Закономерности изменений физиологических параметров и гистологических показателей рыб при применении пробиотиков тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Кочетков Никита Ильич

• Кочетков Никита Ильич
• кандидат наук
• 2024

Оглавление диссертации кандидат наук Кочетков Никита Ильич

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ: ВОЗДЕЙСТВИЕ ПРОБИОТИЧЕСКИХ ПРЕПАРАТОВ НА ОРГАНИЗМ РЫБЫ

1.1 Морфогистологические особенности пищеварительной системы хрящевых-ганоидов и костистых рыб

1.2 Гистологические изменения тканей пищеварительной системы при применении пробиотиков

1.3 Классификация и основные представители микроорганизмов с пробиотическими свойствами

1.4 Исследования пробиотиков на рыбах по различным физиологическим и гистологическим показателям

1.4.1 Современные представления о действии пробиотиков на физиологические и гистологические показатели рыб

1.4.2 Виды рыб на которых проводились исследования пробиотических препаратов

1.4.3 Частота использования различных пробиотических микроорганизмов для кормления рыб

1.4.4 Действие пробиотиков на физиологические и гистологические показатели рыб

1.4.5 Выявление зависимости между физиологическими и гистоморфометрическими показателями рыб

1.5 Предполагаемые механизмы действия пробиотиков на организм рыб

1.6 Обоснование выбора направления исследования

ГЛАВА 2 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

2.1 Дизайн исследования

2.2 Объекты исследования и условия содержания

2.3 Приготовление опытных кормов и оценка приживаемости микоорганизмов

2.4 Рыбоводно-биологические показатели

2.5 Гематологические исследования

2.5.1 Отбор и приготовление гематологических препаратов

2.5.2 Биохимические показатели сыворотки крови

2.6 Гистологическое исследование

2.6.1 Приготовление гистологических препаратов

2.6.2 Гистоморфометрический анализ

2.7 Показатели окислительного стресса

2.8 Статистическая обработка данных

ГЛАВА 3 РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ: ВОЗДЕЙСТВИЕ ПРОБИОТИКОВ НА РЫБОВОДНО-БИОЛОГИЧЕСКИЕ, ФИЗИОЛОГИЧЕСКИЕ И ГИСТОЛОГИЧЕСКИЕ ПОКАЗАТЕЛИ

3.1 Контроль рыбоводно-биологических показателей, клинический осмотр и оценка присутствия пробиотиков в ЖКТ

3.1.1 Клинический осмотр и контрольное вскрытие рыб

3.1.2 Оценка приживаемости пробиотиков в ЖКТ рыб

3.1.3 Размерно-весовые показатели

3.2 Гематологические показатели

3.3 Биохимические показатели

3.4 Показатели окислительного баланса

3.5 Гистологические показатели среднего отдела кишечника и печени

3.5.1 Гистоморфология пищеварительной системы исследуемых видов рыб

3.5.2 Морфометрические показатели среднего отдела кишечника и печени при применении пробиотиков

3.6 Сравнительный анализ действия пробиотиков

ГЛАВА 4 РАЗРАБОТКА МЕТОДИЧЕСКИХ РЕКОМЕНДАЦИЙ ОЦЕНКИ ЭФФЕКТИВНОСТИ ПРОБИОТИКОВ ДЛЯ РЫБ

4.1 Выбор показателей, позволяющих оценить эффективность пробиотиков

4.2 Методические рекомендации по анализу эффективности применения пробиотических препаратов в кормах для рыб

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

ПРАКТИЧЕСКИЕ РЕКОМЕНДАЦИИ

ПЕРСПЕКТИВЫ ДАЛЬНЕЙШЕЙ РАЗРАБОТКИ ТЕМЫ

БИБЛИОГРАФИЧЕСКИЙ СПИСОК

Приложение 1. Сводная таблица публикаций с эффектом от применения пробиотических препаратов на различные физиологические и гистологические показатели выращиваемых видов рыб

Приложение 2. Список сокращений и условных обозначений

Приложение 3. Численные данные морфометрических показателей печени и среднего отдела кишечника радужной форели, стерляди и данио

Приложение 4. Свидетельство о государственной регистрации базы данных

Приложение 5. Методические рекомендации по анализу эффективности применения пробиотических препаратов в кормах для рыб

Приложение 5. Акты об использовании результатов диссертационной работы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Закономерности изменений физиологических параметров и гистологических показателей рыб при применении пробиотиков»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования. Рыбы представляют собой многочисленную группу позвоночных животных. Они занимают различные экологические ниши и существенно различаются по способу питания (Никольский, 1974). Так, у рыб наблюдается существенная гетерогенность морфологии и морфо-гистологии пищеварительной системы (Diaz et al., 2003; Bj0rgen et al., 2020). При этом, на уровне ткани, все позвоночные животные обладают общностью организации кишечного эпителия и функционирования пищеварения (Mokhtar, 2021). Морфофункциональная пластичность желудочно-кишечного тракта рыб, в том числе культивируемых видов, является основой для разработки рационов искусственных кормов (Козлов и др., 2004; Иванов, 2011; Пономарев и др., 2013).

Гидробионты находятся в тесной связи с окружающей средой и способны реагировать на различные экзогенные воздействия ряда физиологических реакций (Аминева и Яржомбек, 1984). Например, комплексная взаимосвязь существует между микробными сообществами водной среды и слизистой оболочкой кишечника рыб, при этом изменение состава микроорганизмов оказывает непосредственное влияние на организм животного (Bj0rgen et al., 2020). Изучение механизмов взаимодействия микробных сообществ слизистых оболочек рыбы имеет важное значение как для понимания фундаментальных механизмов функционирования суборганизменных экосистем (симбиотическое пищеварение), так и для поддержания здоровья рыб (Уголев и Кузьмина, 1993; Кузьмина и др., 2016; Egerton et al., 2018).

Гистологические показатели пищеварительной системы рыб являются чувствительным маркером, отражающим как изменения физиологического статуса животного, так и аспекты действия различных эндогенных (микроорганизмы) и экзогенных (рацион) факторов (Симанова и др., 2013; Teresa & Maciej, 2019; Mokhtar, 2021).

Индустриальные методы выращивания рыб основываются на

технологических подходах, обеспечивающих максимальный выход рыбопродукции с единицы объема или площади водной среды (Рыжков и др., 2011). В таких условиях объекты разведения подвержены воздействию стрессовых факторов, таких как высокая плотность посадки, ухудшение гидрохимических параметров среды, низкое качество используемых кормов (Маммаев и др., 2018). Перечисленные факторы способствуют снижению скорости роста рыб и ухудшению их иммунитета, что может приводить к заболеваниям различной этиологии (Головина и др., 2003; Roberts, 2012). Лососевые, карповые и осетровые, являются хозяйственно ценными видами рыб на территории Российской Федерации (Пономарев и др., 2013; Корнейко, 2017), и в природных условиях занимают различные экологические ниши, что обуславливает дифференциацию в строении их пищеварительной системы.

Для кормления рыб разработано множество рецептур, которые постоянно совершенствуются, и, помимо необходимых для роста питательных веществ, содержат ряд компонентов для улучшения здоровья и ускорения их роста (Щербина и Гамыгин, 2006; Хрусталев и др., 2017; Hardy & Kaushik, 2021). В частности, к кормовым добавкам могут относиться различные пробиотические препараты, состоящие из одного или нескольких компонентов (Текебаева и др., 2010; Багров и др., 2014; Сизенцов и др., 2023). Несмотря на то, что применение пробиотиков для кормления рыб широко распространено, а положительные эффекты влияния на здоровье рыбы доказаны многочисленными публикациями, следует отметить, что существуют определенные расхождения в результатах от их применения, которые варьируются в зависимости от микробиологического состава пробиотического препарата, его дозировки и наличия видоспецифичных взаимодействий штамма микроорганизма и организма-хозяина (Shefat et al., 2018; Sumon et al., 2022; Ntakirutimana et al., 2023). Следует отметить, что в настоящее время не сформировано целостное представление о механизмах действия пробиотиков на пищеварительную систему рыб (Bermudez-Brito et al., 2012; Simón et al., 2021).

Требуется понимание физиологических реакций пищеварительной системы

видов рыб различных систематических групп на применение пробиотиков, которые обладают комплексным действием на организм хозяина, что выражается в виде двунаправленной связи между пробиотиком-микробиомом-кишечником (Lazado & Caipang, 2014; Feng et al., 2018).

Степень разработанности. Изучению воздействия пробиотиков на рыбоводно-биологические и физиологические показатели различных видов рыб уделяется значительное внимание как отечественными, так и зарубежными исследователями (Шульга Е. А., Грозеску Ю.Н. Аламдари Х., Руденко Р.А., Артеменков А.В., González-Félix M. L., Abdel-Aziz M., Ramos M. A.). Наиболее значимые работы были проведены на радужной форели (Gisbert E., Nimalan N., Есавкин Ю. И.), карповых (Adeshina I., Севрюков, А. В.) и осетровых видах рыб (Ткачева И. В., Жандалгарова А.Д., Zare R.), а также на тиляпии (Dawood M. A. O., Ramos M. A., Xia Y.). Однако, в настоящий момент, не предложено комплексной модели исследования, отражающей реакции пищеварительной системы рыб на клеточном и тканевом уровнях.

Цель диссертационной работы - установление закономерностей физиологических параметров и гистологических показателей трех видов рыб (Oncorhynchus mykiss Walbaum 1792, Acipenser ruthenus Linnaeus, 1758, Danio rerio F. Hamilton, 1822) при применении пробиотиков различного микробиологического состава.

Для достижения цели необходимо решить следующие задачи:

1. Проанализировать международный и отечественный опыт применения пробиотиков в кормах для рыб и изучить практику их применения, учитывая физиологические показатели и гистологические параметры ЖКТ, а также определить наиболее эффективные микроорганизмы и их концентрации;

2. Исследовать на радужной форели (O. mykiss), стерляди (A. ruthenus) и данио (D. rerio) в лабораторных и производственных условиях эффективность применения пробиотиков: Lactobacillus brevis 47f, Lactobacillus brevis 52f и Bacillus subtilis OZ-2 + Bacillus amyloliquefaciens OZ-3 по рыбоводно-биологическим, биохимическим, гематологическим и гистологическим

показателям;

3. Разработать методические подходы для оценки структурных изменений морфометрических параметров отдельных органов на основе анализа гистоморфологии препаратов тканей пищеварительной системы исследуемых рыб;

4. Установить наиболее значимые показатели ответных реакций организма рыб на включение в состав кормов пробиотиков методами многомерного статистического анализа;

5. Разработать методические рекомендации по оценке эффективности применения пробиотических препаратов в кормах для рыб по биохимическим, гематологическим и гистологическим показателям.

Научная новизна. Впервые при использовании пробиотиков различного микробиологического состава показано наличие сопоставимых изменений значимых гистоморфометрических параметров (количество бокаловидных клеток, интраэпителиальных лимфоцитов, эозинофилов, площадь цитоплазмы и ядра гепатоцита) пищеварительной системы у хрящевых ганоидов и костистых рыб.

Разработаны критерии оценки эффективности применения пробиотиков на основе гистоморфометрических измерений тканевых структур и обработки данных методами многомерного статистического анализа.

Дополнительно установлена целесообразность использования в качестве модельного объекта Оато гвпо для оценки комплекса физиологических, гистологических и биохимических показателей, ввиду сопоставимости полученных результатов применения пробиотиков различного микробиологического состава на стерляди и радужной форели.

Теоретическая и практическая значимость. Проведенные исследования позволили подтвердить общность отдельных гистоморфологических реакций пищеварительной системы изученных видов рыб на применение пробиотиков различного микробиологического состава. На основе экспериментальных материалов сформирована база данных гистологических препаратов, содержащая

численную информацию гистоморфологических измерений тканей двухсот гистологических срезов (Свидетельство о государственной регистрации базы данных № 2024621745 Российская Федерация).

Результаты исследования позволяют достоверно оценить перспективные пробиотические виды/штаммы микроорганизмов с прогнозируемым физиологическим эффектом применения. Полученные данные отражены в учебно-практическом пособии «Гистопатология костистых рыб» (2023) для бакалавров и магистров направлений 35.03.08 «Водные биоресурсы и аквакультура» и 06.03.01 «Биология», в рамках дисциплин: физиология рыб, корма и кормление рыб, и индустриальная аквакультура. Разработанные методические рекомендации по оценке эффективности применения пробиотических препаратов в кормах апробированы на рыбоводных предприятиях (СССПОК «Белфорель» Белгородская обл.), а также на базе индустриальных партнеров в области кормопроизводства (ООО «Производственный Центр Кормовых Технологий» (ООО «НПЦКТ»), ООО «Биопрактика»). Выявленные закономерности возникновения физиологических изменений пищеварительной системы рыб позволяют моделировать процессы роста ценных видов рыб на инфраструктурных ресурсах уникальной научной установки НТИ РФ (Рег. № 3662433) «Научно-исследовательский комплекс передовых технологий аквакультуры и гидроэкологии» факультета Биотехнологий и рыбного хозяйства ФГБОУ ВО «МГУТУ им. К.Г. Разумовского (ПКУ)».

Методология и методы исследования: В работе применялись микробиологические, ихтиологические, физиологические, рыбоводно-биологические и биохимические методы исследований, а также новые разработанные гистологические методы измерений морфометрических показателей тканей органов ЖКТ и многомерный статистический анализ данных.

Положения, выносимые на защиту:

• Гистоморфометрические показатели тканей кишечника и печени: количество бокаловидных клеток, интраэпителиальных лимфоцитов,

эозинофилов, площадь цитоплазмы и ядра гепатоцита, которые значимо реагируют на использование в кормах пробиотиков различного микробиологического состава;

• Частичная общность гистоморфологических изменений тканей кишечника и печени трех видов рыб на применение разных пробиотических штаммов микроорганизмов;

• Методические рекомендации по оценке эффективности применения пробиотических препаратов, учитывающих морфологические особенности пищеварительной системы;

• Эффективность применения нового аллохтонного пробиотика (L. brevis 47f) для улучшения окислительного баланса и стимуляции иммунного ответа радужной форели и стерляди в концентрации 1*108 КОЕ/г корма.

Личное участие автора. В основу диссертационной работы положены результаты собственных четырехлетних исследований автора. Соискателем лично проведен системный обзор имеющихся литературных данных, поставлены лабораторные и производственные эксперименты, проведена обработка массива биологического материала и предложен системный подход анализа полученных результатов, на основе которых сформулированы обоснованные выводы.

Степень достоверности и апробации результатов подтверждается обширным перечнем проанализированной научной литературы, объемом выполненных экспериментальных работ, а также серией проведенных исследований с использованием как стандартных, так и разработанных в процессе выполнения диссертационной работы методических подходов.

