Влияние острого стресса и липополисахарида на серотониновую систему мозга и поведение мышей, различающихся по предрасположенности к наследственной каталепсии тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.01, кандидат наук Баженова, Екатерина Юрьевна

• Баженова, Екатерина Юрьевна
• кандидат наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат наук Баженова, Екатерина Юрьевна

Введение

Глава 1. Обзор литературы. Взаимодействие 5-НТ системы мозга, ГГНС и иммунной системы в регуляции поведения

1.1. Анатомия и биохимия 5-НТ системы мозга

1.2. Взаимодействие между 5-НТ системой мозга и ГГНС

1.3. Взаимодействие между 5-НТсистемой мозга и иммунной системой

1.4. Участие 5-НТ системы мозга в регуляции полового поведения и каталепсии

1.5. Наследственная каталепсия у мышей, как модель взаимодействия 5-НТ системы

мозга, ГГНС и иммунной системы

Глава 2. Материалы и методы

2.1. Животные и воздействия

2.2. Тест «перегородка»

2.3. Тест на каталепсию

2.4. Определение уровня кортикостерона

2.5. Выделение РНК и ОТ-ПЦР

2.6. Определение уровней 5-НТ и 5-ГИУК в мозге

2.7. Статистическая обработка

Глава 3. Результаты

3.1. Влияние острого эмоционального стресса на половое мотивационное поведение, выраженность каталепсии, уровень кортикостерона, экспрессию гена с-Боб, и метаболизм 5-НТ в мозге у мышей, различающихся по предрасположенности к наследственной каталепсии

3.1.1. Сравнение действия острого эмоционального стресса на выраженность полового мотивационного поведения у самцов мышей конгенной линии Б13 и родительских линий АКИиСВА

3.1.2. Сравнение действия острого эмоционального стресса на выраженность каталепсии у мышей конгенной линии Э13 и родительских линий АК11 и СВА

3.1.3. Сравнение действия острого эмоционального стресса на уровень кортикостерона в плазме крови у мышей конгенной линии Б13 и родительских линий АК11 и СВА

3.1.4. Сравнение действия острого эмоционального стресса на уровень экспрессии гена с-Роэ в мозге у мышей конгенной линии Б13 и родительской линии АКЯ

3.1.5. Сравнение действия острого эмоционального стресса на метаболизм 5-НТ в мозге у мышей конгенной линии ШЗ и родительских линий АКЯ и СВА

3.2. Эффекты ЛПС на выраженность каталепсии и метаболизм 5-НТ в мозге у мышей,

различающихся по предрасположенности к наследственной каталепсии

3.2.1. Сравнение эффектов ЛПС на выраженность каталепсии у мышей конгенной линии Б13 и родительских линий АКК и СВА

3.2.2. Сравнение эффектов ЛПС на метаболизм 5-НТ в мозге у мышей конгенной линии

Б13 и родительских линий АКЯ и СВА

Глава 4. Обсуждение результатов

Выводы

Список цитируемой литературы

Список используемых сокращений

5-НТ (5-hydroxytryptamine) - 5-гидрокситриптамин/ серотонин 5-ГИУК - 5-гидроксииндолуксусная кислота

CNTF (ciliary neurotropic factor) - мерцательный нейротропный фактор

ERK (extracellular signal-related kinase) - киназа, регулируемая внеклеточным сигналом

GDF (growth differentiating factor) - ростовой фактор дифференциации

gp 130 (glycoprotein 130) - гликопротеин

Hsp (heat-shock protein) - белок теплового шока

I16st (interleukin-6 signal transducer) - сигнальный трансдуктор интерлейкина-6 IL-6 (Interleukin-6) - интерлейкин

iNOS (inducible nitric oxide synthase) - индуцибильная синтаза оксида азота LIF (leukaemia inhibitory factor) - фактор ингибирования лейкемии МАРК (mitogen-activated protein kinase) - митоген-активируемая киназа OSM (oncostatin M) - онкостатин M

QTL (Quantative trait locus) - локус количественных признаков

STAT (signal transducer and activator of transcription) - передатчик внутриклеточного

сигнала и активатор транскрипции

TNF (tumor necrosis factor) - фактор некроза опухоли

АКТГ - адренокортикотропный гормон

ВЭЖХ - высокоэффективная жидкостная хроматография

ГГНС - гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковая система

ГР - глюкокортикоидные рецепторы

ИДО - индоламин-2,3-диоксигеназа

ИФА- иммуноферментный анализ

КРГ - кортикотропин-рилизинг-гормон

ЛПС- липополисахарад

МАО А - моноаминоксидазой А

MP - минералокортикоидные рецепторы

п.н. - пар нуклеотидный остаток

ПЦР - полимеразная цепная реакция

ТПГ- триптофангидроксилаза

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние острого стресса и липополисахарида на серотониновую систему мозга и поведение мышей, различающихся по предрасположенности к наследственной каталепсии»

Введение

Актуальность проблемы

В настоящее время исследование взаимодействия между 5-HT системой мозга, ГГНС и иммунной системой в механизме психопатологии является важной проблемой в психонейроиммунологии. Существует большое количество доказательств взаимодействия между этими системами (Weigent, Blalock, 1995; Dunn et al., 2005; Uhlig, Kallus, 2005; Ziemssen, Kern, 2007). Психические расстройства сопровождаются нарушениями в иммунной системе (Perry, 2004; Zunszain et al., 2011; Onore et al., 2012), в то время как стрессы, воспаление и активация иммунной системы увеличивают риск развития психопатологии (Porter et al., 2004; Irwin, Miller, 2007; Anisman et al., 2008; Miller, 2010; Kelley, Dantzer, 2011; Leonard, Maes, 2012).

Для активации неспецифического иммунитета наиболее часто применяют введение бактериального эндотоксина (липополисахарид, ЛПС) (Kent et al., 1992; Dunn, 1992; Anisman et al., 2008). Введение ЛПС приводит к увеличению концентраций IL-lp, IL-6 и TNF-a. Именно IL-ф, IL-6 и TNF-a вызывают болезненное состояние (sickness) и депрессивноподобное поведение: гипертермию, гипокинезию, гипофагию, гипералгезию, сниженный интерес к исследованию окружающей среды, снижение либидо, увеличение времени сна, снижение мотивации и когнитивных функций (Kent et al., 1992; Dantzer et al., 2001; Larson, Dunn, 2001). ЛПС также активирует 5-НТ систему мозга (Dunn, Wang, 1995; Dunn, 2006), которая вовлечена в регуляцию многих форм поведения (Lucki, 1998; Popova, 2006).

Эмоциональный стресс является естественной и адаптивной реакцией млекопитающих на различные угрожающие стимулы внешней среды, например, на появление хищника. При опасности происходит изменение в поведении, активация ГГНС, секреция глюкокортикоидов, увеличение экспрессии генов раннего реагирования в нейронах мозга, изменение метаболизма моноаминов в мозге (Pacak, Palkovits, 2001). Важную роль в реакции на эмоциональный стресс играет 5-НТ система мозга (Науменко, 1971; Chaouloff et al., 1999). Полагают, что именно стресс являться пусковым механизмом развития психопатологии у чувствительных к стрессу особей (Anisman et al., 2008).

Другой важной и актуальной проблемой современной физиологии является изучение взаимодействия генотипа с факторами окружающей среды в развитии тяжелых психических расстройств (De Maio et al., 2005; Caspi, Moffitt, 2006). Наиболее важными факторами являются эмоциональный стресс и активация иммунной системы, вызванная инфекций. Имеющиеся данные о влиянии эмоционального стресса и активации иммунной системы на метаболизм 5-НТ в мозге были получены преимущественно на крысах (Tanaka

et al, 1983; Kirby et al., 1997; Dunn, 2006; Mo et al., 2008). Однако эти авторы не исследовали вклад генетических факторов в реакции 5-HT системы мозга на стресс и введение ЛПС.

Каталепсия (животный гипноз, мнимая смерть, тоническая неподвижность) - это состояние, при котором животное или человек не может совершать произвольные движения (впадают в ступор) и сохраняют приданную им неудобную позу в течение длительного времени (Dixon, 1998). В гипертрофированной форме каталепсия и кататония являются синдромами тяжелых нарушений нервной системы (Sanberg et al., 1988; Caroff et al., 2000; Lee, 2007, 2010; Weder et al., 2008; Daniels, 2009; Paparrigopoulos et al., 2009).

У мышей была выявлена так называемая «щипковая» каталепсия (pinch-induced catalepsy), которая вызывается щипками кожи животного в области загривка (Amir et al., 1981; Ornstein, Amir, 1981). Были выявлены существенные межлинейные различия в предрасположенности к каталепсии (Куликов и др., 1989; Kulikov et al., 1993). Из 10 исследованных линий мышей высокая выраженность к каталепсии была обнаружена только у мышей линии СВА (54% каталептиков). Недавно была определена локализация главного гена предрасположенности к каталепсии в дистальном фрагменте хромосомы 13 (59-70 сМ) мыши (Куликов и др., 2003; Kondaurova et al., 2006; Kulikov et al., 2008). В результате переноса данного фрагмента хромосомы 13 от каталептической линии СВА в геном некаталептической линии AKR была получена конгенная линия AKR.CBA-D13Mit76 (D13) (около 50% каталептиков).

Показано участие 5-НТ системы мозга в регуляции наследственной каталепсии у мышей. Так, у мышей инбредной линии СВА, характеризующихся высокой генетической предрасположенностью к щипковой каталепсии, повышена активность ключевого фермента биосинтеза 5-НТ ТПГ-2 и снижена плотность 5-НТгд серотониновых рецепторов в стриатуме (Kulikov et al., 1995a,b; Popova, Kulikov, 1995). Введение ингибиторов ТПГ-2 снижало выраженность каталепсии у мышей (Popova, Kulikov, 1995).

Иммунная система также вовлечена в механизм наследственной каталепсии. У линии мышей ASC, полученной в результате селекции на высокую предрасположенность к каталепсии, обнаружена низкая способность животных отвечать на Т - зависимый антиген - эритроциты барана (Альперина и др., 2007). А недавно нашими коллегами было обнаружено, что введение ЛПС вызывает реакцию замирания у линий мышей DBA/2 и C57BL/6, которые являются устойчивыми к щипковой каталепсии (Базовкина, Куликов, 2009).

Следовательно, наследственная каталепсия является удобной моделью для изучения взаимодействия 5-НТ, эндокринной и иммунной систем, а также роли генотипа и

различных видов стресса в развитии нарушений нервной системы и поведения. Поэтому выяснение закономерностей влияния эмоционального стресса и активации иммунной системы на выраженность поведения и 5-НТ систему мозга мышей с наследственными различиями в предрасположенности к каталепсии, несомненно, является актуальным.

Целью данной работы являлось исследование ассоциации наследственной каталепсии с выраженностью поведения и метаболизма 5-НТ мозга при воздействии острого эмоционального стресса и активации иммунной системы бактериальным липополисахаридом (ЛПС).

В связи с этим были поставлены следующие задачи:

1. Изучить влияние острого эмоционального стресса на выраженность половой мотивации у самцов мышей некаталептической линии АКК. и каталептических линий СВА и 013;

2. Изучить влияние острого эмоционального стресса на выраженность каталепсии у мышей некаталептической линии АКК и каталептических линий СВА и Е)13;

3. Сравнить влияние острого стресса на уровень кортикостерона в плазме крови у мышей линий АКК, СВАи013;

4. Сравнить влияние острого стресса на экспрессию гена с-Роэ в мозге у мышей линий АКЯ и Э13;

5. Оценить влияние острого стресса на метаболизм 5-НТ в мозге у мышей линий АКИ., СВА и Б13;

6. Изучить влияние ЛПС на выраженность каталепсии у мышей линий АКЫ, СВА и Б13;

7. Оценить влияние ЛПС на метаболизм 5-НТ в мозге у мышей линий АКЯ, СВА и Б13.

Научная новизна работы. В настоящей работе впервые были получены доказательства ассоциации наследственной предрасположенности к каталепсии с вызванными эмоциональным стрессом и введением ЛПС изменениями в поведении и метаболизме 5-НТ в мозге:

1. Острый эмоциональный стресс (рестрикция) вызывал более выраженный каталептогенный эффект у мышей каталептических линий СВА и 013 по сравнению с некаталептической линией АКЯ.

2. 5-НТ система среднего мозга у мышей каталептических линий более чувствительна к эмоциональному стрессу по сравнению с животными устойчивой к каталепсии линии.

3. Введение ЛПС вызывало более выраженный каталептогенный эффект у мышей каталептических линий СВА и Б13 по сравнению с некаталептической линией АК11.

4. 5-НТ система среднего мозга и стриатума у мышей каталептических линий более чувствительна к ЛПС по сравнению с животными устойчивой к каталепсии линии.

Теоретическая и научно-практическая ценность работы. Основным вкладом данного исследования в изучении взаимодействия нервной, иммунной и эндокринной систем в механизме психопатологии является экспериментальное доказательство тесного взаимодействия 5-НТ системы (нервная система), ЛПС (иммунная система) и эмоционального стресса (ГГНС) в механизме такого наследственного нарушения поведения как каталепсия. Была показана научно-практическая ценность наследственной каталепсии у мышей уникальной конгенной линии AKR.CBA-D13Mit76 (D13) как модели для изучения генетической предрасположенности к психопатологиям, ассоциированным со стрессом и нарушениями в иммунной системе. Полученные результаты используются в курсе лекций «Молекулярные механизмы поведения» для студентов 4 курса факультета естественных наук НГУ.

