Возрастное изменение длины теломерной ДНК у байкальских планарий (Turbellaria, Tricladida) и моллюсков (Gastropoda, Prosobranchia, Benedictiidae) тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.07, кандидат наук Королева, Анастасия Геннадьевна

• Королева, Анастасия Геннадьевна
• кандидат наук
• 2018

Оглавление диссертации кандидат наук Королева, Анастасия Геннадьевна

ВВЕДЕНИЕ......................................................6

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.............................................12

1 Структура и функции теломер...........................12

1.1 Структура теломерной ДНК у разных организмов........12

1.1.1 Т ипичная структура теломерной ДНК................12

1.1.2 Нетипичная структура теломерной ДНК...............15

12 Шелтерин.............................................17

1.3 (Функции теломер....................................18

2 Длина теломерной ДНК и ее изменение...................19

2.1 Концевая недорепликация ДНК.........................19

2.2. Механизмы регуляции длины теломер..................20

2.2.1 Теломераза и ее роль в регуляции длины теломер....20

2.2.2 Поддержание длины теломер с помощью ретротранспозонов...26

2.2.3 Роль гомологичной рекомбинации в регуляции длины теломер.27

224 Тримминг............................................28

2.3 Длина теломерной ДНК у разных организмов и возможные

причины ее вариабельности...............................30

2.4 Динамика теломерной ДНК...........................36

3 Биология теломер и пол................................38

4 Биология теломер в свете экологии.....................40

5 Биология теломер плоских червей и моллюсков...........44

6 Байкальские планарии и моллюски.......................47

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ...........................................49

1 Объекты исследования..................................49

1.1 Байкальские планарии................................49

1.2 Байкальские моллюски................................51

2 Методы исследования...................................53

2.1 Морфологический анализ..............................53

2.2 Методы молекулярной и клеточной биологии............54

3

2.2.1 Выделение тотальной ДНК..............................54

2.2.1.1 Выделение тотальной ДНК из планарий................54

2.2.1.2 Выделение тотальной ДНК из моллюсков.................55

2.2.2 Определение нуклеотидной последовательности теломерной

ДНК у планарий...............................................55

2.2.3 Определение типа теломерного повтора посредством ПЦР с

одним праймером..............................................56

2.2.4 Определение длины теломерной ДНК с помощью метода TRF

(Terminal Restriction Fragments).............................57

2.2.4.1 Получение теломерных проб с помощью безматричной

ПЦР........................................................57

2.2.4.2 Радиоактивное мечение теломерных проб..............57

2.2.4.3 Нерадиоактивное мечение теломерных проб............58

2.2.4.4 Рестрикция ДНК.....................................59

2.2.4.5 TRF анализ.........................................60

2.2.5 Dot гибридизация...................................60

2.2.6 Флуоресцентная гибридизация /Н л/Ум (FISH)...........61

2.2.6.1 Получение препаратов для FISH......................61

2.2.6.2 FISH...............................................61

2.2.7 ПЦР на фрагмент гена актина..........................62

2.2.7.1 Конструирование праймеров на фрагмент гена актина

моллюсков и планарий.......................................62

2.2.7.2 ПЦР и секвенирование фрагмента гена актина планарий..63

2.2.7.3 ПЦР и секвенирование фрагмента гена актина моллюсков.64

2.2.8 ПЦР в реальном времени...............................64

2.2.8.1 ПЦР в реальном времени с ДНК планарий..............65

2.2.8.2 ПЦР в реальном времени с ДНК моллюсков.............66

2.2.9 Определение активности теломеразы....................67

2.2.9.1 Выделение экстракта, содержащего РНК и белки.......67

4

2.2.9.2 TRAP (Telomeric repeat amplification protocol) и окраска

продуктов нитратом серебра..............................68

2.2.10 Филогенетический анализ..........................70

2.2.10.1 ПЦР на фрагменты генов рибосомальной РНК.......70

2.2.10.2 Филогенетическая реконструкция на основе генов рРНК и

актина планарий.........................................71

2.3 Статистический анализ...............................72

РЕЗУЛЬТАТЫ...................................................73

1 Теломерный повтор у байкальских планарий..............73

2 Теломерные повторы в тотальной ДНК планарий и моллюсков.74

3 Локализация теломерных повторов TTAGGG в хромосомах

моллюсков и планарий......................................77

4 Вариабельность количества теломерной ДНК у ювенильных особей

планарий и эмбрионов моллюсков............................79

5 Длина теломерной ДНК и возрастные изменения ее количества у

моллюсков...............................................80

6 Длина теломерной ДНК и возрастные изменения ее количества у

планарий................................................86

7 Активность теломеразы у моллюсков и планарий..........92

6.1 Активность теломеразы у моллюсков...................92

6.2 Активность теломеразы у планарий....................93

7 Длина теломерной ДНК и филогения байкальских планарий.94

ОБСУЖДЕНИЕ...................................................97

1 Структура теломерного повтора.........................97

2 Локализация теломерных повторов в хромосомах..........98

3 Длина теломерной ДНК и ее связь с филогенией..........99

4 Динамика теломерной ДНК и активность теломеразы у

планарий...............................................102

5 Динамика теломерной ДНК и активность теломеразы у

моллюсков..............................................105

5

ЗАКЛЮЧЕНИЕ................................................110

ВЫВОДЫ....................................................112

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.........................................113

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ.........................................114

ПРИЛОЖЕНИЕ 1

Структура, длина, динамика теломерной ДНК и активность теломеразы у эукариот по литературным данным..........145

ПРИЛОЖЕНИЕ 2

Взаимоотношения длины теломер и других признаков......176

ПРИЛОЖЕНИЕ 3

Максимальные, средние и минимальные значения ОДТ для особей

разного возраста трех видов моллюсков.................180

ПРИЛОЖЕНИЕ 4

Корреляция между длиной тела и длиной тДНК у планарий.181

ПРИЛОЖЕНИЕ 5

Повторы экспериментов ПЦР в реальном времени для планарий.182

ПРИЛОЖЕНИЕ 6

Максимальные, средние и минимальные значения ОДТ у особей разного размера четырех видов планарий................184

ПРИЛОЖЕНИЕ 7

Генетические расстояния между фрагментами генов исследованных видов планарий........................................185

ПРИЛОЖЕНИЕ 8

Данные о наличии Inerstitial Telomeric Sequences (ITSs) в хромосомах

моллюсков и плоских червей............................186

6

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Возрастное изменение длины теломерной ДНК у байкальских планарий (Turbellaria, Tricladida) и моллюсков (Gastropoda, Prosobranchia, Benedictiidae)»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность исследования. Интерес к биологии теломер не угасает в течение последних тридцати лет. Это связано не только с вовлеченностью теломер и теломеразы в процессы старения клеток и организма [Baird, 2008], но и с тем, что длина теломерной ДНК (тДНК) коррелирует с изменениями в физиологии [Calado, Young, 2012; Asghar л/., 2016] и чувствительна к разнообразным внешним воздействиям [Yin, Jiang, 2013; Rehkopf л/., 2014]. Причем, длина тДНК и ее динамика часто являются видоспецифичными [Haussmann л/., 2003; Gomes л/., 2011]. Несмотря на интенсивные исследования, в биолоигии теломер остаются нерешенные вопросы. Например, не до конца понятно, чем определяется длина и динамика тДНК, как именно она связана с полом, почему укорочение теломер может происходить при активной теломеразе, и ряд других.

Некоторым представителям свободноживущих плоских червей и моллюсков присущи особые физиологические свойства, связь которых с биологией теломер уже была изучена. Так, определенные виды плоских червей обладают исключительной способностью к регенерации. Было показано, что механизм поддержания длины тДНК при регенерации у видов планарий, размножающихся половым и бесполым путем, зависит от способа размножения [Tan л/., 2012; Tasaka л/., 2013]. Среди моллюсков недавно были обнаружены редкие долгожители с продолжительностью жизни (ПЖ) 400-500 лет [Wanamaker л/., 2008; Sosnowska л/., 2014]. Анализ динамики длины теломерных районов у них выявил поддержание тДНК в процессе онтогенеза [Gruber л/., 2014]. Наряду с этими особенностями, существует немало других интересных аспектов биологии планарий и моллюсков, что делает этих беспозвоночных животных интересными объектами для исследования связи теломер с разными факторами. Богатое биоразнообразие фауны планарий и моллюсков оз. Байкал, населяющих разные экологические ниши, в том числе абиссаль, позволяет выбирать для

7

изучения отдельные виды с определенными физиологическими, морфологическими и экологическими особенностями и сравнивать их между собой. Анализ биологии теломер байкальских моллюсков может пролить свет на связь этих концевых районов хромосом с возрастом, размером тела, скоростью роста, полом, плодовитостью и условиями обитания. В экосистеме Байкала в процессе эволюции развилась уникальная фауна гигантских пресноводных планарий, аналогов которой нет нигде в мире [Мамкаев и др., 1999]. Сравнение биологии теломер у этих гигантов и планарий небольшого размера, которые также обитают в озере, позволит понять, как гигантизм у беспозвоночных животных связан с теломерами, и как в процессе эволюции длина теломер менялась у этих видов. Помимо этого, исследование длины и динамики тДНК у эндемичных планарий Байкала и общесибирских видов, обитающих в совершенно других условиях, поможет оценить влияние экологии на биологию теломер у этих организмов. До начала этой работы не было никаких сведений о биологии теломер у байкальских гидробионтов. Изучение теломеро-теломеразного комплекса у моллюсков и планарий оз. Байкал внесет значительный вклад в понимание связи динамичных молекулярных структур с морфофизиологическими и экологическими особенностями организмов.

Цель исследования - выяснить, какие сходства и различия существуют в структуре, длине и возрастной динамике тДНК у байкальских планарий и моллюсков. В рамках этой цели поставлены следующие задачи:

1. Определить структуру и длину тДНК у байкальских брюхоногих моллюсков, а также у эндемичных байкальских и общесибирских планарий.

2. Установить, как менялась средняя длина теломер в процессе эволюции исследуемых животных.

3. Провести анализ динамики количества тДНК в течение онтогенеза у нескольких видов планарий, отличающихся размерами тела, и у самцов и самок нескольких видов гастропод.

8

4. Выявить присутствие или отсутствие активной теломеразы в тканях планарий и моллюсков.

Новизна исследования. Исследование биологии теломер байкальских моллюсков и планарий проводится впервые и является оригинальной работой, вносящей вклад в понимание функционирования теломер у беспозвоночных животных. С одной стороны, ее уникальность связана с объектами исследования - гидробионтами оз. Байкал, крупнейшей экосистемы, имеющей значимость мирового масштаба. С другой стороны, эта работа затрагивает ранее не изученные аспекты биологии теломер беспозвоночных животных.

Практическая и теоретическая значимость исследования. Работа посвящена исследованию фундаментальных аспектов молекулярной биологии беспозвоночных животных и имеет сугубо теоретическую значимость. Получение новых данных по биологии теломер у свободноживущих плоских червей и моллюсков будет способствовать более глубокому пониманию роли концевых районов хромосом в клетках разных животных. Возможно, знание особенностей возрастной динамики тДНК и ее связи с разными факторами у эволюционно далеких животных позволит в будущем выявить дополнительные причины, которые влияют на длину теломер. В свою очередь, эта информация может помочь в решении проблемы старения как биологического феномена.

Положения, выносимые на защиту.

1. Несмотря на глубокий эндемизм, особые условия обитания, экологическую диверсификацию, морфологические и физиологические особенности байкальских моллюсков и байкальских и общесибирских планарий, в их геноме присутствует теломерный повтор TTAGGG, который широко распространен среди Metazoa, что еще раз подчеркивает консерватизм структуры тДНК.

2. В процессе эволюции планарий длина тДНК практически не менялась, несмотря на значительные изменения в размерах тела, и для

9

большинства видов составляет 7-8 тпн. Возрастная динамика тДНК, напротив, отличается у сестринских видов и имеет сходный характер у эволюционно далеких видов.

3. У моллюсков с одинаковой продолжительностью жизни длина и возрастная динамика тДНК отличаются. Крупным видам присущи более длинные теломеры, а самки в период полового созревания имеют больше теломерных повторов в геноме, чем самцы. Возрастная динамика тДНК также имеет половую специфичность и отличается по характеру: у разных видов наблюдается укорочение, поддержание или удлинение тДНК в зависимости от половой принадлежности особей.

Методы исследования. Для того чтобы выполнить поставленные задачи, были освоены и применены методы молекулярной и клеточной биологии (выделение ДНК, анализ концевых рестрицированных фрагментов ДНК (Terminal Restriction Fragment, TRF), клонирование, ПЦР, флуоресцентная гибридизация на хромосомах (Fluorescence /и л/Ум hybridization, FISH), ПЦР в реальном времени, анализ амплифицированных теломерных повторов (Telomeric Repeat Amplification Protocol, TRAP), филогенетический анализ и ряд других), а также методы математической статистики, которые позволяют оценить достоверность полученных результатов. Кроме того, освоенные методы и полученные результаты позволяют делать логически обоснованные выводы в сравнении с данными, полученными другими научными коллективами, изучающими биологию теломер. Исследование было выполнено на базе двух институтов СО РАН -Лимнологического института (ЛИН СО РАН, г. Иркутск) и Института молекулярной и клеточной биологии (ИМКБ, г. Новосибирск).