Основные положения диссертационного исследования были представлены на научно-практических конференциях: международной онлайн-конференции «Biotechnology, Ecology, Nature Management» (Москва, 2021), XXXV зимняя молодёжная научная школа «Перспективные направления физико-химической биологии и биотехнологии» (Москва, 2023), «Евразийская аквакультура: современные тренды и новые продукты питания» (Москва, 2023), VI Международная Научно-практическая конференция «Биотехнологии - драйвер

развития территорий» (Вологда, 2024), Международная научно-практическая конференция «Здоровое питание 2030: новые технологии, подходы к обеспечению качества и безопасности, подготовка кадров» рамках Всероссийского форума «Здоровье нации - основа процеветакния России» (Москва, 2024).

Публикации. По результатам выполненных исследований опубликовано 13 научных трудов, в том числе 3 в рецензируемых научных изданиях из перечня ВАК, Минобрнауки России, 1 - в других индексируемых научных изданиях, 1 учебно-практическое пособие, 1 - патент, 7 - в журналах международных баз данных.

ГЛАВА 1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ:

ВОЗДЕЙСТВИЕ ПРОБИОТИЧЕСКИХ ПРЕПАРАТОВ НА ОРГАНИЗМ

РЫБЫ

1.1 Морфогистологические особенности пищеварительной системы хрящевых-ганоидов и костистых рыб

Кишечник представляет собой комплексный орган, который, помимо пищеварения и усвоения питательных веществ, участвует в поддержании электролитного баланса, реализации иммунитета и эндокринной регуляции обмена веществ (Buddington et al., 1997). Строение желудочно-кишечного тракта у всех рыб на гистологическом и цитологическом уровнях в целом схоже, а имеющиеся различия часто отражают экологическую приспособленность конкретного вида организма к различным типам питания.

Ввиду существенной гетерогении морфологического и гистологического строения желудочно-кишечного тракта (ЖКТ) у рыб (Díaz et al., 2003; Bj0rgen et al., 2020), а также наличия расхождений в используемых обозначениях, целесообразно кратко рассмотреть современные данные о строении на тканевом уровне.

При определении частей желудочно-кишечного тракта, согласно гомологичным органам у высших позвоночных, его можно разделить на: ротовую полость, глотку, пищевод, желудок, печень, желчный пузырь, поджелудочную железу и несколько отделов кишечника (Пономарев и др., 2016). У многих видов рыб различимого перехода между глоткой и пищеводом не наблюдается. Помимо этого, для некоторых семейств выявлено отсутствие четко дифференцируемого желудка, например, у некоторых карповых (Яржомбек, 1986).

Так как у разных видов рыб имеются существенные различия в строении ЖКТ (отсутствие/наличие разных отделов, строение и расположение поджелудочной железы и т.д.) целесообразно использовать следующую классификацию на отделы, в соответствии с выполняемой функцией:

• Головной отдел ЖКТ (Headgut) - включает ротовую полость и глотку,

а также различные приспособления для захвата и измельчения пищи;

• Передняя кишка (Foregut) - область, которая начинается от заднего края ротоглоточной полости и включает пищевод, желудок и пилорические придатки. Здесь происходит начальная обработка пищи путем воздействия на нее пищеварительных ферментов и кислот при низком pH.

• Средняя кишка (Midgut) - включает передний и средний отделы кишечника, имеет множество ворсинок различной величины, увеличивающих площадь адсорбции питательных веществ - содержит ферменты из поджелудочной железы, печени и слизистой, которые катализируют переваривание нутриентов и адсорбцию макромолекул (Bowyer et al., 2020).

• Задняя кишка (Hindgut) - состоит из дистального (заднего) отдела кишечника и ануса. Специализируется на осморегуляции, транспорте ионов и адсорбции воды (Wang et al., 2010).

Гистологические методы исследования представляют собой удобный инструмент оценки влияния различных внешних факторов на здоровье рыбы (El-Bakary et al., 2010; Симанова, 2013; Suvarna et al., 2018; Teresa & Maciej, 2019; 211. Smorodinskaya et al., 2023). Изучение гистологических показателей различных органов нашло свое применение как в токсикологии, где данный метод помогает оценить степень влияния токсиканта на функционирование органов, так и в индустриальной аквакультуре при исследовании новых кормовых рецептур или влияния условий выращивания (Mokhtar et al., 2011). Также гистологические методы используются в мониторинговых и экотоксикологических исследованиях, так как дают возможность оценить действие различных экзогенных факторов и условий окружающей среды (Costa et al., 2010; Saraiva et al., 2015).

При исследовании особое внимание уделяется нескольким органам, которые будут являться таргетными для изучаемого вида воздействия. Среди таких органов можно выделить: печень (как ключевой метаболический центр организма), жабры (как орган газообмена, напрямую контактирующий с водной средой), почки (как один из основных органов осморегуляции и экскреции

метаболитов, в том числе токсикантов) и кишечник (как орган пищеварения и адсорбции нутриентов) (Motta et al., 2022). Выбор органов для анализа напрямую диктуется целями работы, а также зависит от исследуемого фактора.

При изучении действия новых кормовых рецептур и добавок наибольшее внимание, традиционно, уделяется кишечнику и печени, так как в этих органах максимально ярко проявляется эффект от изменения состава, питательной и нутриентной ценности кормов (морфологический или цитологический уровни).

На гистологическом уровне отделы ЖКТ представлены следующими типами тканей. Ротовая полость покрыта многослойным неороговевающим эпителием, располагающимся на толстой базальной мембране. В составе слизистой кишечника ротовой полости имеется множество бокаловидных клеток, а также вкусовых рецепторов и глоточных площадок, в которых располагаются зубы (Анисимова и др., 1991).

Начиная с пищевода, в строении органа уже просматриваются характерные слои. Пищевод состоит из нескольких слоев: слизистой (mucosa), подслизистой (submucosa), мускульной (muscularis) и серозной (serosa). Слизистая включает стратифицированные и сквамозные эпителиоциты и бокаловидные клетки. Клеточные элементы слизистой располагаются на собственной оболочке слоистой или lamina propria (LP). Подслизистая представляет собой продолжение LP и состоит из рыхлой соединительной ткани, включающей кровеносные сосуды и иммунокомпетентные клетки. Мышечная оболочка обычно включает два слоя мышц - внутренний продольный и внешний круговой. Серозная оболочка представляет собой тонкий слой, состоящий из сквамозных эпителиоцитов и соединительной ткани (Brugman et al., 2016). Общая схема строения различных слоев кишечника рыб приведена на рисунке 1.

Рисунок 1 - Общая схема организации различных слоев пищеварительного тракта костных рыб. В соответствии с Mitparian и др. (2021) с некоторыми модификациями. Сокращения: Се - серозная оболочка, ПО - подслизистая оболочка, LP - lamina propria, БК - бокаловидные клетки, СО - слизистая оболочка, ПЖ -пищеварительные железы, ПК - просвет кишечника, МО - мышечная оболочка

Желудок рыб соединен с пищеводом желудочно-пищеводным узлом. Слизистая оболочка включает призматические эпителиоциты, бокаловидные клетки. У некоторых видов хорошо просматриваются желудочные железы. По аналогии с высшими позвоночными, у рыб желудок может иметь дно, а также большую и малую кривизны и пилорическую часть (Teresa & Maciej, 2019). Различие данных отделов желудка преимущественно состоит в толщине отдельных слоев (слизистый, подслизистый, мускульный), и/или распределении бокаловидных клеток, продуцирующих кислые и основные мукополисахариды (De Marco et al., 2023).

Кишечник может быть соединен с желудком желудочно-кишечным узлом

или простыми выростами слизистой, морфологически не отличимыми от пилорической части желудка (Lee et al., 2021). Кишечник может быть разделен на три отдела: передний (anterior intestinе), средний (mid-intestine) и задний (posterior intestinе), так как по ходу кишечника наблюдаются существенные изменения в морфологии, клеточном составе и выполняемых функциях. Например, передний отдел обычно характеризуется наибольшей высотой ворсинок и средним количеством бокаловидных клеток. Также в данном отделе наблюдается наибольшая толщина подслизистой и мускульной оболочек, что, вероятно, указывает на активную перистальтику. Далее, в среднем и заднем отделах происходит уменьшение высоты ворсинок и, в некоторых случаях, эпителиоцитов. Бокаловидные клетки могут быть распределены разнообразно -обычно небольшое их количество наблюдается в среднем отделе, постепенно увеличиваясь в заднем, достигая максимума в ректуме. Это продиктовано необходимостью защиты кишечника от остатков химуса, включающего множество балластных (неперевариваемых) веществ (Гаврилин и др., 2023). У хрящевых и хрящевых ганоидов задний отдел кишечника включает специальный орган - спиральный клапан. Он необходим для увеличения времени прохождения химуса, что увеличивает продолжительность всасывания питательных веществ (Аминева и Яржомбек, 1984).

Наиболее подробно необходимо рассмотреть клеточное строение кишечника именно на примере среднего отдела (рис. 2), так как он является в значительной степени физиологически активным, с точки зрения совмещаемых функций и имеет одинаковое строение у разных видов рыб (Teresa & Maciej, 2019; Mokhtar, 2021; Hardy R. W., Kaushik, 2021). Например, именно в среднем отделе наблюдается наиболее разнообразное микробное сообщество (Egerton et al., 2018), что, вероятно, может говорить о стабильности показателей микроокружения. Слизистая кишечника состоит из призматических эпителиоцитов, на апикальной мембране которых располагаются множественные выросты, формирующие щетиночную кайму, увеличивающую общую площадь адсорбции. Данные клетки могут различаться морфологически, имея более плотную цитоплазму ближе к

основанию ворсинки и приобретая вакуолизацию на ее конце. В составе слизистой также четко просматриваются бокаловидные клетки, которые могут располагаться как на поверхности, так и между отдельными эпителиоцитами/энетероцитами (рис. 2).

Рисунок 2 - Принципиальная схема строения слизистой кишечника рыб на примере Danio rerio. По данным Гаврилин и др., 2023

У карпообразных и некоторых других семейств (тресковые) во внутренней оболочке кишечника встречаются клетки Родлета, являющиеся эндокринными клетками, выполняющими иммунную и осморегулирующую функции (Abd-Elhafeez et al., 2020). Интраэпителиальные лимфоциты и лимфоциты lamina propria представляют собой составную часть иммунной системы слизистой кишечника - лимфоидной ткани, ассоциированной с кишечником (GALT) (Firdaus-Nawi & Zamri-Saad, 2016; Dawood et al., 2021), которая является аналогом Пейеровых бляшек у высших позвоночных. Составными элементами данной ткани, помимо лимфоцитов, являются макрофаги, тучные клетки,

энтероэндокринные клетки, гранулоциты (базофилы, эозинофилы) и дендритные клетки (Mokhtar, 2021). На гистологических срезах могут просматриваться тучные клетки и эозинофило/базофило-подобные клетки, имеющие характерную окраску и ареол, отделяющий их от тканей кишечника. Эти клетки преимущественно встречаются вблизи основания ворсинок, в то время как лимфоциты распространены по всей площади слизистой (Lazado & Caipang, 2014; Simón et al., 2021).

По ходу кишечника его пищеварительная функция снижается, уступая место осморегулирующей и иммунной. Так, согласно исследованиям транскриптов, связанных с иммунитетом у лососевых, именно задний отдел кишечника обладает наибольшей иммунологической активностью (Bj0rgen et al., 2020). При этом, существуют предположения, что средний отдел наиболее подвержен действию патогенов и представляет собой ворота для инфекции (Standen et al., 2016). По этим причинам в нем также наблюдается присутствие существенного количества иммунокомпетентных клеток. Дополнительно установлено наличие разнообразия и представленности комменсальных микроорганизмов микробиома в разных отделах кишечника рыб (Egerton et al., 2018), что указывает на различие показателей микроокружения. При исследовании пробиотиков рационально предположить, что эффект от их применения уместно оценивать на среднем отделе кишечника, так как в нем наблюдается наибольшее разнообразие микрофлоры, следовательно, более сложная структура, анализируя состояние которой легче отследить влияние пробиотиков, что и было продемонстрированно во множестве работ (Panigrahi & Azad, 2007).

Изменения в составе кормов и внесение кормовых добавок (в т.ч. пробиотических препаратов) могут оказывать влияние на печень. Печень является жизненно важным органом, контролирующим ряд функций: метаболизм протеинов, липидов, углеводов, образование желчи, детоксикацию и продукцию вителлогенина (El-Bakary et al., 2010; Lukin et al., 2011). Помимо этого, печень выступает центром хранения многих веществ, в основном депонируя

энергетические субстраты - гликоген и липиды. Печень низших позвоночных обладает упрощенным строением, в сравнении с наземными животными. Так у рыб отсутствует организованная печеночная триада с выраженным разделением гепатоцитов на дольки.

Печень рыб обычно состоит из одной - четырех долей. Также у некоторых видов она может иметь диффузную структуру, занимая пространство между кишечником и другими органами. Печень окружена оболочной из соединительной ткани. Основными структурными компонентами органа выступают: гепатоциты, желчные протоки, островки поджелудочной (у некоторых видов), венулы и артериолы и синусоидные капилляры (рис. 3; El-Bakary et al., 2010). Синусоидные капилляры включают слой эндотелиальных клеток. В настоящее время показано, что в капиллярах печени также присутствуют клетки, подобные клеткам Купфера высших позвоночных (Mokhtar, 2021). Крупные сосуды печени имеют более сложное строение и могут включать слои гладкой мускулатуры и коллагеновой соединительной ткани.

Гепатоциты при различных способах окраски представляют собой многогранные клетки с крупным сферическим центрально или эксцентрично расположенным ядром. В их цитоплазме в норме могут отмечаться включения в виде нескольких мелких вакуолей и/или крупных округлых липидных капель. По распределению гепатоцитов печень может быть классифицирована по двум формам - кордовую (от анг. cord) или нитевидную и тубулярную или трубчатую (Sales et al., 2017). В первом случае гепатоциты организованны в группы по две-три штуки и разделены синусоидными капиллярами (пример у данио и радужной форели). Во втором случае гепатоциты организованны в более толстые анастомотические дольки (2-4 клетки), а синусоиды обладают меньшей толщиной и большим числом ветвлений.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Кочетков Никита Ильич, 2024 год

БИБЛИОГРАФИЧЕСКИЙ СПИСОК

1. Агатова А. И. и др. Справочник гидрохимика: рыбное хозяйство / Аржанова, Н. В., Владимирский, С. С., Зубаревич, В. Л., Мордасова, Н. В., Налетова, И. А., ... Торгунова, Н. И. - М.: Агропромиздат, 1991. - 237 с.

