Влияние состава липополисахаридов на характеристики клеточной стенки бактерий тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Зубова, Светлана Владимировна

• Зубова, Светлана Владимировна
• кандидат биологических наук
• 2006

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Зубова, Светлана Владимировна

Список условных сокращений.

Введение.

I. Обзор литературы.

1. Генетическая связь между фототрофными и другими грамотрицательными бактериями.

2. Биосинтез липополисахаридов.

2.1. Структура и биосинтез липида А.

2.1.1. Регуляторные пути для модификации липида А.

2.2. Структура и биосинтез олигосахаридов кора.

2.2.1. Хемотипы бактерий.

2.2.2. Роль кора в стабильности внешней мембраны: глубокий

R-хемотип.

2.3. Структура и биосинтез О-антигена.

2.3.1. Транспорт ЛПС из внутренней во внешнюю мембрану.

2.3.2. Серотипы бактерий.

3. Электроповерхностные свойства грамотрицательных бактерий.

4. Высвобождение липополисахаридов из клеточной стенки бактерий.

4.1. Участие белков плазмы крови в высвобождении ЛПС из клеточной стенки бактерий.

II. Материалы и методы исследования.

Материалы.

Объекты исследований.

1. Культивирование клеток.

1.1. Культура клеток Rb. capsulatus.

1.2. Культура клеток Е. coli.

2. Метод агглютинации клеток по Линдбергу.

3. Регистрация спектров поглощения клеток Rb. capsulatus.

4. Иммунная электронная микроскопия клеток Rb. capsulatus PG.

5. Определение электрофоретической подвижности клеток (ЭФП).

6. Выделение липополисахаридов из биомассы бактерий и определение их качественного состава.

6.1. Получение ЛПС из клеток Rb. capsulatus.

6.2. Получение полисахаридного фрагмента из ЛПС Rb. capsulatus методом гидролиза.

6.3. Получение ЛПС из клеток Е. coli.

6.4. Определение чистоты препаратов ЛПС.

6.5. Определение качественного состава ЛПС методом электрофореза.

7. Получение антител против ЛПС и ПС из Rb. capsulatus PG.

8. Иммунно-ферментный анализ определения ЛПС.

9. Колориметрический метод определения ЛПС с карбоцианиновым красителем.

10. Определение содержания КДО в препаратах ЛПС по реакции с 2-тиобарбитуровой кислотой.

11. Инкубация клеток Rb. capsulatus PG и Е. coli различных хемотипов с белками плазмы крови.

12. Определение количества колониеобразующих единиц у клеток Е. coli после инкубации с белками плазмы крови.

III. Результаты и их обсуждение.

1. Определение хемотипа бактерий Rb. capsulatus В10 и Rb. capsulatus PG.

1.1. Характеристика ЛПС из разных штаммов Rb. capsulatus.

1.1.1. Изучение возможностей применения колориметрического метода для определения ЛПС различной структуры.

1.1.2. Сравнительный анализ содержания КДО в препаратах ЛПС из разных штаммов Rb. capsulatus.

1.1.3. Сравнительный анализ состава ЛПС различных штаммов Rb. capsulatus методом электрофореза в полиакриламидном геле.

2. Исследование электроповерхностных свойств клеток Rb. capsulatus и Е. coli различных хемотипов.

3. Исследование влияния факторов роста на состав ЛПС клеток

Rb. capsulatus PG.

4. Влияние хемотипа бактерий на высвобождение ЛПС из клеточной стенки Rb. capsulatus PG и Е. coli под действием различных белков плазмы крови.

Выводы.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние состава липополисахаридов на характеристики клеточной стенки бактерий»

Многие тысячелетия человек сосуществует на Земле с патогенными микробами, и лишь на рубеже XIX-XX веков был достигнут решающий перелом в борьбе с болезнями, вызываемыми микроорганизмами.

Актуальной современной проблемой остается ухудшение эпидемиологической обстановки, в частности, увеличение количества больных с грамотрицательной бактериемией. При заражении грамотрицательными бактериями возрастает опасность осложнений, которые могут привести к эндотоксиновому шоку, причиной развития которого являются липополисахариды (ЛПС). ЛПС - основная структурная единица внешней мембраны грамотрицательных бактерий (Nikaido & Vaara, 1987).

Токсической составляющей ЛПС является липид A (Westphal & Luderitz, 1954). Длина и состав кора и полисахаридного фрагмента ЛПС определяют хемотип бактерий.

Сравнительные определения последовательностей нуклеотидов 16S рРНК (Woese, 1987) обнаружили неизвестную ранее филогенетическую связь между фототрофными (Pseudomonas, Rhodobacter) и другими грамотрицательными бактериями, такими как Neisseria, Escherichia, Salmonella и др., что позволило расширить границы исследований и возможности модифицировать факторы, влияющие на рост грамотрицательных бактерий. Представители класса Proteobacteria имеют принципиальные различия по морфологии, физиологии, экологии и взаимоотношениям с другими формами жизни. Однако все они характеризуются общей организацией клеточной оболочки, макромолекулярными компонентами которой являются пептидогликан, липопротеины, порины, фосфолипиды, а также ЛПС, занимающие две трети клеточной поверхности (Weckesser et al., 1979). Физико-химический состав и структура клеточной стенки бактерий являются определяющими во взаимодействии с разнообразными факторами внешней среды. Поверхностный заряд, создаваемый структурными компонентами клеточной стенки, влияет на взаимодействие бактериальных клеток с антибиотиками, детергентами и биологически активными молекулами (Bayer & Sloyer, 1990). ЛПС проявляют различные виды биологической активности только в свободном состоянии (Mayeux, 1997). На высвобождение ЛПС из бактерий могут влиять как свойства самой клетки - ее жизнеспособность, структура и заряд клеточной стенки, так и внешние факторы, такие как условия роста бактерий и различные внешние агенты. Исследования по этим вопросам носят скорее отрывочный, чем систематический характер. Имеющиеся в литературе данные получены для различных бактерий и штаммов без прослеживания логической связи объектов исследования.

Актуальность проблемы

Весьма актуальным является изучение зависимости электроповерхностных свойств бактериальных клеток от таких важных характеристик клеточной стенки, как хемотип, поверхностный заряд, плотность упаковки ЛПС в клеточной стенке. Это важно знать для понимания процессов, происходящих при взаимодействии бактерий с катионными белками и антибиотиками, а также при оценке возможной адгезивной и антигенной активности бактерий. Полученные данные могут иметь решающее значение при антибактериальной терапии.

Цель и задачи исследования

Целью настоящей работы явилось изучение влияния состава ЛПС на электроповерхностные характеристики некоторых представителей грамотрицательных бактерий в различных условиях окружающей среды и их способности взаимодействовать с катионными белками плазмы крови в зависимости от хемотипа.