Вклад автора. На всех этапах реализации поставленных задач исследования и в интерпретации результатов автор принимал непосредственное участие. Данные по длине тДНК у байкальских планарий и моллюсков, а также препараты хромосом для FISH были получены совместно с к.б.н. Евтушенко Е. В. в лаборатории д.б.н. Вершинина А. В.

10

(ИМКБ СО РАН, г. Новосибирск). Данные по возрастной динамике тДНК и активности теломеразы у моллюсков получены совместно с к.б.н. Максимовой Н. В. и д.б.н. Ситниковой Т. Я. (ЛИН СО РАН, г. Иркутск). Определение видовой принадлежности моллюсков, их возраста и пола осуществлялось к.б.н. Максимовой Н. В. Определение видовой принадлежности планарий проводилось автором под руководством к.б.н. Зайцевой Е. П. и д.б.н. Тимошкина О. А. (ЛИН СО РАН, г. Иркутск).

Структура и объем диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, результатов, обсуждения, а также заключения, выводов, списка сокращений и списка цитируемой литературы, в которые входит 279 ссылок. Работа изложена на 186 страницах машинописного текста, содержит 11 таблиц, 29 рисунков и 8 приложений на 40 страницах.

Апробация работы. Основные результаты диссертационной работы представлены на международных конференциях в виде устных докладов: «Хромосома 2009» (Новосибирск, 2009), «Генетика продолжительности жизни и старения» (Сыктывкар, 2010) , «Хромосома 2012» (Новосибирск, 2012).

Публикации. Результаты исследования опубликованы в 7 научных работах, из них четыре - в журналах из списка ВАК РФ и три - в сборниках материалов конференций.

Статьи по теме диссертации из списка ВАК:

1. Королева А. Г., Кирильчик С. В., Тимошкин О. А. Межвидовая изменчивость длин теломерных последовательностей некоторых общесибирских и эндемичных для Байкала планарий (Plathelminthes, Tricladida) // Генетика. 2010. Т. 46(9). С. 1237-1240.

2. Королева А. Г., Евтушенко Е. В., Тимошкин О. А., Вершинин А. В., Кирильчик С. В. Длина теломерной ДНК и филогения байкальских и сибирских планарий (Turbellaria, Tricladida) // Цитология. 2013. Т. 55(4). С. 247-252.

11

3. Королева А. Г., Евтушенко Е. В., Максимова Н. В., Вершинин А. В., Ситникова Т. Я., Кирильчик С. В. Длина и структура теломерной ДНК у трех видов байкальских брюхоногих моллюсков (Caenogastropoda: Hydrobioidea: Benedictiidae) // Генетика. 2015. Т. 51(3). С. 362-370.

4. Maximova N., Koroleva A., Sitnikova T., Khanaev I., Bukin Yu., Kirilchik S. Age dynamics of telomere length of Baikal gastropods is sex specific and multidirectional // Folia Biologica (Krakow). 2017. Vol. 65(4). P. 187-197.

Благодарности. Автор от всего сердца благодарит своего научного руководителя Кирильчика С. В. и своего научного консультанта Тимошкина О. А. за их профессиональное руководство, обучение и всяческую поддержку. Автор выражает искреннюю благодарность сотрудникам лаборатории ихтиологии и лаборатории биологии водных беспозвоночных ЛИН СО РАН за их помощь в освоении методов, ценные советы и информацию, особенно к.б.н. Максимовой Н. В., к.б.н. Зайцевой Е. П., к.б.н. Сухановой Л. В. и д.б.н. Ситниковой Т. Я. Отдельную благодарность автор приносит сотрудникам ИМКБ СО РАН к.б.н. Евтушенко Е. В., д.б.н. Вершинину А. В., Иванкиной Е. А. и Иванкину А. В. за помощь в освоении методик, обсуждение результатов и содействие в выполнении работы. Автор искренне благодарит за сбор материала Галимову (Перцеву) Ю. А. (ИМКБ, г. Новосибирск), к.б.н. Анненкову Н. В. (ЛИН СО РАН, г. Иркутск) и к.б.н. Ханаева И. В. (ЛИН СО РАН, г. Иркутск). Работа выполнена в рамках бюджетной темы ЛИН СО РАН 0345-2016-0002 (АААА-А16-116122110066-1) «Молекулярная экология и эволюция живых систем Центральной Азии в условиях глобальных экологических изменений» и при финансовой поддержке грантов РФФИ №12-04-32052, №13-04-01270 и №15-29-02515, интеграционных проектов СО РАН № 45, 37 и 51.

12

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1 Структура и функции теломер

1.1 Структура теломерной ДНК у разных организмов

1.1.1 Типичная структура теломерной ДНК

Теломерами называются физические концы хромосом. Они представляют собой микро- или минисателлитную фракцию ДНК, ассоциированную со специфическими белками. Первое описание концевых структур хромосом осуществили Герман Мёллер [Muller, 1938], работая с дрозофилой, и Барбара Мак-Клинток [McClintok, 1941], работая с кукурузой. Сам термин «теломера» предложил Мёллер, что в переводе с греческого означает «концевая часть». Спустя некоторое время, в 1978 г., удалось определить первичную структуру тДНК у инфузории Тб^гл^у^«ил ^«г^ор^/'/л: тДНК у этого простейшего состояла из гексамерных повторов TTGGGG [Blackburn, Gall, 1978]. Эта работа послужила пусковым рычагом в развитии биологии теломер, именно с нее начался тот прогресс в этой области науки, который мы можем наблюдать сегодня. После 1978 г. последовали многочисленные эксперименты, посвященные определению структуры теломерных районов у организмов, принадлежащих к разным таксономическим группам. Вскоре стала известна структура тДНК у другого простейшего 5?у/оиус^/л рм^м/л^л - TTTTGGGG [Oka л/., 1980], а также у дрожжей ^лсс^лго^усбл с«гбум/'л«, которая оказалась нерегулярным простым повтором, состоявшим главным образом из TTTG [Shampay, Szostak, Blackburn, 1984]. В 1988 г. определили теломерную последовательность у покрытосеменного растения Лгл^мОрлм ^л//лил -TTTAGGG [Richards, Ausubel, 1988] и у человека Но^о злр/бил - TTAGGG [Moyzis л/., 1988]. В итоге стало ясно, что теломеры у разных организмов состоят из коротких повторов ДНК довольно консервативной структуры. В подтверждение этому последовали дальнейшие работы по определению структуры тДНК: у многих групп позвоночных был выявлен повтор

13

TTAGGG [Meyne, Ratliff, Moyzis, 1989], у низшего растения СР/л^уРо^оилл ге/'и^лгРУ/'/' - TTTTAGGG [Petracek еУ л/., 1990], у нематоды Ллслг/'л /м^г/'со/'Рел - TTAGGC (Muller еУ л/., 1991), у грибов Ғмллг/'м^ охулрогм^, С/лРол^ог/'м^ уМ/ум^ и РоРол^огл лилег/ил - TTAGGG [Powell, Kistler, 1990; Coleman еУ л/., 1993; Javerzat, Bhattacherjee, Barreau, 1993], у моллюска Сог^/'см/л /елил - TTAGGG и у некоторых насекомых - TTAGG [Okazaki еУ л/., 1993], у круглых червей Р/лУуиеге/'л Рм^ег/Р/' и Ро^лУосегол /л^лгсһ';' -TTAGGG [Jha еУ л/., 1995], у плоского свободноживущего червя Ро/усе//'л Уеим/л - TTAGGG [Joffe, Solovei, Macgregor, 1996], у плоского паразитического червя Рс^/'лУоло^л ^лилои/' - TTAGGG [Hirai, LoVerde, 1996] и т. д. (см. Приложение 1).

После накопления достаточного количества данных ученые стали называть определенные типы теломерных повторов в соответствии с таксономической группой, у которых они были обнаружены. Так, TTAGGG повтор носит название «позвоночный» (Vertebrata, позвоночные), TTAGGC повтор - «нематодный» (Nematoda, круглые черви), а TTAGG повтор -«артроподный» (Arthropoda, членистоногие). Однако, такое деление не совсем корректно, т. к. сейчас известно, что повтор TTAGGG встречается не только среди многих групп беспозвоночных животных (пластинчатые, кишечнополостные, губки, круглые и плоские черви, моллюски и др.), но и у некоторых растений и грибов (см. Приложение 1). Несмотря на то, что существуют и другие типы теломерного повтора, закрепились именно эти три названия. Разумно было бы изменить термин «позвоночный» на какой-либо другой. Например, на «родовой», который был использован в работе [Traut еУ л/., 2007], или «базовый».

Пространственная структура тДНК имеет свои особенности. Т. к. ДНК является двухцепочечной (дц) молекулой, то в тДНК на 3'-конце выделяют G (гуанин)-богатую цепь, а на 5'-конце соответственно C (цитозин)-богатую цепь. Причем, на 3'-конце имеется одноцепочечный (оц) выступающий участок ДНК, который называют 3'-выступом (рис. 1).

14

2-20 тпн [TTAGGGjn 50-500 пн 3'-выступ

-.....— --------------3'

прнтеломерная вырожденная

ДНК тДНК

G- цепь GGGTTAGGGTTAGGGTTAGGGTTAGGGTTAGGGTTA3' С- цепь СССААТСССААТС 5'

Рисунок 1. Строение тДНК //о/ио s4/?/<?/7.s (рисунок адаптирован из [Palm, de Lange, 2008]). Дц тДНК и оц выступ могут иметь разную длину в зависимости от хромосомы, типа клетки или пролиферативного потенциала. К тДНК прилегает ДНК с вырожденными теломерными повторами и прителомерная ДНК, первичная структура которой, как правило, очень вариабельна.

Именно 3'-выступ играет важную роль в пространственной организации тДНК. Он участвует в формировании D- и t-петель, встраиваясь в дц участок тДНК (рис. 2). При этом размер образовавшейся пространственной структуры может быть разным, т.к. встраивание происходит случайным образом. Длина t-петли может варьировать от 300 пн у трипаносом [Munoz-Jordan et <?/., 2001] до 30 тпн у мышей [Griffith et <?/., 1999] и 50 тпн у бобовых [Cesare et <?/., 2003]. Размер самого З'-выступа у разных организмов также может быть разным: от 14-16 нуклеотидов у инфузорий до 300 нуклеотидов у человека [Klobutcher et <?/., 1981; Wellinger, Sen, 1997; Wright 1997].

Рисунок 2. Пространственная организация тДНК (рисунок адаптирован из [Palm, de Lange, 2008]). 3'-выступ встраивается в дц часть тДНК, при этом образуется D- и t-петли.

Кроме того, есть много подтверждений, что в области тДНК формируются неканонические структуры в виде G-квадруплексов [Burge с/ <?/., 2006]. Они играют важную роль в защите, стабилизации и репликации

15

концов хромосом, а также активно исследуются как мишени при терапии раковых клеток [Rhodes, Lipps, 2015; Bagheryan, Raoof, Ojani, 2016].

1.1.2 Нетипичная структура теломерной ДНК

Наряду с тДНК типичной структуры, которая состоит из много раз повторенных коротких повторов, существуют и другие варианты тДНК. На сегодняшний день известно несколько групп организмов с нетипичными теломерами. К ним относятся некоторые виды растений, у которых на концах хромосом локализуются последовательности рибосомальной или сателлитной ДНК [Fulneckova л/., 2013]. Нетипичные теломеры в виде

ретротранспозонов (GilT, GilM и GilD) были обнаружены у паразитического простейшего G/'лгЧ/'л /л^^//л [Arkhipova, Morrison, 2001]. Среди животных к организмам с нетипичными теломерами принадлежат некоторые представители насекомых из отрядов Diptera (Двукрылые), Lepidoptera (Чешуекрылые) и Coleoptera (Жесткокрылые), коловратки класса Bdelloidea (Пиявковидные). Было выявлено, что у комаров родов С^/гоио^мл и Чио^е/ел в роли теломер выступает сателлитная ДНК [Saiga, Edstrom, 1985; Biessmann л/., 1998]. Мобильные элементы, локализованные на концах хромосом, были обнаружены у плодовых мушек рода Оголо^^/'/л (ретротранспозоны HeT-A, TART и TAHRE) [Biessmann л/., 1990; Abad л/., 2004], а также у другого двукрылого насекомого ^/ис^олс/лгл л^ег/слил (ретротранспозон RaTART) [Rezende-Teixeira л/., 2008].

Мобильные элементы на концах хромосом были характерны и для коловраток [Gladyshev, Arkhipova, 2010]. У некоторых видов животных тДНК имеет промежуточное строение. Так, при исследовании структуры тДНК у тутового шелкопряда ^о^^уг ^ог/ было выявлено, что его тДНК состоит как из повторов TTAGG, так и из ретротранспозонов TRAS и SART [Okazaki л/., 1993; Fujiwara л/., 2005]. Подобная структура теломер была характерна и для жука Гг/^о//м^ слл^лием^, причем вместо артроподного

16

мотива у этого насекомого был выявлен TCAGG повтор [Osanai-Futahashi, Fujiwara, 2011].