2. Айткалиева Айгерим Айткалиевна, Альпеисов Шохан Ашенович, Ибажанова Асем Сериковна Сравнительная оценка морфофункционального состояния рыбопосадочного материала и товарной радужной форели при использовании кормов с добавлением препарата пробиотического действия // Вестник АГТУ. Серия: Рыбное хозяйство. - 2020. №1. С. 29-36.

3. Аминева В. А., Яржомбек А. А. Физиология рыб. - М.: Легкая и пищевая промышленность, 1984. - 200 с.

4. Анисимова И. М., Лавровский В. В. Ихтиология. — 2-е изд. — М.: Агропромиздат, 1991. - 343 с.

5. Багров А. М., Бондаренко Е. А., Гамыгин Ю. П. Технология прудового рыбоводства. - М.: Изд-во ВНИРО, 2014. - 358 с.,

6. Свидетельство о государственной регистрации базы данных № 2024621745 Российская Федерация. База данных гистологических препаратов Danio rerio: № 2024621745: заявл. 09.04.2024: опубл. 22.04.2024 / Н.И. Кочетков, А.Л. Никифоров-Никишин, А.В. Горбунов; заявитель федеральное государственное образовательное учреждение высшего образования «Московский государственный университет технологий и управления им. К.Г. Разумовского (ПКУ)».

7. Бедняков Д. А., Невалённая Л. А., Новинский В. Ю. Влияние ионов металлов на ферменты мембранного пищеварения белуги, стерляди и их гибридов бестера и стербела //Вестник Астраханского государственного технического университета. Серия: Рыбное хозяйство. - 2011. - №. 2. - С. 74-77.

8. Владовская, С.А. Иммуностимуляторы в кормах для рыб / С.А. Владовская // Анал. и реф. инф. Сер. Болезни гидробионтов в аквакультуре. -Всерос. н.-и. и проект.-конструкт. ин-т экон., инф. и АСУ рыбного хозяйства. - 2001, №4. - С. 23-

9. Гаврилин К.В., Никифоров-Никишин Д.Л., Кочетков Н.И., Смородинская С.В. Гистопатология костистых рыб: Учебно-практическое пособие по направлению подготовки «Водные биоресурсы и аквакультура». - Курск: «Деловая полиграфия», 2023. - 199 с. - ISBN 978-56-6051403-9-9

10. Грушко М. П., Светашева Д. Р. Сравнительная морфофизиологическая характеристика органов кроветворения осетровых рыб и земноводных на ранних стадиях развития //Труды ВНИРО. - 2017. - Т. 167. - С. 12-23.

11. Гуцулюк, О. Н. Влияние пробиотических добавок на гематологические и некоторые рыбоводные показатели молоди радужной форели / О. Н. Гуцулюк // Технологический форсайт : Материалы всероссийской научно-практической конференции студентов, аспирантов и молодых учёных, Краснодар, 01-03 октября 2014 года / Краснодар: Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего профессионального образования "Кубанский государственный университет", 2014. - С. 161-164. - EDN TGPZWR.

12. Жандалгарова, А. Д. Пробиотики нового поколения на основе родов Bacillus, Bifidobacterium и Lactobacillus в составе стартовых комбикормов как стимуляторы роста осетровых рыб / А. Д. Жандалгарова // Рыбоводство и рыбное хозяйство. - 2016. - № 3(123). - С. 35-37.

13. Зуенко В. А. и др. Влияние кормового пробиотика на основе бактерий Bacillus subtilis на пищеварение рыб при садковом выращивании //Вопросы ихтиологии. - 2017. - Т. 57. - №. 1. - С. 112-117.

14. Иванова Н. Т. Атлас клеток крови рыб. — М.: Легкая и пищевая промышленность, 1983. — 110 с.

15. Ихтиопатология: Учебник / Н.А. Головина, Ю.А. Стрелков, В.Н. Воронин, П. П. Головин, Е. Б. Евдокимова, Л. Н. Юхименко; под ред. Н.А. Головиной, О.Н. Бауера. - Москва: Мир, 2003. - 448 с. - ISBN 5-03-003596-6.

16. Козлов, В. И. Аквакультура: учеб. для студентов вузов, обучающихся по специальности "Вод. биоресурсы и аквакультура" / В. И. Козлов, А. Л. Никифоров-Никишин, А. Л. Бородин; В. И. Козлов, А. Л. Никифоров-Никишин,

А. Л. Бородин. - Москва: МГУТУ, 2004. - 433 с. - ISBN 5-85941-043-3.

17. Корма и кормление в аквакультуре / Е. И. Хрусталев, Т. М. Курапова, О. Е. Гончаренок, К. А. Молчанова. - 1-е, Новое. - Санкт-Петербург: Издательство Лань, 2017. - 388 с. - ISBN 978-5-8114-2342-2.

18. Корнейко О. В., Покорменюк М. Д. Аквакультура в России: состояние и проблемы развития //Азимут научных исследований: экономика и управление. -2017. - Т. 6. - №. 4 (21). - С. 202-204.

19. Гришина Е. В., Ватлин А. А., Кочетков Н. И., Даниленко В. Н. Изучение механизмов повышения выживаемости аквакультуры при применении штамма Lactobacillus brevis 47f для снижения оксидативного стресса // XXXV зимняя молодёжная научная школа «Перспективные направления физико-химической биологии и биотехнологии»: Сборник тезисов, Москва, 07-10 февраля 2023 года.

- Москва: Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН, 2023. - С. 96.

20. Кузьмина В. В. Процессы пищеварения у рыб. Новые факты и гипотезы. Институт биологии внутренних вод им. И. Д. Папанина РАН. - Ярославль: Филигрань, 2018. - 300 с. ISBN 978-5-6042063-0-0

21. Бычкова Л. И., Юхименко Л. Н., Ходак А. Г., Скоробогатько О. С. Суб-про - путь к улучшению качества рыбной продукции // Рыбоводство и рыбное хозяйство. - 2008. - № 12. - С. 33-35.

22. Лазовская А. Л. и др. Споровые пробиотики в сельском хозяйстве //Успехи современной биологии. - 2013. - Т. 133. - №. 2. - С. 133-140.

23. Малкова А. В. и др. Разработка пробиотика для животных и аквакультуры на основе штаммов Bacillus toyonensis В-13249 и Bacillus pumilus В-13250 //Известия вузов. Прикладная химия и биотехнология. - 2021. - Т. 11. - №2. 3 (38).

- С. 393-402.

24. Маммаев М. А. и др. Оптимальная плотность посадки молоди стерляди, выращиваемой в установке с замкнутым циклом водоснабжения //Вестник Воронежского государственного университета. Серия: Химия. Биология. Фармация. - 2018. - №. 3. - С. 78-82.,

25. Мишанин, Ю. Ф. Ихтиопатология и ветеринарно-санитарная экспертиза рыбы / Ю. Ф. Мишанин. - 1-е, Новое. - Санкт-Петербург: Издательство Лань, 2012. - 560 с. - ISBN 978-5-8114-1295-2.

26. Морфометрические показатели радужной форели при использовании пробиотической кормовой добавки "Энзимспорин" / Ю. И. Есавкин, А. В. Жигин, А. А. Максименкова [и др.] // Главный зоотехник. - 2020. - № 5. - С. 54-64. - DOI 10.33920/sel-03-2005-07.

27. Невалённый А. Н., Бедняков Д. А., Новинский В. Ю. Комплексное исследование особенностей процессов мембранного пищеварения у севрюги //Вестник Астраханского государственного технического университета. Серия: Рыбное хозяйство. - 2011. - №. 2. - С. 93-98.

28. Нечаева Т. А. Применение пробиотика Ветом 1. 1 при выращивании молоди форели в установках с замкнутым циклом водоснабжения (УЗВ) //Актуальные вопросы ветеринарной биологии. - 2014. - №. 1 (21). - С. 65-69.

29. Никольский Г.В. Экология рыб. - М.: Высшая школа, 1974. - 357 с.

30. Никифоров-Никишин, А. Л. Состояние изолированных популяций пеляди Coregonus peled горных озер Алтая по гистологическим показателям и элементному составу хрусталика глаза / А. Л. Никифоров-Никишин, Д. Л. Никифоров-Никишин, Н. И. Кочетков // Биология внутренних вод. 2023. № 4. С. 527-540. DOI 10.31857/S0320965223040186.

31. Орлова Т. Н., Дорофеев Р. В. Пробиотики-перспектива животноводства //Аграрная наука-сельскому хозяйству. - 2017. - С. 177-180.

32. Плакунов В. К. и др. Управление формированием микробных биопленок: анти-и пробиопленочные агенты //Микробиология. - 2017. - Т. 86. - №. 4. - С. 402-420.

33. Пономарев, С. В. Индустриальное рыбоводство / С. В. Пономарев, Ю. Н. Грозеску, А. А. Бахарева. - 2-е, Исправленное, Дополненное. - Санкт-Петербург : Издательство Лань, 2013. - 416 с. - ISBN 978-5-8114-1367-6.

34. Пономарев, С. В. Ихтиология / С. В. Пономарев, Ю. М. Баканева, Ю. В. Федоровых. - 2-е, Дополненное. - Санкт-Петербург: Издательство Лань, 2016. -

560 с. - ISBN 978-5-8114-2051-3

35. Романова Н. Н. и др. Применение препаратов «Левофлоксацин» и «СУБ-ПРО» при терапии бактериальной геморрагической септицемии у карповых рыб //Труды ВНИРО. - 2022. - Т. 190. - С. 116-124.

36. Роль объектов питания и микробиоты в процессах пищеварения рыб из разных экосистем / В. В. Кузьмина, Г. В. Золотарева, В. А. Шенптицкий, С. А. Филипенко ; Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина РАН. -Тирасполь: Приднестровский государственный университет им. Т.Г. Шевченко, 2016. - 196 с. - ISBN 978-9975-3125-0-9.

37. Рыжков, Л. П. Основы рыбоводства: учебник для студентов высших учебных заведений, обучающихся по специальности 110401.65 "Зоотехния" / Л. П. Рыжков, Т. Ю. Кучко, И. М. Дзюбук; Л. П. Рыжков, Т. Ю. Кучко, И. М. Дзюбук. - Санкт-Петербург [и др.]: Лань, 2011. - 527 с. - ISBN 978-5-8114-1101-6

38. Севрюков А. В. и др. Эффективность применения синбиотического препарата на основе штамма Bacillus subtilis В1895 в аквакультуре и ветеринарии //Актуальные вопросы ветеринарной биологии. - 2013. - №. 4 (20). - С. 49-56.

39. Сизенцов А. Н. и др. Повышение пищевых характеристик рыбы с использованием фитобиотиков и пробиотиков в кормлении (обзор) //Аграрный вестник Урала. - 2023. - №. 3 (232). - С. 52-63.

40. Симанова, Н. Г. Гистология с основами эмбриологии: учебное пособие/ Н. Г. Симанова, С. Н. Хохлова, А. Н. Фасахутдинова. - Ульяновск: Ульяновская государственная сельскохозяйственная академия им. П.А. Столыпина, 2013. - 247 с.

41. Текебаева Ж. Б. и др. Пробиотики и их применение в аквакультуре //Новости науки Казахстана. - 2020. - №. 4. - С. 170-185.

42. Ткачева И. В., Тищенко Н. Н. Применение пробиотических препаратов Субтилис и Суб-про в комбикормах для осетровых рыб //Труды Кубанского государственного аграрного университета. - 2011. - №. 28. - С. 122-123.

43. Уголев, А. М. Пищеварительные процессы и адаптации у рыб / А. М. Уголев, В. В. Кузьмина; Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина

РАН. - Санкт-Петербург: Гидрометеоиздат, 1993. - 238 с. - ISBN 5-286-01133-0

44. Шмидт-Нильсен К. Сравнительная физиология животных. — М.: Мир, 1972. — 800 с.

45. Шульга Е. А. Пробиотики в кормлении осетровых рыб при товарном выращивании //дисс. канд. биол. наук. - 2009.

46. Шульга Е.А., Болонина Н.В. Выращивание молоди донской стерляди на искусственном комбикорме ОТ-7 с добавлением пробиотика // Вестник КБГУ. Серия Биологические науки. - Вып. 6. - Нальчик: Каб.-Балк. ун-т, 2004. - С. 75-77.

47. Шульга Е.А., Лапухин Ю.А. Эффективность применения пробиотика «Субтилис» в составе продукционных комбикормов для осетровых рыб // Материалы первой ежегодной научной конференции студентов и аспирантов базовых кафедр Южного научного центра РАН- Ростов - на - Дону: 2005. - С. 340341.

48. Щербина, М. А. Кормление рыб в пресноводной аквакультуре / М. А. Щербина, Е. А. Гамыгин. - Москва: Всероссийский научно-исследовательский институт рыбного хозяйства и океанографии, 2006. - 360 с. - ISBN 5-85382-2373.

49. Юхименко Л. Н., Бычкова Л. И. Испытания лечебного комбикорма с субалином в рыбхозах Московской области //Рыбное хозяйство. - 2012. - №. 4. -С. 96-98.

50. Яржомбек А. А. Лиманский В. В., и Т. В. Щербина. Справочник по физиологии рыб. — М.: Агропромиздат, 1986. - 192 с.

51. Abdel-Aziz M. et al. Responses of dietary supplementation of probiotic effective microorganisms (EMs) in Oreochromis niloticus on growth, hematological, intestinal histopathological, and antiparasitic activities //Aquaculture International. -2020. - Т. 28. - С. 947-963.

52. Abd-Elhafeez H. H. et al. Migratory activities and sternness properties of rodlet cells //Microscopy and Microanalysis. - 2020. - Т. 26. - №. 5. - С. 1035-1052.

53. Abdelhafiz Y. et al. Fish as the lesser-known counterpart to mammalian models to explore the biofunctionality of polyphenols //Journal of Functional Foods. - 2023. -

T. 107. - C. 105654.

54. Abid A. et al. Dietary synbiotic application modulates Atlantic salmon (Salmo salar) intestinal microbial communities and intestinal immunity //Fish & shellfish immunology. - 2013. - T. 35. - №. 6. - C. 1948-1956.

55. Adeoye A. A. et al. Combined effects of exogenous enzymes and probiotic on Nile tilapia (Oreochromis niloticus) growth, intestinal morphology and microbiome //Aquaculture. - 2016. - T. 463. - C. 61-70.

56. Adeshina I., Abubakar M. I. O., Ajala B. E. Dietary supplementation with Lactobacillus acidophilus enhanced the growth, gut morphometry, antioxidant capacity, and the immune response in juveniles of the common carp, Cyprinus carpio //Fish physiology and biochemistry. - 2020. - T. 46. - №. 4. - C. 1375-1385.

