Жизнеспособность фрагментов мицелия почвенных микроскопических грибов в разных экологических условиях тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.07, кандидат биологических наук Иванова, Анна Евгеньевна

• Иванова, Анна Евгеньевна
• кандидат биологических наук
• 1999

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Иванова, Анна Евгеньевна

СОДЕРЖАНИЕ

Введение

Обзор литературы

1. Вопросы оценки живого мицелия в почвах

2. Особенности существования микроскопических грибов

в почвенных условиях

2.1. Особенности развития и формирования колоний микроскопических

грибов в почвенных условиях

2.2. Причины возможной фрагментации мицелия грибов в почвах

3. Рост и развитие колоний микроскопических грибов

на твердых питательных средах

3.1. Характеристика фаз роста "типичной" грибной колонии

3.2. Механизмы роста мицелия при развитии "типичной" грибной колонии

Экспериментальная часть

4. Объекты и методы исследования

4.1. Объекты

4.2. Методы исследования

Результаты

5. Определение жизнеспособности фрагментов мицелия грибов

5.1. Влияние на жизнеспособность фрагментов мицелия и прорастание спор

микроскопических грибов различных способов обработки, используемых при подготовке к почвенным микробиологическим анализам

5.2. Оценка жизнеспособности фрагментов мицелия

с использованием красителей

5.3. Определение величины жизнеспособного фрагмента гифы

5.4. Зависимость жизнеспособности фрагментов мицелия

А. alternata от плотности закладки септ в гифах

5.5. Влияние экологических условий на жизнеспособность

фрагментов мицелия микроскопических грибов

5.6. Сопоставление уровня прорастания спор грибов и жизнеспособности

фрагментов мицелия в исследованном интервале

экологических условий

2

6. Особенности формирования микроколоний грибов из фрагментов

мицелия и из спор в разных экологических условиях

6.1. Формирование микроколоний из фрагментов гиф и из спор

в стандартных условиях культивирования

6.2. Фунгистатический эффект при прорастании спор

и фрагментов мицелия

6.3. Влияние загрязнения кадмием на показатели роста мицелия

6.4. Сроки спорообразования в микроколониях грибов

6.5. Влияние экологических факторов на морфологию мицелия грибов

7. Жизнеспособность фрагментов мицелия и спор микроскопических

грибов в почвенных условиях

7.1. Жизнеспособность спор и рост их них мицелия в почве

7.2. Жизнеспособность фрагментов мицелия и их рост в почве

8. Обсуждение

Выводы

Список литературы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Жизнеспособность фрагментов мицелия почвенных микроскопических грибов в разных экологических условиях»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы. Почвенные микроскопические грибы - важные функциональные компоненты наземных экосистем. Именно почвенными грибами активно осуществляются процессы деструкции и трансформации органических, ряда минеральных веществ в почвах, что происходит благодаря развитой у грибов мицелиальной системе, адсорбционному типу питания, большому пулу экзометаболитов и т.д. [Аристовская, 1980; Звягинцев и др., 1992; Мюллер, Леффлер, 1995; Lynch, 1988; Rayner, 1988; Christensen, 1989]. В природе микроскопические грибы могут находиться в виде мицелия и спор. Особенности прорастания спор, феномен фунгистазиса, формирование из спор колоний грибов, кинетические основы роста - изучены достаточно подробно и в лабораторных и в некоторых естественных условиях [Мирчинк, 1988; Van Etten et al., 1983; Trinci, 1984; Lockwood, 1992; Prosser, 1993; Rayner et al., 1995; и др.]. Однако, и в природе, и при посевах на питательные среды развитие колоний грибов происходит не только из спор, но и из мицелия или его частей. Фрагментация мицелия грибов в почвах происходит в результате жизнедеятельности беспозвоночных животных [Козловская, 1984; Гузев и др., 1986; Dash et al., 1986; Lynch, Hobbie, 1988; Hedlung, Augustsson, 1995], роста корней растений, высыхания, замерзания, оттаивания почв и т.д. [Почвоведение, 1989], а также в лабораторных исследованиях при подготовке почвенных образцов к микробиологическим анализам [Методы ..., 1991]. Тем не менее, жизнеспособность отдельных фрагментов гиф, их дальнейший рост, закономерности развития из них колоний грибов - до сих пор фактически не изучены.

Цель работы. Изучение жизнеспособности фрагментов мицелия некоторых видов почвенных микроскопических грибов и особенностей развития из них микроколоний в ряде экологических условий для более полного понимания их роста в почве.

Задачи исследования:

1. Определение влияния фрагментации мицелия некоторых видов почвенных микроскопических грибов на жизнеспособность фрагментов мицелия разной длины в лабораторных и почвенных условиях.

2. Исследование влияния на жизнеспособность фрагментов грибного мицелия ряда экологических факторов (концентрации органического вещества, температуры, кислотности, загрязнения тяжёлым металлом).

3. Изучение особенностей развития мицелия из фрагментов гиф микроскопических грибов в зависимости от экологических условий.

4. Выявление специфики роста микроколоний почвенных грибов при развитии из спор и фрагментов мицелия.

Научная новизна. В работе впервые исследовано влияние фрагментации мицелия почвенных грибов на его жизнеспособность. Установлено, что жизнеспособность фрагментов мицелия зависит от 1) строения мицелия гриба; 2) начальной длины фрагмента; 3) экологических условий среды.

Для исследованных видов грибов определены размеры минимальных способных к росту фрагментов мицелия; введено понятие "критической величины фрагмента" - КВФ; показано, что величина минимального способного к росту фрагмента определяется строением мицелия (септированный, несептированный), плотностью закладки септ в гифах, зависит от способа фрагментации грибного мицелия и может увеличиваться в неблагоприятных условиях среды.

Обнаружено, что используемые в почвенных микробиологических анализах способы обработки образцов - ультразвуковое воздействие и взбалтывание на качалке - не одинаково влияют на способность к росту фрагментов мицелия и на уровень прорастания спор грибов, что может определять качественный и количественный состав учитываемых в посевах микроскопических грибов.

В ряде экологических условий установлено наличие явления фунгистазиса как при прорастании спор, так и при росте фрагментов мицелия грибов.

При вегетативном (из фрагментов мицелия) и бесполом (из спор) размножении на ранней стадии роста микроколоний грибов отмечены отличия в длительности лаг-фазы, экспоненциальной фазы роста, скоростях роста и характере ветвления растущего мицелия, которые в линейной фазе роста нивелируются.

Показано, что оптимальные условия для начала образования колоний микроскопических грибов при вегетативном и бесполом размножении могут различаться, так как жизнеспособность фрагментов мицелия и прорастание спор

грибов могут достигать наибольших значений при разном уровне проявления экологических факторов.

Практическая ценность. Данные о жизнеспособности фрагментов мицелия почвенных грибов и особенностях роста фрагментов гиф и спор - разных колониеобразующих единиц (КОЕ) - имеют методическое значение при выборе способа обработки образцов для почвенно-микологических анализов и интерпретации результатов.

Установленные закономерности формирования микроколоний грибов при вегетативном и бесполом размножении в исследованном интервале экологических условий дают более полное представление о развитии микроскопических грибов и судьбе фрагментов грибного мицелия в почвах.

Выявленные особенности развития микроскопических грибов могут использоваться при решении практических задач в целях биотехнологии для культивирования колоний грибов, развивающихся из разных КОЕ.

Материалы диссертации используются на факультете почвоведения МГУ им.М.В. Ломоносова при чтении курса лекций "Почвенная микология".

Автор выражает глубокую и искреннюю признательность своему научному руководителю ст.н.с., к.б.н. О.Е.Марфениной, приносит слова благодарности всем сотрудникам каф. биологии почв ф-та почвоведения МГУ, и особенно проф., д.б.н. Д.Г.Звягинцеву, проф., д.б.н., проф. М.М.Умарову, доц., к.б.н. И.П.Бабьевой, д.б.н. Г.М.Зеновой, к.б.н. А.В.Куракову, к.б.н. П.А.Кожевину, к.б.н. Б.А.Бызову, к.б.н. И.Н.Скворцовой, к.б.н. Т.Г.Добровольской, к.б.н. Л.В.Лысак за проявленный интерес и полезные советы в процессе работы над диссертацией, а также А.Семиколенных за помощь в подготовке иллюстративных фотографий.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. ВОПРОСЫ ОЦЕНКИ ЖИВОГО МИЦЕЛИЯ ГРИБОВ В ПОЧВАХ

Для понимания процессов функционирования почвенной микобиоты, играющей значительную роль в глобальном круговороте веществ и естественной биотической регуляции окружающей среды [Аристовская, 1980; Почвенные организмы ..., 1984; Мирчинк, 1988; Звягинцев и др.,1992; Lynch, 1988; Rayner, 1988; Cristensen, 1989; The fungal community ..., 1992; и др.], необходима оценка разнообразия грибных организмов, их общей биомассы, биомассы активного мицелия, а также закономерностей развития грибов в почвах. Грибы создают в почвах значительные запасы биомассы. И хотя ее запасы по данным различных исследователей отличаются, очевидно, что биомасса грибов во многих почвах существенно превышает биомассу бактерий и составляет более двух третей от общей биомассы почвенных микроорганизмов [Мирчинк, Паников, 1985; Полянская, 1996; Lynch, Panting, 1980; West, 1986; Neely et al., 1991; Berg et al., 1998; и др.].

К настоящему времени разработан целый ряд разнообразных методов прямого учета, позволяющих оценивать биоморфологическую структуру биомассы грибов, то есть определять соотношение мицелия и спор [Методы..., 1991]. Это позволило установить основные закономерности распределения почвенных грибов в разных экосистемах, изучить содержание мицелия и спор в разных типах почв, под разными растительными ассоциациями, исследовать сезонную динамику грибной биомассы и т.д. [Мирчинк, Степанова, 1982; Демкина, Мирчинк, 1983(a), 1984; Егорова, 1986; Паринкина, 1989; Каратыгин, Нездойминого, 1994; Кирцидели и др., 1995,1996; Великанов, 1997; Microorganisms in ..., 1988; Kjoller, Struve, 1990].

Для характеристики роли грибов в круговороте веществ, понимания особенностей развития этих организмов в почвах необходимо иметь представление о доле жизнеспособного мицелия, так как создание основных запасов биомассы, процессы трансформации веществ, образование метаболитов и т.д. осуществляются в почвах именно мицелием грибов.

Долгое время количественное содержание грибов в почве характеризовали по

числу колоний, вырастающих на агаризированных питательных средах при посеве почвенной суспензии. При подготовке почвы к анализу для десорбции микроорганизмов с поверхности почвенных частиц используют ряд предварительных обработок почвенных суспензий [Методы..., 1991], благодаря которым происходит дезагрегация грибных колоний и грибной мицелий разбивается на относительно близкие по размерам фрагменты [Звягинцев, 1987]. В результате, грибные колонии на питательных средах могут развиваться из жизнеспособных фрагментов мицелия, из спор, а также из групп спор или комочков мицелия. Количественный учет при этом носит достаточно условный характер, так как данным методом не представляется возможным оценить колонии грибов, выросшие из фрагментов мицелия, и колонии, развившиеся из спор. Предполагается, что при таком методе анализа, грибные колонии развиваются преимущественно из спор. Насколько сохраняется при фрагментации жизнеспособность кусочков мицелия - до сих пор оставалось не выясненным.

За последние десятилетия предложен целый ряд прямых методов определения живого и мертвого мицелия в почвах. На наш взгляд, самым простым подходом к определению живого мицелия грибов в почве является определение его способности к росту. «Способность грибов к прорастанию можно рассматривать как показатель их жизнеспособности»[Мирчинк, 1988].

Определение способности к росту лежит в основе ряда методов оценки активного мицелия грибов в почвах. Одним из таких методов является метод почвенных камер, предложенный академиком Н.Г.Холодным [1949, цит. по Новогрудский, 1956]. Из подлежащей исследованию почвы готовится небольшая квадратная (18x18 мм) пластинка почвы с цилиндрической полостью (диаметром 4 мм) посередине. Препарат инкубируется во влажной камере и «скоро внутрь его начинают врастать различные микроорганизмы, которые частично располагаются по поверхности покровного стекла». Предполагается, что при этом улавливается именно активный мицелий грибов, а не споры, которым необходимо время для прорастания. То есть метод почвенных камер дает представление о присутствии жизнеспособного мицелия грибов в почвах в конкретный промежуток времени.

Позже предложен и ряд других, основанных на аналогичных подходах

способов выделения и идентификации грибов, находящихся в почвах в виде активного вегетативного мицелия - это трубки Честерса, стёкла Торнтона [Звягинцев и др., 1980], и другие методы. Например, при помещении комочков почвы на край стерильного покровного стекла в чашках Петри с агаризированной средой активные гифы грибного мицелия первоначально (1-2 суток) растут по стеклу, а затем достигают питательной среды, где происходит образование колоний, которые просматривают и пересевают для видовой идентификации грибов [Марфенина, 1990]. Однако, долю живого мицелия в почвах данными методами учесть невозможно.

Д.М.Новогрудским был предложен количественный учет грибов по методу высева мелкозема [1956]. Частички мелкозема равномерно распределяют по поверхности агаровой пластинки, инкубируют при 20-25°С, и через 1-2 суток после посева проводят учет. В приготовленных по определенной методике агаровых дольках при помощи микроскопа подсчитывают число почвенных частиц с развивающимися грибными гифами. В данном методе «учитываются только быстро растущие виды грибов, находящиеся в активном состоянии».

Для оценки имеющегося в почве жизнеспособного мицелия грибов интересен метод проращивания грибных пропагул на препаратах [Полянская и др., 1995]. Приготовленные в виде капель обработанной ультразвуком почвенной суспензии и помещённые на предметные стёкла препараты для подсчёта общей биомассы грибов методом люминесцентной микроскопии не фиксируют, а помещают на 2 суток во влажную камеру (при 28°С). Затем препараты высушивают, фиксируют и окрашивают. О прорастании спор судят по наличию ростовой трубки, а о прорастании мицелия - по удлинению и образованию боковых гиф. Согласно этим оценкам, большая часть грибной биомассы, даже в нижней части почвенного профиля - жизнеспособна. Так, количество жизнеспособного мицелия составило от 50% в нижних почвенных горизонтах (кроме нижнего горизонта бурозема) до 85% в верхней части профилей почв.

Однако, эти данные, показывающие высокий уровень жизнеспособного мицелия для разных групп почвенных грибов, отличаются от данных, полученных другими методами, приводимых ниже.

Большинство современных методов определения живого мицелия грибов в почвах основано на отличии в прокрашивании живого и мёртвого мицелия

разными красителями [Мирчинк, Паников, 1985; Cohen, 1984; и др.]. Однако при использовании различных методик окрашивания получают часто различающиеся данные.

Наибольшей популярностью до настоящего времени пользуется метод измерения метаболитически активной грибной биомассы с помощью окрашивания красителем флуоресцеин диацетатом [Stamatiadis et al., 1990; Newell, 1992]. Метод был предложенный более 20 лет назад [Söderström, 1977], и основан на том, что ФДА представляет собой флюорогенный субстрат, флюоресцирующий лишь при гидролизации живого вещества. Выявляя только живые, обладающие эстеразной активностью клетки грибного мицелия, ФДА не окрашивает фон, что позволяет широко использовать данный краситель в почвенных исследованиях [Мирчинк, Паников, 1985; Ingham, Klein, 1982; Cohen, 1984; Baath, Söderström, 1988; Morgan et al., 1991]. Оказалось, что лишь очень малая часть от всей грибной биомассы — 2,44,3% - проявляет ФДА-активность: например, в дерново-подзолистых почвах под хвойными лесами Швеции ФДА-окрашенные гифы составляли не более 10% от всего грибного мицелия [Söderström, 1979(a)].

При изучении метаболитически активного мицелия было установлено, что количество ФДА-активной биомассы коррелирует с содержанием почвенной влажности. Это позволило выявить сезонную изменчивость в содержании живого мицелия с максимумами, приходящимися на раннюю весну и осень [Söderström, 1979(a)], Была определена и связь между длиной ФДА-окрашенного мицелия и величиной респирации [Baath, Söderström, 1988].

При оценке живого мицелия по окрашиванию ФДА, как было установлено, большое значение имеет степень гомогенизации почвы [Söderström, 1979(6); Ingham, Klein, 1982] - при малой не учитываются гифы, находящиеся внутри почвенных агрегатов, а при большой - множество гиф полностью разрушается и не прокрашивается. Максимальную ФДА-активность гифы грибов проявляли при 2-х минутной обработке почвы на мешалке (6000 об/мин). При увеличении времени обработки количество ФДА-окрашенных гиф уменьшалось со скоростью около 8%

в минуту [Söderström, 1979(6)]. А при обработке этим же способом смешанных культур грибов - со скоростью 15-24% в минуту [Ingham, Klein, 1982]. При оценке с помощью окрашивания ФДА активного мицелия, содержащегося в ризосфере, без гомогенизации почвенных образцов, прокрашивалось 16-59% гиф от общего содержания мицелия [Olsson et al., 1987], а в гомогенизированных образцах почвы прокрашивалось только 2-4% от общего количества гиф [Schnürer et al., 1986].

В ряде работ отмечается, что не все живые клетки флюоресцируют после ФДА-инкубации [Newell et al., 1986]. Например, при определении живого мицелия в лесных почвах Англии лишь 25% гиф, окрашенных анилиновым голубым, по всем горизонтам оказалось ФДА-активными, что составило 8-15% от всего грибного мицелия в почве и было в 2 раза меньше, чем оцененное как потенциально активное по наличию клеточного содержимого [Frankland, 1975]. Особенно плохо прокрашивается ФДА темный меланизированный мицелий [Carroll et al., 1980]. S.Y.Newell [1992] полагает, что заниженые оценки содержания активного мицелия в почвах при использовании ФДА и других красителей (анилинового голубого) объясняются высоким содержанием меланизированного грибного мицелия в исследованных образцах почв и подстилок. В тоже время некоторые темноокрашенные меланинсодержащие грибы после ФДА-инкубации почвы могут проявлять ФДА-флюоресценцию [Söderström, 1977]. Видимо, именно из-за «непредсказуемости» окрашивания ФДА грибного мицелия ряд исследователей считает данный метод менее достоверным (или даже совсем не пригодным) для дифференциации живого и мертвого мицелия, чем при использовании других красителей, например, анилинового голубого, целофлуора, аминохлорометил кумарина [Jenkinson, Powlson, 1976; Lynch, Panting, 1980: Stewart, Deacon, 1995].

Использование ряда других методов при определении живого мицелия в почвах часто дает более высокие результаты по сравнению с окрашиванием ФДА. Например, при оценке наличия цитоплазматического содержимого в грибных гифах и при окрашивании анилиновым голубым, соответственно, 15-37% и 34-60% гиф грибов были отнесены к живым [Frankland, 1975]. А при использовании цитоплазматических и ядерных красителей как живая оценивается большая часть

грибного мицелия, присутствующего в почве, - до 90% [Flanagan, van Cleve, 1977].

В то же время использование метода ауторадиографии (С14-глюкоза), применяемого для определения живых и мёртвых бактерий в водоёмах и почвах, и реже при исследовании грибов, показало, что длина определенных этим методом живых гиф в гумидных почвах была в 2-4 раза меньше, чем ФДА-окрашенных, которые обычно составляли 5% от общей длины мицелия [Baath, 1988].

