Влияние мембранотропных соединений на стабильность и электрофизиологические свойства вакуолярных мембран тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.12, кандидат биологических наук Нурминский, Вадим Николаевич

• Нурминский, Вадим Николаевич
• кандидат биологических наук
• 2003

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Нурминский, Вадим Николаевич

Введение.

Обзор литературы.

9 Глава 1. Мембранотропные эффекты.

1.1. Типы мембранотропного влияния веществ.

1.2. Мембранотропные соединения.

1.2.1. Редокс-агенты.

1.2.2. Ионы тяжелых металлов.

1.2.3. Протекторные соединения.

1.2.4. Детергенты.

1.2.5. Активаторы и ингибиторы слияния мембран.

1.2.6. Ионофоры и каналоформеры.

1.2.7. Полимерные соединения.

Глава 2. Подходы к исследованию мембранотропного действия веществ.

2.1. Объекты для исследований реакции биологических мембран на действие веществ.

2.2. Методы исследования мембранотропных эффектов.

2.2.1. Электрофизиологические методы.

2.2.2. Физические методы.

2.3. Постановка задач диссертационной работы :.

Экспериментальная часть.

Глава 3. Объект и методы исследования.

3.1. Растительный материал.

3.2. Выделение вакуолей.

3.3. Растворы.

3.4. Компьютерная цейтрафферная видеосъемка микроскопических

• образцов.

3.4.1. Экспериментальная установка.

3.4.2. Схемы экспериментов.

3.5. Пэтч-кламп измерения.

3.5.1. Приготовление микропипеток для пэтч-кламп измерений.

3.5.2. Система регистрации. ф 3.5.3. Методика пэтч-кламп измерений.

3.5.4. Обработка результатов измерений.

3.6. Статистический анализ.

3.7. Использованные реактивы.

Результаты исследований.

Глава 4. Влияние мембранотропных соединений на стабильность изолированных вакуолей.

4.1. Редокс-агенты.

4.1.1. Пероксид водорода.

4.1.2. Аскорбиновая кислота.

4.1.3. Редокс-пара глутатиона.

4.1.4. Дитиотреитол.

4.1.5. Диметилсульфоксид.

4.1.6. Дигидрокверцетин.

4.2. Полимерные соединения.

4.2.1. Поливинилпирролидон.

4.2.2. Арабиногалактан.

4.2.3. Альбумины.

4.3. Стимуляторы роста растений: амбиол, фонк, бихол.

4.4. Сравнительный анализ влияния биологически активных веществ на стабильность мембраны изолированной вакуоли.

Глава 5. Действие диметилсульфоксида на электропроводность мембраны изолированной вакуоли.

• Общее обсуждение.

Выводы.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние мембранотропных соединений на стабильность и электрофизиологические свойства вакуолярных мембран»

Биологические мембраны являются универсальным полифункциональным образованием клетки, обеспечивающим компартментацию метаболизма и нормальное протекание биохимических реакций, как на самих мембранах, так и в примембранном пространстве. Исследование мембран растительных клеток и их реакции на физико-химические факторы различной природы составляет одно из важнейших направлений физиологии растений. Общеизвестно, что мембраны состоят из жидкокристаллического бислоя определенным образом ориентированных фосфолипидных молекул, в который погружены интегральные белки. Основные функции клеточных мембран заключаются в отделении содержимого клеток от внешней среды, в создании внутренней структуры клетки, поддержании электрохимического градиента, осуществлении транспорта веществ (барьерная, транспортная, осмотическая, структурная, энергетическая, биосинтетическая, секреторная, рецепторно-регуляторная и другие функции). Лабильность структурной организации мембраны определяет ее динамические свойства. Молекулярные изменения и структурные перестройки в молекулах мембранных компонентов оказывают влияние на все формы функциональной активности биологических мембран.

Многие из естественных и синтезированных химических соединений способны при взаимодействии с мембранами изменять их структурные и функциональные характеристики, т.е. обладают мембранотропными свойствами. Химические вещества могут способствовать или нарушению функциональной активности мембраны, или стабилизации ее свойств и повышению устойчивости в неблагоприятных условиях. Изучение механизмов реакции мембран на химические воздействия необходимо как для понимания принципов функционирования мембранных систем, так и для осуществления направленного поиска новых биологически активных соединений важных во многих областях практической деятельности.

В настоящее время в мире синтезируется большое количество химических соединений. Причем увеличение числа новых соединений значительно превышает возможность получения данных об их действии на биологические мембраны. Поэтому часть веществ, которые могут быть полезны или, наоборот, % могут представлять опасность для природы и человека, остаются до сих пор слабо изученными. Таким образом, существует большая потребность в оценке действия веществ на различные функции мембран (Баренбойм и Маленков, 1986). Решение этой задачи затруднено отсутствием эффективных методов скрининга мембранотропной активности химических соединений (тестирования химических веществ на мембранотропность). Кроме того, выбор биологического объекта для исследований подобного рода должен быть обусловлен возможностями, прежде всего, тестирования (отбора) веществ на Ф мембранотропную активность, а также детального исследования конкретных механизмов действия веществ. Как нам представляется, подходящим в этом отношении тест-объектом может быть мембрана изолированной вакуоли. На данный момент достаточно хорошо изучены структурные и биохимические параметры этой мембраны (Саляев и др., 1982; Саляев и др., 1983; Kaiser et al., 1986), исследованы ее основные транспортные системы: протонные насосы (НГ1"-АТФаза и ЬГ-пирофосфатаза), переносчики (Maeshima, 2001), ионные каналы 4 (Тихонова, 1998), из которых наиболее подробно изучен медленный вакуолярный (MB) канал (Hedrich andNeher, 1987).