57. Akter M. N. et al. Effect of Lactobacillus acidophilussupplementation on growth performances, digestive enzyme activities and gut histomorphology of striped catfish (Pangasianodon hypophthalmusSauvage, 1878) juveniles //Aquaculture Research. - 2019. - T. 50. - №. 3. - C. 786-797.

58. Al-Deriny S. H. et al. The synergistic effects of Spirulina platensis and Bacillus amyloliquefaciens on the growth performance, intestinal histomorphology, and immune response of Nile tilapia (Oreochromis niloticus) //Aquaculture Reports. - 2020. - T. 17. - C. 100390.

59. Allameh S. K. et al. Dietary supplement of Enterococcus faecalis on digestive enzyme activities, short-chain fatty acid production, immune system response and disease resistance of Javanese carp (Puntius gonionotus, Bleeker 1850) //Aquaculture Nutrition. - 2017. - T. 23. - №. 2. - C. 331-338.

60. Amoah K. et al. Effects of three probiotic strains (Bacillus coagulans, B. licheniformis and Paenibacillus polymyxa) on growth, immune response, gut morphology and microbiota, and resistance against Vibrio harveyi of northern whitings, Sillago sihama Forsskal (1775) //Animal Feed Science and Technology. - 2021. - T. 277. - C. 114958.

61. Azad M. A. K. et al. Immunomodulatory effects of probiotics on cytokine profiles //BioMed research international. - 2018. - T. 2018.

62. Balcazar J. L. et al. Changes in intestinal microbiota and humoral immune response following probiotic administration in brown trout (Salmo trutta) //British journal of nutrition. - 2007. - T. 97. - №. 3. - C. 522-527.

63. Barisic J. et al. Evaluation of architectural and histopathological biomarkers in the intestine of brown trout (Salmo trutta Linnaeus, 1758) challenged with environmental pollution //Science of the total environment. - 2018. - T. 642. - C. 656664.

64. Barroso C. et al. Immune responses and gut morphology in Senegalese sole (Solea senegalensis) fed dietary probiotic supplementation and following exposure to Photobacterium damselae subsp. piscicida //Aquaculture Research. - 2016. - T. 47. -№. 3. - C. 951-960.

65. Batista S. et al. Immune responses and gut morphology of S enegalese sole (S olea senegalensis, K aup 1858) fed monospecies and multispecies probiotics //Aquaculture Nutrition. - 2015. - T. 21. - №. 5. - C. 625-634.

66. Batista S. et al. Innate immune response, intestinal morphology and microbiota changes in Senegalese sole fed plant protein diets with probiotics or autolysed yeast //Applied microbiology and biotechnology. - 2016. - T. 100. - №. 16. - C. 7223-7238.

67. Bermudez-Brito M. et al. Probiotic mechanisms of action //Annals of Nutrition and Metabolism. - 2012. - T. 61. - №. 2. - C. 160-174.

68. Bernet D. et al. Histopathology in fish: proposal for a protocol to assess aquatic pollution //Journal of fish diseases. - 1999. - T. 22. - №. 1. - C. 25-34.

69. Bhattacharya S. Probiotics against alleviation of lead toxicity: recent advances //Interdisciplinary Toxicology. - 2019. - T. 12. - №. 2. - C. 89.

70. Bj0rgen H. et al. Anatomy, immunology, digestive physiology and microbiota of the salmonid intestine: Knowns and unknowns under the impact of an expanding industrialized production //Fish & Shellfish Immunology. - 2020. - T. 107. - C. 172186.

71. Boonanuntanasarn S. et al. Effects of microencapsulated Saccharomyces cerevisiae on growth, hematological indices, blood chemical, and immune parameters and intestinal morphology in striped catfish, Pangasianodon hypophthalmus //Probiotics

and antimicrobial proteins. - 2019. - T. 11. - C. 427-437.

72. Bowyer P. H. et al. Benefits of a commercial solid-state fermentation (SSF) product on growth performance, feed efficiency and gut morphology of juvenile Nile tilapia (Oreochromis niloticus) fed different UK lupin meal cultivars //Aquaculture. -2020. - T. 523. - C. 735192.

73. Bron P. A., Van Baarlen P., Kleerebezem M. Emerging molecular insights into the interaction between probiotics and the host intestinal mucosa //Nature Reviews Microbiology. - 2012. - T. 10. - №. 1. - C. 66-78.

74. Brugman S. The zebrafish as a model to study intestinal inflammation //Developmental & Comparative Immunology. - 2016. - T. 64. - C. 82-92.

75. Brunt J., Newaj-Fyzul A., Austin B. The development of probiotics for the control of multiple bacterial diseases of rainbow trout, Oncorhynchus mykiss (Walbaum) //Journal of fish diseases. - 2007. - T. 30. - №. 10. - C. 573-579.

76. Buddington R. K., Krogdahl A., Bakke-McKellep A. M. The intestines of carnivorous fish: structure and functions and the relations with diet //Acta Physiologica Scandinavica. Supplementum. - 1997. - T. 638. - C. 67-80. .

77. Büyükdeveci M. E. et al. Effects of two host-associated probiotics Bacillus mojavensis B191 and Bacillus subtilis MRS11 on growth performance, intestinal morphology, expression of immune-related genes and disease resistance of Nile tilapia (Oreochromis niloticus) against Streptococcus iniae //Developmental & Comparative Immunology. - 2023. - T. 138. - C. 104553.

78. Canedo A. et al. Micronucleus test and nuclear abnormality assay in zebrafish (Danio rerio): Past, present, and future trends //Environmental Pollution. - 2021. - T. 290. - C. 118019.

79. Capurso L. Thirty years of Lactobacillus rhamnosus GG: a review //Journal of clinical gastroenterology. - 2019. - T. 53. - C. S1-S41.

80. Carmona, R., Domezain, A., García-Gallego, M., Hernando, J. A., Rodríguez, F., & Ruiz-Rejón, M. (Eds.). Biology, conservation and sustainable development of sturgeons. - Springer Netherlands, 2009. - T. 468.

81. Cerezuela R. et al. Histological alterations and microbial ecology of the

intestine in gilthead seabream (Sparus aurata L.) fed dietary probiotics and microalgae //Cell and tissue research. - 2012. - Т. 350. - С. 477-489.

82. Cheesman S. E. et al. Epithelial cell proliferation in the developing zebrafish intestine is regulated by the Wnt pathway and microbial signaling via Myd88 //Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2011. - Т. 108. - №. supplement_1. - С. 4570-4577.

83. Chen X. et al. Modulation of growth performance, non-specific immunity, intestinal morphology, the response to hypoxia stress and resistance to Aeromonas hydrophila of grass carp (Ctenopharyngodon idella) by dietary supplementation of a multi-strain probiotic //Comparative Biochemistry and Physiology Part C: Toxicology & Pharmacology. - 2020. - Т. 231. - С. 108724.

84. Chouayekh H. et al. Effects of dietary supplementation with Bacillus amyloliquefaciens US573 on intestinal morphology and gut microbiota of European sea bass //Probiotics and Antimicrobial Proteins. - 2023. - Т. 15. - №. 1. - С. 30-43.

85. Costa P. M. et al. A description of chloride cell and kidney tubule alterations in the flatfish Solea senegalensis exposed to moderately contaminated sediments from the Sado estuary (Portugal) //Journal of Sea Research. - 2010. - Т. 64. - №. 4. - С. 465472.

86. Darafsh F. et al. Improvement of growth performance, digestive enzymes and body composition of Persian sturgeon (Acipenser persicus) following feeding on probiotics: Bacillus licheniformis, Bacillus subtilis and Saccharomyces cerevisiae //Aquaculture Research. - 2020. - Т. 51. - №. 3. - С. 957-964.

87. Dawood M. A. O. Nutritional immunity of fish intestines: Important insights for sustainable aquaculture //Reviews in Aquaculture. - 2021. - Т. 13. - №2. 1. - С. 642663.

88. De Marco G., Cappello T., Maisano M. Histomorphological Changes in Fish Gut in Response to Prebiotics and Probiotics Treatment to Improve Their Health Status: A Review //Animals. - 2023. - Т. 13. - №. 18. - С. 2860.

89. Demsar J, Curk T, Erjavec A, Gorup C, Hocevar T, Milutinovic M, Mozina M, Polajnar M, Toplak M, Staric A, Stajdohar M, Umek L, Zagar L, Zbontar J, Zitnik M,

Zupan B (2013) Orange: Data Mining Toolbox in Python, Journal of Machine Learning Research 14(Aug): 2349-2353.

90. Díaz A. O. et al. Morphological and histochemical characterization of the mucosa of the digestive tract in Engraulis anchoita (Hubbs and Marini, 1935) //Anatomia, Histologia, Embryologia. - 2003. - T. 32. - №. 6. - C. 341-346.,

91. Díaz-Rosales P. et al. Effect of two probiotics on respiratory burst of phagocytes from sole (Solea senegalensis, Kaup 1858). Aquaculture Europe 2006 //"Linking Tradition and Technology. Highest Quality for the Consumer". Florence, Italy. - 2006.

92. Dong Q. Y. et al. Alginate-based and protein-based materials for probiotics encapsulation: a review //International journal of food science & technology. - 2013. -T. 48. - №. 7. - C. 1339-1351.

93. Dong Y. H., Wang L. H., Zhang L. H. Quorum-quenching microbial infections: mechanisms and implications //Philosophical transactions of the Royal Society B: biological Sciences. - 2007. - T. 362. - №. 1483. - C. 1201-1211.

94. Doumas B. T. et al. A candidate reference method for determination of total protein in serum. I. Development and validation //Clinical chemistry. - 1981. - T. 27. -№. 10. - C. 1642-1650.

95. Egerton S. et al. The gut microbiota of marine fish //Frontiers in microbiology. - 2018. - T. 9. - C. 873.

96. Eissa E. S. H. et al. Assessing the influence of dietary Pediococcus acidilactici probiotic supplementation in the feed of European sea bass (Dicentrarchus labrax L.)(Linnaeus, 1758) on farm water quality, growth, feed utilization, survival rate, body composition, blood biochemical parameters, and intestinal histology //Aquaculture Nutrition. - 2022. - T. 2022. - C. 1-11.

97. Eissa M. E. H. et al. Dietary inclusion of Pediococcus acidilactici probiotic promoted the growth indices, hemato-biochemical indices, enzymatic profile, intestinal and liver histomorphology, and resistance of Nile Tilapia against Aspergillus flavus //Animal Feed Science and Technology. - 2023. - T. 306. - C. 115814.

98. El-Bakary N. E. R. et al. Comparative histological, histochemical and

ultrastructural studies on the liver of flathead grey mullet (Mugil cephalus) and sea bream (Sparus aurata) //Global Veterinaria. - 2010. - Т. 4. - №. 6. - С. 548-553.

99. Elsabagh M. et al. Assessing the impact of Bacillus strains mixture probiotic on water quality, growth performance, blood profile and intestinal morphology of Nile tilapia, Oreochromis niloticus //Aquaculture nutrition. - 2018. - Т. 24. - №. 6. - С. 1613-1622.

100. El-Sayed A. F. M., Fitzsimmons K. From Africa to the world—The journey of Nile tilapia //Reviews in Aquaculture. - 2023. - Т. 15. - С. 6-21.

101. El-Son M. A. M. et al. Dietary mixed Bacillus strains promoted the growth indices, enzymatic profile, intestinal immunity, and liver and intestinal histomorphology of Nile tilapia, Oreochromis niloticus //Aquaculture Reports. - 2022. - Т. 27. - С. 101385.

102. Falaye A. et al. Influence of Lactobacillus plantarum supplemented diet on growth response, gut morphometry and microbial profile in gut of Clarias gariepinus fingerlings //Journal of Coastal Life Medicine. - 2016. - Т. 4. - №. 8. - С. 597-602.

103. Fang C. et al. Alterations of digestive enzyme activities, intestinal morphology and microbiota in juvenile paddlefish, Polyodon spathula, fed dietary probiotics //Fish physiology and biochemistry. - 2015. - Т. 41. - С. 91-105.

104. FAO. The State of World Fisheries and Aquaculture 2020. Sustainability in Action. Italy: Food and Agriculture Organization of the United Nations; 2020:244.

105. Feng P. et al. A review on gut remediation of selected environmental contaminants: possible roles of probiotics and gut microbiota //Nutrients. - 2018. - Т. 11. - №. 1. - С. 22.

106. Feng T., Wang J. Oxidative stress tolerance and antioxidant capacity of lactic acid bacteria as probiotic: A systematic review //Gut Microbes. - 2020. - Т. 12. - №. 1. - С. 1801944.

107. Ferreira M. et al. An in-depth characterisation of European seabass intestinal segments for assessing the impact of an algae-based functional diet on intestinal health //Scientific Reports. - 2023. - Т. 13. - №. 1. - С. 11686.

108. Fijan S. Microorganisms with claimed probiotic properties: an overview of

recent literature //International journal of environmental research and public health. -2014. - Т. 11. - №. 5. - С. 4745-4767.

109. Firdaus-Nawi M., Zamri-Saad M. Major components of fish immunity: a review //Pertanika Journal of Tropical Agricultural Science. - 2016. - Т. 39. - №. 4.

110. Gao Q. X., Shi Z. H., Peng S. M. Probiotics in aquaculture: Recent progress and outlook //Marine Fisheries. - 2013. - Т. 35. - №. 3. - С. 364-372.

111. Song Z. et al. Effects of dietary supplementation with Clostridium butyricum on the growth performance and humoral immune response in Miichthys miiuy //Journal of Zhejiang University Science B. - 2006. - Т. 7. - С. 596-602.

112. Georgieva M. et al. Probiotics-Health benefits, classification, quality assurance and quality control-Review //Pharmacia. - 2014. - Т. 61. - №. 4. - С. 22-31.

113. Gisbert E. et al. Bacillus cereus var. toyoi promotes growth, affects the histological organization and microbiota of the intestinal mucosa in rainbow trout fingerlings //Journal of Animal Science. - 2013. - Т. 91. - №. 6. - С. 2766-2774.

114. González-Félix M. L. et al. Effects of commercial dietary prebiotic and probiotic supplements on growth, innate immune responses, and intestinal microbiota and histology of Totoaba macdonaldi //Aquaculture. - 2018. - Т. 491. - С. 239-251.

115. Hamidian G. et al. Intestinal histology and stereology in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) administrated with nanochitosan/zeolite and chitosan/zeolite composites //Aquaculture Research. - 2018. - Т. 49. - №. 5. - С. 1803-1815.