Были поставлены следующие задачи:

- определить хемотип бактерий штаммов Rb. capsulatus В10 и Rb. capsulatus PG, a также состав ЛПС, формирующих их клеточную стенку;

- изучить влияние факторов роста (состав среды и условия освещенности) на состав ЛПС клеточной стенки и хемотип клеток Rb. capsulatus;

- провести сравнительное исследование электроповерхностных свойств клеток Rb. capsulatus и Е. coli различных хемотипов;

- изучить роль некоторых белков плазмы крови в высвобождении эндотоксинов из клеточной стенки в зависимости от хемотипа бактерий на примере Е. coli и Rb. capsulatus.

Научная новизна

Впервые определены неописанные ранее хемотипы фототрофных бактерий Rb. capsulatus В10 и Rb. capsulatus PG.

Впервые показано влияние состава ЛПС на электроповерхностные свойства фототрофных бактерий Rb. capsulatus В10 и Rb. capsulatus PG.

Установлена зависимость взаимодействия белков крови с бактериями не только от их хемотипа, но и плотности упаковки ЛПС в клеточной стенке, которая определяется коровой частью ЛПС.

Научно-практическая значимость

Полученные в настоящей работе результаты по взаимодействию белков плазмы крови с грамотрицательными бактериями различных хемотипов представляют не только теоретический, но и практический интерес, поскольку имитируют процесс, который может реализоваться у больных с грамотрицательной бактериемией. Полученные результаты могут иметь решающее значение при антибактериальной терапии.

Впервые показана возможность практического применения колориметрического метода с карбоцианиновым красителем для определения ЛПС различной структуры и установления хемотипа бактерий.

Основные положения, выносимые на защиту

Методические подходы определения структуры ЛПС и хемотипа грамотрицательных бактерий.

- Факторы внешней среды влияют на состав и высвобождение ЛПС из клеточной стенки клеток Rb. capsulatus PG.

- Хемотип бактерий Rb. capsulatus и Е. coli влияет на электроповерхностные свойства клеток.

- Хемотип бактерий играет ведущую роль в высвобождении эндотоксинов из клеточной стенки Rb. capsulatus PG и Е. coli под действием белков плазмы крови.

Апробация работы

Материалы диссертации были представлены на международной научной конференции «Биотехнология на рубеже двух тысячелетий» (Саранск, 2001 г.), на VII Всероссийском научном Форуме имени академика В.И. Иоффе с международным участием «Дни иммунологии в Санкт-Петербурге» (Санкт-Петербург, 2003 г.), на юбилейной научно-практической конференции, посвященной 80-летию образования кафедры инфекционных болезней ММА им. И.М.Сеченова «Инфекционные и паразитарные болезни в современном обществе. Клинико-лабораторное обеспечение инфектологии» (Москва, 2003 г.), на III Конференции молодых ученых России с международным участием «Фундаментальные науки и прогресс клинической медицины» (Москва, 2004 г.), на I международной конференции «Молекулярная медицина и биобезопасность» (Москва, 2004 г.), на III Российском конгрессе по патофизиологии «Дизрегуляционная патология органов и систем» (Москва, 2004 г.), на Конференции «Фундаментальные науки - медицине» Программа фундаментальных исследований Президиума РАН (Москва, 2004 г.), на II международной научно-практической конференция Медбиотек-2 «Перспективы развития биотехнологии в России» (Пущино, 2005 г.), на XIII Российском национальном конгрессе «Человек и лекарство» (Москва, 2006 г.).

Публикации

По материалам диссертации опубликовано 13 печатных работ, в том числе 3 статьи в рецензируемых Российских журналах и одна статья принята в печать.

Структура и объем диссертации

Диссертация изложена на 94 страницах машинописного текста и состоит из введения, обзора литературы, экспериментальной части, результатов и обсуждения, выводов и списка литературы, включающего 206 источников. Диссертация иллюстрирована 29 рисунками и 8 таблицами.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Зубова, Светлана Владимировна

ВЫВОДЫ

1. Установлена принадлежность бактерий Rb. capsulatus В10 к R-, a Rb. capsulatus PG к SR-хемотипу.

2. Показано, что условия культивирования фототрофной бактерии Rb. capsulatus PG влияют на формирование состава ЛПС клеточной стенки.

3. Установлено, что электроповерхностные свойства клеток определяются структурой ЛПС, формирующих хемотип грамотрицательных бактерий.

4. На основании полученных величин ЭФП клеток и степени высвобождения из них ЛПС под воздействием лизоцима установлено, что разные хемотипы Е. coli различаются плотностью упаковки молекул ЛПС в клеточной стенке.

5. Показано, что коровая часть молекулы ЛПС влияет на взаимодействие лизоцима и лактоферрина с клеточной стенкой грамотрицательных бактерий.

6. Установлено, что жизнеспособность клеток после контакта с катионными белками определяется не количеством высвободившихся ЛПС, а механизмом повреждения клеточной стенки.

7. Впервые показана возможность применения карбоцианинового красителя для определения ЛПС различной структуры колориметрическим методом.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Зубова, Светлана Владимировна, 2006 год

1. Воскун С.Е., Новикова Л.Ф., Голубев О.А. Адгезивные свойства S- и R-мутантов Salmonella minnesota в процессе периодического культивирования. ЖМЭИ, 1992,1,5-7.

2. Гауроветц Л.А. Иммунохимия и синтез антител. М.: Мир, 1969. -257 с.

3. Гремякова Т.А., Фомченков В.М., Фурсова Н.К., Волковой К.И. Сравнительная характеристика физико-химических свойств липополисахаридов Yersinia pestis и R-мутантов энтеробактерий. Микробиология, 1996, 65(6), 763-767.

4. Гузев B.C., Голубев В.И., Звягинцев Д.Г. Обнаружение микрокапсул у микроорганизмов и контролирование полноты их декапсулирования методом микроэлектрофореза. Микробиология, 1972,41(1), 115-120.

5. Гузев B.C. и Звягинцев Д.Г. Микроэлектрофорез в микробиологии. Микробные метаболиты. М.: Изд-во МГУ, 1979,150-164.

6. Досон Р., Эллиот Д., Эллиот У., Джонс К. Справочник биохимика. М.: Мир, 1991. -544 с.

7. Егоров Н.С. Практикум по микробиологии. М.: Изд-во МГУ, 1976, 61-70.

8. Егорова Т.П., Глебовская Е.П., Левенсон В.И. Применение колориметрического метода определения липополисахарида в иммунологических исследованиях. Иммунология, 1988, 4, 79-82.

9. Езепчук Ю.В. Биомолекулярные основы патогенных бактерий. М., Наука. 1977, 181205.

10. Иванов А.Ю. и Фомченков В.М. Зависимость повреждающего действия поверхностно-активных веществ на клетки Escherichia coli от фазы роста культуры. Микробиология. 1989, 58,969-975.

11. Книрель Ю.А. и Кочетков Н.К. Строение липополисахаридов грамотрицательных бактерий. I. Общая характеристика липополисахаридов и структура липида А. Биохимия. 1993, 58(2), 166-168.