Целью настоящей работы явилось изучение физиологической реакции функциональных систем мембран изолированных вакуолей на воздействие веществ, потенциально обладающих мембранотропной активностью, из классов редокс-агентов, полимерных соединений и стимуляторов роста растений. В работе были поставлены следующие задачи: а) разработка методов тестирования мембранотропных соединений и исследования механизмов их ^ действия; б) изучение влияния окислителей, восстановителей, протекторных соединений, полимеров и некоторых новых стимуляторов роста растений на барьерную функцию мембраны изолированных вакуолей; в) исследование механизмов воздействия одного из широко известных мембранотропных соединений - диметилсульфоксида на транспортные характеристики мембраны изолированной вакуоли. % Одним из видов реакции мембраны на химические воздействия является изменение ее барьерной функции, которая тесно связана со стабильностью (механической прочностью) мембраны. Поэтому для выявления мембранотропной активности веществ разумно использовать подход, основанный на определении изменения стабильности мембран при воздействии. Для этой цели нами был разработан автоматизированный метод регистрации серии микроскопических изображений, отражающих процесс разрушения фракции изолированных вакуолей. Конкретные механизмы щ действия химических веществ на функциональные структуры мембраны, приводящего к изменению ее барьерной функции, на наш взгляд, наиболее детально можно изучать, применяя электрофизиологические методы исследования.

В результате проведенных исследований получены новые данные о влиянии химических соединений из классов окислителей-восстановителей, полимеров и стимуляторов роста растений на барьерные свойства мембраны и * установлен ряд веществ, оказывающих хорошо выраженное протекторное действие на мембраны. Изучены электрофизиологические особенности взаимодействия с вакуолярной мембраной широко используемого в экспериментах и практике мембранотропного соединения -диметилсульфоксида.

Работа выполнена в лаборатории физиологии растительной клетки Сибирского института физиологии и биохимии растений СО РАН (г. Иркутск).

Автор выражает благодарность руководителям работы члену* корреспонденту Р.К. Саляеву и к.б.н. A.M. Корзуну, ведущему инженеру-программисту C.B. Розинову а также всем сотрудникам лаборатории физиологии растительной клетки СИФИБР за поддержку и помощь в работе.

Обзор литературы Глава 1. Мембранотропные эффекты

Биологические мембраны ответственны за выполнение многих важнейших * функций живой клетки. Согласно жидкостно-мозаичной модели (Singer and

Nicolson, 1972) основу любой клеточной мембраны составляет фосфолипидный бислой, в который встроены определенным образом ориентированные белковые структуры. Монослои биологических мембран могут иметь различия в составе и соотношении липидов. Непрерывность липидного бислоя определяет барьерные и механические свойства мембраны. Мембраны формируют ультраструктуру клетки и поддерживают неравновесную концентрацию веществ в ее компартментах. Кроме того, липидный бислой ^ мембран выполняет структурную функцию. В мембране непрерывно идут разнообразные биохимические реакции. Благодаря встроенным белкам мембраны способны избирательно пропускать заряженные частицы, осуществлять активный транспорт ионов, используя энергию АТФ, поддерживать контакт клетки с окружающей средой, осуществлять ферментативные реакции.

Заключение диссертации по теме «Физиология и биохимия растений», Нурминский, Вадим Николаевич

121 Выводы

1. Для изучения мембранотропного действия веществ на барьерную функцию мембраны изолированной вакуоли разработан метод автоматизированного слежения за динамикой разрушения изолированных вакуолей с помощью компьютерной цейтрафферной видеосъемки микроскопических объектов и компьютерной обработки серии телевизионных изображений.

2. Для изучения механизмов действия влияния мембранотропных соединений на уровне транспортных белков (ионные каналы) и липидного матрикса мембраны реализован подход на основе регистрации интегральной электропроводности мембраны и активности одиночных ионных каналов пэтч-кламп методом.

3. Впервые удалось изучить реакцию барьерной функции мембран изолированных вакуолей на воздействие ряда соединений из групп редокс-агентов, полимерных соединений и стимуляторов роста растений и установить вещества, оказывающие дестабилизирующее и выраженное протекторное действие на мембраны. Прооксиданты - пероксид водорода (20 мМ), глутатион окисленный (20 мМ) - и органический растворитель диметилсульфоксид в высокой концентрации (100 мМ) дестабилизируют мембрану изолированной вакуоли, что приводит к снижению ее барьерной функции, а антиоксиданты -дигидрокверцетин (3,3 мМ), диметилсульфоксид в низкой концентрации (1-10 мМ) и дитиотреитол (10 мМ), а также соединения арабиногалактан (1 мг/мл) и бихол (1 мг/мл) повышают стабильность мембраны.

4. Наибольший эффект для стабилизации барьерной функции мембраны проявил дигидрокверцетин (3,3 мМ), флавоноид, антиоксидант, обладающий липофильными свойствами (период полураспада фракции изолированных вакуолей превышал контроль в 7,5 раз). В то же время такие антиоксиданты как аскорбиновая кислота (20 мМ) и глутатион восстановленный (20 мМ), не оказывали влияние на барьерные свойства тонопласта, как и полимерные соединения, адсорбирующие фенолы и хиноны — поливинилпирролидон (1 мг/мл) и альбумины (1 мг/мл).

