Значение лабораторной диагностики краснушной и парвовирусной инфекций в период элиминации краснухи тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.02, кандидат биологических наук Антипова, Анастасия Юрьевна

• Антипова, Анастасия Юрьевна
• кандидат биологических наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Антипова, Анастасия Юрьевна

ОГЛАВЛЕНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ВИРУС КРАСНУХИ И ПАРВОВИРУС В19; КЛИНИКО-ЭПИДЕМИОЛОГИЧЕСКАЯ ХАРАКТРИСТИКА И ДИАГНОСТИКА ОБУСЛОВЛЕННЫХ ИМИ ИНФЕКЦИЙ. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Вирус краснухи и парвовирус В19; их тератогенное действие

1.2. Характеристика эпидемического процесса краснухи

и парвовирусной инфекции в РФ и в мире

1.3. Лабораторная диагностика краснушной

и парвовирусной инфекций

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

ГЛАВА 3. АНАЛИЗ ЗАБОЛЕВАЕМОСТИ И ОХВАТ ПРОФИЛАКТИЧЕСКИМИ ПРИВИВКАМИ ПРОТИВ КРАСНУХИ В СЕВЕРО-ЗАПАДНОМ ФЕДЕРАЛЬНОМ ОКРУГЕ В ПЕРИОД С 2002 ПО 2011 гг

3.1. Характеристика заболеваемости краснухой на территориях

СЗФО за десятилетний период

3.2. Уровень охвата первичной иммунизацией и ревакцинирующей прививкой против краснухи в СЗФО с 2002 по 2011 гг.

и мониторинг иммунитета к краснухе в индикаторных группах населения

3.3. Характеристика генотипов вируса краснухи, циркулирующих

в России до 2005 г. и в 2009-2011 гг

ГЛАВА 4. ЗНАЧИМОСТЬ ЛАБОРАТОРНОЙ ДИАГНОСТИКИ В ПЕРИОД СПОРАДИЧЕСКОЙ ЗАБОЛЕВАЕМОСТИ КРАСНУХОЙ

4.1. Организация лабораторного обследования больных

с экзантемными заболеваниями в СЗФО

4.2. Частота лабораторного подтверждения диагноза «корь»

и «краснуха» при обследовании больных с экзантемными заболеваниями

ГЛАВА 5. РАСПРОСТРАНЕНИЕ ПАРВОВИРУСНОЙ ИНФЕКЦИИ В СЕВЕРО-ЗАПАДНОМ ФЕДЕРАЛЬНОМ ОКРУГЕ

5.1. Частота обнаружения антител класса ^М к парвовирусу В19

у больных с экзантемными заболеваниями на территориях СЗФО

5.2. Серопревалентность парвовирусной инфекции среди

беременных женщин на отдельных территориях СЗФО

5.3. Вспышки парвовирусной инфекции в СЗФО

ГЛАВА 6. ЛАБОРАТОРНАЯ ДИАГНОСТИКА ПАРВОВИРУСНОЙ ИНФЕКЦИИ И ФИЛОГЕНЕТИЧЕСКИЙ АНАЛИЗ ИЗОЛЯТОВ PV19, ЦИРКУЛИРУЮЩИХ В СЕВЕРО-ЗАПАДНОМ ФЕДЕРАЛЬНОМ ОКРУГЕ

6.1. Лабораторная диагностика парвовирусной инфекции в системе надзора за экзантемными инфекциями

6.2. Молекулярно-генетическая характеристика геновариантов парвовируса В19, изолированных на территориях СЗФО

в 2010-2011 гг

ОБСУЖДЕНИЕ ПОЛУЧЕННЫХ РЕЗУЛЬТАТОВ И ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

ПРИЛОЖЕНИЯ

ПРИЛОЖЕНИЕ 1. СРАВНИТЕЛЬНАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА КЛИНИЧЕСКИХ ПРОЯВЛЕНИЙ ПОСТНАТАЛЬНОЙ КРАСНУХИ И ПАРВОВИРУСНОЙ ИНФЕКЦИИ

ПРИЛОЖЕНИЕ 2. НУКЛЕОТИДНЫЕ ПОСЛЕДОВАТЕЛЬНОСТИ ИЗОЛЯТОВ PVB19

ПРИЛОЖЕНИЕ 3. ФИЛОГЕНЕТИЧЕСКОЕ ДРЕВО ШТАММОВ ВИРУСА КРАСНУХИ, ВЫДЕЛЕННЫХ В СНГ В 2004-2009 гг

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

а.о. - аминокислотный остаток AT - антитела

ВКИ - врожденная краснушная инфекция ВОЗ - Всемирная организация здравоохранения ИФА - иммуноферментный анализ КДЛ - клинико-диагностическая лаборатория НАО - Ненецкий автономный округ

НИИЭМ - научно-исследовательский институт эпидемиологии и микробиологии нк - нуклеотид

ННМЦ - Национальный научно-методический центр

ОРВИ - острая респираторная вирусная инфекция

п.о. - парные основания

ПВИ - парвовирусная инфекция

ПЦР - полимеразная цепная реакция

РНК - рибонуклеиновая кислота

СВК - синдром врожденной краснухи

СЗФО - Северо-Западный федеральный округ

СПбРЦ - Санкт-Петербургский Региональный центр

ФБУН - федеральное бюджетное учреждение науки

ЦРБ - центральная районная больница

CDC - Centers for Disease Control

NCBI - National Center for Biotechnology Information

PV В19 - Human parvovirus В19, парвовирус В19

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Значение лабораторной диагностики краснушной и парвовирусной инфекций в период элиминации краснухи»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность

В 2002 г. Европейское региональное бюро ВОЗ разработало и внедрило региональный стратегический план предупреждения кори, который ставил своей целью элиминацию кори и предупреждение врожденной краснушной инфекции (ВКИ) в Европейском регионе к 2010 г. С учетом того, что краснуха является менее контагиозным заболеванием, чем корь, и большинство стран региона используют комбинированные вакцины для профилактики этих инфекций, в 2005 г. был принят новый стратегический план Европейского регионального бюро ВОЗ, задачами которого являлись элиминация эндемичной кори, эндемичной краснухи, предупреждение ВКИ (менее 1 случая на 100 000 живых новорожденных) к 2010 г. [61].

В соответствии с планами ВОЗ, была разработана национальная программа ликвидации кори на территории Российской Федерации к 2010 г. [53, 59, 67].

В связи с ухудшением эпидемической ситуации по кори в странах Европы, реализация плана элиминации кори, краснухи и профилактики синдрома врожденной краснухи в Европейском регионе продлена до 2015 г. [45, 240]. При этом стратегический план ВОЗ строится на применении как минимум двухдозовой тактики иммунизации - первичной вакцинации и последующей ревакцинации [6].

В Российской Федерации иммунизация против краснухи детей первого-второго года жизни введена в календарь профилактических прививок приказом МЗ РФ от 27.12.97 г. №375, а ревакцинирующая прививка детей 6 лет и иммунизация девочек 13 лет - в 2001 г. (приказ МЗ РФ 27.06.2001 г. № 229).

Выраженные качественные и количественные изменения в развитии эпидемического процесса краснухи произошли в процессе реализации Национального проекта «Здоровье» (2006-2007 гг.), в рамках которого, помимо плановой, дополнительной иммунизации подлежали дети от 1 до 17 лет, не бо-

левшие, не привитые или однократно привитые против краснухи; а также девушки 18-25 лет, не болевшие и не привитые ранее. Реализация проекта предполагала обеспечение двухдозовой вакцинацией в первую очередь детского населения страны.

После реализации Национального проекта отмечается устойчивое снижение заболеваемости краснухой в России до показателя 0,24 на 100 ООО населения в 2011 г. Начиная с 2007 г. случаи краснухи не регистрируются на ряде территорий РФ. Так, в 2009 г. число таких территорий достигло 30,1%, а на 49,4% территорий показатель заболеваемости был менее 1,0 на 100 000 населения. Крупные очаги и вспышки заболевания не регистрируются, начиная с 2006 г. В 2010 г. из 471 очага краснухи в РФ 96,4% не имели распространения; число заболевших на один очаг составило 1,04 [30].

В целом заболеваемость краснухой в России в настоящее время характеризуется как спорадическая. Существенно изменился генетический пейзаж циркулирующих на территории России штаммов вируса краснухи [30].

Кроме того, наряду с резким снижением заболеваемости, увеличилось число случаев ошибочной первичной диагностики краснушной инфекции [33].

Одной из нозологических форм, требующих проведения дифференциальной диагностики с краснухой, является парвовирусная инфекция (инфекционная эритема) [65]. Возбудитель инфекции - парвовирус человека В19 (РУ В19) широко распространен в мире [174]. Большое значение в патогенезе инфекции имеет способность вируса размножаться в эмбриональных тканях (печени, селезенке, а также клетках сердца и кишечника плода). При заражении беременной женщины РУ В19 риск поражения плода достигает 30% в период с 10 до 28 недель гестации [8].

Инфекционная эритема как заболевание с выраженным тератогенным действием вируса представляет собой важную, но малоизученную проблему отечественного здравоохранения. В настоящее время нет регистрации парвовирусной инфекции (ПВИ) в РФ; неизвестны истинные масштабы ее распространенности, единичны сведения о циркулирующих на территории России генотипах РУ В19.

Изложенное свидетельствует о необходимости лабораторного подтверждения всех случаев заболеваний, обусловленных вирусом краснухи и парво-вирусом В19, об актуальности изучения превалентности ПВИ в структуре инфекционной заболеваемости. Совершенствование лабораторной диагностики указанных заболеваний, определение циркулирующих генотипов вируса краснухи и РУ В19 - актуальная задача отечественного здравоохранения, способствующая успешной реализации программы элиминации кори и краснухи в России.

Цель исследования

Совершенствование лабораторной диагностики краснушной и парвови-русной инфекций и определение генотипов вируса краснухи и РУ В19, циркулирующих в Северо-Западном федеральном округе России.

Задачи исследования

1. Проанализировать заболеваемость краснухой на территориях округа в период с 2002 по 2011 гг. в условиях вакцинопрофилактики этой инфекции.

2. Провести лабораторное обследование больных с первичным диагнозом «краснуха» с целью выявления изолятов вируса краснухи.

3. Проанализировать частоту лабораторного подтверждения диагноза «краснуха» в условиях спорадической заболеваемости этой инфекцией.

4. Изучить частоту обнаружения антител (АТ) класса ^М к РУ В19 у больных с экзантемными заболеваниями на территориях Северо-Западного федерального округа.

5. Проанализировать возможности применения методов ПЦР и ИФА для лабораторной диагностики парвовирусной инфекции.

6. Провести филогенетический анализ геновариантов РУ В19, циркулирующих на территории Северо-Западного федерального округа России.

Научная новизна

Впервые получены знания о циркуляции в Северо-Западном федеральном округе генотипа 1А парвовируса В19, о распространенности ПВИ на территориях округа, в том числе в группе риска (беременные женщины). Получены новые знания о генотипе изолята вируса краснухи, выделенного в Санкт-Петербурге в 2011 г.

Научная и практическая значимость

Ретроспективный анализ заболеваемости краснухой и охвата первичной и ревакцинирующей прививками в СЗФО за десятилетний период (2002-2011 гг.) подтверждает эффективность специфической профилактики краснушиой инфекции. Лабораторно установленный случай импорта вируса краснухи в СЗФО из Китая, наряду с результатами других исследований, свидетельствует о вытеснении эндемичного для РФ генотипа 2С в период спорадической заболеваемости краснухой. Рост количества ошибок первичной диагностики краснухи доказывает необходимость лабораторного подтверждения диагноза в каждом случае.

Предложена схема лабораторной диагностики ПВИ с интерпретацией результатов, которая может быть использована для определения заболеваемости инфекцией и повышения качества медицинской помощи. Полученные сведения о генотипах PV В19 необходимы для надзора за парвовирусной инфекцией.

Доказана значимость лабораторной диагностики краснушной и парвовирусной инфекций для совершенствования эпидемиологического надзора за эк-зантемными инфекциями; расшифрованы вспышки парвовирусной инфекции на территориях СЗФО (Кронштадт, Ленинградская область).

Внедрение результатов исследования в практику

1. Нуклеотидная последовательность гена El изолята вируса краснухи

Sankt-Petersdurg RUS 1366, выделенного в г. Санкт-Петербурге в 2011 г.;

депонирована в коллекцию Международного генетического банка

Национального центра биотехнологической информации (Национальный институт здоровья, США) (accession number JX171315).

2. Нуклеотидные последовательности генов 8 изолятов парвовируса В19, выделенных на территориях СЗФО в 2010-2011 гг., депонированы в коллекцию Международного генетического банка Национального центра биотехнологической информации (Национальный институт здоровья, США) (accession number: JX435809, JX644426 - JX 644432).

3. Аналитический обзор. Краснуха: эпидемиология, лабораторная диагностика и профилактика в условиях спорадической заболеваемости. - СПб.: НИИЭМ им. Пастера, 2010. - 68 с.

4. Аналитический обзор. Результаты сертификации территорий СевероЗападного федерального округа на отсутствие циркуляции эндемичного вируса кори. - СПб.: НИИЭМ им. Пастера, 2012. - 60 с.

5. Клиническая лабораторная диагностика: национальное руководство / T. II под ред. В.В. Долгова, В.В. Меньшикова // разделы: Вирус краснухи. Пар-вовирус В19. -М.: ГЭОТАР-Медиа, 2012. - с. 663-665, с. 706-708.

6. Результаты исследования используются в учебном процессе на кафедре клинической лабораторной диагностики медико-биологического факультета СЗГМУ им. И.И. Мечникова (Санкт-Петербург).

Основные положения, выносимые на защиту

1. В результате специфической профилактики заболеваемость краснухи снизилась до уровня спорадической. В этих условиях возросло количество ошибок клинической диагностики краснухи.

2. Парвовирусная инфекция (инфекционная эритема) составляет существенную долю ошибок клинической диагностики краснухи, широко распространена на территориях Северо-Западного федерального округа. При этом значительная доля женщин репродуктивного возраста не имеет IgG-антител против PV В19.

3. Для лабораторного подтверждения диагноза «парвовирусная инфекция» методами ПЦР и/или ИФА существенное значение имеет время получения клинического материала от начала заболевания.

4. Проведенный филогенетический анализ нуклеотидных последовательностей изолятов РУ В19, выделенных на территориях Северо-Запада РФ, позволил отнести их к генотипу 1А.

ГЛАВА 1. ВИРУС КРАСНУХИ И ПАРВОВИРУС В19; КЛИНИКО-ЭПИДЕМИОЛОГИЧЕСКАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА И ДИАГНОСТИКА ОБУСЛОВЛЕННЫХ ИМИ ИНФЕКЦИЙ. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Вирус краснухи и парвовирус В19; их тератогенное действие

1.1.1. Вирус краснухи; морфология, структурно-функциональная организация генома

Впервые Rubella virus был выделен в 1962 г. независимо двумя группами ученых - P.D. Parkman с сотрудниками, Т.Н. Weller и F.A. Neva [189], с 1970 г. отнесен к семейству Togaviridae, является единственным представителем рода Rubivirus [32, 58, 266].

Зрелый вирион, молекулярной массой 52-60 х 10б (MDa) и диаметром около 60-70 нм, состоит из сферического экосаэдрического нуклеокапсида 40 нм в диаметре (Т= 3), образованного капсидным белком (С) [111], одетым однослойной оболочкой (8-10 нм). [46, 91, 267]. Оболочка содержит фосфолипиды и холестерол мембраны хозяйской клетки и встроенные вирусные гликопротеи-ны El и Е2, которые образуют пепломеры с шипами длиной 5-8 нм [150].

Однонитевой несегментированный инфекционный, положительно направленный РНК-геном, протяженностью от 9600 нк (с константой седимета-ции 38-40 S, молекулярной массой 3200-3800 kDa) [189], включает 5'-нетранслируемую область (UTR) - р150 (метилтрансфераза - белок X - цис-теиновая протеаза) - р90 (хеликаза - репликаза) - соединительную нетрансли-руемую область (JR) - С - Е2 - El - нетранслируемую область (UTR) - 3' и имеет 2 открытые рамки считывания (ORF) [32, 150]. Геном кодирует 3 структурных (El, Е2, С) и 2 неструктурных белка.

Проникновение в клетку происходит путем эндоцитоза в период от 30 минут до 3 часов [120, 150, 230]. Рецептором для вириона на клеточной поверхности, предположительно, является молекула убиквитина [189, 202]. В адгезии участвуют фосфолипиды и гликолипиды.

Репродукция вируса краснухи осуществляется в цитоплазме. На базе модифицированных лизосом (цитопатических вакуолей) образуются «реплика-тивные комплексы» вируса краснухи [188, 203] и формируется «вирусная фабрика» [146] из шероховатого эндоплазматического ретикулума, аппарата Гольджи и митохондрий.

Репликация инициируется без помощи клеточных энзимов [146, 191]; репликативный цикл в культуре клеток ВНК-21 составляет 12-15 часов с латентным периодом 8-12 часов [263]. В процессе репродукции образуются несколько видов РНК: 40S, 24S, 21S и 19-20S [189]. Функции двух последних (21S и 19-20S) в настоящее время неизвестны.