Для некоторых организмов структура теломерных повторов остается неизвестной до сих пор, несмотря на попытки ее изучить. Так, у некоторых пауков (отряд Aranei) и тихоходок (Tardigrada) не удалось выявить типичного теломерного повтора [Sahara, Marec, Traut, 1999; Vitkova л/., 2005].

Особое внимание стоит уделить другому виду нетипичных теломер -так называемым мега-теломерам, очень длинным трекам тДНК (несколько сотен тысяч пар нуклеотидов). Эти теломеры, несмотря на присутствие типичного TTAGGG повтора, расщепляются мелкощепящими рестриктазами, что говорит о присутствии в их составе других нуклеотидных последовательностей, природа которых до конца не исследована. Мега-теломеры наблюдались у птиц, рептилий, китообразных, летучих мышей, бурозубок, сумчатых животных, рыб и некоторых других организмов. Иногда они были связаны с рибосомальной ДНК (у млекопитающих и птиц), с микрохромосомами (у птиц и рептилий), акроцентрическими хромосомами (у млекопитающих) или гоносомами (у сумчатых животных и рептилий) [Ingles, Deakin, 2016].

Стоит отметить, что термин «нетипичные теломеры» в некоторой степени условный, потому что глубокий анализ их первичной структуры показал, что они имеют много общего с широко распространенными теломерными повторами [Pardue, DeBaryshe, 2008]. Более того, «двусоставные» теломеры R. woh и Т сл^ли«м^ и гомология ретротранспозоновых генов с теломеразными позволяют предположить, что типичные теломеры, состоящие из микро- и минисателлитной ДНК, произошли от нетипичных теломер, состоящих из ретротранспозонов [Pardue, DeBaryshe, 2008].

17

1.2 Шелтерин

За последние 10 лет стало известно, что тДНК млекопитающих ассоциирована, как минимум, с комплексом из шести белков, который получил название «шелтерин» (от англ. shelter - прикрытие, защита) или «телосома» [de Lange, 2005; Palm, de Lange, 2008]. Этот белковый комплекс необходим клетке для того, чтобы отличать истинные концы хромосом от дц разрывов ДНК, предотвращать события репарации и регулировать длину тДНК. Выделяют шесть белков шелтерина: два из них TRF1 и TRF2 (Telomeric Repeat binding Factor 1 и 2) распознают дц последовательности TTAGGG, POT1 (Protection Of Telomeres 1) связывается с оц TTAGGG повторами, остальные три белка TIN2 (TRF2- и TRF1-Interacting Nuclear protein 2), Rap1 (человеческий ортолог дрожжевого Repressor/Activator Protein 1) и TPP1 (прежде известный как TINT1, PTOP и PIP1) рекрутируются вышеназванными (рис. 3). Все они локализуются только в области теломерных районов и нигде больше в ядре не встречаются. Кроме того, концы хромосом содержат большое количество других белков, которые могут выполнять разные роли, непосредственно не связанные с функционированием теломер [Xin, Liu, Songyang, 2008; Diotti, Loayza, 2011].

Наличие специфического белкового комплекса на тДНК характерно не только для разных организмов с типичными теломерными повторами [Linger, Price, 2009], но и для организмов с ретротранспозоновой структурой теломерного повтора. Так, у дрозофилы был обнаружен аналог шелтерина, который получил название «терминин» [Raffa л/., 2011].

18

TRF1

TRF1 TRF2/Rap1

5'-TTAGGGTTAGGGTTAGGGTTA3' 3'ААТСССААТСССАА1СССААТ-5'

TRF2

TPP1

P0T1

5'-TTAGGGTTAGGGTlAGGGTTA-3'

Рисунок 3. Строение шелтерина и белков, входящих в его состав. Адаптировано из [de Lange, 2005].

1.3 Функции теломер

Функции, которые выполняют теломеры, можно объединить в пять условных категорий: 1 - защитная (обеспечение целостности генома); 2 -пространственная (поддержание ядерной архитектуры); 3 - временная (определение лимита Хейфлика и пролиферативного потенциала, участие в репликативном старении); 4 - регуляторная (влияние на экспрессию генов посредством эффекта положения, теломерных белков и теломерных РНК (TERRA)) и 5 - индикаторная (служат индикаторами физиологического состояния в связи с особой чувствительностью к внутренним и внешним воздействиям (окислительный стресс, УФ, ионизирующее излучение, факторы, приводящие к болезням и т. д.)) [Zakian, 1995; Ваш <?/., 2001; Deng, Chang, 2007; Passos, Saretzki, von Zglinicki, 2007; Horard, Gilson, 2008; Baird, 2008; Luke, Lingner, 2009; Rochette, Brash, 2010; Cao <?/., 2011; Calado, Young, 2012 и др ].

19

2 Длина теломерной ДНК и ее изменение

2.1 Концевая недорепликация ДНК

Основная причина укорочения теломерных районов в пролиферирующих клетках состоит в неполной репликации концов ДНК (рис. 4). На это явление обратили внимание независимо друг от друга А. М. Оловников [Оловников, 1971; Olovnikov, 1973] и Дж. Уотсон [Watson, 1972], основываясь на принципах процесса репликации и на биохимических свойствах ДНК-полимеразы.

репликация ведущей цепи

*.....

1'

полная репликация

репликация запазд. цепи , *

неполная

репликация

Рисунок 4. Схема неполной репликации концевой ДНК (адаптировано из Allsopp е/а/., 2008).

Синтез новой цепи ДНК идет фрагментами Оказаки. На отстающей 3'-5'-цепи таких фрагментов намного больше по сравнению с ведущей. Каждый фрагмент посредством ДНК-полимеразы синтезируется с РНК-затравки, которая позже удаляется, а ее место занимает цепь ДНК, синтезированная с предыдущей затравки. Но на самом краю хромосомы на 5'-конце место затравки остается пустым после ее удаления, т.к. цепь ДНК перед ней отсутствует, и ДНК-полимераза не может осуществить полимеразную реакцию. Это значит, что новая цепь окажется короче на длину РНК-затравки, и так будет повторяться в каждом цикле репликации [Коряков, Жимулев, 2009]. Феномен концевой недорепликации впервые был

20

продемонстрирован экспериментально в 2001 г [Ohki, Tsurimoto, Ishikawa, 2001].

2.2 Механизмы регуляции длины теломер

Из проблемы концевой недорепликации вытекал вывод о том, что должен существовать механизм, поддерживающий концы хромосом на определенном уровне и не дающий им перейти нижний предел длины, по достижении которого запускается репликативное старение. И действительно, этот вывод со временем подтвердился, но оказалось, что таких механизмов три: 1. теломеразо-зависимый механизм, 2. ретротранспозиция и 3. гомологичная рекомбинация, так называемое альтернативное удлинение теломер (ALT). Однако дальнейшие исследования биологии теломер привели к открытию еще одного специального механизма, названного триммингом. В отличие от первых трех механизмов, он обеспечивает регулируемое укорочение теломерных районов, превосходящих верхний предел длины, что может быть побочным следствием как работы теломеразы, так гомологичной рекомбинации с ретротранспозицией. Ниже будет рассмотрен каждый из указанных выше механизмов.

2.2.1 Теломераза и ее роль в регуляции длины теломер

Основным участником механизма поддержания длины теломер является теломераза - фермент, который осуществляет синтез ДНК цепи на РНК-матрице, входящей в его состав (рис. 5). Этот уникальный белок был впервые обнаружен у инфузорий в 1985 г. К. Грейдер и Э. Блэкборн [Greider, Blackburn, 1985]. Позже его идентифицировали в экстрактах иммортальных клеточных линий человека и в большинстве раковых опухолей [Shay, Wright, 2010]. А в 1998 г. была доказана возможность

21

продления жизни клеточных популяций путем встраивания в геном активных генов теломеразы [Bodnar et al., 1998; Vaziri, Benchimol, 1998].

П

i;

у, ./

еде

Рисунок 5. Структура теломеразы (адаптирован из [Palm, de Lange, 2008]). TERT - белковый компонент, TERC - Р1ТКовый компонент, CAB - мотив локализации РНК в тельцах Кахаля, Н/АСА - мотивы в РНК, к которым присоединяется белок дискерин.

Теломераза состоит из двух компонентов, кодируемых разными генами - геном обратной транскриптазы (telomerse reverse transcriptase -Tert) и геном РНК-компонента (telomerase RNA component - 7'erc), один из участков которого служит матрицей для синтеза новых теломерных повторов. Кроме того, в теломеразный комплекс входит еще целый ряд вспомогательных компонентов, которые необходимы для ее функционирования [Зверева, Щербакова, Донцова, 2010].

Теломераза использует 3'-выступ в качестве праймера для добавления G-богатых повторов в соответствии со своей РНК-матрицей. С-богатая цепочка тДНК достраивается репликативным аппаратом клетки по принципу комплементарности. Синтез теломерных повторов происходит в поздней S-фазе клеточного цикла [Tomlinson et <?/., 2006]. Теломеразы разных организмов различаются по каталитическим свойствам, таким как процессивность и точность, а у некоторых организмов они способны к ди- и мультимеризации [Autexier, Lue, 2006]. Подробный, пошаговый механизм

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Королева, Анастасия Геннадьевна, 2018 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Догель В.А. Зоология беспозвоночных: yчебник для ун-тов; [под ред. Ю.И. Полянского]. 7-е изд. перераб. и доп. М.: Высшая школа, 1981. C.148-163.

2. Жданова Н.С., Рогозина Ю.И., Минина Ю.М., Бородин П.М., Рубцов Н.Б. Распределение теломерной ДНК в хромосомах обыкновенной бурозубки Sorex й^й^м^, Eulipotyphla // Цитология. 2009. Т. 51, № 7. С. 577-584.

3. Жданова Н.С., Рубцов Н.Б. Рекомбинация теломер в нормальных клетках млекопитающих // Генетика. 2016. Т. 52, № 1. С. 14-23.

4. Зайцева Е.П. Видовое разнообразие и экология свободноживущих ресничных червей (Plathelminthes, Turbellaria) мелководной зоны южного Байкала: автореф. дис. ... канд. биол. наук: 03.00.18, 03.00.16 / Зайцева Елена Петровна. Владивосток, 2008. 23 с

5. Зайцева Е.П., Мизандронцев И.Б., Юма М., Тимошкин О.А. Особенности потребления кислорода массовыми видами мелководных планарий (Turbellaria, Tricladida) озера Байкал и водоемов Прибайкалья // Зоологический журнал. 2008. Т. 87, № 7. С. 771-778.

6. Зверева М., Щербакова Д., Донцова О. Теломераза: структура, функции и пути регуляции активности // Успехи биологической химии. 2010. Т. 50. С. 155-202.

7. Зоология беспозвоночных: в 2 т.; [под ред. В. Вестхайде, Р. Ригера; пер. с нем. под ред. А.В. Чесунова]. М.: Т-во научных изданий КМК, 2008. T. 1. С. 288-343.

8. Козминский Е.В. Рост, демографическая структура популяции и определение возраста у й/'^уи/'й teMt^M^^ (Gastropoda, Prosobranchia) // Зоологический журнал. 2003. Т. 82, № 5. С. 567-576.

9. Королева А.Г., Евтушенко Е.В., Максимова Н.В., Вершинин А.В., Ситникова Т.Я., Кирильчик С.В. Длина и структура теломерной ДНК

115

у трех видов байкальских брюхоногих моллюсков (Caenogastropoda: Hydrobioidea: Benedictiidae) // Генетика. 2015. Т. 51, № 3. С. 362-370.

10. Королева А.Г., Евтушенко Е.В., Тимошкин О.А., Вершинин А.В., Кирильчик С.В. Длина теломерной ДНК и филогения байкальских и сибирских планарий (Turbellaria, Tricladida) // Цитология. 2013. Т. 55(4). С. 247-252.

11. Королева А.Г., Кирильчик С.В., Тимошкин О.А. Межвидовая изменчивость длин теломерных последовательностей некоторых общесибирских и эндемичных для Байкала планарий (Plathelminthes, Tricladida) // Генетика. 2010. Т. 46(9). С. 1237-1240.

12. Коряков Д.Е., Жимулев И.Ф. Хромосомы. Структура и функции. Новосибирск: Издательство СО РАН, 2009. 258 с.

13. Кузнеделов К.Д., Новикова О.А., Наумова Т.В. Молекулярногенетическая типизация планарий рода ВВе//осе^л/л (Dendrocoelidae, Tricladida, Turbellaria) озера Байкал с оценкой видового разнообразия // Журнал общей биологии. 2000. Т. 61, № 3. С. 336344.

14. Кузнеделов К.Д., Тимошкин О.А., Голдман Э. Генетическое расхождение азиатских представителей рода ВВе//осе^л/л (Turbellaria, Tricladida, Paludicola), обнаруженное сравнительным анализом рРНК малой субъединицы // Журнал общей биологии. 1997. Т. 58, № 3. С. 85-93.

15. Кузнеделов К., Тимошкин О., Кумарев В. Молекулярная филогения планарий (Turbellaria, Tricladida, Paludicola) озера Байкал, установленная сравнительным анализом нуклеотидных последовательностей 18S рибосомной РНК // Молекулярная биология. 1996. Т. 30, № 6. С. 1316-1325.

