216. Ye Q., Steudle E. (2006) Oxidative gating of water channels (aquaporins) in corn roots. Plant Cell Environ., 29, 459-470.

217. Zhang J., Davies W.J. (1989) Abscisic acid produced in dehydrating roots may enable the plant to measure the water status of the soil. Plant Cell Environ., 12, 73-81.

218. Zhang J., Schurr U., Davies W.J. (1987) Control of stomatal behaviour by abscisic acid which apparently originates in the roots. J. Exp. Bot., 38, 1174-1181.

219. Zhichang Z., Wanrong Z., Jinping Y., Jianjun Z., Xufeng L.Z.L., Yang Y. (2010) Over-expression of Arabidopsis DnaJ (Hsp40) contributes to NaCl-stress tolerance. African JBiotechnol., 9, 972-978.

220. Zhou M., Chen W., Chen H., Weidoi G. (2012) Draft genome sequence of Mesorhizobium alhagi CCNWXJ12-2T, a novel salt-resistant species isolated from the desert of northwestern China. J. Bacteriol., 194, 1261-1262.

221. Zhu J.-K. (2001) Plant salt tolerance. Trends Plant Sci., 6, 66-71.

222. Zhu J.-K. (2003) Regulation of ion homeostasis under salt stress. Curr. Opin. Plant Biol., 6, 441-445.

223. Zhu J.-K. (2007) Plant salt stress. In: Encyclopedia Of Life Sciences, Published online: John Wiley & Sons, doi: 10.1002/9780470015902.a0001300.pub2.

224. Zimmermann P., Zentgraf U. (2005) The correlation between oxidative stress and leaf senescence during plant development. Cell. Mol. Biol. Lett., 10, 515 534.

225. Автор выражает благодарность своему научному руководителю кандидату биологических наук Радюкиной Наталии Львовне за ее терпение, заботу и веру в человеческий потенциал.