Влияние мутаций в элементах 23S pPHK на функционирование факторов элонгации Escherichia coli тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.10, кандидат химических наук Бураковский, Дмитрий Евгеньевич

• Бураковский, Дмитрий Евгеньевич
• кандидат химических наук
• 2007

Оглавление диссертации кандидат химических наук Бураковский, Дмитрий Евгеньевич

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

1 ФАКТОРЫ ЭЛОНГАЦИИ ТРАНСЛЯЦИИ (ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ)

1.1 Фактор элонгации Tu

1.1.1 Структура фактора элонгации Tu

1.1.2 Связывание аминоацил-тРНК фактором элонгации Tu

1.1.3 Структура комплекса EF-Tu'EF-Ts

1.1.4 Расположение фактора элонгации Tu на рибосоме

1.1.5 Функционирование фактора элонгации Tu

1.1.5.1 Начальное связывание

1.1.5.2 Узнавание кодона

1.1.5.3 Стимуляция гидролиза GTP

1.1.5.4 Гидролиз GTP

1.1.5.5 Высвобождение фосфата и конформационные перестройки фактора элонгации Tu

1.1.5.6 Аккомодация аминоацил-тРНК

1.2 Фактор элонгации G

1.2.1 Структура фактора элонгации G

1.2.2 Расположение фактора элонгации G на рибосоме

1.2.3 Взаимодействие факторов элонгации со стеблем L7/L

1.2.3.1 Роль белка L7/L12 в связывании факторов элонгации с рибосомой

1.2.3.2 Роль L7/L12 в стимуляции ОТРазной активности факторов элонгации

1.2.4 Транслокация

1.2.4.1 Структурные изменения рибосомы при транслокации

1.2.4.2 Структурные изменения фактора элонгации G при транслокации

1.2.5 Кинетика функционирования фактора элонгации G

1.2.6 Транслокация и ретротранслокация

1.2.7 Участие фактора элонгации G в диссоциации посттерминационного комплекса

2 ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

2.1 Влияние мутаций в спирали 42 23S рРНК на функционирование факторов элонгации

2.1.1 Постановка проблемы

2.1.2 Влияние мутаций на скорость роста клеток и точность трансляции in vivo

2.1.3 Очистка мутантных рибосом

2.1.4 Влияние мутаций на конформацию 23S рРНК согласно данным химического пробинга

2.1.5 Влияние мутаций на элонгацию трансляции in vitro

2.1.6 Связывание факторов элонгации с рибосомой

2.1.7 Стимуляция ОТРазной активности EF-Tu при соответствии кодона мРНК и антикодона тРНК

2.1.8 Стимуляция ОТРазной активности EF-G деацилированной тРНК, связанной с Р-участком рибосомы

2.1.9 Обсуждение

2.2 Изучение влияния мутаций 23S рРНК на скорость аккомодации аминоацил-тРНК

2.2.1 Постановка проблемы

2.2.2 Влияние мутаций на скорость роста и точность трансляции in vivo

2.2.3 Выделение и очистка мутантных 50S субчастиц

2.2.4 Исследование способности мутантных рибосом образовывать инициаторный комплекс и синтезировать дипегттид

2.2.5 Влияние мутаций на эффективность стадий элонгации in vitro

2.2.6 Влияние мутаций на скорость аккомодации аминоацил-тРНК

2.2.7 Детальное исследование рибосом, имеющих мутацию UUU2491-3UC 23S рРНК

2.2.8 Обсуждение

3 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

3.1 Реактивы и биопрепараты

3.2 Буферы и растворы

3.3 Создание штаммов для экспрессии рибосом с мутацией в 23S рРНК

3.4 Измерение скорости роста клеток

3.5 Измерение точности трансляции

3.6 Выделение компонентов для экспериментов in vitro

3.6.1 Выделение рибосом

3.6.2 Получение S100 экстракта без тРНК

3.6.3 Получение аминоацил-тРНК

3.6.3.1 Получение [3H]fMet-TPHKfMet Е. coli

3.6.3.2 Получение [14С]РЬе-тРНКРЬе Е. coli

3.6.3.3 Получение Lys-TPHKLys Е. coli

3.6.4 Получение мРНК

3.7 Тестирование способности мутантиых рибосом осуществлять базовые стадии процесса трансляции in vitro при помощи тоупринтинга

3.8 Эффективность полии-зависимого синтеза полиРЬс

3.9 Стимуляция вТРазной активности фактора элонгации G

3.10 Стимуляция СТРазиой активности фактора элонгации Tu

3.11 Химический пробииг

3.11.1 Модификация дим етилсульфатом

3.11.2 Модификация кетоксалем

3.11.3 Модификация карбодиимидом

3.11.4 Выделение суммарной рибосомной РНК

3.11.5 Реакция обратной транскрипции

3.12 Футприитинг

3.13 Образование иницнаторных комплексов, связывание аминоацил-тРНК в A-участок и синтез дипептида

3.13.1 Формирование инициаторных комплексов

3.13.2 Формирование тройного комплекса

3.13.3 Образование дипептида и пуромициновая реакция

3.13.4 Связывание аминоацил-тРНК в A-участок рибосом с мутацией UUU2491-3UC

4 ВЫВОДЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние мутаций в элементах 23S pPHK на функционирование факторов элонгации Escherichia coli»

Рибосома представляет собой молекулярную машину, осуществляющую биосинтез белка во всех живых организмах. Это сложный рибонуклеопротеид, состоящий из двух субчастиц - большой и малой, которые в соответствии с их коэффициентами седиментации называются 50S и 30S у прокариот или 60S и 40S у эукариот. Большая субчастица Escherichia coli состоит из двух рибосомных РНК 23S и 5S и 34 белков, малая же субчастица включает в себя лишь одну 16S рРНК и 21 белок. Именно на рибосомах в процессе трансляции происходит перевод генетической информации из первичной структуры матричной РНК (мРНК) в первичную структуру белка. Открытие рибосом (1950-е гг) связано с именем Д.Э. Палладе. С момента открытия рибосома привлекает внимание физиков, химиков и биологов, для ее исследования применялся практически весь спектр методов исследования макромолекул в растворе [1]. Однако большой прорыв в исследовании рибосомы и ее функциональных комплексов стал возможен благодаря успехам рентгеноструктурного анализа и криоэлектронной микроскопии. Структура 50S субчастицы была определена с разрешением 2.4 А [2] (Haloarcula marismortui), 30S субчастица исследована с разрешением 3.0 А [3] (Thermus thermophilus). Также недавно были получены структуры 70S рибосом с разрешением 3.5 А [4] (Escherichia coli) и 2.8 А [5] (Thermus thermophilus). При таком разрешении видны многие детали структуры рибосомы, ее контакты с мРНК и тРНК, молекулы воды, ионы металлов и модификации оснований. Однако подвижные элементы рибосомы, такие как L1-стебель и 17/112-стебель, на рентгенограмме с высоким разрешением неструктурированы. В настоящий момент многочисленные функциональные комплексы рибосомы изучены с помощью криоэлектронной микроскопии (крио-ЭМ) с разрешением до 7 А.