Для определения жизнеспособных спор грибов в почвах предлагается применять тетразолиевые соли и формазаны, обычно используемые для оценки живых клеток бактерий и дрожжей, - например, тетразолиум бромид (ТТБ) [Sutherland, Cohen, 1983; Cohen, 1984]. Действие ТТБ основано на том, что при реакции с клеточной дегидрогеназой в цитоплазме живых клеток образуются окрашенные формазаны [Беккер, 1988; Altaian, 1976]. Данный краситель удобен тем, что, подобно ФДА, не окрашивает почвенные частицы [Cohen, 1984].

Несмотря на то, что прямые микроскопические методы позволяют учесть биоморфологическую структуру почвенных микроорганизмов, однако данные, получаемые при их применении, разнородны и часто несопоставимы, и показывают нерешенность вопросов дифференциации клеток на живые и мёртвые. Поэтому в последние годы предлагаются непрямые методы учёта активной биомассы, основанные на биохимии и кинетике роста микробных популяций [Кожевин, 1992; Wardle, Parkinson, 1990; Inubushi et al., 1991; Cheng, Virginia, 1993; Saltarelli et al., 1998]. Однако и эти методы не позволяют без определённого ряда допущений оценивать живой грибной мицелий в почвах.

Итак при всём разнообразии существующих к настоящему времени способов оценки активного мицелия до сих пор не разработаны достоверные методы, реально оценивающие наличие такого мицелия в почвах. В то же время при подготовке почв к анализам (для видовой идентификации грибов, учёта общей биомассы, живого и мёртвого мицелия), происходит фрагментация мицелия, что может сказываться на жизнеспособности грибных зачатков и, в результате, на получаемых данных.

2. ОСОБЕННОСТИ СУЩЕСТВОВАНИЯ МИКРОСКОПИЧЕСКИХ ГРИБОВ В

ПОЧВЕННЫХ УСЛОВИЯХ

Почва - сложная полидисперсная система, состоящая из твёрдой (минеральные и органические частицы), жидкой (почвенный раствор), газообразной (почвенный воздух) и живой (почвенные организмы) фаз, находящихся в тесном взаимодействии [Почвоведение, 1989]. Специфика существования микроорганизмов в почве определяется её значительной гетерогенностью во времени и пространстве, так как почва представляет собой множество постоянно изменяющихся, одновременно сосуществующих специфических микрозон, которые характеризуются разными концентрациями органических и минеральных веществ и связанностью этих веществ с коллоидами, не одинаковым соотношениехМ твёрдой, жидкой и газовой фаз почвы, разнообразными условиями влажности, кислотности, присутствия 02 и другими физико-химическими параметрами. Поэтому почву принято рассматривать как множество сред обитания микроорганизмов [Звягинцев, 1987; Звягинцев и др., 1992; Lynch, 1988], в том числе и микроскопических грибов.

2.1. Особенности развития и Формирования колоний микроскопических грибов в почвенных условиях

В почвенных условиях грибы обнаруживаются в виде мицелия, спор или ряда других покоящихся структур. Развитие грибов в почвах происходит в виде мицелиальных колоний. Однако, процессы роста грибных колоний, особенности прохождения жизненных циклов микроскопических грибов в почвенных условиях исследованы далеко не полностью. Причем, преимущественно имеются сведения о развитии грибов из спор (при бесполом размножении) в почвах и практически отсутствуют сведения об особенностях развития микроскопических грибов из фрагментов мицелия (при вегетативном размножении).

Наибольшее количество исследований роста и развития колоний почвенных микроскопических грибов посвящено изучению первой стадии жизненного цикла грибов - стадии прорастания грибных зачатков, в первую очередь, спор, определяющей во многом возможность развития популяций грибов в почвах.

В специфических условиях почвы описано явление почвенного

фунгистазиса, которое выражается в сильной задержке и подавлении прорастания грибных пропагул - в первую очередь спор, а также склероций, мицелия, находящихся в почве или помещаемых в неё [Dobbs, Hinson, 1953; Lockwood, 1981, 1992]. Фунгистазис имеет большое значение в жизни почвы, так как способствует длительному сохранению грибов в покоящемся состоянии, даже если они не имеют специальных покоящихся структур [Мирчинк, 1988]. Причины фунгистазиса -комплексны и до сих пор далеки до полного изучения.

В ряде обзоров, посвященных этому явлению [Мирчинк, Марфенина, 1975; Dobbs et al., 1960; Lockwood, 1977, 1992; и др.], обобщаются накопленные экспериментальные данные, в основном касающиеся особенностей прорастания спор грибов в почвах, а также природы фунгистазиса и его снятия.

Установлено, что чувствительность к фунгистазису определяется видом гриба, возрастом грибных спор, типом почв, глубиной залегания, рядом их физико-химических и биологических свойств и т.д. Так, показано, что виды с мелкими спорами и хламидоспорами, для прорастания которых в энергетически бедных условиях почвы необходимы дополнительные экзогенные питательные вещества, сильнее подвержены фунгистазису по сравнению с грибами, имеющими крупные споры и склероции и поэтому более энергетически независимыми при прорастании [Марфенина, Мирчинк, 1976; Stemer, Lockwood, 1969; Lockwood, 1977]. При этом установлена большая устойчивость тёмноокрашенных грибов с толстой меланизированной оболочкой [Марфенина, Мирчинк, 1976]. Показано более сильное влияние фунгистазиса на патогенные грибы по сравнению с сапротрофными [Муромцев, Черняева, 1976]. Имеются данные об изменении чувствительности к фунгистазису с возрастом спор [Ко, Lockwood, 1967; Steiner, Lockwood, 1969].

Обнаружено, что выживаемость и уровни прорастания у разных типов спор одного и того же вида гриба могут различаться. К примеру, численность инокулированных в естественную почву хламидоспор Fusarium oxysporum оставалась стабильной большую часть времени и после 107 дней инкубации выживало 70 % от внесённого уровня, в то же время при инокуляции микроконидий уменьшение численности отмечали лишь к концу эксперимента,

однако, выживал всего 21 % от первичного уровня [Со1йеаисНег, А1аЬоиуеИе, 1990].

Фунгистатическое подавление прорастания спор грибов различается в разных типах почв [Никитина, Антоненко, 1975; Марфенина и др., 1991] и уменьшается с глубиной почвенного профиля [ОоЬЬб, Ншбоп, 1953]. Фунгистатическая активность некоторых почв изменяется посезонно, и может уменьшаться в летние месяцы [ОоЬЬэ, 1963]. Фунгистазис более сильно проявляется в почвах с большим количеством микроорганизмов и дефицитом питательных веществ [Мирчинк, Марфенина, 1975].

Чаще всего фунгистазис почв связывают с наличием и доступностью питательных веществ, необходимых для активации прорастания спор многих видов грибов [Ьосктюё, 1977, 1992]. Была высказана гипотеза энергетической зависимости прорастания грибных спор от присутствия экзогенных источников питания: при исследовании поведения спор грибов на агаровых блоках, инкубируемых на искусственных почвах, наличие фунгистазиса коррелировало с уменьшением питательных элементов в блоках [Но, Ко, 1986]. Подтверждением данной гипотезы служит то, что добавление органических веществ в почву приводит к снижению эффекта фунгистазиса. Так, при стерилизации почвы, приводящей к резкому возрастанию в ней запасов питательных веществ, & ТиКЖб при внесении в нестерильную почву глюкозы или пентона прорастание спор существенно возрастает [Ко, Ьосклуооё, 1967]. Это позволило условно разделять споры на нечувствительные к фунгистазису и зависимые от экзогенного питания. Предполагается, что «провокации» внесением органического вещества в почву, а также корневыми выделениями растений способствуют очищению почвы от инфекции, так как при этом повышается, в первую очередь, уровень прорастания спор и других покоящихся структур патогенных видов грибов [Бенкен, 1969; Мирчинк, Марфенина, 1975; Мирчинк, 1988]. Например, было показано, что вблизи корней хлопчатника происходит активное прорастание микросклероций УегйсШшт иакНае [Лагутина, 1985].

В качестве причин ингибирования прорастания спор в почвенных условиях рассматривают и ряд биотических факторов, как то: наличие вырабатывающихся в результате жизнедеятельности микроорганизмов летучих фунгитоксических

соединений, физиологически активных веществ [Ко, Нога, 1974]. Например, показано, что Pénicillium expansum выделяет летучие вещества, ингибирующие до 50 % прорастание спор ряда патогеных и сапротрофных грибов [Sundara, Saksena, 1980]. В последнее время дискутируется роль сидерофоров бактериальной природы как антагонистов прорастания спор и роста мицелия многих патогенных грибов. Так, показано, что патоген F. oxysporum f. sp. dianthi подавляется штаммом Pseudomonas fluorescens благодаря не только выделению несидерофорного антигрибного фактора, но и конкуренции посредников-сидерофоров за железо [Duijff et al., 1995]. Установлено, что сидерофоры бактериальной природы вовлечены в ингибирование прорастания хламидоспор и рост мицелия F.oxysporum в ризосфере [Lockwood, Schippers, 1984]. Однако, по мнению ряда авторов, вклад сидерофоров в почвенный фунгистазис не является столь очевидным [Lockwood, 1992].

Ингибиторы, замедляющие и подавляющие развитие патогенной микофлоры, могут выделяться и из семян высших растений [Левицкий, Погорлецкая, 1985]. Например, из семян гречихи выделено несколько ингибиторов трипсинов, которые даже в малых концентрациях подавляли прорастание спор патогенных грибов Älternaria altemala и F. oxysporum [Павлюкова, 1997]. Показано, что выживание спор A. alternata и P. digitatum уменьшалось на 95 % при добавлении в питательные среды геля Aloe vera в концентрации 105 мл/л [Saks, Golan, 1995].

Как видно из изложенных выше примеров, неоспоримо влияние почвенной микробиоты в установлении фунгистазиса почв, особенно в отношении патогенных грибов. Регулирование равновесия между сапротрофной и патогенной почвенной микрофлорой, торможение прорастания патогенных организмов естественными обитателями почвы называют одной из важнейших причин возникновения и существования фунгистазиса в почвах [Бенкен, 1969]. При более разнообразном микробном сообществе и более высоком уровне микробной активности, как правило, отмечают более сильное подавление прорастания спор. В то же время антагонистическая активность многих бактерий и актиномицетов по отношению к патогенным грибам (F. oxysporum, F. solani, Aspergillus niger и др.) определяется некоторыми физико-химическими факторами (например, присутствием глинистых

минералов группы монтмориллонита, каолинита, кислотностью среды и др.) и в большей степени проявляется в почве, чем на агаровых средах [Rosenzweig, Stotzky, 1979].

Ингибирование роста патогенных видов под воздействием грибов-антагонистов определяется температурными условиями [Mukherjee, Ragliu, 1997; Beyer et al., 1997] и зависит от кислотности, освещения, доступности питательных ресурсов [Ouimet et al., 1997]. В качестве одной из причин ингибирования прорастания спор и развития мицелия патогенных грибов со стороны сапротрофных обитателей почв также называют конкурентные взаимоотношения микроорганизмов за субстрат [Edwards, Blakeman, 1986].

Таким образом, фунгиетатичеекие механизмы защищают грибные пропагулы от спонтанного прорастания в почве в условиях отсутствия потенциальных утилизируемых субстратов. Однако при длительном хранении в почве грибные пропагулы могут терять способность к прорастанию [Агога, 1988; Lockwood, 1992].

Установлено, что уменьшение со временем прорастания спор и других покоящихся структур грибов (хламидоспор, склероций) происходит, в первую очередь, за счёт потери питательных компонентов (С14) из пропагул в виде «эксудатов». [Lockwood, 1992]. В естественных почвах, характеризующихся высокой микробиологической активностью, выделение эксудатов возрастает. Так, использование радиоактивных меток (С14) позволило установить, что потеря меченого С14 из грибных спор при инкубировании в стерилизованных почвах увеличивалась в присутствии ряда бактерий и других грибов, чем без них, при этом прорастание тестируемых спор грибов уменьшалось [Arora et al., 1983].

Наибольшие потери питательных веществ (С14) грибными спорами при выделении «эксудатов» в почвенных условиях отмечаются при дыхании спор [Hyakumachi et al., 1989]. Например, потери эндогенных веществ (С14) от дыхания при инкубировании хламидоспор F. solani f.sp. phaseoli на мембранных фильтрах в нестерильной почве в течение 70 дней составляли 55-78%, при этом прорастание хламидоспор, достигавшее 90% при инкубации в отсутствие внешних источников питания, уменьшалось до 0% к 70-ым суткам [Mondai et al., 1995].

Показано, что потери питательных веществ грибными пропагулами обратно

коррелируют с устойчивостью спор и их способностью к прорастанию в разных экологических условиях. Например, потери С14-меченного углерода при дыхании хламидоспор F. solani f.sp. phaseoli были значительно больше, а выживаемость хламидоспор падала при инкубировании при температурах 25°, 30°С в почве, имеющей pH 8,0 и высокий матричный потенциал (от 0 до -1 кРа), в то время как при 5°С и потенциале -ЮкРа более половины хламиидоспор сохраняли способность к прорастанию и после 70 суток инкубации [Mondai, Hyakumachi, 1998]. При потере 20 % питательных веществ (С14) склероциями Sclerotium rolfsii в почвах с матричным потенциалом -ОД бар наблюдали снижение прорастания этих грибных структур, а при потерях около 40 % отмечали их гибель [Hyakumachi, Lockwood, 1989]. Однако механизмы, вызывающие увеличение выделений «эксудатов» из грибных пропагул и приводящие к подавлению их прорастания, до сих пор не ясны [Lockwood, 1992].

Причинами фунгистатического подавления прорастания грибных спор в почвах называют и ряд почвенных абиотических факторов - наличие в почвах доступной влаги, дефицит которой имеет значение на ранних этапах прорастания спор [Мирчинк, 1988], высокое содержание ионов железа, алюминия, свинца, кадмия и других металлов, особенно в растворимых формах [Сенцова, Максимов, 1985; Марфенина и др., 1989; Ко, Нога, 1972, 1974], уровень содержания нитритов [Flouri, Balis, 1986], присутствие ионов аммония в щелочных почвах [Schippers et al., 1982] и т.д.

В частности, показано, что с увеличением щелочности почв значительно возрастает ингибирующее воздействие на прорастание спор целого ряда видов грибов [Schupp, Frei, 1969]. Это подтверждается в полевых экспериментах с известкованием окультуренных почв. Так, установлено, что в известкованных почвах наблюдается заметное снижение количества грибных зачатков [Мирчинк, Марфенина, 1974], подавление прорастания спор грибов [Марфенина, Мирчинк, 1976], уменьшение биомассы грибного мицелия [Полянская, 1996]. Уменьшение прорастания грибных спор по мере возрастания pH было показано и в лабораторных условиях, например, прорастание конидий фитопатогенного гриба F. oxysporum уменьшалось в 2-4 раза при изменении pH от 5,5 до 7,5 [Duijff et al., 1995].

Уровень прорастания спор, рост и развитие различных видов микроскопических грибов в почвах зависят и от температурных условий. Повышение или понижение температуры от оптимальной для прорастания данного вида, как правило, вызывает уменьшение количества прорастающих спор [Иванушкина, Мирчинк, 1984; Bertolini, Tian, 1996]. Часто представители одного вида, выделенные из разных природно-климатических зон, имеют различные границы роста и, соответственно, разную способность к прорастанию при определённых температурах [Жданова, Васильевская, 1982; Иванушкина, Мирчинк, 1984; Microorganisms..., 1988; Azmi et al., 1997; Vidal et al., 1997]. Установлено, что в разных типах зональных почв сообщества грибов в разной степени адаптированы к широкому диапазону флуктуаций температуры окружающей среды, но в то же время для доминирующих форм прослеживается чёткая корреляция их температурных характеристик с климатическим режимом района обитания [Бабьева, 1983].

В то же время фунгистатическое подавление прорастания спор грибов в почвах может усиливаться или, наоборот, уменьшаться при совместном влиянии ряда экологических факторов. Например, уровень и скорость прорастания спор Asp. niger, Asp.flavus, P. aurantiogriseum и P. hordei в широком диапазоне температур (5o - 45° С) были существенно выше при активности воды aw 0,995 -0,95, чем при aw 0,95 - 0,75 [Marin et al., 1998].

Показано, что прорастание спор отдельных видов грибов может использоваться как показатель антропогенного воздействия на почвы [Марфенина и др., 1989; Марфенина, 1991]. Например, прорастание спор чувствительных видов микроскопических грибов (Mortierella ramanniana, Ulocladium botrytis, P. spinulosum) снижалось в 2-3 раза при невысоких дозах загрязнения свинцом, а также при пастбищной дигрессии и рекреационном воздействии, в то время как прорастание устойчивых к различным типам антропогенных воздействий видов грибов (P. funiculosum, Asp. niger), наоборот, даже могло увеличиваться.

Для оценки жизнеспособности спор или других пропагул грибов в почвах часто используется существующий в разных модификациях метод мембранных камер [Никитина, Мамитко, 1981; Марфенина и др., 1989; Adams, 1967; Gochenaur,

БЬееЬап, 1980]. Данный метод позволяет обеспечивать грибам условия развития, приближенные к почвенным [Лагутина, 1985], и при этом не только оценивать уровни прорастания спор, выживаемость инокулируемых споровых популяций, но и отслеживать особенности прохождения последующих стадий жизненного цикла грибов - образование ростовых трубок, рост и ветвление мицелия, формирование репродуктивных структур, процесс лизиса у грибов [Лагутина, 1985; Марфенина, Лукина, 1989; Попова, 1990; Марфенина и др., 1991; Котик, 1992].

Применение метода мембранных камер показало, что для почв в целом характерно более длительное прохождение стадий жизненного цикла, задержка в прорастании спор, менее интенсивное развитие мицелия, его активный лизис и изменение структуры спорообразования. Например, прорастание спор исследованных видов грибов непосредственно в почвах никогда не составляло 100 % и происходило самое раннее на 3-й, а обычно на 5-е- 10-е сутки от начала эксперимента [Марфенина и др., 1991], а полный жизненный цикл (от момента прорастания спор до нового спорообразования) длился до нескольких недель, в то же время на богатых питательных средах он проходил не более, чем за 48 часов [Попова, 1990].

В результате прорастания грибных спор происходит развитие цветовой трубки - «критический» этап в жизненном цикле гриба [Ьоскшооё, 1992].

Вытягивание ростовой трубки из спор грибов, как и прорастание спор, зависит от условий среды - наличия субстрата, кислотности, температуры, уровня содержания токсичных веществ и т.д. Молодые гифы наиболее чувствительны к исчерпанию субстрата [Мирчинк, 1988; Ьоектюи, 1992], но реагируют и на изменение других факторов. Так, длина ростовых трубок вида Р. охузрогит уменьшалась при понижении кислотности среды и могла различаться более чем в 2 раза: при рН 5,5, 6,5 и 7,5, она достигала 31, 22 и 13 мкм соответственно [ОицА" е1 а1., 1995]. Длина ростовых трубок А. аНетШа уменьшалась от 120 мкм в контроле на 50 - 75% (до 30 - 60 мкм) при внесении ингибитора трипсина, выделенного из семян гречихи [Павлюкова, 1997]. Вытягивание проростков макроконидий К 8о1ат через 6 часов после инкубации на жидких питательных составах для гидропонных культур достигало 100-140 мкм при 25°, 30°С и в интервале рН от 4,5 до 9,0, но

уменьшалось в 3-10 раз при отклонении от оптимальных условий - до 10-30 мкм при 15° и 33°С, а также при pH 3,0 - 3,5 и pH 10,0 -11,0 [Schuerger, Mitchell, 1992].