5. В концентрации 100 мМ диметилсульфоксид обратимо увеличивает неспецифическую компоненту интегральной проводимости тонопласта, не изменяя специфической проницаемости через медленный вакуолярный канал. Дестабилизация барьерной функции мембраны осуществляется за счет стрессовой модификации липидного матрикса - образования и расширения неспецифических водных пор. Влияние диметилсульфоксида на МВ-канал (необратимое затухание активности) зафиксировано только при очень высоких концентрациях (700 мМ).

6. Наиболее вероятно, что стабилизация барьерной функции тонопласта мембранотропными соединениями обусловлена, прежде всего, способностью веществ взаимодействовать с липидным матриксом мембраны (дигидрокверцетин — липофильное вещество, ДМСО — апротонный растворитель) и предотвращать перекисное окисление липидов (процесс, ведущий к образованию дефектов в липидном матриксе мембраны, увеличению проницаемости и снижению стабильности мембраны).

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Нурминский, Вадим Николаевич, 2003 год

1. Акимова Е.И., Мельгунов В.И. Моделирование липидного окружения Са-зависимой АТФазы саркоплазматического ретикулума скелетных мышц неионными детергентами // Биохимия. — 1981. Т. 46, В. 12. - С. 22422249.

2. Антонов В.Ф., Аносов A.A., Богатырева Н.Э. и др. Липидные поры: стабильность и проницаемость мембран // 2-й Съезд биофизиков России, Москва, 23-27 авг., 1999: Тез. докл., Т. 2. М., 1999. - С. 476-477.

3. Архипова Г.В., Погорецкая И.Л., Бурлакова Е.Б. Полиморфизм липидного бислоя и толщина фосфатидилхолиновых мембран под влиянием ноотропных веществ // 2-й Съезд биофизиков России, Москва, 23-27 авг., 1999: Тез. докл., Т. 2. М., 1999. - С. 478.

4. Баренбойм Г.М., Маленков А.Г. Биологически активные вещества: Новые принципы поиска. М.: Наука, 1986. - 368 с.

5. Богданенко Е.В., Свиридов Ю.В., Московцев A.A., Жданов Р.И. Невирусный перенос генов in vivo в генной терапии // Вопр. мед. химии. — 2000. Т. 46, № 3. - С. 226-245.

6. Ботоев А.Н., Корзун A.M., Саляев Р.К. О механизме стрессового состояния мембраны изолированных вакуолей // Докл. АН СССР. 1987. - Т. 293, № 5.-С. 1274-1278.

7. Введение в биомембранологию: Учебное пособие / Под ред. A.A. Болдырева. М.: Изд-во МГУ, 1990. - 208 с.

8. Викторов A.B., Грепачевский A.A., Бергельсон Л.Д. ДНК-фосфолипидное взаимодействие. Исследование методами 3|Р-ЯМР // Биоорган, химия. — 1984. Т. 10, № 7. - С. 935-939.

9. Владимиров Ю.А. Нарушение барьерных свойств внутренней и наружной мембран митохондрий, некроз и апоптоз // Биол. мембраны. — 2002. — Т. 19, №5.-С. 356-377.

10. Владимиров Ю.А., Азизова O.A., Деев А.И. и др. Свободные радикалы в живых системах // ИНТ, серия Биофизика. Т. 29. - М.: Изд-во ВИНИТИ АН СССР, 1991.-252 с.

11. Воронина С.С., Жижина Г.П., Лозовская Е.Л. Биофизические аспекты действия регуляторов роста амбиола и фонка // Биофизика. — 2001. — Т. 46, В. 1.-С. 34-38.

12. Воронина С.С., Калинина И.Г., Кузнецов Ю.В., Комиссаров Г.Г. Использование метода термогравиметрии для изучения влияния амбиола на набухание семян ячменя // Изв. РАН. Сер. Биол. 1994. - В. 3. — С. 476478.

13. Гончарик М.Н. Регуляция функций мембран растительных клеток. Мн.: Наука и техника, 1979. - 200 с.

14. Досон Р., Эллиот Д., Эллиот У., Джонс К. Справочник биохимика. М.: Мир, 1991.-544 с.

15. Ермаков Ю.А. Липидные и клеточные мембраны в присутствии ионов с высоким родством к фосфолипидам // 2-й Съезд биофизиков России, Москва, 23-27 авг., 1999: Тез. докл., Т. 2. -М., 1999. С. 329.

16. Ермишкин Л.Н., Зильберштейн А.Я. Ионные каналы, образуемые антибиотиками. Структура и свойства // ИНТ, серия Биофизика мембран. Т. 2. М.: Изд-во ВИНИТИ АН СССР, 1982. - С. 82-160.

17. Зенков Н.К., Меньшикова Е.Б. Активированные кислородные метаболиты в биологических системах // Успехи соврем, биологии. 1993. - Т. 113, № З.-С. 286-296.

18. Иванов А.Ю., Дейнега Е.Ю., Мирошников А.И., Савлук О.С. Исследование электроориентации клеток Е. coli при действии дезинфектантов // Микробиология. 1985. - Т. 54, В. 5. - С. 826-829.

19. Иванов А.Ю., Новоселов В.И., Гаврюшкин A.B., Фесенко Е.Е. Сравнительная эффективность антиоксидантов при защите бактериальной плазматической мембраны от активных форм кислорода // Биофизика. — 2000. Т. 45, В. 4. - С. 660-665.