12. Книрель Ю.А. и Кочетков Н.К. Строение липополисахаридов грамотрицательных бактерий. II. Структура кора. Биохимия. 1993, 58(2). 182-201.

13. Кульшин В.А., Яковлев А.П., Аваева С.Н., Дмитриев Б.А. Улучшенный метод выделения липополисахаридов из грамотрицательных бактерий. Мол. генетика. 1987, (5), 44-46.

14. Махнева З.К., Вишневецкая Т.А., Прохоренко И.Р. Влияние метода выделения на выход и состав липополисахаридов из фотосинтезирующих бактерий. Прикл. биохимия и микробиология. 1996, 32(4), 444-447.

15. Мирошников А.И., Фомченков В.М., Иванов А.Ю. Электрофизический анализ и разделение клеток. М.: Наука, 1986. - 184 с.

16. Прохоренко И.Р. Особенности биологической активности липополисахарида из фотосинтезирующей бактерии Rhodobacter capsulatus В10. Дис. . докт. биол. наук. М.: ММА им. И.М. Сеченова, 1999. - 175 с.

17. Цыганков А.А. и Гоготов И.Н. Получение биомассы пурпурных бактерий. Прикл. биохимия и микробиология. 1990, 26(6), 819-824.

18. Шеппе Г., Шютт В., Унгер Р. Результаты использования автоматизированного микроскопа для электрофореза частиц «Пармоквант». Йенское обозрение. 1978, (5/6), 232235.

19. Adler К. Simple tools and approved techniques in cryopreparation of biological samples in SEM and TEM-investigations. In: Electron Microscopy. (L. Megias-Megias, M.I. Rodriguez-Garcia, A. Rios, J.M. Arias Eds.). Granada, Spain, 1992, 3, 51-52.

20. Allen A.G., Isobe Т., Maskell D.J. Identification and cloning of waaF (rfaF) from Bordetella pertussis and use to generate mutants of Bordetella spp. with deep rough lipopolysaccharide. J. Bacteriol. 1998,180(1), 35-40.

21. Amber R.P., Daniel M., Hermoso I., Meyer Т., Bartch R.G., Kamen M.D. Cytochrome C2 seguence variation among the recognized species of purple non-sulfur photosynthetic. Nature. 1979,278, 659-660.

22. Amor K., Heinrichs D.E., Frirdich E., Ziebell K., Joohnson R.P., Whitfield C. Distribution of core oligosaccharide types in lipopolysaccharides from Escherichia coli. Infection and Immunity. 2000, 68(3), 1116-1124.

23. Anderson M.S. & Raetz C.R.H. Biosynthesis of lipid A precursors in Escherichia coli: a cytoplasmic acyltransferase that converts UDP-N-acetylglucosamine to UDP-3-0-(R-3-hydroxymyristoyl)-N-acetylglucosamine. J. Biol. Chem. 1987, 262, 5159-5169.

24. Andra J., Lohner K., Blondelle S.E., Jerala R., Moriyon I., Koch M.H.J., Garidel P., Brandenburg K. Enhancement of endotoxin neutralization by coupling of a C12-alkyl chain to a lactoferricin-derived peptide. Biochem. J. 2005, 385,135-143.

25. Antonini G., Rossi P., Pitari G., Marchetti M., Superti F., Valenti P. Role of glycan chains in bovine lactoferrin. In: Lactoferrin: structure, function and applications. (K. Shimakaki, H.

26. Tsuda, M. Tomita, Т. Kuwata, J.P. Perraudin Eds.). Elsevier Science B.V., Amsterdam, The Netherlands. 2000, p. 3-16.

27. Appelmelk B.J., An Y.Q., Geerts M., Thijs B.G., de Boer H.A., MacLaren D.M., de Graaf J., Nuijens J.H. Lactoferrin is a lipid A-binding protein. Infect. Immun. 1994, 62,2628-2632.

28. Babinski K.J. & Raetz C.R.H. Identification of a gene incoding a novel Escherichia coli UDP-2,3-diacylglucosamine hydrolase. FASEB J. 1998,12, L 63.

29. Baker E.D. & Lindley P.F. New perspectives on the structure and function of transferrins. J. Inorg. Biochem. 1993, 47,147-160.

30. Baveye S., Elass E., Mazurier J., Spik G., Legrand D. Lactoferrin: a multifunctional glycoprotein involved in the modulation of the inflammatory process. Clin. Chem. Lab. Med. 1999,37, 281-286.

31. Bayer M.E. & Sloyer J.L. The electrophoretic mobility of gram-negative and gram-positive bacteria: an electrokinetic analysis. J. Gen. Microbiol. 1990,136, 867-874.

32. Bayston K.F. & Cohen J. Bacterial endotoxin and current concepts in the diagnosis and treatment of endotoxemia. J. Med. Microbiol. 1990, 31, 73-83.

33. Beamer L.J., Carroll S.F., Eisenberg D. Crystal structure of human BPI and two bound phospholipids at 2.4 angstrom resolution. Science (Reports). 1997, 276, 1861-1864.

34. Bennet R.M. & Mohla C. A solid phase radioimmunoassay for the measurement of lactoferrin in human plasma: variation with age, sex, and disease. J. Lab. Clin. Med. 1976, 88, 156-166.

35. Beveridge T.J. & Graham L.L. Surface layers of bacteria. Microbiol. Rev. 1991, 55, 684-705.

36. Bishop R.E., Gibbons H.S., Guina Т., Trent M.S., Miller S.I., Raetz C.R.H. Transfer of palmitate from phospholipids to lipid A in outer membranes of gram-negative bacteria. EMBO J. 2000,19, 5071-5080.

37. Boman H.G., Monner D.A. Characterization of lipopolysaccharides from Escherichia coli K-12 mutants. J. Bacteriol. 1975,121(2), 455-464.

38. Brade H., Opal S.M., Vogel S.N., Morrison D.C. Endotoxin in Health and Disease. New York: Marcel Dekker, Inc. 1999. 950 pp.

39. Brandenburg K., Koch M.H.J., Seydel U. Biophysical characterization of lysozyme binding to LPS Re and lipid A. Eur. J. Biochem. 1998, 258, 686-695.

40. Brozek K.A. & Raetz C.R.H. Biosynthesis of lipid A in Escherichia coli. Acyl carrier protein-dependent incorporation of laurate and myristate. J. Biol. Chem. 1990, 265(26), 1541015417.

41. Brozek К. A, Bulawa C.E, Raetz C.R.H. Biosynthesis of lipid A precursors in Escherichia coli. A membrane-bound enzyme that transfers a palmitoyl residue from a glycerophospholipid to lipid X. J. Biol. Chem. 1987, 262, 5170-5179.

42. Bulawa C.E. & Raetz C.R.H. The biosynthesis of gram-negative endotoxin: identification and function of UDP-2,3-diacylglucosamine in Esccherichia coli. J. Biol. Chem. 1984, 259, 4846-4851.