Положения, выносимые на защиту:

1. Острый эмоциональный стресс усиливает выраженность наследственной каталепсии.

2. Усиление каталепсии, вызванное стрессом, сопровождается увеличением обмена 5-НТ в среднем мозге у предрасположенных к каталепсии мышей.

3. ЛПС оказывает выраженный каталептогенный эффект. Интенсивность вызванной ЛПС каталепсии более выражена у мышей с наследственной предрасположенностью к каталепсии.

4. ЛПС усиливает метаболизм 5-НТ в среднем мозге и стриатуме у предрасположенных к каталепсии мышей, но не у устойчивых к каталепсии животных.

5. Выявлена ассоциация между реакциями наследственной каталепсией на эмоциональный стресс и на введение ЛПС. Показана важная роль 5-НТ системы мозга в механизме этой ассоциации.

Апробация результатов. Полученные результаты были представлены и обсуждены на XLVIII и XLIX Международных научных студенческих конференциях «Студент и научно-технический прогресс» (Новосибирск, 2010, 2011), VII Сибирском съезде физиологов (Красноярск, 2012), VIII International interdisciplinary congress «Neuroscience for Medicine and Psychology» (Sudak, 2012), International Summer School

«Neurogenetics. Unraveling behaviorand brain mechanisms using modern technologies» (Zvenigorod, 2012).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 9 работ, из них 4 статьи в рецензируемых отечественных (2) и международных (2) журналах, 5 тезисов на всероссийских и международных конференциях.

Соавторство и благодарности. Автор выражает глубокую признательность к.б.н. М.А. Тихоновой (лаборатория нейрогеномики поведения ИЦиГ СО РАН) за помощь в освоении поведенческих тестов, метода количественного ОТ-ПЦР и определения уровня кортикостерона ИФА, к.б.н. Д.В. Базовкиной (лаборатория нейрогеномики поведения ИЦиГ СО РАН) за помощь в проведении тестов на каталепсию и А.С. Цыбко (лаборатория нейрогеномики поведения ИЦиГ СО РАН) за помощь в освоении и совместную работу по ВЭЖХ.

Структура и объем работы. Диссертация включает введение, обзор литературы, материалы и методы, результаты, обсуждение, выводы, список цитируемой литературы (307 источников). Работа изложена на 82 страницах, содержит 11 оригинальных рисунков и 3 таблицы.

Глава 1. Обзор литературы Взаимодействие 5-НТ системы мозга, ГГНС и иммунной системы

в регуляции поведения 1.1 Анатомия и биохимия 5-НТ системы мозга

Медиатор головного мозга серотонин, (5-гидрокситриптамин, 5-НТ) (Рис.1) является одной из самых древних сигнальных молекул. Он обнаружен у одноклеточных эукариот парамеций и тетрагимен, где он мог модулировать плавание и рост. 5-НТ рецепторы обнаружены у разнообразных организмов по эволюционному древу, от планарии, нематоды и плодовой мушки дрозофилы до человека (Nichols, Nichols, 2008).

nh2

4

^ Л з

У

n

н

Рис.1. Серотонин (5-гидрокситриптамин, 5-НТ) (Nichols, Nichols, 2008).

5-НТ система мозга представляет собой совокупность нейронов, способных синтезировать и использовать 5-НТ в качестве основного медиатора. Тела 5-НТ нейронов у млекопитающих локализованы в ядрах шва среднего мозга и организуются в 9 кластеров- В1-В9, которые по расположению, направлению проекций и по времени появления в онтогенезе разделяются на две группы: переднюю и заднюю (Рис. 2) (Попова и др., 1978; Jacobs, Azmitia, 1992).

Заднюю группу составляют 4 кластера (В1 - В4), которые организуются в 3 ядра: п. raphe pallidus (В1 и В4), п. raphe obscurus (В2) и п. raphe magnus (ВЗ). 5-НТ нейроны, локализованные в задней группе кластеров, проецируются в продолговатый и спинной мозг. Важнейшей функцией нисходящей 5-НТ системы является регуляция активности мотонейронов спинного мозга и поведенческих стереотипов, таких как рефлекс мокрой собаки (wet dog shake; Jacobs, Fomal, 1995).

5-НТ нейроны передней группы расположены ростральнее, дают преимущественно

восходящие проекции и появляются в онтогенезе раньше, чем нейроны задней группы.

Переднюю группу составляют 5 кластеров (В5 - В9), которые организуются в 4 ядра: п.

caudal linear (В8), п. raphe medianus (В8 и В5), п. raphe dorsalis (В7 и В6) и В9. N. raphe

dorsalis является самым крупным скоплением 5-НТ нейронов и включает около половины

всех 5-НТ нейронов мозга (Jacobs, Azmitia, 1992). 5-НТ нейроны, локализованные в п.

raphe dorsalis и п. raphe medianus, образуют основную массу восходящих 5-НТ волокон. В

10

экспериментах по избирательному разрушению п. dorsalis и п. medianus было установлено, что нервные волокна из п. dorsalis иннервируют преимущественно базальные ганглии и s. nigra, а волокна из п. medianus - преимущественно лимбическую систему и перегородку. Миндалина и кора мозга получают иннервацию от обоих ядер (Geyer et al.,1976).

Рис. 2. Схема 5-НТ нейрональной системы головного мозга (Попова и др., 1978). MFB-медиалъный переднемозговой пучок, dr - п. dorsalis raphe (В7 и Вб), mr -п. medianus raphe (В8 и В5).

Концентрация 5-НТ в различных отделах мозга неодинакова, хотя L-триптофан (предшественник 5-НТ) распределен равномерно в среднем мозге, коре и полосатом теле. Исключение составляет гипоталамус, где концентрация L-триптофана почти вдвое выше, чем в других отделах мозга. Сравнительно много 5-НТ обнаружено в среднем мозге, меньше - в таламусе и гиппокампе (Попова и др„1978). Примечательно также неравномерное распределение 5-НТ между отдельными образованиями одних и тех же структур мозга. Так, в гипоталамусе в наиболее высокой концентрации 5-НТ содержится в медиобазальном отделе (Popova et al.,1972). Среди образований лимбической системы есть структуры, различающиеся по уровню 5-НТ в 8 раз (Saavedra et al., 1974). Высокие концентрации 5-НТ обнаружены в миндалевидном комплексе, где медиатор распределен относительно равномерно.

Одним из основных механизмов регуляции секреторной активности 5-НТ нейрона является его ауторегуляция секретируемым медиатором по принципу обратной связи (Aghajanian et al., 1972). Показано, что 5-НТ способен тормозить спайковую активность секретирующих его нейронов (Jacobs, Azmitia, 1992) и секрецию медиатора (Hjorth, Sharp, 1990, 1991) через активацию пресинаптических 5-НТ ауторецепторов (5-HT]A подтипа), расположенных на телах и дендритах 5-НТ нейронов.

Современная классификация 5-НТ рецепторов основана на трёх принципах: 1) особенностях первичной структуры, 2) механизмах трансдукции сигнала и 3) фармакологическом профиле (Nichols, Nichols, 2008).

К настоящему времени с помощью молекулярно-биологических методов выявлено 14 различных 5-НТ рецепторов, экспрессирующихся в мозге млекопитающих. Эти рецепторы были классифицированы в 7 типов, принадлежащих к двум суперсемействам (Табл. 1) (Barnes, Sharp, 1999; Nichols, Nichols, 2008).

Таблица 1. Основные типы 5-НТ рецепторов (Barnes, Sharp, 1999; Nichols, Nichols,

2008).

Надсемейство Тип Сопряжение Система трансдукции Подтипы

Рецепторы, сопряжённые с G-белком 5-HTi Gj 1 аденилатциклазы 5-HTIA, 5HTiB/mp, 5-HTiDa, 5-htiE, 5-htiF

5-ht5 5-ht5A, 5-ht5B

5-НТ2 G4 1 фосфолипазы С 5-HT2A, 5-HT2b, 5-HT2c

5-НТ4, 5-ht6, 5-НТ7 Gs t аденилатциклазы

Лиганд-активируемые ионные каналы 5-НТз Na+ каналы

I - ингибирование; | - активирование.

Благодаря такому разнообразию рецепторов 5-НТ система мозга участвует в регуляции многих форм поведения, когнитивных и эндокринных функциях, также с 5-НТ мозга связаны патологические изменения в поведении, тревожности, депрессии и шизофрении (Попова и др., 1978; Попова, Куликов, 2003; Barnes, Sharp, 1999; Meitzer et al., 2003; Overstreet et al., 2003; Jorgensen, 2007; Boldrini et al., 2008; Lucki, 1998).

Синтез 5-НТ идет в две стадии, каждая из которых катализируется определенным ферментом: 1) гидроксилирование индольного кольца незаменимой аминокислоты L-триптофана ферментом триптофангидроксилазой (ТПГ) является стадией, ограничивающей скорость синтеза 5-НТ, и 2) декарбоксилирование боковой цепи ферментом декарбоксилазой ароматических аминокислот (Рис. 3). Существуют две изоформы ТПГ: ТПГ-1 и ТПГ-2. ТПГ-1 кодируется геном, локализованным в 11 хромосоме человека и 7 хромосоме мыши. Экспрессируется на периферии: в энтерохромафинных клетках кишечника, тучных клетках кожи и в эпифизе. Вторая изоформа ТПГ была определена в 2003 году Walther с коллегами. ТПГ-2 кодируется

геном, картированным на 12 хромосоме человека и 10 хромосоме мыши. Экспрессируется исключительно в нейронах (Walther et al., 2003; Walther, Bader, 2003; Berger et al., 2009).

Около 90% 5-HT мозга разрушается ферментом моноаминоксидазой А (МАО А) до 5-гидроксииндолацетальдегида, который затем окисляется до 5-гидроксииндолуксусной кислоты (5-ГИУК) - конечного продукта обмена 5-НТ (Рис.3) (Nichols, Nichols, 2008).

H

L-триптофан

5-гидрокси-триптофан

декарбоксилаза ароматических аминокислот

H

5-гидроски-триптамин

моноамин оксидаза

CÖOH

5-гидрокси-индолуксусная кислота

Рис. 3. Биосинтез и метаболизм 5-НТ (Nichols, Nichols, 2008). 5-НТ образуется в две стадии из незаменимой аминокислоты L-триптофана. Гидроксилирование L-триптофана в 5-гидрокситриптофан является лимитирующей стадией. На второй стадии, декарбоксилаза ароматических аминокислот декарбоскилирует боковую цепь, превращая 5-гидрокситриптофан в 5-НТ. Основной путь разрушения 5-НТ является дезаминирование боковой цепи МАО А.

МАО катализирует окислительное дезаминирование ряда биогенных аминов в головном мозге и периферических тканях. Существует два типа МАО - А и В. Специфическим субстратом для МАО А являются 5-НТ, дофамин, норадреналин. МАО В дезаминирует бензиламин и фенилэтиламин. Локализуются МАО на внешней мембране митохондрий (Shih et al., 1999).

Концентрация 5-ГИУК в мозге в значительной степени является функцией метаболизма 5-НТ. Поэтому интенсивность 5-НТ метаболизма оценивают по отношению 5-ГИУК/5-НТ, которое более адекватно отражает интенсивность окислительного дезаминирования 5-НТ, чем обычное использование уровня 5-ГИУК (Popova et al., 2001).

Установлено, что метаболизм 5-НТ контролируется как генетическими, так и средовыми факторами (Chaouloff et al., 1999; Chaouloff, 2000; Zhang et al., 2004a; Zhang et

al., 2005; Dunn, 2006). Поэтому актуальными являются исследования по влиянию взаимодействия генов и факторов окружающей среды на функционирование 5-НТ системы мозга. Наиболее важными факторами, влияющими на метаболизм 5-НТ, являются эмоциональный стресс и активация иммунной системы, вызванная инфекций.

1.2. Взаимодействие между 5-НТ системой мозга и ГГНС

Термин «стресс» первоначально определялся Гансом Селье как «неспецифическая реакция организма на требование», также этот термин может быть описан, как реакция на изменение окружающей среды, внутреннее или внешнее, приводящее к нарушению гомеостаза (Leonard, 2005). Целью стрессовой реакции является поддержание гомеостаза (Sapolsky, 2003), которая включает в себя ряд физиологических реакций, одной из которых является активация гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковой системы (ГГНС).

При воздействии стрессора происходит возбуждение соответствующих экстерорецепторов (зрительных, слуховых, болевых и т.д.) или интерорецепторов. Поток нервных импульсов устремляется в головной мозг, а именно в гипоталамус, где под влиянием этих импульсов паравентрикулярное ядро гипоталамуса вырабатывает кортикотропин-рилизинг-гормон (КРГ), который через воротную систему сосудов поступает в переднюю долю гипофиза и стимулирует здесь секрецию адренокортикотропного гормона (АКТГ). Последний выделяется в кровь, достигает коры надпочечников и стимулирует образование в ее клетках глюкокортикоидов (кортизол - у человека и кортикостерон - у грызунов). Глюкокортикоиды способны оказывать влияние на метаболизм, сердечно-сосудистую систему, иммунный ответ, а также на поведение и когнитивные функции, в первую очередь путем изменения экспрессии множества генов. Более того, глюкокортикоиды угнетают секреторную активность гипофиза и гипоталамуса, действуя по принципу отрицательной обратной связи и замыкая, таким образом, цепь регуляции, относящуюся к секреции КРГ и АКТГ. Эффекты глюкокортикоидов осуществляются двумя типами рецепторов - минералокортикоидными (MP) или I тип и глюкокортикоидными (ГР) или II тип. Эти рецепторы различаются сродством связывания к глюкокортикоидам и опосредуют различные, но взаимодополняющие эффекты (Chrousos, Gold, 1992; Pacäk, Palkovits, 2001; Tsigos, Chrousos, 2002, Chrousos, 2009).