16. Мамкаев Ю.В., Тимошкин О.А., Боголюбов Д.С., Дробышева И.М., Котикова Е.А. Байкальские турбеллярии как модельные объекты

116

эволюционной морфологии // Сибирский экологический журнал. 1999. Т. 6. С. 645-648.

17.Оловников А.М. Принцип маргинотомии в матричном синтезе полинуклеотидов // Доклады Академии Наук. 1971. Т. 201. С. 14961499.

18. Побережный Е.С., Ситникова Т.Я. Хромосомы байкальского

моллюска (Gastropoda, Prosobranchia) //

Зоологический журнал. 1978. Т. 5, № 8. С. 1270-1273.

19. Порфирьева Н.А. Планарии озера Байкал. Новосибирск: Наука, 1977. 207 с.

20. Рупперт Э.Э., Фокс Р.С., Варне Р.Д. Зоология беспозвоночных: функциональные и эволюционные аспекты: учебник для студ. вузов: в 4 т.; [пер. с англ. Т.А. Ганф, А.И. Грановича, Н.В. Ленцман, Е.В. Сабанеевой; под ред. А.А. Добровольского и А.И. Грановича]. М.: Академия, 2008. Т. 1. С. 403-445.

21. Ситникова Т.Я. Переднежаберные брюхоногие моллюски (Gastropoda: Prosobranchia) Байкала: морфология, таксономия, биология и формирование фауны : дис. ... д-ра биол. наук : 03.00.08 / Ситникова Татьяна Яковлевна. СПб., 2004. 242 с.

22. Стом Д.И., Ключевская А.А., Колесова У.О. Некоторые экологические особенности байкальских и общесибирских турбеллярий // Сибирский экологический журнал. 2006. Т. 13, № 6. С. 761-766.

23. Тимошкин О.А. Происхождение и эволюция фауны

свободноживущих ресничных червей (Turbellaria) озера Байкал // Зоологический журнал. 1994. Т. 73, № 1. С. 35-50.

24 . Тимошкин О.А. Состав и происхождение фауны Turbellaria (Plathelminthes) озера Байкал: дис. ... д-ра биол. наук: 03.00.08 / Тимошкин Олег Анатольевич. СПб., 2005. 329 с.

117

25. Умылина Т.М. Кариология и современная систематика планарий Байкала: автореф. дис. ... канд. биол. наук: 03.00.08 / Умылина Тамара Михайловна. Казань, 1977. 26 с.

26. Abad J.P., De Pablos B., Osoegawa K., De Jong P.J., Martin-Gallardo A., Villasante A. Genomic analysis of Огозо^^/'/л we/лиоgлзter telomeres: full-length copies of HeT-A and TART elements at telomeres // Mol. Biol. Evol. 2004. Vol. 21, Iss. 9. P. 1613-1619.

27. Abad J.P., De Pablos B., Osoegawa K., De Jong P.J., Martin-Gallardo A., Villasante A. TAHRE, a novel telomeric retrotransposon from Огозо^^/'/л we/лиоgлзter, reveals the origin of Огозо^^/'/л telomeres // Mol. Biol. Evol. 2004. Vol. 21, Iss. 9. P. 1620-1624.

28. Ahmed S., Passos J.F., Birket M.J., Beckmann T., Brings S., Peters H., Birch-Machin M.A., von Zglinicki T., Saretzki G. Telomerase does not counteract telomere shortening but protects mitochondrial function under oxidative stress // J. Cell. Sci. 2008. Vol. 121. P. 1046-1053.

29. Ahmed S., Sheng H., Niu L., Henderson E. Те^л^у^еил mutants with short telomeres // Genetics. 1998. Vol. 150, No. 2. P. 643-650.

30. Anchelin M., Murcia L., Alcaraz-Perez F., Garcia-Navarro E.M., Cayuela M.L. Behaviour of telomere and telomerase during aging and regeneration in zebrafish // PLoS ONE. 2011. Vol. 6, No. 2. e16955.

31. Apte M.S., Cooper J.P. Life and cancer without telomerase: ALT and other strategies for making sure ends (don't) meet // Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 2017. Vol. 52(1). P. 57-73.

32. Arkhipova I.R., Morrison H.G. Three retrotransposon families in the genome of G/'лг^/'л /л^//л: two telomeric, one dead // PNAS. 2001. Vol. 98, No. 25. P. 14497-14502.

33. Asghar M., Palinauskas V., Zaghdoudi-Allan N., Valkiunas G., Mukhin A., Platonova E., Farnert A., Bensch S., Hasselquist D. Parallel telomere shortening in multiple body tissues owing to malaria infection // Proc. Biol. Sci. 2016. Vol. 283, No. 1836. P. 20161184.

118

34. Autexier C., Lue N.F. The structure and function of telomerase reverse transcriptase // Annu. Rev. Biochem. 2006. Vol. 75. P. 493-517.

35. Aviv A., Shay J.W. Reflections on telomere dynamics and ageing-related diseases in humans // Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 2018. Vol. 373, No. 1741. P. 20160436.

36. Bachor C., Bachor O.A., Boukamp P. Telomerase is active in normal gastrointestinal mucosa and not up-regulated in precancerous lesions // J. Cancer Res. Clin. Oncol. 1999. Vol. 125, No. 8-9. P. 453-460.

37. Baerlocher G., Rice K., Vulto I., Lansdorp P. Longitudinal data on telomere length in leukocytes from newborn baboons support a marked drop in stem cell turnover around 1 year of age // Aging Cell. 2007. Vol. 6 (1). P. 121-123.

38. Bagheryan Z., Raoof J., Ojani R. Voltammetric characterization of human telomeric G-quadruplex: a label free method for anticancer drug detection // Bioelectrochemistry. 2016. V. 107. P. 25-29.

39. Baird D.M. Telomeres II // Exp Gerontol. 2008. Vol. 43, No 1. P. 15-19.

40. Barrett E.L., Richardson D.S. Sex differences in telomeres and lifespan // Aging Cell. 2011. Vol. 10, No 6. P. 913-921.

41. Bassam B.J., Caetano-Anolles G., Gresshoff P.M. Fast and sensitive silver staining of DNA in polyacrylamide gels // Anal. Biochem. 1991. Vol. 196 (1). P. 80-83.

42. Bateson M. Cumulative stress in research animals: telomere attrition as a biomarker in a welfare context? // Bioessays. 2016. Vol. 38, No. 2. P. 201212.

43. Bauch C., Becker P.H., Verhulst S. Telomere length reflects phenotypic quality and costs of reproduction in a long-lived seabird // Proc. Biol. Sci. 2012. Vol. 280, No. 1752. P. 20122540.

44. Baur J.A., Zou Y., Shay J.W., Wright W.E. Telomere position effect in human cells // Science. 2001. Vol. 292, No. 5524. P. 2075-2077.

119

45. Beaulieu M., Benoit L., Abaga S., Kappeler P.M., Charpentier M.J.E. Mind the cell: seasonal variation in telomere length mirrors changes in leucocyte profile // Mol. Ecol. 2017. Vol. 26, No. 20. P. 5603-5613.

46. Beaulieu M., Reichert S., Le Maho Y., Ancel A. and Criscuolo F. Oxidative status and telomere length in a long-lived bird facing a costly reproductive event // Func. Ecol. 2011. Vol. 25. P. 577-585.

47. Beirne C., Delahay R., Hares M., Young A. Age-related declines and disease-associated variation in immune cell telomere length in a wild mammal // PLoS ONE. 2014. Vol. 9, No. 9. e108964.

48. Bernards A., Michels P., Lincke C., Borst P. Growth of chromosome ends in multiplying trypanosomes // Nature. 1983. Vol. 303. P. 592-597.

49. Biessmann H., Kobeski F., Walter M.F., Kasravi A., Roth C.W. DNA organization and length polymorphism at the 2L telomeric region of

g^w^zAe // Insect Mol. Biol. 1998. Vol. 7(1). P. 83-93.

50. Biessmann H., Mason J.M., Ferry K., d'Hulst M., Valgeirsdottir K., Traverse K.L., Pardue M.L. Addition of telomere-associated HeT DNA sequences "heals" broken chromosome ends in Dro-c^W^ // Cell. 1990. Vol. 61, No. 4. P. 663-673.

51. Blackburn E.H., Gall J.G. A tandemly repeated sequence at the termini of

the extrachromosomal ribosomal RNA genes in // J. Mol.

Biol. 1978. Vol. 120(1). P. 33-53.

52. Bodnar A.G., Ouellette M., Frolkis M., Holt S.E., Chiu C.P., Morin G.B., Harley C.B., Shay J.W., Lichtsteiner S., Wright W.E. Extension of lifespan by introduction of telomerase into normal human cells // Science. 1998. Vol. 279, No. 5349. P. 349-352.

53. Bollmann F.M. The many faces of telomerase: emerging extratelomeric effects // Bioessays. 2008. Vol. 30. P. 728-732.

54. Bolzan A.D. Interstitial telomeric sequences in vertebrate chromosomes: origin, function, instability and evolution // Mutat. Res. 2017. Vol. 773. P. 51-65.

120

55. Bombarova M., Vitkova M., Spakulova M., Koubkova B. Telomere analysis of platyhelminths and acanthocephalans by FISH and Southern hybridization // Genome. 2009. Vol. 52, No. 11. P. 897-903.

56. Boudreau L., Benkel B., Astatkie T., Rouvinen-Watt K. Ideal body condition improves reproductive performance and influences genetic health in female mink // Anim. Reprod. Sci. 2014. Vol. 145(1-2). P. 86-98.

57. Bousman S., Schneider G., Shampay J. Telomerase activity is widespread in adult somatic tissues of Аеиормл // J. Exp. Zool. B. Mol. Dev. Evol. 2003. Vol. 295(1). P. 82-86.

58. Bradford M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. 1976. Vol. 72. P. 248-254.

59. Burge S., Parkinson G.N., Hazel P., Todd A.K., Neidle S. Quadruplex DNA: sequence, topology and structure // Nucleic Acids Res. 2006. Vol. 34, No. 19. P. 5402-5415.

60. Calado R.T., Yewdell W.T., Wilkerson K.L., Regal J.A, Kajigaya S., Stratakis C.A., Young N.S. Sex hormones, acting on the TERT gene, increase telomerase activity in human primary hematopoietic cells // Blood. 2009. Vol. 114, No. 11. P. 2236-2243.

61. Calado R., Young N. Telomeres in disease // F1000 Med. Rep. 2012. Vol. 4, No. 8.

62. Cao K., Blair C.D., Faddah D.A., Kieckhaefer J.E., Olive M., Erdos M.R., Nabel E.G., Collins F.S. Progerin and telomere dysfunction collaborate to trigger cellular senescence in normal human fibroblasts // J. Clin. Invest. 2011. Vol. 121, No. 7. P. 2833-2844.

63. Carranza S., Baguna J., Riutort M. Are the Platyhelminthes a monophyletic primitive group? An assessment using 18S rDNA sequences // Mol. Biol. Evol. 1997. Vol. 14, No. 5. P. 485-497.

64. Cawthon R. Telomere measurement by quantitative PCR // Nucleic Acids Res. 2002. Vol. 30. e47.

121

65. Cerchiara J.A., Risques R.A., Prunkard D., Smith J.R., Kane O.J., Boersma P.D. Telomeres shorten and then lengthen before fledging in Magellanic penguins (Sр^eи/'sсмs wйge//йи/'смs) // Aging (Albany NY). 2017. Vol. 9, No. 2. P. 487-493.

66. Cesare A.J., Quinney N., Willcox S., Subramanian D., Griffith J.D. Telomere looping in P. лй^ум^ (common garden pea) // Plant J. 2003. Vol. 36, No. 2. P. 271-279.

67. Cesare A., Reddel R. Alternative lengthening of telomeres: models, mechanisms and implications // Nat. Rev. Genet. 2010. Vol. 11, No. 5. P. 319-330.

68. Cherif H., Tarry J.L., Ozanne S.E., Hales C.N. Ageing and telomeres: a study into organ- and gender-specific telomere shortening // Nucleic Acids Res. 2003. Vol. 31, No. 5. P. 1576-1583.

69. Coleman M.J., McHale M.T., Arnau J., Watson A., Oliver R.P. Cloning and characterisation of telomeric DNA from С/й^озроһм^ yM/vMw // Gene. 1993. Vol. 132(1). P. 67-73.

70. Cong Y., Shay J.W. Actions of human telomerase beyond telomeres // Cell Res. 2008. Vol. 18. P. 725-732.

71. Cook D.E., Zdraljevic S., Tanny R.E., Seo B., Riccardi D.D., Noble L.M., Rockman M.V., Alkema M.J., Braendle C., Kammenga J.E., Wang J., Kruglyak L., Felix M.A., Lee J., Andersen E.C. The genetic basis of natural variation in CheMor^M/'t/'s e/eg^s telomere length // Genetics. 2016. Vol. 204(1). P. 371-383.

72 . Coviello-McLaughlin G.M., Prowse K.R. Telomere length regulation during postnatal development and ageing in Ммл spretMs // Nucleic Acids Res. 1997. Vol. 25, No. 15. P. 3051-3058.