43. Carty S.M, Sreekumar K.R, Raetz C.R.H. Effect of cold shock on lipid A biosynthesis in Escherichia coli. Induction At 12 degrees С of an acyltransferase specific for palmitoleoyl-acyl carrier protein. J. Biol. Chem. 1999, 274, 9677-9685.

44. ChenT.-J, LeiM.-G, Suzuki T, MorrisonD.C. Lipopolysaccharidereceptors and signal transduction pathways in mononuclear phagocytes. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 1992, 181, 169-188.

45. Clementz T. & Raetz C.R.H. A gene coding for 3-deoxy-D-manno-octulosonic-acid transferase in Escherichia coli. Identification, mapping, cloning, and sequencing. J. Biol. Chem. 1991,266(15), 9687-9696.

46. Clementz T, Zhou Z, Raetz C. R.H. Function of the Escherichia coli msbB Gene, a multicopy suppressor of htrBk knockouts, in the acylation of Lipid A acylation by MsbB follows laurate incorporation by HtrB. J. Biol. Chem. 1997,272, 10353-10360.

47. Cohen-Bazire G, Sistrom W.R, Stanier R.Y. Kinetic studies of pigment synthesis by non-sulfur purple bacteria. J. Cellular Сотр. Physiol. 1957, 9(1), 25.

48. Curvall M, Lindberg B, Lonngren Y, Ruden U, Nimmich W. Structural studies of the Klebsiella О group 8 lipopolysaccharide. Acta. Chim. Scand. 1973, 27, 4019-4021.

49. Dame J. & Shapiro B.M. Lipid and lipopolysaccharide composition of Escherichia coli surface-altered mutants selected for resistance to levallorphen, tetracaine and polymixin. J. Bacteriol. 1979,137(2), 1043-1047.

50. Darveau R.P. & Hancock R.E.V. Procedure for isolation of bacterial lipopolysaccharide from both smooth and rough Pseudomonas aureginosa and Salmonella typhimurium strains. J. Bacteriol. 1983,155, 831-838.

51. David S.A, Balaram P, Mathan V.I.J. Characterization of the interaction of lipid A and lipopolysaccharide with human serum albumin: implications for an endotoxin carrier function for albumin. Endotoxin Res. 1995, 2,99-106.

52. Day J.R, Albers J.J, Lofton-Day C.E, Gilbert T.L., Ching A.F, Grant F.J, O'Hara P.J, Marcovina S.M, Adolphson J.L. Complete cDNA encoding human phospholipid transfer protein from human endothelial cells. J. Biol. Chem. 1994, 269(12), 9388-9391.

53. Dierstein R. & Drews G. Nitrogen-limited continuous culture of Rhodopseudomonas capsulata growing photosynthetically or heterotrophically under low oxygen tensions. Arch. Microbiol 1974, 99(2), 117-128.

54. Din Z.Z, Mukeijee P, Kastowsky M, Takayama K. Effect of pH on solubility and ionic state of lipolysaccharide obtained from the deep rough mutant of Escherichia coli. Biochemistry. 1993, 32,4579-4586.

55. Drews G, Weckesser J, Mayer H. Cell envelopes. In: The Photosynthetic Bacteria (R.K. Clayton & W.R. Sistrom Eds.). Plenum Publishing Corporation, New York, 1978, p. 61-77.

56. Elass-Rochard E, Legrand D, Salmon V, Roseanu A, Trif M, Tobias P.S, et al. Lactoferrin inhibits the endotoxin interaction with CD 14 by competition with the lipopolysaccharide-binding protein. Infect. Immun. 1998, 66, 486-491.

57. Elin R J, Wolff S.M. Non-specificity of the Limulus amebocyte lysate test: positive reactions with polynucleotides and proteins. J. Infect. Dis. 1973,128, 349-352.

58. Ellison R.T. Ill, Giehl T.J, LaForce F.M. Damage of the outer membrane of enteric Gram-negative bacteria by lactoferrin and transferrin. Infect. Immun. 1988, 56,2774-2781.

59. Ellison R.T. & Giehl T.J. Killing of Gram-negative bacteria by lactoferrin and lysozyme. J. Clin. Invest. 1991, 88, 1080-1091.

60. Ellison R.T, LaForce F.M, Giehl T.J, Boose D.S, Dunn B.E. Lactoferrin and transferrin damage of the gram-negative outer membrane is modulated by Ca2+ and Mg2+. J. Gen. Microbiol. 1990,136, 1437-1446.

61. Elsbach P. & Weiss J. Prospects for use of recombinant BPI in treatment of gram-negative bacterial infection. Infect. Agents Dis. 1995, 4,104-109.

62. Engvall E. & Pesce A.J. Quantitative enzyme immunoassay. Scand J. Immunol. 1978, 8(7), 23-28.

63. Erdei J, Forsgren A, Naidu A.S. Lactoferrin binds to porins OmpF and OmpC in Escherichia coli. Infect. Immun. 1994, 62,1236-1240.

64. Finkelstein R.A, Scortino C.V, Mcintosh M.A. Role of iron in microbe-host interactions. Rev. Infect. Dis. 1983, 5, S759-S777.

65. Forsberg L.S. & Carlson R.W. The Structures of the lipopolysaccharides from Rhizobium etli strains CE358 and CE359. The complete structure of the core region of R. etli lipopolysaccharides. J. Biol. Chem. 1998, 273, 21Al-2151.

66. Framberg К., Mayer H., Weckesser J., Drews G. Serologische Untersuchungen an isolierten Lipopolysacchariden aus Rhodopseudomonas palustris. Stammen. Arch. Microbiol. 1974, 98, 239-250.

67. Gado I., Erdei J., Laszlo V.G., Paszt J., Czirak E., Kontrohr Т., Toth I., Forsgren A., Naidu A.S. Correlation between human lactoferrin binding and colicin susceptibility in Escherichia coli. Antimicrob. Agents Chemother. 1991, 35, 2538-2543.

68. Galanos C., Luderitz 0., Westphal O. A new method for the extraction of R-lipopolysaccharides. Eur. J. Biochem. 1969, 9, 245-249.

69. Gazzano-Santoro H., Parent J.B., Conlon P,J. Characterization of the structural elements in lipid A required for binding of a recombinant fragment of bactericidal/permeability-increasing protein. Infect. Immun. 1995, 63, 2201-2205.

70. Gibbons H.S., Lin S., Cotter R.J., Raetz C.R.H. Oxygen requirement for the biosynthesis of the S-2-hydroxymyristate moiety in Salmonella typhimurium lipid A. J. Biol. Chem. 2000, 275, 32940-32949.

71. Goto H. & Nakamura S. Liberation of endotoxin from E. coli by addition of antibiotics. Jpn. Exp. Med. 1980, 50, 35-43.

72. Gunn J.S., Lim K.B., Krueger J., Kim K., Guo L., Hackett M., Miller S.I. PmrA-PmrB-regulated genes necessary for 4-aminoarabinose lipid A modification and polymyxin resistance. Mol. Microbiol. 1998, 27,1171-1182.