Часто в результате обеднения и истощения энергетических питательных ресурсов происходит автолиз ростовых трубок и молодого мицелия, который является показателем гибели грибных пропагул [Ко, Lockwood, 1970]. Однако в ряде случаев пропагулы некоторых грибов после лизиса ростовой трубки способны прорастать повторно, хотя и с меньшей частотой [Farley et al., 1971; Stanghellini, Hancock, 1971]. К таким пропагулам относятся склероции ряда видов, хламидоспоры и макроконидии Fusarium, образование которых инициируется энергетическими потерями [Schippers, Van Eck, 1981]. Таким образом, почвенный фунгистазис можно рассматривать не только как механизм саморазрушения грибных популяций, но и как адаптивный ответ, ведущий к формированию более устойчивых грибных структур [Lockwood, 1992].

В целях более комплексной оценки фунгистатического воздействия почв на грибы предложено [Dix, 1972] учитывать все три параметра прорастания - скорости прорастания, общее количество (%) проросших спор и скорости роста ростовых трубок, поскольку не для каждого вида фунгистазис уменьшает все эти параметры, но даже изменение одного из них под влиянием экологических условий может повлечь за собой изменение других [Marin et al., 1998].

Исследованию особенностей роста и развития колоний из мицелия в почве по сравнению с прорастанием спор уделялось незаслуженно мало внимания. Предполагают, что для роста мицелия наличие и уровень присутствия питательных элементов имеет гораздо большее значение, чем для прорастания спор [Мирчинк,1988].

Однако в одной из немногочисленных работ по сравнительному изучению влияния фунгистазиса на мицелий и споры почвенных грибов было сделано заключение, что мицелий значительно менее чувствителен к фунгистазису [Steiner, Lockwood, 1969]. Чувствительность мицелия к фунгистазису оценивали по относительному нарастанию общей длины мицелия в почве за 12 часов инкубации. Рассчитывали индексы чувствительности для мицелия - как соотношение стерильной и исследуемой нестерильной почв, дающее рост в 30 мкм за 12 часов,

для спор - соотношение, дающее 50% прорастание. Оказалось, что мицелий всех восьми исследованных видов грибов значительно менее чувствителен к фунгистатическому воздействию почв по сравнению с конидиями этих грибов. Например, для мицелия P.frequentans индекс чувствительности составил 1,1, а для спор - 20, для Asp. fwnigatus - соответственно, 1,9 и 15,5, для Asp. terreus - 2,6 и 23,0, для Vert, albo-atrum - 0,2 и 7,5, для Cladosporium cucumerinum - 0,9 и 2,5. При этом чувствительность спор грибов коррелировала с чувствительностью мицелия этих видов.

В другой работе было показано, что ингибирование развития некоторых грибов почвенными бактериями и актиномицетами проявляется в меньшей степени при инокуляции этого гриба в почву в виде мицелиальных фрагментов, а не спор [Rosenzweig, Stotzky, 1970]. Так, скорости роста Asp. niger на 7-ой день после инокуляции в почву в виде мицелиальных фрагментов составили 3,54±0,0 мм/день при инкубации с ингибирующими его рост бактериями Serratia marcescens и 4,10±0,070 мм/день без бактерий, а при инокуляции в виде спор - соответственно, 2,09±0,078 и 3,40±0,113 мм/день.

Мицелий грибов, развивающийся в почве имеет ряд специфических особенностей по сравнению с мицелием грибов, выращиваемых на питательных средах. Как правило, он почти всегда тоньше. Так, диаметр гиф грибов Asp. niger, P. spinuïosum, имеющих светлый септированный мицелий на средах был 3 мкм, а в почве - 1,5 мкм. На примере зигомицета Zygorhynchiis heterogamus, имеющего ценоцитный мицелий, и меланинсодержащего UI. botrytis, имеющего септированный мицелий, было показано, что диаметр мицелия зависел от наличия питательных веществ и на богатых питательных средах составлял 5-7 мкм, а на голодном агаре и в почвах - 3-4 мкм [Попова, 1990; Марфенина и др., 1991]. С помощью метода мембранных фильтров было обнаружено, что диаметр гиф грибов в почвах различается для светлого и темноокрашенного мицелия - соответственно, от 2,0 до 3,1 мкм и от 2,6 до 4,8 мкм, и существенно изменяется в различных почвах [Демкина, Мирчинк, 1983(6)]. Д.М.Новогрудским [1956] было высказано мнение о том, что уменьшение размеров клеток является характерной чертой развития микроорганизмов в почвах и может быть адаптацией микробов на менее

благоприятные условия влажности, аэрации и питания, присущие почвам, по сравнению с питательными средами.

Изменение морфометрических показателей грибного мицелия в почвах может наблюдаться при некоторых типах антропогенного воздействия. Например, при загрязнении тяжёлыми металлами (повышенными дозами свинца) происходило образование раздутых гиф и шаровидных утолщений в гифах гриба Alternaria [Наплекова, 1982]. При рекреационном воздействии в бурых лесных почвах было обнаружено уменьшение диаметра гиф Zyg. heterogamus [Макарова, 1987], что может объясняться ухудшением питательного режима и недостатком кислорода вследствие уменьшения порового пространства [Звягинцев, 1987; Drazkiewicz, 1996; Otten, Gilligan, 1998]. При внесении в дерново-подзолистые почвы кадмия наблюдалось утолщение мицелия в 4-6 раз и образование мощных тяжей у гриба Mort, ramanniana, имеющего ценоцитный мицелий [Марфенина, Лукина, 1989]. Вероятно, лучшей выживаемости грибов в почвах способствует формирование мицелиальных тяжей, что было показано на примере грибов Phallus impudicus, Phanerochaete velutina, Hypholoma fasciculare и др. [Dowson et al, 1989], так как не объединенные в тяжи гифы быстрее лизировалиеь.

Скорость роста проростков мицелия ряда микроскопических грибов (Asp. niger, P. spinulosum, Zyg. heterogamus и Ul. botrytis) в почвенных условиях меньше на 2-3 порядка (десятки мкм/сут) по сравнению с ростом на твердых питательных средах, где прирост мицелия измерялся тысячами мкм/сут [Попова, 1990].

В разных типах почв, отличающихся по своим физико-химическим и биологическим свойствам, скорости роста мицелия одних и тех же видов грибов могут существенно различаться [Марфенина и др., 1991]. Так, рост гиф мицелия Zyg. heterogamus в дерново-подзолистой почве составлял 50±8 мкм/сут, в бурой лесной почве - 7±1 мкм/сут, в чернозёме - 12±3 мкм/сут. Рост мицелия Asp. niger и P. spinulosum наблюдался только в черноземе (6±2 мкм/сут), а в дерново-подзолистой и бурой лесной почвах после прорастания спор короткой ростовой трубкой рост мицелия прекращался.

Для почв характерно более редкое ветвление мииелия. чем на питательных

средах. Например, для Ul. botrytis соотношение общей длины мицелия и числа верхушек роста (величины единицы гифального роста - ЕГР) в чернозёмах составило 60 мкм, а на питательных средах было в 4 раза меньше - 15 мкм [Марфенина и др., 1991].

При антропогенном воздействии может наблюдаться снижение скоростей роста мицелия грибов, нарушение ветвления гиф и, как результат, общее ухудшение развития грибных колоний. Так, к изменению формирования колоний микроскопических грибов может приводить уплотнение почв [Макарова, 1987]. Например, при небольшом уплотнении бурых лесных почв у вида Zyg. heterogamus отмечалось нарушение развития грибных микроколоний, а при сильном уплотнении образования микроколоний не происходило вообще.

Загрязнение тяжёлыми металлами тоже могло оказывать ингибирующее воздействие на рост, ветвление, образование мицелия, репродуктивных органов, интенсивность спорообразования у грибов в почвах, что было показано на примере вида Morí, ramanniana [Марфенина, Лукина, 1989; Козлова, 1990; Котик, 1992] и в дальнейшем позволило считать это вид индикаторным для оценки ряда антропогенных воздействий [Марфенина, 1994].

Невысокие дозы загрязнения тяжёлыми металлами мог>т, наоборот, оказывать некоторое стимулирующее влияние, проявляющееся во временном ускорении мицелиального роста и увеличении репродукции [Сенцова, Максимов, 1985; Lokesha, Somashekar, 1990]. Например, спорообразование P.funiculosum и Asp. niger увеличивалось на стандартных и почвенных средах при внесении кадмия [Марфенина, Лукина, 1989; Котик, 1992]. Активирующее действие низких концентраций кадмия было обнаружено и для некоторых других микроорганизмов [Белевич и др., 1997].

Однако стимуляция роста и спорообразования у некоторых почвенных микроскопических грибов низкими дозами загрязнителя может в итоге приводить к снижению жизнеспособности потомства. Например, при исследовании развития колоний Asp. niger из спор на почвенных питательных средах [Котик, 1992] было обнаружено, что внесение Cd2+ в минимальной концентрации - 1 мг/л почти в 2 раза снижало прорастание спор следующего (2-ого) поколения. При внесении

кадмия в среду на стадии развития ростовых трубок и молодого мицелия образование спор тоже происходило, однако в дальнейшем все они были нежизнеспособны. Следовательно, изменения особенностей развития почвенных грибов в присутствии токсикантов (в частности, тяжёлого металла кадмия) могут определяться и тем, на какой стадии жизненного цикла грибов произошло загрязнение среды обитания.

В целом для почвенных условий, помимо изменения развития колоний грибов, характерно упрощение строения репродуктивных органов, выражающееся в сокращении числа конидиеносцев, уменьшении размеров конидиогенных структур, редукции их строения и уменьшении спорообразования [Новогрудский, 1956]. Под влиянием ряда экологических факторов - различных режимов питания, голодания, загрязнения токсикантами - может происходить микроциклическое развитие, когда на ростовой трубке, без стадии развитого мицелия, сразу формируются новые конидиогенные стуктуры [Попова, 1990; Марфенина и др., 1991; Smith et al., 1981; Lynch, 1982; Delatorre, Cardenascota, 1996].

Изучение процессов автолиза и лизиса грибных структур в почвенных условиях проводится и для понимания общих механизмов функционирования почвенной микобиоты, но в большей степени в целях разработки способов биологического контроля фитопатогенных грибов [Lockwood, 1992]. Однако эти вопросы остаются до сих пор не достаточно исследованными. В почвах в условиях недостатка энергетических компонентов, как правило, автолизу наиболее подвержены ростовые трубки и молодые гифы [Ко, Lockwood, 1970]. Установлено, что хитиназы и глюкозидазы могут активироваться в гифах грибов при экспозиции их в почвах. Большое значение имеет и влияние литических ферментов других микроорганизмов, которые также могут участвовать в разрушении старых гиф и уже автолизированных остатков. Уровень миколитической активности почв связывают с составом и активностью микробных комплексов - почвы, обладающие большими запасами бактериальной биомассы часто проявляют более высокую миколитическую активность [Kaczmarek, Pedziwilk, 1988].

На скорость лизиса гиф грибов влияют и другие почвенные свойства, например, влажность и температурный режим почв. Так, лизис мицелия

РНуЮрЫога стпатогт затормаживался в почвенных условиях при полной полевой влагоёмкости и понижении температуры с 25-27°С до 5°С [ЛезЫй е! а1., 1979]. В то же время лизис гиф этого гриба уменьшался в 5 и более раз и при перенасыщении почв влагой (двойной влагоёмкости), а при потере влаги (половинной влагоёмкости) лизис, наоборот, в 2,5 раза ускорялся. Возможно, эти особенности лизиса грибов могут быть одной из причин формирования значительных запасов мицелиальной биомассы в холодных и переувлажнённых северных почвах [Демкина, Мирчинк, 1984; Паринкина, 1989; Кирцидели и др., 1996; и др.], характеризующихся и более слабым развитием бактериальных микробных комплексов [Мирчинк, Паников, 1985].

Итаке почвенных условиях рост и развитие колоний грибов находятся в зависимости от целого ряда разнообразных экологических факторов. До сих пор преимущественно изучали развитие грибов при бесполом размножении — из спор. К сожалению, мало внимания уделялось исследованиям особенностей роста вегетативных колониеобразующих структур - отдельных гиф, фрагментов мицелия. Известно, что большая часть почвенной грибной биомассы представлена именно мицелием. В то же время в почвенных условиях может происходить процесс фрагментации грибного мицелия, что может влиять на развитие отдельных видов грибов в почвах.

2.2. Причины возможной фрагментации мицелия грибов в почвах

Одной из основных причин фрагментации мицелия микроскопических грибов в почвах является жизнедеятельность беспозвоночных животных. Причём, влияние почвенных беспозвоночных может быть как прямым, так и косвенным. Так, для многих почвенных беспозвоночных показана избирательная пищевая активность по отношению к почвенным грибам [Стриганова, 1980; Ищенко, 1995; Parkinson et al., 1979; Cooke, 1983; Hedlund, Augustsson, 1995]. Избирательное потребление и переваривание отдельных видов может быть одним из главных факторов влияния дождевых червей на структуру комплексов грибов в почвах [Dash et al., 1986]. К настоящему времени сам процесс переваривания почвенными беспозвоночными мицелия и спор различных грибов изучен не достаточно. Однако принято

подразделять микроскопические грибы на «переваривающиеся» и «непереваривающиеся». Так, дождевые черви при одновременном питании сразу несколькими видами микроскопических грибов могут переваривать одни виды, при этом другие виды могут проходить через кишечник червей практически без потери жизнеспособности [Козловская, 1980]. С другой стороны переваривание дождевыми червями может оказывать фунгистатическое воздействие на прорастание спор некоторых видов грибов [Стриганова и др., 1988].

В процессе питания почвенные беспозвоночные употребляют и споры и мицелий грибов. При этом целостность гиф нарушается, происходит их фрагментация. Так, было показано [Dash et al., 1986], что при прохождении через кишечник некоторых дождевых червей происходит уменьшение общего количества грибного мицелия в процессе переваривания, и при этом фрагменты гиф становятся в 2-2,5 раза короче. Средняя длина обнаруженных фрагментов мицелия в передней, средней, задней частях кишечника и в выбросах дождевых червей составила, соответственно, для Octochaetona surensis: 158±9 мкм, 106±19 мкм, 89±17 мкм, 70±4 мкм, для Lampito mauritii: 147±11 мкм, 122±14 мкм, 81±11 мкм, 60±3 мкм, для Drawida willsi: 158±20 мкм, 103±8 мкм, 76±3 мкм, 61±9 мкм. После прохождения через кишечник в выбросах червей О. surensis, L. mauritii и D. willsi непереваренной осталась значительная часть грибного мицелия - соответственно 65,0, 43,3 и 21,5% от первично поглощенного. То есть, таким образом в почву могли выбрасываться части фрагментированного мицелия.

При проращивании на препаратах грибных пропагул - спор и гиф грибов, обнаруженных в «дриллосфере» (ходах дождевых червей), оказалось, что длина грибного мицелия и доля прорастающих гиф на расстоянии 2 мм от хода дождевого червя были почти в 2 раза ниже, чем в окружающей почве [Полянская, Тиунов, 1996]. Жизнеспособность гиф грибов составила 40-55% в 2 мм зоне от хода червя и 50-75% на расстоянии 5-10 мм, в то время как прорастание спор грибов везде достигало 80-100%.

В лабораторных опытах с другими животными - коллемболами было показано, что гифы Cladosporium sp., прошедшие желудочно-кишечный тракт животных и претерпевшие фрагментацию, оказывались не способными к росту, в

то время как 13% спор всё же прорастали [Van der Drift, 1965].

Вышеперечисленные данные показывают, что в процессе потребления почвенными беспозвоночными грибной мицелий фрагментируется, частично переваривается и в результате может терять свою жизнеспособность. Потеря жизнеспособности мицелия, вероятно, может быть связана с жизнедеятельностью и антагонистическим воздействием бактерий и других почвенных микроорганизмов. По данным электронной микроскопии [Гузев и др., 1986], в экскрементах мокриц и типулид обнаруживались лишь короткие фрагменты грибного мицелия, которые при этом были интенсивно заселены кишечными бактериями.

В то же время имеются данные, свидетельствующие о сохранении жизнеспособности грибных колониеобразующих единиц (КОЕ) после переваривания почвенными беспозвоночными. Так, показана способность к росту на питательных средах большей части КОЕ ряда почвенных грибов (представителей родов Pénicillium и Мисог) после нескольких часов культивирования в кишечной жидкости диплопод Pachyiulusßavipes [Bysov et al., 1997].

К сожалению, механизмы переваривания почвенными беспозвоночными грибного мицелия, а также вопросы жизнеспособности грибных КОЕ (фрагментов гиф и спор) после прохождения кишечного тракта животных - пока что полностью не исследованы.

Механическое воздействие беспозвоночных на почву может служить косвенным фактором, приводящим к фрагментации грибного мицелия. Размельчая опад, разрыхляя и перемешивая почвенные слои, разрушая структурные отдельности - почвенные агрегаты [Козловская, 1984; Звягинцев, 1987], животные могут приводить к нарушению целостности уже существующих колоний почвенных грибов.

Наряду с влиянием почвенной биоты, фрагментация почвенного мицелия может происходить и в результате различных Физико-химических процессов в почвах. [Новогрудский, 1956; Почвоведение, 1989]. Например, это процессы, связанные с изменением структурного состояния почв в результате изменения влажности, прогревания, высыхания, промерзания и оттаивания. Ряд антропогенных факторов - вспашка при окультуривании почв, уплотнение при

рекреационном воздействии, просадка и деформация поверхностей, в том числе при строительстве и т.д. - приводят к нарушению сложения почв. Рост корней растений тоже изменяет некоторые физико-химические свойства почвы за счёт корневых выделений и «расталкивания» почвенных частиц в процессе вытягивания. В результате в почвах происходит постоянное перемешивание частиц и агрегатов, что влечёт за собой нарушение грибных колоний, разрывы мицелиальных тяжей и отдельных гиф грибов.

Нарушение или фрагментация отдельных гиф и мицелиальных тканей под влиянием стрессовых условий среды иногда наблюдается и в некоторых биотехнологических процессах при культивировании грибов в проточных культурах, например, в результате увеличения вязкости среды, нагревания, замедления (уменьшения) подачи питательных веществ и кислорода [Van Suijdam, Metz, 1981].

Фрагментация мицелия может наблюдаться в почвах в результате процессов автолиза грибов, рассмотренных выше (см. главу 2.1.). В настоящее время ряд авторов считает, что одним из возможных путей протекания жизненных циклов грибов в почвах может быть аутофрагментация [Евдокимова, 1989; Марфенина и др., 1991]. Явление аутофрагментации наблюдалось и в лабораторных условиях при дефиците питательных веществ, голодании грибов [Евдокимова, 1989]. Остаётся не понятно - насколько жизнеспособны структуры, образующиеся в подобных случаях.

Итак, в почве благодаря ее гетерогенности и динамическим свойствам постоянно имеют место процессы, в результате которых может происходить фрагментация мицелия почвенных микроскопических грибов. Как это явление влияет на развитие популяций микроскопических грибов в почвах до сих пор не исследовано.