73.Craven R.J., Petes T.D. Dependence of the regulation of telomere length on the type of subtelomeric repeat in the yeast Sйсс^йrowусes сerev/'s/'йe // Genetics. 1999. Vol. 152. P. 1531-1541.

122

74. Dalla Torre C.A., Maciel R.M.B., Pinheiro N.A., Andrade N.J.A.D., de Toledo S.R.C., Villa L.L., Cerutti J.M. TRAP-silver staining, a highly sensitive assay for measuring telomerase activity in tumor tissue and cell lines // Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 2002. Vol. 35. P. 65-68.

75. Dantzer B., Fletcher Q.Telomeres shorten more slowly in slow-aging wild animals than in fast-aging ones // Exp. Gerontol. 2015. Vol. 71. P. 38-47.

76. de Lange T. Shelterin: the protein complex that shapes and safeguards human telomeres // Genes Dev. 2005. Vol. 19, No. 18. P. 2100-2110.

77. Delany M.E., Krupkin A.B., Miller M.M. Organization of telomere sequences in birds: evidence for arrays of extreme length and for in vivo shortening // Cytogenet. Cell Genet. 2000. Vol. 90(1-2). P. 139-145.

78. Deng Y., Chang S. Role of telomeres and telomerase in genomic instability, senescence and cancer // Lab. Invest. 2007. Vol. 87, No. 11. P. 1071-1076.

79. Diotti R., Loayza D. Shelterin complex and associated factors at human telomeres // Nucleus. 2011. Vol. 2, No. 2. P. 119-135.

80. Dlouha D., Maluskova J., Kralova Lesna I., Lanska V., Hubacek J.A. Comparison of the relative telomere length measured in leukocytes and eleven different human tissues // Physiol. Res. 2014. Vol. 63. P. 343-350.

81. Eickbush T.H. Telomerase and retrotransposons: which came first? // Science. 1997. Vol. 277, No. 5328. P. 911-912.

82. Epel E.S., Blackburn E.H., Lin J., Dhabhar F.S., Adler N.E., Morrow J.D., Cawthon R.M. Accelerated telomere shortening in response to life stress // PNAS. 2004. Vol. 101, No. 49. P. 17312-17315.

83. Estabrooks S. The possible role of telomeres in the short life span of the bay scallop, Argopecten irradians irradians (Lamark 1819) // Journal of Shellfish Research. 2007. V. 26, No. 2. P. 307-313.

123

84 . Feinberg A., Vogelstein B. A technique for radiolabeling DNA restriction endonuclease fragments to high specific activity // Anal. Biochem. 1983. Vol. 132. P. 6-13.

85. Flanary B., Kletetschka G. Analysis of telomere length and telomerase activity in tree species of various life-spans, and with age in the bristlecone pine Р'им- /o^gAevA A Biogerontology. 2005. Vol. 6, No. 2. P. 101-111.

86. Francis N., Gregg T., Owen R., Ebert T., Bodnar A. Lack of age-associated telomere shortening in long- and short-lived species of sea urchins // FEBS Lett. 2006. Vol. 580, No. 19. P. 4713-4717.

87. Frenck R.W.Jr., Blackburn E.H., Shannon K.M. The rate of telomere sequence loss in human leukocytes varies with age // PNAS. 1998. Vol. 95, No. 10. P. 5607-5610.

88. Frydrychova R., Grossmann P., Truba P., Vitkova M, Marec F. Phylogenetic distribution of TTAGG telomeric repeats in insects // Genome. 2004. Vol. 47. P. 163-178.

89. Fujiwara H., Osanai M., Matsumoto T., Kojima K.K. Telomere-specific non-LTR retrotransposons and telomere maintenance in the silkworm, Bow^yx worz // Chromosome Res. 2005. Vol. 13, No. 5. P. 455-467.

90. Fulneckova J., Sevcikova T., Fajkus J., Lukesova A., Lukes M., Vlcek C., Lang B.F., Kim E., Elias M., Sykorova E. A broad phylogenetic survey unveils the diversity and evolution of telomeres in eukaryotes // Genome Biol. Evol. 2013. Vol. 5, No. 3. P. 468-483.

91. Gao J., Munch S.B. Does reproductive investment decrease telomere length in Mew'BzA wew'B/A? // PLoS One. 2015. Vol. 10, Iss. 5. e0125674.

92. Garcia-Cisneros A., Perez-Portela R., Almroth B.C., Degerman S., Palacin

C., Skold H.N. Long telomeres are associated with clonality in wild populations of the fissiparous starfish Солс/Ил^егА // Heredity

(Edinb). 2015. Vol. 115, No. 5. P. 437-443.

93. Giroud S., Zahn S., Criscuolo F., Chery I., Blanc S., Turbill C., Ruf T. Late-born intermittently fasted juvenile garden dormice use torpor to grow

124

and fatten prior to hibernation: consequences for ageing processes // Proc. Biol. Sci. 2014. Vol. 281. P. 20141131.

94. Gladyshev E.A., Arkhipova I.R. A subtelomeric non-LTR retrotransposon Hebe in the bdelloid rotifer А^/ие^л vлgл is subject to inactivation by deletions but not 5' truncations // Mob. DNA. 2010. Vol. 1(1). P. 12.

95. Godwin R., Brown I., Montgomery S. et al. Telomere dynamics in the Sydney rock oyster (^лссоз^гел g/о^егл^л): an investigation into the effects of age, tissue type, location and time of sampling // Mar. Biol. 2012. Vol. 159. P. 77-86.

96. Gomes N.M., Ryder O.A., Houck M.L., Charter S.J., Walker W., Forsyth N.R., Austad S.N., Venditti C., Pagel M., Shay J.W., Wright W.E. Comparative biology of mammalian telomeres: hypotheses on ancestral states and the roles of telomeres in longevity determination // Aging Cell. 2011. Vol. 10, No. 5. P. 761-768.

97. Gopalakrishnan S., Cheung N.K., Yip B.W., Au D.W. Medaka fish exhibits longevity gender gap, a natural drop in estrogen and telomere shortening during aging: a unique model for studying sex-dependent longevity // Front. Zool. 2013. Vol. 10, No. 1. P. 78.

98. Gorbunova V., Hine C., Tian X., Ablaeva J., Gudkov A.V., Nevo E., Seluanov A. Cancer resistance in the blind mole rat is mediated by concerted necrotic cell death mechanism // PNAS. 2012. Vol. 109, No. 47. P.19392-19396.

99. Graakjaer J., Pascoe L., Der-Sarkissian H., Thomas G., Kolvra S., Christensen K., Londono-Vallejo J. The relative lengths of individual telomeres are defined in the zygote and strictly maintained during life // Aging Cell. 2004. Vol. 3. P. 97-102.

100. Gray K.E., Schiff M.A., Fitzpatrick A.L., Kimura M., Aviv A., Starr

J.R. Leukocyte telomere length and age at menopause // Epidemiology. 2014. Vol. 25(1). P. 139-146.

125

101. Greider C.W., Blackburn E.H. Identification of a specific telomere

terminal transferase activity in extracts // Cell. 1985. Vol. 43,

No. 2. P. 405-413.

102. Greider C.W. Regulating telomere length from the inside out: the replication fork model // Genes & Development. 2016. Vol. 30. P. 14831491.

103. Griffith J.D., Comeau L., Rosenfield S., Stansel R.M., Bianchi A., Moss H., de Lange T. Mammalian telomeres end in a large duplex loop // Cell. 1999. Vol. 97, No. 4. P. 503-514.

104. Gruber H., Schaible R., Ridgway I.D., Chow T.T., Held C., Philipp

E.E. Telomere-independent ageing in the longest-lived non-colonial animal, // Exp. Gerontol. 2014. Vol. 51. P. 38-45.

105. Guo X., Allen S.K.Jr. Sex and meiosis in autotetraploid Pacific oyster, Сгзллол^гез g/'g^s* (Thunberg) // Genome. 1997. Vol. 40, No. 3. P. 397-405.

106. Hall M., Nasir L., Daunt F., Gault E., Croxall J., Wanless S., Monaghan P. Telomere loss in relation to age and early environment in long-lived birds // Proc. Biol. Sci. 2004. Vol. 271, No. 1548. P. 1571-1576.

107. Hartmann N., Reichwald K., Lechel A., Graf M., Kirschner J., Dorn A., Terzibasi E., Wellner J., Platzer M., Rudolph K.L., Cellerino A., Englert C. Telomeres shorten while Tert expression increases during ageing of the short-lived fish ЛоАоАшисА/мл yArzer/ // Mech. Ageing Dev. 2009. Vol. 130, No. 5. P. 290-296.

108. Hatakeyama H., Nakamura K., Izumiyama-Shimomura N., Ishii A., Tsuchida S., Takubo K., Ishikawa N. The teleost Огухмл Аз^рел shows telomere shortening with age despite considerable telomerase activity throughout life // Mech. Dev. 2008. Vol. 129. P. 550-557.

109. Hatakeyama H., Yamazaki H., Nakamura K., Izumiyama-Shimomura N., Aida J., Suzuki H., Tsuchida S., Matsuura M., Takubo K., Ishikawa N. Telomere attrition and restoration in the normal teleost

126

Oryz/'йл A^t/pes are linked to growth rate and telomerase activity at each life stage // Aging (Albany NY). 2016. Vol. 8 (1). P. 62-76.

110. Haussmann M.F., Winkler D.W., Huntington C.E., Nisbet I.C., Vleck C.M. Telomerase activity is maintained throughout the lifespan of long-lived birds // Exp. Gerontol. 2007. Vol. 42, No. 7. P. 610-618.

111. Haussmann M.F., Winkler D.W., O'Reilly K., Huntington C.E., Nisbet I.C.T., Vleck C.M. Telomeres shorten more slowly in long-lived birds and mammals than in short-lived ones // Proc. R. Soc. Lond. 2003. Vol. 270. P. 1387-1392.

112. Haussmann M.F., Winkler D.W., Vleck C.M. Longer telomeres associated with higher survival in birds // Biol. Lett. 2005. Vol. 1, No. 2. P. 212-214.

113. Hijri M., Niculita H., Sanders I. Molecular characterization of chromosome termini of the arbuscular mycorrhizal fungus G/owMs /'иtrйrйJ/'сes (Glomeromycota) // Fungal Genetics and Biology. 2007. Vol. 44.P.1380-1386.

114. Hirai H., LoVerde P.T. Identification of the telomeres on SсA/'stosowй ^йилои/' chromosomes by FISH // J. Parasitol. 1996. Vol. 82, No. 3. P. 511-512.

115. Hockemeyer D., Collins K. Control of telomerase action at human telomeres // Nat. Struct. Mol. Biol. 2015. Vol. 22, No. 11. P. 848-852.

116. Horard B., Gilson E. Telomeric RNA enters the game // Nat. Cell. Biol. 2008. Vol. 10, No. 2. P. 113-115.

117. Horn T., Robertson B.C., Will M., Eason D.K., Elliott G.P., Gemmell N.J. Inheritance of telomere length in a bird // PLoS ONE. 2011. Vol. 6, No. 2. e17199.

118. Hrdlickova R., Nehyba J., Bose H.R.Jr. Alternatively spliced telomerase reverse transcriptase variants lacking telomerase activity stimulate cell proliferation // Mol. Cell. Biol. 2012. Vol. 32, No. 21. P. 4283-4296.

127

119. Huelsenbeck J., Ronquist F. MRBAYES: Bayesian inference of phylogenetic trees // Bioinformatics. 2001. Vol. 7, No. 8. P. 754-755.

120. Huzen J., Wong L., van Veldhuisen D.J., Samani N.J., Zwinderman A.H., Codd V., Cawthon R.M., Benus G.F., van der Horst I.C., Navis G., Bakker S.J., Gansevoort R.T., de Jong P.E., Hillege H.L., van Gilst W.H., de Boer R.A., van der Harst P. Telomere length loss due to smoking and metabolic traits // J. Intern. Med. 2014. Vol. 275, No. 2. P. 155-163.

121. Ijdo J.W., Wells R.A., Baldini A., Reeders S.T. Improved telomere detection using a telomere repeat probe (TTAGGG)n generated by PCR // Nucleic Acids Res. 1991. Vol. 19, No. 17. P. 4780.

122. Ingles E., Deakin J. Telomeres, species differences, and unusual telomeres in vertebrates: presenting challenges and opportunities to understanding telomere dynamics // AIMS Genetics. 2016. Vol. 3. P. 1-24.

123. Izzo C., Bertozzi T., Gillanders B.M., Donnellan S.C. Variation in telomere length of the common carp, Сург/имз слгр/о (Cyprinidae), in relation to body length // Copeia. 2014. Vol. 1. P. 87-94.

124. Javerzat J.P., Bhattacherjee V., Barreau C. Isolation of telomeric DNA from the filamentous fungus Ро^озрогл лизег/ил and construction of a self-replicating linear plasmid showing high transformation frequency // Nucleic Acids Res. 1993. Vol. 21, No. 3. P. 497-504.

125. Jeanclos E., Schork N.J., Kyvik K.O., Kimura M., Skurnick J.H., Aviv A. Telomere length inversely correlates with pulse pressure and is highly familial // Hypertension. 2000. Vol. 36, No. 2. P. 195-200.