Основные структурные элементы рибосомных субчастиц представлены на рис. 1. В 30S субчастице это голова, плечо, тело, платформа и шпора, в 50S -центральный протуберанец, L1-стебель и 17/112-стебель. Рибосома содержит три участка связывания тРНК (А-, Р- и Е-), сформированных обеими субчастицами. В процессе трансляции антикодоновая и акцепторная части тРНК могут находиться в разных участках связывания на 30S и 50S субчастицах. При этом считается, что молекулы тРНК находятся в «гибридных» А/Р-, Р/Е- участках [6].

Голова

Р-участок

А-участок

Е-участок

Е-у часто к

U-стебель

А-участок

Плечо

Платформа

Шпора

Центральный протуберанец

Р-участок

17/L12-стебель

Основание стебля

Рисунок 1. Расположение основных структурных элементов и функциональных центров в рибосоме (данные крио-ЭМ). L7/L12-стебель, обычно невидимый из-за своей подвижности, показан пунктиром [7].

У рибосомы различают три функциональных центра. Декодирующий центр образован исключительно малой субчастицей и осуществляет выбор молекулы аа-тРНК, соответствующей кодону мРНК. Он расположен на малой субчастице в районе, где голова 30S субчастицы соединена с телом.

В состав большой субчастицы входят два функциональных центра: пептид и лтрансферазный и центр связывания факторов элонгации. Пептидилтрансферазный центр (РТС) расположен на 50S субчастице на дне большого ущелья в межсубчастичной области. ССА-концы тРНК в А- и Р-участках, с которыми связаны пептид и аминокислота, участвующие в образовании пептидной связи, сближены в пептидиптрансферазном центре. За этим центром расположен туннель, выход из которого находится на 50S субчастице с противоположной от 30S субчастицы стороны.

Центр связывания факторов элонгации включает в себя центр, ассоциированный с СТРазной активностью факторов элонгации (GAC) и сарцин-рициновую петлю (SRL). С этим центром взаимодействуют факторы элонгации и другие белки - йТРазы, участвующие в трансляции. Центр связывания факторов элонгации стимулирует гидролиз GTP, связанного с факторами, на определенных этапах трансляции, а также провоцирует конформационные перестройки как самих факторов, так и отдельных районов рибосомы.

В процессе трансляции участвуют 4 G-белка: фактор инициации 2 (IF2), фактор терминации 3 (RF3), фактор элонгации Tu (EF-Tu) и фактор элонгации G (EF-G). Причем первые два используются только на стадиях инициации и терминации, соответственно, a EF-Tu и EF-G действуют на протяжении всего синтеза пептидной цепи и являются важнейшими участниками процесса трансляции. Функционирование EF-Tu и EF-G лежит в основе элонгационного цикла рибосомы. Именно с механизмами работы этих ферментов и их регуляцией и связано большинство пока еще не раскрытых загадок функционирования рибосомы.

Суперсемейство G-белков, или GTPaa, к которому принадлежат EF-Tu и EF-G, характеризуется сходством структуры и механизма действия [8]. Члены этого суперсемейства используют гидролиз GTP в процессе своего функционирования для изменения аффинности к различным макромолекулам. Каждый белок данного семейства представляет собой молекупярный переключатель, "включающийся" при связывании GTP и "выключающийся" при год релизе GTP на GDP и фосфат (Pi). Все СТРазы содержат высококонсервативный G-домен, который ответственен за связывание и гидролиз GTP и связанные с этим изменения в структуре белка. Типичный пример организации G-домена встречается у р21габ (рис. 2).

1J7

141 * .43 \ соон 41 * 4« 111 •1 9% Y. G-S

77 К

74 М И V .; ч-v0^ « оГ^Л « О-Р •lost

Рисунок 2. Структура р21га5 в комплексе с СТР [8]. Петли - С5 обозначены: - оранжевым, (52 - голубым, йЗ - красным, С4 - зеленым, Э5 - желтым.

Гидрофобная основа нуклеотид-связывающего кармана образована шестью (3-листами, соединенными между собой гидрофильными петлями и а-спиралями. Отдельного внимания заслуживают петли G1-G5, которые ответственны за связывание GTP/GDP и гидролиз GTP [8]. Для удобства изложения, консервативные функциональные элементы G-белков обозначают как Р-петля и переключатели I и II. Р-петля (соответствует петле G1) состоит из нескольких консервативных аминокислот, которые взаимодействуют с р-фосфатом связанного нуклеотида и координируют ион Мд2+, необходимый для связывания нуклеотида. Переключатель I (соответствует петле G2) и переключатель II (соответствует петле G3 и части следующей за ней а-спирали) [9] представляют собой области, которые значительно изменяет свою конформацию в зависимости от связанного нуклеотида.

Цикл работы всех СТРаз включает в себя три различные конформации белка - активную GTP-конформацию, неактивную GDP-конформацию и свободное состояние без нуклеотида. У многих (но не у всех) GTPa3 скорость диссоциации GDP и собственная скорость гидролиза GTP невелики, поэтому ключевыми участниками циклов функционирования практически всех GTPa3 являются факторы обмена нуклеотида, осуществляющие обмен GDP на GTP и переключение вТРазы в активное состояние, и факторы, стимулирующие вТРазную активность, значительно увеличивающие скорость гидролиза GTP [8] (рис. 3).

Рисунок 3. Цикл работы GTPa3.

Для EF-G и EF-Tu фактором, стимулирующим гидролиз GTP является рибосома в соответствующем функциональном состоянии. Роль фактора, обменивающего GTP на GDP, играет фактор элонгации Ts (EF-Ts) для EF-Tu. Обмен нуклеотида у EF-G происходит без участия других факторов. Предполагают, что внутренним фактором обмена нуклеотида у EF-G может служить свойственная только этому белку часть G-домена, которая называется G'-доменом [10,11].

Заключение диссертации по теме «Биоорганическая химия», Бураковский, Дмитрий Евгеньевич

4 ВЫВОДЫ

1. Мобильный элемент, состоящий из спиралей 96/97 23S рРНК, сдвигается при движении центра, ассоциированного с вТРазной активностью, в сторону сарцин-рициновой петли.

2. Изменение положения центра, ассоциированного с СТРазной активностью, приводящее к его сближению с сарцин-рициновой петлей, не влияет на функционирование EF-Tu, но нарушает связывание EF-G с рибосомой и стимуляцию его вТРазной активности деацилированной тРНК в Р-участке рибосомы.

3. Мутации по консервативным нуклеотидым остаткам U2492, С2556 и С2573 23S рРНК, образующим сужение «коридора аккомодации» 50S субчастицы, не влияют на скорость аккомодации аминоацил-тРНК.