3. РОСТ И РАЗВИТИЕ КОЛОНИЙ МИКРОСКОПИЧЕСКИХ ГРИБОВ НА ТВЁРДЫХ ПИТАТЕЛЬНЫХ СРЕДАХ

Изучение кинетики роста почвенных грибов на твёрдых питательных средах в лабораторных условиях позволяет получать информацию, использование которой может служить основой для понимания закономерностей формирования колоний грибов в их естественной среде обитания. Как известно, для микроскопических грибов в почве наиболее характерно развитие именно на поверхностях твёрдых сред [Звягинцев, 1973,1987; Microorganisms in..., 1988].

Одним из преимуществ изучения роста грибов и формирования грибных колоний на твёрдых средах является возможность количественного описания роста мицелия, построения математических зависимостей, позволяющих в итоге понимать и описывать различия в принципах формирования грибных колоний или агрегатов в тех или иных условиях [Prosser, 1993].

В основе подобных исследований лежит понятие грибной колонии, которая формируется на твёрдой среде, как «типичная» [Егунов, 1914; Курсанов, 1933; Мирчинк, 1988; Паников, 1991; Prosser, 1993]. Представления о такой колонии следующие. Вегетативное тело гриба, как правило, представлено мицелием. Мицелий развивается из споры, при прорастании которой образуется одна или несколько ростовых трубок. Ростовые трубки удлиняются, отчленяются от споры перегородкой и затем развивается мицелий, который состоит из ветвящихся нитей (гиф), имеющих апикальный рост и боковое ветвление. Гифы активно разрастаются, ветвятся и расходятся в разные стороны центробежно. Таким образом, формируется сферическая форма грибной колонии. Дальнейший рост происходит за счёт периферической зоны роста. Одновременно внутри этой зоны роста формируются репродуктивные органы. В центре колонии начинается лизис мицелия и наступает старение грибной колонии. «При всём общем однообразии описанного мицелия, который можно назвать типичным или гифенным мицелием» [Курсанов, 1933], каждый вид грибов характеризуется своими скоростями роста, вытягивания и ветвления гиф, потребления субстрата, накопления продуктов обмена и старения мицелия, что в конечном итоге и определяет облик развивающихся на твёрдых средах колоний микроскопических грибов.

3.1. Характеристика фаз роста «типичной» колонии грибов

Рост грибной колонии, как правило, начинается с лаг-фазы. Наличие лаг-фазы определяется тем, что споры грибов часто находятся в состоянии покоя. Под покоем спор понимают «обратимую остановку фенотипического развития организма» [Sussman, Douthit, 1973], биологический смысл которой - в сохранении вида в течение неблагоприятного для вегетации периода, переживании организмом неблагоприятных для роста условий окружающей среды [Мирчинк, 1988]. Также лаг-фаза необходима популяции для её адаптации к новым условиям роста [Slatter,1988], Следовательно, длительность лаг-фазы в начале роста грибных колоний должна зависеть от времени, необходимого для перехода организма к активному метаболизму, то есть для выхода спор грибов из покоящегося состояния.

Различают два типа покоя спор: конститутивный и экзогенный [Великанов, 1980; Мирчинк, 1988; Sussman, Douthit, 1973; Van Etten et a!., 1983]. Конститутивный покой поддерживается благодаря присущим самим спорам свойствам: морфологическим особенностям спор - созданию за счет строения клеточной стенки и формы эндоплазматического ретикулума естественных барьеров для проникновения кислорода, воды, питательных веществ и метаболитов внутрь споры [Furch, 1981]; - химическому составу содержимого спор, например, низкому содержанию воды и высоким концентрациям веществ, таких как карбогидраты, фосфолипиды, жирные кислоты, спирты, свободные аминокислоты и др. [Феофилова, 1987; Reisener, 1976; Van Etten et al., 1983]; - замедленной метаболической активности, например, из-за дефицита ферментов, входящих в электронно-транспортную цепь митохондрий [Gottliebb, 1976]; - присутствию еамоингиботоров - химических веществ, препятствующих прорастанию спор [Маско, 1981] и др. Экзогенный покой обеспечивается за счет неблагоприятных химических и физических факторов окружающей среды, а именно: влажности [Иванушкина, Мирчинк, 1988; Saad, 1992]; недостатка питательных вещест, кислорода, избыточной концентрации С02 [Van Etten et al., 1983; Dereu et al., 1995]; температуры [Иванушкина, Мирчинк, 1984; Arora et al., 1996; Vidal et al., 1997]; освещения [Oduor et al., 1996]; высоких доз загрязнителей [Сенцова, Максимов, 1985; Марфенина и др., 1989]; антагонистического воздействия других

микроорганизмов [Шелохович и др., 1991; Nakashima et al., 1991]; выделения самоингибиторов выросшим ранее мицелием тех же видов [Bottone et al., 1998] и т.д. Иногда выделяют еще и третий тип покоя спор - индуцированный [Sussman, Douthit, 1973], описывая такое состояние спор, когда экзогенный покой переходит в конститутивный.

Основное различие между конститутивно и экзогенно покоящимися спорами грибов проявляется в необходимости специальной активации для инициации прорастания первых, в то время как для вторых достаточно поместить споры в благоприятные для роста вида условия среды [Мирчинк, 1988; Мюллер, Леффлер,

1995]. В качестве активаторов, стимулирующих прорастание конститутивно покоящихся спор, могут выступать высокотемпературная обработка [Furch, 1981], воздействие низких температур [Ouellette, Ward, 1970], обработка химическими реагентами [Cotter, 1981], инициирование питательным субстратом или специфическими веществами [Мирчинк, 1988; Van Etten et al., 1983; Benlioglu, Devel, 1996; и др.], добавление низких концентраций тяжёлых металлов [Сенцова, Максимов, 1985; Lokesha, Somashekar, 1990]; воздействие зеленым светом [Феофилова и др., 1991]. Стимулирование прорастания спор одних грибов может наблюдаться в присутствии покоящихся структур других видов [Mischke, Adams,

1996]. Предполагают, что многие вещества, индуцирующие прорастание спор грибов, действуют как естественные катализаторы, либо инактивируют имеющиеся в споре естественные ингибиторы [Мирчинк, 1988]. Иногда споры прорастают в результате аутоактивации [Van Etten et al., 1983] веществами, часто продуцируемыми самими спорами с возрастом или при высокой плотности споровой суспензии. Так что длительность лаг-фазы определяется не только составом питательной среды, но также количеством и возрастом посевного материала [Мюллер, Леффлер, 1995].

При активации спор грибов происходят множественные биохимические, цитологические и морфологические изменения [Мирчинк, 1988; Van Etten et al., 1983]: нарушается проницаемость клеточной стенки спор, начинают активно поступать внутрь вода, питательные вещества, увеличивается содержание продуктов обмена. Спора набухает, увеличивается в диаметре, идет активный

синтез аминокислот, белков, компонентов цитоплазмы и клеточной стенки грибов. Намечается полярный центр роста и, наконец, появляется ростовая трубка. С этого момента начинается активное развитие мицелия грибов.

Стадия вегетативного мицелия - наиболее функционально значимая стадия жизненного цикла грибов в наземных экосистемах [Звягинцев, 1987; Lynch, 1988].

Формирующаяся грибная колония переходит в фазу ускорения роста. Обычно это кратковременный переходный период, в течение которого удельная скорость роста грибной колонии увеличивается от нулевой до некоторой максимальной [Перт, 1978; Печуркин, 1978; Slatter, 1988]. В этот период ростовая трубка, развивающаяся из грибной споры, растёт преимущественно за счёт внутренних резервов. Максимальную длину ростовой трубки разные авторы определяют по-разному: до появления первой септы в гифе [Мюллер, Леффлер, 1995], до первого ветвления [Иванушкина, Мирчинк, 1983], до 3-5 клеток после первого ветвления или по достижении определённой длины (обычно 100 мкм) для несептированного мицелия [Билай, 1973]. Иногда фазу ускорения роста относят либо к начальному периоду, либо к следующей фазе активного роста [Работнова, Иванова, 1971].

Фаза ускорения роста быстро заканчивается и начинается фаза экспоненциального роста гриба. В этот период грибная колония находится в условиях сбалансированного роста, размер клеток и их состав практически не изменяются, все необходимые питательные вещества присутствуют в достаточных количествах, развитие грибной колонии ещё не тормозится ингибирующими продуктами обмена веществ [Перт, 1978; Печуркин, 1978; Паников, 1991; Slatter, 1988]. Экспоненциальный рост определяется выражением:

где Цтах - максимальная удельная скорость роста. Согласно выражению (2), угол наклона логарифмической прямой роста гриба в этой фазе определяется величиной ¡1тах. Величина Цщах является характеристикой конкретных условий роста для каждого грибного штамма, но при этом представляет собой одну из наиболее важных кинетических постоянных, описывающих развитие организма

Xt= Xo-eMmaxt,

или, логарифмируя, In Xt=(-imaxt+lnXo,

О) (2)

[Trinci, 1974].

Рост колоний грибов происходит за счет двух основных процессов -удлинения гиф и ветвления мицелия [Prasser, 1993]. В течение периода экспоненциального роста в отсутствии ингибирующих продуктов обмена и при достатке питательного субстрата общая длина грибных гиф и число ветвей увеличиваются экспоненциально с постоянной скоростью jimax [Trinci, 1974]. В этот период происходит дихотомическое и латеральное ветвление растущих гиф. Число клеток в гифах при этом увеличивается за счет деления апикальных клеток [Котов, Сиренко, 1986]. На примере Trichoderma viride [Котов, 1988] и М. hiemalis [Hutchinson et al., 1980] было экспериментально показано, что длительность цикла удвоения апикальной клетки гифы в экспоненциальной фазе имеет гамма-распределение. При длительном наблюдении среднее число клеток гифы и средний радиус колонии начинают расти линейно со скоростью, обратно пропорциональной среднему периоду деления апикальной клетки [Котов, Сиренко, 1986].

«Дочерние» ветви гиф растут первоначально с экспоненциальной скоростью родительской гифы, а затем достигают постоянной линейной скорости распространения [Prasser, 1993]. Однако измеренный в пределах общей длины вытягивающегося мицелия рост грибной колонии происходит экспоненциально за счет экспоненциального образования и роста ветвей. Было установлено, что из-за ограниченности пространства экспоненциальный режим роста со временем сменяется квадратичным в поверхностных и кубическим в глубинных культурах [Koch, 1975]. Была предложена модель ветвления мицелия, объясняющая степенные режимы роста биомассы [Бойко, 1986].

Средняя скорость вытягивания гиф в экспоненциальной фазе роста [Trinci, 1974] равна:

E=2[L(t+l)l-L(t)] (3)

h n(t+l)+n(t)

В течение этого раннего периода роста в формирующейся грибной колонии гифы ветвятся первоначально под углом примерно 90°. В дальнейшем гифы разрастаются в направлении от центра грибной колонии, уклоняясь от соседних растущих в том же направлении гиф. В итоге, формируется круглая колония с равнораспространяющимися, радиально направленными гифами,

вытягивающимися с постоянной скоростью [Prosser, 1993]. Причем, хотя рядом авторов высказывалось мнение, что вновь формирующиеся ветви растут с меньшей скоростью [Trinci, 1979; Allan, Prosser, 1983], другие авторы доказали, что скорость вытягивания молодых ветвей гиф такая же, как и родительских [Hutchinson et al., 1980; Kotov, Reshetnikov, 1990]. В итоге, некоторые дочерние ветви могут «догонять» родительские, поддерживая таким образом ровное распространение гиф по всему краю колонии [Prosser, 1993].

Экспоненциальное увеличение длины гиф в формирующейся колонии грибов не может продолжаться долго, и в конце концов рост в центре колонии становится ограниченным. Организм вступает в фазу замедления роста. По контрасту с непродолжительной экспоненциальной фазой, фаза замедления роста - достаточно длительна и в действительности является одной из основных фаз в жизненном цикле организма [Slatter, 1988]. Большую часть этой фазы гриб растёт с линейной скоростью. В процессе линейного роста обычно достигается наибольший суммарный прирост длины мицелия, общей биомассы грибной колонии.

Для описания роста и развития грибных колоний часто используется показатель радиальной скорости роста колонии на питательных средах - Кг [Звягинцев и др., 1984; Паников, 1991; Trinci, 1969; Trinci, 1971; Prosser, Trinci, 1979; и др.]. Этот показатель определяется как увеличение диаметра колоний за определённый период времени. В фазе замедления роста колония растёт «только за счёт своей весьма узкой периферической зоны. Для равномерного роста необходимо, чтобы последняя всегда оставалась вне влияния всё возрастающего количества продуктов обмена» [Егунов, 1914]. В этой фазе уравнение (2) описывает рост периферийной зоны колонии, где с максимальной удельной скоростью роста [imax идёт освоение ещё не исчерпанного субстрата [Trinci, 1971]. Ширина периферической зоны (w) остается постоянной, пока колония увеличивается в размере. Радиальная скорость роста определяется через рост в периферической зоне и связана с удельной скоростью роста [Trinci,1971]:

Kr=|iw (4)

Если в экспоненциальной фазе радиус грибной колонии увеличивался экспоненциально, то в фазе замедления роста скорость радиального роста

становится постоянной и остаётся такой длительное время. Интересно отметить, что ещё в начале нашего столетия при исследовании роста грибных колоний русским учёным М.А.Егуновым [1914] было экспериментально установлено, что радиальная скорость роста грибных колоний сохраняет постоянное значение. Начиная с 60-х гг., изучение роста грибных колоний активно проводилось за рубежом, и было установлено, что радиальная скорость роста является постоянной в конкретных условиях, но зависит от изменения экологических факторов, концентрации субстрата, температуры, влажности и т.д. [Trinci,1969].

Установлено [Trinci, 1969, 1971], что скорость линейного роста грибных гиф, как правило, не зависит от глубины агара: грибной мицелий проникает в глубину агара со скоростью, почти равной скорости радиального разрастания колонии по поверхности, и если глубина агаризированной питательной среды достаточна, то колония растёт в форме полусферы в слоях питательного агара, лежащих ниже его поверхности. При этом плотность гиф уменьшается в логарифмической прогрессии с глубиной проникновения мицелия в агар.

То есть для колоний грибов время роста по линейному закону не ограничено [Перт, 1978], и при наличии оптимальных для вида условий, когда скорость роста колонии достигает максимального значения, рост перестаёт быть лимитированным [Trinci,1969].

Хотя абсолютный прирост длины мицелия при линейном росте колонии в фазе замедления роста ещё может быть велик, удельная скорость роста мицелия начинает уменьшаться. Это вызвано целым рядом факторов, таких как накопление вредных продуктов жизнедеятельности организма, вызываемых этими продуктами неблагоприятных изменений кислотности среды, нарушением кислородного баланса, исчерпанием питательных ресурсов, ограничением пространства, изменением баланса органических и минеральных питательных веществ под разными частями грибных колоний [Паников, 1991; Paustian, Schnürer, 1987; Kotov, Reshetnikov, 1990; Olsson, 1994, 1995; и др.]. Например, при культивировании Rhizoctonia cerealis на средах с разным содержанием органического вещества было показано, что концентрация субстрата в среде под центром колонии уменьшалась со временем при разрастании грибной колонии и удалении краевой части. При этом

скорость исчерпания органического субстрата зависела от его начальной концентрации [Robson et al., 1987].

Описание замедления роста микроорганизмов в зависимости от концентрации лимитирующего рост субстрата было дано Дж.Моно [Monod, 1949, цит. по Паников, 1991]. Согласно его представлениям, зависимость удельной скорости роста от концентрации лимитирующего субстрата (S) выражается кривой с насыщением, соответствующей уравнению Михаелиса-Ментена:

Мтпах^ /г-ч

где Ks - константа Михаэлиса, численно равная концентрации субстрата, при которой скорость роста достигает половины максимальной.

В то же самое время русский учёный В.О.Таусон [1950, цит. по Паников, 1991] пришёл к аналогичному заключению при изучении роста грибов рода Aspergillus на разных субстратах: он установил, что удельная скорость роста ¡1 не являлась постоянной величиной даже в экспоненциальной фазе, а изменялась в зависимости от лимитирующего субстрата.

В фазе замедления роста в грибной колонии происходят существенные физиологические перестройки в самих клетках от активного роста до его остановки. В отличие от экспоненциальной фазы, где все клетки микроколонии «ведут себя» практически одинаково, в фазе замедления роста внутри периферической зоны роста колонии начинают образовываться репродуктивные органы - бесполые и половые спороношения, и в центре грибной колонии из-за исчерпания субстрата, кислородного истощения и накопления токсичных продуктов и т.д. [Мирчинк, 1988; Lloyd, Lockwood, 1966; Prosser, 1993; Olsson, 1995; Rayner et al., 1995; и др.] имеют место явления автолиза гиф, отмирания клеток, то есть наступает старение. Структура, состав, физиологическая активность отдельных частей колонии в течение этой фазы изменяются радикально, и колония приобретает вид расходящихся концентрических кругов - разных функциональных зон, сменяющих друг друга. В отдельных зонах грибной мицелий находится в разных фазах роста, то есть колония приобретает черты «циркулярной» морфологии [Prosser, Trinci, 1979; Prosser, 1993].

После окончания фазы замедления роста наступает стационарная фаза [Перт, 1978; Slatter, 1988]. В этот период активный рост прекращается, хотя грибная колония остаётся метаболически активной. Скорости роста компенсируются скоростями отмирания, лизиса клеток. В этой фазе колония по своей структуре становится наиболее гетерогенной. Состояние внутренних зон колонии полностью определяется переносом питательных элементов из этих зон и оборотом существующей биомассы [Prosser, 1993]. При этом во внутренних зонах мицелий оказывается наиболее тесно разветвлённым, большинство апексов гиф перестаёт вытягиваться, нарушается направленность роста гиф, становится обычным их слияние.

Затем наступает фаза отмирания, уменьшается число живых клеток, гифы лизируются, и в грибной колонии происходит уменьшение биомассы. Скорость отмирания зависит от биологии самого организма, экологических условий среды [Slatter, 1988].

Продолжительность каждой фазы определяется видовой специфичностью грибов, факторами окружающей среды и рядом других условий. В переменных условиях среды, как правило, происходит стимулирование развития организма, приводящее к большему нарастанию биомассы, ускоренному спороношению или даже к микроциклическому развитию. Так, при культивировании P. chrysodenum в переменных температурных режимах грибные колонии достигали больших размеров по сравнению с развитием при постоянной температуре [Долгова, Зданович, 1997]. При этом имело значение, с какой температуры (максимальной или минимальной) начиналось выращивание гриба: когда лаг-фаза протекала при максимальной температуре, отмечалось ускорение роста колоний по сравнению с постоянными температурами. Увеличение биомассы Asp.flavus отмечалось при культивировании (более 10 дней) в переменных режимах, отражающих сезонные температурные колебания, по сравнению с ростом при постоянной температуре (28°С) [Criseo et al., 1990].

Часто при переменных температурных режимах можно наблюдать микроциклическое развитие, когда экспоненциальная и фаза замедления роста мицелия - не выражены. Так, при культивировании спор Asp. niger при 44°С

происходила активация их прорастания, а последующее перемещение проросших спор в условия более низких температур (25-30°С) приводило к микроциклическому спорообразованию без развития вегетативного мицелия [Smith et al., 1981]. Чаще микроцикл можно наблюдать в переменных режимах при сочетании температурного стресса и голодания [Delatorre, Cardenascota, 1996]. Например, при инкубации спор P. urticae при на благоприятной для роста среде и последующем перемещении набухших спор на бедную N среду при 35°С [Sekiguchi et al., 1975].