Общеизвестно, что между ГГНС и 5-НТ мозга существуют реципрокные взаимодействия (Lanfumey et al., 2008). ГГНС и 5-НТ система мозга имеют тесную перекрестную регуляцию при нормальных физиологических условиях у млекопитающих

(Chaouloff, 1993;. Lopez et al., 1998). Более того, взаимодействие этих систем имеет особое значение при рассмотрении патологических состояний, таких как депрессия, при которой происходят нарушения в функционировании как 5-НТ системы мозга, так и ГГНС (Lesch et al., 1990; Barden, 1999; Porter et al., 2004).

5-НТ система мозга участвует в реакции на стресс. Существует большое количество данных о наличии 5-НТ окончаний и/или 5-НТ-рецепторов в структурах мозга связанных с реакцией на стресс (например, в миндалине, гипоталамусе, стриатуме, гиппокампе, коре и т.д.) (Chaouloff, 1993; Graeff, 1993). Тела 5-НТ нейронов, локализованные в ядрах шва среднего мозга получают афферентацию от многих структур мозга (Jacobs, Azmitia, 1992), в том числе упомянутых выше, таким образом, позволяя 5-НТ нейронам получать постоянную информацию во время стресса. В частности в этих ядрах наблюдается увеличение экспрессии гена раннего реагирования c-Fos после воздействия различных стрессоров (например, принудительное плавание или рестрикция) (Cullinan et al. 1995; Chaouloff et al., 1999).

5-НТ рецепторы мозга связаны с функционированием ГГНС. Было показано, что введение 5-НТ в желудочки мозга влечет за собой стимуляцию ГГНС и повышение уровня кортикостероидов в периферической крови морских свинок и белых крыс (Науменко, 1966,1971; Науменко, Ильюченок, 1967, Науменко, Попова, 1975).

Несомненный интерес вызывает то, что 5-НТ рецепторы, связанные с регуляцией ГГНС, расположены в гипоталамусе, так как именно ему принадлежит роль основного эндокринного регулятора. Так, активация ГГНС была отмечена через час после введения 5-НТ в различные образования переднего, среднего и заднего гипоталамуса морских свинок (Науменко, 1971). Выводы о роли центральных 5-НТ рецепторов на ГГНС были подтверждены в опытах с изолированным гипоталамусом (Науменко и др., 1972; Попова и др., 1972; Popova et al., 1972).

Кроме того, в трех основных лимбических образованиях - перегородке, миндалевидном комплексе и гиппокампе - были обнаружены реагирующие на 5-НТ структуры, влияющие на функциональную активность ГГНС (Naumenko, 1969).

Введение агониста 5-HTja рецепторов, ипсапирона, приводило к увеличению уровней АКТГ и кортизола в плазме крови у животных и людей (Wetzler et al., 1996; Klaassen et al., 2002). Нейроанатомические исследования показали, что 5-НТ действует через синаптические контакты между 5-НТ терминалиями и КРГ-содержащими клетками паравентрикулярного ядра гипоталамуса (Liposits et al, 1987). В иммуногистохимических исследованиях было обнаружено, что микроинъекции агониста 5-HTja рецепторов 8-ОН-DPAT в паравентрикулярное ядро гипоталамуса вызывали секреции АКТГ (Zhang et al.,

2004b; Osei-Owusu et al., 2005). Агониеты 5-HTiA и 5-НТ2с рецепторов увеличивали секрецию АКТГ и кортикостерона/кортизол в плазме крови у животных и человека (Wetzler et al., 1996; Van de Kar, 1998; Klaassen et al., 2002). Оба типа 5-HT]A и 5-HT2c рецепторов обнаружены в миндалевидном комплексе и паравентрикулярном ядре гипоталамуса, но 5-НТ2С рецептор, вероятно, является наиболее важным посредником стимулирующего влияния 5-НТ на секрецию глюкокортикоидов во время эмоционального стресса. Действительно, антагонисты 5-НТгс рецепторов сильнее подавляли стресс-индуцированную секрецию АКТГ по сравнению с селективным антагонистом 5-HTia рецепторов, WAY-100635 (Groenink et al., 1996; Jorgensen et al., 1998). Введение агонистов 5-НТ2А/2С рецепторов крысам приводило к увеличению секреции всех гормонов стресса, в том числе АКТГ, кортикостерона, окситоцина, пролактина и ренина (Levy et al., 1994; Rittenhouse et al., 1994; Bagdy, 1996; Van de Kar et al., 2001). Эффекты DOI - одного из агонистов этих рецепторов - блокируются предварительным введением антагониста 5-НТ2А рецепторов, MDL 100,907. Это указывает на то, что 5-НТгА рецепторы являются доминирующими рецепторами, опосредующими нейроэндокринные реакции (Van de Kar et al., 2001). Инъекция антагониста 5-НТ2 рецепторов, кетансерина, в миндалину ингибирует действие светового стресса на секрецию АКТГ (Feldman et al., 1998).

5-НТ мозга регулирует экспрессию ГР и высвобождение гормонов стресса, а также вносит свой вклад в программирование пластичности ответа ГГНС на стресс в ранний период жизни (Laplante et al., 2002; Andrews, Matthews, 2004; Boisvert et al., 2011). Была показана ассоциация между функциональным полиморфизмом 5-HTTLPR в промоторе гена транспортера 5-НТ, реактивностью ГГНС и депрессией (Gotlib et al., 2008). Прием селективных ингибиторов обратного захвата 5-НТ приводил к увеличению секреции АКТГ и кортизола у здоровых добровольцев и пациентов с депрессией (Porter et al., 2004).

Данные о влиянии стресса на уровень и метаболизм 5-НТ в мозге были получены преимущественно на крысах. С помощью микродиализа в многочисленных исследованиях были обнаружены изменения секреции 5-НТ в различных областях мозга (гипоталамус, миндалина, лобная кора, ядра шва среднего мозга и т.д.) в ответ на различные стрессоры (электрический ток, холод, иммобилизация, принудительное плавание и т.д.) (Shimizu et al., 1992; Clement et al., 1993; Kawahara et al., 1993; Inoue et al., 1994; Dinan, 1996; Adell et al., 1997; Amat et al., 1998; Maswood et al., 1998; Hashimoto et al., 1999; Funada, Hara, 2001; Fujino et al., 2002; Lowry, 2002). Следует отметить, что разные виды стресса оказывают разное влияние на уровни 5-НТ и 5-ГИУК в мозге и, кроме того разные структуры мозга по-разному реагируют на стресс (Lee et al., 1987; Petty et al., 1997). В тесте подвешивания за хвост было обнаружено увеличение обмена 5-НТ только во фронтальной коре и

гиппокампе у крыс (Pei et al., 1990). Инъекции инсулина голодным крысам, физическая нагрузка и иммобилизация приводили к увеличению доступности L-триптофана в мозге и уровня 5-НТ в гипоталамусе (Gordon, Meldrum, 1970; Chaouloff, 1993). Шумовой стресс повышал активность ТПГ через глюкокортикоидные рецепторы, этот эффект был предотвращен адреналэктомией (Singh et al., 1990). Электрошок также повышал синтез/метаболизм 5-НТ (Saphier, Welch, 1995; Dunn, 1998, 2000). По мнению некоторых исследователей (Chaouloff et al., 1999) это увеличение может быть адаптивным ответом, чтобы уравновесить истощение 5-НТ нейронов во время стресса. Кроме того, иммобилизация или рестрикция были связаны с увеличением синтеза/метаболизма 5-НТ в некоторых лимбических структурах (Shimizu et al., 1989; Dunn, 2000).

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Баженова, Екатерина Юрьевна, 2013 год

Список цитируемой литературы

1. Авруцкий Г.Я., Недува А.А. Лечение психически больных. М.: Медицина, 1981. 528 с.

2. Альперина Е.Л., Куликов А.В., Попова Н.К., Идова Г.В. Характер иммунного ответа у мышей новой линии ASC (antidepressant sensitive catalepsy) // Бюлл. экспер. биол. мед., 2007. т. 144. № 8. С. 188-190.

3. Амстиславская Т. Г.Половая активация самцов мышей: влияние генотипа и эмоционального стресса // Росс, физиол. журн. им. И.М. Сеченоваю., 2004.Т.90. №8. С.81.

4. Амстиславская Т.Г. Роль центрального серотонина в регуляции полового поведения самцов // Психофармакол. биол. наркол., 2008. т. 8. № 1-2, часть 1. С. 22712279.

5. Амстиславская Т.Г., Кучерявый С.А., Иванова Е.А., Попова Н.К. Влияние агонистов 5-НТ1А серотониновых рецепторов на половую мотивацию самцов мышей // Бюл. экспер. биол. мед., 1999. т. 127. № 2. С. 224-226.

6. Амстиславская Т.Г., Осипов К.В. Половая активация самцов крыс: поведение и гормональный ответ // Бюл. СО РАМН, 2003. № 3. С. 112-114.

7. Амстиславская Т.Г., Попова Н.К. Активность триптофангидроксилазы отдельных структур мозга при половой мотивации и активации гипоталамо-гипофизарно-семенниковой системы мышей // Нейрохимия, 2001. т. 18. № 1. С. 37-40.

8. Амстиславская Т.Г., Попова Н.К. Нейроэндокринные механизмы регуляции полового мотивационного поведения самцов: эффекты неблагоприятных воздействий в разные периоды онтогенеза // Обзоры по клин, фармакол. и лекарственной терапии, 2009. т. 7. №2. С. 3-21.

9. Амстиславская Т.Г., Храпова М.В. Влияние генотипа на поведенческую и гормональную компоненты половой активации самцов мышей // Бюл. СО РАМН, 2002. № 5. С. 548-551.

10. Базовкина Д. В., Куликов А.В. Каталептогенное действие бактериального липополисахарида у мышей // Докл. Акад. Наук, 2009. т. 428. № 3. С. 411-412.

11. Базовкина Д.В., Куликов А.В., Кондаурова Е.М., Попова Н.К. Селекция на предрасположенность к каталепсии усиливает депрессивно-подобные характеристики поведения у мышей // Генетика, 2005. т. 41. № 9. С. 1222-1228.

12. Барыкина Н.Н., Чепкасов И.Л., Алехина Т.А., Колпаков В.Г. Селекция крыс Вистар на предрасположенность к каталепсии // Генетика, 1983. т. 19. С. 2014-2021.

13. Барыкина H.H., Чугуй В.Ф., Алехина Т.А., Колпаков В.Г., Иванова Е.А., Макеютова A.B., Куликов A.B. Недостаток тиреоидных гормонов предрасполагает крыс к каталепсии // Бюлл. экспер. биол. мед., 2001. т. 132. № 7. С. 13-15.

14. Девойно JI.B, Ильюченок Р.Ю. Нейромедиаторные системы в психонейроиммуномодуляции: серотонин, допамин, ГАМК, нейропептиды. Новосибирск: ЦЭРИС, 1993.237 с.

15. Девойно JI.B., Альперина E.JL, Подгорная Е.К., Поляков О.В., Идова Г.В., Ильюченок Р.Ю. Влияние содержания серотонина и 5-оксииндолуксусной кислоты в структурах мозга на формирование иммунного ответа у агрессивных мышей линии C57BL/6J // Бюлл. экспер. биол. мед., 2000. т 130. № 10. С. 399-401.

16. Идова Г.В. Клеточные механизмы иммуномодулирующего действия нейромедиаторных систем. Значение костного мозга // Бюл. СО РАМН, 1994. №4. С. 5256.

17. Идова Г.В., Альперина Е.Л., Геворгян М.М., Жукова E.H., Куликов A.B., Юрьев Д.В. Субпопуляционныи состав Т- лимфоцитов и иммунный ответ при депрессивноподобном поведении у мышей линии ASC // Физиол. журн. им. И.М. Сеченова, 2012. т. 98. № 2. С. 194-201.

18. Идова Г.В., Давыдова С.М., Жукова Е.М. Психонейроиммуномодуляция. Важная роль центральных серотонинергических механизмов // Бюл. СО РАМН, 2006. №3. С. 141144.

19. Идова Г.В., Давыдова С.М., Чейдо М.А. Значимость исходного эмоционального состояния для иммуномодуляции в условиях активации и блокады 5-НТ1А рецепторов // Журн. высш. нерв, деят., 2005. т. 4. № 55. С. 567-572.

20. Идова Г.В., Павина Т.А., Альперина Е.Л., Девойно Л.В. Влияние субмиссивного и агрессивного типов поведения на изменение числа СД4+ и СД8+ Т-лимфоцитов костного мозга // Иммунология, 2000. №1. С. 24-26.

21. Карманова И.Г. Фотогенная каталепсия. М.; Л.: Наука, 1964. 251 с.

22. Карманова И.Г. Эволюция сна. Этапы формирования цикла «бодрствование - сон» в ряду позвоночных. Л.: Наука, 1977. 175 с.

23. Карманова И.Г., Оганесян Г.А. Физиология и патология цикла бодрствование -сон. Эволюционные аспекты. СПб.: Наука, 1994. 200 с.