4. Стабилизация структуры спирали 89 23S рРНК, альтернативной наблюдаемой с помощью РСА, приводит к полному ингибированию пептидилтрансферазной реакции.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Бураковский, Дмитрий Евгеньевич, 2007 год

1. Sergiev, P.V., Dontsova, O.A., and Bogdanov, A.A. (2001). Study of ribosome structure using the biochemical methods: judgment day., Mol Biol (Mosk) 35, 559-583.

2. Ban, N., Nissen, P., Hansen, J., Moore, P.B., and Steitz, T.A. (2000). The complete atomic structure of the large ribosomal subunit at 2.4 A resolution. Science 289,905-920.

3. Wimberly, B.T., Brodersen, D.E., Clemons, W.M., Jr., Morgan-Warren, R.J., Carter, A.P., Vonrhein, C., Hartsch, T., and Ramakrishnan, V. (2000). Structure of the 30S ribosomal subunit. Nature 407, 327-339.

4. Schuwirth, B.S., Borovinskaya, M.A., Hau, C.W., Zhang, W., Vila-Sanjurjo, A., Holton, J.M., and Cate, J.H. (2005). Structures of the bacterial ribosome at 3.5 A resolution. Science 310,827-834.

5. Selmer, M., Dunham, C.M., Murphy, F.V.t., Weixlbaumer, A., Petry, S., Kelley, A.C., Weir, J.R., and Ramakrishnan, V. (2006). Structure of the 70S ribosome complexed with mRNA and tRNA. Science 313,1935-1942.

6. Moazed, D., and Noller, H.F. (1989). Intermediate states in the movement of transfer RNA in the ribosome. Nature 342,142-148.

7. Frank, J. (2003). Toward an understanding of the structural basis of translation. Genome Biol 4, 237.

8. Bourne, H.R., Sanders, D.A., and McCormick, F. (1991). The GTPase superfamily: conserved structure and molecular mechanism. Nature 349,117127.

9. Czworkowski, J., Wang, J., Steitz, T.A., and Moore, P.B. (1994). The crystal structure of elongation factor G complexed with GDP, at 2.7 A resolution. Embo J 13, 3661-3668.

10. Yokota, T., Sugisaki, H., Takanami, M., and Kaziro, Y. (1980). The nucleotide sequence of the cloned tufAgene of Escherichia coli. Gene 12, 25-31.

11. An, G., and Friesen, J.D. (1980). The nucleotide sequence of tufB and four nearby tRNA structural genes of Escherichia coli. Gene 12, 33-39.

12. Berchtold, H., Reshetnikova, L„ Reiser, C.O., Schirmer, N.K., Sprinzl, M., and Hilgenfeld, R. (1993). Crystal structure of active elongation factor Tu reveals major domain rearrangements. Nature 365,126-132.

13. Kjeldgaard, M., Nissen, P., Thirup, S., and Nyborg, J. (1993). The crystal structure of elongation factor EF-Tu from Thermus aquaticus in the GTP conformation. Structure 1, 35-50.

14. Abel, K„ Yoder, M.D., Hilgenfeld, R., and Jurnak, F. (1996). An alpha to beta conformational switch in EF-Tu. Structure 4,1153-1159.

15. Polekhina, G., Thirup, S., Kjeldgaard, M., Nissen, P., Lippmann, C., and Nyborg, J. (1996). Helix unwinding in the effector region of elongation factor EF-Tu-GDP. Structure 4,1141-1151.

16. Leberman, R.( Schulz, G.E., and Suck, D. (1981). Crystallization and preliminary x-ray diffraction data of the EF-Tu . EF-Ts (EF-T) complex of Escherichia coli. FEBS Lett 124, 279-281.

17. Kawashima, T., Berthet-Colominas, C., Wulff, M„ Cusack, S„ and Leberman, R. (1996). The structure of the Escherichia coli EF-Tu.EF-Ts complex at 2.5 A resolution. Nature 379, 511-518.

18. Nissen, P., Kjeldgaard, M„ Thirup, S., Clark, B.F., and Nyborg, J. (1996). The ternary complex of aminoacylated tRNA and EF-Tu-GTP. Recognition of a bond and a fold. Biochimie 78,921-933.

19. Nissen, P., Kjeldgaard, M., Thirup, S., Polekhina, G., Reshetnikova, L., Clark, B.F., and Nyborg, J. (1995). Crystal structure of the ternary complex of Phe-tRNAPhe, EF-Tu, and a GTP analog. Science 270,1464-1472.

20. Sanderson, L.E., and Uhlenbeck, O.C. (2007). Directed mutagenesis identifies amino acid residues involved in elongation factor Tu binding to yeast Phe-tRNAPhe. J Mol Biol 368,119-130.

21. Louie, A., Ribeiro, N.S., Reid, B.R., and Jurnak, F. (1984). Relative affinities of all Escherichia coli aminoacyl-tRNAs for elongation factor Tu-GTP. J Biol Chem 259, 5010-5016.

22. LaRiviere, F.J., Wolfson, A.D., and Uhlenbeck, O.C. (2001). Uniform binding of aminoacyl-tRNAs to elongation factor Tu by thermodynamic compensation. Science 294,165-168.

23. Asahara, H., and Uhlenbeck, O.C. (2005). Predicting the binding affinities of misacylated tRNAs for Thermus thermophilus EF-Tu.GTP. Biochemistry 44, 11254-11261.

24. Asahara, H„ and Uhlenbeck, O.C. (2002). The tRNA specificity of Thermus thermophilus EF-Tu. Proc Natl Acad Sci U S A 99, 3499-3504.

25. Dale, T., Sanderson, L.E., and Uhlenbeck, O.C. (2004). The affinity of elongation factor Tu for an aminoacyl-tRNA is modulated by the esterified amino acid. Biochemistry 43, 6159-6166.

26. Sanderson, L.E., and Uhlenbeck, O.C. (2007). Exploring the specificity of bacterial elongation factor Tu for different tRNAs. Biochemistry 46,6194-6200.

27. Sanderson, L.E., and Uhlenbeck, O.C. (2007). The 51-63 base pair of tRNA confers specificity for binding by EF-Tu. Rna 13, 835-840.

28. Roy, H., Becker, H.D., Mazauric, M.H., and Kern, D. (2007). Structural elements defining elongation factor Tu mediated suppression of codon ambiguity. Nucleic Acids Res 35,3420-3430.

29. Abel, K., and Jurnak, F. (1996). A complex profile of protein elongation: translating chemical energy into molecular movement. Structure 4,229-238.

30. Arai, K., Arai, N. Nakamura, S., Oshima, T., and Kaziro, Y. (1978). Studies on polypeptide-chain-elongation factors from an extreme thermophile, Thermus thermophilus HB8.2. Catalytic properties. Eur J Biochem 92, 521-531.

31. Parmeggiani, A., and Swart, G.W. (1985). Mechanism of action of kirromycin-like antibiotics. Annu Rev Microbiol 39, 557-577.