116. Han B. et al. Effects of dietary Bacillus licheniformis on growth performance, immunological parameters, intestinal morphology and resistance of juvenile Nile tilapia (Oreochromis niloticus) to challenge infections //Fish & shellfish immunology. - 2015. - Т. 46. - №. 2. - С. 225-231.

117. Haraz Y. G. et al. Performance of juvenile Oreochromis niloticus (Nile tilapia) raised in conventional and biofloc technology systems as influenced by probiotic water supplementation //Aquaculture. - 2023. - Т. 566. - С. 739180.

118. Hardy R. W., Kaushik S. J. (ed.). Fish nutrition. - Academic press, 2021. -806 P. ISBN 978-0-12-819587-1

119. Hassan R. et al. Intestinal morphology of Thai pangas (Pangasianodon

hypophthalmus) under probiotic supplemented conditions //Bangladesh Journal of Fisheries. - 2020. - Т. 32. - №. 2. - С. 229-236.

120. Höhne C. et al. The immune system of sturgeons and paddlefish (Acipenseriformes): a review with new data from a chromosome-scale sturgeon genome //Reviews in Aquaculture. - 2021. - Т. 13. - №. 3. - С. 1709-1729.

121. Hossain M. K. et al. Growth performance, fatty acid profile, gut, and muscle histo-morphology of Malaysian mahseer, Tor tambroides post larvae fed short-term host associated probiotics //Aquaculture and Fisheries. - 2024. - Т. 9. - №. 1. - С. 35-45.

122. Hossain M. K. et al. Multi-species probiotics improve growth, intestinal microbiota and morphology of Indian major carp mrigal Cirrhinus cirrhosus //Saudi Journal of Biological Sciences. - 2022. - Т. 29. - №. 9. - С. 103399.

123. Ismail M. et al. Effect of dietary supplementation with a synbiotic (Lacto Forte) on growth performance, haematological and histological profiles, the innate immune response and resistance to bacterial disease in Oreochromis niloticus //Aquaculture Research. - 2019. - Т. 50. - №. 9. - С. 2545-2562.

124. Jahan N. et al. Probiotic yeast enhances growth performance of rohu (Labeo rohita) through upgrading hematology, and intestinal microbiota and morphology //Aquaculture. - 2021. - Т. 545. - С. 737243.

125. Jang W. J. et al. Effects of probiotic supplementation of a plant-based protein diet on intestinal microbial diversity, digestive enzyme activity, intestinal structure, and immunity in olive flounder (Paralichthys olivaceus) //Fish & shellfish immunology. -2019. - Т. 92. - С. 719-727.

126. Johnson RA, Wichern DW. Applied Multivariate Statistical Analysis. 6th ed. -New York, NY: Pearson, 2007. - p. 517

127. Kahyani F. et al. Effect of dietary supplementation of potential probiotic Weissella confusa on innate immunity, immune-related genes expression, intestinal microbiota and growth performance of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) //Aquaculture Nutrition. - 2021. - Т. 27. - №. 5. - С. 1411-1420.

128. Kalantarian S. H. et al. Effects of oral administration of acidifier and probiotic on growth performance, digestive enzymes activities and intestinal histomorphology in

Salmo trutta caspius (Kessler, 1877) //Iranian Journal of Fisheries Sciences. - 2020. -Т. 19. - №. 3. - С. 1532-1555.

129. Kassambara A, Mundt F (2020). factoextra: Extract andVisualize the Results of Multivariate Data Analyses_. R package version 1.0.7.999, <http://www.sthda.com/english/rpkgs/factoextra>.

130. Khojasteh S. M. B. et al. Histological, histochemical and ultrastructural study of the intestine of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) //World applied sciences journal. - 2009. - Т. 6. - №. 11. - С. 1525-1531.

131. Knowles S. et al. Hematology and plasma chemistry reference intervals for cultured shortnose sturgeon (Acipenser brevirostrum) //Veterinary clinical pathology. -2006. - Т. 35. - №. 4. - С. 434-440.

132. Kochetkov N. et al. Ability of Lactobacillus brevis 47f to Alleviate the Toxic Effects of Imidacloprid Low Concentration on the Histological Parameters and Cytokine Profile of Zebrafish (Danio rerio) //International Journal of Molecular Sciences. - 2023. - Т. 24. - №. 15. - С. 12290.

133. Kochetkov, N., Smorodinskaya, S., Nikiforov-Nikishin, D., Klimov, V., Golovacheva, N., Nikiforov-Nikishin, A., and Grozesku, Y. Evaluating possible genotoxicity of three feed additives recommended for aquaculture by using micronucleus test on danio rerio erythrocytes //Вестник Астраханского государственного технического университета. Серия: Рыбное хозяйство. - 2022. - №. 3. - С. 48-59.

134. Kuebutornye F. K. A. et al. Effects of three host-associated Bacillus species on mucosal immunity and gut health of Nile tilapia, Oreochromis niloticus and its resistance against Aeromonas hydrophila infection //Fish & shellfish immunology. -2020. - Т. 97. - С. 83-95.

135. Lai S. et al. Intestinal muscularis propria increases in thickness with corrected gestational age and is focally attenuated in patients with isolated intestinal perforations //Journal of Pediatric Surgery. - 2014. - Т. 49. - №. 1. - С. 114-119.

136. Langlois L. et al. Fishing for the right probiotic: host-microbe interactions at the interface of effective aquaculture strategies //FEMS Microbiology Reviews. - 2021.

- Т. 45. - №. 6. - С. fuab030.

137. Lauzon H. L., Ring0 E. Prevalence and application of lactic acid bacteria in aquatic environments //Lactic Acid Bacteria. Microbiological and functional aspects, 4th edn. CRC press, Boca Raton, Fl. - 2012. - С. 593-631.

138. Lazado C. C., Caipang C. M. A. Mucosal immunity and probiotics in fish //Fish & shellfish immunology. - 2014. - Т. 39. - №. 1. - С. 78-89.

139. Lee P. T. et al. Gut immune system and the implications of oral-administered immunoprophylaxis in finfish aquaculture //Frontiers in immunology. - 2021. - Т. 12.

- С. 773193.

140. Lee S. et al. Comparative evaluation of dietary probiotics Bacillus subtilis WB60 and Lactobacillus plantarum KCTC3928 on the growth performance, immunological parameters, gut morphology and disease resistance in Japanese eel, Anguilla japonica //Fish & shellfish immunology. - 2017. - Т. 61. - С. 201-210.

141. Lei X. et al. Dietary supplementation of two indigenous Bacillus spp on the intestinal morphology, intestinal immune barrier and intestinal microbial diversity of Rhynchocypris lagowskii //Fish Physiology and Biochemistry. - 2022. - Т. 48. - №. 5.

- С. 1315-1332.

142. Li X. et al. The adherence and colonization of microorganisms in fish gastrointestinal tract //Reviews in Aquaculture. - 2019. - Т. 11. - №. 3. - С. 603-618.

143. Li Z. et al. The effect of a multi-strain probiotic on growth performance, nonspecific immune response, and intestinal health of juvenile turbot, Scophthalmus maximus L //Fish Physiology and Biochemistry. - 2019. - Т. 45. - С. 1393-1407.

144. Li, Y., Kortner, T. M., Chikwati, E. M., Munang'andu, H. M., Lock, E. J., & Krogdahl, Ä. (2019). Gut health and vaccination response in pre-smolt Atlantic salmon (Salmo salar) fed black soldier fly (Hermetia illucens) larvae meal. Fish & shellfish immunology, 86, 1106-1113.

145. Lin H. et al. A challenge to conventional fish meal: effects of soy protein peptides on growth, histomorphology, lipid metabolism and intestinal health for juvenile pompano Trachinotus ovatus //Frontiers in Marine Science. - 2022. - Т. 8. - С. 815323.

146. Lin Y. H., Lin S. M., Shiau S. Y. Dietary manganese requirements of juvenile

tilapia, Oreochromis niloticus* O. aureus //Aquaculture. - 2008. - Т. 284. - №. 1-4. -С. 207-210.

147. Liu Q. et al. Dietary supplementation of Bacillus subtilis and Enterococcus faecalis can effectively improve the growth performance, immunity, and resistance of tilapia against Streptococcus agalactiae //Aquaculture Nutrition. - 2021. - Т. 27. - №. 4. - С. 1160-1172.

148. Liu C. H. et al. Dietary administration of the probiotic, Bacillus subtilis E20, enhances the growth, innate immune responses, and disease resistance of the grouper, Epinephelus coioides //Fish & shellfish immunology. - 2012. - Т. 33. - №2. 4. - С. 699706.

149. López Nadal A. et al. Omics and imaging combinatorial approach reveals butyrate-induced inflammatory effects in the zebrafish gut //Animal Microbiome. -2023. - Т. 5. - №. 1. - С. 15.

150. Lugert V. et al. A review on fish growth calculation: multiple functions in fish production and their specific application //Reviews in aquaculture. - 2016. - Т. 8. - №. 1. - С. 30-42.

151. Maechler, M., Rousseeuw, P., Struyf, A., Hubert, M., Hornik, K.(2022). cluster: Cluster Analysis Basics and Extensions. R package version 2.1.4

152. Magnadóttir B. Innate immunity of fish (overview) //Fish & shellfish immunology. - 2006. - Т. 20. - №. 2. - С. 137-151.

153. Mariadason J. M., Barkla D. H., Gibson P. R. Effect of short-chain fatty acids on paracellular permeability in Caco-2 intestinal epithelium model //American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology. - 1997. - Т. 272. - №. 4. - С. G705-G712.

154. Marsova M. et al. A bioluminescent test system reveals valuable antioxidant properties of lactobacillus strains from human microbiota //World Journal of Microbiology and Biotechnology. - 2018. - Т. 34. - С. 1-9.

155. Marsova M. et al. The Lactobacillus brevis 47 f strain protects the murine intestine from enteropathy induced by 5-fluorouracil //Microorganisms. - 2020. - Т. 8. - №. 6. - С. 876.

156. Martinez Cruz P. et al. Use of probiotics in aquaculture //International scholarly research notices. - 2012. - Т. 2012.

157. Megarani D. V. et al. Comparative morphology and morphometry of blood cells in zebrafish (Danio rerio), common carp (Cyprinus carpio carpio), and tilapia (Oreochromis niloticus) //Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. - 2020. - Т. 59. - №. 6. - С. 673-680.

158. Merrifield D. L. et al. The current status and future focus of probiotic and prebiotic applications for salmonids //Aquaculture. - 2010. - Т. 302. - №. 1-2. - С. 118.

159. Merrifield D. L. et al. Probiotic applications for rainbow trout (Oncorhynchus mykiss Walbaum) II. Effects on growth performance, feed utilization, intestinal microbiota and related health criteria postantibiotic treatment //Aquaculture nutrition. -2010. - Т. 16. - №. 5. - С. 496-503.

160. Milian-Sorribes M. C. et al. Effect of fish oil replacement and probiotic addition on growth, body composition and histological parameters of yellowtail (Seriola dumerili) //Aquaculture Nutrition. - 2021. - Т. 27. - №. 1. - С. 3-16.

161. Mirghaed A. T. et al. Hemato-immunological, serum metabolite and enzymatic stress response alterations in exposed rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) to nanosilver //International Journal of Aquatic Biology. - 2018. - Т. 6. - №. 4. - С. 221-234.

162. Залевская И. Н. и др. Возрастные особенности показателей окислительного стресса и содержания антиоксидантов в печени морского ерша Scorpaena porcus из прибрежья Большого Кавказа //Ученые записки Крымского федерального университета имени ВИ Вернадского. Биология. Химия. - 2020. -Т. 6. - №. 4. - С. 78-89.

163. Mitparian T. et al. Comprehensive morpho-histological observation of digestive system and gut content of wild-grunting toadfish, Allenbatrachus grunniens (Linnaeus, 1758) //Maejo International Journal of Science & Technology. - 2021. - Т. 15. - №. 3.

164. Mokhtar D. M. et al. Main components of fish immunity: An overview of the

fish immune system //Fishes. - 2023. - T. 8. - №. 2. - C. 93.

165. Mokhtar D. M. Fish histology: from cells to organs. - CRC Press, 2021. -422 p. ISBN 978-1-77463-790-6

166. Monteagudo-Mera A. et al. Adhesion mechanisms mediated by probiotics and prebiotics and their potential impact on human health //Applied microbiology and biotechnology. - 2019. - T. 103. - C. 6463-6472.

167. Moriarty D. J. W. Control of luminous Vibrio species in penaeid aquaculture ponds //Aquaculture. - 1998. - T. 164. - №. 1-4. - C. 351-358.

168. Moroni F. et al. The effects of nisin-producing Lactococcus lactis strain used as probiotic on gilthead sea bream (Sparus aurata) growth, gut microbiota, and transcriptional response //Frontiers in Marine Science. - 2021. - T. 8. - C. 659519.

169. Motta C. M. et al. Effects of cadmium exposure on gut villi in Danio rerio //International journal of molecular sciences. - 2022. - T. 23. - №. 4. - C. 1927.

170. Murtha J. M., Qi W., Keller E. T. Hematologic and serum biochemical values for zebrafish (Danio rerio) //Comparative medicine. - 2003. - T. 53. - №. 1. - C. 3741.

171. Nabi N., Ahmed I., Wani G. B. Hematological and serum biochemical reference intervals of rainbow trout, Oncorhynchus mykiss cultured in Himalayan aquaculture: Morphology, morphometrics and quantification of peripheral blood cells //Saudi journal of biological sciences. - 2022. - T. 29. - №. 4. - C. 2942-2957.

172. Naderi-Samani M. et al. Oral immunization of trout fry with recombinant Lactococcus lactis NZ3900 expressing G gene of viral hemorrhagic septicaemia virus (VHSV) //Fish & Shellfish Immunology. - 2020. - T. 105. - C. 62-70.

173. Nakandakare I. B. et al. Growth performance and intestinal histomorphology of Nile tilapia juveniles fed probiotics //Acta Scientiarum. Animal Sciences. - 2013. -T. 35. - C. 365-370.

174. National Research Council; Division on Earth and Life Studies; Institute for Laboratory Animal Research. Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. In Guide for the Care and Use of Laboratory Animals; The National Academies Press: Washington, DC, USA, 2011; ISBN 9780309386296.

175. Natnan M. E. et al. Integration of omics tools for understanding the fish immune response due to microbial challenge //Frontiers in Marine Science. - 2021. - Т. 8. - С. 668771.

176. Nayak S. K. Probiotics and immunity: a fish perspective //Fish & shellfish immunology. - 2010. - Т. 29. - №. 1. - С. 2-14.

177. Ngamkala S. et al. Histopathological study and intestinal mucous cell responses against Aeromonas hydrophila in Nile tilapia administered with Lactobacillus rhamnosus GG //Veterinary world. - 2020. - Т. 13. - №. 5. - С. 967.