24. Колпаков В.Г. Кататония у животных: Генетика, нейрофизиология, нейрохимия. Новосибирск: Наука, 1990. 169 с.

25. Колпаков В.Г., Барыкина H.H., Чугуй В.Ф., Алехина Т.А. Взаимоотношение между некоторыми формами каталепсии у крыс. Попытка генетического анализа // Генетика, 1999. т.35. №6. С. 807-810.

26. Кондаурова Е.М., Базовкина Д.В., Куликов A.B. Исследование взаимосвязи каталепсии с тревожностью, агрессией и депрессивно-подобным поведением с помощью конгенных линий мышей // Физиол. журн. им. И.М. Сеченова, 2010. т. 96. № 5. С. 464-471.

27. Куликов A.B. Наследственная каталепсия. К вопросу о генетико-молекулярных механизмах каталепсии у мышей // Генетика. 2004. т 40. №6. С. 779-786.

28. Куликов A.B., Базовкина Д.В. Проверка гипотез о сцеплении в гибридологическом анализе альтернативных поведенческих признаков с неполной пенетрантностью // Генетика, 2003. т. 39. № 8. С. 1066-1072.

29. Куликов A.B., Базовкина Д.В., Муазан М.П., Мормэд П. Картирование гена предрасположенности к каталепсии у мышей с помощью полиморфных микросателлитных маркеров // Докл. Акад. Наук, 2003. т. 393. №1. С. 134-137.

30. Куликов A.B., Козлачкова Е.Ю., Попова Н.К. Закономерности наследования каталепсии у мышей // Генетика, 1989. т.25. С. 1402-1408.

31. Куликов A.B., Науменко B.C., Базовкина Д.В., Ди В.Ю., Осипова Д.В., Попова Н.К. Влияние терминального фрагмента хромосомы 13 мыши на предрасположенность к каталепсии и на экспрессию генов, кодирующих триптофангидроксилазу-2, транспортер серотонина и 5-НТ1А рецептор в мозге // Бюлл. экспер. биол. мед., 2009. т.147. №5. С. 553-556.

32. Куликов A.B., Науменко B.C., Цыбко A.C., Синякова H.A., Базовкина Д.В., Попова Н.К.Роль гликопротеида gpl30 в регуляции серотониновой медиаторной системы головного мозга мышей // Молек. биол., 2010. т.44. № 5. С. 904-910.

33. Куликов A.B., Тихонова М.А., Лебедева Е.И., Чугуй В.Ф., Попова Н.К. Влияние экспериментального увеличения и уменьшения уровня тироксина на выраженность реакции каталептического замирания у крыс // Физиол. журн. им. И.М. Сеченова, 2004. т. 90. № 4. С. 474.

34. Мошкин М.П., Колосова И.Е. Центры генетических ресурсов лабораторных животных в постгеномную эру // Вавиловский журнал генетики и селекции 2009. т. 13. № З.С. 504-513.

35. Науменко B.C., Куликов A.B. Количественное определение экспрессии гена 5-НТ1А серотонинового рецептора в головном мозге // Молек. биол., 2006. т.40. С. 37-44.

36. Науменко E.B. Участие адрено-, холино- и серотонинреактивных структур в регуляции деятельности гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковой системы,- В кн.: Физиология и патология гипоталамуса. М.: Наука, 1966. С. 150-152.

37. Науменко Е.В. Центральная регуляция гипофизарно-надпочечникового комплекса. Л.: Наука, 1971. 162 с.

38. Науменко Е.В., Ильюченок Р.Ю. О возможности центрального действия серотонина на систему гипофиз-кора надпочечников // Бюлл. экспер. биол. мед., 1967, т. 64. №9. С. 63-66.

39. Науменко Е.В., Маслова Л.Н., Корякина Л.А., Старыгин А.Г., Попова Н.К. О путях активирующего действия серотонина на гипофизарно-надпочечниковую систему // Пробл. эндокрин., 1972. т. 18. №5. С. 72-76.

40. Науменко Е.В., Попова Н.К. Серотонин и мелатонин в регуляции эндокринной системы. Новосибирск: Наука, 1975. 215 с.

41. Осадчук A.B., Науменко Е.В. Роль генотипа и некоторых видов зоосоционального поведения в регуляции эндокринной функции семенников у мышей // Докл. АНСССР, 1981. т. 258. №3. С. 746-749.

42. Петрова Е.В. Особенности изменений врожденных и приобретенных форм поведения у крыс с наследственной каталепсией // Журн. высш. нерв, деят., 1990. т.40. С. 475-480.

43. Попова Н.К. Серотонин в генетически детерминированных видах защитного поведения // Журн. высш. нерв. деят. 1997. т. 47. №.2. С. 350-357.

44. Попова Н.К., Куликов A.B. Многообразие серотониновых рецепторов как основа полифункциональности серотонина // Успехи функциональной нейрохимии / Дамбинова С.А., Арутюнян A.B. (ред.), СПб.: Изд-во С.-Петербургского университета, 2003. С. 56-73.

45. Попова Н.К., Маслова Л.Н., Корякина Л.А., Бертогаева В.Д., Науменко Е.В. Влияние 5-окситриптофана на гипоталамо- гипофизарно-надпочечниковый комплекс в условиях полной деафферентации медиально-базального гипоталамуса // Докл. АН СССР, 1972. т. 203. №3. с. 726-728.

46. Попова Н.К., Науменко Е.В., Колпаков В.Г. Серотонин и поведение. Новосибирск: Наука, 1978. 304 с.

47. Тихонова М.А., Баженова Е.Ю., Базовкина Д.В., Попова Н.К. Влияние хронического введения имипрамина на поведение мышей конгенных линий AKR и AKR.CBA-D13Mit76, различающихся дистальным фрагментом хромосомы 13 // Журн. высш. нерв, деят., 2010. т. 60. № 5. С. 588-595.

48. Штильман Н.И., Алехина Т.А., Барыкина Н.Н., Колпаков В.Г., Штарк М.Б. Обучаемость и белковый обмен в некоторых структурах центральной нервной системы крыс, генетически предрасположенных к каталепсии // Изв. СО АН СССР. Сер. биол. науки, 1988. т.20. №3. С. 86-92.

49. Шульга В.А., Барыкина Н.Н., Алехина Т.А., Колпаков В.Г. Некоторые физиологические характеристики генетической предрасположенности к каталепсии у крыс в зависимости от стадии селекции // Физиол. журн. им. И.М. Сеченова, 1996. т.82. №10-11. С. 77-83.

50. Abrams R., Taylor М.А., Coleman-Stolurow К. Catatonia and mania: patterns of cerebral dysfunction // Biol. Psychiatry, 1979. V. 14(1). P. 111-117.

51. Adams M.R., Brandon E.P., Chartoff E.H., Idzerda R.L., Dorsa D.M., McKnight G.S. Loss of haloperidol induced gene expression and catalepsy in protein kinase A-deficient mice // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1997. V. 94. P. 12157-12161.

52. Adell A., Casanovas J.M., Artigas F. Comparative study in the rat of the actions of different types of stress on the release of 5-HT in raphe nuclei and forebrain areas // Neuropharmacology, 1997. V. 36. P. 735-741.

53. Aghajanian G.K., Haigler H.J., Bloom F.E. Lysergic acid diethylamide and serotonin: direct actions on serotonin-containing neurons in rat brain // Life Sci., 1972. V. 11(13). P. 615622.

54. Ahlenius S., Hillegaart V. Involvement of extrapyramidal motor mechanisms in the supression of locomotor activity by antipsychotic drugs: a comparison between the effects produced by pre- and post-synaptic inhibition of dopaminergic neurotransmittion // Pharmacol. Biochem. Behav., 1986. V.24(5). P. 1409-1415.

55. Ahlenius S., Larsson K., Wijkstrom A. Behavioral and biochemical effects of the 5HT1A receptor agonists flesinoxan and 8-OH-DPAT in the rat // Eur. J. Pharmacol., 1991. V. 200(2-3). P. 259-266.

56. Albinsson A., Andersson G., Andersson K., Vega-Matuszczyk J., Larsson K. The effects of lesions in the mesencephalic raphe systems on male rat sexual behavior and locomotor activity // Behav. Brain Res., 1996.V.80(l-2). P. 57-63.

57. Ali C., Nicole O., Docagne F., Lesne S., MacKenzie E. Т., Nouvelot A., Buisson A., Vivien D. Ischemia-induced interleukin-6 as a potential endogeneous neuroprotective cutokine against NMDA receptor-mediated excitoxicity in the brain // J. Cereb. Blood Flow Metab., 2000. V. 20(6). P. 956-966.

58. Amat J., Matus-Amat P., Watkins L.R., Maier S.F. Escapable and inescapable stress differentially and selectively alter extracellular levels of 5-HT in the ventral hippocampus and dorsal periaqueductal gray of the rat // Brain Res., 1998. V.797. P.12-22.

59. Amir S., Brown Z.W., Amir Z., Ornstein K. Body-pinches induced long lasting cataleptic-like immobility in mice: behavioral characterization and the effects of naloxone // Life Sci., 1981. V. 10. P. 1189-1194.

60. Amstislavskaya T.G., Popova N.K. Female-induced sexual arousal in male mice and rats: behavioral and testosterone response // Horm. Behav., 2004. V.78(5).P. 544-550.

61. Amstislavskaya T.G., Popova N.K. Serotonergic receptor subtypes in male mouse and rat sexual arousal // Adv. Psychol. Res., 2006. V. 39. P. 139-160.

62. Ando T., Dunn A.J. Mouse tumor necrosis factor-a increases brain tryptophan concentrations and norepinephrine metabolism while activating the HPA axis in mice // Neuroimmunomodulation, 1999.V.6(5). P. 319-329.

63. Andrews M.H., Matthews S.G. Programming of the Hypothalamo-Pituitary-Adrenal Axis: Serotonergic Involvement // Stress, 2004. V. 7(1). P. 15-27.

64. Anisman H., Merali Z., Hayley S. Neurotransmitter, peptide and cytokine processes in relation to depressive disorder: Comorbidity between depression and neurodegenerative disorders // Prog. Neurobiol., 2008. V.85(l). P. 1-74.

65. Antelman S.M., Caggiula A.R., Knopf S., Kocan D.J., Edwards D.J.Amphetamine or haloperidol 2 weeks earlier antagonized the plasma corticosterone response to amphetamine; evidence for the stressful/foreign nature of drugs // Psychopharmacology (Berl), 1992. V. 107(2-3). P. 331-336.

66. Antelman S.M., Caggiula A.R., Kocan D., Knopf S., Meyer D., Edwards D.J., Barry H 3rd.One experience with 'lower' or 'higher' intensity stressors, respectively enhances or diminishes responsiveness to haloperidol weeks later: implications for understanding drug variability //Brain Res., 1991. V.566(l-2). P. 276-283.

67. Bagdy G. Role of the hypothalamic paraventricular nucleus in 5-HT1A, 5-HT2A and 5-HT2C receptor-mediated oxytocin, prolactin and ACTH/corticosterone responses // Behav. Brain Res., 1996. V.73. P. 277-280.

68. Barden N. Regulation of corticosteroid receptor gene expression in depression and antidepressant action // J. Psychiatry Neurosci., 1999. V. 24. P. 25-39.

69. Barkhudaryan N., Dunn A.J. Molecular mechanisms of actions of interleukin-6 on the brain, with special reference to serotonin and the hypothalamo-pituitary-adrenocortical axis // Neurochem. Res., 1999. V.24(9). P. 1169-1180.

70. Barnes N.M., Sharp T. A review of central 5-HT receptors and their function // Neuropharmacology, 1999. V. 38(8). P. 1083-1152.

71. Barykina N.N., Chuguy V.F., Alekhina T.A., Kolpakov V.G., Maksiutova A.V., Kulikov A.V. Effects of thyroid hormone deficiency on behavior in rat strains with different predisposition to catalepsy // Physiol. Behav., 2002. V.75. P. 733-737.

72. Bazovkina, D.V., Tibeikina, M.A., Kulikov, A.V., Popova, N.K. Effects of lipopolysaccharide and interleukin-6 on cataleptic immobility and locomotor activity in mice // Neurosci. Lett., 2011. V.487(3). P. 302-304.

73. Berger M., Gray J.A., Roth B.L. The expanded biology of serotonin // Annu. Rev. Medi., 2009. V. 60. P. 355-366.

74. Bexton B. Andropause and depression: A perspective for the clinician // J. Sex. Reprod. Med., 2001. V. 1(2). P. 99-103.

75. Bhattacharya S.K., Ghosh P. Effect of restraint stress on cannabis-induced catalepsy in rats // Indian J. Physiol. Pharmacol., 1982. V.26(2). P. 162-167.

76. Biber K., Lubrich B., Fiebich B.L., Boddeke H.W.G.M., van Calker D. Interleukin-6 enhances expression of adenosine Ai receptor mRNA and signaling in cultured rat cortical astrocytes and brain slices // Neuropsychopharmacology, 2001. V.24. P. 86-96.

77. Boisvert J.P., Boschuetz T.J., Resch J.M., Mueller C.R., Choi S. Serotonin mediated changes in corticotropin releasing factor mRNA expression and feeding behavior isolated to the hypothalamic paraventricular nuclei // Neurosci. Letters., 2011. V. 498(3). P. 213-217.