20. Иванов А.Ю., Фомченков В.М., Хасанова J1.A. и др. Влияние ионов тяжелых металлов на электрофизические свойства бактериальных клеток Anacystis nidulans и Escherichia coli II Микробиология. — 1992. T. 61, В. 3. -С. 455-463.

21. Козлова Н.М., Лукьяненко Л.М., Антонович А.Н. и др. Окислительная модификация белков и физико-химическое состояние липидов в мембранах эритроцитов при действии диамида // Биофизика. 2002. - Т. 47, В. 3. — С. 500-505.

22. Козлова Н.М., Слобожанина Е.И., Черницкий Е.А. Окисление мембранных белков и изменение поверхностных свойств эритроцитов // Биофизика. -1998. Т. 43, В. 3. - С. 480-483.

23. Корепанова Е.А. Изучение ионофорной активности пептидных поликатионов в липидном бислое // 2-й Съезд биофизиков России, Москва, 23-27 авг., 1999: Тез. докл., Т. 2. -М., 1999. С. 516-517.

24. Корзун A.M., Розинов C.B., Абашин Г.И. Операционный усилитель Б1404УД1А-1 в пэтч-кламп-преобразователе ток-напряжение // Биол. мембраны. 1997. - Т. 14. - С. 219-223.

25. Кравченко А.Т., Милютин В.Н., Гудима О.С. Микрокиносъемка в биологии (цитология, вирусология, риккетсиология). — М.: Изд. медицинской литературы, 1963. 176 с.

26. Кувичкин В.В., Волкова Л.А., Нарышкина Е.П., Исангалин Ф.Ш. Исследование взаимодействия полинуклеотидов с фосфатидилхолиновымилипосомами и двухвалентными катионами методами ЭПР и ПМР // Биофизика. 1989. - Т. 34, В. 5. - С. 405-409.

27. Кувичкин В.В. ДНК-липидные взаимодействия in vitro и in vivo II Успехи соврем, биологии. 2000. - Т. 120, № 5. - С. 466-476.

28. Кувичкин В.В., Сухомудренко А.Г. Взаимодействие природных и синтетических полинуклеотидов с липосомами в присутствии двухвалентных катионов // Биофизика. 1987. - Т. 32, В. 4. - С. 628-633.

29. Кузеванов В .Я., Катков Б.Б., Кошкина С.В., Саляев Р.К. Влияние различных веществ на стабильность изолированных вакуолей растительных клеток // Опер, информ. материалы СИФИБР СО АН СССР. -Иркутск, 1983.-С. 12-15.

30. Кузеванов В.Я., Катков Б.Б., Саляев Р.К. Общие принципы выделения вакуолей и вакуолярных мембран // Структура и функции биологических мембран растений. Новосибирск: Наука, 1985. - С. 93-107.

31. Лихацкая Г.Н., Анисимов М.М. Молекулярные механизмы мембранотропного действия сапонинов // 2-й Съезд биофизиков России, Москва, 23-27 авг., 1999: Тез. докл., Т. 2. М., 1999. - С. 378.

32. Медведев С.С. Электрофизиология растений: Учебное пособие. — С.-Пб.: Изд-во СПбГУ, 1998. 181 с. (электронная версия) http://www.bio.pu.ru/win/lit/fbr/

33. Мельникова Н.Б., Иоффе И.Д. Биосовместимость дигидрокверцетина с Ф липофильным и гидрофильным фрагментами биомембраны. Влияниеионов металлов и аскорбиновой кислоты // Химия растительного сырья. -2002.-№2.-С. 93-103.

34. Мирошников А.И., Фомченков В.М., Иванов А.Ю. Электрофизический анализ и разделение клеток. М.: Наука, 1986. - 198 с.

35. Морозова Е.Р., Корепанова Е.А., Антонова В.Ф. О влиянии пептидных поликатионов на физическое состояние липидного бислоя // 2-й Съезд биофизиков России, Москва, 23-27 авг., 1999: Тез. докл., Т. 2. — М., 1999. -С. 154.

36. Накагаки М. Физическая химия мембран: Пер. с японск. М.: Мир, 1991. -255 с.

37. Овчинников Ю.А., Иванов В.Т., Шкроб A.M. Мембраноактивные комплексоны. М.: Наука, 1974. — 463 с.

38. Островский Д.Н. Молекулярная организация биологических мембран // Биомембраны. Структура, функции, методы исследования. Рига, 1977. -С. 7-27.

39. Панасенко О.М., Арнхольд Ю. Механизм гипохлорит-индуцированного перекисного окисления фосфолипидных липосом // Биол. мембраны. -1996.-Т. 13.-С. 89-99.

40. Панасенко О.М., Арнхольд Ю., Сергиенко В.И. Влияние pH на перекисное окисление фосфолипидных липосом, индуцированное гипохлоритом // Биофизика. 1998. - Т. 43, В. 3. - С. 463-469.

41. Полевой В.В., Максимова Г.Б., Синютина Н.Ф. Методы изучения мембран растительных клеток: Учебное пособие. JI.: Изд-во ЛГУ, 1986. - 192 с.

42. Поликарпова Ф.Я., Леонтьев-Орлов O.A., Леонтьева-Орлова Л.А. и др. // Плодоводство и ягодоводство России. М.: РАСХН, 1994. — С. 50-55.

43. Пучкова Т.В., Путвинский A.B., Владимиров Ю.А. Снижение электрической прочности как основной механизм нарушения барьерной функции биомембран // Докл. АН СССР. 1983. - Т. 270, № 6. - С. 14891492.