3.2. Механизмы роста мицелия при развитии «типичной» грибной колонии

В последние десятилетия множество работ посвящено исследованию основных механизмов - вытягиванию гиф и ветвеобразованию, за счёт которых происходит рост мицелия и развитие грибных колоний, а также изучению факторов, их определяющих.

В процессе развития колонии формируются ответвления от главных гиф, которые обозначаются как ветви 1-го, 2-го, 3-го порядков и т.д. Если в экспоненциальной фазе роста ветви 1-го порядка перпендикулярны родительским гифам, 2-го порядка - ветвям 1-го порядка, 3-го порядка - ветвям 2-го порядка и все гифы имеют один диаметр, то в фазе замедления роста из-за уменьшения незанятого субстрата углы отклонения гиф друг от друга уменьшаются с 90° до 7060°, и соотношение между диаметрами главных, первичных и вторичных гиф изменяется, например, для Neurospora crassa составляет 100:66:42 [McLean, Presser, 1987]. Оказалось, что частота, длина, диаметр ветвей находятся в зависимости от уровня ветвления. При анализе 183 колоний 14 видов грибов [Park, 1985] была установлена обратная логарифмическая зависимость между числом ветвей определённого порядка, и номером порядка, а также показана связь между логарифмом средней длины ветвей и их порядковым номером. При этом факторы окружающей среды являются определяющими в «выборе» колонией моделей ветвления, наиболее эффективных для использования питательных субстратов при минимальном синтезе биомассы [Presser, 1993].

Ряд авторов установили, что количество апексов (образующихся ветвей) в

39

растущей грибной колонии увеличивается примерно пропорционально суммарной длине гиф колонии. Для характеристики этой связи было предложено использовать [Caldwell, Trinci, 1973] показатель единицы гифалъного роста - ЕГР (G), который представляет собой отношение общей длины гиф (L) к числу верхушек роста (п):

Было установлено, что величина ЕГР определяется средним расстоянием между соседними ветвями на одной гифе - средней длиной междоузлий, или «internode lenght» [Armentrout et al., 1986]. На ранней стадии роста величина ЕГР складывается из средней длины междоузлий (непролифелирующих частей гиф) и среднего значения длин апикального сегмента родительских гиф и их ответвлений (пролифелирующих частей гиф) [Kotov, Reshetnikov, 1990].

При достижении линейной скорости вытягивания гиф величина ЕГР становится постоянной и представляет собой гифальный объём, ассоциированный с каждым ветвлением [Robinson, Smith, 1979].

Оказалось удобно использовать величину единицы гифального роста - ЕГР для описания характера ветвления грибных колоний [Katz et al., 1972]. Величина ЕГР (G) представляет собой отношение между средней скоростью вытягивания гиф (Е) и удельной скоростью роста (|i): [Katz et al., 1972; Steel, Trinci, 1975; Righelato, 1979]:

G=E/|i (7)

Так как ветвление мицелия определяется механизмами, регулирующими объем ЕГР (Vg) и радиус гифы (г), то, согласно равенству (7) [Trinci, 1984]:

" (8)

ж2

Из данного равенства (8) слсдуст, что изменение диаметра гиф должно приводить к изменению скорости распространения гиф и величины ЕГР [Типа, 1984]. В то же время изменение удельной скорости роста будет вызывать изменение ЕГР лишь в случае непостоянства соотношения (7). Это было подтверждено на примере Ыеигозрога сгазза, когда соотношение Е/ц оставалось неизменным при разных температурах, и длина ЕГР в этом случае не зависела от

температур [Trinci, 1974].

Существует множество примеров взаимосвязи морфологических и ростовых показателей роста гифы, подтверждающих уравнения (7) и (8). Из них следует, что изменение какого-либо одного параметра роста мицелия под влиянием условий оружающей среды должно приводить к изменению характера ветвления в грибной колонии.

Так, в мицелии F. graminearum при культивировании на среде, содержащей 1,4x10"8 Са2+, наблюдалось плотное ветвление и при этом образовывались широкие гифы с нерегулярными стенками вплоть до формирования субапикальных «баллонов» [Robson et al., 1991(a)]. Уменьшение ветвления (увеличение длины ЕГР) при повышении скорости вытягивания гиф было показано для Botrytis cinerea при возрастании концентрации источников углерода (глюкозы, фруктозы, сахарозы), и оно не влияло на удельную скорость роста мицелия [Vercesi et al., 1997]. Отличия в характере ветвления, морфологии основных гиф, радиальных скоростях роста колоний были установлены на питательных средах разного состава для Р. commune, Aureobasidium pullulans и Paecilomyces farinosus [Reeslev, Kjoller, 1995]. Увеличение ветвления гиф (уменьшение ЕГР) было обнаружено у N. crassa под влиянием низких концентраций ряда ингибиторов (лизоцелина. пиерицидина и аналога инозитола) при неизменной удельной скорости роста [Hoskin et al., 1995]. В изменяющихся условиях культивирования показана некоторая пространственная гетерогенность плотности гиф растущего края расширяющихся колоний у ряда грибов [Davidson et al., 1997].

Вероятно, по изменению характера ветвления в грибных колониях можно судить об оптимальности условий культивирования для этих грибов. Как следует из вышеперечисленных фактов, в неблагоприятных условиях может происходить уменьшение величины ЕГР (уплотнение ветвления). То есть, величина ЕГР зависит от условий окружающей среды и может использоваться как чувствительный показатель изменения этих условий.

Российскими исследователями К.Б.Аеланиди и коллегами [1996(a), (б)] при изучении динамики поляризованного роста многоклеточных систем на примере N. crassa было показано, что единица гифального роста (ЕГР) представляет собой

«функционально независимый информационно-энергетический модуль, обладающий достаточным набором материальных, энергетических и информационных ресурсов для поляризованного роста».

При изучении факторов, определяющих выбор места и времени ветвления гиф грибов, большое значение имеет понимание механизмов инициации ветвеобразования. Высказывалось мнение о необходимости для инициации ветвления формирования некого минимального объёма цитоплазмы в гифе [Prosser, Trinci, 1979]. Как следует из приведённых выше данных [Асланиди и др., 1996(a); Katz et al., 1972; Trinci, 1974, 1979,1984; Steel, Trinci, 1975; Righelato, 1979; Prosser, 1979, 1993; Robson et al., 1991(a), (б)], инициация ветвления связана с механизмами, регулирующими толщину и скорость вытягивания гиф, удельную скорость роста организма в определённых условиях среды.

Довольно часто ветвеобразование связывают с септообразованием в гифах. У некоторых грибов существует приблизительно одинаковый интервал времени между закладкой септы и появлением ветви, например, 28+9 минут для Geotrichum candidum [Fiddy, Trinci, 1976(a)]. Как правило, ветви располагаются непосредственно перед септой, что было показано также для Asp. nidulans, N. crassa и некоторых других грибов [Trinci, 1979]. Правда, у ряда грибов, например, Asp. nidulans, такая связь может быть менее тесной [Prosser, 1993]. И скорее всего, апикальный рост, инициация ветвления и септообразование в гифах Asp. nidulans определяются ядерным делением, количеством ядер в апикальных и интеркалярных клетках [Kaminskyj, Hamer, 1998]. Для ценоцитного мицелия М. hiemalis, иногда тоже содержащего перегородки, пространственная и временная связь между септообразованием и появлением ветвей вовсе не ясна [Fiddy, Trinci, 1976(6)].

Предложено несколько моделей регуляции ветвления мицелия грибов. Предполагается, что везикулы, перемещающиеся к точке апикального роста гифы, несущие в себе компоненты клеточной стенки, ферменты для ее синтеза и литические ферменты, при закладке септы скапливаются в интеркалярных клетках, тем самым вызывая появление ветвей [Trinci, 1974]. Апикальные ветви образовываются, когда скорость подачи компонентов цитоплазмы в кончик гифы

превышает скорость, с которой они могут включаться в стенку в зоне растяжения гифы [Trinci, 1979].

По мнению ряда авторов [Kropf et.al., 1984; Gow, 1984; Lever et al., 1994] место закладки ветвей может определяться протонным переносом. Одним из факторов внутренней регуляции ветвления на биохимическом уровне может служить концентрация Са2+: на примере F. graminearum обнаружена линейная зависимость

О А-

величины ЕГР от логарифма концентрации Са при его низком содержании [Robson et al., 1991(a)],

Согласно известной математической модели [Bartincki-Garscia et al., 1989] закладка и развитие ветвей гиф происходят в месте остановки везикулярного снабжающего центра - «vesicle supply center» (VSC). По модели VSC располагается рядом с верхушкой роста, при постоянном его перемещении происходит удлинение гифы, и клеточная стенка формируется за счёт встраивания везикул, при его остановке клетка растет во всех направлениях как сфера.

Положение о том, что апикальный рост определяется движением центра, продуцирующего используемые в построении клеточной стенки везикулы, может являться ключевым моментом всего грибного морфогенеза [Bartincki-Garscia et al, 1990; Roberson, 1991]. При применении математической модели для описания апикального роста живых гиф грибов теоретически расчитанное положение VSC в модельных гифах абсолютно совпадало с реально находящейся в апексах растущих грибных гиф структурой Spitzenkôrper [Bartincki-Garscia et al., 1989].

Апикально-везикулярный комплекс Spitzenkôrper был обнаружен в кончиках гиф высших грибов достаточно давно [Bruncwik, 1924], однако, его роль в гифальном росте была не совсем ясна. Spitzenkôrper объединяет и координирует заделанные в плотный гранулированный матрикс апикальные везикулы и микровезикулы, транспортирующие материалы, используемые в построении плазматической мембраны и клеточной стенки [Roberson, 1991]. В активно растуших гифах апикально-везикулярный комплекс расположен в геометрическом центре в апикальной части грибной клетки [Roberson, 1991] и характеризуется двумя основными морфологическими особенностями - чертами, присущими для конкретных грибов, и динамическим плеоморфизмом (быстрым изменением

размеров, формы и позиции Spitzenkörper в отдельных гифальных кончиках) при смене условий [Lopezfranco, Bracker, 1996].

В настоящий момент авторами математической модели VSC предложена компьютерная версия «Fungus simulator», оформленная как приложение Windows [Bartnicki et al., 1994], а также дополнительная модель (гифоидное уравнение) для описания клеточных механизмов, регулирующих грибной морфогенез, построение клеточной стенки и контроль формы стенки [Bartincki-Garscia, 1994].

В последнее время широкое признание получила гипотеза мягких пятен -«soft spot hypotesis» (SS), основанная на идеях, сформулированных более 100 лет назад. Согласно гипотезе SS, везикулы могут встраиваться в клеточную стенку только в местах, которые обладают достаточной пластичностью [Koch, 1994]. Ригидизация клеточной стенки определяется двумя процессами [Wessels, 1990]: ковалентными связями крест-на-крест материалов клеточной стенки, в первую очередь, хитина и Р-(1-»3)-глюкана, а также водородными связями смежных полисахаридных цепочек (хитина), образующих микрофибрилы. Нарушение этих связей приводит к пластичности клеточной стенки, напротив таких «мягких пятен» образуются новые Spitzenkörper центры, что даёт возможность формироваться новым гифальным апексам [Gooday, 1993].

Возможно, в вытягивании гиф и образовании ветвей принимают участие оба процесса - как передвижение и остановка апикального везикулярного комплекса, так и нарушение ригидности клеточной стенки, то есть, для описания роста и ветвеобразования в грибных колониях целесообразно использовать обе модели - и VSC и SS [Koch, 1994].

Для понимания закономерностей формирования грибных колоний большое значение имеет изучение факторов, определяющих направление вытягивания

Как было уже показано выше, направление вытягивания основных гиф и их ответвлений определяется градиентами концентраций питательных и прочих веществ, когда растущие грибные гифы распространяются из областей с истощёнными запасами и возросшим количеством вторичных метаболитов в области с достаточными количествами питательных источников и вне зоны

влияния продуктов обмена [Prosser, 1993]. Например, позитивный хемотропичный рост к высоким концентрациям аминокислот был показан на оомицете Achlya [Manavathu, Thomas, 1985]. При дискретном распределении субстрата в среде грибные гифы Hypholoma fascicilare и Phanerochaete velutina первоначально распространяются в разные стороны в поисках источника питания, а при обнаружении такого источника все растут в его направлении, и в итоге происходит как-бы переползание грибной колонии на богатый питательный источник [Dowson etal., 1986; Rayner, 1991].

В то же время во всех случаях сохраняется радиальная направленность распространения мицелия от точки инокуляции культуры. Так, растущий мицелий штаммов грибов Мисог и Aspergillus, помещённых первоначально на твёрдую питательную среду на мембранных фильтрах, вытягивался радиально по поверхности агара, но после удаления фильтров с поверхности - не поворачивал обратно в свободные зоны [Bottone et al., 1998].

Многие исследователи полагают, что негативный автотропизм связан с изменением направления роста гиф в сторону высоких концентраций кислорода при достижении растущей гифой зоны уменьшения его концентрации в среде вокруг других гиф [Robinson, 1973; Trinci et.al., 1979; Gooday, 1993, 1995].

Часто называют целый ряд других причин, которые могут определять выбор направления вытягивания мицелия. Например, считают природу вытягивания гиф гелиотропичной [Gooday, 1995], или высказывают гипотезу о том, что грибы секретируют некие регуляторные вещества, диффундирующие в окружающую среду и направляющие рост гиф [Indermitte et al., 1994].

К сожалению, клеточные механизмы, определяющие направление

вытягивания гиф, до настоящего момента остаются полностью не выяснеными.

2+

Обнаружено участие в регуляции направления и вытягивания гиф ионов Са [Robson et al., 1991(6)]. Показана зависимость направления роста апексов гиф в краевой зоне колоний Trich. viride и Rhizopus oligosporus от активности воды [Molin et al., 1992]. Полагают, что механизм тропизма, проявляющегося при осмотических градиентах, основан на гидратации клеточной стенки растущих кончиков в результате локализованных изменений рН из-за присутствия литических энзим,

выделяемых гифами [Jennings, 1986]. Существует мнение о влиянии на направление и скорость вытягивания гиф амплитуды и протяжённости градиента рН гифы [Robson et al., 1996]. В то же время другие исследователи считают [Parton et al., 1997], что изменения рН цитоплазмы не играют существенной роли в регуляции роста кончиков гиф, так как при изменениях внешней кислотности среды - рН в гифе быстро возвращается к первоначальному градиенту рН цитоплазмы, что было экспериментально показано на примере N. crassa.

Итак, все приведённые выше закономерности справедливы для роста и развития "типичной" колонии, то есть были установлены при формировании грибных колоний на твёрдых питательных средах при бесполом размножении - из спор. Однако остаются открытыми вопросы об особенностях формирования грибных колоний в результате вегетативного размножения из фрагментов мицелия в разных экологических условиях. Между тем, исследования развития грибов из мицелиальных фрагментов, особенно на первых фазах роста, имеют большое значение для понимания существования и функционирования грибов в разных местообитаниях, и в первую очередь в почвах.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

4. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

4.1. Объекты

В качестве объектов исследования были взяты чистые культуры различных по строению и систематической принадлежности видов почвенных грибов Мисог hiemalis Wehmer, Pénicillium spinulosum Thom, Alternaría alternata (Fries) Keissler.

M. hiemalis - представитель класса Zygomycetes, порядка Mucorales, семейства Mucoraceae. Имеет ценоцитный, несептированный светлый мицелий; бесполое размножение осуществляется неподвижными спорангиоспорами, образующимися в спорангиях [Zycha et al, 1969]. Является типичным почвенным сапротрофом, развивающимся, как правило, на богатых органических субстратах: в подстилке, на всевозможных гниющих растительных остатках, на экскрементах животных [Domsh et al., 1993]; вид известен и как условно патогенный [de Hoog, Guarro, 1995]. M. hiemalis относится к видам, способным в качестве источника С активно использовать пектин, а также разлагать гемицеллюлозу, хитин, крахмал и мочевину [Мирчинк, 1988; Domsch et al. 1993]. Этот вид является мезофилом с минимумом около 3°С и максимумом около 35°С. Рост и спорообразование отмечаются обычно в интервале 5-25°С, оптимум приходится на 15-20°С. М. hiemalis развивается в интервале кислотности - рН от 2,5 до 8,8 с оптимумом рН 6,0-7,2 [Пидопличко, Милько, 1971; Мирчинк, 1988; Zycha et al, 1969]. M. hiemalis известен как типичный вид для подзолистых и дерново-подзолистых почв, где может играть важную роль в оструктуривании почвы, так как обладает хорошей агрегирующей способностью, обрастая вокруг и скрепляя гифами почвенные частицы [Aspiras et al., 1971]. Исследованный нами штамм M. hiemalis был выделен из верхнего горизонта дерново-подзолистой окультуренной почвы на Почвенно-экологической станции «Чашниково» Московской области.

P. spinulosum относится к классу Deuteromycetes (Fungi imperfecti). По типу конидиогенеза причислен к группе фиалоспоровых грибов. Имеет светлый септированный мицелий и образует мелкие светлые споры [Râper et al., 1949; Pitt, 1980]. Вид является широко распространённым. Он может встречаться как в тундре, тайге, так и в почвах под степной растительностью, пустынях [Domsch et

47

al., 1993], но особенно типичен для подзолистых и дерново-подзолистых почв. P. spinulosum развивается в подстилках, на разлагающихся растительных остатках, обычен для первых этапов грибных сукцессий в почвах. P. spinulosum относится к пектинразлагающим и целлюлозоразлагающим грибам. Большинство штаммов этого вида обладает высокой физиологической активностью и хорошо адаптируется к материалам разной химической природы. Часто штаммы P. spinulosum можно встретить на текстиле, различных полимерных материалах [Лугаускас и др., 1987]. Оптимальные температуры роста и конидиогенеза для P. spinulosum приходятся на интервал 26-28°С, минимальные температуры роста - (4-)6-7°С, максимальные -около 42°С. P. spinulosum способен расти в условиях пониженной влажности, когда ¡потенциал, воды достигает значений -210 бар, и даже -280 бар, а в почвенных условиях на волосяных приманках при -180 бар. Рост P. spinulosum

ингибируется при >3% С02 [Domsch et al, 1993]. Исследованный штамм P. spinulosum был выделен из верхнего горизонта серой лесной почвы в зеленой зоне г.Пущино Московской области.