32. Rodnina, M.V., Fricke, R., and Wintermeyer, W. (1994). Transient conformational states of aminoacyl-tRNA during ribosome binding catalyzed by elongation factor Tu. Biochemistry 33,12267-12275.

33. Rodnina, M.V., Fricke, R., Kuhn, L., and Wintermeyer, W. (1995). Codon-dependent conformational change of elongation factor Tu preceding GTP hydrolysis on the ribosome. Embo J 14, 2613-2619.

34. Stark, H., Rodnina, M.V., Rinke-Appel, J., Brimacombe, R„ Wintermeyer, W., and van Heel, M. (1997). Visualization of elongation factor Tu on the Escherichia coli ribosome. Nature 389,403-406.

35. Stark, H., Rodnina, M.V., Wieden, H.J., Zemlin, F., Wintermeyer, W., and van Heel, M. (2002). Ribosome interactions of aminoacyl-tRNA and elongation factor Tu in the codon-recognition complex. Nat Struct Biol 9,849-854.

36. Valle, M., Zavialov, A., Li, W„ Stagg, S.M., Sengupta, J., Nielsen, R.C., Nissen, P., Harvey, S.C., Ehrenberg, M., and Frank, J. (2003). Incorporation of aminoacyl-tRNA into the ribosome as seen by cryo-electron microscopy. Nat Struct Biol 10, 899-906.

37. Tapprich, W.E., and Dahlberg, A.E. (1990). A single base mutation at position 2661 in E. coli 23S ribosomal RNA affects the binding of ternary complex to the ribosome. Embo J 9,2649-2655.

38. Moazed, D., Robertson, J.M., and Noller, H.F. (1988). Interaction of elongation factors EF-G and EF-Tu with a conserved loop in 23S RNA. Nature 334, 362364.

39. Vorstenbosch, E., Pape, T., Rodnina, M.V., Kraal, B., and Wintermeyer, W. (1996). The G222D mutation in elongation factor Tu inhibits the codon-induced conformational changes leading to GTPase activation on the ribosome. Embo J 15, 6766-6774.

40. Swart, G.W., Parmeggiani, A., Kraal, B., and Bosch, L. (1987). Effects of the mutation glycine-222—aspartic acid on the functions of elongation factor Tu. Biochemistry 26, 2047-2054.

41. Rodnina, M.V., Gromadski, K.B., Kothe, U., and Wieden, H.J. (2005). Recognition and selection of tRNA in translation. FEBS Lett 579, 938-942.

42. Blanchard, S.C., Gonzalez, R.L., Kim, H.D., Chu, S., and Puglisi, J.D. (2004). tRNA selection and kinetic proofreading in translation. Nat Struct Mol Biol 11, 1008-1014.

43. Kothe, U., Wieden, H.J., Mohr, D., and Rodnina, M.V. (2004). Interaction of helix D of elongation factor Tu with helices 4 and 5 of protein L7/12 on the ribosome. J Mol Biol 336,1011-1021.

44. Ogle, J.M., Brodersen, D.E., demons, W.M., Jr., Tarry, M.J., Carter, A.P., and Ramakrishnan, V. (2001). Recognition of cognate transfer RNA by the 30S ribosomal subunit. Science 292, 897-902.

45. Pape, T., Wintermeyer, W., and Rodnina, M. (1999). Induced fit in initial selection and proofreading of aminoacyl-tRNA on the ribosome. Embo J 18,3800-3807.

46. Ogle, J.M., Carter, A.P., and Ramakrishnan, V. (2003). Insights into the decoding mechanism from recent ribosome structures. Trends Biochem Sci 28,259-266.

47. Ogle, J.M., Murphy, F.V., Tarry, M.J., and Ramakrishnan, V. (2002). Selection of tRNA by the ribosome requires a transition from an open to a closed form. Cell 111, 721-732.

48. Ogle, J.M., and Ramakrishnan, V. (2005). Structural insights into translational fidelity. Annu Rev Biochem 74,129-177.

49. Hilgenfeld, R. (1995). Regulatory GTPases. Curr Opin Struct Biol 5, 810-817.

50. Powers, Т., and Noller, H.F. (1994). Selective perturbation of G530 of 16 S rRNA by translational miscoding agents and a streptomycin-dependence mutation in protein S12. J Mol Biol 235,156-172.

51. Powers, Т., and Noller, H.F. (1994). The 530 loop of 16S rRNA: a signal to EF-Tu? Trends Genet 10, 27-31.

52. Piepenburg, О., Pape, Т., Pleiss, J.A., Wintermeyer, W., Uhlenbeck, O.C., and Rodnina, M.V. (2000). Intact aminoacyl-tRNA is required to trigger GTP hydrolysis by elongation factor Tu on the ribosome. Biochemistry 39,1734-1738.

53. Yarus, M., Valle, M„ and Frank, J. (2003). A twisted tRNA intermediate sets the threshold for decoding. Rna 9,384-385.

54. Hirsh, D. (1971). Tryptophan transfer RNA as the UGA suppressor. J Mol Biol 58, 439-458.

55. Cochella, L., and Green, R. (2005). An active role for tRNA in decoding beyond codon:anticodon pairing. Science 308,1178-1180.

56. Sanbonmatsu, K.Y. (2006). Alignment/misalignment hypothesis for tRNA selection by the ribosome. Biochimie 88,1075-1089.

57. O'Connor, M., and Dahlberg, A.E. (1995). The involvement of two distinct regions of 23 S ribosomal RNA in tRNA selection. J Mol Biol 254, 838-847.

58. Daviter, Т., Wieden, H.J., and Rodnina, M.V. (2003). Essential role of histidine 84 in elongation factor Tu for the chemical step of GTP hydrolysis on the ribosome.1. J Mol Biol 332, 689-699.

59. Knudsen, C.R., and Clark, B.F. (1995). Site-directed mutagenesis of Arg58 and Asp86 of elongation factor Tu from Escherichia coli: effects on the GTPase reaction and aminoacyl-tRNA binding. Protein Eng 8,1267-1273.

60. Mansilla, F., Knudsen, C.R., Laurberg, M., and Clark, B.F. (1997). Mutational analysis of Escherichia coli elongation factor Tu in search of a role for the N-terminal region. Protein Eng 10, 927-934.

61. Rattenborg, Т., Nautrup Pedersen, G., Clark, B.F., and Knudsen, C.R. (1997). Contribution of Arg288 of Escherichia coli elongation factor Tu to translational functionality. Eur J Biochem 249,408-414.

62. Wiborg, O., Andersen, C., Knudsen, C.R., Clark, B.F., and Nyborg, J. (1996). Mapping Escherichia coli elongation factor Tu residues involved in binding of aminoacyl-tRNA. J Biol Chem 271, 20406-20411.

63. Vetter, I.R., and Wittinghofer, A. (1999). Nucleoside triphosphate-binding proteins: different scaffolds to achieve phosphoryl transfer. Q Rev Biophys 32,156.