126. Jemielity S., Kimura M., Parker K.M., Parker J.D., Cao X., Aviv A., Keller L. Short telomeres in short-lived males: what are the molecular and evolutionary causes? // Aging Cell. 2007. Vol. 6, No. 2. P. 225-233.

127. Jha A.N., Dominquez I., Balajee A.S., Hutchinson T.H., Dixon D.R., Natarajan A.T. Localization of a vertebrate telomeric sequence in the chromosomes of two marine worms (phylum Annelida: class Polychaeta) // Chromosome Res. 1995. Vol. 3, No. 8. P. 507-508.

128

128. Joffe B., Solovei I., Macgregor H. Ends of chromosomes in Po/yce/z-^еиим (Plathelminthes) have telomere repeat TTAGGG // Chromosome Res. 1996. Vol. 4. P. 323-324.

129. Joffe B., Solovei I., Macgregor H. Ordered arrangement and rearrangement of chromosomes during spermatogenesis in two species of planarians (Plathelminthes) // Chromosoma. 1998. Vol. 107, No. 3. P. 173183.

130. Kalmbach K., Robinson L.G. Jr., Wang F., Liu L., Keefe D. Telomere length reprogramming in embryos and stem cells // Biomed. Res. Int. 2014. Vol. 2014. P. 925121.

131. Kannan S., Tahara H., Yokozaki H., Mathew B., Nalinakumari K.R., Nair M.K., Tahara E. Telomerase activity in premalignant and malignant lesions of human oral mucosa // Cancer Epidemiol Biomarkers Prev. 1997. Vol. 6, No. 6. P. 413-420.

132. Kiesling T., Wilkinson E., Rabalais J., Ortner P., McCabe M., Fell J. Rapid identification of adult and naupliar stages of copepods using DNA hybridization methodology // Mar. Biotechnol. (NY). 2002. Vol. 4, No. 1. P. 30-39.

133. Kim E.B., Fang X., Fushan A., Huang Z., Lobanov A., Han L., Marino S., Sun X., Turanov A., Yang P., Yim S., Zhao X., Kasaikina M., Stoletzki N., Peng C., Polak P., Xiong Z., Kiezun A., Zhu Y., Chen Y., Kryukov G., Zhang Q., Peshkin L., Yang L., Bronson R., Buffenstein R., Wang B., Han C., Li Q., Chen L., Zhao W., Sunyaev S., Park T., Zhang G., Wang J., Gladyshev V. Genome sequencing reveals insights into physiology and longevity of the naked mole rat // Nature. 2011. Vol. 479. P. 223-227.

134. Kim N.W., Piatyszek M.A., Prowse K.R., Harley C.B., West M.D., Ho P.L., Coviello G.M., Wright W.E., Weinrich S.L., Shay J.W. Specific association of human telomerase activity with immortal cells and cancer // Science. 1994. Vol. 266, No. 5193. P. 2011-2015.

129

135. Kim N., Wu F. Advances in quantification and characterization of telomerase activity by the telomeric repeat amplification protocol (TRAP) // Nucleic Acids Research. 1997. Vol. 25. P. 2595-2597.

136. Kipling D., Cooke H.J. Hypervariable ultra-long telomeres in mice // Nature. 1990. Vol. 347, No. 6291. P. 400-402.

137. Kitahara M.V., Cairns S.D., Stolarski J., Blair D., Miller D.J. A comprehensive phylogenetic analysis of the Scleractinia (Cnidaria, Anthozoa) based on mitochondrial CO1 sequence data // PLoS ONE. 2010. Vol. 5, No. 7. e11490.

138. Klobutcher L.A., Swanton M.T., Donini P., Prescott D.M. All genesized DNA molecules in four species of hypotrichs have the same terminal sequence and an unusual 3' terminus // PNAS. 1981. Vol. 78, No. 5. P. 3015-3019.

139. Koene J.M. Sex determination and gender expression: reproductive investment in snails // Mol. Reprod. Dev. 2017. Vol. 84. P. 132-143.

140. Kotrschal A., Ilmonen P., Penn D.J. Stress impacts telomere dynamics // Biol. Lett. 2007. Vol. 3, No. 2. P. 128-130.

141. Koziol C., Borojevic R., Steffen R., Muller W.E. Sponges (Porifera) model systems to study the shift from immortal to senescent somatic cells: the telomerase activity in somatic cells // Mech. Ageing Dev. 1998. Vol. 100, No. 2. P. 107-120.

142. Kreiter M., Irion V., Ward J., Morin G. The fidelity of human telomerase // Nucleic Acids Symp Ser. 1995. Vol. 33. P. 137-139.

143. Kyo S., Takakura M., Kanaya T., Zhuo W., Fujimoto K., Nishio Y., Orimo A., Inoue M. Estrogen activates telomerase // Cancer Res. 1999. Vol. 59, No. 23. P. 5917-5921.

144. Laird D.J., Weissman I.L. Telomerase maintained in self-renewing tissues during serial regeneration of the urochordate Rotry//Ms sс^/osser/' // Dev. Biol. 2004. Vol. 273, No. 2. P. 185-194.

130

145. Lang G.H., Wang Y., Nomura N., Matsumura M. Detection of telomerase activity in tissues and primary cultured lymphoid cells of Реиземл уорои/смл // Mar. Biotechnol. (NY). 2004. Vol. 6, No. 4. P. 347354.

146. Lansdorp P.M., Verwoerd N.P., van de Rijke F.M., Dragowska V., Little M.T., Dirks R.W., Raap A.K., Tanke H.J. Heterogeneity in telomere length of human chromosomes // Hum. Mol. Genet. 1996. Vol. 5, No. 5. P. 685-691.

147. Lejnine S., Makarov V.L., Langmore J.P. Conserved nucleoprotein structure at the ends of vertebrate and invertebrate chromosomes // PNAS. 1995. Vol. 92, No. 6. P. 2393-2397.

148. Levy M.Z., Allsopp R.C., Futcher A.B., Greider C.W., Harley C.B. Telomere end-replication problem and cell aging // J. Mol. Biol. 1992. Vol. 225, No. 4. P. 951-960.

149. Lewin N., Treidel L.A., Holekamp K.E., Place N.J., Haussmann M.F. Socioecological variables predict telomere length in wild spotted hyenas // Biol. Lett. 2015. Vol. 11, No. 2. P. 20140991.

150. Li J.S., Miralles Fuste J., Simavorian T., Bartocci C., Tsai J., Karlseder J., Lazzerini Denchi E. TZAP: a telomere-associated protein involved in telomere length control // Science. 2017. Vol. 355(6325). P. 638-641.

151. Linger B.R., Price C.M. Conservation of telomere protein complexes: shuffling through evolution // Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 2009. Vol. 44, No. 6. P. 434-446.

152. Lipman R., Galecki A., Burke D.T., Miller R.A. Genetic loci that influence cause of death in a heterogeneous mouse stock // J. Gerontol. A Biol. Sci. Med. Sci. 2004. Vol. 59. P. 977-983.

153. Liu J., Baykal A., Fung K.M., Thompson-Lanza J.A., Hoque A., Lippman S.M., Sahin A. Human telomerase reverse transcriptase mRNA is

131

highly expressed in normal breast tissues and down-regulated in ductal carcinoma /и з/7м // Int. J. Oncol. 2004. Vol. 24, No. 4. P. 879-884.

154. Liu Y., Tarsounas M., O'Regan P., West S.C. Role of RAD51C and XRCC3 in genetic recombination and DNA repair // J. Biol. Chem. 2007. Vol. 282. P. 1973-1979.

155. Liu Y., Wu B.Q., Zhong H.H., Xu M.L., Fang W.G. Detection of telomerase activity in cultured cells and tumor tissue of lung carcinoma by modified telomeric repeat amplification protocol // Pathol. Int. 2010. Vol. 60, No. 5. P. 386-394.

156. Lobetti-Bodoni C., Bernocco E., Genuardi E., Boccadoro M., Ladetto M. Telomeres and telomerase in normal and malignant B-cells // Hematol. Oncol. 2010. Vol. 28, No. 4. P. 157-167.

157. Lorite P. Conservation of (TTAGG) (n) telomeric sequences among ants (Hymenoptera, Formicidae) // J. Hered. 2002. Vol. 93. P. 282-285.

158. Luke B., Lingner J. TERRA: telomeric repeat-containing RNA // EMBO J. 2009. Vol. 28, No. 17. P. 2503-2510.

159. Magnenat L., Tobler H., Muller F. Developmentally regulated telomerase activity is correlated with chromosomal healing during chromatin diminution in Азслг/з зм^ // Mol. Cell. Biol. 1999. Vol. 19, No. 5. P. 3457-3465.

160. Malkova А., Ira G. Break-induced replication: functions and molecular mechanism // Current opinion in genetics & development. 2013. Vol. 23, No. 3. P. 271-279.

161. Marcand S., Brevet V., Gilson E. Progressive cis-inhibition of telomerase upon telomere elongation // EMBO J. 1999. Vol. 18, No. 12. P. 3509-3519.

162. Masutomi K., Yu E.Y., Khurts S., Ben-Porath I., Currier J.L., Metz G.B., Brooks M.W., Kaneko S., Murakami S., DeCaprio J.A., Weinberg R.A., Stewart S.A., Hahn W.C. Telomerase maintains telomere structure in normal human cells // Cell. 2003. Vol. 114, No. 2. P. 241-253.

132

163. Maximova N., Koroleva A., Sitnikova T., Khanaev I., Bukin Yu., Kirilchik S. Age dynamics of telomere length of Baikal gastropods is sex specific and multidirectional // Folia Biologica (Krakow). 2017. Vol. 65, No. 4. P. 187-197.

164. McClintock B. The stability of broken ends of chromosomes in ZeA wAysAc^spAse // Genetics. 1941. Vol. 41. P. 234-282.

165. McEachern M., Hicks J. Unusually large telomeric repeats in the yeast СлиААл лА/'слил // Mol. Cell. Biol. 1993. Vol. 13(1). P. 551-560.

166. McLennan D., Armstrong J.D., Stewart D.C., Mckelvey S., Boner W., Monaghan P., Metcalfe N.B. Interactions between parental traits, environmental harshness and growth rate in determining telomere length in wild juvenile salmon // Mol. Ecol. 2016. Vol. 25. P. 5425-5438.

167. Meyne J., Ratliff R.L., Moyzis R.K. Conservation of the human telomere sequence (TTAGGG)n among vertebrates // PNAS. 1989. Vol. 86, No. 18. P. 7049-7053.

168. Moyzis R.K., Buckingham J.M., Cram L.S., Dani M., Deaven L.L., Jones M.D., Meyne J., Ratliff R.L., Wu J.R. A highly conserved repetitive DNA sequence, (TTAGGG)n, present at the telomeres of human chromosomes // PNAS. 1988. Vol. 85, No. 18. P. 6622-6626.

169. Mozdy A.D., Cech T.R. Low abundance of telomerase in yeast: implications for telomerase haploinsufficiency // RNA. 2006. Vol. 12. P. 1721-1737.

170. Muller F., Wicky C., Spicher A., Tobler H. New telomere formation

after developmentally regulated chromosomal breakage during the process of chromatin diminution in /Mw^rz'cozAes // Cell. 1991. Vol. 67, No.

4. P. 815-822.

171. Muller H. J. The remaking of chromosomes // Collecting Net. 1938. Vol. 8. P. 182-195.

133

172. Mukherjee M., Brouilette S., Stevens S., Shetty K.R., Samani N.J. Association of shorter telomeres with coronary artery disease in Indian subjects // Heart. 2009. Vol. 95, No. 8. P. 669-673.

173. Munoz-Jordan J.L., Cross G.A., de Lange T., Griffith J.D. t-loops at trypanosome telomeres // EMBO J. 2001. Vol. 20, No. 3. P. 579-588.

174. Mu Y., Ren L., Xun Z., Zhang D., Song H., Lu H., Li F., Liu D. Sex-and season-dependent differences in telomere length and telomerase activity in the leaves of ash and willow // Springerplus. 2014. Vol. 3. P. 163.

175. Nakajima T., Nakai K. Lake Biwa: speciation in ancient lakes // Arch. Hydrobiol. Beih. Ergebn. Limnol. 1994. Vol. 44. P. 43-54.

176. Nomoto Y., Hirai M., Ueshima R. Cloning of molluscan telomere DNA with (TTAGGG)n repeat and its chromosomal location in the freshwater snail Rr^we/^M ^^e/' // Zool. Sci. 2001. Vol. 18. P. 417422.

177. Oikawa S., Kawanishi S. Site-specific DNA damage at GGG sequence by oxidative stress may accelerate telomere shortening // FEBS Lett. 1999. Vol. 453, No. 3. P. 365-368.

178. O'Flatharta C., Leader M., Kay E., Flint S.R., Toner M., Robertson W., Mabruk M.J.E.M.F. Telomerase activity detected in oral lichen planus by RNA /и s/tM hybridisation: not a marker for malignant transformation // J. Clin. Pathol. 2002. Vol. 55. P. 602-607.

179. Ohki R., Tsurimoto T., Ishikawa F. /и r/'tro reconstitution of the end replication problem // Mol. Cell. Biol. 2001. Vol. 21, No. 17. P. 57535766.