78. Boldrini M„ Underwood M.D., Mann J.J., Arango V. Serotonin-1A autoreceptor binding in the dorsal raphe nucleus of depressed suicides // J. Psychiatric Res., 2008. V. 42(6). P. 433442.

79. Borowski T., Kokkinidis L., Merali Z., Anisman H. Lipopolysaccharide, central in vivo amine variations, and anhedonia // Neuroreport, 1998. V.9(17). P. 3797-3802.

80. Brebner K„ Hayley S., Zacharko R., Merali Z., Anisman H. Synergistic effects of interleukin-lbeta, interleukin-6, and tumor necrosis factor-alpha: central monoamine, corticosterone, and behavioral variations // Neuropsychopharmacology, 2000. V.22(6). P. 566580.

81. Bull S.J., Huezo-Diaz P., Binder E.B., Cubells J.F., Ranjith G., Maddock C., Miyazaki C., Alexander N., Hotopf M., Cleare A.J., Norris S., Cassidy E„ Aitchison K.J., Miller A.H., Pariante C.M. Functional polymorphisms in the interleukin-6 and serotonin transporter genes, and depression and fatigue induced by interferon-alpha and ribavirin treatment // Mol. Psychiatry, 2009. V.14(12). P. 1095-1104.

82. Buynitsky T., Mostofsky D.I. Restraint stress in biobehavioral research: recent developments //Neurosci. Biobehav. Rev., 2009. V.33. P. 1089-1098.

83. Campbell I.L., Abraham C.R., Masliah E., Kemper P., Inglis J.D., Oldstone M.B., Mucke L. Neurologic disease induced in transgenic mice by cerebral overexpression of interleukin 6 // Proc. Natl. Acad. Sci. U S A., 1993. V.90(21). P. 10061-10065.

84. Capuron L., Neurauter G., Musselman D.L., Lawson D.H., Nemeroff C.B., Fuchs D., Miller AH. Interferon-alpha-induced changes in tryptophan metabolism: Relationship to depression and paroxetine treatment // Biol. Psychiatry, 2003. V.54(9). P. 906-914.

85. Carlson N. G., Weiggel W. A., Chen J., Annalisa B., Rogers S. E., Gahring L. C. Inflammatory cytokines IL-la, IL-ip, IL-6, and TNF-a impart neuroprotection to an excitotoxin through distinct pathways //J. Immunol., 1999. V. 163(7). P. 3963-3968.

86. Caroff S.N., Mann S.C., Keck P.E. Jr., Francis A. Residual catatonic state following neuroleptic malignant syndrome // J. Clin. Psychopharmacol., 2000. V.20(2). P. 257-259.

87. Caspi A., Moffitt T.E.Gene-environment interactions in psychiatry: joining forces with neuroscience//Nat. Rev .Neurosci., 2006. V.7(7). P. 583-590.

88. Ceccatelli S., Villar M.J., Goldstein M., Hokfelt T. Expression of c-fos immunoreactivity in transmitter-characterized neurons after stress // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1989. V.86(23). P. 9569-9573.

89. Chaouloff F. Physiopharmacological interactions between stress hormones and central serotonergic systems // Brain Res. Rev., 1993. V.18. P. 1-32.

90. Chaouloff F. Serotonin, stress and corticoids // J. Psychopharmacol., 2000. V.14(2). P. 419-421.

91. Chaouloff F., Berton O., Mormnde P. Serotonin and Stress // Neuropsychopharmacology, 1999. V.21.P. 28S-32S.

92. Chesnokova V., Melmed S. Minireview: Neuro-immuno-endocrine modulation of the hypothalamic-pituitary-adrenal (HPA) axis by gpl30 signaling molecules // Endocrinology, 2002. V.143(5). P. 1571-1574.

93. Cho L., Tsunoda M., Sharma R.P. Effects of endotoxin and tumor necrosis factor alpha on regional brain neurotransmitters in mice // Nat. Toxins, 1999. V.7(5). P. 187-195.

94. Chrousos G.P. Stress and disorders of the stress system // Nat. Rev. Endocrinol., 2009. V. 5(7). P. 374-381.

95. Chrousos G.P., Gold P.W. The Concepts of Stress and Stress System Disorders -Overview of Physical and Behavioral Homeostasis // JAMA, 1992. V. 267(9). P. 1244-1252.

96. Clayton A.H., Montejo A.L. Major depressive disorder, antidepressants, and sexual dysfunction // Clin. Psychiatry, 2006.V. 67(6). P. 33-37.

97. Clement H.W., Schafer F„ Ruwe C., Gemsa D., Wesemann W. Stress-induced changes of extracellular 5-hydroxyindoleacetic acid concentrations followed in the nucleus raphe dorsalis and the frontal cortex of the rat // Brain Res., 1993. V. 614. P. 117-124.

98. Commins S.P., Borish L., Steinke J.W. Immunologic messenger molecules: cytokines, interferons, and chemokines // J. Allergy Clin. Immunol., 2010. V.125(2 Suppl 2). P. S53-572.

99. Cullinan W.E., Herman J.P., Battaglia D.F., Akil H., Watson S.J. Pattern and time course of immediate early gene expression in rat brain following acute stress // Neurosci., 1995. V. 64. P. 477-505.

100. da Silva Correia J., Soldau K., Christen U., Tobias P.S., Ulevitch R.J. Lipopolysaccharide is in close proximity to each of the proteins in its membrane receptor complex, transfer from CD14 to TLR4 and MD-2 // J. Biol. Chem., 2001. V.276(24). P. 21129-21135.

101. Daniels J. Catatonia: clinical aspects and neurobiological correlates // J. Neuropsychiatry Clin. Neurosci., 2009. V.21(4). P. 371-380.

102. Dantzer R. Cytokine-induced sickness behavior: where do we stand? // Brain Behav. Immun., 2001. V.15(l). P. 7-24.

103. Dantzer R. Cytokine-induced sickness behaviour: a neuroimmune response to activation of innate immunity // Eur. J. Pharmacol., 2004. V. 500. P. 399-411.

104. Dantzer R., O'Conner J., Freund G.G., Johnson R.W., Kelley K.W. From inflammation to sickness and depression: when the immune system subjugates the brain // Nat. Rev. Neurosci., 2008. V.9(l). P. 46-56.

105. De Maio A, Torres MB, Reeves RH. Genetic determinants influencing the response to injury, inflammation, and sepsis // Shock, 2005. V.23(l). P. 11-17.

106. Delrue C., Deleplanque B., Rouge-Pont F., Vitiello S., Neveu P.J. Brain monoaminergic, neuroendocrine, and immune responses to an immune challenge in relation to brain and behavioral lateralization // Brain Behav. Immun., 1994. V.8(2). P. 137-152.

107. De Ryck M., Teitelbaum P. Morphine catalepsy as an adaptive reflex state in rats // Behav. Neurosci., 1984. V.98. P. 243-261.

108. Devoino L., Alperina E., Podgognaya E., Ilyutchenok R., Idova G., Polyakov O. Regional changes of brain serotonin and its metabolite 5-hydroxyindolacetic acid and development of immunosuppression in submissive mice // Intern. J. Neurosci., 2004. V.114. P. 1049-1062.

109. Devoino L., Idova G., Alperina E., Cheido M. Brain neuromediator systems in the immune response control: pharmacological analysis of pre- and postsynaptic mechanisms // Brain Res., 1994. V.633(l-2). P. 267-274.

110. Dinan T.G. Serotonin and the regulation of hypothalamic-pituitary-adrenal axis function // Life Sci., 1996. V. 58(20). P. 1683-1694.

111. Dixon A.K. Ethological strategies for defense in animals and humans: Their role in some psychiatric disorders // Br. J. Med. Psychol., 1998. V.71. P. 417-445.

112. Dunn A.J. Brain catecholaminergic and tryptophan responses to restraint are attenuated by nitric oxide synthase inhibition // Neurochem. Int., 1998. V.33. P. 551-557.

113. Dunn A.J. Effects of cytokines and infections on brain neurochemistry // Clin. Neurosci. Res., 2006. V.6(l-2). P. 52-68.

114. Dunn A.J. Endotoxin-induced activation of cerebral catecholamine and serotonin metabolism: comparison with interleukin-1 // J. Pharmacol. Exp. Ther., 1992. V.261(3). P. 96969.

115. Dunn A.J. Footshock-induced changes in brain catecholamines and indoleamines are not mediated by CRF or ACTH // Neurochem. Int., 2000. V.37. P. 61-69.

116. Dunn A.J. Nitric oxide synthase inhibitors prevent the cerebral tryptophan and serotonergic responses to endotoxin and interleukin-1 // Neurosci. Res. Commun., 1993. V.13(3). P. 149-156.

117. Dunn A.J. Systemic interleukin-1 administration stimulates hypothalamic norepinephrine metabolism parallelling the increased plasma corticosterone // Life Sci., 1988. V.43(5). P. 429435.

118. Dunn A.J., Chuluyan H.E. Endotoxin elicits normal tryptophan and indolamine responses but impaired catecholamine and pituitary-adrenal responses in endotoxin-resistant mice // Life Sci., 1994. V.54. P. 847-853.

119. Dunn A. J., Swiergiel A.H., de Beaurepaire R. Cytokines as mediators of depression: what can we learn from animal studies // Neurosci. Biobehav. Rev., 2005. V.29(4-5). P. 891-909.

120. Dunn A.J., Wang J. Cytokine effects on CNS biogenic amines // Neuroimmunomodulation, 1995. V.2(6). P. 319-328.

121. Dunn A.J., Wang J., Ando T. Effects of cytokines on cerebral neurotransmission. Comparison with the effects of stress // Adv. Exp. Med. Biol., 1999. V.461. P. 117-127.

122. Dunn A.J., Welch J. Stress- and endotoxin-induced increases in brain tryptophan and serotonin metabolism depend on sympathetic nervous system activation // J. Neurochem., 1991. V.57(5). P. 1615-1622.

123. Echeverry M.B., Salgado M.L., Ferreira F.R., da-Silva C.A., Del Bel E.A. Introcerebroventricular administration of nitric oxide-sensitive guanylyl cyclase inhibitors induces catalepsy in mice // Psychopharmacology, 2007. V.194(2). P. 271-278.

124. Edwards D.J., Sorisio D.A., Knopf S. Effects of the p2-adrenoceptor agonist clenbuterol on tyrosine and tryptophan in plasma and brain of the rat // Biochem. Pharmacol., 1989. V. 38(18). P. 2957-2965.

125. Feldman S., Newman M.E., Gur E., Weidenfeld J. Role of serotonin in the amygdala in hypothalamo-pituitary-adrenocortical responses //NeuroReport., 1998. V.9. P. 2007-2009.

126. Fernandez-Guasti A., Escalante A.L., Ahlenius S., Hillegaart V., Larsson K. Stimulation of 5HT1A and 5HT1B receptors in brain regions and its effects on male rat sexual behaviour // Eur. J. Pharmacol., 1992. V. 210. P. 121-129.

127. Fernandez-Guasti A., Rodriguez-Manzo G. Further evidence showing that the inhibitory action of serotonin on rat masculine sexual behavior is mediated after the stimulation of 5-HT1B receptors //Pharmacol. Biochem. Behav., 1992. V.42. P. 529-533.

128. Fink M., Shorter E,, Taylor M.A. Catatonia Is not Schizophrenia: Kraepelin's Error and the Need to Recognize Catatonia as an Independent Syndrome in Medical Nomenclature // Schizophr. Bull., 2010. V.36(2). P. 314-320.

129. Fink M., Taylor M.A. The Catatonia Syndrome // Arch. Gen. Psychiatry, 2009. V. 66(11). P. 1173-1177.

130. Fujino K., Yoshitake T., Inoue O., Ibii N., Kehr J., Ishida J., Nohta H., Yamaguchi MIncreased serotonin release in mice frontal cortex and hippocampus induced by acute physiological stressors // Neurosci. Lett., 2002. V.320. P. 91-95.

131. Funada M., Hara C. Differential effects of psychological stress on activation of the 5-hydroxytryptamine- and dopamine-containing neurons in the brain of freely moving rats // Brain Res., 2001. V. 901. P. 247-251.

132. Gallup G.G. Tonic immobility: The role of fear and predation // Psychol. Res., 1977. V.27. P. 41-61.

133. Geyer M., Puerto A., Menkes D., Segal D., Mandell A. Behavioral studies following lesions of the mesolimbic and mesostriatal serotoninergic pathways // Brain Res., 1976. V. 106. № 2. P. 257-269.

134. Gibertini M., Newton C., Friedman H., Klein T.W. IL-1 beta and TNF alpha modulate delta 9-tetrahydrocannabinol-induced catalepsy in mice // Pharmacol. Biochem. Behav., 1995. V.50(2). P.141-146.

135. Gordon A.E., Meldrum B.S. Effect of insulin on brain 5-hydroxytryptamine and 5-hydroxy-indole-acetic acid of rat // Biochem. Pharmacol., 1970. V.19. P. 3042-3044.

136. Goshen I., Yirmiya R. Interleukin-1 (IL-1): a central regulator of stress responses // Front. Neuroendocrinol., 2009. V.30(l). P. 30-45.

137. Gosselin D., Rivest S. Role of IL-1 and TNF in the brain: twenty years of progress on a Dr. Jekyll/Mr. Hyde duality of the innate immune system // Brain Behav. Immun., 2007. V.21(3). P. 281-289.