178. Nikiforov-Nikishin A. et al. The influence of probiotics of different microbiological composition on histology of the gastrointestinal tract of juvenile Oncorhynchus mykiss //Microscopy Research and Technique. - 2022. - Т. 85. - №. 2. - С. 538-547.

179. Nikiforov-Nikishin D. et al. Effects of chelated complexes and probiotics on histological and morphometric parameters of the gastrointestinal tract of juvenile carp (Cyprinus carpio) //New Zealand Journal of Zoology. - 2023. - Т. 50. - №. 3. - С. 394405.

180. Nikiforov-Nikishin D. L., Kochetkov N. I., Bakhareva A. A. et al. A rainbow trout feeding behavior assessment (Oncorhynchus mykiss) when introducing a Complex feed additive increasing digestibility // Vestnik of Astrakhan State Technical University. Series: Fishing Industry. - 2023. - No. 3. - P. 36-46. - DOI 10.24143/2073-5529-20233-36-46.

181. Nikiforov-Nikishin, A., Smorodinskaya, S., Kochetkov, N., Nikiforov-Nikishin, D., Danilenko, V., Bugaev, O., ... & Klimov, V. Effects of three feed additives on the culturable microbiota composition and histology of the anterior and posterior intestines of Zebrafish (Danio rerio) //Animals. - 2022. Т. 12. №. 18. С. DOI 2424. 10.3390/ani12182424

182. Nimalan N. et al. Supplementation of lactic acid bacteria has positive effects on the mucosal health of Atlantic salmon (Salmo salar) fed soybean meal //Aquaculture Reports. - 2023. - Т. 28. - С. 101461.

183. Ntakirutimana R., Syanya F. J., Mwangi P. Exploring the Impact of Probiotics

on the Gut Ecosystem and Morpho-Histology in Fish: Current Knowledge of Tilapia //Asian Journal of Fisheries and Aquatic Research. - 2023. - T. 25. - №. 3. - C. 93-112.

184. Nunes A. L. et al. Effects of Bacillus subtilis C-3102-supplemented diet on growth, non-specific immunity, intestinal morphometry and resistance of hybrid juvenile Pseudoplatystoma sp. challenged with Aeromonas hydrophila //Aquaculture International. - 2020. - T. 28. - C. 2345-2361.

185. Orlando A. et al. Lactobacillus rhamnosus GG protects the epithelial barrier of wistar rats from the pepsin-trypsin-digested gliadin (PTG)-induced enteropathy //Nutrients. - 2018. - T. 10. - №. 11. - C. 1698.

186. Oropesa A. L. et al. Histological alterations on the structure of the excretory renal system in tench (Tinca tinca) after exposure to 17-alpha-ethynylestradiol //Bulletin of environmental contamination and toxicology. - 2013. - T. 91. - C. 623-629.

187. Panigrahi A., Azad I. S. Microbial intervention for better fish health in aquaculture: the Indian scenario //Fish physiology and biochemistry. - 2007. - T. 33. -C. 429-440.

188. Picchietti S. et al. Early treatment with Lactobacillus delbrueckii strain induces an increase in intestinal T-cells and granulocytes and modulates immune-related genes of larval Dicentrarchus labrax (L.) //Fish & shellfish immunology. - 2009. - T. 26. - №. 3. - C. 368-376.

189. Pirarat N. et al. Modulation of intestinal morphology and immunity in nile tilapia (Oreochromis niloticus) by Lactobacillus rhamnosus GG //Research in veterinary science. - 2011. - T. 91. - №. 3. - C. e92-e97.

190. Poleksic V. et al. Liver, gills, and skin histopathology and heavy metal content of the Danube sterlet (Acipenser ruthenus Linnaeus, 1758) //Environmental Toxicology and Chemistry: An International Journal. - 2010. - T. 29. - №. 3. - C. 515521.

191. Poolsawat L. et al. Clostridium butyricum as probiotic for promoting growth performance, feed utilization, gut health and microbiota community of tilapia (Oreochromis niloticus* O. aureus) //Aquaculture Nutrition. - 2020. - T. 26. - №. 3. -C. 657-670.

192. R Core Team (2021). R: A language and environment for statistical computing. R Foundation for Statistical Computing, Vienna, Austria. URL https://www.R-project.org/.

193. Ramos M. A. et al. Commercial Bacillus probiotic supplementation of rainbow trout (Oncorhynchys mykiss) and brown trout (Salmo trutta): growth, immune responses and intestinal morphology //Aquaculture Research. - 2017. - Т. 48. - №. 5. - С. 2538-2549.

194. Ramos M. A. et al. Dietary probiotic supplementation improves growth and the intestinal morphology of Nile tilapia //Animal. - 2017. - Т. 11. - №. 8. - С. 12591269.

195. Ramos M. A. et al. Growth, immune responses and intestinal morphology of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) supplemented with commercial probiotics //Fish & shellfish immunology. - 2015. - Т. 45. - №. 1. - С. 19-26.

196. Rana M., Mandal S., Kabita S. Spirulina in fish immunity development: find the black box //Reviews in Fish Biology and Fisheries. - 2024. - С. 1-24.

197. Reda R. M., Selim K. M. Evaluation of Bacillus amyloliquefaciens on the growth performance, intestinal morphology, hematology and body composition of Nile tilapia, Oreochromis niloticus //Aquaculture International. - 2015. - Т. 23. - С. 203217.

198. Ring0 E. et al. Effect of dietary components on the gut microbiota of aquatic animals. A never-ending story? //Aquaculture nutrition. - 2016. - Т. 22. - №. 2. - С. 219-282.

199. Roberts R. J. Fish pathology. - Hoboken: John Wiley & Sons, 2012. - 591 p.

200. Rocha C. P. et al. A global overview of aquaculture food production with a focus on the activity's development in transitional systems—The case study of a South European Country (Portugal) //Journal of Marine Science and Engineering. - 2022. - Т. 10. - №. 3. - С. 417.

201. Reiner M. (ed.). Standard methods of clinical chemistry. - Elsevier, 2012. -

Т. 1.

202. Rombout J. H. W. M. et al. Teleost intestinal immunology //Fish & shellfish immunology. - 2011. - Т. 31. - №. 5. - С. 616-626.

203. RStudio Team (2020). RStudio: Integrated Development for R. RStudio, PBC, Boston, MA URL http://www.rstudio.com/.

204. Ruiz M. L. et al. Histological effects on the kidney, spleen, and liver of Nile tilapia Oreochromis niloticus fed different concentrations of probiotic Lactobacillus plantarum //Tropical animal health and production. - 2020. - Т. 52. - С. 167-176.

205. Rusia V, Sood SK. In: Routine haematological tests in medical laboratory technology. Mukerjee KL, editor. - Tata McGraw Hill Publishing Company Limited; 1992. - p. 252-258.

206. Sadeghi J., Chaganti S. R., Heath D. D. Regulation of host gene expression by gastrointestinal tract microbiota in Chinook Salmon (Oncorhynchus tshawytscha) //Molecular Ecology. - 2023. - Т. 32. - №. 15. - С. 4427-4446.

207. Sahandi J. et al. The use of two Bifidobacterium strains enhanced growth performance and nutrient utilization of Rainbow Trout (Oncorhynchus mykiss) fry //Probiotics and antimicrobial proteins. - 2019. - Т. 11. - С. 966-972.

208. Sales C. F. et al. Comparative histology in the liver and spleen of three species of freshwater teleost //Neotropical Ichthyology. - 2017. - Т. 15.

209. Saraiva A. et al. A histology-based fish health assessment of farmed seabass (Dicentrarchus labrax L.) //Aquaculture. - 2015. - Т. 448. - С. 375-381.

210. Saravanan K. et al. Effects of single and multi-strain probiotics on the growth, hemato-immunological, enzymatic activity, gut morphology and disease resistance in Rohu, Labeo rohita //Aquaculture. - 2021. - Т. 540. - С. 736749.

211. Smorodinskaya, S., Kochetkov, N., Gavrilin, K., Nikiforov-Nikishin, D., Reznikova, D., Vatlin, A., ... & Danilenko, V. The Effects of Acute Bisphenol A Toxicity on the Hematological Parameters, Hematopoiesis, and Kidney Histology of Zebrafish (Danio rerio) //Animals. - 2023. - Т. 13. - №. 23. - С. 3685.

212. Sewaka M. et al. Efficacy of synbiotic Jerusalem artichoke and Lactobacillus rhamnosus GG-supplemented diets on growth performance, serum biochemical parameters, intestinal morphology, immune parameters and protection against Aeromonas veronii in juvenile red tilapia (Oreochromis spp.) //Fish & shellfish immunology. - 2019. - Т. 86. - С. 260-268.

213. Shaalan M. et al. Aquaculture in Egypt: insights on the current trends and future perspectives for sustainable development //Reviews in Fisheries Science & Aquaculture. - 2018. - T. 26. - №. 1. - C. 99-110.

214. Shefat S. H. T. Probiotic strains used in aquaculture //International Research Journal of Microbiology. - 2018. - T. 7. - №. 2. - C. 43-55.

215. Shekarabi S. P. H. et al. The multi-enzymes and probiotics mixture improves the growth performance, digestibility, intestinal health, and immune response of Siberian sturgeon //Annals of Animal Science. - 2022. - T. 22. - №. 3. - C. 1063-1072.

216. Simón R. et al. Mechanisms used by probiotics to confer pathogen resistance to teleost fish //Frontiers in immunology. - 2021. - T. 12. - C. 653025.

217. Srednicka P. et al. Probiotics as a biological detoxification tool of food chemical contamination: A review //Food and Chemical Toxicology. - 2021. - T. 153. - C. 112306.

218. Standen B. T. et al. Dietary administration of a commercial mixed-species probiotic improves growth performance and modulates the intestinal immunity of tilapia, Oreochromis niloticus //Fish & Shellfish Immunology. - 2016. - T. 49. - C. 427435.

219. Standen B. T. et al. Modulation of the intestinal microbiota and morphology of tilapia, Oreochromis niloticus, following the application of a multi-species probiotic //Applied microbiology and biotechnology. - 2015. - T. 99. - C. 8403-8417.

220. Stritt M, Stalder AK, Vezzali E. Orbit Image Analysis: An open-source whole slide image analysis tool. PLoS Comput Biol. 2020 Feb 5;16(2): e1007313. doi: 10.1371/journal.pcbi.1007313. PMID: 32023239; PMCID: PMC7028292.

221. Sula E. et al. Digital light microscopy as a tool in toxicological evaluation of fish erythrocyte morphological abnormalities //Microscopy Research and Technique. -2020. - T. 83. - №. 4. - C. 362-369.

222. Sumon M. A. A. et al. Single and multi-strain probiotics supplementation in commercially prominent finfish aquaculture: Review of the current knowledge //Journal of Microbiology and Biotechnology. - 2022. - T. 32. - №. 6. - C. 681.

223. Suvarna K. S., Layton C., Bancroft J. D. Bancroft's theory and practice of

histological techniques. - Elsevier health sciences, 2018. - P. 558. ISBN 978-0-70206864-5

224. Tabassum T. et al. Probiotic supplementations improve growth, water quality, hematology, gut microbiota and intestinal morphology of Nile tilapia //Aquaculture Reports. - 2021. - Т. 21. - С. 100972.

225. Teresa O., Maciej K. Digestive System //The Histology of Fishes. - CRC Press, 2019. - С. 88-106.

226. Ushakova N. A. et al. Complex Bioactive Supplements for Aquaculture— Evolutionary Development of Probiotic Concepts //Probiotics and Antimicrobial Proteins. - 2021. - Т. 13. - №. 6. - С. 1696-1708.

227. Verschuere L. et al. Probiotic bacteria as biological control agents in aquaculture //Microbiology and molecular biology reviews. - 2000. - Т. 64. - №. 4. -С. 655-671.

228. Wang Z. et al. Morphological and molecular evidence for functional organization along the rostrocaudal axis of the adult zebrafish intestine //BMC genomics. - 2010. - Т. 11. - С. 1-13.

229. Wang Y. B., Li J. R., Lin J. Probiotics in aquaculture: challenges and outlook //Aquaculture. - 2008. - Т. 281. - №. 1-4. - С. 1-4.

230. Westerfield, M. (2000). The zebrafish book. A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio). 4th ed., Univ. of Oregon Press, Eugene.

231. Wickham H. et al. Welcome to the Tidyverse //Journal of open-source software. - 2019. - Т. 4. - №. 43. - С. 1686. doi:10.21105/joss.01686

232. Wiszniewski G. et al. Dietary effect of actinidin enzyme on growth, digestive enzymes activity, immunity, liver and intestine histology of juvenile sterlet sturgeon (Acipenser ruthenus) //Aquaculture Reports. - 2022. - Т. 25. - С. 101196.

233. Wolf J. C., Wheeler J. R. A critical review of histopathological findings associated with endocrine and non-endocrine hepatic toxicity in fish models //Aquatic Toxicology. - 2018. - Т. 197. - С. 60-78.

234. Won S. et al. Effects of Bacillus subtilis WB60 and Lactococcus lactis on growth, immune responses, histology and gene expression in Nile tilapia, Oreochromis

niloticus //Microorganisms. - 2016. - Т. 8. - №. 1.

235. Wuertz S., Schroeder A., Wanka K. M. Probiotics in fish nutrition—longstanding household remedy or native nutraceuticals? //Water. - 2021. - Т. 13. - №. 10. - С. 1348.

236. Xia Y. et al. Effects of dietary Lactobacillus rhamnosus JCM1136 and Lactococcus lactis subsp. lactis JCM5805 on the growth, intestinal microbiota, morphology, immune response and disease resistance of juvenile Nile tilapia, Oreochromis niloticus //Fish & shellfish immunology. - 2018. - Т. 76. - С. 368-379.

237. Xia Y. et al. Effects of dietary probiotic supplementation on the growth, gut health and disease resistance of juvenile Nile tilapia (Oreochromis niloticus) //Animal Nutrition. - 2020. - Т. 6. - №. 1. - С. 69-79.

238. Yang G. et al. Dietary supplementation of Bacillus cereus as probiotics in Pengze crucian carp (Carassius auratus var. Pengze): Effects on growth performance, fillet quality, serum biochemical parameters and intestinal histology //Aquaculture Research. - 2019. - Т. 50. - №. 8. - С. 2207-2217.

239. Yeganeh Rastekenari H. et al. Autochthonous probiotics Lactococcus lactis and Weissella confusa in the diet of fingerlings great sturgeon, Huso huso: effects on growth performance, feed efficiency, haematological parameters, immune status and intestinal morphology //Aquaculture Research. - 2021. - Т. 52. - №. 8. - С. 3687-3695.