64. Mohr, D., Wintermeyer, W., and Rodnina, M.V. (2002). GTPase activation of elongation factors Tu and G on the ribosome. Biochemistry 41,12520-12528.

65. Knudsen, C., Wieden, H.J., and Rodnina, M.V. (2001). The importance of structural transitions of the switch II region for the functions of elongation factor Tu on the ribosome. J Biol Chem 276, 22183-22190.

66. Pape, Т., Wintermeyer, W., and Rodnina, M.V. (1998). Complete kinetic mechanism of elongation factor Tu-dependent binding of aminoacyl-tRNA to the A site of the E. coli ribosome. Embo J 77, 7490-7497.

67. Yusupov, M.M., Yusupova, G.Z., Baucom, A., Lieberman, K., Earnest, T.N., Cate, J.H., and Noller, H.F. (2001). Crystal structure of the ribosome at 5.5 A resolution. Science 292, 883-896.

68. Agrawal, R.K., Penczek, P., Grassuccl, R.A., and Frank, J. (1998). Visualization of elongation factor G on the Escherichia coli 70S ribosome: the mechanism of translocation. Proc Natl Acad Sci U S A 95, 6134-6138.

69. Guex, N., and Peitsch, M.C. (1997). SWISS-MODEL and the Swiss-PdbViewer: an environment for comparative protein modeling. Electrophoresis 18,27142723.

70. Agrawal, R.K., Heagle, A.B., Penczek, P., Grassucci, R.A., and Frank, J. (1999). EF-G-dependent GTP hydrolysis induces translocation accompanied by large conformational changes in the 70S ribosome. Nat Struct Biol 6, 643-647.

71. Clark, B.F., and Nyborg, J. (1997). The ternary complex of EF-Tu and its role In protein biosynthesis. Curr Opin Struct Biol 7,110-116.

72. Nyborg, J., Nissen, P., Kjeldgaard, M., Thirup, S., Polekhina, G., and Clark, B.F. (1996). Structure of the ternary complex of EF-Tu: macromolecular mimicry in translation. Trends Biochem Sci 21, 81-82.

73. Liljas, A., A, A.E., al-Karadaghi, S., Garber, M., Zheltonosova, J., and Brazhnikov, E. (1995). Crystallographic studies of elongation factor G. Biochem Cell Biol 73,1209-1216.

74. Moore, P.B. (1995). Molecular mimicry in protein synthesis? Science 270,14531454.

75. Hansson, S., Singh, R., Gudkov, A.T., Liljas, A., and Logan, D.T. (2005). Structural insights into fusidic acid resistance and sensitivity in EF-G. J Mol Biol 348, 939-949.

76. Hansson, S., Singh, R., Gudkov, A.T., Liljas, A., and Logan, D.T. (2005). Crystal structure of a mutant elongation factor G trapped with a GTP analogue. FEBS Lett 579, 4492-4497.

77. Laurberg, M., Kristensen, O., Martemyanov, K., Gudkov, A.T., Nagaev, I., Hughes, D., and Liljas, A. (2000). Structure of a mutant EF-G reveals domain III and possibly the fusidic acid binding site. J Mol Biol 303, 593-603.

78. Girshovich, A.S., Bochkareva, E.S., and Gudkov, A.T. (1982). Specific interaction of the elongation factor EF-G with the ribosomal 23 S RNA from Escherichia coli. FEBS Lett 150, 99-102.

79. Girshovich, A.S., and Kurtskhaiia, T.V. (1978). Elongation factor G interacts with both ribosomal subparticies. FEBS Lett 92, 203-206.

80. Girshovich, A.S., Bochkareva, E.S., and Ovchinnikov, Y.A. (1981). Elongation factor G and protein S12 are the nearest neighbours in the Escherichia coli ribosome. J Mol Biol 151,229-243.

81. Skold, S.E. (1982). Chemical cross-linking of elongation factor G to both subunits of the 70-S ribosomes from Escherichia coli. Eur J Biochem 127, 225-229.

82. Skold, S.E. (1983). Chemical crosslinking of elongation factor G to the 23S RNA in 70S ribosomes from Escherichia coli. Nucleic Acids Res 11,4923-4932.

83. Girshovich, A.S., Kurtskhaiia, T.V., Ovchinnikov Yu, A., and Vasiliev, V.D. (1981). Localization of the elongation factor G on Escherichia coli ribosome. FEBS Lett 130, 54-59.

84. Lucas-Lenard, J. (1971). Protein biosynthesis. Annu Rev Biochem 40,409-448.

85. Hausner, T.P., Atmadja, J„ and Nierhaus, K.H. (1987). Evidence that the G2661 region of 23S rRNA is located at the ribosomal binding sites of both elongation factors. Biochimie 69,911-923.

86. Wilson, K.S., and Noller, H.F. (1998). Mapping the position of translational elongation factor EF-G in the ribosome by directed hydroxyl radical probing. Cell 92,131-139.

87. Agrawal, R.K., Penczek, P., Grassucci, R.A., Li, Y., Leith, A., Nierhaus, K.H., and Frank, J. (1996). Direct visualization of A-, P-, and E-site transfer RNAs in the Escherichia coli ribosome. Science 271,1000-1002.

88. Stark, H., Orlova, E.V., Rinke-Appel, J., Junke, N., Mueller, F., Rodnina, M„ Wintermeyer, W., Brimacombe, R., and van Heel, M. (1997). Arrangement of tRNAs in pre- and posttranslocational ribosomes revealed by electron cryomicroscopy. Cell 88,19-28.

89. Valle, M., Zavialov, A., Sengupta, J., Rawat, U., Ehrenberg, M., and Frank, J. (2003). Locking and unlocking of ribosomal motions. Cell 114,123-134.

90. Agrawal, R.K., Spahn, C.M., Penczek, P., Grassucci, R.A., Nierhaus, K.H., and Frank, J. (2000). Visualization of tRNA movements on the Escherichia coli 70S ribosome during the elongation cycle. J Cell Biol 150,447-460.

91. Penczek, P.A., Frank, J., and Spahn, C.M. (2006). A method of focused classification, based on the bootstrap 3D variance analysis, and its application to EF-G-dependent translocation. J Struct Biol 154,184-194.

92. Stark, H., Rodnina, M.V., Wieden, H.J., van Heel, M., and Wintermeyer, W. (2000). Large-scale movement of elongation factor G and extensive conformational change of the ribosome during translocation. Cell 100,301-309.

93. Rodnina, M.V., Savelsbergh, A., Matassova, N.B., Katunin, V.I., Semenkov, Y.P., and Wintermeyer, W. (1999). Thiostrepton inhibits the turnover but not the GTPase of elongation factor G on the ribosome. Proc Natl Acad Sci U S A 96, 9586-9590.

94. Ramakrishnan, V. (2002). Ribosome structure and the mechanism of translation. Cell 108, 557-572.

95. Hamman, B.D., Oleinikov, A.V., Jokhadze, G.G., Traut, R.R., and Jameson, D.M. (1996). Rotational and conformational dynamics of Escherichia coli ribosomal protein L7/L12. Biochemistry 35,16672-16679.