138. Gotlib I.H., Joormann J., Minor K.L., Hallmayer J. HPA Axis Reactivity: A Mechanism Underlying the Associations Among 5-HTTLPR, Stress, and Depression // Biol. Psychiatry, 2008. V. 63(9). P. 847-851.

139. Graeff F.G. Role of 5-HT in defensive behavior and anxiety // Rev. Neurosci., 1993. V. 4. P. 181-211.

140. Groenink L., Mos J., van der Gugten J., Olivier B. The 5-HT1A receptor is not involved in emotional stress-induced rises in stress hormones // Pharmacol. Biochem. Behav., 1996. V.55. P. 303-308.

141. Hartgraves S.L., Kelly P.H. Role of mesencephalic reticular formation in cholihergic-induced catalepsy // Brain Res., 1984. V.307. P. 47-54.

142. Hashimoto S., Inoue T., Koyama T. Effects of conditioned fear stress on serotonin neurotransmission and freezing behavior in rats // Eur. J. Pharmacol., 1999. V. 378. P. 23-30.

143. Hauber W., Miinkle M. Motor depressant effects mediated by dophamine D2 and adenosine A2a receptors in the nucleus accumbens and the caudate-putamen // Eur. J. Pharmacol., 1997. V.323. P. 127-131.

144. Hennig J., Becker H., Netter P. 5-HT agonist-induced changes in peripheral immune cells in healthy volunteers: The impact of personality // Behav. Brain Res., 1996. V.73. P. 359-363.

145. Hensler J.G., Truett, K.A. Effect of chronic serotonin-2 receptor agonist or antagonist administration on serotonin-1A receptor sensitivity // Neuropsychopharmacology, 1998. V.19. P. 354-364.

146. Heyes M.P., Quearry B.J., Markey S.P. Systemic endotoxin increases L-tryptophan, 5-hydroxyindoleacetic acid, 3-hydroxykynurenine and quinolinic acid content of mouse cerebral cortex // Brain Res., 1989. V.491(l). P. 173-179.

147. Hicks P.B. The effect of serotonergic agents on haloperidol-induced catalepsy // Life Sci., 1990. V. 47. P. 1609-1615.

148. Hillegaart V., Ahlenius S. Facilitation and inhibition of male rat ejaculatory behaviour by the respective 5-HT1A and 5-HT1B receptor agonists 8-OH-DPAT and anpirtoline, as evidenced by use of the corresponding new and selective receptor antagonists NAD-299 and NAS-181 // Br. J. Pharmacol., 1998. V.125. P. 1733-1743.

149. Himmerich H., Fulda S., Linseisen J., Seiler H., Wolfram G., Himmerich S„ Gedrich K., Kloiber S., Lucae S., Ising M., Uhr M., Holsboer F., Pollnmcher T. Depression, comorbidities and the TNF-alpha system // Eur. Psychiatry, 2008. V.23(6). P. 421-429.

150. Hjorth S., Sharp T. Mixed agonist/antagonist properties of NAN-190 at 5-HT)A receptors: behavioural and in vivo brain microdialysis studies // Life Sci., 1990. V. 46(13). P. 955-963.

151. Hjorth S., Sharp T. Effect of the 5-HT]A receptor agonist 8-OH-DPAT on the release of 5-HT in dorsal and median raphe-innervated rat brain regions as measured by in vivo microdialysis//Life Sci., 1991. V. 48(18). P. 1779-1786.

152. Hull E.M., Dominguez J.M. Sexual behavior in male rodents // Horm. Behav., 2007. V. 52. P. 45-55.

153. Hull E.M., Muschamp J.W., Sato S. Dopamine and serotonin: influences on male sexual behavior // Physiol. Behav., 2004. V.83. P. 291-307.

154. Idova G.V., Alperina E.L., Cheido M.A Contribution of brain dopamine, serotonin and opioid receptors in the mechanisms of neuroimmunomodulation: evidence from pharmacological analysis // Int. Immunopharmacol., 2012. V.12(4). P. 618-625.

155. Idova G.V., Cheido M., Devoino L. Modulation of the immune response by changing neuromediator systems activity under stress // Int. J. Immunopharmac., 1997. V.19(9-10). P. 535-540.

156. Imaki T., Shibasaki T., Hotta M., Demura H. Early induction of c-fos precedes increased expression of corticotropin releasing factor messenger ribonucleic acid in the paraventricular nucleus after immobilization stress // Endcminology, 1992. V.131(l). P. 240-246.

157. Inoue T., Tsuchiya K., Koyama T. Regional changes in dopamine and serotonin activation with various intensity of physical and psychological stress in the rat brain // Pharmacol. Biochem. Behav., 1994. V. 49. P. 911-920.

158. Irwin M.R., Miller A.H. Depressive disorders and immunity: 20 years of progress and discovery // Brain Behav. Immun., 2007. V.21(4). P. 374-383.

159. Jacobs B.L., Azmitia E.C. Structure and function of the brain serotonin system // Physiol. Rev., 1992. V. 72. № 1. P. 165-229.

160. Jacobs B.L., Fornal C.A. Serotonin and behavior. A general hypothesis. In: Psychopharmacology: The fourth generation of progress (Bloom FE., Kupfer DJ., eds) // N.Y.: Raven Press, 1995. P.461-469.

161. Jaskiw G.E., Bongiovanni R. Brain tyrosine depletion attenuates haloperidol-induced striatal dopamine release in vivo and augments haloperidol induced catalepsy // Psychopharmacology, 2004. V. 172(1). P. 100-107.

162. Jorgensen H., Knigge U., Kjaer A., Vadsholt T., Warberg J. Serotonergic involvement in stress-induced ACTH release // Brain Res., 1998. V.811. P. 10-20.

163. Jorgensen H.S. Studies on the neuroendocrine role of serotonin // Danish Med. Bull., 2007. V. 54. № 4. p. 266-288.

164. Kabiersch A., del Rey A., Honegger C.G., Besedovsky H.O. Interleukin-1 induces changes in norepinephrine metabolism in the rat brain // Brain Behav. Immun., 1988. V.2(3). P. 267-274.

165. Kamimura D., Ishihar K., Hirano T. IL-6 signal transduction and its physiological roles: the signal orchestration model // Rev. Physiol. Biochem. Pharmacol., 2003. V.149. P. 1-38.

166. Kawahara H., Yoshida M., Yokoo H., Nishi M., Tanaka M. Psychological stress increases serotonin release in the rat amygdale and prefrontal cortex assessed by in vivo microdialysis // Neurosci. Lett., 1993. V. 162. P. 81-84.

167. Kelley K.W., Dantzer R. Alcoholism and inflammation: neuroimmunology of behavioral and mood disorders // Brain Behav. Immun., 2011. V. 25 (Suppl 1), P. S13-S20.

168. Kent S., Bluthe R.-M., Kelley K.W., Dantzer R. Sickness behavior as a new target for drug development // Trends Pharmacol. Sci., 1992. V.13. P. 24-28.

169. Kirby L G., Chou-Green J. M., Davis K., Lucki I.The effects of different stressors on extracellular 5-hydroxytryptamine and 5-hydroxyindoleacetic acid // Brain Res., 1997. V. 760(1-2). P. 218-230.

170. Klaassen T., Riedel W.J., van Praag H.M., Menheere P.P., Griez E. Neuroendocrine response to meta-chlorophenylpiperazine and ipsapirone in relation to anxiety and aggression // Psychiatry Res., 2002. V.l 13. P. 29-40.

171. Klemm W.R. Behavioral inhibition / Klemm W.R., Vertes R.P. (Eds.) // Brainstem Mechanisms of Behavior, N.Y.: John Wiley & Sons, 1990. P. 497-533.

172. Klemm W.R. Drug effects on active immobility responses: What they tell us about neurotransmitter systems and motor functions // Prog. Neurobiol., 1989. V.32. P. 403-422.

173. Klint T., Larsson K. Clozapine acts as a 5-HT2 antagonist by attenuating DOI-induced inhibition of male rat sexual behaviour // Psychopharmacology, 1995. V.l 19. P. 291-294.

174. Koek W., France C.P. cataleptic effects of gamma-hydroxybutyrate (GHB) and baclofen in mice: mediation by GABA (B) receptors, but differential enchancement by N-methyl-d-aspartate (NMDA) receptor antagonists // Pharmacology, 2008. V.199(2). P. 191-198.

175. Koek W., Khanal M., France C.P. Synergic interactions between 'club drugs': gamma-hydroxybutyrate and phecyclidine enchance each other's discriminative stimulus effect // Behav. Pharmacol., 2007. V.l8(8). P. 807-810.

176. Kolpakov V.G., Barykina N.N., Alekhina T.A., Ponomarev I.Yu. Some genetic animal models for comparative psychology and biological psychiatry. Novosibirsk: Institute Cytology and Genetics, Siberian Division of the Russian Academy of Sciences, 1996. 173 p.

177. Kondaurova E.M., Bazovkina D.V., Kulikov A.V., Popova N.K. Selective breeding for catalepsy changes the distribution of microsatellite D13Mit76 alleles linked to the 5-HT serotonin receptor gene in mice // Genes Brain Behav., 2006. V.5(8). P.596-601.

178. Kulikov A.V., Avgustinovich D.F., Kolpakov V.G., Maslova G.B.,Popova N.K. 5-HT2A serotonin receptors in the brain of rats and mice hereditarily predisposed to catalepsy // Pharmacol. Biochem. Behav., 1995a. V.50. P. 383-387.

179. Kulikov A.V., Bazovkina D.V., Kondaurova E.M., Popova N.K. Genetic structure of hereditary catalepsy in mice // Genes Brain Behav., 2008. V.7(4). P. 506-512.

180. Kulikov A.V., Kolpakov V.G., Maslova G.B., Kozintsev I., Popova N.K. Effect of selective 5-HT1A agonists and 5-HT2 antagonists on inherited catalepsy in rats // Psychopharmacology (Berl), 1994. V.l 14. P. 172-174.

181. Kulikov A.V., Kolpakov V.G., Popova N.K. The genetic cataleptic (GK) rat strain as a model of depression disorders. In: Animal models in biological psychiatry. Editor Allan V. Kalueff, Nova Science Publishers, Inc. 2006. pp. 59-73.

182. Kulikov A.V., Kozlachkova E.Y., Kudryavtseva N.N., Popova N.K. Correlation between tryptophan hydroxylase activity in the brain and predisposition to pinch-induced catalepsy in mice//Pharmacol. Biochem. Behav., 1995b. V.50. P. 431-435.

183. Kulikov A.V., Kozlachkova E.Y., Popova N.K. Activity of tryptophan hydroxylase in brain of hereditary predisposed to catalepsy rats // Pharmacol. Biochem. Behav., 1992. V. 43. P. 999-1003.

184. Kulikov A.V., Kozlachkova E.Yu., Maslova G.B., Popova N.K. Inheritance of predisposition to catalepsy in mice // Behav. Genet., 1993. V.23(4). P. 379-384.

185. Kulikov A.V., Naumenko V.S., Voronova I.P., Tikhonova M.A., Popova N.K. Quantitative RT-PCR assay of 5-HT1A and 5-HT2A serotonin receptor mRNAs using genomic DNA as an external standard // J. Neurosci. Meth., 2005. V.141. P. 97-101.

186. Kulikov A.V., Osipova D.V., Naumenko V.S., Terenina E., Mormede P., Popova N.K. A pharmacological evidence of positive association between mouse intermale aggression and brain serotonin metabolism // Behav .Brain Res., 2012a. V.233(l). P. 113-119.

187. Kulikov A.V., Popova N.K. Genetic control of catalepsy in mice. //In: Genetic Predisposition to Disease. Eds. Torres S., Martin M. Nova Publishers, NY. 2008. P.215-236.

188. Kulikov AV, Tikhonova MA, Kulikova EA, Volcho KP, Khomenko TM, Salakhutdinov NF, Popova NK. A new synthetic varacin analogue, 8-(trifluoromethyl)-1,2,3,4,5-benzopentathiepin-6-amine hydrochloride (TC-2153), decreased hereditary catalepsy and increased the BDNF gene expression in the hippocampus in mice // Psychopharmacology, 2012b; V.221(3). P.469-478.

189. Lanfumey L., Mongeau R., Cohen-Salmon C., Hamon M. Corticosteroid-serotonin interactions in the neurobiological mechanisms of stress-related disorders // Neurosci. Biobehav. Rev., 2008. V.32(6). P. 1174-1184.

190. Laplante P., Diorio J., Meaney M.J. Serotonin regulates hippocampal glucocorticoid receptor expression via a 5-HT7 receptor // Developmental Brain Res., 2002. V. 139(2). P. 199203.

191. Larson S.J., Dunn, A.J. Behavioral effects of cytokines // Brain Behav. Immun., 2001. V.15(4). P. 371-387.

192. Lavicky J., Dunn A.J. Endotoxin administration stimulates cerebral catecholamine release in freely moving rats as assessed by microdialysis // J. Neurosci. Res., 1995. V.40(3). P. 407-413.

193. Lee E., Lin H., Yin H. Differential influences of different stressors upon midbrain raphe neurons in rats // Neurosci. Lett., 1987.V. 80. P. 115-119.

194. Lee J.W. Catatonic variants, hyperthermic extrapyramidal reactions, and subtypes of neuroleptic malignant syndrome // Ann. Clin. Psychiatry, 2007. V.19(l). P. 9-16.

195. Lee J.W. Neuroleptic-induced catatonia: clinical presentation, response to benzodiazepines, and relationship to neuroleptic malignant syndrome // J. Clin. Psychopharmacol., 2010. V.30(l). P. 3-10.