44. Саляев Р.К., Козаренко Т.Д., Озолина Н.В., Кузеванов В.Я. Аминокислотный состав белков изолированной вакуолярной мембраны // Физиология растений. 1983. - Т. 30, В. 3. - С. 487-491.

45. Саляев Р.К., Кузеванов В.Я., Озолина Н.В. и др. Содержание липидов, белков и углеводов в мембране изолированных вакуолей красной свеклы // Физиология растений. 1982. - Т. 29, В. 5. - С. 933-940.

46. Саляев Р.К., Кузеванов В.Я., Хаптагаев С.Б., Копытчук В.Н. Выделение и очистка вакуолей и вакуолярных мембран из клеток растений // Физиология растений. -1981.-Т. 28, №6.-С. 1295-1305.

47. Сигворс Ф., Сакман Б., Неер Э. Регистрация одиночных каналов: Пер. с англ. / Под ред. Б. Сакмана и Э. Неера. — М.: Мир, 1987. 448 с.

48. Теселкин Ю.О., Жамбалова Б.А., Бабенкова И.В. и др. Антиоксидантные свойства дигидрокверцитина // Биофизика. — 1996. — Т. 41, В. 3. С. 620624.

49. Тихонова Л.И. Ионные каналы вакуолярной мембраны высших растений // Биол. мембраны. 1998. - Т. 15, № 3. - С. 245-258.

50. Фомкина М.Г. Каналообразующие свойства антипаразитарного препарата абамектина в бислойных липидных мембранах // 2-й Съезд биофизиков России, Москва, 23-27 авг., 1999: Тез. докл., Т. 2. М., 1999. - С. 232.

51. Черномордик JI.B., Меликян Г.Б., Чизмаджев Ю.А. Плоские липидные бислои как модель для изучения слияния биологических мембран // Биол. мембраны. 1987. - Т. 4, № 2. - С. 117-164.

52. Чизмаджев Ю.А., Черномордик JI.B., Пастушенко В.В., Абидор И.Г. Электрический пробой бислойных липидных мембран // ИНТ, серия Биофизика мембран. Т. 2. М.: Изд-во ВИНИТИ АН СССР, 1982. - С. 161266.

53. Юрин В.М. Основы ксенобиологии: Учебное пособие. Мн.: Новое знание, 2002. - 267 с.

54. Юсипович А.И., Соколов B.C., Ермаков Ю.А. Влияние гадолиния на электрические и упругие свойства липидных мембран // 2-й Съезд биофизиков России, Москва, 23-27 авг., 1999: Тез. докл., Т. 2. М., 1999. — С. 327.

55. Abalis I.M., Eldefrawi А.Т., Eldefrawi М.Е. Actions of avermectin Bla on the gamma-aminobutyric acidA receptor and chloride channels in rat brain // J. Biochem. Toxicol. 1986. - V. 1. - P. 69-82.

56. Ahkong Q.F., Fischer D., Tampion W., Lucy J.A. Mechanisms of cell fusion // Nature.- 1975.-V. 253.-P. 194-195.

57. Akaike N. Gramicidin perforated patch recording and intracellular chloride activity in excitable cells // Prog. Biophys. Mol. Biol. 1996. - V. 65. - P. 251264.

58. Anchordoguy T.J., Carpenter J.F., Crowe J.H., Crowe L.M. Temperature-dependent perturbation of phospholipid bilayers by dimethylsulfoxide // Biochim. Biophys. Acta. 1992.-V. 1104.-P. 117-122.

59. Andreopoulos D., Kasi L.P. 99mTc-labelled diphytanoyl-phosphatidylcholine liposomes: in vitro and in vivo studies // J. Microencapsul. 1997. — V. 14. — P. 427-436.

60. Annesini M.C., Memoli A., Petralito S. Kinetics pf surfactant-induced release from liposomes: A time-dependent permeability model // J. Membr. Sci. 2000. - V, № l.-P. 121-131.

61. Anzai K., Ogawa K., Goto Y. et al. Oxidation-dependent changes in the stability and permeability of lipid bilayers // Antioxid. Redox Signal. 1999. - V. l.-P. 339-347.

62. Arakawa T., Carpenter J.F., Kita Y.A., Crowe J.H. The basis for toxicity of certain cryoprotectants a hypothesis // Cryobiology. — 1990. - V. 27. — P. 401415.

63. Arakawa T., Timasheff S.N. The stabilization of proteins by osmolytes // Biophys. J. 1985. - V. 47. - P. 411-414.

64. Arnhold J., Panasenko O.M., Schiller J. et al. The action of hypochlorous acid on phosphatidylcholine liposomes in dependence on the content of double bonds. Stoichiometry and NMR analysis // Chem. Phys. Lipids. 1995. — V. 78. -P. 55-64.

65. Arnold W.M., Geier B.M., Wendt B., Zimmermann U. The change in the electro-rotation of yeast cells effected by silver ions // Biochim. Biophys. Acta. -1986.-V. 889.-P. 35-48.

66. Atkinson D., Small D.M. Recombinant lipoproteins: implications for structure and assembly of native lipoproteins // Annu. Rev. Biophys. Biophys. Chem. -1986.-V. 15.-P. 403-456.

67. Bamberg E., Lauger P. Channel formation kinetics of gramicidin A in lipid bilayer membranes//J. Membr. Biol. 1973.-V. 11.-P. 177-194.

68. Bangham A.D., Standish M.M., Watkins J.C. Diffusion of univalent ions across the lamellae of swollen phospholipids // Ibid. 1965. - V. 13. - P. 238-252.