96. Bocharov, E.V., Gudkov, A.T., Budovskaya, E.V., and Arseniev, A.S. (1998). Conformational independence of N- and C-domains in ribosomal protein L7/L12 and in the complex with protein L10. FEBS Lett 423,347-350.

97. Oleinikov, A.V., Perroud, B., Wang, B„ and Traut, R.R. (1993). Structural and functional domains of Escherichia coli ribosomal protein L7/L12. The hinge region is required for activity. J Biol Chem 268, 917-922.

98. Savelsbergh, A., Katunin, V.I., Mohr, D., Peske, F., Rodnina, M.V., and Wintermeyer, W. (2003). An elongation factor G-induced ribosome rearrangement precedes tRNA-mRNA translocation. Mol Cell 11,1517-1523.

99. Rodnina, M.V., Pape, T., Fricke, R., Kuhn, L., and Wintermeyer, W. (1996). Initial binding of the elongation factor Tu.GTP.aminoacyl-tRNA complex preceding codon recognition on the ribosome. J Biol Chem 271, 646-652.

100. Datta, P.P., Sharma, M.R., Qi, L., Frank, J., and Agrawal, R.K. (2005). Interaction of the G' domain of elongation factor G and the C-terminal domain of ribosomal protein L7/L12 during translocation as revealed by cryo-EM. Mol Cell 20,723731.

101. Helgstrand, M., Mandava, C.S., Mulder, F.A., Liljas, A., Sanyal, S., and Akke, M. (2007). The ribosomal stalk binds to translation factors IF2, EF-Tu, EF-G and

102. RF3 via a conserved region of the L12 C-terminal domain. J Mol Biol 365,468479.

103. Savelsbergh, A., Mohr, D., Wilden, B., Wintermeyer, W., and Rodnina, M.V. (2000). Stimulation of the GTPase activity of translation elongation factor G by ribosomal protein L7/12. J Biol Chem 275, 890-894.

104. Frank, J., and Agrawal, R.K. (2000). A ratchet-like inter-subunit reorganization of the ribosome during translocation. Nature 406, 318-322.

105. Zavialov, A.V., and Ehrenberg, M. (2003). Peptidyl-tRNA regulates the GTPase activity of translation factors. Cell 114,113-122.

106. Mueller, F., and Brimacombe, R. (1997). A new model for the three-dimensional folding of Escherichia coli 16 S ribosomal RNA. I. Fitting the RNA to a 3D electron microscopic map at 20 A. J Mol Biol 271, 524-544.

107. Agrawal, R.K., Lata, R.K., and Frank, J. (1999). Conformational variability in Escherichia coli 70S ribosome as revealed by 3D cryo-electron microscopy. Int J Biochem Cell Biol 31,243-254.

108. Taylor, D.J., Nilsson, J., Merrill, A.R., Andersen, G.R., Nissen, P., and Frank, J. (2007). Structures of modified eEF2 80S ribosome complexes reveal the role of GTP hydrolysis in translocation. Embo J 26, 2421-2431.

109. Davydova, E.K., and Ovchinnikov, L.P. (1990). ADP-ribosylated elongation factor 2 (ADP-ribosyl-EF-2) is unable to promote translocation within the ribosome. FEBS Lett 261, 350-352.

110. Phan, L.D., Perentesis, J.P., and Bodley, J.W. (1993). Saccharomyces cerevisiae elongation factor 2. Mutagenesis of the histidine precursor of diphthamide yields a functional protein that is resistant to diphtheria toxin. J Biol Chem 268,8665-8668.

111. Kimata, Y., and Kohno, K. (1994). Elongation factor 2 mutants deficient in diphthamide formation show temperature-sensitive cell growth. J Biol Chem 269, 13497-13501.

112. Ortiz, P.A., Ulloque, R., Kihara, G.K., Zheng, H., and Kinzy, T.G. (2006). Translation elongation factor 2 anticodon mimicry domain mutants affect fidelity and diphtheria toxin resistance. J Biol Chem 281, 32639-32648.

113. Savelsbergh, A., Matassova, N.B., Rodnina, M.V., and Wintermeyer, W. (2000). Role of domains 4 and 5 in elongation factor G functions on the ribosome. J Mol Biol 300, 951-961.

114. VanLoock, M.S., Agrawal, R.K., Gabashvili, I.S., Qi, L., Frank, J., and Harvey, S.C. (2000). Movement of the decoding region of the 16 S ribosomal RNA accompanies tRNA translocation. J Mol Biol 304,507-515.

115. Tanaka, M., Iwasaki, K„ and Kaziro, Y. (1977). Translocation reaction promoted by polypeptide chain elongation factor-2 from pig liver. J Biochem (Tokyo) 82, 1035-1043.

116. Rodnina, M.V., Savelsbergh, A., Katunin, V.I., and Wintermeyer, W. (1997). Hydrolysis of GTP by elongation factor G drives tRNA movement on the ribosome. Nature 385, 37-41.

117. Borowski, C., Rodnina, M.V., and Wintermeyer, W. (1996). Truncated elongation factor G lacking the G domain promotes translocation of the 3' end but not of the anticodon domain of peptidyl-tRNA. Proc Natl Acad Sci U S A 93,4202-4206.

118. Johanson, U., and Hughes, D. (1994). Fusidic acid-resistant mutants define three regions in elongation factor G of Salmonella typhimurium. Gene 143,55-59.

119. Johanson, U., Aevarsson, A., Liljas, A., and Hughes, D. (1996). The dynamic structure of EF-G studied by fusidic acid resistance and internal revertants. J Mol Biol 258,420-432.

120. Modolell, J., and Vazquez (1977). The inhibition of ribosomal translocation by viomycin. Eur J Biochem 81,491-497.

121. Cundliffe, E. (1972). The mode of action of fusidic acid. Biochem Biophys Res Commun 46,1794-1801.

122. Wilden, B., Savelsbergh, A., Rodnina, M.V., and Wintermeyer, W. (2006). Role and timing of GTP binding and hydrolysis during EF-G-dependent tRNA translocation on the ribosome. Proc Natl Acad Sci U S A 103,13670-13675.

123. Seo, H.S., Abedin, S., Kamp, D., Wilson, D.N., Nierhaus, K.H., and Cooperman, B.S. (2006). EF-G-dependent GTPase on the ribosome. conformational change and fusidic acid inhibition. Biochemistry 45, 2504-2514.

124. Savelsbergh, A., Mohr, D., Kothe, U., Wintermeyer, W., and Rodnina, M.V. (2005). Control of phosphate release from elongation factor G by ribosomal protein L7/12. Embo J 24,4316-4323.

125. Katunin, V.I., Savelsbergh, A., Rodnina, M.V., and Wintermeyer, W. (2002). Coupling of GTP hydrolysis by elongation factor G to translocation and factor recycling on the ribosome. Biochemistry 41,12806-12812.