196. Lenard N.R., Gettys T.W., Dunn A.J. Activation of (32- and ¡33- adrenergic receptors increases brain tryptophan // J. Pharmacol. Exp. Ther., 2003. V.305(2). P. 653-659.

197. Leonard B., Maes M. Mechanistic explanations how cell-mediated immune activation, inflammation and oxidative and nitrosative stress pathways and their sequels and concomitants play a role in the pathophysiology of unipolar depression // Neurosci. Biobehav. Rev., 2012. V.36(2). P. 764-785.

198. Leonard B.E. The HPA and immune axes in stress: the involvement of the serotonergic system // Eur. Psychiatry, 2005. V.20 (Suppl.3). P. S302-S306.

199. Lesch K.P., Mayer S., Disselkamp-Tietze J., Hoh A.,Wiesmann M., Osterheider M., Schulte H.M. 5-HT1A receptor responsivity in unipolar depression. Evaluation of ipsapirone-induced ACTH and Cortisol secretion in patients and controls // Biol. Psychiatry, 1990. V.28. P. 6200-628.

200. Levy A.D., Baumann M.H., Van de Kar L.D. Monoaminergic regulation of neuroendocrine function and its modification by cocaine // Front. Neuroendocrinol., 1994. V.15. P. 1-72.

201. Licinio J., Frost P. The neuroimmune-endocrine axis: pathophysiological implications for the central nervous system cytokines and hypothalamus-pituitary-adrenal hormone dynamics // Braz. J. Med. Biol. Res., 2000. V.33(10). P. 1141-1148.

202. Linthorst A.C.E., Flachskamm C., Holsboer F., Reul J.M.H.M. Activation of serotonergic and noradrenergic neurotransmission in the rat hippocampus after peripheral administration of bacterial endotoxin: involvement of the cyclo-oxygenase pathway // Neurosci., 1996. V.72(4). P. 989-997.

203. Linthorst A.C.E., Flachskamm C., Holsboer F., Reul J.M.H.M. Intraperitoneal administration of bacterial endotoxin enhances noradrenergic neurotransmission in the rat preoptic area: relationship with body temperature and hypothalamic-pituitary-adrenocortical axis activity // Eur. J. Neurosci., 1995a. Y.7. P. 2418-2430.

204. Linthorst A.C.E., Flachskamm C., Muller-Preuss P., Holsboer F., Reul J.M.H.M. Effect of bacterial endotoxin and interleukin-1 beta on hippocampal serotonergic neurotransmission, behavioral activity, and free corticosterone levels: an in vivo microdialysis study // J. Neurosci., 1995b. V. 15(4). P. 2920-2934.

205. Liposits Z., Phelix C., Paull W.K. Synaptic interaction of serotonergic axons and corticotropin releasing factor (CRF) synthesizing neurons in the hypothalamic paraventricular nucleus of the rat. A light and electron microscopic immunocytochemical study // Histochemistry, 1987. V.86. P. 541-549.

206. Little P.J., Compton D.R., Mechoulam R., martin B.R. Stereochemical effects of 11-hydroxy-dekta-8-THC-dimethylheptyl in mice and dogs // Pharmacol. Biochem. Behav., 1989. V. 32. P. 661-666.

207. Lopez J.F., Chalmers D.T., Little K.Y., Watson S.J. A.E. Bennett Research Award. Regulation of serotonin 1 A, glucocorticoid, andmineralocorticoid receptor in rat and human hippocampus: implications for the neurobiology of depression // Biol. Psychiatry, 1998. V.43. P. 547-573.

208. Lowry C.A. Functional subsets of serotonergic neurones: Implications for control of the hypothalamic-pituitary-adrenal axis //J. Neuroendocrinology, 2002. V. 14(11). P. 911-923.

209. Lucki I. The spectrum of behaviors influenced by serotonin // Biological Psychiatry, 1998. V. 44. №3. P. 151-162.

210. Màrz P., Heese K., Dimitriades-Schmulz B., Rose-John S., Otten U. Role of interleukin-6 and soluble IL-6 receptor in region-specific induction of astrocytic differentiation and neurotrophin expression // Glia, 1999. V. 26. P. 191-200.

211. Maswood S., Barter J.E., Watkins L.R., Maier S.F. Exposure to inescapable but not escapable shock increases extracellular levels of 5-HT in the dorsal raphe nucleus of the rat // Brain Res., 1998. V. 783.P. 115-120.

212. Matuszewich L., Lorrain D.S., Trujillo R., Domínguez J., Putnam S.K., Hull E.M. Partial antagonism of 8-OH-DPAT'S effects on male rat sexual behavior with a D2, but not a 5-HT1 A, antagonist // Brain Res., 1999. V. 820. P. 55-62.

213. Mefford I.N., Heyes M.P. Increased biogenic amine release in mouse hypothalamus following immunological challenge: antagonism by indomethacin // J. Neuroimmunol., 1990. V. 27. P. 55-61.

214. Melia K.R., Ryabinin A.E., Schroeder R., Bloom F.E., Wilson M.C. Induction and habituation of immediate early gene expression in rat brain by acute and repeated restraint stress // J. Neurosci., 1994. V.14(10). P. 5929-5938.

215. Meltzer H.Y., Li Z., Kaneda Y., Ichikawa J. Serotonin receptors: their key role in drugs to treat schizophrenia // Prog. Neuropsychopharmacol. Biol. Psychiatry, 2003. V. 27(7). P. 11591172.

216. Merali Z., Lacosta S., Anisman H. Effects of interleukin-lbeta and mild stress on alterations of norepinephrine, dopamine and serotonin neurotransmission: A regional microdialysis study // Brain Res., 1997. V.761(2). P. 225-235.

217. Miller A.H. Depression and immunity: a role for T cells? // Brain Behav. Immun., 2010. V.24(l). P. 1-8.

218. Miller A.H., Maletic V., Raison C.L. Inflammation and its discontents: the role of cytokines in the pathophysiology of major depression // Biol. Psychiatry, 2009. V. 65(9) P. 732741.

219. Mo B., Feng N., Renne K., Forster G. Restraint stress increases serotonin release in the central nucleus of the amygdala via activation of corticotropin-releasing factor receptors // Brain Res. Bull., 2008.V.76(5). P. 493-498.

220. Molina-Holgado F., Guaza C. Endotoxin administration induced differential neurochemical activation of the rat brain stem nuclei // Brain Res. Bull., 1996. V. 40. 151-156.

221. Morgan J.I, Curran T. Stimulus-transcription coupling in the nervous system: involvement of the inducible proto-oncogenes fos and jun // Annu. Rev. Neurosci., 1991.V.14. P. 421-451.

222. Mosner R., Lesch K-P. Role of serotonin in the immune system and in neuroimmune interaction // Brain Behav. Immun., 1998.V.12. P. 249-271.

223. Motofei I.G. A dual physiological character for sexual function the role of serotonergic receptors // J. Compilation., 2007. V. 101. P. 531-534.

224. Musselman D.L., Lawson D.H., Gumnick J.F., Manatunga A.K., Penna S., Goodkin R.S., Greiner K., Nemeroff C.B., Miller AH. Paroxetine for the prevention of depression induced by high-dose interferon alfa // N. Engl. J. Med., 2001. V.344(13). P. 961-966.

225. Naumenko E.V. Effect of local injection of 5- hydroxytriptamine into rhinencephalic and mesencephalic structures on pituitary-adrenal function in guinea pigs // Neuroendocrinology, 1969. V.5. P.81-88.

226. Naumenko V.S., Bazovkina D.V., Kondaurova E.M., Zubkov E.A., Kulikov A.V. The role of 5-HT2A receptor and 5-HT2A/5-HT1A receptor interaction in the suppression of catalepsy // Genes Brain Behav., 2010. V.9(5). P. 519-524.

227. Nichols D.E., Nichols C.D. Serotonin Receptors // Chemical Rev., 2008. V. 108(5). P. 1614-1641.

228. Nikulina E.M., Popova N.K., Kolpakov V.G., Alekhina T.A. Brain dopaminergic system in rats with a genetic predisposition to catalepsy // Biogenic Amines, 1987. V.4. P. 399-406.

229. O'Connor J.C., Lawson M.A., Andre C., Moreau M., Lestage J., Castanon N., Kelley K.W., Dantzer R. Lipopolysaccharide-induced depressive-like behavior is mediated by indoleamine 2,3-dioxygenase activation in mice // Mol. Psychiatry, 2009. V. 14. P. 511-522.

230. Ohmori T., Morita K., Saito T., Ohta M., Ueno S.-I. Assesment of human stress and depression by DNA microarray analysis // J. Med. Investigation., 2005. V.52. suppl. P. 266-271.

231. Olah T., Ocsovszki I., Mandi Y., Pusztai R., Bakay M., Balint E. Opposite effects of serotonin and interferon-alpha on the membrane potential and function of human natural killer cells // In Vitro Cell Dev. Biol. Anim., 2005. V.41(5-6).P.165-170.

232. Onore, C., Careaga, M., Ashwood, P. The role of immune dysfunction in the pathophysiology of autism // Brain Behav. Immun., 2012. V.26 (3), 383-392.

233. Ornstein K., Amir S. Pinch-induced catalepsy in mice // J. Comp. Physiol. Psychol., 1981. V.95.P. 827-835.

234. Osei-Owusu P., James A., Crane J., Scrogin K.E. 5-Hydroxytryptamine 1A receptors in the paraventricular nucleus of the hypothalamusmediate oxytocin and adrenocorticotropin hormone release and some behavioral components of the serotonin syndrome // J. Pharmacol. Exp. Ther., 2005. V.313. P. 1324-1330.

235. Ottaway C.A., Husband A.J. The influence of neuroenocrine pathways on lymphocyte migration // Immunol. Today, 1994.V.15(11). P. 511-517.

236. Overstreet D.H., Commissaris R.C., De La Garza R., File S.E., Knapp D.J., Seiden L.S. Involvement of 5-HT1A receptors in animal tests of anxiety and depression: evidence from genetic models // Stress, 2003. V. 6. № 2. P. 101-110.

237. Pacak K., Palkovits M. Stressor specificity of central neuroendocrine responses: implications for stress-related disorders // Endocr. Rev., 2001. V.22(4). P. 502-548.

238. Pace T.W.W., Hu F., Miller A.H. Cytokine-effects on glucocorticoid receptor function: relevance to glucocorticoid resistance and pathophysiology and treatment of major depression // Brain Behav.Immun., 2007. V. 21(1). P. 9-19.

239. Paparrigopoulos T., Tzavellas E., Ferentinos P., Mourikis I., Liappas J. Catatonia as a risk factor for the development of neuroleptic malignant syndrome: report of a case following treatment with clozapine // World J. Biol. Psychiatry, 2009. V.10(l). P. 70-73.

240. Pauli S., Linthorst A.C., Reul J.M. Tumour necrosis factor-a and interleukin-2 differentially affect hippocampal serotonergic neurotransmission, behavioural activity, body temperature and hypothalamic-pituitary-adrenocortical axis activity in the rats // Eur. J. Neurosci., 1998. V.10. P. 868-878.

241. Pei Q., Zetterstrom T., Fillenz M. Tail pinch-induced changes in the turnover and release of dopamine and 5-hydroxytryptamine in different brain regions of the rat // Neurosci., 1990. V.35.P. 133-138.

242. Pellegrino T.C., Bayer B.M. Role of central 5-HT2 receptors in fluoxetine-induced decreases in T lymphocyte activity // Brain Behav. Imm., 2002. V.16. P. 87-103.

243. Perry V.H. The influence of systemic inflammation on inflammation in the brain: implications for chronic neurodegenerative disease // Brain Behav. Immun., 2004. V. 18 (5). P. 407-413.

244. Petty F., Kramer G.L., Larrison A.L. Neurochemistry of stress: Regional brain levels of biogenic amines and metabolites with ten different stressors // Biogenic Amines, 1997. V.12. P.377-394.

245. Pfaus J.G. Revisiting the concept of sexual motivation // Annu. Rev. Sex. Res., 1999. V.10. P. 120-156.

246. Pfaus J.G., Kippin T.E., Centeno S. Conditioning and sexual behavior: a review // Horm. Behav., 2001. V.40(2). P. 291-321.

247. Popova N.K. Brain serotonin in genetically defined defensive behaviour // Complex Brain Functions: Conceptual Advances in Russian Neuroscience / Millar R., Ivanitsky A.M., Balaban P.M. (Eds.), Harwood: Harwood Press, 1999. P. 307-329.

248. Popova N.K. From genes to aggressive behavior: the role of serotonergic system // Bioessays, 2006. V. 28 (5), P.495-503.

249. Popova N.K., Amstislavskaya T.G. 5-HT2A and 5-HT2c receptors differently modulate mouse sexual arousal and the hypothalamo-pituitary-testicular response to the presence of a female //Neuroendocrinology, 2002. V. 76. P. 28-34.

250. Popova N.K., Kulikov A.V. On the role of brain serotonin in expression of genetic predisposition to catalepsy in animalmodels // Am. J. Med. Genet., 1995. V.60. P. 214-220.

251. Popova N.K., Maslova L.N., Naumenko E.V. Serotonin and the regulation of the pituitary-adrenal system after deafferentation of the hypothalamus // Brain Res., 1972. V.47. P.61-67.