С 5'-ORF транслируется предшественник неструктурных белков (Р200), который обладает РНК-зависимой РНК-полимеразной активностью, осуществляет синтез «-» нити РНК и разрезается на полипептиды Р150 и Р90 [87, 187, 192, 218]. Белки Р150 и Р90 обеспечивают транскрипцию [87, 187, 191, 218]; кроме того Р90 [191] взаимодействует с ретинобластомным клеточным протеином и с хозяйской цитрон-К-киназой, которая регулирует клеточный цикл и останавливает его сразу после S-фазы [87, 147, 148, 201].

С З'-ORF в виде 24S субгеномной РНК (1,2 х ю3 kDa) считывается предшественник структурных белков Р110, в порядке NH2-C-E2-E1-COOH [92, 93, 118, 119, 151, 168, 200, 225, 255, 261], который в эндоплазматическом ретикулуме разрезается на С, El и Е2 [92, 118, 151, 168, 262, 255].

Капсидный С белок, состоящий из 300 а.о., с молекулярной массой, равной 30-38 kDa, является негликозилированным, фосфорилированным гомоди-мером [111]. С-протеин модулирует синтез геномной и субгеномной РНК [262], регулирует процесс репликации и сборку вириона [194] и индуцирует апоптоз некоторых видов клеток [136].

Поверхностный гликопротеин El, протяженностстыо 481 а.о., имеет молекулярную массу 55-63 kDa. Белок содержит трансмембранный и цито-плазматический домен; встроенную в структуру белка дисульфидную группу; 3 N-linked гликозилированных сайта и, по крайней мере, 6 эпитопов, 3 из

которых ассоциируются с гемагглютинацией и образованием вируснейтра-лизующих антител [109, 110, 124, 154, 189, 281, 282]. Изменения в сайтах N-гликозилирования белка El наблюдаются у аттенуированных штаммов вируса краснухи [150].

Гликопротеин Е2 (протяженность - 282 а.о.) имеет трансмембранный домен; N-liked гликозилированные сайты; O-linked гликозилированные сайты; сигнальную последовательность длинной 20 а.о. В структуру белка интегрированы дисульфидная группа и ассиметричная амфипатическая a-спираль, которая облегчает проникновение вируса в клетку [154, 231]. Внутриклеточная форма белка имеет массу 30 kDa [150, 173]. В зависимости от степени глико-зилирования выделяют 2 вирионные формы: Е2а (47 kDa) и Е2Ь (43-45 kDa). Антигенные сайты Е2 изучены недостаточно [189]. Известно, что гликопротеин Е2 содержит по крайней мере один эпитоп, на который вырабатываются вируснейтрализующие антитела [32, 225].

Вирус способен воспроизводиться во многих клеточных линиях, как первичных и диплоидных, так и перевиваемых, получепных от птиц, животных и человека. В большинстве линий цитопатическое действие выражено очень слабо. Наиболее отчетливо цитодеструкция проявляется в первичных культурах клеток почек кролика, клетках щитовидной железы и амниона человека, в перевиваемых линиях клеток почек зеленой мартышки (Vero), почки кролика (RK-13, SIRK), почки хомяка (ВНК-21), культуры фибробла-стов легкого эмбриона человека (ФЛЭЧ). В зараженной вирусом краснухи культуре наблюдается явление интерференции, при котором клетки становятся нечувствительными к другим вирусам и устойчивыми к суперинфекции [62, 175,221,257].

Изоляты вируса краснухи различаются по клеточному тропизму, цито-цидности, репродуктивной активности, морфологии бляшек под агаровым покрытием, гемагглютинирующей способности, чувствительности к действию температур [32, 268, 288].

1.1.2. Антигенная и генетическая характеристика вируса краснухи

Несмотря на биофизические и физико-химические различия между штаммами, характерной особенностью вируса краснухи является высокое антигенное родство различных штаммов, выделенных в разных регионах мира. Данный факт описан как зарубежными, так и отечественными авторами [16, 20, 98]

Тем не менее, по мере развития молекулярно-биологических методов исследования и, в частности, техники секвенирования вирусного генома, накапливались данные о генетических различиях между изолятами вируса краснухи. В 2004 г. экспертами ВОЗ было проведено совещание, посвященное стандартизации молекулярно-генетических методов исследования и генетической характеристики «диких» вирусов краснухи [279]. Согласно его итогам, молекулярно-генетический анализ изолятов вируса краснухи для рутинного эпидемиологического анализа проводится на основе секвенирования так называемого «эпидемиологического окна», то есть участка гена Е1 протяженностью 739 п.о. (с 8731 по 9459 нт) [30], поскольку именно этот участок генома вируса обеспечивает четкое разделение изолятов вируса на ветви филогенетического дерева.

Выделенные в 40 странах мира, начиная с 1960-х гг. [287, 288], штаммы вируса краснухи распределяются в 2 клайда. Первый клайд - ранее обозначавшийся как 13/31 - характеризуется малой степенью внутренней дивергенции, не превышающей 5,8%. В него входят генотипы 1а, 1В, 1С, Ш, 1Е, 1¥, Ю, 1Ь, Пи 1]. Второй клайд - обозначавшийся ранее ЯС2 - включает генотипы 2А, 2В и 2С, отличается от 1Ш1 на 8,2%, и дивергенция внутри клайда составляет 8%. Генотипы из 1 клайда циркулируют повсеместно, тогда как вирусы 2 клайда встречаются, в основном, в Евразии [268, 287]. В настоящее время наиболее широко распространены генотипы 1Е, Ю и 2В.

В регионе СНГ циркулируют вирусы групп 111, Ю, 1Е, и 2С. 111 выявлялся в РФ, Кыргызстане и Казахстане. Штаммы 1Е выделены в Европейской части РФ, Украине и Казахстане. Два штамма из Казахстана, 1УЮ/24/00 и МС/21/00, отнесены к группе первого клайда, так как близки вирусам 1а, об-

нарушенным в Монголии, но не включены в какой-либо генотип. Ю был выделен в Москве и Республике Дагестан [30]. Также в Алматы (Казахстан) во время вспышки краснухи выделили штаммы группы 2В, по-видимому, завезенные из другого региона.

В России до начала вакцинопрофилактики циркулировали штаммы генотипа 2С, который больше нигде не был обнаружен, и являлся эндемичным [58]. В течение 2004-2006 гг., помимо генотипа 2С, на территории РФ зарегистрированы ^ и 1Е генотипы [7]. В настоящее время в Российской Федерации преимущественно выделяются штаммы трех генотипов: 1Ь широко распространен, 1Е локализован в Европейской части страны, Ю выделен в Москве [20]. Выделение «нетипируемых» штаммов свидетельствует о несовершенстве номенклатуры генотипов вируса краснухи.

1.1.3. Постнатальная и врожденная краснуха; синдром врожденной краснухи

В Международной статистической классификации болезней и проблем, связанных со здоровьем (МКБ-10) [84], описано несколько нозологических форм:

В 06 Краснуха (Немецкая корь).

В 06.0 Краснуха с неврологическими осложнениями.

Краснушный:

- энцефалит (в 05.1);

- менингит (в 02.0);

- менингоэнцефалит (в 05.1).

В 06.8 Краснуха с другими осложнениями:

- артрит (М 01.4);

- пневмония (I 17.1).

В 06.9 Краснуха без осложнений.

Р 35.0 Синдром врожденной краснухи (СВК).

Вирус краснухи распространен повсеместно [287] и передается воздушно-капельным путем с отделяемым носоглотки. Инкубационный период со-

ставляет 9-23 дня [58]. Из слизистых тканей носоглотки вирус попадает в лимфоидную ткань, при этом наблюдается увеличение задне-шейных, заушных и окологлоточных лимфатических узлов; затем с током крови распространяется по всему организму. Вирусемия развивается с середины инкубационного периода и продолжается в период высыпаний. Вирус длительно выделяется из носоглотки (до трех недель) [2]. У взрослых краснуха зачастую протекает бессимптомно [88]. В частности, по мнению 8.А. РЫкт [232], до 80% беременных переносят инаппарантную форму заболевания. Увеличению количества бессимптомных и инаппарантных форм инфекции способствует вакцино-профилактика [90].

Длительное вирусовыделение и наличие бессимптомных форм - факторы, способствующие распространению инфекции.

Синдром врожденной краснухи является следствием инфицирования женщины в период беременности. Н.Л. Рогушина и коллеги показали, что доля крас-нушной инфекции в структуре ВУИ вирусной этиологии составляет 25,6% [54].

Вертикальная передача инфекции (мать-плод) осуществляется по гематогенному пути. Вирус способен реплицироваться в плаценте, вызывая ее гипоплазию и образование конгломератов из склеенных фибрином ворсин в первой половине беременности и некротический или пролиферативный вил-лит - во второй [74]. Развиваются васкулиты плацентарного ложа матки, хори-альной пластинки, эндартериит пуповины и, наконец, генерализованное инфицирование плода.

Краснуха у плода протекает как хроническая генерализованная перси-стирующая инфекция с выраженной вирусемией и разнообразными изолированными и общими нарушениями развития со стороны всех систем органов и тканей вследствие повышенного тропизма вируса краснухи к активно делящимся клеткам и способности угнетать клеточный цикл [189, 284], останавливая его после Б-фазы. Тяжесть нарушений соотносится со временем закладки и роста различных органов и со сроком беременности, на котором произошло инфицирование [58].

Наиболее тяжелые последствия наблюдаются при заражении в I триместре беременности. Риск развития врожденных дефектов на сроке до 12 недель составляет 80-90%; мертворождение наблюдается в 7,2% случаев. Риск развития клинически выраженных поражений плода при заражении женщины во втором триместре беременности составляет 15-20%; в третьем триместре -менее 5%. Мертворождение во II и III триместрах наблюдаются в 4,6-5,6 и 1,7% случаев соответственно [5, 51, 74, 97].

Тропизма вируса краснухи к определенным органам и тканям плодов не установлено (пантропизм). По данным H.JL Рогушиной и др. (2010) [54] антигены краснухи при внутриутробном инфицировании с последующей смертью плода и младенца обнаруживаются в тканях почек (56%), мозга (45%), сердца (33%). Для СВК характерна множественность поражения. В 60-70% случаев обнаруживаются сочетания 2 и более дефектов развития. Одномоментное поражение нескольких органов наблюдается в 81,8% случаев. Триада симптомов (врожденный порок сердца, катаракта и глухота), описанная Греггом [159], в настоящее время встречается редко.

Из отдаленных последствий врожденной краснухи отмечают отставание в развитии и сахарный диабет 1 типа [58, 69].

СВК регистрируется при рождении лишь у 15-20% детей, родившихся от матерей с документированной краснухой во время беременности. Однако, по данным JI.B. Лялиной с соавт. [34] и Ponzi A. Negro et al. [220], наблюдения за этими детьми на протяжении ряда лет показывают, что тяжелая врожденная патология (глухота, отставание в развитии, диабет и др.) выявляется у 85-90% из них. Всемирная организация здравоохранения разработала классификацию случаев СВК [56].

1.1.4. Парвовирус В19: морфология, структурно-функциональная организация генома

Парвовирус человека В19 (Human parvovirus В19) был выделен в 19741975 гг. Y. Cossart et al. [128] в плазме крови здорового донора, получил свое

название по номеру лунки с образцом, и относится к семейству Parvoviridae, подсемейству Parvovirinae, роду Erythrovirus [1, 101, 103, 181, 195,266].

Вирион, с молекулярной массой около 5,6 х 106 Da, образован безоболо-чечным капсидом из 60 капсомеров икосаэдрической формы 22-25 нм в диаметре [1] (тип симметрии Т= 1), с заключенной внутри ДНК [209]. Кап-сид PV В19 составляет 60-80% массы вириона и образован на 4-5% структурным белком 1 (VP1) и на 95% - структурным белком 2 (VP2) [46, 163].

Геном вируса представлен единственной линейной одноцепочечной инфекционной ДНК длиной 5600 нк [209, 284], на концах которой имеются сайты репликации [1]. Четыре открытые рамки считывания кодируют неструктурный белок NS1 (левосторонняя), структурные белки VP1 и VP2 (правосторонняя), и белки с неизвестной функцией и молекулярной массой 7,5 kDa (в средней части) и два по 11 kDa (в конце правой части генома) [1, 81, 196]. ДНК PV В19 вне капсида нестабильна [198].

Белок VP1 (83 kDa, 781 а.о.) необходим для проявления инфекционности парвовируса, обеспечивает перемещение капсида в ядро и распознается В- и Т-лимфоцитами. Уникальная область VP1 с несколькими линейными эпитопами для нейтрализующих антител располагается снаружи капсида [1, 284]. Антитела к N-концу VP1 необходимы для клиренса вируса [135, 241, 290].

Белок VP2 (58 kDa, 554 а.о.), N-конец которого на 227 а.о. короче VP1, обеспечивает сборку вирионов. Молекулы VP2 располагаются относительно осей симметрии и стабилизируют капсид, на поверхности которого формируют разные углубления: вокруг осей 5-го порядка они щелеобразные, по осям 2-го порядка - широкие. По осям симметрии 3-го порядка образуют шипы. VP2 индуцирует образование кросс-реактивных аутоантител против кератина, коллагена, кардиолипина человека и фосфолипидов и может быть патогенетическим звеном в развитии артритов и артралгий [252]. Эпитопы для вируснейтрализующих антител находятся на N-конце [1]. Белок VP2 способен блокировать гематопоэз в концентрации 1012 молекул белка/мл [180, 198,284, 227].

Неструктурный фосфорилированный белок NS1 (молекулярная масса 77 kDa) обеспечивает репликацию вируса, контролирует транскрипцию структурных белков, регулирует экспрессию клеточных генов путем ацетилирова-ния гистонов. NS1 имеет консервативные области, способные связываться с нуклеотидами и ДНК; работает в качестве АТФ-азы, хеликазы, сайт-специфической нуклеазы [117]. NS1 участвует в сборке капсида, обеспечивает выход вириона из ядра, имеет антигенные эпитопы [1, 117, 184, 207, 256, 265].

Вирус обладает тропизмом к активно делящимся клеткам в S-фазе, репликация происходит преимущественно в клетках - предшественниках эритроидно-го ряда (эритробластах), мегакариоцитах и макрофагах костного мозга, селезенки, а также клетках эндотелия плаценты, в тканях плода - миокарда, печени, легких, почек и синовиальных оболочек [88, 190,211,238,272,273].

Главным клеточным рецептором является Р-антиген эритроцитов (гло-бозид, нейтральный сфинголипид) [102, 273], однако обнаружены корецеп-торы для парвовируса человека В19: а5р1-интегрин и белок массой 80 kDa -KU80 [198, 213, 272, 273]. Вирионы проникают в клетку путем эндоцитоза [1]. Из цитоплазмы вирионы перемещаются в ядро. От момента заражения клетки до обнаружения ДНК вируса в ядре проходит 2-6 часов. Репликация начинается образованием шпилечных структур на концах молекулы ДНК, к которым присоединяется NS1, клеточный белок нуклеолин и клеточная ДНК-полимераза [134]. В ходе синтеза ДНК сначала образуются промежуточные репликативные формы, двусторонние димеры, содержащие два полных генома и две комплементарные нити, потом двусторонние димеры по-лимеризуются с образованием тетрамерных структур, из которых вырезается вирионная ДНК [267]. Транскрипция происходит в ядре, регулируется одним промотором (Р6) в левой стороне генома, инициируется белком NS1 с участием клеточной РНК-полимеразы. Парвовирус не ингибирует клеточный синтез. Нить негативной полярности в двуцепочечной ДНК вируса является матрицей для мРНК [1]. Сборка нуклеокапсидов осуществляется в ядре клетки под контролем NS1. Гибель инфицированных клеток происхо-

дит в ходе репликации неструктурных белков вируса [241]. Вирионы высвобождаются из клетки путем ее лизиса.

1.1.5. Антигенная и генетическая характеристика парвовируса

Известны 3 генотипа парвовируса человека, на нуклеотидном уровне они различаются приблизительно на 10-15% [95, 248]. Генотип 1 (прото-типные штаммы В19, Аи и подразделяется на кластеры 1А, 2А и 1В [149]. Внутри первого генотипа различие нуклеотидных последовательностей геномов между штаммами не превышает 6%, однако дивергенция между 1А и 1В изолятами не меньше 5% на нуклеотидном и не меньше 2% на аминокислотном уровнях [258]. Штаммы А6 и Ьа1Л являются прототипами для второго генотипа, к которому относятся такие изоляты как НаАМ и К71. Штаммы У9 и Е>91.1 относятся кЗ генотипу и являются прототипными для двух кластеров внутри генотипа - ЗА и ЗВ соответственно [95, 112, 229, 248]. Различия в нуклеотидной последовательности внутри 3 генотипа составляют 3,91%; значение внутригрупповой дистанции между субкластерами 3 генотипа составило 5,42%. Генотип 1 распространен повсеместно. Генотип 2 выявлен в Европе, Бразилии и Вьетнаме, Южной Африке; предполагается, что он циркулировал в 1970-х гг., а позже был замещен 1 генотипом. Генотип 3 обнаружен во Франции, Бразилии, Вьетнаме, Южной Африке и Гане. Показано, что геном парвовируса В19 имеет скорость генетического дрейф, сравнимую с РНК-вирусами. Генотипы ЗА и ЗВ появились, согласно расчетам, около 500 лет назад [95, 127].