180. Ojimi M., Isomura N., Hidaka M. Telomerase activity is not related to life history stage in the jellyfish Cйss/'opeй sp. // Comp. Biochem. Physiol. A Mol. Integr. Physiol. 2009. Vol. 152, No. 2. P. 240-244.

134

181. Oka Y., Shiota S., Nakai S., Nishida Y., Okubo S. Inverted terminal

repeat sequence in the macronuclear DNA of STy/оиус^м //

Gene. 1980. Vol. 10, No. 4. P. 301-306.

182. Okazaki S., Tsuchida K., Maekawa H., Ishikawa H., Fujiwara H.

Identification of a pentanucleotide telomeric sequence, (TTAGG)n, in the silkworm woh and in other insects // Mol. Cell. Biol. 1993. Vol.

13, No. 3. P. 1424-1432.

183. Okuda K., Bardeguez A., Gardner J.P., Rodriguez P., Ganesh V., Kimura M., Skurnick J., Awad G., Aviv A. Telomere length in the newborn // Pediatr. Res. 2002. Vol. 52, No. 3. P. 377-381.

184. Olovnikov AM. A theory of marginotomy. The incomplete copying of template margin in enzymic synthesis of polynucleotides and biological significance of the phenomenon // J. Theor. Biol. 1973. Vol. 41(1). P. 181190.

185. Olsson M., Pauliny A., Wapstra E., Uller T., Schwartz T., Miller E., Blomqvist D. Sexual differences in telomere selection in the wild // Mol. Ecol. 2011. Vol. 20, No. 10. P. 2085-2099.

186. Olsson M., Wapstra E., Friesen C.R. Evolutionary ecology of telomeres: a review // Ann. N. Y. Acad. Sci. 2017. P. 1-24.

187. Opresko P.L., Fan J., Danzy S., Wilson D.M. 3rd, Bohr V.A. Oxidative damage in telomeric DNA disrupts recognition by TRF1 and TRF2 // Nucleic Acids Res. 2005. Vol. 33, No. 4. P. 1230-1239.

188. Osanai-Futahashi M., Fujiwara H. Coevolution of telomeric repeats and telomeric repeat-specific non-LTR retrotransposons in insects // Mol. Biol. Evol. 2011. Vol. 28, No. 11. P. 2983-2986.

189. Owen R., Sarkis S., Bodnar A. Developmental pattern of telomerase

expression in the sand scallop, Емуо/л // Invertebr. Biol. 2007. Vol.

126. P. 40-45.

135

190. Ozturk S., Sozen B., Demir N. Telomere length and telomerase activity during oocyte maturation and early embryo development in mammalian species // Mol. Hum. Reprod. 2014. Vol. 20(1). P. 15-30.

191. Ozturk S. Telomerase activity and telomere length in male germ cells // Biol. Reprod. 2015. Vol. 92, No. 2. P. 53.

192. Paitz R.T., Haussmann M.F., Bowden R.M., Janzen F.J., Vleck C.M. Long telomeres may minimize the effect of aging in the Painted Turtle // Integrative and Comparative Biology. 2004. Vol. 44. P. 617.

193. Palm W., de Lange T. How shelterin protects mammalian telomeres // Annu. Rev. Genet. 2008. Vol. 42. P. 301-334.

194. Pardue M.L., DeBaryshe P.G. Огозор^/'/л telomeres: a variation on the telomerase theme // Fly (Austin). 2008. Vol. 2, No. 3. P. 101-110.

195. Passos J.F., Saretzki G., von Zglinicki T. DNA damage in telomeres and mitochondria during cellular senescence: is there a connection? // Nucleic Acids Res. 2007. Vol. 35, No. 22. P. 7505-7513.

196. Pauliny A., Larsson K., Blomqvist D. Telomere dynamics in a long-lived bird, the barnacle goose // BMC Evol. Biol. 2012. Vol. 12. P. 257.

197. Petracek M., Lefebvre P., Silflow C., Berman J. С^/л^у^о^оилз telomere sequences are A+T-rich but contain three consecutive G-C base pairs // PNAS. 1990. Vol. 87, No. 21. P. 8222-8226.

198. Pfaffl M. A new mathematical model for relative quantification in real-time RT-PCR // Nucleic Acids Res. 2001. Vol. 29. P. e45.

199. Pickett H.A., Henson J.D., Au A.Y., Neumann A.A., Reddel R.R. Normal mammalian cells negatively regulate telomere length by telomere trimming // Hum. Mol. Genet. 2011. Vol. 20, No. 23. P. 4684-4692.

200. Pickett H.A., Reddel R.R. The role of telomere trimming in normal telomere length dynamics // Cell Cycle. 2012. Vol. 11, No. 7. P. 13091315.

201. Plohl M., Prats E., Martinez-Lage A., Gonzalez-Tizon A., Mendez J., Cornudella L. Telomeric localization of the vertebrate-type hexamer repeat,

136

(TTAGGG)n, in the wedgeshell clam DoMAx ^гмисм/м- and other marine invertebrate genomes // J. Biol. Chem. 2002. Vol. 277, No. 22. P. 1983919846.

202. Powell W.A., Kistler H.C. /и vzvo rearrangement of foreign DNA by FMSAr/Mw oxysporMw produces linear self-replicating plasmids // J. Bacteriol. 1990. Vol. 172, No. 6. P. 3163-3171.

203. Rabeling C., Brown J.M., Verhaagh M. Newly discovered sister lineage sheds light on early ant evolution // PNAS. 2008. Vol. 105, No. 39. P.14913-14917.

204. Raffa G.D., Ciapponi L., Cenci G., Gatti M. Terminin: a protein complex that mediates epigenetic maintenance of DrosopWA telomeres // Nucleus. 2011. Vol. 2, No. 5. P. 383-391.

205. Rehkopf D., Dow W., Rosero-Bixby L., Lin J., Epel E., Blackburn E. Seasonal variation of peripheral blood leukocyte telomere length in Costa Rica: a population based observational study // Am. J. Hum. Biol. 2014. Vol. 26, No. 3. P. 367-375.

206. Rezende-Teixeira P., Siviero F., Brandao A.S., Santelli R.V., Machado-Santelli G.M. Molecular characterization of a retrotransposon in the ^yMc^oscz'ArA Awerz'cAMA genome and its association with telomere // Chromosome Res. 2008. Vol. 16, No. 5. P. 729-742.

207. Rhodes D., Lipps H.J. G-quadruplexes and their regulatory roles in biology // Nucleic Acids Res. 2015. Vol. 43, No. 18. P. 8627-8637.

208. Richards E.J., Ausubel F.M. Isolation of a higher eukaryotic telomere from ^rA^z'Jopsz's ^A/z'AMA // Cell. 1988. Vol. 53(1). P. 127-136.

209. Richards E.J., Chao S., Vongs A., Yang J. Characterization of ^rA^z'Jopsz's ^A/z'AMA telomeres isolated in yeast // Nucleic Acids Res. 1992. Vol. 20, No. 15. P. 4039-4046.

210. Riutort M., Alvarez-Presas M., Lazaro E., Sola E., Paps J. Evolutionary history of the Tricladida and the Platyhelminthes: an up-to-

137

date phylogenetic and systematic account // Int. J. Dev. Biol. 2012. Vol. 56, Iss. 1-3. P. 5-17.

211. Robertson H.M. Simple telomeres in a simple animal: absence of subtelomeric repeat regions in the placozoan Тһс^ор/йх й^йereиs // Genetics. 2009. Vol. 181(1). P. 323-325.

212. Rochette P.J., Brash D.E. Human telomeres are hypersensitive to UV-induced DNA damage and refractory to repair // PLoS Genet. 2010. Vol. 6, No. 4. e1000926.

213. Rollings N., Uhrig E.J., Krohmer R.W., Waye H.L., Mason R.T., Olsson M., Whittington C.M., Friesen C.R.. Age-related sex differences in body condition and telomere dynamics of red-sided garter snakes // Proc. Biol. Sci. 2017. Vol. 284, No. 1852. P. 20162146.

214. Rubiano C.C., Wasserman M. Detection of telomerase activity in P^swoJ/Mw ^/c/^rMw using a nonradioactive method // Mem. Inst. Oswaldo Cruz. 2003. Vol. 98, No. 5. P. 693-695.

215. Sahara K., Marec F., Traut W. TTAGG telomeric repeats in chromosomes of some insects and other arthropods // Chromosome Res. 1999. Vol. 7, No. 6. P. 449-460.

216. Saiga H., Edstrom J.E. Long tandem arrays of complex repeat units in C^/'roMowMs telomeres // EMBO J. 1985. Vol. 4, No. 3. P. 799-804.

217. Salomons H.M., Mulder G.A., van de Zande L., Haussmann M.F., Linskens M.H., Verhulst S. Telomere shortening and survival in free-living corvids // Proc. Biol. Sci. 2009. Vol. 276, No. 1670. P. 3157-3165.

218. Sambrook J., Fritsch E., Maniatis T. Molecular Cloning: a laboratory manual. 2d ed. New York: Cold Spring Harbor, 1989. 1659 p.

219. Sanguinetti C.J., Neto E.D., Simpson A.J.G. Rapid silver staining and recovery of PCR products separated on polyacrylamide gels // Biotechniques. 1994. Vol. 7. P. 210-214.

220. Santos J.H., Meyer J.N., Van Houten B. Mitochondrial localization of telomerase as a determinant for hydrogen peroxide-induced

138

mitochondrial DNA damage and apoptosis // Hum. Mol. Genet. 2006. Vol. 15.P.1757-1768.

221. Schultner J., Moe B., Chastel O., Bech C., Kitaysky A. Migration and stress during reproduction govern telomere dynamics in a seabird. Biol. Lett. 2014. Vol. 10(1). P. 20130889.

222. Scott N., Haussmann M., Elsey R., Trosclair P., Vleck C. Telomere length shortens with body length in А///^л^ог w/зз/зз/рр/еиз/з // Southeastern Naturalist. 2006. Vol. 5, No. 4. P. 685-692.

223. Seluanov A., Chen Z., Hine C., Sasahara T., Ribeiro A., Catania

K.C., Presgraves D.C., Gorbunova V. Telomerase activity coevolves with body mass not lifespan // Aging Cell. 2007. Vol. 6(1). P. 45-52.

224. Servant G., Deininger P. Insertion of retrotransposons at chromosome ends: adaptive response to chromosome maintenance // Front. Genet. 2016. Vol. 6. P. 358.

225. Shalev I., Entringer S., Wadhwa P.D., Wolkowitz O.M., Puterman E., Lin J., Epel E.S. Stress and telomere biology: a lifespan perspective // Psychoneuroendocrinology. 2013. Vol. 38, No. 9. P. 1835-1842.

226. Shampay J., Szostak J., Blackburn E. DNA sequences of telomeres maintained in yeast // Nature. 1984. Vol. 310, No. 5973. P. 154-157.

227. Shay J.W., Wright W.E. Telomeres and telomerase in normal and cancer stem cells // FEBS Lett. 2010. Vol. 584, No. 17. P. 3819-3825.

228. Simon N., Smoller J., McNamara K., Maser R., Zalta A., Pollack M.H., Nierenberg A.A., Fava M., Wong K.K. Telomere shortening and mood disorders: preliminary support for a chronic stress model of accelerated aging // Biol. Psychiatry. 2006. Vol. 60, No. 5. P. 432-435.

229. Sinclair C.S., Richmond R.H., Ostrander G.K. Characterization of the telomere regions of scleractinian coral, Асгорогл змгсм/озл // Genetica. 2007. Vol. 129, No. 3. P. 227-233.

139

230. Skold H.N., Asplund M.E., Wood C.A., Bishop J.D. Telomerase deficiency in a colonial ascidian after prolonged asexual propagation // J. Exp. Zool. B Mol. Dev. Evol. 2011. Vol. 316, No. 4. P. 276-283.

231. Slijepcevic P. Mechanisms of the evolutionary chromosome plasticity: integrating the 'centromere-from-telomere' hypothesis with telomere length regulation // Cytogenet. Genome Res. 2016. Vol. 148, No.

4. P. 268-278.

232. Song H., Liu D., Chen X., Ying Z., Zhang B., Li F., Lu H. Change of

season-specific telomere lengths in G/M^go L. // Mol. Biol. Rep.

2010. Vol. 37, No. 2. P. 819-824.

233. Sosnowska D., Richardson C., Sonntag W. Csiszar A., Ungvari Z., Ridgway I. A heart that beats for 500 years: age-related changes in cardiac proteasome activity, oxidative protein damage and expression of heat shock proteins, inflammatory factors, and mitochondrial complexes in /л/зи^/сй, the longest-living non-colonial animal // J. Gerontol. A. Biol. Sci. Med. Sci. 2014. Vol. 69, No. 12. P. 1448-1461.

234. Steinert S., White D.M., Zou Y., Shay J.W., Wright W.E. Telomere biology and cellular aging in nonhuman primate cells // Exp. Cell. Res. 2002. Vol. 272, No. 2. P. 146-152.

235. Stindl R. Is telomere erosion a mechanism of species extinction? // J. Exp. Zool. B Mol. Dev. Evol. 2004. Vol. 302, No. 2. P. 111-120.