252. Popova N.K., Skrinskaya Y.A., Amstislavskaya T.G., Vishnivetskaya G.B., Seif I., de Meier E. Behavioral Characteristics of Mice with Genetic Knockout of Monoamine Oxidase Type A //Neurosci. Behav. Physiol., 2001. V.31(6). P. 597-602.

253. Porsolt R.D., Moser P.C., Castagnñ V. Behavioral indices in antipsychotic drug discovery//J. Pharmacol. Exp. Ther., 2010. V. 333(3). P. 632-638.

254. Porter R.J., Gallagher P., Watson S., Young A.H. Corticosteroid-serotonin interactions in depression: a review of the human evidence // Psychopharmacology (Berl), 2004. V. 173(1-2). P.1-17.

255. Qia Z., Sweeney D.D., Netzeband J. G., Gruol D. L. Chronic interleukin-6 alters NMDA receptor-mediated membrame responses and enchances neurotoxicity in developing CNS neurons // J. Neurosci., 1998. V. 18(24). P. 10445-10456.

256. Reavill C., Kettle A., Holland V., Riley G., Blackburn T.P. Attenuation of haloperidol-induced catalepsy by a 5-HT2C receptor antagonist // Br. J. Pharmacol., 1999. V.126. P. 572-574.

257. Retana-Márquez S, Bonilla-Jaime H, Vázquez-Palacios G, Martínez-García R, Velázquez-Moctezuma J. Changes in masculine sexual behavior, corticosterone and testosterone in response to acute and chronic stress in male rats // Horm. Behav., 2003. V.44(4). P. 327-337.

258. Rittenhouse P.A., Bakkum E.A., Levy A.D., Li Q., Carnes M., Van de Kar L.D. Evidence that ACTH secretion is regulated by serotonin2A/2C (5-HT2A/2C) receptors // J. Pharmacol. Exp. Ther., 1994. V. 271. P. 1647-1655.

259. Rodriguez-Manzo G., Lopez-Rubalcava C., Hen R., Fernandez-Guasti A. Participation of 5-HT(lB) receptors in the inhibitory actions of serotonin on masculine sexual behaviour of mice: pharmacological analysis in 5-HT(lB) receptor knockout mice // Br. J. Pharmacol, 2002. V. 136. P. 1127-1134.

260. Saavedra J., Brownstein M., Palkovits M. Serotonin distribution in the limbic system of the rat // Brain Research., 1974. V. 79(3). P. 437-441.

261. Sanberg P.R., Bunsey M.D., Giordano M., Norman A.B. The catalepsy test: Its ups and downs // Behav. Neurosci., 1988. V.102. P. 748-759.

262. Sanchez M.M., Alagbe O., Felger J.C., Zhang J., Graff A.E., Grand A.P. et al. Activated p38 MAPK is associated with decreased CSF 5-HIAA and increased maternal rejection during infancy in rhesus monkeys // Mol. Psychiatry, 2007. V.12. P. 895-897.

263. Saphier D., Welch J.E. Effects of the serotoninlA agonist, 8-hydroxy-2-(di-n-propylamino)tetralin on neurochemical responses to stress // J. Neurochem., 1995. V. 64. P. 767776.

264. Sapolsky R.M. Taming stress // Sci. Am., 2003. V. 289. P. 86-95.

265. Sharif Y., Irshad S. Animal models for human genetic diseases // Afr. J. Biotechnol., 2012. V. 11(86). P. 15200-15205.

266. Shih J.C., Chen K., Ridd M.J. Monoamine oxidase: from genes to behavior // Annu. Rev. Neurosci., 1999. V.22. P. 197-217.

267. Shimizu N., Oomura Y., Kai Y. Stress-induced anorexia in rats mediated by serotonergic mechanisms in the hypothalamus // Physiol. Behav., 1989. V.46. P. 835-841.

268. Shimizu N., Take S., Hori T., Oomura Y. In vivo measurement of hypothalamic serotonin release by intracerebral microdialysis: significant enhancement by immobilization stress in rats // Brain Res. Bull., 1992. V.28. P. 727-734.

269. Shintani F., Nakaki T., Kanba S., Sato K., Yagi G., Shiozawa M., Asio S., Kato R., Asai M. Involvement of interleukin-1 immobilization stress-induced increase in adrenocorticotropic hormone and in the release of hypothalamic monoamines in the rat // J. Neurosci., 1995. V.15. P. 1961-1970.

270. Silver L.M. Mouse genetics: concepts and applications. Oxford University Press, 1995. 362 c.

271. Singerman B., Raheja R. Malignant catatonia - a continuing reality // Ann. Clin. Psychiatry, 1994. V.6. P. 259-266.

272. Singh V.B., Onaivi E.S., Phan T.H., Boadle-Biber M.C. The increases in rat cortical and midbrain tryptophan hydroxylase activity in response to acute or repeated sound stress are blocked by bilateral lesions to the central nucleus of the amygdala // Brain Res., 1990. V. 530. P. 49-53.

273. Song C., Merali Z., Anisman H. Variations of nucleus accumbens dopamine and serotonin following systemic interleukin-1, interleukin-2 or interleukin-6 treatment // Neurosci., 1999. V. 88. P. 823-836.

274. Stefanis C.N., Stefanis N.C. Diagnosis of depressive disorders: a review // In: Depressive disorders / Maj M., Sartorius N. (Eds.) 2002. V. 1. P. 9-11.

275. Tanaka M., Kohno Y., Nakagawa R., Nishikawa T., Tsuda A., Nagasaki N. Immobilization stress increases serotonin turnover in the extended brain regions in the rat // Kurume Med. J.,1983. V.30(2). P. 35-43.

276. Tikhonova MA, Kulikov AV, Bazovkina DV, Kulikova EA, Tsybko AS, Bazhenova EYu, Naumenko VS, Akulov AE, Moshkin MP, Popova NK. Hereditary catalepsy in mice is

associated with the brain dysmorphology and altered stress response // Behav. Brain Res., 2013. V.243. P. 53-60.

277. Triantafilou M., Brandenburg K., Kusumoto S., Fukase K., Mackie A., Seydel U., Triantafilou K Combinational clustering of receptors following stimulation by bacterial products determines lipopolysaccharide responses // Biochem. J., 2004. V. 381 (Pt 2). P. 527-536.

278. Triantafilou M., Triantafilou K. The dynamics of LPS recognition: complex orchestration of multiple receptors // J. Endotoxin Res., 2005. V.l 1(1). P. 5-11.

279. Tsigos C., Chrousos G.P. Hypothalamic-pituitary-adrenal axis, neuroendocrine factors and stress // J. Psychosom. Res., 2002. V.53(4). P. 865-871.

280. Turnbull A.V., Rivier C. L. Regulation of the hypothalamic-pituitary-adrenal axis by cytokines: action and mechanisms of action // Physiological. Rev., 1999. V. 79(1). P.1-71.

281. Uhlig T., Kallus K.W. The brain: a psychoneuroimmunological approach // Curr. Opin. Anaesthesiol., 2005. V. 18(2). P. 147-150.

282. Valdez M., Burke T.F., Hensler J.G. Selective heterologous regulation of 5-HT1A receptor-stimulated 35S GTPgammaS binding in the anterior cingulate cortex as a result of 5-HT2 receptor activation // Brain Res., 2002. V. 957. P. 174-182.

283. Vallieres L., Campbell I. L., Gage F. H., Sawchenko P. E. Reduced hippocampal neurogenesis in adult transgenic mice with chronic astrocytic production of interleukin-6 // J. Neurosci., 2002. V. 22(2). P. 482-492.

284. Van de Kar L.D., Javed A., Zhang Y.H., Serres F., Raap D.K., Gray T.S. 5-HT2A receptors stimulate ACTH, corticosterone, oxytocin, renin, and prolactin release and activate hypothalamic CRF and oxytocin-expressing cells // J. Neurosci., 2001. V. 21. P. 3572-3579.

285. Van de Kar L.D., Li Q., Cabrera T.M., Brownfield M.S., Battaglia G. Alterations in 8-hydroxy-2-(dipropylamino)tetralin-induced neuroendocrine responses after 5,7-dihydroxytryptamine-induced denervation of serotonergic neurons // J. Pharmacol. Exp. Ther., 1998. V. 286. P. 256-262.

286. Wadenberg M.L. Serotonergic mechanisms in neuroleptic-induced catalepsy in the rat // Neurosci. Biobehav. Rev., 1996. V.20. P. 325-339.

287. Walther D.J., Bader M. A unique central tryptophan hydroxylase isoform // Biochem. Pharmacol., 2003. V.66(9). P.1673-1680.

288. Walther D.J., Peter J.U., Bashammakh S., Hortnagl H., Voits M., Fink H., Bader M. Synthesis of serotonin by a second tryptophan hydroxylase isoform // Science, 2003. V. 299(5603). P. 76.

289. Wang J., Dunn A.J. The role of interleukin-6 in the activation of the hypothalamo-pituitary-adrenocortical axis and brain indoleamines by endotoxin and interleukin-1 beta // Brain Res., 1999. V.815(2), 337-348.

290. Wang J.P., Dunn A.J. Mouse interleukin-6 stimulates the HPA axis and increases brain tryptophan and serotonin metabolism // Neurochem. Int., 1998. V.33. P.143-154.

291. Ward CD. On doing nothing: descriptions of sleep, fatigue, and motivation in encephalitis lethargica // Mov. Disord., 2011. V.26(4). P. 599-604.

292. Weder N.D., Muralee S., Penland H., Tampi R.R. Catatonia: a review // Ann. Clin. Psychiatry, 2008. V.20(2). P. 97-107.

293. Wei H., Zou H., Sheikh A. M., Malik M., Dobkin C., Brown W. T., Li X. IL-6 is increased in the cerebellum of autistic brain and alters neural cell adhesion, migration and synaptic formation // J. Neuroinflammation, 2011. V. 8. P. 52-62.

294. Weigent D.A., Blalock J.EAssociation between the neuroendocrine and immune systems //J. Leucoc. Biol., 1995. V.57(2). P. 137-150.

295. Wetzler S., Asnis G.M., DeLecuona J.M., Kalus O.Serotonin function in panic disorder: intravenous administration of meta-chlorophenylpiperazine // Psychiatry Res., 1996. V. 64. P. 77-82.

296. Willner P. Animal models of depression: an overview // Pharmacol. Ther., 1990. V.45. P. 425-455.

297. Wu Y., Shaghaghi E.K., Jacquot C., Pallardy M., Gardier A.M. Synergism between interleukin-6 and interleukin-1 (3 in hypothalamic serotonin release: a reverse in vivo microdialysis study in F344 rats // Eur. Cytokine Netw., 1999. V.10. P. 57-64.

298. Yirmiya R., Pollak Y., Barak O., Avitsur R., Ovadia H„ Bette M., et al. Effects of antidepressant drugs on the behavioral and physiological responses to lipopolysaccharide (LPS) in rodents //Neuropsychopharmacology, 2001. V. 24. P. 531-544.

299. Zalcman S., Green-Johnson J.M., Murray L., et al. Cytokine-specific central monoamine alterations induced by interleukin-1, -2 and -6 // Brain Res., 1994. V. 643. P. 40-49.

300. Zarrindast M.R., Samadi P., Haeri-Rohani A., Moazami N., Shafizadeh M. Nicotine potentiation of morphine-induced catalepsy in mice // Pharmacol. Biochem. Behav., 2002. V.72(l-2). P. 197-202.

301. Zhang J.-J., Terreni L., De Simoni M.-G., Dunn A.J. Peripheral interleukin-6 administration increases extracellular concentrations of serotonin and the evoked release of serotonin in the rat striatum //Neurochem. Int., 2001a. V.38. P. 303-308.

302. Zhang X., Beaulieu J.M., Sotnikova T.D., Gainetdinov R.R., Caron M.G. Tryptophan hydroxylase-2 controls brain serotonin synthesis // Science, 2004a. V.305(5681). P. 217.

303. Zhang X., Gainetdinov R.R., Beaulieu J.M., Sotnikova T.D., Burch L.H., Williams R.B., Schwartz D.A., Krishnan K.R., Caron M.G. Loss-of-Function Mutation in Tryptophan Hydroxylase-2 Identified in Unipolar Major Depression // Neuron, 2005. V. 45(1). P. 11-16.

304. Zhang Y., D'Souza D., Raap D.K., Garcia F., Battaglia G„ Muma N.A.,Van de Kar L.D. Characterization of the functional heterologous desensitization of hypothalamic 5-HT(lA) receptors after 5-HT(2A) receptor activation // J. Neurosci., 2001b. V. 21. P. 7919-7927.

305. Zhang Y., Gray T.S., D'Souza D.N., Carrasco G.A., Damjanoska K.J., Dudas B., Garcia F., Zainelli G.M., Sullivan Hanley N.R., Battaglia G„ Muma N.A., Van de Kar L.D. Desensitization of 5-HT1A receptors by 5-HT2A receptors in neuroendocrine neurons in vivo // J. Pharmacol. Exp. Ther., 2004b. V.310. P. 59-66.

306. Ziemssen T., Kern S. Psychoimmunology - cross-talk between the immune and nervous systems // J. Neurol., 2007. V. 254 (Suppl 2). P. II/8-II/11.

307. Zunszain P.A., Anacker, C., Cattaneo, A., Carvalho, L.A., Pariante, C.M. Glucocorticoids, cytokines and brain abnormalities in depression // Prog. Neuropsychopharmacol. Biol. Psychiatry, 2011. V.35(3). P. 722-729.