73. Guo L., Lim K.B., Poduje C.M., Daniel M., Gunn J.S., Hackett M., Miller S.I. Lipid A acylation and bacterial resistance against vertebrate antimicrobial peptide. Cell. 1998, 95, 189198.

74. Gutteberg T.J., Haneberg В., Jorgensen T. The latency of serum acute phase proteins in meningococcal septicemia with special emphasis on lactoferrin. Clin. Chim. Acta. 1984, 136, 173-178.

75. Hailman E., Lichenstein H.S., Wurfel M.M., Miller D.S., Johnson D.A., Kelley M., Busse L.A., Zukowski M.M., Wright S.D. Lipopolysaccharide (LPS)-binding protein accelerates the binding of LPS to CD14. J. Exp. Med. 1994,179, 269-277.

76. Hailman E., Albers J., Wolfbauer G., Tu A.Y., Wright S.D. Neutralization and transfer of lipopolysaccharide by phospholipid transfer protein. J. Biol. Chem. 1996, 271,12172-12178.

77. Han J., Mathison J., Ulevitch R., Tobias P. LPS binding protein, truncated at Ile-197, binds LPS but does not transfer LPS to CD14. J. Biol. Chem. 1994, 269, 8172-8175.

78. Hasin M. & Kennedy E.P. Role of phosphatidylethanolamine in the biosynthesis of pyrophosphoethanolamine residues in the lipopolysaccharide of Escherichia coli. J. Biol. Chem. 1982, 257, 12475-12477

79. Hitchcock P.Y. & Brawn T.M Morphological heterogeneity among Salmonella lipopolysaccharide chemotypes in silver-stained polyacrylamid gels. J. Bacteriol. 1983, 154, 269-277.

80. Hoess A., Watson S., Siber G.R., Liddington R. Crystal structure of an endotoxin-neutrolizing protein from the horseshoe crab, Limulus anti-LPS factor, at 1.5A resolution. EMBO J. 1993,12, 3551-3556.

81. Hoist O., Zahringer U., Brade H., Zamojski A. Structural analysis of the heptose/hexose region of the lipopolysaccharide from Escherichia coli K-12 strain W3100. Carbohydr. Res. 1991,215, 323-335.

82. Huijbregts R.P.H., de Kroon A.I.P.M., de Kruijff B. Topology and transport of membrane lipids in bacteria. BBA. 2000,1469,43-61.

83. Imhoff J.F., Kusbner D.J., Kushwaha S.C., Kates M. Polar lipids in phototrophic bacteria of the Rhodospirilliaceae and Chromatiacea families. J. Bacteriol. 1982,150,1192-1201.

84. Ito H.-O., Hirata M., Koga T. Hen egg white lysozime inhibits biological activities of lipopolysaccharides from periodontopathic bacteria. J. Periodont. Res. 1997, 32, 295-299.

85. Janda J. & Work E. A colorimetric estimation of lipopolysaccharides. FEBS Lett. 1971, 16(4), 343-345.

86. Kaca W., Roth R.I., Levin J. Hemoglobin, a newly recognized lipopolysaccharide (LPS)-binding protein that enhances LPS biological activity. J. Biologic. Chem. 1994, 269(40), 2507825084.

87. Kadrmas J.L., Brozek K.A., Raetz C.R.H. Lipopolysaccharide core glycosylation in Rhizobium leguminosarum. An unusual mannosyl transferase resembling the heptosyl transferase I of Escherichia coli. J. Biol. Chem. 1996, 271, 32119-32125

88. Kanipes M.I., Lin S., Cotter R.J., Raetz C.R.H. Ca2+-induced phosphoethanolamine transfer to the outer 3-deoxy-D-ma/wo-octulosonic acid moiety of Escherichia coli lipopolysaccharide:

89. A novel membrane enzyme dependent upon phosphatidylethanolamine. J. Biolog. Chem. 2001, 276(2), 1156-1163.

90. Katsu Т., Yoshimura S., Fujita Y. Increases in permeability of Escherichia coli outer membrane induced by polycations. FEBSLetts. 1984,166(1), 175-178.

91. Karkhanis Y.D., Zeltner J.Y., Jackson J.J., Carlo D.J. A new and improved microassay to determine 2-Keto-3-deoxyoctonate in lipopolysaccharide of gram-negative bacteria. Anal. Biochem. 1978, 85, 595-601.

92. Kato S.T., Urakami Т., Komagato K. Quinone systems and cellular fatty acid composition in species of Rhodospirillaceae genera. J. Gen. Appl. Micribiol. 1985, 31, 381-398.

93. Kelly T.M., Stachula S.A., Raetz C.R.H., Anderson M.S. The firA gene of Escherichia coli encodes UDP-3-0-(R-3-hydroxymyristoyl)-glucosamine N-acyltransferase. The third step of endotoxin biosynthesis. J. Biol. Chem. 1993, 268(26), 19866-19874.

94. Klena J.D., Ashford R.S., Schnaitman C.A. Role of Escherichia coli K-12 rfa genes and rfp gene of Shigella dysenteria in generation of LPS core heterogenety and attachment of O-antigen. J. Bacteriol. 1992,174(22), 7297-7307.

95. Krauss J.H., Weckesser J., Mayer H. Electrophoretic analysis of lipopolysaccharides of purple nonsulfur bacteria. Int. J. Syst. Bacteriol. 1988, 38, 157-163.

96. LaForce F.M. & Boose D.S. Release of lactoferrin by polymorphonuclear leukocytes after aerosol challenge with Escherichia coli. Infect. Immun. 1987, 55, 2293-2295.

97. Lengacher S., Jongeneel C.V., Le Roy D., Lee J.D., Kravchenko V., Ulevitch R.J., Glauser M.P., Heumann D. Reactivity of murin and human recombinant LPS-binding protein (LBP) with LPS and gram negative bacteria. J. Inflamm. 1997,47,165-172.

98. Levin J. & Bang F.B. The role of endotoxin in the extracellular coagulation of Limulus blood. Bull. Johns Hopkins Hosp. 1964,115, 265-274.

99. Lindberg A.A. & Hellerquist C.G. Rough mutants of Salmonella typhimurium immunochemical and structural analysis of lipopolysaccharides from rfa H mutants. J. Gen. Microbiol. 1980,116, 25-32.

100. Luderitz O., Freudenberg M.A., Galanos C., Lehmarm E.T., Rietschel E.T., Shaw D.H. Lipopolysaccharides of gram-negative bacteria. Curr. Top. Membr. Transp. 1982,17, 79-151.

101. Madigan M.T. & Gest H. Grouth of the photosynthetic bacterium anaerobically in darkness supported by "oxidant-dependent" sugar fermentation. Arch. Microbiol. 1978,117(1), 119-122.

102. Maidak B.L., Larsen N., McCaughey M.J., Overbeek R„ Olsen G.J., Fogel K., Blandy J., Woese C.R. The ribosomal database project. Nucleic. Acids Res. 1994, 22(17), 3485-3487.