69. Barcelo F., Sanchez B., Kitajka K. et al. Effect of oleic acid on membrane lipid structure: Abstr. 3-rd Eur. Bioph. Cong., Sept., 9-13, 2000 // Eur. Biophys. J. -2000. V. 29, № 4-5. - P. 287.

70. Baumann E., Stoya G., Volkner A. et al. Hemolysis of human erythrocytes with saponin affects the membrane structure // Acta Histochem. 2000. - V. 102. -P. 21-35.

71. Baxter S.J., Lathe G.H. Biochemical effects of kidney of exposure to high concentrations of dimethyl sulphoxide // Biochem. Pharmacol. — 1971. — V. 20. -P. 1079-1091.

72. Bergstrand N., Edwards K. Effect of lysolipids and fatty acids on structure andiLstability of phospholipid liposomes: Abstr. 7 Liposome Research Days Conference, Napa Valley, Calif., Apr. 12-15, 2000 // J. Liposome Res. 2000. -V. 10, №2-3.-P. 214.

73. Berlett B.S., Stadtman E.R. Protein oxidation in aging, disease, and oxidative stress // J. Biol. Chem. 1997. - V. 272. - P. 20313-20316.

74. Bertl A., Blumwald E., Coronado R. et al. Electrical measurements on endomembranes // Science. 1992. - V. 258. - P. 873-874.

75. Bethke P.C., Jones R.L. Ca -calmodulin modulates ion channel activity in storage protein vacuoles of barley aleurone cells // Plant Cell. 1994. — V. 6. — P. 277-285.

76. Brasseur R., Pillot T., Lins L. et al. Peptides in membranes: tipping the balance of membrane stability // Trends Biochem. Sci. (TIBS). 1997. - V. 22, № 5. -P. 167-171.

77. Bruggemann L.I., Pottosin I.I., Schonknecht G. Cytoplasmic polyamines block the fast-activating vacuolar channel // Plant J. 1998. - V. 16. - P. 101-105.

78. Budker V.G., Godovikov A.A., Naumova L.P., Slepneva I.A. Interaction of polynucleotides with natural and model membranes // Nucleic Acids Res. — 1980.-V. 8.-P. 2499-2515.

79. Carpaneto A., Cantu A.M., Gambale F. Redox agents regulate ion channel • activity in vacuoles from higher plant cells // FEBS Lett. 1999. - V. 442. - P. 129-132.

80. Cheng Y., Liu M., Li R. et al. Gadolinium induces domain and pore formation of human erythrocyte membrane: an atomic force microscopic study // Biochim. Biophys. Acta. Biomembranes. 1999. - V. 1421, № 2. - P. 249-260.

81. Chernomordik L.V., Kozlov M.M., Zimmerberg J. Lipids in biological membrane fusion // J. Membr. Biol. 1995. - V. 146. - P. 3.

82. Cholbi M.R., Paya M., Alcaraz M.J. Inhibitory effects of phenolic compounds on CCU-induced microsomal lipid peroxidation // Experientia. — 1991. — V. 47, №2.-P. 195-199.

83. Conner J.A., Stevens C.F. Voltage clamp studies of a transient outward membrane current in gastropod neural somata // J. Physiol. (Lond.) — 1971. — V. 213.-P. 21-30.

84. Crowe J.H., Whittam M.A., Chapman D., Crowe L.M. Interactions of phospholipid monolayers with carbohydrates // Biochim. Biophys. Acta. — 1984.-V. 769.-P. 151-159.

85. Delauney A.J., Verma D.P.S. Proline biosynthesis and osmoregulation in plants // Plant J. 1993. - V. 4. - P. 1-8.

86. Dobrovinskaya O.R., Muniz J., Pottosin I.I. Inhibition of vacuolar ion channels by polyamines // J. Membrane Biol. 1999. - V. 167. - P. 127-140.

87. Epand R.M., Vogel H.J. Diversity of antimicrobial peptides and their mechanisms of action // Biochim. Biophys. Acta. 1999. - V. 1462, № 1-2. - P. 11-28.

88. Fahsel S., Pospiech E.M., Zein M. et al. Modulation of concentration fluctuations in phase-separated lipid membranes by polypeptide insertion // Biophys. J. 2002. - V. 83. - P. 334-344.

89. Fan J.S., Palade P. Perforated patch recording with p-escin // Pfliigers Arch. -1998.-V. 436.-P. 1021-1023.

90. Faustinella F., Smith L.C., Chan L. Functional topology of a surface loop shielding the catalytic center in lipoprotein lipase // Biochemistry. — 1992. V. 31.-P. 7219-7223.

91. Finnie C., Borch J., Collinge D.B. 14-3-3 proteins: eukaryotic regulatory proteins with many functions // Plant. Mol. Biol. 1999. - V. 40. - P. 545-554.

92. Fragneto G., Bellet-Amelric E., Braslau A. et al. Fluid free bilayers: a new model for biological membranes: Abstr. 3-rd Eur. Bioph. Cong., Sept., 9-13, 2000 // Eur. Biophys. J. 2000. - V. 29, № 4-5. - P. 288.

93. Frank P.F., Op den Kamp J.A., Roelofsen B., van Deenen L.L. Does diamide treatment of intact human erythrocytes cause a loss of phospholipid asymmetry? //Biochim. Biophys. Acta. 1986. -V. 857, № l.-P. 127-130.