Генотипы 1, 2 и 3 различаются составом белков капсида и патогенетическими свойствами в связи с различиями в промоторной зоне Р6. По некоторым данным, изоляты генотипа 1 чаще встречаются у детей, в то время как у взрослых выявляют вирусы 2 и 3 генотипов [1, 133, 149, 229, 258]. Разница в аминокислотном составе белка УР1 разных штаммов не превышает 4% [95].

Несмотря на генетические различия между штаммами, выделяют один серотип парвовируса человека В19 [99, 138].

1.1.6. Постнатальная и врожденная парвовирусная инфекция

Заболевание, обусловленное парвовирусном В19, является антропоноз-ной инфекцией, которую характеризуют воздушно-капельный, трансфузион-ный и вертикальный пути передачи В19 [274]. Инкубационный период составляет 7-14 дней [85].

В 1981 г. G.R. Serjeant et al. обнаружили, что парвовирус В19 вызывает апластический криз у детей с плоскоклеточной анемией [246], в 1983 г. PV В19 определен как возбудитель инфекционной эритемы [85].

В МКБ-10 выделена нозологическая форма, связанная с PV В19:

В 08.3 Эритема инфекционная (пятая болезнь);

В97.6 Парвовирусы как причина болезней, классифицированных в других рубриках.

Постнатальная парвовирусная инфекция может протекать в острой и прогредиентной форме. Особенностью заболевания является наличие двух сменяющих друг друга периодов клинических проявлений болезни: первый наступает через 7-14 суток после заражения и характеризуется развитием ви-русемии, субфебрильной температурой, умеренным ларингитом, трахеитом, конъюнктивитом. Этот период заболевания продолжается 4-7 суток. Вторая стадия болезни развивается через 16-24 суток после заражения и характеризуется появлением макуло-папулезной сыпи и артралгиями.

Биологические свойства парвовируса и клеточный тропизм определяют широкий спектр клинических проявлений инфекции: бессимптомная форма (в 50% случаев) [169]; клинически выраженная инфекционная эритема (парвовирусная инфекция, «пятая болезнь»), сопровождающаяся сыпыо, умеренным общеинфекционным синдромом, артритами и артралгиями (чаще у взрослых); тяжелая клиническая форма с аплазией красных клеток крови, панцитопенией, развитием апластического криза. Тяжелая форма заболевания развивается преимущественно у лиц с первичными иммунодефицитами различной этиологии [39, 58, 89, 91, 115, 125, 143, 284]. Сродство парвовируса к предшественникам эритроцитов приводит к угнетению эритропоэза [126]. Есть сообщение об уча-

стии парвовируса В19 в развитии миокардита в случае синдрома внезапной детской смерти [88, 214].

В большинстве случаев заболевание протекает как легкое, без осложнений, особенно у детей. Заболеваемость определяют лица в возрасте до 15 лет [39,237].

Парвовирус В19, так же как и вирус краснухи, обладает тератогенным действием. В 1984 г. был впервые описан случай водянки плода, ассоциированной с парвовирусом [104]. В случае заболевания беременной женщины, риск передачи вируса плоду составляет, в среднем, 17-33% [158, 162, 235, 245, 274]. Риск поражения плода наиболее высок в период, который характеризуется развитием кроветворной системы [116, 164, 178] - с 10 до 28 недели геста-ции [8]. Риск гибели плода при внутриутробном инфицировании максимален в первом триместре беременности.

Эксперты ВОЗ показали, что риск гибели плода при заражении парвовирусом женщины в первые 12 недель беременности, на сроке 13-20 недель и после 20 недели - составляет 19, 15 и 6% соответственно [107]. По другим данным при заражении в первые 20 недель беременности потеря плода наблюдалась в 9-14,8% случаев; после 20 недель беременности - в 2,3-12% случаев [121, 158, 206, 223, 238, 239, 264].

А.К. Valeur-Jensen и соавт. полагают, что удельный вес врожденной парво-вирусной инфекции составляет 1,6% от общей заболеваемости PV В19 в межэпидемический период и 14,3% - во время эпидемического подъема [264].

Механизм тератогенного действия парвовируса В19 связан с тканевым тропизмом вируса. PV В19 способен поражать клетки плаценты, так как Р-антиген - основной рецептор для PV В19 - обнаружен на поверхности тро-фобласта, на клетках ворсин хориона [178]. Плацентиты могут приводить к дисфункции плаценты и неблагоприятному исходу беременности в отсутствие заражения плода. Причиной смерти плода в этом случае становится плацентарная недостаточность, при которой у плодов развивается анемия [238].

Показано, что парвовирус В19 способен размножаться в эмбриональных тканях печени, селезенки, клетках сердца и кишечника плода. Вследствие угнетения эритропоэза плода наблюдается анемия с развитием в ряде случаев апластического криза, и гипоксия, которая приводит к дисфункции различных органов плода [238, 244, 274]. Вирусный миокардит плода вызывает нарушение сердечного ритма и может вызвать остановку сердца [132, 234, 284].

Основным клиническим проявлением врожденной парвовирусной инфекции у новорожденного является неиммунная водянка плода.

По данным Е. Miller et al. (1998) при заражении женщины PV В19 между 9-20 неделями беременности, риск развития водянки плода составляет 2,9% [104, 206]. Рассчитанный риск развития водянки при инфицировании плода парвовирусом человека варьирует от 2,9 до 12,5% в зависимости от срока гес-тации; максимум приходится на 17-24 недели [129, 141, 226, 260]. Г.А. Шипулин и соавт. полагают, что в России парвовирусная инфекция является причиной неиммунной водянки плода в 8,9% случаев водянки [75].

Кроме того, врожденная парвовирусная инфекция характеризуется развитием гепатоспленомегалии, серповидной анемии, отставанием в развитии и др. [284]. В целом, PV В19 вызывает глубокую инвалидизацию новорожденных.

1.2. Характеристика эпидемического процесса краснухи и парвовирусной инфекции в РФ и в мире

1.2.1. Эпидемиологические особенности краснухи в довакцинальный период

Краснуха - антропонозная инфекция, передающаяся воздушно-капельным путем. Существенными ее особенностями, определяющими формирование эпидемического процесса, являются: длительное (около трех недель) выделение вируса из носоглотки; наличие большого количества (3070%) инаппарантных форм; невысокая (около 30%) контагиозность [3, 40, 42, 170].

Краснуха не утрачивает своей значимости вследствие повсеместного распространения. Инфекция регистрируется на Европейском, Азиатском континентах, в Америке, Африке, Австралии, странах Океании [6, 47,90,113,193,277].

В условиях естественного распространения краснуха характеризуется 9— 12-летней периодичностью и 3-5-летней цикличностью [26, 57], зимне-весенней сезонностью [25, 28].

На территории России за период наблюдения с 1978 г. отмечали чередование крупных (периодических) (1985-1987, 1999-2001 гг.) и менее крупных (циклических) (1988, 1994, 1998 гг.) подъемов заболеваемости. Максимальный уровень заболеваемости - 399,0 на 100 000 населения (1999 г.) зарегистрирован в эпидемический подъем, начавшийся в 1997 г. [17, 73].

Как и другие воздушно-капельные инфекции, краснуха более интенсивно распространяется в городах с высокой плотностью населения, где за 4-5 лет накапливается значительное количество не иммунных к инфекции лиц [70, 73].

Краснуха как заболевание с невысокой контагиозностыо интенсивнее распространяется в организованных коллективах, в условиях длительного и тесного контакта, как среди детей (ясли, детские сады, школы), так и среди взрослых (колледжи, казармы, тюрьмы и др.) [19, 25, 29, 57].

Эпидемический процесс при краснухе определяется в основном заболеваемостью детского населения, которая в 17-31 раз превышает аналогичный показатель в группе лиц старше 15 лет, что подтверждается многими авторами [17, 21, 25,31, 66,153, 167, 176] и опубликованными данными Федерального ЦГСЭН.

Формирование коллективного иммунитета к краснухе при отсутствии вакцинопрофилактики инфекции имело сходные черты на разных континентах. По данным ВОЗ, 80-90% населения большинства стран мира к 25 годам приобретало антитела к вирусу краснухи [4, 24, 76, 78, 278]. Однако в каждой возрастной группе есть серонегативные к инфекции лица; наибольшую социальную значимость среди них представляют женщины репродуктивного возраста и, в особенности, учитывая выраженное тератогенное действие вируса, -беременные женщины.

По данным Центра по контролю и профилактике заболеваний (Атланта, США) в среднем, в течение 10 лет около 10 ООО беременных женщин переносят краснуху [271].

В России в конце девяностых годов прошлого века число не иммунных к краснухе женщин варьировало в зависимости от региона страны, составляя в среднем 11%, что соответствовало показателям, выявленным в США и Европе в довакцинальный период [15, 167]. По данным Р.Г. Десятсковой и соавт. (1998 г.), 34,6% серонегативные беременные женщины, обследованные в очагах, заболели краснухой, что свидетельствует о реальной опасности заражения не иммунных лиц [15].

1.2.2. Эпидемический процесс парвовирусной инфекции

Инфекция, обусловленная парвовирусом В19, имеет сходные с краснухой клинико-эпидемиологические особенности. Заболевание является антропонозной инфекцией, которую характеризуют воздушно-капельный, трансфузионный и вертикальный пути передачи В19 [274]; ма-куло-папулезная сыпь и респираторный синдром; наличие бессимптомных форм. Инкубационный период составляет 7-14 дней [8]. После перенесенного заболевания сохраняется длительный иммунитет, однако описаны случаи повторного заражения парвовирусом иммунодефицитных лиц [83, 212].

Инфекция имеет широкое распространение во всем мире [65, 142, 212]. Характерны эпидемические подъемы заболеваемости каждые 3-6 лет; зимне-весенняя сезонность [72, 83, 157].

Как и краснуха, парвовирусная инфекция характеризуется невысокой контагиозностыо - вспышки заболевания развиваются в условиях длительного и тесного контакта (семьи, организованные детские и взрослые коллективы) [65,212].

Основная возрастная группа циркуляции парвовируса В19 - дети до 15 лет. Доля лиц, серопозитивных к PV В19, возрастает с 2-10% в возрастной

группе 0-5 лет, до 40-60% у лиц молодого и среднего возраста и до 85% у лиц возрастной группы 60 лет и старше [156, 183, 253].

Учитывая выраженное тератогенное действие вируса, особый интерес представляет определение уровня серопозитивных к PV В19 лиц среди женщин репродуктивного возраста и беременных. По данным различных авторов, до 30-50% женщин репродуктивного возраста серонегативны в отношении PV В19 [83, 157, 264]. Частота инфицирования контактных по парвовирусной инфекции беременных составляет от 1,5 до 13,5% в межэпидемический период и зависит от длительности контакта женщины с источником инфекции. Во время эпидемических подъемов заболеваемости частота инфицирования беременных возрастает в 6-10 раз [83, 140].

Сходные клинические и эпидемиологические особенности затрудняют проведение адекватной первичной диагностики как краснухи, так и парвовирусной инфекции. В этих условиях особую значимость приобретает лабораторное подтверждение первичного диагноза.

1.3. Лабораторная диагностика краснушной и парвовирусной инфекций

1.3.1. Динамика вирусовыделения и формирования специфических антител

Вирус краснухи выделяется со второй половины инкубационного периода, в продромальный период и первые 4 дня болезни в основном из носоглотки [111, 189], в меньшей степени - с мочой. Соответственно, клинические образцы для выделения вируса - отделяемое респираторного тракта, моча. У детей с врожденной краснухой в возрасте до одного месяца частота выделения вируса из пуповинной крови плода, отделяемого носоглотки, конъюнктивы, кишечника, мочи и спинномозговой жидкости достигает 80% и более, к концу первого года жизни снижается до 11%; из хрусталика глаза возможно выделение вируса в течение нескольких лет [64, 122].

Гуморальный и клеточный иммунитет индуцируется против всех 3 структурных белков вируса краснухи [32], однако наиболее выраженной им-муногенной способностью отличается Е1 [109].

При первичной краснухе вирусспецифические 1§М антитела обнаруживаются в крови спустя 4-5 суток после появления сыпи и достигают максимального уровня за 10-14 дней [254]. С течением времени их количество снижается. Спустя 10-12 недель после заболевания они не обнаруживаются в большинстве случаев. Антитела ^в-класса начинают определяться на 2-3 дня позже ^М и сохраняются пожизненно. Способность устойчиво связывать краснушный антиген (авидность) меняется: сначала появляются низкоавидные комплекс которых с АГ краснухи легко разрушается под действием денатурирующих реагентов (мочевина), приблизительно с 28 дня от начала заболевания при первичном инфицировании и в случае реинфекции обнаруживаются высокоавидные [30]. Специфические ^А-антитела на ранней стадии инфекции имеют полимерное строение, по мере выздоровления становятся мономерными молекулами [12, 233]. После перенесенного заболевания в большинстве случаев сохраняется пожизненный иммунитет.

Парвовирус В19 начинает выделяться через 7-14 суток после инфицирования с отделяемым носоглотки и распространяется воздушно-капельным путем. Характерны также трансплацентарный и гемотрансфузионный (с препаратами крови) пути передачи вируса. Период вирусовыделения при острой форме заболевания совпадает с периодом вирусемии, который продолжается 4-7 суток (до появления сыпи). Клинические образцы для выделения вируса -отделяемое респираторного тракта, сыворотка (плазма) крови, лейкоциты периферической крови, синовиальная мембрана, клетки костного мозга, амнио-тическая жидкость или кровь плода. Длительность обнаружения вирусной ДНК зависит от формы заболевания (острая, прогредиентная), а также иммунологического статуса больного, и может колебаться от нескольких дней у иммунокомпетентных лиц до нескольких лет у лиц с первичными и вторичными иммунодефицитами.

Вирусспецифические антитела класса IgM начинают формироваться через 10-12 суток после инфицирования, достигают максимального уровня через 14 суток, циркулируют до 3 месяцев, но могут персистировать до 5 месяцев [84, 280]; в отдельных случаях и более длительное время [216]. В19-специфические IgG определяются с 14-15 дня, достигают максимума на 2528 сутки после инфицирования, сохраняются на протяжении всей жизни. IgA антитела определяются в течение короткого периода после появления клинических симптомов заболевания [142].

1.3.2. Методы лабораторной диагностики краснухи

Для лабораторного подтверждения инфекции могут быть использованы две группы методов: основанные на выявлении вируса, вирусспецифических антигенов или I-IK вируса; основанные на обнаружении вируспецифических антител.

К первой группе относятся: выделение вируса на культуре клеток и последующее его типирование, электронная микроскопия (ЭМ), иммунная ЭМ, иммунофлуоресценция (ИФ), радиоиммунологический анализ (РИА), определенная модификация иммуноферментного анализа (ИФА); молекулярно-генетические методы, такие как РНК-ДНК-гибридизация и полимеразная цепная реакция (ПЦР).

Классические методы выделения вируса краснухи из клинических образцов на чувствительных культурах клеток не нашли широкого применения в связи с длительным периодом адаптации «дикого» вируса к репродукции in vitro, вариабельностью цитодеструктивного действия вируса на клетки. Задача упрощается, если преследуется цель выявления не цельного вириона, а вирусспецифических антигенов.

Первые работы такого рода были проведены N. Schmidt и соавт. [250], которые выявляли краснухоспецифический антиген в культуре клеток RK-13 методом непрямой иммунофлуоресценции. Прямая и непрямая иммунофлуоресценция как методы диагностики и экспресс-диагностики краснушной ин-

фекции применяются в различных модификациях и в настоящее время, в частности с использованием моноклональных антител к структурному белку вируса краснухи El [166, 205, 224].

Наибольшее распространение для индикации возбудителя краснухи получила полимеразная цепная реакция - ПНР (PCR). Первые работы по детекции РНК вируса краснухи в клинических образцах методом PCR появились в конце 1990-х гг. [100, 144, 172]. Чувствительность и специфичность реакции определяется в 87-100% и позволяет идентифицировать весьма незначительные количества генетического материала - от 10 копий кДНК в мл. Эта реакция, как в исходном варианте, так и в модификации real-time (RT-PCR) или с обратной транскрипцией (ОТ-ПЦР), широко используется в вирусологических лабораториях. Метод позволяет проводить постнатальную диагностику инфекции, а также пренатальную и неонатальную диагностику ВК; количественная PCR позволяет оценивать динамику инфекционного процесса у детей с ВК. Возможно использование количественной PCR и для оценки специфической активности противокраснушных вакцин. Подробное описание возможностей использования полимеразной цепной реакции и методологии ее применения представлено в ряде работ [123, 139, 182, 197, 204, 236, 242, 286, 289].

Метод РНК-ДНК-гибридизации позволяет обнаружить РНК вируса краснухи с помощью комплементарного связывания с меченым ДНК-зондом [145], но не применяется в рутинной лабораторной диагностике.

Лабораторные методы определения уровня вирусспецифических антител основаны на детекции различных видов антител в ответ на инфекцию или иммунизацию против нее.