103. Makela P.H. & Stacker B.A.D. In: Handbook of endotoxin (E.Th. Rietschel Eds.). Elsevier Science, Amsterdam, 1984,1, p. 59-137.

104. Marino P.A., Phan K.A., Osborn M.J. Energy dependence of lipopolysaccharide translocation m Salmonella typhimurium. J. Biol. Chem. 1985, 260,14965-14970.

105. Masoud H., Lindner В., Weckesser J., Mayer H. The structure of the lipid A component of Rhodocyclus gelatinosus Dr2 lipopolysaccharide. Syst. Appl. Microbiol. 1990,13,227-233.

106. Masson P.L., Heremans J.F., Schonne E. Lactoferrin, an iron-binding protein in neutrophilic leucocytes. J. Exp. Med. 1969,130, 643-648.

107. Mayer H. Signification of lipopolysaccharide structure for question of taxonomy and phylogenetical r eletedness о f g ram-negative b acteria. In: The с ell m embrane (E. H aber E ds.). Plenum Press, New York, 1984, p. 71-83.

108. Mayer H., Masoud H., Urbanik-Sypniwska N., Weckesser Y. Lipid A composition and phytogeny of gram-negative bacteria. Bull. Jpn. Fed. Cult. Collect. 1989, 5, 19-25.

109. Mayeux P.R. Pathobiology of lipopolysaccharide. J. Toxicol. Environ. Health. 1997, 51, 415436.

110. McGrath B.C. & Osborn M.J. Localization of the terminal steps of O-antigen synthesis in Salmonella typhimurium. J. Bacteriol. 1991,173, 649-654.

111. Messner P. & Sleytr U.B. Crystalline bacterial cell surface layers. Adv. Microbiol. Physiol. 1992, 33,213-275.

112. Metz-Boutigue M.H, Jolles J, Mazurier J, Schoentgen F, Legrand D, Spik G. et al. Human lactotrasferrin: amino acid sequence and structural comparisons with other transferrins. Eur. J. Biochem. 1984,145, 659-676.

113. Mohan S. & Raetz C.R.H. Endotoxin biosynthesis in Pseudomonas aeruginosa: enzymatic incorporation of laurate before 3-deoxy-D-manno-octulosonate. J. Bacteriol. 1994, 176(22), 6944-6951.

114. Morrison D.C. & Jacobs D.M. Binding of polymyxin В to the lipid A portion of bacterial lipopolysaccharides. Immunochemistry. 1976,13, 813-818.

115. Naidu A.S. & Arnold R.R. Influence of lactoferrin on host-microbe interactions. In: Lactoferrin: interactions and biological functions (T.W. Hutchens, B. Lonnerdal, N.J. Ottawa Eds.). Humana Press, 1997, p. 259-275.

116. Naidu S.S, Svensson U, Kishore A.R, Naidu A.S. Relationship between antibacterial activity and porin binding of lactoferrin in Escherichia coli and Salmonella typhimurium. Antimicrob. Agents. Chemother. 1993, 37, 240-245.

117. Nelson N. Evolution of organallar proton-ATP-ses. Biophys. Biochem. Acta. 1992, 1100, 109-124.

118. Nikaido H. Outer membrane of Salmonella typhimurium: transmembrane diffusion of some hydrophobic substances. Biochem. Biophys. Acta. 1976, 433, 118-132.

119. Nikaido H. & Vaara M. Molecular basis of bacterial outer membrane permeability. Microbiol. Rev. 1985, 49, 1-32.

120. Nikaido H. & Vaara M. The gram-negative bacterial outer membrane. In: Escherichia coli and Salmonella typhimurium (F. Neidhardt Eds.). Waschington, DC: ASM Publications, 1987, p. 7-44.

121. Ohno N. LPS binding proteins in granulocyte lysosomes. In: Bacterial Endotoxic Lipopolysaccharides (D.C Morrison, J.L. Ryan Eds.). 1st edn. Boca Raton: CRC Press, 1992, p. 387-404.

122. Ohno N. & Morrison D.C. Lipopolysaccharide interactions with lysozyme. Binding of lipopolysaccharide to lysozyme and inhibition of lysozyme enzymatic activity. J. Biol. Chem. 1989, 264(8), 4434-4441.

123. Omar A.S, Flamman H.T, Borowiak D, Weckesser J. Lipopolysaccharide of two stains of the phototrophic bacterium Rhodopseudomonas capsulata. Arch. Microbiol. 1983a, 134, 212216.

124. Omar A.S, Flamman H.T, Borowiak D, Weckesser J. Detection of capsule and slime polysaccharide layers in two strains of Rhodopseudomonas capsulata. Arch. Microbiol. 1983b, 134,217-221.

125. Omar A.S, Weckesser J, Mayer H. Different polysaccharides in the external layers (capsule and slime) of the cell envelope of Rhodopseudomonas capsulate Spll. Arch. Microbiol. 1983c, 136(4), 291-296.

126. Osborn M.J. Structure and biosynthesis of the bacterial cell wall. Annu. Rev. Biochem. 1969, 38,501-538.

127. Osborn M.J, Gander J.E, Parisi E. Mechanism of assembly of the outer membrane of Salmonella typhimurium. Site of synthesis of lipopolysaccharide. J. Biol. Chem. 1972, 247, 3973-3986.

128. Osborn M.J. & Tze-Yuen R.Y. Biosynthesis of bacterial lipopolysaccharide. VII. Enzymatic formation of the first intermediate in biosynthesis of the O-antigen of Salmonella typhimurium. J. Biol. Chem. 1968, 243, 5145-5152.

129. Osborn M.J, Rick P.D, Rasmussen N.S. Mechanism of assembly of the outer membrane of Salmonella typhimurium. Translocation and integration of an incomplete mutant lipid A into the outer membrane. J. Biol. Chem. 1980, 255(9), 4246-4251

130. Park C.T. & Wright S.D. Plasma lipopolysaccharide-binding protein is found associated with a particle containing apolipoprotein A-I, phospholipid and factor H-related proteins. J. Biol. Chem. 1996, 271, 18054-18060.

131. ParkerT.S, LevineD.M, Chang J. C.C, Laxer J., Coffin C.C, Rubin A.L. Reconstituted high-density lipoprotein neutralizes gram-negative bacterial lipopolysaccharides in human whole blood. Infect. Immun. 1995, 63, 253-258.

132. Pool E.J, Johaar G, James S, Petersen I, Bouic P. Differentiation between endotoxin and non-endotoxin pyrogens in human albumin solutions using an ex vivo whole blood culture assay. J. Immunoassay. 1999,20, 79-89.

133. Prehm P, Jann B, Jann K. The 09 antigen of Esccherichia coli structure of polysaccharide chain. Eur. J. Biochem. 1976, 67, 53-56.

134. Querishi N.,Honovich J.P., Нага H., Cotter R.J., TakayamaK. Location of fatty acids in lipid A obtained from lipopolysaccharide of Rhodopseudomonas sphaeroides ATCC 17023. J. Biol. Cell. 1988, 263, 5502-5507.