94. Fujii G., Selsted M.E., Eisenberg D. Defensins promote fusion and lysis of negatively charged membranes // Protein Sci. 1993. - V. 2, № 8. - P. 13011312.

95. Fujita Y., Izumiguchi S., Noda Y. Effect of dimethylsulfoxide and its homologues on the thermal denaturation of lysozyme as measured by differential scanning calorimetry // Int. J. Pept. Protein. Res. 1982. - V. 19. - P. 25-31.

96. Galinski E.A. Compatible solutes of halophilic eubacteria: molecular principles, water-solute interaction, stress protection // Experientia. 1993. — V. 49. - P. 487-496.

97. Ganesan A. T., Lederberg J. A cell-membrane bound fraction of bacterial DNA // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1965. - V. 18. - P. 824.

98. Geier B.M., Wendt B., Arnold W.M., Zimmermann U. The effect of mercuric salts on the electro-rotation of yeast cells and comparison with a theoretical model // Biochim. Biophys. Acta. 1987. - V. 900, № 1. - P. 45-55.

99. Gershon H., Ghirlando R., Guttman S.B., Minsky A. Mode of formation and structural features of DNA-cationic liposome complexes used for transfection // Biochemistry. 1993. -V. 32. - P. 7143-7151.

100. Gilroy S., Jones R.L. Calmodulin stimulation of unidirectional calcium uptake in the endoplasmic reticulum of barley aleurone // Planta. — 1993. — V. 190. — P. 289-296.

101. Gordeliy V.I., Kiselev M.A., Lesieur P. et al. Lipid membrane structure and interactions in dimethyl sulfoxide/water mixtures // Biophys. J. — 1998. — V. 75. -P. 2343-2351.

102. Halliwell B., Gutteridge J.M. The antioxidants of human extracellular fluids // Arch. Biochem. Biophys. 1990. -V. 280. - P. 1-8.

103. Hamill O.P., Marty A., Sakmann B., Sigworth F. Improved patch-clamp techniques for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches // Pflugers Arch. 1981. - V. 391. - P. 85-100.

104. Hart B.A., Ip Via Ching T.R., Van Dijk H., Labadie R.P. How flavonoids inhibit the generation of luminol-dependent chemiluminescence by activated human neutrophils // Chem. Biol. Interact. 1990. - V. 73, № 2-3. - P. 323-335.

105. Hartsel S.C., Hatch C., Ayenew W. How does amphotericin B work?: studies on model membrane systems // J. Liposome Res. 1993. - V. 3. - P. 377-408.

106. Hedrich R., Neher E. Cytoplasmic calcium regulates voltage-dependent ion channels in plant vacuoles // Nature. 1987. - V. 329. - P. 833-835.

107. Heerklotz H.H., Seelig J. The impact of amphiphiles on membrane stability, Abstr. 3-rd Eur. Bioph. Cong., Sept., 9-13, 2000 // Eur. Biophys. J. 2000. - V. 29, №4-5.-P. 289.

108. Hincha D.K., Oliver A.E., Crowe J.H. Lipid composition determines the effects of arbutin on the stability of membranes // Biophys. J. 1999. — V. 77. — P. 2024-2034.

109. Horn R., Marty A. Muscarinic activation of ionic currents measured by a new whole-cell recording method // J. Gen. Physiol. 1988. - V. 92. - P. 145-159.

110. Horth M., Lambrecht B., Khim M.C. et al. Theoretical and functional analysis of the SIV fusion peptide // EMBO J. 1991. - V. 10. - P. 2747-2755.

111. Huebner S., Battersby B.J., Grimm R., Cevc G. Lipid-DNA complex formation: reorganization and rupture of lipid vesicles in the presence of DNA as observed by cryoelectron microscopy// Biophys. J. 1999. - V. 76. — P. 3158-3166.

112. Hung S.-C., Wang W., Chan S.I., Chen H.M. Membrane lysis by the antibacterial peptides cecropins B1 and B3: a spin-label electron spin resonance study on phospholipid bilayers // Biophys. J. 1999. - V. 77, № 6. - P. 31203133.i

113. Hunter D.R., Haworth R.A. The Ca -induced membrane transition in mitochondria. I. The protective mechanisms // Arch. Biochem. Biophys. — 1979.-V. 195.-P. 453-459.

114. Israelachvili J.N., Mitchell D.J., Nanham B.W. Theory of self-assembly of lipid bilayers and vesicles // Biochim. Biophys. Acta. 1977. - V. 470, № 2. - P. 185-201.

115. Johannesson H., Denisov V.P., Halle B. Dimethyl sulfoxide binding to globular proteins: A nuclear magnetic relaxation dispersion study // Protein Science. — 1997.-V. 6, №8.-P. 1756-1763.

116. Kaiser G., Martinoia E., Schmitt J.M. et al. Polypeptide patterrn and enzymatic character of vacuoles isolated from barley mesophyll protoplasts // Planta. -1986. V. 169, № 3. - P. 345-355.

117. Kamp F., Corkey B.E., Hamilton J.A. Long-chain fatty acids enter and leave cells by free diffusion: Abstr. 3-rd Eur. Bioph. Cong., Sept., 9-13, 2000 // Eur. Biophys. J. 2000. - V. 29, № 4-5. - P. 291.

118. Kanno Y., Yamami T., Muneoka Y., Shiba Y. Effects of heavy metal ions on the electrical properties of mucous epithelial cells in the newt stomach // J. Toxicol. Sci. 1978. - V. 3, № 1. - P. 39-50.