Первым серологическими методами, разработанными и примененными для диагностики краснухи, стали реакция нейтрализации (РН) и реакция связывания комплемента (РСК) [11, 152, 250]. В настоящее время РН используется для подтверждения подлинности вируса. РСК утратила диагностическое значение вследствие трудоемкости и длительного времени постановки реакции, недостаточно высокой чувствительности метода.

Реакция торможения гемагглютинации (РТГА), более простая в выполнении, чем РН, и более чувствительная, чем РСК [254], основана на задержке гемагглютинирующего действия АГ специфической сывороткой. Диагноз подтверждается в случае 4-кратного и более нарастания титра антигемагглютини-нов в парных сыворотках, взятых с интервалом в две недели, причем первую сыворотку крови больного надо отбирать не позднее 10 дня с момента контакта с больным острой краснухой. РТГА можно использовать для диагностики, изучения популяционного иммунитета, а также в качестве референс-теста при разработке других диагностических препаратов. Так же, как РН, РТГА до сих пор является «золотым стандартом» лабораторной диагностики краснухи.

Наиболее чувствительным, специфичным, простым в исполнении является иммуноферментный анализ (ИФА), который позволяет получать результат в течение дня и не требует исследования парных сывороток. Как и РТГА, ИФА признан «золотым стандартом» [55] и имеет множество модификаций [21]. ИФА широко применяется для диагностики как первичной, так и повторной инфекции, а также популяционного иммунитета.

Чувствительность и специфичность метода составляют 99,2 и 100% соответственно [171]. Существуют разные комбинации ИФА тест-систем, например, непрямая ИФА (на подложке - АГ краснухи). Наиболее рекомендуемой в случае исследования на краснуху является вариация «с захватом ^М». В этом случае на подложке - АТ против человека, а реагенты добавляются в следующем порядке: испытуемая сыворотка - антитела, конъю-гированные с ферментом - субстрат для выявления метки [30]. Оценивают реакцию с помощью спектрофотометра. Метод позволяет выявлять антитела классов ^М и ^О, и, кроме того, оценивать авидность ^в-антител. С этой целью измеряется активность антител по отношению к АГ краснухи до и после обработки денатурирующим составом. Индекс авидности выражается в процентах: 30-40% - показатель низкой авидности, свыше 60% - высокой. В настоящее время для серологической лабораторной диагностики краснухи применяются в основном ИФА и РТГА. При сравнении ИФА

сРТГА результаты совпадали в 98,0% случаев [269]. В сомнительных случаях целесообразно применять несколько методов или систему подтверждающих тестов [270].

Методы лабораторной диагностики первичной краснушной инфекции можно разделить также на экспресс-методы и методы ретроспективной диагностики. К экспресс-методам относятся:

- определение вируса или антигена (ПЦР, иммунофлюоресценция);

- определение ^М-антител в одной сыворотке (ИФА);

- определение низкоавидных 1§С-антител (ИФА).

К методам ретроспективной диагностики относятся:

- вирусологический (изоляция вируса в культуре клеток);

- серологические (исследование парных сывороток в ИФА с тест-системами для выявления вирусспецифических антител; РТГА).

Диагностическая значимость маркеров инфекции при постнатальной краснухе для клинических образцов, собранных в разные сроки, представлена в таблице 1.

Диагностика краснухи у беременных включает в себя пренатальный скрининг на ВУИ [189] и дополнительное обследование в случаях заболевания краснухой, контакта беременной с больным краснухой.

Скрининговое обследование проводится для определения уровня 1§0-антител: 15 МЕ/мл и выше является защитным. Если уровень АТ ниже 15 МЕ/мл, а также при отсутствии ^в-антител женщину включают в группу риска [231].

При подозрении на краснуху обязательным является динамическое обследование беременной женщины, больной краснухой или контактировавшей с больным этой инфекцией. Алгоритм такого обследования разработан ННМЦ по надзору за корыо и краснухой [30]. В случае отсутствия в первой сыворотке крови ^М- и ^в-антител к краснухе женщину относят к группе риска и обследуют повторно в конце инкубационного периода (14-21 день).

Таблица 1. Диагностическая значимость маркеров инфекции при постнатальной краснухе для клинических образцов, собранных в разные сроки [51]

Маркер Время сбора образца, при котором вероятность положительного результата теста > 90% Время сбора образца, при котором вероятность положительного результата теста снижается до 50%

^М в сыворотке крови (ИФА) 5 день с момента появления сыпи б недель с момента появления сыпи

1§0 в сыворотке крови (ИФА) 8 день с момента появления сыпи Сохраняются пожизненно

Вирус в носоглоточных соскобах 2 дня до появления сыпи 4 день с момента появления сыпи

Вирус в крови 5 дней до появления сыпи 1 день с момента появления сыпи

В случае обнаружения в крови беременной IgM-антител к вирусу краснухи при первом обследовании, ее предупреждают о наличии риска врожденной патологии плода и назначают повторное серологическое обследование через 10-14 дней после первого. Постановка диагноза на основе однократного выявления IgM к вирусу краснухи в ИФА недопустима вследствие большой вероятности ложноположительного результата из-за присутствия в крови ревматоидного фактора и других белков [87].

При выявлении IgM-антител и сероконверсии IgG-антител к вирусу краснухи в ходе повторного обследовании, беременную информируют о заболевании краснухой, предупреждают о риске развития СВК и назначают третье серологическое обследование, включающее определение индекса авидности IgG-антител. Низкоавидные IgG - показатель острой инфекции, опасной для плода [9, 189]. При оценке полученных результатов серологического обследования беременных женщин учитывается срок беременности в период общения с больным краснухой, период болезни у источника инфекции, длительность общения с больным.

Диагностика СВК. В случае внутриутробного заражения любой вирус взаимодействует с системой «мать - плацента - плод». Собственная иммунная система плода начинает формироваться в печени и костном мозге: на 8-10 нес

деле беременности могут быть выявлены характерные для В- и Т-лимфоцитов маркеры, антигены гистосовместимости; а на 20-24 неделе гестации плод приобретает способность продуцировать антитела [41, 80]. С 12 недели беременности плацента становится проницаемой для ^О-антител матери. Антитела матери ^А- и ^М-классов не способны проходить через гематоплацентарный барьер [58]. Обнаружение у новорожденного ^М-антител к краснухе [9] указывает на внутриутробное заражение этим вирусом.

Созревание иммунного ответа у детей с врожденной краснушной инфекцией происходит замедленно: в течение 3 месяцев после рождения специфические ^М-антитела к краснухе присутствуют у 100% обследованных внутриутробно зараженных детей; в возрасте 18-24 месяцев определяются уже только у 4% детей. Длительно сохраняется персистенция низкоавидных ^О-антител, которые выявляются у большинства детей в возрасте до 15 месяцев и у 40% -до 3 лет [14, 15].

Пренатальная диагностика краснухи у плода может быть целесообразной лишь в тех случаях, когда имеются сомнения в диагнозе у беременной или у нее доказана реинфекция вирусом краснухи. Применяются методы, направленные на обнаружение вируса и вирусиых антигенов, в том числе нуклеиновой кислоты, в амниотической жидкости, биоптатах ворсин хориона и плаценты, крови плода, полученной при кордоцентезе. Рекомендованы ОТ-ПЦР и выделение на культуре клеток [182, 189, 227]. Диагноз врожденной краснухи может быть поставлен при кордоцентезе в случае обнаружения специфических ^М-антител и ^в-антител в титре выше уровня материнских АТ, что свидетельствует о внутриутробном инфицировании (таблица 2). Исследования умерших плодов и новорожденных методом ПНР показало, что в 72,7% случаев краснуха регистрировалась в виде микст инфекции: в сочетаниях с вирусом Эпштейна-Барр (ВЭБ) - 18,2%, с вирусом герпеса человека 6 типа - 18,2%, с цитомегаловирусом (ЦМБ) - 9,1% и одновременно с ВЭБ и ЦМБ - 9,1% [54]. Внутриутробная краснуха может сочетаться с синдромом Дауна [58].

Таблица 2. Диагностическая значимость маркеров инфекции при СВК для клинических образцов, собранных в разные сроки [30]

Маркер Возраст ребенка (мес.) Вероятность выявления маркера(%)

1§М в сыворотке крови (ИФА) 0-3 100

3-6 75

6-12 50

в сыворотке крови (ИФА) 100% в течение первого года жизни в высоком, часто нарастающем титре

Выделение вируса в клинических образцах от новорожденного (ПЦР) 0-1 84

1-4 62

5-8 33

9-12 11

13-24 3

В связи с тем, что сыворотка крови ребенка содержит либо смесь либо только материнские 1§0-антитела, определение индекса авидности считается не информативным для подтверждения диагноза СВК [30].

Обследованию подлежат все дети, рожденные от женщин, у которых во время беременности (независимо от срока) была подтверждена краснуха, а также дети, имеющие следующие пороки:

1. катаракта, врожденная глаукома, врожденный порок сердца, нарушение слуха, пигментная ретинопатия;

2. пурпура, спленомегалия, микроцефалия, умственная отсталость, менин-гоэнцефалит, дефекты формирования костей, желтуха.

1.3.3. Методы лабораторной диагностики парвовирусной инфекции

Для лабораторного подтверждения диагноза инфекционной эритемы, как и при лабораторной диагностике краснухи, могут быть использованы методы, направленные на обнаружение вируса, его антигенов и/или ДНК, а также серологические методы.

Выделение парвовируса В19 in viti'o возможно на первичных культурах клеток человека и обезьян: культуры клеток костного мозга, печени плода, пупо-винной крови, периферической крови, линии мегакариобластных клеток человека МВ-02 и UT-7/Epo-Sl, линии клеток эритроидной лейкемии человека JK-1 и KU812Ep6 [228, 247, 275, 280, 285]. В лабораторной практике метод не применяют следствии трудоемкости и дороговизны клеточных линий и реагентов.

Для детекции ДНК парвовируса человека применяются Western blot и dot-blot гибридизация [208, 249]. В случае прямой гибридизации, обычно в формате slot-blot или dot-blot (точка-пятно), применяются проба полноразмерной вирусной ДНК, меченной 32Р, дигоксигенином или биотином, и хеми-люминесцентные субстраты. Анализ занимает около 30 часов. Чувствительность метода составляет приблизительно 105 копий /мл.

Метод гибридизации in situ позволяет локализовать специфические вирусные нуклеиновые кислоты внутри любых морфологически целых клеток [215, 217]. С помощью этого метода можно исследовать аспират костного мозга у пациентов с апластическим кризом или гипопластической анемией, эмбриональные ткани. Требуется колориметрическая детекция окрашенных продуктов. Чувствительность метода - от 1,5 х Ю5 до 3 х 10'1 копий генома/мл [215]. Применение люминесцентных субстратов в гибридизации in situ позволило повысить чувствительность метода. По некоторым данным чувствительность методов увеличивается в ряду dot-blot-гибридизация - колориметрическая in situ гибридизация - люминесцентная in situ гибридизация [208].

Для обнаружения ДНК PV В19 широко применятся ПЦР. Причем в 2% случаев ДНК PV В19 выявляют у людей с IgM(-)/IgG(-) [88, 185, 186, 249]. Проведение ПЦР исследования предполагает использование плазмы периферической и пуповинной крови, амниотической жидкости, слюны, носоглоточных смывов и мазков из зева. Рекомендуется одновременное применение нескольких пар праймеров, так как не все праймеры могут выявить штаммы парвовируса 3 генотипа [94]. Для решения специальных задач возможно использование усовершенствованного метода ПЦР с защитой гибридизации (PCR-

HP А). Суть метода заключается в инкубировании продуктов ПЦР (праймеры к участку VP1-VP2) вместе с дополнительными пробами, меченными acridinium ester. Учитывают люминесцентный сигнал от акридиниума в люми-нометре. Для детекции вируса этим методом требуется 40 циклов амплификации и НРА. Таким способом может быть обнаружена единственная копия ДНК парвовируса В19 в 10 мкл образца. Время исследования 6 ч.

Серологические методы диагностики парвовирусной инфекции являются основными для постановки диагноза в практических лабораториях. Антитела к PVB19 могут быть определены МФА, РИА, ИФА [82]. Основным серологическим тестом лабораторной диагностики парвовирусной инфекции является иммуноферментный анализ. ИФА на основе реком-бинантных антигенов В19 является стандартным методом определения вирус-специфических антител. С помощью тест-систем с сорбированным на твердую фазу рекомбинантным структурным белком капсида VP2 определяют IgM-антитела, а с белками УР1 и VP2 - IgG-антитела.

Диагностика инфекционной эритемы у беременных При определении IgM-антител в некоторых случаях наблюдается перекрестная реакция в сыворотках, положительных на синдром Paul-Bunnell и со специфическими противокраснушными IgM-антителами [160], особенно при беременности. В последнем случае подтверждающим тестом может служить вестерн-блот RIDA Blot Parvovirus В19.

При определении IgM-антител возможны и ложноотрицательные результаты [219], в связи с чем, при диагностике острой инфекции ряд авторов рекомендуют определять IgM-антитела; УР2-эпитоп специфические IgG в динамике, а также авидность VPl-IgG-антител [179, 251,252].

Диагностика врожденной парвовирусной инфекции Анализ специальной литературы в этом направлении показывает: тактика наблюдения за беременной с установленным диагнозом «острая парвови-русная инфекция» зависит от срока беременности, на котором произошло заражение. В первом триместре применяют УЗИ (скрининг воротникового про-

странства, доплерометрическое исследование венозной гемодинамики) для выявления анемии. На сроке до 20 недель беременности обследование плода следует начинать не позднее 4 недель после заболевания или сероконверсии матери. Если УЗИ показало развитие водянки плода, женщину следует предупредить о возможных последствиях заболевания. Если же нарушений плода не обнаружено, УЗИ продолжают делать с интервалом 1-2 недели. В группе высокого риска рекомендовано еженедельное доплеровское обследование средней церебральной артерии, пика систолической скорости кровотока и кровотока венозного протока [94, 133, 186, 229].

Для лабораторного подтверждения врожденной парвовирусной инфекции рекомендовано выявление ДНК парвовируса В19 в пуповинной крови новорожденного или амниотической жидкости плода [169].

Следует отметить, что в настоящее время отечественные ИФА тест-системы для диагностики инфекционной эритемы отсутствуют. Этот факт, а также отсутствие регистрации заболевания сдерживают осуществление эпидемиологического надзора за инфекцией.

Вместе с тем, лабораторное подтверждение диагноза инфекционной эритемы имеет значение не только в рамках надзора за экзантемными инфекциями в период спорадической заболеваемости краснухой. Выраженное тератогенное действие возбудителя определяет высокую значимость вирусологического надзора за инфекцией, обусловленной парвовирусом В19. В отечественной специальной литературе встречаются единичные исследования, посвященные изучению распространения и методам лабораторной диагностики парвовирусной инфекции.

Изучению этих вопросов посвящена настоящая работа.

Заключение диссертации по теме «Вирусология», Антипова, Анастасия Юрьевна

ВЫВОДЫ

1. Показано, что в период с 2002 по 2011 гг. заболеваемость краснухой в Северо-Западном федеральном округе снизилась до уровня спорадической, что обусловлено высоким (более 95%) уровнем охвата своевременной вакцинацией и ревакцинацией, достигнутым к 2010 г. на всех территориях округа.

2. Установлено, что выделенный в 2011 г. в Санкт-Петербурге изолят вируса краснухи относится к генотипу 1Е и является импортированным из КНР.

3. Доказано, что в условиях спорадической заболеваемости частота лабораторного подтверждения диагноза «краснуха» последовательно снижалась как у больных с первичным диагнозом «краснуха»: с 12% в 2010 г. до 7,5% в 2012 г., так и у больных с экзантемными заболеваниями: с 5,9% в 2010 г. до 1,25% в 2012 г.

4. Установлена необходимость проведения дифференциальной лабораторной диагностики краснухи и парвовирусной инфекции.

5. Впервые показано, что парвовирусная инфекция широко распространена и выявлена в 20,4± 1,9% случаев на 9 территориях Северо-Западного региона; характеризуется очаговой и вспышечной заболеваемостью, однако 46,2% обследованных беременных женщин восприимчивы к заражению РУВ19.

6. Определено, что при лабораторном обследовании больных, подозрительных на парвовирусную инфекцию, использование ПЦР и/или ИФА определяется временем, прошедшим от контакта или начала заболевания.

7. Впервые установлено, что нуклеотидные последовательности восьми изо-лятов парвовируса В19, циркулирующих на территориях Северо-Западного федерального округа в 2010-2011 гг., относятся к генотипу 1 А.

Заключение

Анализ заболеваемости краснухой в СЗФО за последние десять лет убедительно доказывает устойчивое ее снижение до уровня спорадической, вытеснение из циркуляции эндемичного для РФ генотипа 2С. Эти изменения связаны, прежде всего, с высоким (превышающим 95%) уровнем охвата двукратной иммунизацией декретированных контингентов и, как следствие, высоким уровнем серопозитивных лиц, определяемых в иидикаторпых группах населения.

В этих условиях участились случаи ошибочной клинической диагностики краснухи, что свидетельствует о значимости лабораторного подтверждения диагноза, необходимости проведения дифференциальной лабораторной диагностики, в первую очередь с другим инфекционным экзантемным заболеванием - ПВИ.