A. alternata относится к классу Deuteromycetes. Имеет септированный темноокрашенный мицелий, содержащий в клеточной стенке меланины. По типу конидиогенеза входит в группу пороспоровых грибов, образует крупные, с поперечными и продольными перегородками споры, также содержащие в клеточной стенке меланины [Ellis, 1971]. A. alternata - первопоселенец на многих субстратах, ксерофил, способный развиваться при низкой влажности среды: конидиогенез отмечается при потенциале воды -100 бар, а мицелиальный рост возможен даже около -210 бар [Domsch et al, 1993]. Конидии штаммов,

выделенных из пустынных почв, способны прорастать при активности воды, достигающей значений aw от 0,75 до 0,55 (от -400 до -750 бар). Благодаря наличию меланинов в клеточной стенке вид обладает высокой устойчивостью к воздействию солнечной радиации, ультрафиолетовых лучей и у-облучению [Жданова, Васильевская, 1982]. Поэтому темноокрашенный микромицет A. alternata часто встречается в высокогорье, а также в пустынных почвах, в сероземах, почвах южных широт. В подзолистой зоне A. alternata - типичный эпифит на растениях, обильно выделяется с растительного опада, разлагающихся растительных остатков

[Мирчинк, 1988; Ellis, 1971]. A. alternata обладает высокой целлюлолитической активностью, в подстилках встречается и как пектинолитический гриб, разлагает крахмал, ксиланы, хорошо усваивает многие сахара. A. alternata - активный агент биоразрушений: в естественных условиях часто повреждает широкий круг материалов, таких как пенополиэтилен, капроновые изделия, органическое стекло, поливинилхлоридные пленки и проч. [Лугаускас и др., 1987; Мирчинк, 1988]. Оптимальные температуры для развития A. alternata - (22-)25-28(-30)°С, для конидиообразования - 25-27°С. Максимальные температуры, при которых возможен рост, - >31-32 С, при 36°С рост уже не отмечен. Минимальные температуры для роста находятся в диапазоне 2,5-6,5°С, однако некоторые штаммы адаптированы к холоду и растут при 0°С, и даже при -2° и -5°С. A. alternata предпочитает слабокислые условия среды, оптимальные значения кислотности для роста и развития находятся в интервале рН 4,0-5,4, хотя рост возможен в значительно более широком диапазоне рН - от 2,7 до 8,0 [Domsch et al., 1993]. Вид A .alternata чувствителен по отношению к кислороду: при концентрации Ог в атмосфере 0,25% рост редуцируется на четверть; максимальное соотношение С02:02, к которому устойчива A. alternata, - 3:1 [Domsch et al., 1993]. Споры A. alternata способны вызывать аллергические реакции у людей [Мюллер, Леффлер, 1995]. Исследованные нами штаммы A. alternata (№60, №224) были выделены из верхнего горизонта дерново-подзолистой окультуренной почвы с территории ПЭС «Чашниково» Московской области.

4.2. Методы исследования

Чистые культуры микроскопических грибов выращивали на жидкой среде Чапека при 25°С в течение 3 дней для М. hiemalis и 7-8 дней для A. alternata, Р. spinulosum для получения биомассы мицелия до начала спороношения.

Полученную биомассу мицелия подвергали рекомендуемым для почвенных микробиологических исследований обработкам: 1) на низкочастотном диспергаторе УЗДН-1 (22 кГц, 0,4 А, 2 мин); 2) на качалке (180 об/мин) в течение 10 мин. Первый способ рекомендуется при изучении динамики микробных популяций в почве с использованием иммунофлуоресцентной микроскопии, а также при изучении микробных сукцессий в почве на основе кинетических методов,

например, при определении структуры комплекса почвенных грибов по радиальной скорости роста. Второй - обычно используют в предпосевной обработке почвенных образцов для микологических анализов, таких как исследование комплекса микроскопических грибов в зоне ризосферы растений [Методы..., 1991].

После фрагментации каплю суспензии (0,05 мл) наносили на предметные стёкла, предварительно покрытые агаризированной питательной средой толщиной 1,5-2 мм, и равномерно распределяли по поверхности. Стёкла помещали в поле зрения микроскопа и в координатах препаратоводителя фиксировали расположение фрагментов гиф разных длин. Фрагменты грибного мицелия отбирали методом случайной выборки [Мэгарран, 1992; Дмитриев, 1995], просматривая по 100 полей зрения на стекле. Повторность стёкол в каждом варианте опытов была 3-х кратная. Плотность мицелиальной суспензии проверяли в камере Горяева (табл. 1).

Фрагменты грибных гиф разной длины были разделены на несколько отдельных групп, обозначенных «классами длин». При выделении классов длин мы основывались на экспериментальных данных, полученных в результате подсчёта распределения по длине (и септированности, в случае А. акегпШа), образующихся после обработки грибного мицелия фрагментов гиф. Число наблюдаемых фрагментов в каждом классе длин составляло не менее 10.

Заключение диссертации по теме «Микробиология», Иванова, Анна Евгеньевна

выводы

1. На примере почвенных микроскопических грибов Alternaria alternata (Fries) Keissler, Mucor hiemaîis Wehmer, Pénicillium spinulosum Thom показано, что фрагментация мицелия оказывает влияние на его жизнеспособность. Наименее жизнеспособны короткие фрагменты, с увеличением длины фрагментов их жизнеспособность увеличивается.

2. Жизнеспособность фрагментов мицелия почвенных грибов зависит от строения мицелия, его септированности. Мелкие фрагменты мицелия с более плотной частотой закладки септ более жизнеспособны. В неблагоприятных условиях среды может происходить увеличение септированности мицелия грибов, что показано на примере A alternata.

3. Фрагменты меньше определенной длины - критической величины фрагмента -к росту не способны. КВФ определяется строением мицелия: виды с септированным мицелием характеризуются меньшим значением КВФ по сравнению с видами, имеющими ценоцитный мицелий.

4. Способ подготовки почв к анализу влияет на жизнеспособность фрагментов мицелия и уровень прорастания спор, что может определять результаты микологических анализов почв.

5. При развитии микроколоний грибов из фрагментов мицелия и из спор на первых этапах роста отмечены различия в длительности лаг-фазы и экспоненциальной фазы роста, скоростях роста, ветвлении. В линейной фазе роста различия нивелируются.

6. Под воздействием ряда экологических факторов (концентрация органического вещества, температура, кислотность, загрязнение кадмием) изменяются жизнеспособность фрагментов мицелия и уровень прорастания спор грибов, а также ростовые показатели (скорости роста, ветвление) и морфологические характеристики растущего мицелия (диаметр гиф, септированность). Оптимальные условия для жизнеспособности фрагментов под влиянием какого-либо экологического фактора, как правило, могут быть несколько отличны от оптимальных условий для прорастания спор, то есть вегетативное и бесполое размножение могут иметь разные экологические оптимумы.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Иванова, Анна Евгеньевна, 1999 год

СПИСОК ЛИТЕРА ТУРЫ

Аристовская Т.В. Микробиология процессов почвообразования. JL: Наука, 1980. 126с.

Асланиди КБ., Бойцова Л.Ю., Потапова Т.В., Смолянинов В.В. «Единица гифального роста» Neurospora crassa как экспериментальная модель для анализа концепции информационно-энергетического модуля // Биологические мембраны, 1996 (а). Т. 13, № 1, с.29-39.

Асланиди КБ., Вачадзе Д.М., Замятнин A.A., мл., Пожарская Т.Р., Рочее Ю.А., Селезнёва И.И. Цыганов М.А., Чайлахян Л.М. Компартментализация определяет динамику роста многоклеточной системы // Биологические мембраны, 1996 (б). Т. 13, №3, с.289-298

Бабьева E.H. Сравнительно-экологическое исследование микромицетов из почв отдалённых географических районов. Автореферат дисс....к.б.н. Биологический факультет МГУ им.М.В.Ломоносова. М., 1983. 18с.

Беккер З.Э. Физиология и биохимия грибов. М.: Изд-во МГУ, 1988. 227с.

Белевич Т.А., Илъяш Л.В., Федоров В.Д. Динамика биомасс и функциональные характеристики культур морских микроводорослей Prorocentrum micans и Plajymonas viridis при воздействии низкой концентрации кадмия // Вестн. Моск. унта. Сер. 16. Биология, 1997. №1, с.29-32.

Бенкен A.A. Роль растительных выделений в развитии грибных инфекций // Микология и Фитопатология, 1969. Т.З, вып.6, с.50?-5Ч?.

Билай В.И. Определение роста и биосинтетической активности грибов / Методы экспериментальной микологии. Под общ. ред. В.И.Билай. 1973. С.5-16.

Бойко Р.В. О степенном росте мицелиальных колоний в моделях, построенных на базе ветвящихся с переменным режимом процессов / Вероятностные методы исследования систем с бесконечным числом степеней свободы. Киев: Ин-т математики АН УССР, 1986. С. 13-17.

Великанов Л.Л. Роль грибов в формировании мико- и микробиоты почв естественных и нарушенных биоценозов и агроэкосистем. Автореферат дисс... докт.биол.наук. М.: МГУ, Биологический ф-т, 1997. 36 с.

Великанов Л.Л. Эволюция покоящихся стадий у грибов // Микология, 1980. Т. 14, вып.З, с.256-259.

Гузев B.C., Вызов Б.А., Гузева Л.Н., Звягинцев Д.Г. Изучение методом сканирующей электронной микроскопии взаимодействия микроорганизмов с беспозвоночными животными / Экологическая роль микроскопических метаболитовю Под ред. Д.Г.Звягинцева, М.: Изд-во МГУ, 1986. С.212-237.

Демкина Т.С., Мирчинк Т.Г. Динамика грибной биомассы в гумусово-аккумулятивных горизонтах некоторых почв //Почвоведение, 1984. №4, с.86-91.

Демкина Т.С., Мирчинк Т.Г. Определение грибной биомассы в почвах методом мембранных фильтров //Микология и фитопатология, 1983 (б). Т. 17, вып.6, с. 517-520.

Демкина Т.С., Мирчинк Т.Г. Распределение биомассы грибов в некоторых почвенных типах//Вестник Моск. ун-та. Сер 17, Почвоведение, 1983 (а). №4, с.36-40.

Дмитриев Е.А. Математическая статистика в почвоведении: Учебник. М.: Изд-во МГУ, 1995. 320с.

Долгова A.B., Зданович В.В. Рост колоний Pénicillium chrysogenum Thorn при постоянных и переменных температурах // Микология и фитопатология, 1997. Т.31, вып.1, с.52-56.

Евдокимова Н.В. Физиологическое состояние почвенных микроорганизмов при остром дефиците питательных веществ. Автореф.дисс....канд.биол.наук. Л., 1989. 24с.

Егорова Л.Н. Почвенные грибы Дальнего Востока. Гифомицеты. Ленинград: Наука. 1986. 192 с.

Егунов М.А. Законы роста микробных колоний и размножение. Петроград: «Квара», 1915. 60с.

Жданова H.H., Василевская А.И. Экстремальная экология грибов в природе и эксперименте. Киев: Наука думка, 1982. 168с.

Звягинцев Д.Г. Взаимодействие микроорганизмов с твердыми поверхностями. М., 1973. 176 с.

Звягинцев Д.Г. Почва и микрорганизмы. М.: Изд-во Моск. ун-та, 1987.256 с.

Звягинцев Д.Г., Асеева И.В., Бабьева И.П., Мирчинк Т.Г. Методы почвенной микробиологии и биохимии. М.: Изд-во Моск. ун-та, 1980. 224 с.

Звягинцев Д.Г., Добровольская Т.Г., Бабьева И.П., Зенова Г.М., Лысак Л.В., Марфенина O.E. Роль микроорганизмов в биогеоценотических функциях почв // Почвоведение, 1992. №6, с.63-77.

Звягинцев Д.Г., Конкина Г.А., Кожевин П.А. Новые подходы к изучению сукцессий микроорганизмов в почве / Почвенные организмы как компоненты биогеоценоза. Отв. ред. Е.Н.Мишустин. М.: Наука, 1984. С.81-103.

Иванушкина Н.Е., Мирчинк Т.Г. Влияние концентрации источников углерода на степень дифференциации грибного мицелия // Микология и фитопатология, 1983. Т. 17, Вып.5, с.367-370.

Иванушкина Н.Е., Мирчинк Т.Г. Влияние осмотического потенциала на почвенные микромицеты // Вестн. Моск. ун-та. Сер.17. Почвоведение, 1988. №1, с.39-43.

Иванушкина Н.Е., Мирчинк Т.Г. Влияние температур на жизнеспособность грибов-микромицетов, выделенных из почв разных природных зон // Биологические науки, 1984. №8, с. 100-103.

Ищенко И. А. Взаимодействие между дождевыми червями и микроскопическими грибами. Дисс...канд.биол.наук. М.: МГУ, ф-т Почвоведения, 1995. 117 с.

Каратыгин И.В., Нездойминого Э.Л. История и предварительные итоги исследования микофлоры Российской Арктики // Микология и фитопатология, 1994. Т.28, вып.З, с.70-83.

Кирцидели И.Ю., Воробьев Н.И., Терешенков О.М. Сообщества микромицетов из почв подзоны типичных тундр в районе северного побережья Таймырского озера //Микология и фитопатология, 1996. Т.30, вып.2, с.9-13.

Кирцидели И.Ю., Воробьева Н.И., Терешенкова О.М. Влияние промышленного загрязнения на сообщества почвенных микромицетов лесотундры полуострова Таймыр //Микология и фитопатология, 1995. Т.29, вып.4, с. 12-19.

Кожевин П.А. Динамика микробных популяций в почве // Вестн. Моск. ун-та. Сер.17, Почвоведение. 1992. №2, с.39-56.

Козлова Ю.Е. Особенности развития микроскопических грибов при загрязнении почв тяжелыми металлами. Дипломн. работа. М., МГУ, ф-т Почвоведения, 1990. 63с.

Козловская Л.С. Взаимоотношения почвенных беспозвоночных с макро- и микромицетами. / Микоризные грибы и микоризы лесообразующих пород Севера. Петрозаводск, 1980. С.31-36.

Козловская JI.C. Особенности взаимоотношений почвенных беспозвоночных с микроорганизмами / Почвенные организмы как компоненты биогеоценоза. Отв. ред. Е.Н.Мишустин. М.: Наука, 1984. С. 53-65.

Котик В.А. Реакция микроскопических грибов на разных стадиях жизненного цикла на загрязнение кадмием. Дипломн. работа. М., МГУ, ф-т Почвоведения, 1992. 52с.

Котов В.Н. Моделирование ранней стадии роста мицелиальной колонии // Докл. АН УССР. Сер.Б, Геол., хим. и боил. науки, 1988. №1, с.70-73.

Котов В.Н., Сиренко И.П. Кинетика роста гифы мицелиальной колонии // Докл. АН УССР. Сер.Б, 1986. №5, с.69-72.

Курсанов Л.И. Микология. Москва-Ленинград: Государственное изд-во колхозной и и совхозной литературы, 1933. 436с.

Лагутина Т.М. Изучение экологии почвообитающего фитопатогена Verticillium dahliae Kleb. методом мембранных камер. Автореферат дисс....канд.биол.наук. Л., 1985.17с.

Левицкий А.П., Погорлецкая В.Б. Ингибиторы протеиназ из семян подсолнечника // Физиология и биохимия культурных растений, 1995. Т. 17, № 2, с.153-157.

Лугаускас А.Ю., Микулъскене А.И., Шляужене Д.Ю. Каталог микромицетов — биодеструкторов полимерных материалов. М.: Наука, 1987. 341с.

Макарова H.A. Влияние уплотнения почвы на развитие микроскопических грибов. Дисс...канд.биол.наук. М.: МГУ, ф-т Почвоведения, 1987. 165 с.

Марфенина O.E. Анализ состояния грибов в почвах (на примере горных почв) / Выделение, идентификация и хранение микромицетов. Вильнюс, 1990. С.88-89.

Марфенина O.E. Микологический мониторинг почв: возможности и перспективы//Почвоведение. 1994. № 1. С.75-80.

Марфенина O.E. Микробиологические аспекты охраны почв. М.: Изл-во МГУ, 1991. 118 с.

Марфенина O.E., Лукина H.H. Влияние кадмия на некоторые почвенные микроскопические грибы и некоторые показатели их роста и развития // Микология и Фитопатология, 1989. Т.23,№5, с.434-439.

Марфенина O.E., Макарова H.A., Попова JI.B. Прорастание спор микроскопических грибов как показатель антропогенного воздействия на почву // Вестн. Моск. ун-та. Сер. 17, Почвоведение. 1989. №4, с.64-68.

Марфенина O.E., Мирчинк Т.Г. Фунгистатические свойства дерново-подзолистых длительно удобряемых почв // Почвоведение, 1976. №4, с.97-100.

Марфенина O.E., Попова JI.B., Звягинцев Д.Г. Особенности циклов развития микроскопических грибов в почвах // Почвоведение, 1991. №8, с. 80-87.

Мегарран Э. Экологическое разнообразие и его измерение. Москва: Мир, 1992. 182 с.

Методы почвенной микробиологии и биохимии / Под ред. Звягинцева Д.Г. // Москва: Изд-воМГУ. 1991. 303 с.

Мирчинк Т.Г. Почвенная микология: Учебник. М.: Изд-во МГУ, 1988.220 с.

Мирчинк Т.Г., Марфенина O.E. Влияние длительного применения удобрений и известкования на численность микроорганизмов в дерново-подзолистых почвах // Вестн. Моск. ун-та. Сер. Биология, Почвоведение, 1974. №2, с.80-84.

Мирчинк ТТ., Марфенина O.E. Почвенный фунгистазис // Биологические науки, 1975. №6, с.93-101.

Мирчинк Т.Г., Паников Н.С. Современные подходы к оценке биомассы и продуктивности грибов и бактерий в почве // Успехи микробиологии, 1985. Вып.20, с. 198-226.

Мирчинк Т.Г., Степанова JI.H. Биомасса мицелия и спор грибов в разных типах почв // Биологические науки, 1982. №1 (217), с.97-102.

Муромцев Г.С., Черняева И.И. Фунгистатическое и фунгицидное действие почв на фитопатогенные грибы / Вопросы экологии и физиологии микроорганизмов, используемых в сельском хозяйстве. 1976. С. 81-97.

Мюллер Э., Леффлер В. Микология / Перевод с нем. к.б.н. КЛ.Тарасова II М.: Мир, 1995. 343 с.

Наплекова H.H. Влияние солей некоторых тяжелых металлов на физиологическую активность целлюлозоразрушающих микроорганизмов // Биологические науки, 1982. № 10/2, с.79-85.

Никитина З.И., Антоненко A.M. Изучение роста культур микроорганизмов в

почве методом мембранных камер / Закономерности развития почвенных микроорганизмов. Л., 1975. С.202-213.

Никитина З.И., Мамитко A.B. Определение предельно допустимых концентраций техногенных веществ для микробных популяций методом мембранных камер // Геграфия и Природные Ресурсы, 1981. №4, с. 171 -173.

Новогрудский ДМ. Почвенная микробиология. Алма-Ата: Изд-во АН Казах.ССР, 1956. 402 с.

Обухов А.И., Ефремова JI.JI. Охрана и рекультивация почв, загрязнённых тяжёлыми металлами // Материалы 2-ой Всесоюзной конференции "Тяжёлые металлы в окружающей среде и охрана природы". М.: 1988. 4.1, с.20-25.

Павлюкова Е.Б. Анионные ингибиторы протеаз из семян гречихи: их свойства и влияние на патогенную микрофлору. Автореферат дис....к.б.н. Ин-т биохимии им.А.И.Баха. М., 1997. 22с.

Паников Н.С. Кинетика роста микроорганизмов: общие закономерности и экологические приложения. М.: Наука, 1991. 311с.

Паринкина О.М. Микрофлора тундровых почв. Эколого-географические особенности и продуктивность // Ленинград: Наука. 1989. 159 с.

Перт С. Дж. Основы культивирования микроорганизмов и клеток / Под ред. КЛ.Работновой. Перевод с англ. Т.А.Петровой, И.Н.Позмоговой. М.: Мир, 1978. 332с.

Печуркин Н.С. Популяционная микробиология. Новосибирск: Наука. Сибирское отд-е, 1978. 280с.

Пидопличко Н.М., Милъко A.A. Атлас мукоральных грибов. Киев: Наукова Думка, 1971. 116с.

Плеханова И.О., Савельева В.А. Влияние мелиорантов на состояние кобальта в почве и его поступление в растения // Агрохимия, 1997. №8, с.68-73.