135. Raetz C.R.H. Bacterial endotoxins: extraordinary lipids that activate eukaryotic signal transduction. J. Bacteriol. 1993,175, 5745-5753.

136. Raetz C.R.H. Outer membrane. In: Escherichia coli and Salmonella: Cellular and Molecular Biology (F.C. Neidhardt Eds.). 2nd edn. American Society for Microbiology, Washington, DC, 1996,1, p. 1035-1063.

137. Raetz C.R.H. Biochemistry of endotoxins. Ann. Rev. Biochem. 1990, 59,129-170.

138. Raetz C.R.H., Purcell S., Meyer M.V., Qureshi N., Takayama K. Isolation and characterization of eight lipid A precursors from a 3-deoxy-D-manno-octylosonic acid-deficient mutant of Salmonella typhimurium. J. Biol. Chem. 1985, 260, 16080-16088.

139. Raetz C.R.H. & Whitfield C. Lipopolysaccharide endotoxins. Ann. Rev. Biochem. 2002, 71, 635-700.

140. Ramadori G., Meyer zum Buschenfelde K.H., Tobias P.S., Mathison J.C., Ulevitch R.J. Biosynthesis of of lipopolysaccharide-binding protein in rabbit hepatocytes. Pathobiology. 1990, 58, 89-94.

141. Rassell R.R.B. Free endotoxin: a review. Microbios. Lett. 1976, 2,125-135.

142. Ray B.L., Painter G., Raetz C.R.H. The biosynthesis of gram-negative endotoxin: formation of lipid A disaccharides frommonosaccharide precursors in extracts of Escherichia coli. J. Biol. Chem. 1984, 259, 4852-4859.

143. Ray B.L. & Raetz C.R.H. The biosynthesis of gram-negative endotoxin. A novel kinase in Escherichia coli membranes that incorporates the 4'-phosphate of lipid A. J. Biol. Chem. 1987, 262,1122-1128.

144. Reeves P. Biosynthesis and assembly of lipopolysaccharide. In: Bacterial Cell Wall (J.-M. Ghuysen, R. Hakenbeck Eds.). Amsterdam-London-New York-Tokyo, 1994, p. 281-317.

145. Reeves P.R., Hobbs M., Valvano M.A., Skurnik M., Whitfield C., Coplin D., Kido N., Klena J., Maskell D., Raetz C.R., Rick P.D. Bacterial polysaccharide synthesis and gene nomenclature. Trends Microbiol. 1996, 4,495-503.

146. RibiE., AnackerR.L., BrownR., Haskins W.T.,MalngrenB.,Milner K.C.,Rudbuch J.A. Reaction of endotoxin and surfactants. I. Physical and biological properties of endotoxins treated with sodium deoxycholate. J. Bacteriol. 1966, 92,1493-1509.

147. Rietschel E.T., Kirikae Т., Schade F.U., Mamat U., Schmidt G., Loppnow H., Ulmer A.J., Zahringer U., Seydel U., Padova F.D. Bacterial endotoxin: molecular relationships of structure to activity and function. FASEB J. 1994, 8, 217-225.

148. Rivera M., Bryan L.E., Hancock R.E., McGroarty E.J. Heterogeneity of lipopolysaccharides from Pseudomonas aeruginosa: analysis of lipopolysaccharide chain length. J. Bacteriol. 1988, 170(2), 512-521.

149. Robbins P.W. & Uchida T. Studies on the chemical basis of the phage conversion of O-antigens in the E-group Salmonellae. Biochemistry. 1962,1, 323-335.

150. Rossi P., Giansanti F., Boffi A., Ajello M., Valenti P., Chiancone E., Antonini G. Ca2+ binding to bovin lactoferrin enhances protein stability and influences the release of bacterial lipopolysaccharide. Biochem. Cell Biol. 2002, 80, 41-48.

151. Roth R.I. Hemoglobin enhances the binding of bacterial endotoxin to human endothelial cells. Thrombosis and Haemostasis. 1996, 76(2), 258-262.

152. Roth R.I. & Kaca W. Toxicity of hemoglobin solutions: hemoglobin is a lipopolysaccharide (LPS) binding protein which enhances LPS biological activity. Art. Cells, Blood Subs, and Immob. Biotech. 1994, 22(3), 387-398.

153. Roth R.I., Kaca W., Levin J. Hemoglobin: a newly recognized binding protein for bacterial endotoxins (LPS). Prog. Clin. Biol. Res. 1994, 388, 161-172.

154. Sanchez Carballo P.M., Rietschel E.T., Kosma P., Zahringer U. Elucidation of the structure of an alanine-lacking core tetrasaccharide trisphosphate from the lipopolysaccharide of Pseudomonas aeruginosa mutant H4. Eur. J. Biochem. 1999, 261, 500-508.

155. Schnitzer L.E., Carley W.W., Palade G.E. Albumin interacts specifically with a 60-kDa microvascular endothelial glycoprotein. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1988, 85, 6773-6777.

156. Schramm A.B., Brandenburg K. The charge of endotoxin molecules influences their conformation and IL-6-inducing capacity. J. Immunol. 1998,161, 5464-5471.

157. Schumann R.R., Leong S.R., Flaggs G.W., Gray P.W., Wright S.D., Mathison J.C., Tobias P.S., Ulevitch R.J. Structure and function of lipopolysaccharide binding protein. Science. 1990, 249,1429-1431.

158. Shenep J.L., Barton R.P., Morgan K.A. Role of antibiotic class in the rate of liberation of endotoxin during therapy for experimental gram-negative bacterial sepsis. J. Infect. Dis. 1985, 151,1012-1018.

159. Spik G, Strecker G, Fournet B, Bouquelet S, Montreuil J, Dorland L, van Halbeek H, Vliegenthart J.F. Primary structure of the glycans from human lactotransferrin. Eur. J. Biochim. 1982,121,413-419.

160. Stackebrandt E, Rainey F.A, Ward-Rainey N. Anoxygenic phototrophy across the phylogenetic spectrim: current understanding and future perspectives. Arch. Microbiol. 1996, 166,211-223.

161. Stevenson G, Neal B, Liu D, Hobbs M, Parker N.H, Batley M, Redmond J.W, Lindquist L, Reeves P. Structure of the О antigen of Escherichia coli K-12 and the sequence of its rfb gene cluster. J. Bacteriol. 1994,176, 4144-4156.

162. Su D.H, Roth R.I., Yoshida M, Levin J. Hemoglobin increases mortality from bacterial endotoxin. Infect. Immun. 1997, 65, 1258-1266.

163. Suss K-H, Arkova С , Manteuffel R, Adler K. Calvin cycle multienzyme complexes are bound to chloroplast thylacoid membranes of higher plants in situ. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993,90,5514-5518.

164. Takada K, Ohno N, Yadomae T. Detoxification of lipopolysaccharide (LPS) by egg white lysozyme. FEMSImmunol. Med. Microbiol 1994, 9(4), 255-264.