Результаты проделанной в 2009-2012 гг. работы свидетельствуют о широком распространении ПВИ на Северо-Западе РФ, наличии очаговой и вспышечной заболеваемости в регионе. Установлено, что инфекция обусловлена РУ В19 генотипа А1, эндемичного для территории РФ. На примере двух территорий СЗФО - Санкт-Петербурга и г. Вологды, показано, что около 50% женщин репродуктивного возраста восприимчивы к инфекции.

Оценена возможность использования в диагностике ПВИ двух наиболее распространенных в лабораторной практике диагностических методов - им-му но ферментного анализа (ИФА) и полимеразной цепной реакции (ПЦР); разработан алгоритм их применения для верификации диагноза.

Проделанная работа направлена на совершенствование лабораторной диагностики краснухи и ПВИ и является обоснованием регистрации инфекционной эритемы по форме № 2 «Сведения об инфекционных и паразитарных заболеваниях» федерального государственного статистического наблюдения для определения истинного уровня заболеваемости ПВИ в целях развития эпидемиологического и вирусологического надзора за экзантемными инфекциями в РФ.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Антипова, Анастасия Юрьевна, 2013 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Алимбарова, Л.М. Парвовирусы (Рагусмпс1ае) / Л.М. Алимбарова // Медицинская вирусология: руководство; под ред. Д.К. Львова. - М.: ООО «Медицинское информационное агентство», 2008. - С. 276-284.

2. Анджапаридзе, О.Г. Изучение иммунитета к краснухе среди женщин детородного возраста / О.Г. Анджапаридзе, Г.И. Червонский, Р.Г. Десятскова // Специфическая профилактика кори: сб. науч. тр. -Л., 1970.-С. 274-275.

3. Анджапаридзе, О.Г. Краснуха/ О.Г.Анджапаридзе, Г.И. Червонский.-М., 1975.- 102 с.

4. Анджапаридзе, О.Г. Сероэпидемиология краснухи в СССР / О.Г Анджапаридзе [и др.] // Вопросы вирусологии. - 1972. - Т. 4. - С. 412-418.

5. Балаев, Н.В. Диагностика синдрома врожденной краснухи в современной клинической практике / Н.В. Балаев [и др.] // Журнал инфектоло-гии. - 2010. - Т. 2, № 3. - С. 49.

6. Бектемиров, Т.А. Успехи вакцинопрофилактики кори, краснухи и эпидемического паротита за рубежом / Т.А. Бектемиров // Вакцинация. -2006.-Т. 4 (46).-С. 4-5.

7. Бузицкая, Ж.В. Молекулярно-биологическая характеристика вирусов краснухи, выделенных на территории Санкт-Петербурга: автореф. дис. ... канд. мед. наук / Бузицкая Жанна Валерьевна. - СПб., 2012.22 с.

8. Васильев, В.В. Парвовирусная (В 19У) инфекция у беременных и детей раннего возраста / В.В. Васильев [и др.] // Журнал инфектологии. -2011. - Т. 3, № 4. -С.26-33.

9. Вашукова, С.С. Лабораторная диагностика внутриутробных инфекций у беременных. Алгоритмы тестирования / С.С. Вашукова, Н.Г. Макарова // Лабораторная диагностика инфекционных вирусных

заболеваний: сб. тр. к 10-летию основания СПб ГУЗ «Городской диагностический центр (вирусологический)». - СПб., 2002. - С. 33-53.

10. Взятие, транспортировка, хранение клинического материала для ПЦР-диагностики. Методическое пособие. Справочно-информационное издание ИнтерЛабСервис. - М.: Федеральная служба по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека, ФГУН «Центральный научно-исследовательский институт эпидемиологии», 2010.-34 с.

11. Висницкий, H.H. Разработка технических условий получения крас-нушного диагностикума для РТГА и его использование для диагностики краснухи у беременных / H.H. Висницкий, Ю.П. Рыкушин // Актуальные проблемы диагностики и профилактики кори, эпидемического паротита и краснухи: материалы науч.-практ. конф. - М., 1992. — С. 39-41.

12. ВОЗ. Новости эпидемии. Вакцины против краснухи// Еженедельник эпидемиологии. - 2000. - Т. 75, №20.-С. 161-172.

13. Гланц, С. Медико-биологическая статистика. - М.: Практика, 1999. — 499 с.

14. Десятскова, Р.Г. Использование разработанной ИФА тест-системы для выявления антител к вирусу краснухи в диагностике и сероэпидемио-логических исследованиях / Р.Г. Десятскова // Актуальные вопросы медицинской вирусологии: сб. науч. тр.- Свердловск, 1991.— С. 31-32.

15. Десятскова, Р.Г. Лабораторная диагностика краснухи / Р.Г. Десятскова [и др.] // Краснуха. Синдром врожденной краснухи: информ. сб. (2-е изд., доп.). - М.-СПб.: Pasteur Merieux Connaught., 1998. - С. 7-12.

16. Десятскова, Р.Г. Сравнительное изучение антигенных связей между штаммами вируса краснухи в обычной и кинетической РТГА / Р.Г. Десятскова // Вопросы вирусологии. - 1974. - № 2. - С. 165-169.

17. Жебрун, А.Б. Проблемы контроля инфекционных заболеваний/ А.Б. Жебрун, JI.B. Лялина. - СПб.: «Русь», 2003. - 206 с.

18. Жибурт, Е.Б. Новое в трансфузиологии (на XXVIII Конгрессе Международного общества переливания крови) / Е.Б. Жибурт [и др.]. - Режим доступа: http://www.transfusion.ru/doc/2004-09-03-l.html,- Дата обращения: 26.02.13. - Загл. с экрана.

19. Заргарьянц, А.И. Длительность и напряженность поствакцинального гуморального иммунитета к вирусам кори, паротита и краснухи / А.И. Заргарьянц [и др.] // Эпидемиология и вакцинопрофилактика. -2005.-Т. 5 (24).-С. 15-19.

20. Зверев, В.В. Изменчивость штаммов вирусов краснухи, циркулирующих в г. Москве / В.В. Зверев [и др.] // Актуальные вопросы эпидемиологии инфекционных болезней: сб. науч. тр. РМАПО ГОУ ВУМЦ МЗ РФ.-М., 2002.-Вып. 5.-С. 154-158.

21. Иммуноферментный анализ [пер. с англ.]/ под ред. Т. Нго и Г. Ленхоффа. - М.: Мир, 1988. - 446 с.

22. Инфекционная заболеваемость в Северо-Западном регионе России: аналитический обзор / под ред. А.Б. Жебруна. - СПб.: НИИ эпидемиологии и микробиологии им. Пастера, 1998. - С. 13-15.

23. Инфекционная заболеваемость в Северо-Западном федеральном округе России. Закономерности и особенности эпидемического процесса в современный период: аналитический обзор. - СПб.: Феникс, 2007.215 с.

24. Канторович, P.A. Применение комплексного эпидемиологического и вирусологического анализа краснушной инфекции в целях эпидемиологического контроля за врожденной краснухой / P.A. Канторович [и др.] // Вопросы вирусологии. - 1980. - Т. 1. - С. 103-106.

25. Канторович, P.A. Эпидемиологические и иммунологические исследования краснухи на севере СССР / P.A. Канторович // Вопросы вирусологии. - 1980. - № 2. - С. 191-195.

26. Корь, эпидемический паротит и краснуха. Стратегия по ликвидации кори, эпидемического паротита, краснухи и синдрома врожденной краснухи; контроль над эпидемическим паротитом / ЕЕЗС: рекомендации и доклады консультативного комитета по иммунизации (ККИ) центра по контролю и профилактике болезней. - 1998. - Т. 47, № 8. -С. 1-88.

27. Краснуха / Основные направления профилактики инфекционных и паразитарных заболеваний: материалы X съезда ВНПОЭМП. - М., 2012.-С. 24-25.

28. Краснуха и синдром врожденной краснухи: информ. сб. - М.-СПб.: Pasteur Merieux Connaugth. - 1997. - 64 с.

29. Краснуха: протокол лечения и программа профилактики / О повышении эффективности диагностики, лечения и профилактики краснухи: информационное письмо МЗ РФ №13-01/8-96 от 29.09.1997.- М., 1997.-6 с.

30. Краснуха: эпидемиология, лабораторная диагностика и профилактика в условиях спорадической заболеваемости: аналитический обзор. -СПб.: НИИЭМ им. Пастера, 2010. - 68 с.

31. Лаврентьева, И.Н. Возрастная структура заболеваемости краснухой в г. Санкт-Петербурге / И.Н. Лаврентьева [и др.] // Актуальные вопр. микробиологии, эпидемиологии и иммунологии инфекц. заболеваний: материалы междунар. конф. - Харьков, 1993. - С. 37-39.

32. Львов, Д.К. Семество Togaviridae/ Д.К. Львов, Л.В. Урываев// Медицинская вирусология: руководство; под ред. Д.К.Львова. - М.: ООО «Медицинское информационное агенство», 2008. - С. 217-224.

33. Лялина, Л.В. Влияние двукратной иммунизации на заболеваемость корью, эпидемическим паротитом и краснухой в Северо-Западном федеральном округе России / Л.В. Лялина [и др.] // Инфекция и иммунитет. - 2012. - Т. 2, № 4. - С. 753-756.

34. Лялина, Л.В. Изучение распространенности синдрома врожденной краснухи среди детей с врожденными пороками развития в Санкт-Петербурге / Л.В.Лялина [и др.]// ЭпиНорт. - 2009. - Т. 10, № 1.-С. 6-11.

35. Лялина Л.В. Интенсивность эпидемического процесса краснухи и эффективность вакцинации на территориях с различным уровнем загрязнения атмосферного воздуха / Л.В. Лялина [и др.] // Вестн. мед. акад. им. И.И. Мечникова. - 2006. - № 2. - С. 42^3.

36. Малкова, Е.М. Маркеры краснухи у новорожденных детей в раннем неонатальным периоде и их матерей / Е.М. Малкова [и др.] // WWW.MEDLINE.RU.- Т. 9, ст. 28.- С. 312-322.- Режим доступа: http://www.medline.ru/public/pdf9_028.pdf. - Дата обращения: 26.02.13.-Загл. с экрана.

37. Мамаева, Т.А. Национальная лабораторная сеть Российской Федерации по диагностике кори и ее роль в выполнении программы ВОЗ по ликвидации кори / Т.А. Мамаева [и др.] // Здоровье населения и среда обитания. - 2007. -№11(176). - С. 4-7.

38. Маниатис, Т. Методы генетической инженерии. Молекулярное клонирование / Т. Маниатис, Э. Фрич, Дж. Сэмбрук // пер. с англ. под ред. акад. A.A. Баева и д-ра биол. наук К.Г. Скрябина. - М.: Мир, 1984. -479 с.

39. Матвеев, В.А. Клинико-лабораторная характеристика В19 парвови-русной инфекции / В.А. Матвеев [и др.] // Инфекционные болезни. -2008.-Т. 6, №3.-С. 33-37.

40. Михеева, И.В. Иммуноструктура к краснухе детей второго года жизни/ И.В. Михеева [и др.]// Актуальные вопросы эпидемиологии инфекционных болезней: сб. науч. тр. РМАПО ГОУ ВУМЦ МЗ РФ. - М., 2002.-Вып. 5.-С. 209-211.

41. Носик, H.H. Лабораторная диагностика вирусных инфекций/ H.H. Носик, В.Т. Стаханова // Клин, микробиология и антимикроб, химиотерапия. - 2000. - Т. 2, № 2. - С. 70-78.

42. Носов, С.Л. Краснуха / С.Л. Носов // Руководство по инфекционным болезням у детей. - М., 1980.-С. 196-206.

43. О совершенствовании акушерско-гинекологической помощи в амбула-торно-поликлинических учреждениях: Приказ МЗ РФ № 50 от 10.02.2003.- 55 с.- Режим доступа: http://www.webapteka.ru/phdocs/ doc4528.html. - Дата обращения: 01.03.2013. - Загл. с экрана.

44. Об утверждении технического регламента о требованиях безопасности крови, ее продуктов, кровезамещающих растворов и технических средств, используемых в трансфузионно-инфузионной терапии (с изменениями от 12 октября 2010 г.): Постановление Правительства РФ от 26 января 2010 г. № 29 (ред. от 04.09.2010) (Собрание законодательства Российской Федерации, 2010, № 5, ст. 536). - 31 с.

45. Обновленная приверженность достижению к 2015 г. целей элиминации кори и краснухи и профилактики синдрома врожденной краснухи в Европейском регионе ВОЗ. - ВОЗ, 2010.-11 с.

46. Общая и частная вирусология / под ред. В.М. Жданова, С.А. Гайдамович. - М.: Медицина, 1986. - Т. 2. - С. 49-95.

47. Онищенко, Г.Г. Актуальные вопросы обеспечения санитарного и эпидемического благополучия населения Российской Федерации / Г.Г. Онищенко // Материалы к докладу Главного государственного санитарного врача Российской Федерации на IX Всероссийском съезде научно-практического общества эпидемиологов, микробиологов и паразитологов. - М., 2007. - 102 с.

48. Парвовирус В19/ Лабораторная диагностика инфекций.- С. 262264. - Режим доступа: http://laboratory.rusmedserv.com/files/26_Infekcii. pdf. - Дата обращения: 16.02.13. - Загл. с экрана.

49. Петрова, И.Д. Клиническое, серологическое и молекулярно-биологическое исследование краснухи в Новосибирске в 2006 году / И.Д.Петрова [и др.]// Инфекционные болезни.- 2007.- №3.-С. 16-19.

50. Профилактика инфекционных болезней. Организация и проведение серологического мониторинга состояния коллективного иммунитета к инфекциям, управляемым средствами специфической профилактики (дифтерия, столбняк, коклюш, корь, краснуха, эпидемический паротит, полиомиелит, гепатит В): МУ 3.1.2943-11.- Взамен МУ 3.1.1760-03; введ. 15-07-2011.-М.: Роспотребнадзор, 2011. -9 с.

51. Профилактика инфекционных заболеваний. Инфекции дыхательных путей. Эпидемиологический надзор за врожденной краснухой: МУ 3.1.2.2356-08.- Введ. впервые; введ. 01-07-2008.- М.: Роспотребнадзор, 2008.-36 с.

52. Профилактика кори, краснухи и эпидемического паротита: СП 3.1.2952-11.- Взамен СП 3.1.2.1176-02; введ. 20-12-2011. - М.: Государственные санитарно-эпидемиологические правила и нормативы, 2012. - 11 с. - Режим доступа: http://www.rg.ru/201 l/12/09/kor-dok.html

53. Рекомендуемые стандарты ВОЗ по надзору за отдельными болезнями, предотвратимыми вакцинацией. - ВОЗ, 2003. - 60 с.

54. Рогушина, H.JI. Выявление маркеров врожденной краснухи в группе умерших плодов и новорожденных / Н.Л. Рогушина [и др.] // Журнал инфектологии. - 2010. - Т. 2, № 3. - С. 150.

55. Руководство по лабораторной диагностике кори и краснухи. Вторая редакция.- 2005.- 115 с.- Режим доступа: http://www.who.int/ immunization_monitoring/LabManualFinalRussianV.pdf. - Дата обращения: 26.02.13. - Загл. с экрана.

56. Руководство по организации эпидемиологического надзора за корью и врожденной краснушной инфекцией в Европейском регионе ВОЗ. -Женева, 2003.-80 с.

57. Русанова, A.K. Эпидемиологическая характеристика краснухи в условиях крупного города: автореф. дис. ... канд. мед. наук / А.К. Русанова. -Л., 1981.-15 с.

58. Семериков, В.В. Краснуха / В.В. Семериков [и др.]. - Пермь-СПб-М.: ИПК «Звезда», 2002. - 175 с.

59. Семериков, В.В. Предпосылки и условия элиминации краснухи в России / В.В. Семериков [и др.] // Инфекция и иммунитет. - 2012. - Т. 2, № 1-2: Итоги и перспективы обеспечения эпидемиологического благополучия населения Российской Федерации: материалы X съезда Всерос. науч.-практ. о-ва эпидемиологов, микробиологов и паразитологов.-С. 519-520.

60. Скрининг донорской крови на гемотрансмиссивные инфекции: рекомендации. ВОЗ.- 2010.- 85 с.- Режим доступа: http://www.who. int/bloodsafety/publications/ScreeningblooddonationsRU.pdf. - Загл. с экрана.

61. Стратегический план Европейского региона ВОЗ 2005-2010 гг. - ВОЗ, 2005.-31 с.

62. Сухобаевская, Л.П. Альтернативная клеточная культура для совершенствования технологии производства краснушной вакцины / Л.П. Сухобаевская [и др.] // Вирусные инфекции на пороге XXI века: эпидемиология и профилактика: материалы науч. конф. с междунар. участием, посвященной 200-летию BMA. - СПб., 1999. - С. 220-221.

63. Таточенко, В.К. Политика ВОЗ в отношении вакцинации против краснухи / В.К. Таточенко // Вакцинация. Новости вакцинопрофилактики: информационный бюллетень. - М., 1999. - Т. 1. - С. 8.

64. Тимаков, В.Д. Врожденная краснуха / В.Д. Тимаков, В.А. Зуев // Медленные инфекции. -М.: Медицина, 1977. - С. 79-93.