Полянская Л.М. Микробная сукцессия в почве. Автореферат дисс....докт.биол.наук. МГУ,ф-т почвоведения. 1996. 96 с.

Полянская Л.М., Головченко A.B. Звягинцев Д.Г. Микробная биомасса в почвах // Доклады АН России, 1995. Т.344, №6, с.846-848.

Полянская Л.М., Тиунов A.B. Заселенность микроорганизмами стенок нор

дождевых червей Lumbricus terrestris L. // Микробиология, 1996. T.65, №1, c.99-101.

Попова JT.B. Особенности развития микроскопических грибов в почвах. Автореферат дисс....канд.биол.наук. М.: МГУ, ф-т Почвоведения,1990. 24 с.

Потапова Т.В., Левина Н.Н. Реакция нейроспоры на локальные повреждения клеточной мембраны // Биологические мембраны, 1985. Т.2, №12, с.1216-1218.

Почвенные организмы как компоненты биогеоценоза. Отв. ред. Е.Н.Мишустин. М.: Наука, 1984. 248 с.

Почвоведение. Под ред. И.С.Кауричева. 4-е изд. М.: Агропромиздат, 1989. 719 с. Работнова И.Л., Иванова И.И. Рост и развитие микробных культур // Успехи микробиологии. М., 1971. Вып.6, с.67-107.

Сенцова О.Ю., Максимов В.Н. Действие тяжёлых металлов на микроорганизмы // Успехи микробиологии, 1985. Вып.20, с.227-252.

Строганова Б.Р. Питание почвенных сапрофагов М.: Наука, 1980,243 с. Стриганова Б.Р., Марфенина О.Е., Пономаренко В.А. Некоторые новые аспекты влияния дождевых червей на почвенные грибы // Изв. АН СССР. Сер. Биологическая, 1988. №9, с.715-719.

Добровольский В.В. Тяжёлые металлы: загрязнение окружающей среды и глобальная геохимия / Тяжёлые металлы в окружающей среде. Под ред. В.ВДобровольского. М.: Изд-во Моск. ун-та, 1980. С.3-12.

Тяжёлые металлы в системе почва - растение - удобрение. Под общ. ред. М.М. Овчаренко. М., 1997. 290с.

Таусон В.О. Основные положения растительной биоэнергетики. М., JL: Изд-во АН СССР, 1950. 320 с. (Цит. по Паников, 1991).

Феофилова Е.П. Биохимичекие особенности покоящихся стадий в цикле развития мукоровых грибов / Торможение жизнедеятельности клеток. Рига: Зинатне, 1987. С. 172-179.

Феофилова Е.П., Ложникова В.Н., Горнова И.Б., Михайлова М.В., Дудко Н.Д., Чайлахян М.Х. Действие зеленого света на прорастание конидий и образование регуляторов роста у мицелиального гриба Aspergillus japonicus // Доклады Акад. Наук СССР, 1991. Т.319, №1, с.235-237.

Холодный Н.Г. Среди природы и лаборатории. М.: Издание МОИП, 1949.

(Цит. по Новогрудский, 1956).

Шелохоеич А.И., Лесоеой B.C., Лащеное П.М. Действие бациллярных

ингибирующих веществ на патогенные для человека фитопатогенные и сапротрофные грибы //Микробиологический журнал (Киев), 1991. Т. 53, № 3, с.21-24.

Adams Р.В. A buried membrane filter for studying behavior of soil fungi // Phytopathology, 1967. V.57, №6, p.602-603.

Allan E.J., Prosser J.I. Mycelial growth and branching of Streptomyces coelicolor A3(2) on solid medium // J. of Gen. Microbiol., 1983. Y.129, p.2029-2036.

Altman F.D. Tetrazolium salts and formazans // Progress in Hitochemistry and cytochemistry. 1976.-V.9.,№ 3.

Armentrout V.N., Downer A.J., Nameth S.T. A simplified branching assay for Rhizoctonia solani //Mycologia, 1986. V.78, p.657-663.

Arora D.K. Effect of microorganisms on the aggressiveness of Bipolaris sorokiniana // Can. J. Bot., 1988. Y.66, p.242-246.

Arora D.K., Filonow A.B., Lockwood J.L. Exudation from 14C-labeled fungal propagules in the presence of specific microorganisms // Can J. of Microbiol., 1983. V.29, p. 1487-1492.

Arora D.K., Pandey A.K., Srivastva A.K. Effects of heat stress on loss of C, germination and pathogenicity from chlamidospores of Fusarium oxysporum f.sp. ciceri ¡1 Soil Biol. Biochem., 1996. V.28, Iss.3, p.399-407.

Aspiras R.B., Allen O.N., Harris R.F., a Chesters G. The role of microorganisms in the stabilization of soil aggregates I I Sol Biol. Biochem., 1971. V.3, №4, p.347-353.

Azmi O.R., Seppelt R.D. Fungi of the Windmill Islands, continental Antarctica -effect of temperature, pH and culture media on the growth of selected microfungi // Polar Biology, 1997. V.18, Iss.2, p.128-134.

Baath E. Autoradiografic determing metaboliciti activity fundy gheat in forest soil // Soil Biol. Biochem., 1988. V.20, №1, p. 123-125.

Baath E., Soderstrom B.E FDA-stained fungal mucelium and rate respiration in renocular steril soil // Soil Biol. Biochem., 1988. V.20, №3. p. 403-404.

Bartnicki D.D., Gierz G., Bartnicki-Garcia S. "Fungus simulator": a Windows application to model fungal morphogenesis / V International Mycological Congress.

Vancouver, Canada, 1994, Aug., 14-21. Abstracts. P. 12.

Bartnicki-Garcia S. Cellular determinants of wall morphology / V International Mycological Congress. Vancouver, Canada, 1994, Aug., 14-21. Abstracts. P. 12.

Bartnicki-Garcia S., Hergert F., Gierz G. A novel computer model for generating cell shape: application to fungal morphogenesis / Biochemistry of cell walls and membranes in fungi. Eds. by P.J.Kuhn, A.P.J.Trinci, M. J Jung, MW.Goosey, L.G.Copping. Springer-Verlag, Berlin Heidelberg, 1990. P.43-60.

Bartnicki-Garcia S., Hergert F., Gierz G. Computer simulation of fungal morphogenesis and the mathematical basis for hyphal (tip) growth // Protoplasma, 1989. V.153, p.46-57.

Benlioglu S., Delen N. Studies on the sporulation of the early Blight agent [Alternaria solani (Ell. and Mort.) Jones and Grout] of tomatoes // J. Turk. Phytopathol., 1996. V.25, №1/2, p.23-28.

Berg M.P., Kniese J.P., Verhoef H.A. Dynamics and stratification of bacteria and fungi in the organic layers of a Scots Pine forest soil // Biology and Fertility of soil, 1998. V.26, Iss.4, p.313-322.

Bertolini P., Tian S.P. Low-temperature biology and pathogenicity of Penicillium hirsutum on garlic in storage // Postharvest Biology and Technology, 1996. V.7, №1/2, p.83-89.

Beyer P. U., Hirte W.F., Sermann H. The behavior of the entomopathogenic fungus Verticillium lecanii (Zimm) Viegas in soil. 1. Viability in soil at different ecological condition // J. of Plant Diseases and Protection, 1997. V. 104, Iss. 1, p. 54-64.

Bottone E.J., Nagarsheth N., Chiu K. Evidence of self-inhibition by filamentous fungi accounts for unidirectional hyphal growth in colonies I I Can. J. of Microbiology, 1998. V.44, Iss.4, p.390-393.

Bruncwik H. Untersuchungen uber Geschlechts - und Kernverhaltnisse bei der Hymenomyzetengattung Coprinus / Botanische Abhandlungen. Ed.: K.Goebel. Gustav Ficher, Jena, 1924. P.l-152. (LJht. no Bartnicki-Garcia et al, 1989).

Byzov B.A., Kurakov A. V., Tretyakova E.B., Thanh V.N., Luu N.D.T., Rabinovich Y.M. Principles of the digestion of microorganisms in the gut of soil millipedes: specificity and possible mechanisms //Applied Soil Ecology, 1998. Iss. 9, p. 145-151.

Caldwell J.Y.,Trinci A.P.J. The growth unit of the mould Geotrichum candidum II Archiv für Microbiologie, 1973. B.88., p.1-10.

Carroll G.C., Pike L.H., Perkins J.R., Sherwood M. Biomass and distribution patterns of conifer twig microepiphytes in a Douglas fir forest // Can J. Bot., 1980. V.58, p.624-630.

Cheng W., Virginia R.A. Measurement of microbial biomass in arctic tundra soils using fumigation-extraction and substrate-induced respiration procedures // Soil Biol. Biochem., 1993. V.25, №1, p.135-141.

Christensen M.A. View of fungal ecology // Mycologia, 1989. V.81, №1, p. 1-19.

Cohen S.D. Detection of mycelium and oospores of Phytophtora megasperma forma spetialis glycinea by vital strains in soil // Mycologia, 1984. V.76, №1.

Cooke A. The effects of fundy in food selection by Lumbricus terrestris L. / Eathworm Ecology. Ed. by J.E.Satchell. London: Chapman and Hall, 1983. P.365-373.

Cotter D.A. Spore activation / The fungal spore: morphogenetic controls. Eds. by D.J. Weber, W.M.Hess. Wiley, New York, 1981. P.385-411.

Couteaudier Y., Alabouvette C. Survival and inoculum potential of conidia and chlamydospore of Fusarium oxysporum f.sp. lini in soil // Can. J. of Microbiology, 1990. V.36, №8, p.551-556.

Criseo G., Urzi C., Pernice I., Medici M.A. Growth and aflatoxin production by Aspergillus flavus Link under cycling temperatures // Italian Journal Of Food Science, 1990. V.2,№l,p.43-52.

Dash H.K., Beura B.N., Dash M.C. Gut load, transit time, gut microflora and turnover of soil, plant and fungal material by some tropical earthworms // Pedobiologia, 1986. V.29, №1, p. 13-20.

Davidson F.A., Sleeman B.D., Rayner A.D.M., Crawford J.W., Ritz K. Travelling waves and pattern formation in a model for fungal development // J. of Mathematical Biology, 1997. V.35, Iss.5, p.589-608.

De Hoog G.S., Guarro J. Atlas of clinical fungi. Centraalbureau voor Schimmelcultures Baarn and Delft, The Netherlands. Universität Rovira i Virgili Reus, Spain. 1998.720 p.

Delatorre M., Cardenascota H.M. Prodiction of Paecilomyces fumosoroseus conidia in submerged culture I I Entomophaga, 1996. V.41, Iss.3-4, p.443-453.

Dereu J.C., Rombouts F.M., Griffiths A.M., Nout M.J.R. Effect of oxygen and carbon-dioxide on germination and growth of Rhizopus oligosporus on model media and soya beans // Applied microbiology and biotechnology, 1995. V.43, Iss. 5, p.908-913.

Dix N.J. Effect of soil fungistsis on spore germination and germ-tube growth in Penicillium species //Trans. Br. Mycol. Soc., 1972. V.58, Part 1, p.59-66.

Dobbs C.G. Factors in soil mycostasis //Recent Progr. Microbiol. Toronto, 1963.

Dobbs C.G., Hinson W.H. A widespread fungistasis in soil // Nature, 1953. V.172, №4379, p. 197-199.

Dobbs C.G., Hinson W.H., Bywater J. Inhibition of fungal growth in soils / The ecology of soil fungi. Eds. by D.Parkinson, J.S. Waid. Liverpool: Liverpool Univ. Press, 1960. P.47-130.

Domsh K.H., Gams W. Andersen T.H. Compendium of soil fungi. London: Acad. Press, 1993. V. 1.860 p.

Dowson C.G., Boddy L., Rayner A.D.M. Development and extention of mucelial cords in soil at different temperatures and moisture contents // Mycological Research, 1989. V.92,№4, p.383-391.

Dowson C.G., Rayner A.D.M., Boddy L. Outgrowth patterns of mycelial cord-forming Basidiomycetes from and between woody resource unit in soil // J. of Gen. Microbiol., 1986. V.132, № 1, p.203-211.

Drazkiewicz M. Generic composition of fungi in soil aggregates // Folia Microbiologica, 1996. V.41,№3,p.272-276.

Duijff B.J., Erkelens A., Bakker P.A.H.M., Schippers B. Influence of pH on suppression of Fusarium wilt of carnation by Pseudomonas fluorescens WCS417r // J. Phytopathology, 1995. V. 143, p.217-222.

Edwards M.C., Blaceman J.P. An autiradiographic method for determining nutrient competition between leaf epicphytes and plant pathogens // J. Microscopy, 1986. V.133, p.205-212.

Ellis M.B. Dematiaceous hyphomycetes. Commonwealth Mycological Institute. Kew, Surrey, England. 1971. 608 p.

Farley J.D., Wilhelm S., Snyder W.C. Repeated germination and sporulation of Verticilliun albo-atrum in soil //Phytopathology, 1971. V.61, p.260-264.

Fiddy C.,Trinci A.P.J. Nuclei, septation, branching and growth of Geotrichum candidum //J. of General Microbiology, 1976(a). V.97, № 2, p. 185-192.

Fiddy C.,Trinci A.P.J. Septation in mycelia of Mucor hiemalis and Mucor rammanianus // Transaction of the British Mycological Society, 1976(6). V.68, p. 118-120.

Flanagan P.W., van Cleve K. Microbial biomass, respiration and nutrient cycling in a black spruce of ecosystem / Soil organisms as components of ecosystems. Eds.: U.Lohm, T.Persoon II Ecol. Bull., 1977. V.25, p.261-273.

Flouri F., Balis C. Is the nitrogen cycle involved in soil mycostasis? / Perspectives in microbial ecology. Eds. by F.Megusar, M.Gantar. Slovene Society for Microbiology, Ljubljana, 1986. P.571-578.

Francland J.C. Estimation of live fungal biomass // Soil Biol. Biochem., 1975. V.7, p.339-340.

Furch B. Spore germination: heat mediated events / The fungal spore: morphogenetic controls. Eds. G.Turian, H.R. Hohl. New York, Academic, 1981. P.413-433.

Garraway M.O., Evans R.C. Fungal nutrition and physiology. J.Wiley & Song. New York, Chichester, Brisbane, Toronto, Singarore. 1984. 401 p.

Gochenaur S.E., Sheehan P.L. Microholder facilitates insevetion and retrievae of material buried in soil // Mycologia, 1980. V.72, p.644-646.

Gooday G. W. Cell envelope diversity and dynamics in yeasts and filamentous fungi //J. of Applied Bacteriology Symposium Supplement, 1993. V.74, p,12S-20S.

Gooday G.W. The dynamiccs of hyphal growth // Mycological Research, 1995. V.99, Iss.4, p.385-394.

Gottlieb D. Carbohydrate metabolism and spore dermination / The fungal spore: form and function. Eds. by D.J. Weber, WMHess. Wiley, New York, 1976. P. 141-163.

Gow N.A.R. Transhyphal electrical currents in fungi // J. of Gen. Microbiol., 1984. V.130, p.3313-3318.

Hedlund K., Augustsson A. Effects of enchytraeid grazing on fungal growth and respiration II Soil Biol. Biochem., 1995. V.27, №7, p.905-909.

Ho W.C., Ko W.H. Microbiostasis by nutrient deficiency shown in natural and synthetic soils // J. Gen. Microbiol., 1986. V.132, №10, p.2807-2815.

Hosking S.L., Robson G.H., Trinci A.P.J. Phosphoinositides play a role in hyphal

extension and branching in Neurospora crassa II Experimental Mycology, 1995. V.19, Iss.l, p.71-80.

Hutchinson S.A., Sharma P., Clarke K.R., Macdonald I. Control of hyphal orientation in colonies of Mucor hiemalis II Transaction of the British Mycological Society, 1980. V.75,№2, p. 177-191.

Hyakumachi M., Lôffler H.J.M., Lockwood J.L. Methods for determination of carbon loss from fungal propagules incubated in soil // Soil Biol. Biochem., 1989. V.21, p.567-571.

Hyakumachi M., Lockwood J.L. Relation of carbon loss from sclerotia of Sclerotium rolfsii during incubation in soil to decreased germinability and pathogenic aggressiveness //Phytopathology, 1989. V.79,p. 1059-1063.

Indermitte C., Liebling T.M., Clemenson H. Culture analysis and external interaction models of mycelial growth // Bulletin of Mathematical Biology, 1994. V.56, Iss.4, p.633-664.

Ingham E.R., Klein D.A. Relationship between fluorescein diacetate-stained hyphae and oxygen utilization, glucose utilization, and biomass of submerged fungal batch cultures //Appl. Environ. Microbiol., 1982. V.44, p.363-370.

Inubushi K., Brookes P.C., Jenkinson D.S. Soil microbial biomass C, N and ninhydrin-N in aerobic and anaerobic soil measured by the fumigation-extraction method // Soil Biol. Biochem., 1991. V.23, p.727-741.

Jenkinson D.S., Powlson D.S. The effect of biocidal treatment on metabolism in soil. V. A metod for measuring soil biomass // Soil Biol. Biochem., 1976. V.8, p.209-213.

Jennings D.H. Morphological plasticity in fungi / Plasticity in Plants, Symposia of the Society for Experimental Biology, 1986. V.40, p.329-346.

Kaczmarek W., PedziwilkZ. Mycolytic activity and the development of microflora in soils of different mechanical structure // Soil Biol. Biochem., 1988. V.20, p.129-136.

Kaminskyj S.G.M., Hamer J.E. Hyp loci control cell pattern - formation in the vegetative mycelium of Aspergillus nidulans // Genetics, 1998. V. 148, Iss. 2, p.329-346.

Katz D., Goldstein D., Rosenberger R.F. Model for branch initiation in Aspergillus nidulans based on measurements of growth parameters // J. of Bacteriology, 1972. V.102, p. 1097-1100.

Kjoller A., Struve S. Decomposition of beach litter. A comparison of fungi isolated on nutrient poor media//Trans. Mycol. Soc. Japan, 1990. V.31, p.5-16.

Ko W.H., Lockwood J.L. Mechanisms of lysis of fungal mycelia in soil // Phytopathology, 1970. V.60, №1, p. 148-154.

Ko W.H., Lockwood J.L. Soil fungistasis: relation to fungal spore nutrition // Phytopathology, 1967. V.57, №8, p.894-901.

Ko W.H.,Hora F.H. Factors affecting the activity of a volatile fungistasis substance in certain alkaline soils // Phytopathology, 1974. V.64, №7, p. 1042-1043.

Ko W.H.,Hora F.H. Identification of an A1 ion as a soil fungitoxin // Soil Sci., 1972. V.113, p.42-45.

Koch A.L. The kinetics of mycelial growth // J. of Gen. Microbiol., 1975. V.89, p.209-216.

Koch A.L. The problem of hyphal growth in streptomycetes and fungi // J. of Theoretical Biology, 1994. V.171, Iss.2, p. 137-150.

Kotov V.N., Reshetnikov S.V. A stochastic model for early mycelial growth // Mycological Research, 1990. V.94, №5, p.577-586.

KropfD.L., Caldwell J.C., Gow N.A.R., Harold F.M. Transcellular ion currents in the water mold Achlya. Amino acid proton symport as a mechanism of current entry // J. of Cell Biology, 1984. V.99, p.486-496.