240. Yu Y. M. et al. Colonization of Lactobacillus rhamnosus GG in Cirrhinus molitorella (mud carp) fingerling: evidence for improving disease resistance and growth performance //Applied Microbiology. - 2022. - Т. 2. - №. 1. - С. 175-184.

241. Zare R., Abedian Kenari A., Yazdani Sadati M. Influence of dietary acetic acid, protexin (probiotic), and their combination on growth performance, intestinal microbiota, digestive enzymes, immunological parameters, and fatty acids composition in Siberian sturgeon (Acipenser baerii, Brandt, 1869) //Aquaculture International. -2021. - Т. 29. - С. 891-910.

242. Zhang J. et al. Effects of dietary Bacillus licheniformis on growth performance, intestinal morphology, intestinal microbiome, and disease resistance in common carp (Cyprinus carpio L.) //Aquaculture International. - 2021. - Т. 29. - С. 1343-1358.

Приложение 1. Сводная таблица публикаций с эффектом от применения пробиотических препаратов на различные физиологические и гистологические показатели выращиваемых видов рыб

Пробиотические штаммы Доза, КОЕ/г (мл) Период, сут. Вид рыб Эффект/результат в сравнении с контролем Эффект на гистологические показатели Источник

BlOguil™: Bacillus subtilis, Lactobacillus acidophilus, L. delbrueckii, L. rhamnosus, L. plantarum и Pediococcus acidilactici 1x1010 56 Acipenser baerii 1 Рыбоводно-биологические показатели, количественный состав ткани, показатели пищеварения, иммунологические показатели; ^ биохимические показатели, гематологические показатели т КМК, ВШК, ТМС, ВЭК; ^ ТСМ Shekarabi et al., 2022

Clostridium butyricum 0.75x108, 1.5x108, 3x108, 6x108 и 2x109 56 Oreochromis niloticus x O. Aureus 1 Рыбоводно-биологические показатели, сопротивляемость Aeromonas hydrophila, активность ферментов, микробиом кишечника, показатели пищеварения, культивируемый микробиом; ^ количественный состав ткани, биохимические показатели, гематологические показатели Т ВВ; ^ IIIR ТМС Poolsawat et al., 2020

(А) Bacillus sp., Pediococcus sp., Enterococcus sp. and Lactobacillus sp.; (B) Pediococcus acidilactici (А) 8.6x105 и 1.6x106; (B) 2.6x104 и 7.2x104 56 Oncorhynchus mykiss ^ Рыбоводно-биологические показатели, активность ферментов, количественный состав ткани; | Показатели пищеварения ^ ВВ, КМК, ПМК; Т КВ Ramos et al., 2015

Lactobacillus acidophilus 1x103, 1x105, 1x107и 1x109 84 Pangasianodon hypophthalmus 1 Рыбоводно-биологические показатели, пищеварительные ферменты, Показатели пищеварения (переваримость липидов), культивируемая микробиота; ^ количественный состав ткани Т ВВ; ^ ШВ, ГК Akter et al., 2019

Bacillus subtilis WB60 и Lactobacillus plantarum KCTC3928 1x106,1x107 и 1x108 56 Anguilla japonica 1 Рыбоводно-биологические показатели, активность ферментов, сопротивляемость Vibrio angulillarum, экспрессия иммунных генов Т ВВ; ^ ТМС Lee et al., 2017

Bacillus subtilis WB60 и Lactococcus lactis 1x107и 1x109 56 Oreochromis niloticus 1 Рыбоводно-биологические показатели, активность ферментов, экспрессия про/антивоспалительных генов, сопротивляемость Aeromonas hydrophila; ^ биохимические показатели Т ВВ, ТМС Won et al., 2016

Lactobacillus acidophilus 1x102, 1x104 и 1x106 56 Cyprinus carpio 1 Рыбоводно-биологические показатели, активность ферментов, экспрессия про/антивоспалительных генов Т ВВ, ШВ, ГК, ПВ Adeshina et al., 2020

Pediococcus acidilactici MA18/5M 3.03x106 63 Salmo salar ^ Рыбоводно-биологические показатели, микробиом кишечника; | экспрессия про/антивоспалительных генов, активность ферментов t BB, КИЛ; ^ тК Abid et al., 20i3

Acetobacter spp., Lactobacillus spp.и Pseudomonas spp. 5x109 60 Scophthalmus maximus 1 Рыбоводно-биологические показатели, количественный состав ткани, пищеварительные ферменты, активность ферментов; ^ микробиом кишечника t BB, шв, тК Li et al., 2019

AlCar®: Bacillus licheniformis 2x106, 4x106, 8x106, 1x107, 2x107 70 Oreochromis niloticus 1 Рыбоводно-биологические показатели, активность ферментов, иммунологические показатели, сопротивляемость Streptococcus iniae ^ BB, ТMC Han et al., 2015

Bacillus amyloliquefaciens BN06, Bacillus subtilis WN07 и Bacillus megaterium CT03 1x106и 1x109 45 Labeo rohita 1 Рыбоводно-биологические показатели, гематологические показатели, пищеварительные ферменты, активность ферментов, сопротивляемость Aeromonas hydrophila t BB; ^ ТMC Saravanan et al., 2021

Bacillus coagulans ATCC 7050, Bacillus licheniformis ATCC 11946, and Paenibacillus polymyxa ATCC 842 1x109 56 Sillago sihama 1 Рыбоводно-биологические показатели, количественный состав ткани, активность ферментов, биохимические показатели, микробиом кишечника, сопротивляемость Vibrio harveyi; ^ пищеварительные ферменты t BB, ШB, ТMC Amoah et al., 2021

Bactocell®: Pediococcus acidilactici CNCM I-4622 3x107, 2.5x107 и2x107 56 Oreochromis niloticus 1 Рыбоводно-биологические показатели, гематологические показатели, пищеварительные ферменты, активность ферментов, биохимические показатели количественный состав ткани, сопротивляемость Aspergillus flavus; ^ качество воды t BB, nBr Eissa et al., 2023

Enterococcus faecium и Bacillus subtilis 6x1012 45 Oreochromis niloticus 1 Рыбоводно-биологические показатели, сопротивляемости Pseudomonas fluorescens; гематологические параметры, активность ферментов, пищеварительные ферменты; t BB, КИЛ; 1 ТMC Ismail et al., 2019

AquaStar® Growout Lactobacillus sp., Pediococcus sp., Bacillus sp. и Enterococcus sp.; Levabon® Aquagrow - Biomin®: Saccharomyces cerevisiae 1.34x107, не данных 73 Solea senegalensis 1 активность ферментов, микробиом кишечника; ^ Рыбоводно-биологические показатели t nB, BB; ^ iMC, шв, тК Batista et al., 2016

Bacillus sp., Pediococcus sp., Enterococcus sp. and Lactobacillus sp. Нет данных 72 Solea senegalensis t Гематологические показатели, активность ферментов; ^ Рыбоводно-биологические показатели, иммунологические показатели, сопротивляемость Photobacterium damselae subsp. piscicida; t ПВ; ^ ШВ, КЭГ, ВВ Barroso et al., 2016

Bacillus subtilis, Bacillus licheniformis и Enterococcus faecalis 2x1011 42 Oreochromis mossambicus ^ Рыбоводно-биологические показатели; t Пищеварительные ферменты, биохимические показатели, активность ферментов, сопротивляемость Streptococcus agalactiae t ВВ, ТМС; ^ ШВ Liu et al., 2021

Sanolife PRO-F®: Bacillus subtilis, Bacillus licheniformis и Bacillus pumilus 1x1010 49 Oreochromis niloticus t активность ферментов; ^ Рыбоводно-биологические показатели, гематологические показатели, микробиом кишечника tm^ пмв, ДМВ; ^ ПВ, КИЛ, ВМВ, ВШК Adeoye et al., 2016

Bacillus amyloliquefaciens TPS17, Bacillus velezensis TPS3N и Bacillus subtilis TPS4 1x108 28 Oreochromis niloticus t Иммунологические показатели (муцин слизистых кишечника, кожи), активность ферментов (слизистые кишечника, кожи), Пищеварительные ферменты, сопротивляемости Aeromonas hydrophila; ^ микробиом кишечника t ВВ, КМК, ШВ, ТМС Kuebutornye et al., 2020

Sanolife PRO-F®: Bacillus subtilis, Bacillus licheniformis и Bacillus pumilus 3.25x109 и 3.5x109 28 Oreochromis niloticus t Рыбоводно-биологические показатели, пищеварительные ферменты; ^ биохимические показатели, экспрессия про/антивоспалительных генов, активность ферментов t ВВ, ШВ, ВЭК, КМК El-Son et al., 2022

0, 1 x 106/0.26

Bacillus velezensis, Bacillus cereus и Lactobacillus casei 106,5x106/1.26 x 106,1x107/ 2.52 x 106,2x107/5.04 x 106 и 3 x 107/7.56 x 106 60 Ctenopharyngodon idella t Рыбоводно-биологические показатели, сопротивляемость Aeromonas hydrophila; ^ количественный состав ткани, биохимические показатели, активность ферментов t ВВ, КМК; ^ ТМС Chen et al., 2020

(А) Bacillus sp., Pediococcus sp., Enterococcus sp. and Lactobacillus sp.; (B) Pediococcus acidilactici (A) 1x106 и 4.6x106 (B) 3.5x105 и 3.5x105 30 Solea senegalensis ^ Рыбоводно-биологические показатели, активность ферментов, количественный состав ткани ^МС; ^ КМК, ВВ Batista et al., 2015

AquaStar® Growout: Bacillus sp., Pediococcus sp., Enterococcus sp., Lactobacillus sp. 1x106и 2.3x106 56 Oreochromis niloticus ^ Рыбоводно-биологические показатели, биохимические показатели, гематологические показатели, активность ферментов; t Пищеварительные ферменты ^ ТСМ, ПСМ; t ВВ, КМК Ramos et al., 2017

PAS-TRR™: Bacillus subtilis, B. cereustoyoi 6xl03, 1.5x106 l40 Oncorhynchys mykiss и Salmo trutta ^ Рыбоводно-биологические показатели, активность ферментов, количественный состав ткани, иммунологические показатели т КИЛ; 1 КВ; ^ КМК, ТМС, ВВ Ramos et al., 2016

GroBiotic® u Aquablend®: Bacillus sp. Нет данных, l.lxlO7 llO Tototaba macdonaldi ^ Рыбоводно-биологические показатели, активность ферментов, микробиом кишечника, количественный состав ткани т ВВ; ^ ШВ, ВЭК, ВШК González-Félix et al., 2018

Bacillus amyloliquefaciens CECT 5940 lxlO9 60 Oreochromis niloticus 1 Рыбоводно-биологические показатели, экспрессия про/антивоспалительных генов; ^ Биохимические показатели Т ПВ; ^ ВВ, КМК Al-Deriny et al., 2020

Bacillus licheniformis 1x106, 1x107 и 1x108 60 Cyprinus carpio 1 Рыбоводно-биологические показатели, микробиом кишечника, экспрессия про/антивоспалительных генов Т ВВ Zhang et al., 2021

Bacillus mojavensis B191 u Bacillus subtilis MRS11 lxlO6и lxlO8 60 Oreochromis niloticus 1 Рыбоводно-биологические показатели, про/антивоспалительных генов, сопротивляемость Streptococcus iniae т ВВ, КМК, ВМВ, ПМВ Büyükdeveci et al., 2023

Lactobacillus rhamnosus JCM1136 u Lactococcus lactis JCM5805 0.5xl08 и lxlO8 42 Oreochromis niloticus 1 Рыбоводно-биологические показатели, экспрессия иммунных генов, сопротивляемость Streptococcus agalactiae, микробиом кишечника т ПМВ, ВМВ Xia et al., 2018

AquaStar® Growout: Lactobacillus sp., Pediococcus sp., Bacillus sp. u Enterococcus sp. l.34xl07 и 2.64xl07 56 Oreochromis niloticus ^ Рыбоводно-биологические показатели, количественный состав ткани; | экспрессия про/антивоспалительных генов, микробиом кишечника (в т.ч. культивируемый) т ШВ, КМК, КИЛ Standen et al., 2016

Lactobacillus rhamnosus GG lxlO7 60 Oreochromis niloticus ^ Рыбоводно-биологические показатели, фагоцитарная активность; | экспрессия про/антивоспалительных генов, иммунологические показатели т ВВ, КИЛ, КЭГ, КМК Pirarat et al., 2011

Lactococcus lactis 2xl09и5x109 98 Sparus aurata ^ Рыбоводно-биологические показатели; | экспрессия иммунных генов, микробиом кишечника т ВВ; ^IIIR КСВ, ШСО Moroni et al., 2021

Bacillus sp. SJ-10 u Lactobacillus plantarum lxlO8 56 Paralichthys olivaceus 1 микробиом кишечника, пищеварительные ферменты, экспрессия про/антивоспалительных генов, сопротивляемость Streptococcus iniae ^ ВВ, ВМВ Jang et al., 2019

Bacillus amyloliquefaciens lxlO4и 1x106 60 Oreochromis niloticus 1 Рыбоводно-биологические показатели, гематологические показатели; ^ количественный состав ткани т КМК, КИЛ, ВВ Reda & Selim, 2015

Bacillus cereus lxlO7, lxlO9 и ixio11 70 Carassius auratus var. Pengze ^Рыбоводно-биологические показатели, качество филе, биохимические показатели крови, пищеварительные ферменты т ВВ, 1 ВЭК; ^ ВМВ Yang et al., 2019

Bacillus cereus NY5 u Bacillus subtilis lxl08 42 Oreochromis niloticus 1 Рыбоводно-биологические показатели, сопротивляемость Streptococcus agalactiae, микробиом кишечника, экспрессия генов окисилительных ферментов т ПМВ, ВМВ Xia et al., 2020

Bacillus licheniformis, Bacillus subtilis u Saccharomyces cerevisiae 1.6x1012 60 Acipenser persicus ^Рыбоводно-биологические показатели, пищеварительные ферменты; ^ количественный состав ткани т ВВ, ШВ, КМК Darafsh et al., 2020

Bacillus spp. u Lactobacillus spp. 1x109и lxlO11 60 Cirrhinus cirrhosus 1 Рыбоводно-биологические показатели, культивируемая микробиота; ^ гематологические показатели т ШВ, ВВ, ПВ, ТМС, ГК Hossain et al., 2022

Bacillus subtilis B-2335 2.5x107-5x107 30 Cyprinus carpio ^ Рыбоводно-биологические показатели т ТМС; ^ ВЭК, КМК, ПМК Nikiforov-Nikishin et al., 2023