65. Тихонова, Н.Т. Оценка распространения парвовирусной инфекции в Москве / Н.Т. Тихонова [и др.] // Информационное письмо Комитета здравоохранения г. Москвы. - М., 2004. - № 11. - 12 с.

66. Тихонова, Н.Т. Состояние противокраснушного иммунитета у лиц разного возраста, в том числе беременных и привитых против этой инфекции / Н.Т. Тихонова [и др.] // Информационное письмо Комитета здравоохранения г. Москвы. - М., 2001. - № 2. - 8 с.

67. Тихонова, Н.Т. Элиминация кори в Российской Федерации/ Н.Т. Тихонова [и др.] // Развитие научных исследований и надзор за инфекционными заболеваниями: материалы междунар. конф.; под ред. А.Б. Жебруна. - СПб.: ФГУН НИИЭМ имени Пастера Роспотребнад-зора, 2010.-С. 80.

68. Тюников, Г.И. Генотипирование вируса краснухи, циркулирующего на территории Западной Сибири России в эпидемический период 20042006 гг. / Г.И. Тюников [и др.] // Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. - 2007. - № 6. - С. 26-29.

69. Фельдблюм, И.В. Эпидемиология, социальная и экономическая значимость синдрома врожденной крснухи в Пермском крае / И.В. Фельдблюм [и др.] // Развитие научных исследований и надзор за инфекционными заболеваниями: материалы междунар. конф.; под ред. А.Б. Жебруна. - СПб.: ФГУН НИИЭМ имени Пастера Роспотребнад-зора, 2010. -С.81.

70. Филатов, H.H. Социально-гигиенический мониторинг и эпидемиологический надзор в условиях Москвы / H.H. Филатов, И.Л. Шаханина, Н.И. Брико; под ред. акад. РАМН, проф. В.И. Покровский. - М.: Эко-план, 2001.-С. 146-151.

71. Филатова, Е.В. Определение маркеров парвовируса В19 в крови доноров / Е.В. Филатова [и др.] // Журнал микробиологии. - 2010. - № 5. -С. 67-70.

72. Цвиркун, О.В. Клинико-эпидемиологические особенности вспышки инфекционной эритемы / О.В. Цвиркун [и др.] // Эпидемиология и вакцинопрофилактика. - 2005. - № 2. - С. 21-25.

73. Цвиркун, О.В. Характеристика эпидемического процесса краснушной инфекции на современном этапе / О.В. Цвиркун [и др.] // Теоретические и практические аспекты элиминации кори: сб. науч. тр. - М., 2005.-С. 157-159.

74. Цинзерлинг, В.А. Перинатальные инфекции (Вопросы патогенеза, морфологической диагностики и клинико-морфологических сопоставлений): практ. рук. / В.А. Цинзерлинг, В.Ф. Мельникова. - СПб., 2002.-352 с.

75. Шипулин, Г.А. Неиммунная водянка плода: диагностика и тактика/ Г.А. Шипулин [и др.] // Акушерство и гинекология. - 2009. - № 2. -С. 37-40.

76. Экономическая эффективность вакцинопрофилактики. Методические указания: МУ.3.3.1878-04. - Введен впервые; введ. 04-03-2004.- М.: Федеральный центр Госсанэпиднадзора Минздрава России, 2004. -24 с.

77. Элижбаева, М.А. Выявление парвовируса В19 в крови российских доноров / М.А. Элижбаева [и др.] // Гематология и трансфузиология. -2011.-Т. 56, № 2. - С. 10-13.

78. Юминова, Н.В. Диагностика краснухи в Российской Федерации / Н.В. Юминова // Вакцинация. Новости вакцинопрофилактики: информационный бюллетень. - 2004. - Т. 6, № 36. - С. 3-6.

79. Яшина, JI.H. Анализ геномов двух изолятов вируса краснухи из вспышек 2004-2005 гг. в Западной Сибири / Л.Н. Яшина [и др.] // Вопросы вирусологии. - 2007. - № 2 - С. 16-19.

80. Alford, С.А. Rubella: infectious diseases of the fetus and newborn infants / C.A. Alford.-Philadelphia, 1976.-P. 71-106.

81. Amand, St. Identification and characterization of a family of 11-kDa proteins encoded by human parvovirus В19 / St. Amand, J. Astell, C.R. Astell//Virology.- 1993.-Vol. 192.-P. 121-131.

82. Anderson, L.J. Detection of antibodies and antigens of human parvovirus B19 by enzyme-linked immunosorbent assay / L.J.Anderson [et al.]// J. Clin. Microbiol. - 1986. - Vol. 24. - P. 522-526.

83. Anderson, L.J. Risk of infection following exposures to human parvovirus B19 / L.J.Anderson [et al.]// Behring Inst. Mitt.- 1990.- Vol. 85.-P. 60-63.

84. Anderson, M.J. Experimental parvovirus infection in humans / M.J. Anderson [et al.] // J. Infect. Dis. - 1985. - Vol. 152. - P. 257-265.

85. Anderson, M.J. Human parvovirus, the cause of erithema infectiosum (fifth disease)? / M.J. Anderson [et al.] // Lancet. - 1983. - Vol. 321. - P. 1378.

86. Anisimova, M. Approximate likelihood ratio test for branchs: a fast, accurate and powerful alternative / M. Anisimova, O. Gascuel // Syst. Biol. -2006. - Vol. 55, N 4. - P. 539-552.

87. Atreya, C.D. Rubella virus P90 associated with cytokinesis regulatory protein Citron-k kinase and the viral infection and constitutive expression of 90 protein both induce cell cycle arrest following S phase in the cell culture/ C.D. Atreya, S. Kulkarni, K.V. Mohan// Arch. Virol. - 2004. - Vol. 149, N 4. - P. 779-789.

88. Baasner, A. PCR-based diagnosis of Enterovirus and Parvovirus B19 in paraffin-embedded heart tissue of children with suspected sudden infant death syndrome/ A. Baasner [et al.]// Lab. Invest. - 2003.- Vol. 83.-P.1451—1455.

89. Bailey, J.M. Parvovirus B19 presenting with severe sepsis in a previously healthy 25-year-old female / J.M. Bailey // J. Am. Board Fam. Med. -2006.-Vol. 19, N3.-P. 317-319.

90. Banatlava, J.E. Rubella / J.E. Banatlava, D.W.G. Brown // Lancet. - 2004. -Vol. 363.-P. 1127-1137.

91. Bardeletti, G. Rubella virus maturation and production in two host cell systems/ G. Bardeletti, J. Tektoff, D. Gautheron// Intervirology. - 1979.-Vol. 11, N2.-P. 97-103.

92. Baron, M.D. Intracellular transport of rubella virus structural proteins expressed from cloned cDNA / M.D. Baron, T. Ebel, M. Suomalainen // J. Gen. Virol. - 1992. - Vol. 73. - P. 1073-1086.

93. Baron, M.D. Oligomerization of the structural proteins of rubella virus/ M.D. Baron, K. Forsell // Virology. - 1991. - Vol. 185. - P. 811-819.

94. Baylis, S.A. Evaluation of different assays for the detection of parvovirus B19 DNA in human plasma / S.A. Baylis, N. Shah, Ph.D. Minor // J. Virol. Methods.-2004.-Vol. 121, N 1.-P. 7-16.

95. Baylis, S.A. Standardization of nucleic acid amplification technique (NAT)-based assays for different genotypes of parvovirus B19: a meeting summary/ S.A. Baylis // Vox Sanguinis. - 2008. - Vol. 94. - P. 74-80.

96. Beersma, M.F.C. Parvovirus B19 viral loads in relation to VP1 and VP2 antibody responses in diagnostic blood samples / M.F.C. Beersma [et al.] // J. Clin. Virol. - 2005. - Vol. 34. - P. 71-75.

97. Best, J.M. Rubella / J.M. Best, J.E. Banatvala // Principles and practice of clinical virology; ed. by A.J. Zuckerman, J.E. Banatvala, R. Pattison. -2nd ed. - Chichester John Wiley and Sons Ltd., 1990. - P. 337-374.

98. Best, J.M. Rubella virus strains show no major antigenic differences / J.M. Best [et al.] // Intervirology. - 1992. - Vol. 4. - P. 164-168.

99. Blumel, J. Characterization of Parvovirus B19 Genotype 2 in KU812Ep6 Cells / J. Blumel [et al.] // J. Virol. - 2005. - Vol. 79, N 22. - P. 1419714206.

100. Boshia, T.J. PCR for detection of rubella virus RNA in clinical samples/ T.J. Boshia [et al.] // J. Clin. Microbiol. - 1995. - Vol. 33, N 3. - P. 10751079.

101. Botto, S. Detection of PARV4, genotypes 1 and 2, in healthy and pathological clinical specimens / S. Botto [et al.] // New microbiol. - 2009. -Vol. 32.-P. 189-192.

102. Brown, K.E. Resistance to Parvovirus B19 infection due to lack of virus receptor (erythrocyte P antigen) / K.E. Brown [et al.] // N. Engl. J. Med. -1994.-Vol. 330, N 17.-P. 1192-1196.

103. Brown, K.E. Simian parvovirus infection: a potential zoonosis / K.E. Brown [etal.]//J. Infect. Dis.-2004.-Vol. 190.-P. 1900-1907.

104. Brown, T. Intrauterine parvovirus infection associated with hydrops fetalis / T. Brown [et al.] // Lancet. - 1984. - Vol. 2. - P. 1033-1034.

105. Butchko, A.R. Comparison of three commerciale available serologic assays used to detect human parvovirus В19 specific immunoglobulin M (IgM) and IgG antibodies in sera of pregnant women/ A.R. Butchko, J.A. Jordan // J. Clin.Microbiol. - 2004. - Vol. 42. - P. 3191-3195.

106. Castresana, J. Selection of conserved blocks from multiple alignments for their use in phylogenetic analysis / J. Castresana // Mol. Biol. Evol. -2000. - Vol. 17, N 4. - P. 540-552.

107. Centres for Disease Control. Current trends risks associated with human parvovirus В19 infection// MMWR Morb Mortal WKLY Rep. - 1989. -Vol.38, N6.- P. 81-88, 93-97.- Режим доступа: http://www.cdc.gov/ mmwr/preview/mmwrhtml/00001348.htm. - Загл. с экрана.

108. Chan, P.K.S. Parvovirus B19 associated hydrops foetalis: the first confirmed case in Hong Kong / P.K.S. Chan [et al.] // HKMJ. - 1998. - Vol. 4, N3.-P. 321-323.

109. Chaye, H.H. Cellular and humoral immune responses to rubella virus structural proteins El, E2 and С / H.H. Chaye [et al.] // J. Clin. Virol. - 1992. -Vol. 30, N9.-P. 2323-2329.

110. Chaye, H.H. Localization of the virus neutralizing and hemagglutinin epitopes of El glycoprotein of rubella virus / H.H. Chaye [et al.] // Virology. -1992.-Vol. 189.-P. 483-492.

111. Chen, M.H. Rubella virus capsid protein modulates viral genome replication and virus infectivity / M.H. Chen, J.P. Icehogle // J. Virol. - 2004. -Vol. 78, N8.-P. 4314—4322.

112. Chen, Zh. Molecular characterization of human parvovirus B19 genotypes 2 and 3 / Zh. Chen [et al.] // Virology. - 2009. - Vol. 394. - P. 276-285.

113. Cherry, J.D. The «new» epidemiology of measles and rubella/ J.D. Cherry//Hosp. Practice. - 1980.-Vol. 15.-P. 49-57.

114. Chevenet, F. TreeDyn: towards dynamic graphics and annotations for analyses of trees / F. Chevenet [et al.] // BMC Bioinformatics. - 2006. -Vol. 10, N7.-P. 439.

115. Chisaka, H. Clinical manifestations and outcomes of parvovirus B19 infection duting pregnancy in Japan/ H. Chisaka [et al.]// Tohoku J. Exp. Med. - 2006. - Vol. 209. - P. 277-283.

116. Chisaka, H. Parvovirus B19 and the pathogenesis of anemia/ H. Chisaka [et al.] // Rev. Med. Virol. - 2003. - Vol. 13. - P. 347-359.

117. Christensen, J. A novel cellular site-specific DNA-binding protein cooperates with the viral NS1 polypeptide to initiate parvovirus DNA replication / J. Christensen, S.F. Cotmore, P. Tattersall // J. Virol. - 1997. - Vol. 71. -P. 1405-1416.

118. Clarke, D.M. Expression of rubella virus cDNA coding for the structural proteins / D.M. Clarke [et al.] // Gene. - 1988. - Vol. 65. - P. 23-30.

119. Clarke, D.M. Nucleotide sequence and in vitro expression of rubella virus 24S subgenomic messenger RNA encoding the structural proteins El, E2, and C / D.M. Clarke [et al.] // Nucleic Acids Res. - 1987. - Vol. 15, N 7. -P. 3041-3056.

120. Claus, C. Rubella virus pseudotypes and cell-cell fusion assay as tools for functional analysis of the rubella virus E2 and El envelope glycoproteins / C. Claus [et al.] // J. Gen. Virol. - 2006. - Vol. 87. - P. 3029-3037.

121. Cohen, B. Parvovirus B19: en expanding spectrum of disease/ B. Cohen// BMJ.- 1995.-Vol. 311.-P. 1549-1552.

122. Cooper, L.Z. Clinical manifestations of postnatal and congenital rubella / L.Z.Cooper, S. Krugman// Arch. Ophthalmol.- 1967.- Vol. 77.-P. 434-439.

123. Cooray, S. Improved RT-PCR for diagnosis and epidemiological surveillance of rubella / S. Cooray, L. Warrener, L. Jin // J. Clin. Virol. - 2006. -Vol. 35, N 1.-P. 73-80.

124. Corboba, P. Neutralizing monoclonal antibody to the El glycoprotein epi-topeof rubella virus mediates virus arrest in vero cells / P. Corboba [et al.] // Viral. Immunol.-2000.-Vol. 13, N l.-P. 83-92.

125. Corcioli, F. Human parvovirus PARV4 DNA in tissues from adult individuals: a comparison with human parvovirus В19 (В 19V) / F. Corcioli [et al.] // Virol. J.- 2010.- Vol.7.- P. 272.- Режим доступа: http://www. virologyj.com/content/7/1/272 568 -1. -Загл. с экрана.

126. Corcoran, A. Advances in the biology, diagnosis and host-pathogen interactions of parvovirus В19/ A. Corcoran, S. Doyle // J.Med. Microbiol.-2004. - Vol. 53. - P. 459-475.

127. Corcoran, C. Genetic variants of Human Parvovirus В19 in South Africa: cocirculation of three genotypes and identification of a novel subtype of genotype 1 / C. Corcoran [et al.] // J. Clin. Microbiol. - 2010. - Vol. 48, N l.-P. 137-142.

128. Cossart, Y.E. Parvovius-like particles in human sera/ Y. E. Cossart [et al.] // Lancet. - 1975.-Vol. 1,N7898.-P. 72-73.

129. Cubel, R.C. Human parvovirus В19 infection and fetal hydrops fetalies in Rio de Janeiro, Brazil / R.C. Cubel [et al.] // Mem. Inst. Oswaldo Cruz. -1996.-Vol. 91.-P. 147-151.

130. Dereeper, A. BLAST-EXPLORER helps you building datasets for phyloge-netic analysis / A. Dereeper [et al.] // BMC Evol. Biol. - 2010. - Vol. 12, N 10.-P. 8.

131. Dereeper, A. Phylogeny.fr: robust phylogenetic analysis for the non-specialist/ A. Dereeper [et al.]// Nucleic Acids Res. - 2008.- Vol.36 (Web Server issue): W 465-469.

132. De Jong, E.P. Parvovirus В19 infection in pregnancy/ E.P. de Jong [et al.] // J. Clin. Virol. - 2006. - Vol. 36. - P. 1-7.

133. De Mendon9a, M.C.L. Genotyping of human parvovirus B19 in clinical samples from Brazil and Paraguay using heteroduplex mobility assay, single-stranded conformation polymorphism and nucleotide sequencing / M.C.L. de Mendon9a [et al.] // Mem. Inst. Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro, 2011.-Vol. 106, N4.-P. 502-504.

134. Doerig, C. Nonstructural protein of parvoviruses B19 and minute virus of mice controls transcription/ C. Doerig [et al.] // J.Virol.- 1990.-Vol. 64.-P. 387-396.

135. Dorsch, S. The VP1- unique region of parvovirus B19: amino acid variability and antigenic stability / S. Dorsch [et al.] // J. Gen. Virol. - 2001.-Vol. 82.-P. 191-199.

136. Duncan, R. RUBV capsid protein induces apoptosis in transfected RK 13 cells / R. Duncan [et al.] // Virology. - 2000. - Vol. 275. - P. 20-29.

137. Edgar, R.C. MUSCLE: multiple sequence alignment with high accuracy and high throughput / R.C. Edgar // Nucleic Acids Res. - 2004. - Vol. 32, N5.-P. 1792-1797.

138. Ekman, A. Biological and immunological relations among Human Parvovirus B19 genotypes 1 to 3 / A. Ekman [et al.] // J. Virol. - 2007. - Vol. 81, N 13.-P. 6927-6935.