236. Sudyka J., Arct A., Drobniak S., Dubiec A., Gustafsson L., Cichon M. Experimentally increased reproductive effort alters telomere length in the blue tit (СузиЛел сзегм/емл) // J. Evol. Biol. 2014. Vol. 27, No. 10. P. 2258-2264.

237. Sugio M., Yoshida-Noro C., Ozawa K., Tochinai S. Stem cells in asexual reproduction of Еис^шемл уороиеил/л (Oligochaeta, Annelid): proliferation and migration of neoblasts // Dev. Growth Differ. 2012. Vol. 54, No. 4. P. 439-450.

140

238. Sykorova E., Fajkus J. Structure-function relationships in telomerase genes // Biol. Cell. 2009. Vol. 101. P. 375-392.

239. Takubo K., Aida J., Izumiyama-Shimomura N., Ishikawa N., Sawabe M., Kurabayashi R., Shiraishi H., Arai T., Nakamura K. Changes of telomere length with aging // Geriatr. Gerontol. Int. 2010. Vol. 10. P. 197206.

240. Tamura K., Stecher G., Peterson D., Filipski A., Kumar S. MEGA6: Molecular Evolutionary Genetics Analysis version 6.0 // Mol. Biol. Evol.

2013. Vol. 30. P. 2725-2729.

241. Tan T., Rahman R., Jaber-Hijazi F., Felix D.A., Chen C., Louis E.J., Aboobaker A. Telomere maintenance and telomerase activity are differentially regulated in asexual and sexual worms // PNAS. 2012. Vol. 109, No. 11. P. 4209-4214.

242. Tasaka K., Yokoyama N., Nodono H., Hoshi M., Matsumoto M. Innate sexuality determines the mechanisms of telomere maintenance // Int. J. Dev. Biol. 2013. Vol. 57, No. 1. P. 69-72.

243. Teixeira M.T., Arneric M., Sperisen P., Lingner J. Telomere length homeostasis is achieved via a switch between telomerase- extendible and -nonextendible states // Cell. 2004. Vol. 117, No. 3. P. 323-335.

244. Thompson J., Higgins D., Gibson T. CLUSTAL W: improving the sensitivity of progressive multiple sequence alignment through sequence weighting, position-specific gap penalties and weight matrix choice // Nucleic Acids Res. 1994. Vol. 22. P. 4673-4680.

245. Tomlinson R.L., Ziegler T.D., Supakorndej T., Terns R.M., Terns M.P. Cell cycle-regulated trafficking of human telomerase to telomeres // Mol. Biol. Cell. 2006. Vol. 17, No. 2. P. 955-965.

246. Traut W., Szczepanowski M., Vitkova M., Opitz C., Marec F., Zrzavy J. The telomere repeat motif of basal Metazoa // Chromosome Res. 2007. Vol. 15, No. 3. P. 371-382.

141

247. Turbill C., Bieber C., Ruf T. Hibernation is associated with increased survival and the evolution of slow life histories among mammals // Proc. Biol. Sci. 2011. Vol. 278. P. 3355-3363.

248. Turbill C., Ruf T., Smith S., Bieber C. Seasonal variation in telomere length of a hibernating rodent // Biol. Lett. 2013. Vol. 9, No. 2. P. 20121095.

249. Turbill C., Smith S., Deimel C., Ruf T. Daily torpor is associated with telomere length change over winter in Djungarian hamsters // Biol. Lett. 2012. Vol. 8, No. 2. P. 304-307.

250. Ujvari B., Madsen T. Short telomeres in hatchling snakes: erythrocyte telomere dynamics and longevity in tropical pythons // PLoS ONE. 2009. Vol. 4, No. 10. e7493.

251. Ungar L., Yosef N., Sela Y., Sharan R., Ruppin E., Kupiec M. A genome-wide screen for essential yeast genes that affect telomere length maintenance // Nucleic Acids Research. 2009. Vol. 37, No. 12. P. 38403849.

252. Vaziri H., Benchimol S. Reconstitution of telomerase activity in normal human cells leads to elongation of telomeres and extended replicative life span // Curr. Biol. 1998. Vol. 8, No. 5. P. 279-282.

253. Vermeesch J.R., Price C.M. Telomeric DNA sequence and structure following de novo telomere synthesis in EMp/oe crAssMs // Mol. Cell. Biol. 1994. Vol. 14, No. 1. P. 554-566.

254. Villasante A., Abad J.P., Planello R., Mendez-Lago M., Celniker

S.E., de Pablos B. DrosopWA telomeric retrotransposons derived from an ancestral element that was recruited to replace telomerase // Genome Res. 2007. Vol. 17, No. 12. P. 1909-1918.

255. Vitkova M1, Kral J, Traut W, Zrzavy J, Marec F. The evolutionary origin of insect telomeric repeats, (TTAGG)n // Chromosome Res. 2005. Vol. 13, No. 2. P. 145-156.

142

256. Vitturi R., Gianguzza P., Colomba M., Jensen K.R., Riggio S. Cytogenetics in the sacoglossan Олуиое о//глсел (Mollusca: Opisthobranchia): karyotype, chromosome banding and fluorescent in situ hybridization // Marine Biology. 2000. Vol. 137, No. 4. P. 577-582.

257. Vulliamy T., Marrone A., Szydlo R., Walne A., Mason P.J., Dokal I. Disease anticipation is associated with progressive telomere shortening in families with dyskeratosis congenita due to mutations in TERC // Nat. Genet. 2004. Vol. 36, No. 5. P. 447-449.

258. Wanamaker A.D., Heinemeier J., Scourse J.D., Richardson C.A., Butler P.G., Eiriksson J., Knudsen K.L. Very long-lived molluscs confirm 17th century AD tephra-based radiocarbon reservoir ages for north Icelandic shelf waters // Radiocarbon. 2008. Vol. 50, No. 3. P. 399-412.

259. Wang C., Zhao L., Lu S. Role of TERRA in the regulation of telomere length // Int. J. Biol. Sci. 2015. Vol. 11, No. 3. P. 316-323.

260. Wang J., Guo X.M. Chromosomal mapping of the vertebrate telomere sequence (TTAGGG)n in four bivalve Molluscs by fluorescence /и з/7м hybridization // Journal of Shellfish Research. 2001. Vol. 20. P. 1187-1190.

261. Wang L., McAllan B.M., He G. Telomerase activity in the bats Н/рроз/^егоз лг^/^ег and ^омзе^^мз /езс^еилм/^/л // Biochemistry (Mosc).

2011. Vo. 76, No. 9. P. 1017-1021.

262. Watson J.D. Origin of concatemeric T7 DNA // Nat. New Biol. 1972. Vol. 239, No. 94. P. 197-201.

263. Watson R., Bird E., Underwood S., Wilbourn R., Fairlie J., Watt K., Salvo-Chirnside E., Pilkington J., Pemberton J., McNeilly T., Froy H., Nussey D. Sex differences in leucocyte telomere length in a free-living mammal // Mol. Ecol. 2017. Vol. 26, No. 12. P. 3230- 3240.

264. Weber B., Collins C., Robbins C., Magenis R.E., Delaney A.D., Gray J.W., Hayden M.R. Characterization and organization of DNA

143

sequences adjacent to the human telomere associated repeat (TTAGGG)n // Nucleic Acids Res. 1990. Vol. 18, No. 11. P. 3353-3361.

265. Wege H., Chui M.S., Le H.T., Tran J.M., Zern M.A. SYBR Green real-time telomeric repeat amplification protocol for the rapid quantification of telomerase activity // Nucleic Acids Res. 2003. Vol. 31, No. 2. E3-3.

266. Wellinger R., Sen D. The DNA structures at the ends of eukaryotic chromosomes // Eur. J. Cancer. 1997. Vol. 33, No. 5. P. 735-749.

267. Wise J.L., Crout R.J., McNeil D.W., Weyant R.J., Marazita M.L., Wenger S.L. Human telomere length correlates to the size of the associated chromosome arm // PLoS ONE. 2009. Vol. 4, No. 6. e6013.

268. White C.R., Kearney M.R. Determinants of inter-specific variation in basal metabolic rate // J. Comp. Physiol. B. 2013. Vol. 183(1). P. 1-26.

269. Wright W.E., Tesmer V.M., Huffman K.E., Levene S.D., Shay J.W. Normal human chromosomes have long G-rich telomeric overhangs at one end // Genes Dev. 1997. Vol. 11, No. 21. P. 2801-2809.

270. Wu L., Multani A., He H., Cosme-Blanco W., Deng Y., Deng J., Bachilo O., Pathak S., Tahara H., Bailey S., Deng Y., Behringer R., Chang S. Pot1 deficiency initiates DNA damage checkpoint activation and aberrant homologous recombination at telomeres // Cell. 2006. Vol. 126(1). P. 49-62.

271. Xi L., Cech T.R. Inventory of telomerase components in human cells reveals multiple subpopulations of hTR and hTERT // Nucleic Acids Res.

2014. Vol. 42. P. 8565-8577.

272. Xin H., Liu D., Songyang Z. The telosome/shelterin complex and its functions // Genome Biol. 2008. Vol. 9, No. 9. P. 232.

273. Yamada T. Devising a new apparatus for long-period culture of freshwater planarians, with special reference to the life-history of Japanese three species // Biol. Inland Waters. 1984. Vol. 3. P. 28-38.

144

274. Yin B., Jiang X. Telomere shortening in cultured human dermal fibroblasts is associated with acute photodamage induced by UVA irradiation // Postepy Dermatol. Alergol. 2013. Vol. 30(1). P. 13-18.

275. Youngren K., Jeanclos E., Aviv H., Kimura M., Stock J., Hanna M., Skurnick J., Bardeguez A., Aviv A. Synchrony in telomere length of the human fetus // Hum. Genet. 1998. Vol. 102, No. 6. P. 640-643.

276. Zadesenets K.S., Katokhin A.V., Mordvinov V.A., Rubtsov N.B. Telomeric DNA in chromosomes of five opisthorchid species // Parasitol. Int. 2012. Vol. 61(1). P. 81-83.

277. Zakian V.A. Telomeres: beginning to understand the end // Science. 1995. Vol. 270, No. 5242. P. 1601-1607.

278. Zaytseva E., Mizandrontsev I., Timoshkin O. Postembryonic

development and growth dynamics of gM?W^ (Gerstfeldt, 1858)

(Plathelminthes): first report on the life history of endemic Tricladida from Lake Baikal // Hydrobiologia. 2006. Vol. 568(S). P. 239-245.

279. Zielke S., Bodnar A. Telomeres and telomerase activity in

scleractinian corals and spp. // Biol. Bull. 2010. Vol. 218,

No. 2. P. 113-121.

145

ПРИЛОЖЕНИЕ 1

C'/77/9J77/77J/9t/, ЭлМИЙ, Эми<7Л7МД*<7 /ИелОТМб^ИОМ Д7Ж* М ЛА'/777/Г?//7)6777Ь /77С.77).1/С/9Л?Ь/ J?

Э)'А'Л/97/7)/77 770 .77//77О/9Л/77)'/9//Ь7.1/ ЭОИИМЛ7

А. Структура теломерной ДНК в свете филогении эукариот

водоросли

Cnrptomonadea

Криптооснадь^

Arcnae-ptastida

СИо'о?һу1з

Зеленее водоросли

TTAGGG

TTAGGG

TTTGGG

TTAGGG

TAGGG

TTAGGG

TTAGGG

TTAGGG

(T)1-2(A)1-2(G)3

TTAGGG,TTAGG,TTAGGC,TTGCA,nt TTAGGG

Н.С.П.

TTAGGG,TTGTGG,TTA(G)5,TTTAGGG и др. TTAGGG

TTAGGG (T)2-4(G)3-4 TTTAGGG TTTCGGG TTTAGGG

(T)2(T/C)(T)1 -2(A)(G)2-3

TTAGG ,

TTAGGG <

TTTAGGG ]

TTAGGG ]

TTAGGG ?

TTAGGG '

TTTAGGG

TTAGGG

TTTAGGG

TTTAGGG

TTAGGG

AAT(G)6, TTTATT{T)AGGG

??? ,

??? &МИ

???

TTAGGG ?

Euglenophyceae Kinetoplastida Heterdobosea Jakobida Fornicata Malawimortadida Lobosea Myxogastria Dictyostelida Metazoa ChoanoHagetlata Microsporidia Fungi Haptophyta Rhizaria Ciliata i

Dinoflagellata Perkisea Chromarida Apicomplexa I Labyrinthuiida Opaiinata Oomycetes Bacillariophyceae Eustigmatophyceae Peiagophyceae Xanthophyceae Phaeophyceae Cryptophyceae Goniomonadida Giaucophyta Cyanidiophyceae Porphyridiophycaae Stylonematophyceae Rhode) lophyceae Bangiophyceae Klebsormidiophyceae TTTTA(G)2-3 [ Zygnematophyceae TTTAGGG Embryophyta TTTAGGG,П

Mamietlophyceae TTTAGGG

Chloroderidrophyeeae TTTAGGG Uivophyceae ???

Trebooxiophyceae TTTAGGG

Chlorophyceae TTTAGGG,T1

г