Bacillus subtilis B-2335, B. subtilis OZ-2 VKPM-11966 u B. amyloliquefaciens OZ-3VKPM-11967, Lactobacillus acidophilus VKPM B-3235 12x107; 12x107и 10x109; 20x107 30 Oncorhynchus mykiss 1 Рыбоводно-биологические показатели т ППВ, ВКГ, ПМК, ВЭК; ^ ШСО; 1 КИЛ, КМК Nikiforov-Nikishin et al., 2022

Bacillus subtilis u Bacillus toyoi 4x108 63 Oreochromis niloticus 1 Рыбоводно-биологические показатели твэк Nakandakare et al., 2015

Bacillus subtilis u Lactobacillus acidophilus 1x107 98 Oreochromis niloticus 1 Рыбоводно-биологические показатели, качество воды, пищеварительные ферменты, культивируемая микробиота т ВВ, ШВ, КМК Haraz et al., 2023

BioAqua®: Pediococcus acidilactici, Enterococcus faecium, Bacillus subtilis, Lactobacillus acidophilus, L. plantarum, L. casei, L. rhamnosus, Bifidobacterium bifidum, Saccharomyces cerevisiae 0.65x109, 1.34x109 и 2.68x109 60 Salmo trutta 1 Рыбоводно-биологические показатели, пищеварительные ферменты т ВВ, ВЭК; ^ ШВ, ШСО, ТМС Kalantarian et al., 2020

CALSPORIN®: Bacillus subtilis C-3102 8.4x106, 1.7x107, 3.3x107 и 3.5x107 20 Pseudoplatystoma reticulatum x P. corruscans 1 Рыбоводно-биологические показатели, гематологические параметры, фагоцитарная активность, сопротивляемость Aeromonas hydrophila, сопротивляемость гипоксии т ВВ, ШВ, ВЭК Nunes et al., 2020

Enterococcus faecalis strain 2674, Aeromonas sp. strain A8-29 u E. faecalis strain FC11682 1x108 90 Tor tambroides 1 Рыбоводно-биологические показатели, жирнокислотный состав, структура мышечной ткани; ^ количественный состав ткани т ВВ, ШВ, ПВ; ^ ТМС, ГК Hossain et al., 2024

Lactobacillus plantarum 5x105, 1x106, 1.5x106, 2x105 84 Clarias gariepinus 1 Культивируемая микробиота, Рыбоводно-биологические показатели; ^ количественный состав ткани т ВВ, ШВ, ПВ, ГК Falaye et al., 2016

Lactobacillus rhamnosus GG 1x108 30 Oreochromis spp. | Рыбоводно-биологические показатели, биохимические показатели; ^ иммунологические показатели т ВВ, ШВ, ПВ, КМК Sewaka et al., 2019

Lactobacillus ssp. u Saccharomyces sp. 1x105 и 2x106 30 Oreochromis niloticus | Рыбоводно-биологические показатели, биохимические показатели, сопротивляемость Trichodina sp. ТШВ, ВВ, КИЛ, КЭГ, КМК Abdel-Aziz et al., 2020

Lactococcus lactis KT429892 u Weissella confusa KU055491.1 1.5x107, 3x107 и4x107 56 Huso huso | Рыбоводно-биологические показатели; ^ биохимические показатели, гематологические показатели, иммунологические показатели Т вв Yeganeh Rastekenari et al., 2021

Pediococcus acidilactici CNCMI-4622 1x1010 60 Dicentrarchus labrax | Рыбоводно-биологические показатели, качество воды; ^ биохимические показатели, количественный состав ткани т ВВ, ТМС Eissa et al., 2022

pH FIXER®: Bacillus pumilus u B. licheniformis; Zymetin®: Bacillus sp., Streptococcus faecalis u Clostridium butyricum; Super PS®: Rhodobacter sp. u Rhodococcus sp. 1x106, 1.1x108, 1x109 75 Oreochromis niloticus | Рыбоводно-биологические показатели, гематологические показатели, культивируемая микробиота; ^ качество воды т ВВ, ВЭК Tabassum et al., 2021

Probiotic International ltd.: Lactobacillus plantarum, L. delbrueckii, L. acidophilus, L. rhamnosus, Bifidobacterium bifidum, Streptococcus salivarius, Enterococcus faecium, Aspergillus oryzae, Candida pintolopes 2.x108 62 Acipenser baerii | Рыбоводно-биологические показатели, Пищеварительные ферменты, концентрация жирных кислот, культивируемая микробиота, жирнокислотный состав ^ ВВ, ШВ, ПМК Zare et al., 2021

Saccharomyces cerevisiae Нет данных (1, 2 и 4 г/кг) 90 Labeo rohita | Рыбоводно-биологические показатели; ^ количественный состав ткани, гематологические показатели т ВВ, ШВ, ГК; ^ ТМС Jahan et al., 2021

Saccharomyces cerevisiae DSY-5 1x106и 1x108 120 Pangasianodon hypophthalmus | Рыбоводно-биологические показатели, иммунологические показатели; ^ гематологические показатели Т вв Boonanuntanasarn et al., 2019

Sanolife PRO-F®: Bacillus subtilis, Bacillus licheniformis u Bacillus pumilus 1x107и 1x106 70 Oreochromis niloticus | Рыбоводно-биологические показатели, гематологические показатели, качество воды; ^ биохимические показатели т ВВ, КМК Elsabagh et al., 2018

Bacillus amyloliquefaciens US573 1x107 42 Dicentrarchus labrax ^ Рыбоводно-биологические показатели; | микробиом кишечника т ВВ, КВ, КМК, ВМВ, ПМВ Chouayekh, 2023

Bacillus cereus var. toyoi 1x104 93 Oncorhynchus mykiss | Культивируемая микробиота; ^ Рыбоводно-биологические показатели, пищеварительные ферменты т ШВ, КМК; ^ ПВ Gisbert et al., 2013

Biocenol™: Lactobacillus plantarum R2 (CCM 8674) u L. fermentum R3 (CCM 8675) lxl08 65 Salmo salar ^ Рыбоводно-биологические показатели; | Концентрация жирных кислот в кишечнике, экспрессия генов антимикробных белков и муцина ^ ПМЭ, КМЭ, ВЭК, КИЛ; Т ПМЖ, КМЖ, КМК, ВВ, ШВ, ШСО, КСВ; Nimalan et al., 2023

Lactobacillus brevis and L. buchneri Нет данных l09 Seriola dumerili ^ Жирнокислотный состав; Рыбоводно-биологические показатели, количественный состав ткани Т ТСС, ТСМ; ^ТМС, ВВ, ШВ, ШСО Milián-Sorribes et al., 202l

Lactobacillus plantarum lxlO4, lxlO6 и lxlO8 35 Oreochromis niloticus ^ Рыбоводно-биологические показатели, гематологические показатели ^ ВВ, ШВ, ПМК; Т КМК Ruiz et al., 2020

(A) Lactobacillus, Saccharomyces, Photosynthetic bacteria, Cusuanjun, Bacillus natto u Actinobacteria; (B) Sulfolobus acidocaldarius, Streptococcus faecium and P. Bacteria (A) 7.47xl07 (B) 2.33xl08 80 Polyodon spathula | Пищеварительные ферменты, микробиом кишечника ТТМС, ВВ, ШВ; ^ ТСМ Fang et al., 20l5

AquaStar® Growout: Bacillus sp., Pediococcus sp., Enterococcus sp., 2.3xl06 56 Oreochromis niloticus | Культивируемая микробиота, микробиом кишечника Т КИЛ, ПМВ, ПВ; ^ КМК, Standen et al., 20l5

Lactobacillus sp. ВМВ

Bacillus sp. Нет данных 90 Pangasianodon hypophthalmus ^ качество воды Т ВВ, ШВ, ВЭК; ^ ШПК Hassan et al., 2020

Т ПВ, ВВ, КЛЛ;

Bacillus subtilis CECT 35 lxl07 28 Sparus aurata ^ Микробиом кишечника ^ ПМС, ШПК, КИЛ; 1 КМК, ВМВ Cerezuela et al., 20l2

Примечание: | достоверный положительный эффект в сравнении с контролем; \ достоверный отрицательный эффект в сравнении с контролем; отсутствие эффекта;ВВ - высота ворсинки; ВМВ - высота микроворсинок; ВШК - высота щетиночной каймы; ВЭК - высота эпителиоцитов кишечника; ГК - глубина крипты; ДМВ - длинна микроворсинок; КВ - количество ворсинок; КВГ - количество вакуолей гепатоцитов на 100 мкм; КИЛ - количество интраэпителиальных лимфоцитов; КЛЛ - количество лимфоцитов Lamina propria; КМЖ - Количество мукоидных клеток на эпителии жабр; КМК -Количество мукоидных клеток на эпителии кишечника; КМЭ - Количество мукоидных клеток на эпителии кожи; КСВ - количество супрануклеарных вакуолей; КЭО - количество эозинофильных гранулоцитов; ПВ - Площадь ворсинки; ПВГ - площадь вакуолей гепатоцитов; ПМВ - плотность микроворсинок; ПМЖ - Площадь мукоидных клеток на эпителии жабр; ПМК - Площадь мукоидных клеток; ПМС - площадь мускульного слоя; ПМЭ -Площадь мукоидных клеток на эпителии кожи; ПСМ - Площадь сабмускульного слоя; ТМС - толщина мускульного слоя; ТСМ - толщина сабмускульного слоя; ТСС - толщина серозного слоя; ШВ - Ширина ворсинки; ШПК - ширина просвета кишечника; ШLP - ширина собственной слизистой оболочки;

Приложение 2. Список сокращений и условных обозначений

Название Сокращение Название Сокращение

Lamina propria LP Лейкоциты Ле

Абсолютная скорость роста АСР Лимфоциты Ли

Абсолютный прирост АП Малый лимфоцит МЛ

АЛТ ALT Моноциты Мо

Альбумин ALB Мочевина UREA

АСТ AST Незрелые эритроциты НЭ

Билирубин прямой BILD Нейтрофилы Не

Билирубин общий BILT Общий белок TP

Большой лимфоцит БЛ Относительный прирост ОП

Высота ворсинки кишечника, мкм ВВ Относительная скорость роста ОСР

Высота кишечного эпителия, мкм ВЭК Отношение площади ядра/цитоплазмы гепатоцита ПЯ/ПЦ

Высота микроворсинок ВМВ Периметр гепатоцита РГ

Высота щетиночной каймы ВШК Периметр ядра гепатоцита РЯГ

Глобулин CLOB Плотность клеток печени ПКП

Глубина крипты ГК Площадь бокаловидных клеток ПБК

Глутатион GSH Площадь ворсинки ПВ

Глюкоза GLUE Площадь гепатоцита ПГ

Диаметр ядра гепатоцита, мкм ДЯГ Площадь подслизистого слоя ПСМ

Длинна микроворсинок ДМВ Площадь цитоплазмы гепатоцита ПЦГ

Желудочно-кишечный тракт ЖКТ Площадь ядер эпителия ПЯЭ

Каталаза CAT Площадь ядра гепатоцита ПЯГ

Количество вакуолей гепатоцитов на 100 мкм КВГ Соотношение альбумин/глобулин ALB/GLOB

Количество ворсинок КВ Среднесуточная скорость роста ССР

Количество мукоидных клеток на эпителии жабр КМЖ Среднесуточный прирост массы СПМ

Количество мукоидных клеток на эпителии кожи КМЭ Степень вакуолизации СВ

Количество супрануклеарных вакуолей КСВ Супероксиддисмутаза T-SOD

Колл. Бокаловидных клеток КБК Тромбоциты Тр

Колл. интраэпителиальных лимфоцитов КИЛ Удельная скорость роста УСР

Колл. клеток Родлета ККР Ширина подслизистого слоя ШПС

Колл. лимфоцитов LP, клеток ^LP Ширина Lamina propria ШLP

Колл. эозинофилов КЭО Ширина Stratum compactum ШSC

Колониеобразующие еденицы КОЕ Ширина Stratum granulosum ШSG

Конечная биомасса КоБ Ширина ворсинки ШВ

Конечная масса КоМ Ширина Мускульного слоя ШМС

Кормовой коэффициент КК Ширина просвета кишечника ШПК

Коэффициент упитанности (по Фультону) КУ Ширина серозной оболочки ШСО

Коэффициент Ритиса КР Ширина синусоидов ШС

Креатинин CREA Щелочная фосфатаза ALKP

ЛДГ LDH Эозинофилы Эо

Эритроциты Эр

Приложение 3. Численные данные морфометрических показателей печени и среднего отдела кишечника радужной форели, стерляди и данио

Радужная форель

Морфометрический параметр Экспериментальная группа

Кон. LB47f LB51f BSBA

Средний отдел кишечника

Высота кишечного эпителия, мкм 47.87±1.73 60.53±2.97 50.48±3 57.61±2.75

Высота ворсинки кишечника, мкм 42.04±150 2.42 92.55±140 4.85 54.14±144 5.08 38.53±145 4.72

Площадь бокаловидных клеток, мкм2 80.76±1.89 78.68±4.74 79.91±1.64 93.63±4.02

Площадь ядер эпителия, мкм2 30.4±1.48 28.79±0.25 39.27±1.69 29.2±0.91

Ширина Lamina propria, мкм 3.15±23.12 0.87±21.92 0.84±21.71 2.42±20.42

Ширина Мускульного слоя, мкм 72.38±3.69 75.91±3.23 76.35±4.26 82.13±29.0 8

Ширина подслизистого слоя, мкм 51.54±0.68 51±1.58 55.43±4.34 48.7±1.23

Ширина Stratum granulosum 18.99±0.86 19.22±0.59 24.42±1.58 18.88±1.78

Ширина Stratum compactum 32.96±0.8 31.87±0.75 31.02±3.02 29.82±2.85

Ширина серозной оболочки, мкм 9.21±0.3 8.83±0.28 9.07±0.27 9.14±0.27

Колл. Бокаловидных клеток/100 мкм 2.59±0.2 2.56±0.4 2.46±0.15 4.15±0.21

Колл. эозинофилов, клеток/100 мкм 0.96±0.05 1.43±0.06 0.9±0.09 1.43±0.08

Колл. лимфоцитов LP, клеток/100 мкм 2.14±0.17 1.98±0.09 1.85±0.1 2.17±0.24

Колл. интраэпителиальных лимфоцитов, клеток/100 мкм 4.42±0.26 5.78±0.37 5.19±0.59 5.93±0.54

Печень

Площадь ядра гепатоцита, мкм2 30.04±2.84 29.92±1.16 29.4±0.51 32.97±1.96

Периметр ядра гепатоцита, мкм 18.8±0.98 19.58±0.55 19.66±0.79 20.6±0.82