126. Mohr, D„ Wintermeyer, W., and Rodnina, M.V. (2000). Arginines 29 and 59 of elongation factor G are important for GTP hydrolysis or translocation on the ribosome. Embo J 19, 3458-3464.

127. Zavialov, A.V., Hauryliuk, V.V., and Ehrenberg, M. (2005). Guanine-nucleotide exchange on ribosome-bound elongation factor G initiates the translocation of tRNAs. J Biol 4, 9.

128. Kaziro, Y. (1978). The role of guanosine 5-triphosphate in polypeptide chain elongation. Biochim Biophys Acta 505, 95-127.

129. Rohrback, M.S., and Bodley, J.W. (1976). Steady state kinetic analysis of the mechanism of guanosine triphosphate hydrolysis catalyzed by Escherichia coli elongation factor G and the ribosome. Biochemistry 15,4565-4569.

130. Konevega, A.L., Fischer, N., Semenkov, Y.P., Stark, H., Wintermeyer, W., and Rodnina, M.V. (2007). Spontaneous reverse movement of mRNA-bound tRNA through the ribosome. Nat Struct Mol Biol 14,318-324.

131. Qin, Y., Polacek, N. Vesper, O., Staub, E„ Einfeldt, E., Wilson, D.N., and Nierhaus, K.H. (2006). The highly conserved LepA is a ribosomal elongation factor that back-translocates the ribosome. Cell 127, 721-733.

132. Shoji, S., Walker, S.E., and Fredrick, K. (2006). Reverse translocation of tRNA in the ribosome. Mol Cell 24, 931-942.

133. Wintermeyer, W., Peske, F., Beringer, M., Gromadski, K.B., Savelsbergh, A., and Rodnina, M.V. (2004). Mechanisms of elongation on the ribosome: dynamics of a macromolecular machine. Biochem Soc Trans 32, 733-737.

134. Hirokawa, G., Nijman, R.M., Raj, V.S., Kaji, H., Igarashi, K., and Kaji, A. (2005). The role of ribosome recycling factor in dissociation of 70S ribosomes into subunits. Rna 11,1317-1328.

135. Karimi, R., Pavlov, M.Y., Buckingham, R.H., and Ehrenberg, M. (1999). Novel roles for classical factors at the interface between translation termination and initiation. Mol Cell 3,601-609.

136. Zavialov, A.V., Hauryliuk, V.V., and Ehrenberg, M. (2005). Splitting of the posttermination ribosome into subunits by the concerted action of RRF and EF-G. Mol Cell 18, 675-686.

137. Gao, N., Zavialov, A.V., Li, W., Sengupta, J., Valle, M., Gursky, R.P., Ehrenberg, M., and Frank, J. (2005). Mechanism for the disassembly of the posttermination complex inferred from cryo-EM studies. Mol Cell 18,663-674.

138. Peske, F., Rodnina, M.V., and Wintermeyer, W. (2005). Sequence of steps in ribosome recycling as defined by kinetic analysis. Mol Cell 18,403-412.

139. Hirokawa, G„ Demeshkina, N., Iwakura, N., Kaji, H., and Kaji, A. (2006). The ribosome-recycling step: consensus or controversy? Trends Biochem Sci 31, 143-149.

140. Selmer, M., Al-Karadaghi, S., Hirokawa, G„ Kaji, A., and Liljas, A. (1999). Crystal structure of Thermotoga maritima ribosome recycling factor: a tRNA mimic. Science 286, 2349-2352.

141. Lancaster, L„ Kiel, M.C., Kaji, A., and Noller, H.F. (2002). Orientation of ribosome recycling factor in the ribosome from directed hydroxyl radical probing. Cell 111,129-140.

142. Hirokawa, G., Kiel, M.C., Muto, A., Selmer, M., Raj, V.S., Liljas, A., Igarashi, K„ Kaji, H., and Kaji, A. (2002). Post-termination complex disassembly by ribosome recycling factor, a functional tRNA mimic. Embo J 21, 2272-2281.

143. Lill, R., Robertson, J.M., and Wintermeyer, W. (1989). Binding of the 3' terminus of tRNA to 23S rRNA in the ribosomal exit site actively promotes translocation. Embo J 8, 3933-3938.

144. Klein, D.J., Schmeing, T.M., Moore, P.B., and Steitz, T.A. (2001). The kink-turn: a new RNA secondary structure motif. Embo J 20,4214-4221.

145. Harms, J., Schluenzen, F., Zarivach, R., Bashan, A., Gat, S., Agmon, I., Bartels, H., Franceschi, F., and Yonath, A. (2001). High resolution structure of the large ribosomal subunit from a mesophilic eubacterium. Cell 107, 679-688.

146. Agrawal, R.K., Linde, J., Sengupta, J., Nierhaus, K.H., and Frank, J. (2001). Localization of L11 protein on the ribosome and elucidation of its involvement in EF-G-dependent translocation. J Mol Biol 311, 777-787.

147. Asai, T., Zaporojets, D., Squires, C., and Squires, C.L. (1999). An Escherichia coli strain with all chromosomal rRNA operons inactivated: complete exchange of rRNA genes between bacteria. Proc Natl Acad Sci U S A 96,1971-1976.

148. O'Connor, M., and Dahlberg, A.E. (1993). Mutations at U2555, a tRNA-protected base in 23S rRNA, affect translational fidelity. Proc Natl Acad Sci U S A 90, 9214-9218.

149. Cupples, C.G., and Miller, J.H. (1989). A set of lacZ mutations in Escherichia coli that allow rapid detection of each of the six base substitutions. Proc Natl Acad Sci U S A 86, 5345-5349.

150. Moine, H., and Dahlberg, A.E. (1994). Mutations in helix 34 of Escherichia coli 16 S ribosomal RNA have multiple effects on ribosome function and synthesis. J Mol Biol 243,402-412.

151. Leonov, A.A., Sergiev, P.V., Bogdanov, A.A., Brimacombe, R., and Dontsova, O.A. (2003). Affinity purification of ribosomes with a lethal G2655C mutation in 23 S rRNA that affects the translocation. J Biol Chem 278, 25664-25670.

152. Blaha, G„ Stelzl, U„ Spahn, C.M., Agrawal, R.K., Frank, J„ and Nierhaus, K.H. (2000). Preparation of functional ribosomal complexes and effect of buffer conditions on tRNA positions observed by cryoelectron microscopy. Methods Enzymol 317, 292-309.

153. Bergemann, K., and Nierhaus, K.H. (1983). Spontaneous, elongation factor G independent translocation of Escherichia coli ribosomes. J Biol Chem 258, 15105-15113.

154. Harger, J.W., Meskauskas, A., and Dinman, J.D. (2002). An "integrated model" of programmed ribosomal frameshifting. Trends Biochem Sci 27,448-454.

155. Gregory, S.T., and Dahlberg, A.E. (1999). Mutations in the conserved P loop perturb the conformation of two structural elements in the peptidyl transferase center of 23 S ribosomal RNA. J Mol Biol 285,1475-1483.