165. Taylor A.H, Heavner G, Nedelman M, Sherris D, Brunt E, Knight D, Ghrayeb J. Lipopolysaccharide (LPS) neutralizing peptides reveal a lipid A binding site of LPS binding protein. J. Biol. Chem. 1995, 270, 17934-17938.

166. Teraguchi S, Shin K, Fukuwatari Y, Shimamura S. Glycans of bovine lactoferrin function as receptors for the type 1 fimbrial lectin of Escherichia coli. Infect. Immun. 1996, 64, 10751077.

167. Tesh V.L, Vukajlovich S.W, Morrison D.C. Endotoxin interactions with serum proteins: relationship to biological activity. Prog. Clin. Biol. Res. 1988, 272, 47-62.

168. Thome C.J.R. Techniques in protein and enzyme biochemistry (H.L. Kornberg et al. Eds.). Elsevier, North Holland, Amsterdam, 1978,1(B104), p. 1-18.

169. Tobias P.S, Soldau K, Ulevitch RJ. Identification of a lipid A binding site in acute phase reactant lipopolysaccharide binding protein. J. Biol Chem. 1989, 264,10867-10871.

170. Tobias P.S., Soldau К., Ulevitch R.J. Isolation of a lipopolysaccharide-binding acute phase reactant from rabbit serum. J. Exp. Med. 1986,164, 777-793.

171. Tomita M., Bellamy W., Takase M., Yamauchi K., Wakabayashi H., Kawase K. Potent antibacterial peptides generated by pepsin digestion of bovine lactoferrin. J. Dairy. Sci. 1991, 74, 4137-4142.

172. Trent M.S., Pabich W., Raetz C.R.H., Miller S.I. A PhoP/PhoQinduced lipase (PagL) that catalyzes 3-O-deacylation of lipid A precursors in membranes of Salmonella typhimurium. J. Biol. Chem. 2001, 276(12), 9083-9092.

173. Tsai C.-M. & Frasch C.E. A sensitive silver stain for detecting lipopolysaccharides in polyacrylamide gels. Anal. Biochem. 1982,119,115-119.

174. Vesy C.J., Kitchens R.L., Wolfbauer G., Albers J.J., Munford R.S. Lipopolysaccharide-binding protein and phospholipid transfer protein release lipopolysaccharides from gram-negative bacterial membranes. Infection and Immunity. 2000, 68(5), 2410-2417.

175. Vinogradov E. & Perry M.B. Structural analysis of the core region of the lipopolysaccharides from eight serotypes of Klebsiella pneumoniae. Carbohydr. Res. 2001, 335, 291-296.

176. Vreugdenhil A.C.E., Snoek A.M., van't Veer C., Greve J.W., Buurman W.A. LPS-binding protein circulates in association with apoB-containing lipoproteins and enhances endotoxin-LDL/VLDL interaction. J. Clin. Investig. 2001,107, 225-234.

177. Wada Т., Aiba Y., Shimizu K., Takagi A., Miwa Т., Koga Y. The therapeutic effect of bovine lactoferrin in the host infected with Helicobacter pylori. Scand. J. Gastroenterol. 1999, 34, 238-243.

178. Watt S.R. & Clarke A.J. Initial characterization of two extracellular autolysins from Pseudomonas aeruginosa PAOl. J. Bacteriol. 1994,176, 4784-4789.

179. Weckesser J., Drews G., Mayer H. Lipopolysaccharides of photosynthetic prokaryotes. Annu. Rev. Microbiol. 1979, 33, 215-239.

180. Westphal O. & Luderitz 0. Chemische erforschung von lipopolysacchariden gram-negativer bakterien. Angew. Chem. 1954, Bd 66, 407-417.

181. Westphal 0., Luderitz 0., Bister F. Uber die extraktion von bakterien mit phenol/wasser. Z. Naturforsch. 1952, 7B, 148-155.

182. Whitfield C., Amor P.A., Koplin R. Modulation of the surface architecture of gram-negative bacteria by the action of surface polymer: lipid A-core ligase and by determinants of polymer chain length. Molecular. Microbiol. 1997, 23, 629-638.

183. Woese C.R. Bacterial evolution. Microbial. Rev. 1987, 51, 221-271.

184. Wurfel M.M., Kunitake S.T., Lichenstein H., Kane J.P., Wright S.D. Lipopolysaccharide (LPS)-binding protein is carried on lipoproteins and acts as a cofactor in the neutralization of LPS. J. Exp. Med. 1994,180,1025-1035.

185. Wyckoff T.J.O., Raetz C.R.H., Jackman J.E. Antibacterial and anti-inflammatory agents that target endotoxin. Trends in Microbiology. 1998, 6(4). 154-159.

186. Yoshida M., Roth R.I., Levin J. The effect of cell-free hemoglobin on intravascular clearance and cellular, plasma, and organ distribution of bacterial endotoxin in rabbits. J. Lab. Clin. Med. 1995,126,151-160.

187. Yu В., Hailman E., Wright S.D. Lipopolysaccharide binding protein and soluble CD14 catalyze exchange of phospholipids. J. Clin. Investig. 1997, 99, 315-324.

188. Yurgens G., Muller M, Garidel P., Koch M.H.J., Nakakubo H., Blume A, Branderburg K. Investigation into the interaction of recombinant human serum albumin with Re-lipopolysaccharide and lipid A. J. Endotox. Res. 2002, 8(2), 115-126.

189. Zey P. & Jackson S. Conditions that affect the colorimetric analysis of lipopolysaccharide from Escherichia coli and Treponema pallidum. Appl. Microbiol. 1973, 26(2), 129-133

190. Zhou Z.M, White K.A, Polissi A, Georgopoulos C, Raetz C.R.H. Function of Escherichia coli MsbA, an essential ABC family transporter, in Lipid A and phospholipid biosynthesis. J. Biol Chem. 1998, 273, 12466-12475.

191. Zhou Z, Ribeiro A.A, Lin S, Cotter R.J, Miller S.I, Raetz C.R.H. Lipid A modifications in polymyxin-resistant Salmonella typhimurium. J. Biol. Chem. 2001, 276, 43111-43121.1. Благодарности

192. В заключение мне очень приятно поблагодарить всех тех, кто верил в меня, оказывал помощь и поддержку и просто был рядом в этот важный для меня период.

193. Искренне благодарю коллектив лаборатории молекулярной биомедицины за помощь и содействие в работе.

194. Отдельные слова благодарности хочу выразить Александру Юсуповичу Иванову за выполнение совместной части работы по электрофоретическим свойствам клеток, а также за постоянную помощь и поддержку.

195. Большое спасибо Татьяне Викторовне Русановой за помощь в редактировании диссертации, в оформлении результатов и подготовке презентации.

196. Я искренне признательна моим рецензентам Алле Карловне Романовой и Анатолию Анатольевичу Цыганкову за пристальное внимание к моей работе, за очень важные и ценные замечания.

197. От всей души благодарю моих родителей, детей и всех родных и близких за терпение, понимание и поддержку на всем протяжении работы.