Lever M.C., Robertson B.E.M., Buchan A.D.B., Miller P.F.P., Gooday G.W., Gow N.A.R. PH and Ca dependent galvanotropism of filamentius fungi - implication and mechanisms // Mycological Research, 1994. V.98, Iss.Mar, p.301-306.

Lloud A.B., Lockwood J.L. Lysis of fungal hyphae in soil and its possible relation to aytolysis I I Phytopatology, 1966. V.56, № 6, p.595.

Lockwood I.L. Exploration and competition / The fungal community it is organization and role in ecosystem. New York: Marsel Deccer. 1992.P.243-263.

Lockwood l.L. Fungistasis in soil //Boilogy Review, 1977. V.52, p. 1-43.

Lockwood J.L. Exploitation competition / The fungal community: its organization and role in ecosystem. Eds. by D.T. Wicklow, G.C. Carrol. Marsel Deccer, New York. 1981. P.319-349.

Lockwood J.L., Schippers B. Evaluation of siderophores as a factor in soil

mycostasiis// Trans. Br. Mycol. Soc., 1984. V.82, p.589-594.

Lokesha S., Somachekar R.K. Effect of heavy metals on the mycelial growth of some fungi in vitro // Acta Botanica Indica, 1990. V. 18, №1, p.47-50.

Lopezfranco R., Bracker C.E. Diversity and dynamics of the Spitzenkoprer in growing hyphal tips of higher fungi // Protoplasma, 1996. V. 195, Iss. 1 -4, p.90-111.

Lynch J.M. Limits to microbial growth in soil I I J. Gen. Microbiol., 1982. V.128, p.405-410.

Lynch J.M. The terrestrial environment / Microorganisms in action: concepts and applications in Microbial Ecology. Eds. by J.M.Lynch, J.E.Hobbie. Blackwell Scientific Publications, 1988. P.103-131,

Lynch J.M., Panting L.M. Cultivation and the soil biomass // Soil Boil. Biochem. 1980. V.12. №1. P.29-33.

Macko V. Inhibitors and stimulants of spore germination and infection structure formation in fungi / The fungal spore: morphogenetic controls. Eds. by D.J.Weber, W.M.Hess. Wiley, New York, 1981. P.565-584.

Manavathu A.K., Thomas D.D.S. Chemotropism of Achlya ambisexualis to methionin and methionyl compounds // J. of General Microbiology, 1985. V. 131, p.751-756.

Marin S., Sanchis V., Seenz R., Ramos A.J., Vinas I., Magan N. Ecological determinants for germination and growth of some Aspergillus and Penicillium spp. from Maize Grain Hi. of Applied Microbiology, 1998. V.84, Iss. 1, p.25-36.

McLean K.M., Prosser J.I. Development of vegetative mycelium during colony growth of Neurospora crassa II Transaction of the British Mycological Society, 1987. V.88, p.489-495.

Microorganisms in action. Concepts and application in microbial ecology / Eds. by Lynch J.M., HobbieJ.E. Oxford-London-Boston: Blackwell Sci. Publ., 1988. P.363.

Mischke S., Adams P.B. Temporal and spatial factors affecting germination of macroconidia of Sporidesmium sclerotivorium II Mycologia, 1996. V.88, Iss.2, p.271-277.

Molin P., Gervais P., Lemiere J.P., Davet T. Direction of hyphal growth: A relevant parameter in the development of filamentous fungi // Research in Microbiology, 1992. V.143, №8, p.777-784.

Mondal S.N., Hyakumachi M. Carbon loss and germinability, viability, and

virulence of clamydospores of Fusarium solani f. sp.phaseoli after exposure to soil at different pH level temperatures and matric potentials // Phytopathology, 1998. V.88, Iss.2, p. 148-155.

Mondal S.N., Kageyama K., Hyakumachi M. Germinability, viability, and virulence of clamydospores of Fusarium solani f.sp. phaseoli as affected by the loss of endogenous carbon //Phytopathology, 1995. V.85, Iss. 10, p.1238-1244.

MonodJ. //Annu. Rev. Microbiol., 1949. V.3, p.371-394. (IJht. no TIciHUKoe, 1991)

Morgan P., Cooper C.J., Battersby N.S., Lee S.A., Lewis S.T., Machin T.M., Graham S.C., Watkinson R.J. Automated image analysis method to determine fungal buomass in soils and on solid matrices // Soil Biol. Biochem., 1991. V.23, №7, p.609-616.

Mukherjee P.K., Raghu K. Effect of temperature on antagonistic and biocontrol potential of Trichoderma sp. on Sclerotium rolfsii I I Mycopathologia, 1997. V. 139, Iss.3, p. 151-155.

Nakashima N., Moromizato Z., Matsuyama N. Chaetomium spp., antagonistic microorganisms to phytopathogenic fungi // J. of the Faculty of Agriculture Kyushu University, 1991. V.36, №1/2, p. 109-116.

Neely C.L., Beare M.H., Hargrove W.L., Coleman D.C. Relationships between fungal and bacterial substrate-induced respiration, biomass and plant residue decomposition // Soil Biol. Biochem., 1991. V.23, №10, p.947-954.

Nesbitt H.J., Malajszuk N., Glenn A.P. Effect of soil moisture and temperature on the survival of Phytophtora cinnamomi rands in soil // Soil Biol. Biochem., 1979. V.ll, №2, p. 137-140.

Newell S.Y, Estimating fungal biomass and productivity in decomposing litter // The fungal community it is organization and role in ecosystem. New York: Marsel Deccer, 1992.P.521-561.

Newell S.Y., Fallon R.D., Tabor P.S. Direct microscopy of natural assemblages / Bacteria in Nature. Volume 2. Eds. by J.S.Poindexter, E.R.Leadbetter. Plenum Press, New York, 1986. P. 1-48.

Oduor G.I., Yaninek J.S., Vandergeest L.P.S., Demoraes G.J. Germination and viability of capilloconidia of Neozygites floridana (Zygomycetes, Entomophthorales) under constant temperature, humidity, and light conditions // J. of Invertebrate Pathology,

1996. V.67, Iss.3, p.267-278.

Olsson S. Mycelial Density Profiles of Fungi on Heterogeneous Media and Their Interpretation in Terms of Nutrient Reallocation Patterns // Mycological Research, 1995. V.99, IssFeb, p. 143-153.

Olsson S. Uptake of glucose and phosphorus by growing colonies of Fusarium oxysporum as quantified by image-analysis // Experimental Mycology, 1994. V.18, Iss 1, p.33-47.

Olsson S., Baath E., Soderstrom B.E. Growth of Verticillium dahliae Kleb. hyphae and of bacteria along the roots of rape (Brassica napus L.) seedlings // Can J. of Microbiol., 1987. V.33, p.916-919.

Otten W, Gilligan C.A. Effect of physical conditions on the spatial and temporal dynamics of the soil-borne fungal pathogen Rhizoctonia solani // New Phytologist, 1998. V.138, Iss.4, p.629-637.

Ouellette G.B., Ward E.W.B. Low-temperature requirements for ascospore germination and growth of Hypoxylon diathrauston II Canad. J. Bot., 1970. V.48, p.2223-2225.

Ouimet A., Carisse O., Neumann P. Environmental and nitritional factors affecting the in vitro inhibition of the vegetative growth of Venturia inaequalis by 5 antagonistic fungi I I Can. J. of Botany, 1997. V.75, Iss.4, p.632-639.

Park D. Application of Horton's first and second laws of branching to fungi // Transaction of the British Mycological Society, 1985. V.84, p.577-584.

Parkinson D., Visser S., Whittaker J.B. Effects of Collembolon grazing on fungal colonization of leaf letter // Soil Biol. Biochem., 1979. V.l 1, p.529-535.

Parton R.M., Fisher S., Malho R., Parasouliotis O., Jelitto T.C., Leonard T., Read N.D. Pronounced cytoplasmic pH gradients are not required for tip growth in plant and fungal cells // J. of Cell Sci., 1997. V.l 10, Iss.May, p.l 187-1198.

Paustian K., Schnurer J. Fungal growth response to carbon and nitrogen limitation: a theoretical model // Soil Biol. Biochem., 1987. V.l9, № 5, p.613-620.

Phillirs G.J., Borgia P.T. Effect of oxygen on morphogenesis and polypeptide expression by Mucor racemosus II J. Bacterid., 1985. V.164, № 3, p.1039-1048.

Pitt J.I. The genus Penicillium and its teleomorphic states Eupenicilliun and

Talaromyces. London:Academic Press. 1980.634 p.

Prosser J.I. Kinetics of mycelial colony growth and ascomycetes agrégations // Mycological Research. 1993.-V.97., № 5. P.513-528.

Prosser J.I. Mathematical modelling of mycelial growth / Fungal wall and hyphal growth. Eds. by J.H.Burnett, A.P.J.Trinci. Cambridge: Cambridge Univ. Press, 1979. P.359-384.

Prosser J.I., Trinci A.P.J. A model for hyphal growth and branching // J. of Gen. Microbiol., 1979. № 111, p. 153-164.

Râper K.B., Thom C., Fennel D.I. A manual of the Penicillia Baltimore: The Williams & Wilkins Company. 1949. 875 p.

Rayner A.D.M. Life in a collective: lessons from the fungi // New Scientist. 1988. Vol.120, p.49-53.

Rayner A.D.M. The challenge of the individualistic mycelium I I Mycologia, 1991. V.83, № 1, p.48-71.

Rayner A.D.M., Ramsdale M., Watkins Z.R. Origins and significance of genetic and epigenetic instability in mycelial systems // Can.J.Bot., 1995. V.73, Suppl.l, S1241-S1248.

Reeslev M., Kjoiler A. Comparison of biomass dry weights and radial growth rates of fungal colonies on media solidified with different gelling compounds // Applied and Environmental microbiology, 1995. V.61, Iss.12, p.4236-4239.

Reisener H.J. Lipid metabolism of fungal spores during sporogenesis and germination / The fungal spore: form and function. Eds. by D.J. Weber, W.M.Hess. Wiley, New York, 1976. P.165-185.

Righelato R.C. The kinetics of mycelial growth / Fungal wall and hyphal growth. Eds. by J.H.Burnett, A.P.J.Trinci. Cambridge: Cambridge Univ. Press, 1979. P.385-402.

Roberson R. W. The hyphal tip cell of Sclerotium rolfsii: cytological observations / Fungal cell wall and immune response. Eds. by J.P.Latgé, D.Boucias. Springer-Verlag, Berlin Heidelberg, 1991. P.27-37.

Robinson P.M. Autotropism in fungal spores and hyphae. // The botanical review, 1973. V.39,. p.367-384.

Robinson P.M., Smith J.M. Development of cells and hyphae of Geotrichum

candidum in chemostat and batch culture // Transaction of the British Mycological Society, 1979. V.72, p.39-47.

Robson G.D., Bell S.D., Kuhn P.J., Trinci A.P.J. Clucos and penicillin cjncetrations in agar medium below fungal colonies // J. of General. Microbiol., 1987. V. 133, p.361-367.

Robson G.D., Prebble E., Richers A., Hosking S„ Denning D.W., Trinci A.P.J., Robertson W. Polarized growth of Fungal hyphae is defined by an alkaline pH gradient // Fungal Genetics and Biology, 1996. V.20, Iss. 4, p.289-298.

Robson G.D., Wiebe M.G., Trinci A.P.J. Involvement of calcium in the regulation of hyphal extension and branching in Fusarium graminearum A 3/5 // Experimental Mycology, 1991 (S). V. 15, №3, p.263-272.

Robson G.D., Wiebe M.G., Trinci A.P.J. Low calcium concentration induce increased branching in Fusarium graminearum II Mycological Research, 1991 (a). V.95, Iss.5, p.561-565.

Rosenzweig W.D., Stotzky G. Inflience of environmental factors on antagonism of fungi by bacteria in soikclay minerals and pH // Applied and Environmental Microbiology, 1979. V.38, №6, p. 1120-1126.

Söderström B.E. Seasonal fluctuations of active fungal biomass in horizons of a podzolzed pine-forest soil in Central Sweden // Soil Biol. Biochem, 1979 (a). V.l 1, №2, p. 149-154.

Söderström B.E. Some problem in assesing the fluorescein diacetate - active fungal biomass in the soil // Soil Biol. Biochem., 1979(6). V.l 1, №2, p.147-148.

Söderström B.E. Vital staining of fungi in pure cultures and in soil with fluorescein diacetate I I Soil Boil. Biochem., 1977. V.9, p. 59-63.

Saad R.R. Effect of water activity on growth and lipids of xerophilic fungi, Aspergillus repens and Aspergillus amstelodami II Zentralblatt fixer mikrobiologie, 1992. V.147, №l/2.p.61-64.

Saks Y., Golan R.B. Aloe vera gel activity against plant pathogenic fungi // Postharvest Biol, and Technol., 1995. V.6, №1-2, p. 159-165.

Saltarelli R, Ceccaroli P., Vallorani L., Zambonelli A., Citterio B., Malatesta M., Stocchi V. Biochemical and morphological modifications during the growth of Tuber Borchii mycelium //Mycol. Research, 1998. V.l02, Iss.Apr., p.403-409.

Schupp H., Frei E. Soil fungistasis with respect to pH and profile // Canad. J. Microbiology, 1969. V.15, №11.

Schippers B., Meijer J.W., Liem J.I. Effect of ammonia and other volatiles on germination and growth of soil fungi // Trans. Br. Mycol. Soc., 1982. V.79, p.253-259.

Schippers B., van Eck W.H. Formation and survival of chlamidospores in Fusarium / Fusarium: diseases, biology, and taxonomy. Eds. by P.E.Nelson, T.A.Toussoun, R. J. Cook. Penn. State Univ. Press, University Park, PA, 1981. P.250-260.

Schnürer J., Clarholm M., Boström S., Rosswall T. Effects of moisture on soil microorganisms and nematodes: a field experiment//Microb. Ecol., 1986. V.12, p.217-230.

Schuerger A.C., Mitchell D.J. Effects of temperature and hydrogen ion concentration on attachment of macroconidia of Fusarium solani f. sp. phaseoli to mung bean root in hydroponic nutrient solution I I Phytopathology, 1992. V. 82, № 11, p. 1311 -1319.

Sekiguchi I., Gaucher G.M., Costerton I.W. Microcycle conidiation in Penicillium urticae: An ultrastructural investigation of spherical spore growth I I Can. J. of Microbiol., 1975. V.21, №12, p.2048-2058.

Simpson D.R., Wiehe M.G., Robson G.D., Trinci F.J. Use of pH auxostats to grow filamentous fungi in continuous flow culture at maximum specific growth rate // FEMS Microbiology Letters, 1995. V.126, p.151-158.

Slatter J.H. Microbial population and commynity dynamics // Microorganisms in action: concepts and applications in microbial ecology. Eds. by J.M.Lynch, J.E.Hobbie. Blackwell Sei. Publ., 1988. P.51-74.

Smith J.E., Anderson J.G., Kristiansen B., Al-Bawi A., Yahya A.G. Microcycle conidiation / The fungal spore: morphogenetic controls. Eds. by G.Turian, H.R.Hohl. New York: Academic Press, 1981. P.627-650.

Stamatiadis S., Doran J. W., Ingham E.R. Use of staining and inhibitors to separate fungal and bacterial activity in soil // Soil Biol. Biochem., 1990. V.22, p.81-88.

Stangheilini M.E., Hancock J.G. The sporangium of Pythium ultimum as a survival structure in soil // Phytopathology, 1971. V.61, p. 157-164.

Steele G.W., Trinci A.P.J. Morphology and growth kinetics of hyphae of differentiated mycelia of Neurospora crassa // J. of Gen. Mycrobiol., 1975. V.91, p.362-368.

Steiner G. W., Lockwood I.L. Soil fungistasis: sensitivity of spores in relation to

germination time and size // Phytopathology, 1969. V.59, №8, p. 1084-1092.

Stewart A., Deacon J. W. Vital fluorochromes as traces for fungal growth studies // Biotechnic & Histochemistry, 1995. V.70, Iss.2, p.57-65.

Sundara B., Saksena S.B. Fungistasis due to volatile inhibitors produced by some Penicillium species // Curr. Sci., India, 1980. V.49, №13, p.515-517.

Sussman A.S., Doutb.it H.A. Dormancy in microbial spores // Annu. Rev. Plant Physiol., 1973. V.24, p.311-352.

Sutherland E.D., Cohen S.D. Evaluation of tetrazolium bromids as a vital stain for fungal oospores // Phytopathology, 1983. V.73.

The fungal community it is organization and role in ecosystem / Eds. by D.T. Wicklow, G.C. Carrol. New York: Marsel Deccer. 1992.

Trinci A.P.J. A kinetics study of the growth of Aspergillus nidulans and other fungi //J. of General Microbiology, 1969.V.57, № 1, p. 11-24.

Trinci A.P.J. A study of the kinetics of hyphal extension and branch initiation of fungal mycelium. // J. of General Microbiology,1974. V.81, p.225.236.

Trinci A.P.J. Influence of the peripheral growth zone on the radial growth rate of fungal colonies//J. of Gen. Microbiol., 1971. V.67, p.325-344.

Trinci A.P.J. Regulation of hyphal branching and hyphal prientation. // The Ecology and Physiology of the Fungal Mucelium. Eds .D.H.Jennings, A.D.M.Payner. Cambridge University Press: Cambridge. 1984. P.23-52

Trinci A.P.J. The duplication cycle and branching in fungi. / Fungal walls and hyphal growth. Eds. J.P.Barrnet, A.P.J.Trinci. Cambridge: Cambridge University Press, 1979. P.319-358.

Trinci A.P.J., Saunders P.T., Gosrani R., Campbell K.A.S. Spiral growth of mycelial and reproductive hyphal // Transactions of the British Mycological Society, 1979. V.73, p.283-292.

Van der Drift J. The effects of animal activity in the litter layer / Experimental Pedology. Eds. byE.G.Hallsworth, D.V.Crawford. London: Butterworths, 1965. P.227-235.

Van Etten J.L., Danlberg K.R., Russo G.M. Fungal spore germination // Fungal differentiation: a contemporary synthisis. Ed. by J.E.Smith. New York and Basel: Marsel Deccer, Inc., 1983. P.235-266.

Van Suijdam J.C., Metz B. Influence or engineering variables on the morphology of filamentous molds // Biotechnology and Bioengineering, 1981. V.23, p. 11-148.

Vercesi A., Locci R., Prosser J.I. Growth kinetics of Botrytis cinerea on organic acids and sugars in relation to Colonization of grape berries // Mycological Research, 1997. V.101, Iss.Feb, p. 139-142.

Vidal C., Fargues J., Lacey L.A. Intraspecific variability of Paecilomyces fumosoroseus - effect of temperature on vegetative growth I I J. of Invertebrate Pathology, 1997. V.70, Iss.l, p. 18-26.

Wardle D.A., Parkinson D. Comparison of physiological techniques for estimating the response of soil microbial biomass to soil moisture // Soil Biol. Biochem, 1990. V.22, p. 817-823.

Wessels J. GM. Role of cell wall architecture in fungal tip growth generation / Tip growth in plant and fungal cells. Ed. by LB.Heath. New York: Academic press, 1990. P. 1-29.

West A. W. Improvement of the selective respiratory inhibition technique to measure eukaryote: prokaryote ratios in soil // J. of Microbiological Methods, 1986. №5, p. 125-128.

Zycha H., Stepmann R., Linnemann G. Mucorales. Lenre, Verlag von J.Cramer, 1969. 356 p.