156. Belova, L., Tenson, T., Xiong, L„ McNicholas, P.M., and Mankin, A.S. (2001). A novel site of antibiotic action in the ribosome: interaction of evernimicin with the large ribosomal subunit. Proc Natl Acad Sci U S A 98, 3726-3731.

157. Arnold, R.J., and Reilly, J.P. (1999). Observation of Escherichia coli ribosomal proteins and their posttranslational modifications by mass spectrometry. Anal Biochem 269,105-112.

158. Peltz, S.W., Hammell, A.B., Cui, Y., Yasenchak, J., Puljanowski, L., and Dinman, J.D. (1999). Ribosomal protein L3 mutants alter translational fidelity and promote rapid loss of the yeast killer vims. Mol Cell Biol 19, 384-391.

159. Meskauskas, A., Petrov, A.N., and Dinman, J.D. (2005). Identification of functionally important amino acids of ribosomal protein L3 by saturation mutagenesis. Mol Cell Biol 25,10863-10874.

160. Gregory, S.T., and Dahlberg, A.E. (1999). Erythromycin resistance mutations in ribosomal proteins L22 and L4 perturb the higher order structure of 23 S ribosomal RNA. J Mol Biol 289, 827-834.

161. Chan, Y.L., Dresios, J., and Wool, I.G. (2006). A pathway for the transmission of allosteric signals in the ribosome through a network of RNA tertiary interactions. J Mol Biol 355,1014-1025.

162. Rodnina, M.V., and Wintermeyer, W. (1995). GTP consumption of elongation factor Tu during translation of heteropolymeric mRNAs. Proc Natl Acad Sci U S A 92,1945-1949.

163. Bieling, P., Beringer, M„ Adio, S., and Rodnina, M.V. (2006). Peptide bond formation does not involve acid-base catalysis by ribosomal residues. Nat Struct Mol Biol 13,423-428.

164. Wohlgemuth, I., Beringer, M., and Rodnina, M.V. (2006). Rapid peptide bond formation on isolated 50S ribosomal subunits. EMBO Rep 7,699-703.

165. Katunin, V.I., Muth, G.W., Strobel, S.A., Wintermeyer, W., and Rodnina, M.V. (2002). Important contribution to catalysis of peptide bond formation by a single ionizing group within the ribosome. Mol Cell 10,339-346.

166. Gromadski, K.B., and Rodnina, M.V. (2004). Kinetic determinants of high-fidelity tRNA discrimination on the ribosome. Mol Cell 13,191-200.

167. Nissen, P., Hansen, J., Ban, N., Moore, P.B., and Steitz, T.A. (2000). The structural basis of ribosome activity in peptide bond synthesis. Science 289, 920930.

168. Hansen, J.L., Schmeing, T.M., Moore, P.B., and Steitz, T.A. (2002). Structural insights into peptide bond formation. Proc Natl Acad Sci U S A 99,11670-11675.

169. Schlunzen, F., Zarivach, R., Harms, J., Bashan, A., Tocilj, A., Albrecht, R., Yonath, A., and Franceschi, F. (2001). Structural basis for the interaction of antibiotics with the peptidyi transferase centre in eubacteria. Nature 413, 814821.

170. Sievers, A., Beringer, M., Rodnina, M.V., and Wolfenden, R. (2004). The ribosome as an entropy trap. Proc Natl Acad Sci U S A 101, 7897-7901.

171. Youngman, E.M., Brunelle, J.L., Kochaniak, A.B., and Green, R. (2004). The active site of the ribosome is composed of two layers of conserved nucleotides with distinct roles in peptide bond formation and peptide release. Cell 117, 589599.

172. Brunelle, J.L., Youngman, E.M., Sharma, D., and Green, R. (2006). The interaction between C75 of tRNA and the A loop of the ribosome stimulates peptidyi transferase activity. Rna 12, 33-39.

173. Polacek, N. Gaynor, M., Yassin, A., and Mankin, A.S. (2001). Ribosomal peptidyi transferase can withstand mutations at the putative catalytic nucleotide. Nature 411,498-501.

174. Beringer, M., Adio, S., Wintermeyer, W., and Rodnina, M. (2003). The G2447A mutation does not affect ionization of a ribosomal group taking part in peptide bond formation. Rna 9,919-922.

175. Beringer, M., Bruell, C., Xiong, L., Pfister, P., Bieling, P., Katunin, V.I., Mankin, A.S., Bottger, E.C., and Rodnina, M.V. (2005). Essential mechanisms in the catalysis of peptide bond formation on the ribosome. J Biol Chem 280, 3606536072.

176. Rodnina, M.V., Beringer, M., and Wintermeyer, W. (2007). How ribosomes make peptide bonds. Trends Biochem Sci 32, 20-26.

177. Rawat, U.B., Zavialov, A.V., Sengupta, J., Vaile, M., Grassucci, R.A., Linde, J., Vestergaard, B., Ehrenberg, M., and Frank, J. (2003). A cryo-electron microscopic study of ribosome-bound termination factor RF2. Nature 421,87-90.

178. Rawat, U., Gao, H., Zavialov, A., Gursky, R., Ehrenberg, M., and Frank, J. (2006). Interactions of the release factor RF1 with the ribosome as revealed by cryo-EM. J Mol Biol 357,1144-1153.

179. Kunkel, T.A. (1985). Rapid and efficient site-specific mutagenesis without phenotypic selection. Proc Natl Acad Sci U S A 82,488-492.

180. Powers, T., and Noller, H.F. (1990). Dominant lethal mutations in a conserved loop in 16S rRNA. Proc Natl Acad Sci U S A 87,1042-1046.

181. Bartetzko, A., and Nierhaus, K.H. (1988). Mg2+/NH4+/polyamine system for polyuridine-dependent poiyphenylalanine synthesis with near in vivo characteristics. Methods Enzymol 164,650-658.

182. Stern, S., Moazed, D„ and Noller, H.F. (1988). Structural analysis of RNA using chemical and enzymatic probing monitored by primer extension. Methods Enzymol 164,481-489.

183. Kirillov, S.V., Makhno, V.l., Odinzov, V.B., and Semenkov, Y.P. (1978). The mechanism of codon-anticodon interaction in ribosomes. Heterogeneity of tRNA complexes with 70-S ribosomes of Escherichia coli. Eur J Biochem 89,305-313.

184. Gromadski, K.B., Wieden, H.J., and Rodnina, M.V. (2002). Kinetic mechanism of elongation factor Ts-catalyzed nucleotide exchange in elongation factor Tu. Biochemistry 41,162-169.

185. Wieden, H.J., Gromadski, K., Rodnin, D., and Rodnina, M.V. (2002). Mechanism of elongation factor (EF)-Ts-catalyzed nucleotide exchange in EF-Tu. Contribution of contacts at the guanine base. J Biol Chem 277, 6032-6036.