139. Enders, G. Fetal infections / G. Enders// Prenatal- and Geburtsmedizim: DCM Drug Center. - 1998. - P. 76-82.

140. Enders, M. Current epidemiological aspects of human parvovirus B19 infection during pregnancy and childhood in the western part of Germany / M. Enders, A. Weidner, G. Enders // Epidemiol. Infect. - 2007. -Vol. 135.-P. 563-569.

141. Enders, M. Fetal morbidity and mortality after acute human parvovirus B19 infection in pregnancy: prospective evaluation of 1018 cases / M. Enders [et al.] //Prenat. Diagn.-2004.-Vol. 24.-P. 513-518.

142. Erdman, D.D. Human parvovirus B19 specific IgG, IgA, and IgM antibodies and DNA in serum specimens from persons with erythema infectiosum / D.D. Erdman [et al.] // J. Med. Virol. - 1991. - Vol. 5. - P. 110-115.

143. Ergas, D. Pure red blood cell aplasia associated with Parvovirus B19 infection in large granular lymphocyte leukemia / D. Ergas, P. Resnitzk, A. Ber-rebi // Blood. - 1996. - Vol. 87. - P. 3523-3524.

144. Feng, Y. Application of new assays for rapid confirmation and genotyping of isolates of rubella virus / Y. Feng [et al.] // J.Med. Virol. - 2011,-Vol. 8.-P. 170-177.

145. Filipenko, D. In situ detection of rubella RNA and antigens in cultured cells / D. Filipenko, T. Hobman, A. MacDonald // J. Med. Virol. - 1988. -Vol. 22, N 1. - P. 109-118.

146. Fontana, J. Three-dimensional structure of Rubella virus factories/ J. Fontana [et al.] // Virology. - 2010. - Vol. 405, N 2. - P. 579-591.

147. Forng, R.J. Identification of the Rubella virus nonstructural proteins/ R.J. Forng, T.K. Frey // Virology. - 1995. - Vol. 206. - P. 843-853.

148. Forng, R.J. Mutations in the retinoblastoma protein-binding LXCXE motif of rubella virus putative replicase affect virus replication / R.J. Forng, C.D. Atreya // J. Gen. Virol. - 1999. - Vol. 80. - P. 327-332.

149. Freitas, R.B. Molecular characterization of human erythrovirus B19 strains obtained from patients with several clinical presentations in the Amazon region of Brazi/ R.B. Freitas [et al.] // J.Clin. Virol. - 2008.- Vol. 43.-P. 60-65.

150. Frey, T.K. Molecular biology of rubella virus / T.K. Frey// Adv. Virus Res. - 1994. - Vol. 44. - P. 69-160.

151. Frey, T.K. Sequence of the region coding for virions proteins C and E2 and the carboxy terminus of the nonstructural proteins of rubella virus: comparison with alphaviruses / T.K. Frey, L.D. Marr // Gene. - 1988. - Vol. 62. -P. 85-99.

152. Furesz, J. A micro tissue 124 culture test for titration and neutralization of rubella virus / J. Furesz, P. Moreau, W.A. Varosh // Can. J. Microbiol. -1969.-Vol. 15.-P. 67-71.

153. Galazka, A. Rubella in Europe / A. Galazka// Epidemiol. Infect. - 1991. -Vol. 107.-P. 43-54.

154. Garbutt, M. Role of rubella virus domains in assembly of virus-like particles/ M. Garbutt [et al.] //J. Virol. - 1999. - Vol. 73. - P. 3524-3533.

155. Gigler, A. Generation of neutralizing human monoclonal antibodies against Parvovirus B19 proteins/ A. Gigler [et al.] // J. Virol. - 1999. - Vol. 4. -P. 1974-1979.

156. Gilbert, N.L. Seroprevalence of parvovirus B19 infection in daycare educators/ N.L.Gilbert [et al.]// Epidemiol. Infect.- 2005.-Vol. 133.-P. 299-304.

157. Gillespie, S.M. Occupational risk of human parvovirus B19 infection for school and day-care personnel during an outbreak of erythema infectiosum / S.M.Gillespie [et al.] // J.Am. Med. Assoc. - 1990.- Vol.263, N 15.-P.2061-2065.

158. Gratacos, E. The incidence of human parvovirus B19 infection during pregnancy and its impact on perinatal outcome / E. Gratacos [et al.] // J. Infect. Dis.- 1995.-Vol. 171.-P. 1360-1363.

159. Gregg, N.M. Congenital cataract following German measles in the mother/ N.M. Gregg // Trans. Ophthalmol. Soc. Aust. - 1941. - Vol. 3. - P. 35-46.

160. Gray, J.J. Human parvovirus B19 serology with recombinant VP1 and VP2 antigens: diagnosis of acute infections by detecting B19-specific IgM and IgA antibodies / J.J.Gray [et al.]// Clin. Diagn. Virol. - 1994.- Vol.2, Iss. 6.-P. 331-341.

161. Guindon, S. A simple, fast, and accurate algorithm to estimate large phy-logenies by maximum likelihood / S. Guindon, O. Gascuel // Syst. Biol. -2003. - Vol. 52, N 5. - P. 696-704.

162. Harger, J.H. Prospective evaluation of 618 pregnant women exposed to parvovirus B19: risks and symptoms / J.H. Harger [et al.] // Obstet. Gynecol. -1998.-Vol. 91. -P. 413-420.

163. Heegard, E.D. Human parvovirus B19 / E.D. Heegard, K.E. Brown // Clin. Microbiol. Rev. - 2002. - Vol. 15, N 3. - P. 485-505.

164. Heegaard, E.D. Prevalence of parvovirus B19 and parvovirus V9 DNA and antibodies in paired bone marrow and serum samples healthy individuals / E.D. Heegaard [et al.] // J. Clin. Microbiol. - 2002. - Vol. 40. - P. 933-936.

165. Hemauer A., Sequence variability among different parvovirus B19 isolates / A. Hemauer [et al.] // J. Gen. Virol. - 1996. - Vol. 77. - P. 1782-1785.

166. Hemmila, I. Time-resolved fluorometric immunoassays/ I. Hemmila, G. Lanthanides // Scand. J. Clin. Lab. Invest. - 1988. - Vol. 48. - P. 389400.

167. Herrmann, K.L. Rubella in the United States / K.L. Herrmann // Epidemiol. Infect. - 1991.-Vol. 107.-P. 55-61.

168. Hobman, T.C. In vitro and in vivo expression of rubella virus glycoprotein E2: the signal peptide is contained in the C-terminal region of capsid protein/ T.C. Hobman, S. Gillam//Virology. - 1989. - Vol. 173. - P. 241-250.

169. Hokynar, K. Tissue persistence and prevalence of B19 virus types 1-3 / K. Hokynar [et al.] // Future Virology. - 2007. - Vol. 2, N 4. - P. 377-388.

170. Horstmann, D.M. Rubella: the challenge of its control / D.M. Horstmann // Rev. Infect. Dis. - 1971. - N 123. - P. 640-654.

171. Horvant, L. Rubella antibody screening / L. Horvant, W. Lebar // Abstr. Annu. Meet. Amer. Soc. Microbiol.; 87th Atlanta; Washington, 1987. -P. 364.

172. Ho-Terry, L. Diagnosis of fetal rubella virus infection by polymerase chain reaction / L. Ho-Terry, G.M. Terry, P. Londesborough // J. Gen. Virol. -1990.-Vol. 71.-P. 1607-1611.

173. Ho-Terry, L. Rubella virus polypeptides / L. Ho-Terry, A. Cohen// Arch. Virol. - 1982. - Vol. 72, N 1-2. - P. 47-54.

174. Hubschen, J.M. Phylogenetic analysis of human parvovirus В19 sequences from eleven different countries confirms the predominance of genotype 1 and suggests the spread of genotype 3b / J.M. Hubschen [et al.] // J. Clin. Microbiol. - 2009. - Vol. 47, N 11. - P. 3735-3738.

175. Huppertz, H.E. Susceptibility of normal human joint tissue to viruses/ H.E. Huppertz, N.P.Nancy, J.K. Chantler// Rheumatol.- 1991. — Vol. 18.-P. 699-704

176. Johnson, C.E. Antibody persistence after primary measles-mumps-rubella vaccine and response to a second dose given at four to six and eleven to hir-teen years / C.E. Johnson [et al.] // Pediatr. Infect. Dis. - 1996. - Vol. 15. -P. 687-692.

177. Jones, L.P. Prevalence of antibodies to human parvovirus B19 nonstructural protein in persons with various clinical outcomes folloeing B19 infection/ L.P.Jones, D.D. Erdman, L.J.Anderson // J. Infect. Dis.- 1999.-Vol. 180.-P. 500-504.

178. Jordan, J.A. Globoside expression within the human placenta / J.A. Jordan, J.A. DeLoia // Placenta. - 1999. - Vol. 20. - P. 103-108.

179. Kaikkonen, L. Acute-phase-specific heptapeptide epitope for diagnosis of parvovirus B19 infection / L. Kaikkonen [et al.] // J. Clin. Microbiol.-1999. - Vol. 37. - P. 3952-3956.

180. Kajigaya, S. Self-assembled В19 parvovirus capsids, produced in a bacu-lovirus system, are antigenically and immunogenically similar to native virions/ S. Kajigaya [et al.]// Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1991. — Vol. 88.-P. 4646-4650.

181. Kapoor, A. A Newly identified Bocavirus species in human stool. BRIEF REPORT / A. Kapoor [et al.] // JID. - 2009. - Vol. 199. - P. 196-200. -Режим доступа: http://jid.oxfordjournals.Org/content/199/2/196.full.pdf. -Загл. с экрана.

182. Katow, Sh. Rubella virus genome diagnosis during pregnancy and mechanism of congenital rubella / Sh. Katow // Intervirology. - 1998. - Vol. 41. -P. 163-169.

183. Kelly, H.A. The age-specific prevalence of human parvovirus immunity in Victoria, Australia compared with other parts of the world / H.A. Kelly [et al.] // Epidemiol. Infect. - 2000. - Vol.124. - P. 449^157.

184. Kivovich, V. Parvovirus B19 genotype specific amino acid substitution innsl reduces the protein's cytotoxicity in culture / V. Kivovich [et al.] // Int. J. Med. Sci. - 2010. - Vol. 7, N 3. - P.l 10-119.

185. Koppelman, M.H.G.M. Quantitative real-time detection of parvovirus B19 DNA in plasma / M.H.G.M. Koppelman [et al.] // Transfusion. - 2004. -Vol.44, Iss. l.-P. 97-103.

186. Koppelman, M.H.G.M. Real-time polymerase chain reaction detection of parvovirus B19 DNA in blood donations using a commercial and an in-house assay / M.H.G.M. Koppelman, P. van Swieten, H.T.M. Cuijpers // Transfusion. - 2011. - Vol. 51, Iss. 6. - P. 1346-1354.

187. Kujala, P. Intracellular distribution of rubella virus nonstructural protein 150 / P. Kujala // J. Virol. - 1999. - Vol. 73, N 9. - P. 7805-7811.

188. Lee, J.-Y. Localization of rubella virus core particles in vero cells/ J.-Y.Lee, J.A.Marshall, D.S.Bowden// Virology.- 1999.- Vol. 265,-P. 110-119.

189. Lee, J.-Y. Rubella virus replication and links to teratogenicity / J.-Y. Lee, D.S. Bowden // Clin. Microbiol. Rev. - 2000. - Vol. 13, N 4. - P. 571-587.

190. Levy, R. Infection by parvovirus B19 during pregnancy: a review / R. Levy [et al.] // Obstet Gynecol Surv. - 1997. - Vol. 52. - P. 254-259.

191. Liang Y. Mutational analysis of the rubella virus nonstructural polyprotein and its cleavage products in virus replication and RNA synthesis / Y. Liang, S. Giilam // J. Virol. - 2000. - Vol. 74, N 11. - P. 5133-5141.

192. Liang, Y. Rubella virus nonstructural protein protease domains involved in trans- and cys- cleavage activities / Y. Liang, J. Yao, S. Gillam // J. Virol. -2000. - Vol. 74, N 12. - P. 5412-5423.

193. Lieberman, E. Premarital rubella screening in Rhode Island / E. Lieberman, G.A.Faich. P.R.Simon, R.J.Mullan// JAMA.- 1981.- Vol. 245.-P. 1333-1335.

194. Liu, Z.Y. Identification of domains in RUBV genomic RNA and capsid protein necessary for scecific interaction / Z.Y. Liu [et al.] // J. Virol. -1996.-Vol. 70.-P. 2184-2190.

195. Lou, S. Molecular characterization of the newly identified human parvovirus 4 in the family Parvoviridae / S. Lou [et al.]// Virology. - 2012.-Vol. 422. - P. 59-69.

196. Luo, W. A novel protein encoded by small RNAs of parvovirus B19/ W. Luo, C.R. Astell / Virology. - 1993. - Vol. 195. - P. 448^155.

197. Mace, M. Diagnostic value reverse transcription-PCR of amniotic fluid for prenatal diagnosis of congenital rubella infection in pregnant women with confirmed primary rubella infection / M. Mace [et al.] // J. Clin. Microbiol. - 2004. - Vol. 42, N 10. - P. 4818^1820.

198. Mani, B. Molecular mechanism underlying B19 virus inactivation and comparison to other parvoviruses / B. Mani [et al.] // Transfusion. - 2007. -Vol. 47.-P. 1765-1774.

199. Marchler-Bauer, A. CDD: a Conserved Domain Database for the functional annotation of proteins / A. Marchler-Bauer [et al.] // Nucleic Acids Res. -2011. - Vol. 39 (D). - P. 225-229.

200. Marr, L.D. Efficient in vitro translation and processing of rubella virus structural proteins in the presence of microsomes / L.D. Marr, A. Sanchez, T.K. Frey//Virology. - 1991.-Vol. 180.-P. 400-405.

201. Marr, L.D. Expression of the rubella virus nonstructural protein ORF and demonstration of proteolytic processing / L.D. Marr, C.-J. Wang, T.K. Frey//Virology. - 1994. - Vol. 198. - P. 586-592.

202. Mastromarino, P. Role of membrane phospholipids and glycolipids in the Vero cells surface receptor for rubella virus / P. Mastromarino [et al.] // Med. Microbiol. Immunol. - 1990. - Vol. 179. - P. 105-114.

203. Mauracher, C.A. PH-dependent solubility shift of rubella virus capsid protein/ C. A. Mauracher [et al.] //Virology. - 1991. - Vol. 181. - P. 773-777.

204. Mclver, C.J. Development of multiplex PCRs detection of common viral pathogens and agents of congenital infection / C.J. Mclver [et al.] // J. Clin. Microbiol.-2005.-Vol. 43, N 10.-P. 5102-5110.

205. Meurman, O.H. Time-resolved fluoroimmunoassay: a new test for rubella antibody / O.H. Meurman [et al.] // J. Clin. Microbiol. - 1982.- Vol. 16, N5.-P. 920-925.

206. Miller, E. Immediate and long term outcome of human parvovirus B19 infection in pregnancy / E. Miller [et al.] // Br. J. Obstet Gynaecol. - 1998. -Vol. 105.-P. 174-178.

207. Moffatt, S. Human parvovirus B19 nonstructural (NS1) protein induced apoptosis in erythroid lineage cells / S. Moffatt [et al.] // J. Virol. - 1998. -Vol. 72.-P. 3018-3028.

208. Mori, J. Dot blot hybridization assey of B19 virus DNA in clinical specimens / J. Mori [et al.] // J. Clin. Microbiol. - 1989. - Vol. 27. - P. 459-464.

209. Mori, J. Structure and mapping of the DNA of human parvovirus B19 / J. Mori [et al.] // J. Gen. Virol. - 1987. - Vol. 68. - P. 2797-2806.

210. Morgan-Capner, P. Guidelines on the management of, and exposure to, rush illness in pregnancy (including consideration of relevant antibody screening programmes in pregnancy) / P. Morgan-Capner, N.S. Crowcroft // Commun. Dis. Public Health. - 2002. - Vol. 5, N 1. - P. 59-71.

211. Mortimer, P.P. A human parvovirus-like virus inhibits haematopoietic colony formation in vitro / P.P. Mortimer [et al.] // Nature. - 1983. - Vol. 302. -P. 426-429.

212. Mossong, J. Parvovirus B19 infection in the European countries: seroepi-demiology, force of infection, and maternal risk of infection / J. Mossong [etal.]// Epidemiol. Infect.-2008.-Vol. 136, N8.-P. 1059-1068.

213. Munakata, Y. Ku80 autoantigen as a cellular coreceptor for human parvovirus B19 infection/ Y. Munakata [et al.]// Blood. - 2005.- Vol.106, N 10.-P. 3449-3456.

214. Murry, Ch.E. Fatal parvovirus myocarditis in a 5-year-old girl/ Ch.E. Murry, K.R. Jerome, D.D. Reichenbach // Human Pathology. -2001. - Vol. 32, Iss. 3.-P. 342-345.

215. Musiani, M. Detection of parvovirus B19 DNA in bone marrow cells by chemiluminescence in situ hybridization / M. Musiani [et al.] / J. Clin. Microbiol. - 1996. - Vol. 34, N 5. - P. 1313-1316.

216. Musiani, M. Parvovirus B19 clearance from peripheral blood after acute infection./ M. Musiani [et al.] // J. Infect. Dis. - 1995. - Vol. 172. - P. 13601363.

217. Musiani, M. Prenatal diagnosis of parvovirus B19-induced hydrops fetalis by chemiluminescence in situ hybridization / M. Musiani [et al.] / J. Clin. Microbiol. - 1999. - Vol. 37, N 7. - P. 2326-2329.

218. Nakhasi, H.L. RUBV replication: effect on interferon and actinomycin D/ H.L. Nakhasi [et al.]//Virus Res. - 1988.-Vol. 10.-P. 1-15.

219. Nascimento, J.P. Laboratory diagnosis of acute human parvovirus B19 infection by specific IgM detection / J.P. Nascimento, A. Mistchenko, B.J.Cohen// Rev. Inst. Med. Trop. Sao Paulo. - 1998.- Vol.40, N4.-P. 265-266.

220. Negro, P.A. Virus-specific polymeric immunoglobulin A antibodies in serum from patients with rubella, measles, varicella, and herpes zoster virus infections/ P.A.Negro [et al.] // J.Clin. Microbiol.- 1985.- Vol.22, N4.-P. 505-509.

221. Norrby, E. Rubella virus / E. Norrby // Virol. Monogr. - 1994. - Vol. 7. -P. 115-174.

222. Nunoue, T. Human fetal infection with parvovirus B19: maternal infection time in gestation, viral persistence and fetal prognosis / T. Nunoue, K. Ku-suhara, T. Hara // Pediatr. Infect. Dis. J. - 2002. - Vol. 21, N 12. - P. 1133— 1136.

223. Nyman, M. Detection of human parvovirus B19 infection in first-trimester fetal loss/ M. Nyman [et al.]// Obstet Gynecol. - 2002.- Vol. 99.-P. 795-798.

224. Ojala, K. Expression and trafficking of fluorescent viral membrane proteins in baculovirus-trunsduced BHK cells / K. Ojala [et al.] // J. Biotechnology. -2004.-Vol. 114, N 1-2.-P. 165-175.

225. Oker-Blom, C. Baculovirus polyhedron promoter-directed expression of rubella virus envelope glycoproteins, El and E2, in Spodoptera frugiperta cells / C. Oker-Blom, R.F. Petterson, M.D. Summers // Virology. - 1989. -„Vol. 172, N1.-P. 82-91.

226. Oliveira, S.A. Clinical and epidemiological aspects of human parvovirus B19 infection in an urban area in Brazil (Niteroi city area, State of Rio de Janeiro, Brazil) / S.A. Oliveira [et al.] // Mem. Inst. Oswaldo Cruz. -2002. - Vol. 97. - P. 965-970.

227. Ozawa, K. Characterization of capsid and noncapcid proteins of B19 parvovirus propagated in human erythroid bone marrow cell cultures / K. Ozawa, N. Young // J. Virol. - 1987. - Vol. 61. - P. 2627-2630.

228. Ozawa, K. Replication of the B19 parvovirus in human bone marrow cell cultures/ K. Ozawa, G. Kurtzman, N.S.Young// Science.- 1986.-Vol. 233.-P. 883-886.

229. Parsyan, A. Identification and genetic diversity of two human parvovirus B19 genotype 3 subtypes / A. Parsyan [et al.] // J. Gen. Virol. - 2007.-Vol. 88.-P. 428-431.

230. Petruzziello, R. Pathway of rubella virus infectious entry into Vero cells/ R. Petruzziello [et al.] // J. Gen. Virol. - 1996. - Vol. 77. - P. 303-308.

231. Peuvot, J.A. Are the fussion processes involved in birth. Life and death of the cell depending on tilted insertion of peptides into membranes? / J.A. Peuvot [etal.]//J. Theoretic Biol.-1999.-Vol. 198, N2.-P. 173-181.

232. Plotkin, S.A. A new attenuated rubella virus grown in human fibroblasts: evidence forreduced nasopharyngeal excretion / S.A. Plotkin [et al.] // Am. J. Epidemiol. - 1967. - Vol. 86. - P. 468-477.

233. Plotkin, S.A. Birth and death of congenital rubella syndrome/ S.A. Plotkin // JAMA. - 1984. - Vol. 251, N 15. - P. 2003-2004.

234. Porter, H.J. B19 parvovirus infection of myocardial cells/ H.J.Porter, A.M. Quantrill, K.A. Fleming // Lancet. - 1988. - Vol. 1. - P. 535-536.

235. Public Health Laboratory Service Working Party on Fifth Disease Prospective stady of human parvovirus infection in pregnancy// BMJ. - 1990. — Vol. 300.-P. 1166-1170.

236. Revello, M.G. Prenatal diagnosis of rubella virus infection by direct detection and semiquantitation of viral RNA in clinical samples by reverse tran-scription-PCR / M.G. Revello [et al.] // J.Clin. Microbiol.- 1997.-Vol. 35.-P. 708-713.

237. Rice, P.C. A school outbreak of parvovirus В19 infection investigated using salivary antibody assays / P.C. Rice, B.J. Cohen // Epidemiol. Infect. -1996.-Vol. 116.-P. 331-338.

238. Riipinen, A. Parvovirus В19 infection in fetal deaths/ A. Riipinen [et al.] // CID.-2008.-Vol. 47.-P. 1519-1525.

239. Rodis, J.F. Management and outcomes of pregnancies complicated by human parvovirus В19 infection: a prospective study / J.F. Rodis [et al.]// Am. J. Obstet Gynecol. - 1990.-Vol. 163.-P. 1168-1171.

240. Rogalska, J. Spotlight on measles 2010: An epidemiological overview of measles outbreaks in Poland in relation to the measles elimination goal / J. Rogalska [et al.]// Eurosurveillance. Special focus: Measles. - 2010.- Vol. 15, Iss. 17. - P. 20-26. - Режим доступа: http://www.eurosurveillance.org/

images/dynamic/EE/V 15N17/V15N17.pdf. - Дата обращения: 27.02.2013. -Загл. с экрана.

241. Saikawa, Т. Neutralizing linear epitopes of В19 parvovirus cluster in the VP1 unique and VP1-VP2 junction regions / T. Saikawa [et al.] // J. Virol. -1993. - Vol. 67. - P. 3004-3009.

242. Schalk, J. Potency estimation of measles, mumps and rubella trivalent vaccine with quantitative PCR infectivity assay / J. Schalk, С. de Vries, P. Jongen // Biologicals. - 2005. - Vol. 33, N 2. - P. 71-79.

243. Schneider, B. Simultaneous persistence of multiple genome variants of human parvovirus B19 / B. Schneider [et al.] // J. Gen. Virol. - 2008.-Vol. 89.-P. 164-176.

244. Schwarz, T.F. Detection of parvovirus В19 in fetal autopsies/ T.F. Schwarz, A. Nerlich, P. Hillemanns // Arch. Gynecol. Obstet. - 1993. -Vol. 253, N4.-P. 207-213.

245. Schwarz, T.F. Human parvovirus В19 infection in pregnancy/ T.F. Schwarz [et al.] // Lancet ii. - 1988b. - P. 566-567.

246. Serjeant, G.R. Outbreak of aplastic crises in sickle cell anaemia associated with parvovirus-like agent / G.R.Serjeant [et al.]// Lancet ii. - 1981.-P. 595-597.

247. Serke, S. Productive infection of in vitro generated haemopoietic progenitor cells from normal human adult peripheral blood with parvovirus В19: studies by morphology, immunocytochemistry, flow-cytometry, and DNA-hybridization / S. Serke [et al.] // Br. J. Haematol. - 1991. - Vol. 79. - P. 6-13.

248. Servant, A. Genetic diversity within human erythro viruses: identification of three genotypes / A. Servant [et al.] // J. Virol. - 2002. - Vol. 76, N 18. -P. 9124-9134.

249. Sevall, J.S. Laboratory diagnosis of parvovirus В19 infection / J.S. Sevall, J. Ritenhous, J.B.Peter // J.Clin. Lab. Anal.- 1992.- Vol.6, Iss. 4,-P.171-175.

250. Skendz, L.P. Rubella immunity: level of protective antibody/ L.P. Skendz//Am. J. Clin. Pathol. - 1996. - Vol. 106.-P. 170-174.

251. Soderlund, M. Accurate serodiagnosis of B19 parvovirus infection by measurement of IgG avidity / M. Soderlund [et al.] // J. Infect. Dis. -1995.-Vol. 171.-P. 710-713.

252. Soderlund, M. Epitope type-specific IgG responses to capsid proteins VP1 and VP2 of human parvovirus B19 / M. Soderlund [et al.] // J. Infect. Dis. -1995b.-Vol. 172.-P. 1431-1436.

253. Stelma, F.F. Occupational risk of human cytomegalovirus and parvovirus B19 infection in female day care personnel in the Netherlands; a study based on seroprevalence / F.F. Stelma [et al.] // Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. - 2009. - Vol. 28. - P. 393-397.

254. Stewart, G.L. Rubella-virus hemagglutination- inhibition test / G.L. Stewart [et al.] // N. Engl. L. Med. - 1967. - Vol. 276, N 10. - P. 554-557.

255. Suomalainen, M.H. The E2 signal sequence of rubella virus remains part of the capsid protein and confers membrane association in vitro / M.H. Suomalainen, H. Garoff, M.D. Baron // J. Virol. - 1990. - Vol. 64. -P. 5500-5509.

256. Takasawa, N. Human Parvovirus B19 transgenic mice become susceptible to polyarthritis / N. Takasawa [et al.] // The J. of Immunol. - 2004. -Vol. 173.-P. 4675-4683.

257. Thompson, A. Grown of rubella virus in a glass bear propagator/ A.Thompson [et al.] // J.Virol. Methods.- 1989.- Vol.25, N1.-P. 443—454.

258. Toan, N.L. Phylogenetic analysis of human parvovirus B19, indicating two subgroups of genotype 1 in Vietnamese patients / N.L. Toan [et al.] // J. Gen. Virol. - 2006. - Vol. 87. - P. 2941-2949.

259. Tolfvenstam, T. Evaluation of serological assays for identification of parvovirus B19 immunoglobulin M/ T. Tolfvenstam, U. Ruden, K. Brodilen // Clin. Diagn. Lab. Immunol. - 1996. - Vol. 3. - P. 147-150.

260. Torok, T.J. Human parvovirus В19 infections in pregnancy / T.J. Torok// Pediatr Infect Dis. - 1990. - Vol. 9. - P. 772-776.

261. Tzeng, W.P. C- El fuzion protein synthesized by rubella virus D1 RNAs maintained during serial passage / W.P. Tzeng, Т.К. Frey // Virology. -2006.-Vol. 356.-P. 198-207.

262. Tzeng, W.P. Rubella virus capsid protein modulation of viral genomic and subgenomic RNA synthesis / W.P. Tzeng, Т.К. Frey // Virology. - 2005. -Vol. 337, N2.-P. 327-334.

263. Vaheri, A. Grown of the rubella virus in BHK 21 cells. 1. Virus production and infectivity assays / A. Vaheri, W.D. Sedwick, S.A. Plotkin // Proc. Soc. Exp. Biol. (N.Y.).- 1967.-Vol. 125.-P. 1086-1092.

264. Valeur-Jensen, A.K. Risk factors for parvovirus B19 infection in pregnancy / A.K. Valeur-Jensen [et al.] // JAMA. - 1999. - Vol. 281, N 12. -P. 1099-1105.

265. Venturolli, S. IgG response to the immunoreactive region of parvovirus B19 nonstructural protein by immunoblot assay with a recombinant antigen/ S. Venturolli [et al.] // J. Infect. Dis. - 1998.-Vol. 178.-P. 1826-1829.

266. Virus Taxonomy: 2011 Release (current). - Режим доступа: http://www. ictvonline.org/virusTaxonomy.asp. - Дата обращения: 20.01.2013. - Загл. с экрана.

267. Virus Taxonomy: classification and nomenclature of viruses: Ninth Report of the International Committee on Taxonomy of Viruses. International union of microbiological societies // Ed. by A.M.Q. King [et al.]. - San Diego: Elsevier Academic Press, 2012. - C.405-417.

268. Update of standard nomenclature for wild-type rubella viruses, 2007 // Wkly Epidemiol. Rec. - 2007. - Vol. 82, N 4. - P. 216-222

269. Urquhart, C.E.D. Laboratory policy for rubella screening / C.E.D. Urquhart, H.G. Carson//Lancet. - 1982. - Vol. 8309. - P. 1226.

270. Usonis, V. Comparative study of reactogenicity and immunogenicity of new and established measles, mumps and rubella vaccines in healthy children/ V. Usonis [et al.] // Infection. - 1998. - Vol. 26, N 4. - P. 222-226.

271. Watson, J.E. Measles, Mumps and Rubella-vaccine use and strategies for elimination of Measles Mumps and Rubella and Congenital Rubella syndrome and control of mumps: recommendation of the of the advisory committee on immunization practicies (ACIP) / J.E. Watson, S.C. Hadler, C.A. Dukewicz // MMWR [RR-8]. - 1988. - Vol. 47. - P. 1-57.

272. Weigel-Kelley, K.A. Alpha5betal integrin as a cellular coreceptor for human parvovirus B19: requirement of functional activation of beta 1 integrin for viral entry / K.A. Weigel-Kelley, M.C. Yoder, A. Srivastava // Blood. -2003. - Vol. 102. - P. 3927-3933.

273. Weigel-Kelley, K.A. Recombinant human parvovirus B19 vectors: erythrocyte P antigen is necessary but not sufficient for successful transduction of human hematopoietic cells/ K.A. Weigel-Kelley, M.C. Yoder, A. Srivastava // J. Virol. - 2001. - Vol. 75, N 9. - P. 4110-4116.

274. Wong, A. Seroprevalence of Cytomegalovirus, Toxoplasma and parvovirus in pregnancy / A. Wong [et al.] // Singapore Med J. - 2000. - Vol. 1, N 4. -P. 151-155.

275. Wong, S. Ex Vivo-Generated CD36+ Erythroid Progenitors Are Highly Permissive to Human Parvovirus B19 Replication/ S. Wong [et al.] // J. Virol. - 2008. - Vol. 82, N 5. - P. 2470-2476.

276. World Health Organization. Accelerated control of rubella and prevention of congenital rubella syndrome. Brasil. // Wkly Epidemiol. Rec. - 2002. -Vol. 77.-P. 169-175.

277. World Health Organization. Manual for the laboratory diagnosis of measles and rubella virus infection. Second Edition. - Geneva, 2006. - 100 p.

278. World Health Organization. Preventing Congenital Rubella Syndrome// Wkly. Epidemiol. Rec. - 2000. - Vol. 75. - P. 289-296.

279. World Health Organization. Standartization of the nomenclature for genetic characteristics of wild-type rubella viruses // Wkly Epidemiol. Rec. -2005.-Vol. 80.-P. 125-132.

280. Yaegashi, N. Propagation of human parvovirus B19 in primary culture of erythroid lineage cells derived from fetal liver / N. Yaegashi [et al.] // J. Virol. - 1989. - Vol. 63. - P. 2422-2426.

281. Yao, J. A single-amino-acid substitution of a tyrosine residue in the rubella virus El cytoplasmic domain blocks virus release / J. Yao, S. Gillam / J. Virol. - 2000. - Vol. 74, N 7. - P. 3029-3036.

282. Yao, J. Mutational analysis, using a full-length rubella virus CAN clone, of rubella virus El transmembrane and cytoplasmic domains required virus release/ J.Yao, S. Gillam // J. Virol. - 1999. - Vol. 73. - P. 4622-4630.

283. Yermalovich, M.A. Human parvovirus B19 surveillance in patients with rash and fever from Belarus./ M.A. Yermalovich [et al.] // J. Med. Virol. -2012.-Vol.84, N6.-P. 973-978.

284. Young, N.S. Mechanisms of disease: Parvovirus B19/ N.S.Young, K.E. Brown // N. Engl. J. Med. - 2004. - Vol. 350, N 6. - P. 586-597.

285. Zakrzewska, K. Human parvovirus B19 experimental infection in human fibroblasts and endothelial cells cultures / K. Zakrzewska [et al.] // Virus Res. - 2005. - Vol. 114. - P. 1-5.

286. Zhao, L.H. Establishment and application of a TagMan real-time quantitative reverse transcription- polymerase chain reaction assay for rubella virus RNA / L.H. Zhao [et al.] // Acta Biochim. Bioph. Sin. (Shanghai). - 2006. -Vol. 38, N 10.-P. 731-736.

287. Zheng, D.-P. Global distribution of rubella virus genotypes / D.-P. Sheng, K. Teryl, T.K. Frey // Emerg. Infect.Dis. - 2003. - Vol. 9, N 12. - P. 15231530.

288. Zhou, Y. Genomic analysis of diverse rubella virus genotypes / Y. Zhou // J. Gen. Virol. - 2007. - Vol. 88.-P. 932-941.

289. Zimmerman, R.K. Ethical analyses of vaccines grown in human cell strains derived from abortion: arguments and Internet search / R.K. Zimmerman // Vaccine. - 2004. - Vol. 22. - P. 4238^1244.

290. Zuffi, E. Identification of an immunodominant peptide in the parvovirus B19 VP1 unique region able to elicit a long-lasting immune response in humans / E. Zuffi [et al.]// Viral Immunol. - 2001.- Vol. 14, N 2.-P. 151-158.