119. Kiselev M.A., Lesieur P., Kisselev A.M. et al. DMSO-induced dehydration of DPPC membranes studied by X-ray diffraction, small-angle neutron scattering, and calorimetry // Journal of Alloys and Compounds. — 1999. V. 286, № 1-2. -P. 195-202.

120. Konishi M., Watanabe M. Molecular size-dependent leakage of intracellular molecules from frog skeletal muscle fibers permeabilized with P-escin // Pfliigers Arch. 1995. - V. 429. - P. 598-600.

121. Kosower N.S., Kosower E.M. Diamide: an oxidant probe for thiols // Methods Enzymol.- 1995. -V.251.-P. 123-133.

122. Kosower N.S., Kosower E.M., Wertheim B., Correa W.S. Diamide, a new reagent for the intracellular oxidation of glutathione to the disulfide // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1969. - V. 37. - P. 593-596.

123. Kowaltowski A.J., Castilho R.F., Vercesi A.E. Mitochondrial permeability transition and oxidative stress // FEBS Lett. 2001. - V. 495. - P. 12-15.

124. Kowaltowski A.J., Vercesi A.E. Mitochondrial damage induced by conditions of oxidative stress // Free Rad. Biol. Med. 1999. - V. 26. - P. 463-471.

125. Lasic D.D., Strey H.H., Stuart M.C.A. et al. The structure of DNA-liposome complexes // J. Am. Chem. Soc. 1997. - V. 119. - P. 832-833.

126. Leslie S.B., Israeli E., Lighthart B. et al. Trehalose and sucrose protect both membranes and proteins in intact bacteria during drying // Appl. Environ. Microbiol. 1995. - V. 61. - P. 3592-3597.

127. Lisetski L.N., Vashchenko O.V., Tolmachev A.V., Vodolazhskiy K.B. Effects of membranotropic agents on mono- and multilayer structures of dipalmitoylphosphatidylcholine // Eur. Biophys. J. 2002. - V. 31, № 7. - P. 554-558.

128. Luneva V.A., Gendel L.Ya., Kruglakova K.E., Fedin V.A. Effects of sintheyic antioxidants on structure of erythrocyte membrane: Abstr. 13th Int. Biophys. Congr., New Delhi, 19-24 Sept., 1999 // J. Biosci. 1999. - V. 24, Supl. № 1. -P. 119.

129. Maeshima M. Tonoplast transporters: Organization and function // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 2001. - V. 52. - P. 469-497.

130. MO.Maggio B., Lucy J.A. Interactions of water-soluble fusogens with phospholipids in monolayers//FEBS Lett. 1978. - V. 94.-P. 301-304.

131. Marassi F.M., Opella S.J., Juvvadi P., Merrifield R.B. Orientation of cecropin A helices in phospholipid bilayers determined by solid-state NMR spectroscopy // Biophys. J. 1999. - V. 77, № 6. - P. 3152-3155.

132. Markin V.S., Martinac B. Mechanosensitive ion channels as reporters of bilayer expansion. A theoretical model // Biophys. J. 1990. - V. 60. - P. 1120-1127.

133. Martin I., Defrise-Quertain F., Decroly E. et al. Orientation and structure of the NH2-terminal HIV-1 gp41 peptide in fused and aggregated liposomes // Biochim. Biophys. Acta.- 1993.-V. 1145,№ l.-P. 124-133.

134. Martinac B., AdlerJ., Kung C. Mechanosensitive ion channels of E. coli activated by amphipaths // Nature. 1990. - V. 348 - P. 261-263.

135. May S., Ben Shaul A. DNA-lipid complexes: stability of honeycomb-like and spaghetti-like structures // Biophys. J. 1997. - V. 73. - P. 2427-2440.

136. McConnell E.J., Wagoner M.J., Keenan C.E., Raess B.U. Inhibition of1. I «calmodulin-stimulated (Ca + Mg )-ATPase activity by dimethyl sulfoxide // Biochemical Pharmacology. 1999. - V. 57. - P. 39-44.

137. Mcintosh T.J., Kulkarni K.G., Simon S.A. Membrane fusion promoters and inhibitors have contrasting effects on lipid bilayer structure and undulations // Biophys. J. 1999. - V. 76, № 4. p. 2090-2098.

138. Means A.R. Molecular mechanisms of action of calmodulin // Recent Prog. Horm. Res. 1988. - V. 44. - P. 223-262.

139. Milligan J.R., Ward J.F. Yield of single-strand breaks due to attack on DNA by scavenger-derived radicals // Radiat. Res. 1994. - V. 137. - P. 295-299.

140. Miyajima K., Tomita K., Nakagaki M. Effect of saccharides on the freezing and thawing of liposome dispersion // Chem. Pharm. Bull. — 1986. V. 34, № 7. - P. 2689-2697.

141. Morris C.E. Mechanosensitive ion channels // J. Membr. Biol. 1990. - V. 113. -P. 93-107.

142. Muskatello U., Alessandrini A., Valdre G. et al. Lipid oxidation deletes the nanodomain organization of artificial membranes // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2000. - V. 270, № 2. - P. 448-452.

143. Muslin A.J., Tanner J.W., Allen P.M., ShawA.S. Interaction of 14-3-3 with signaling proteins is mediated by the recognition of phosphoserine // Cell — 1996.-V. 84.-P. 889-897.

144. Nakahiro M., Arakawa O., Narahashi T. et al. Dimethyl-sulfoxide (DMSO) blocks GABA-induced current in rat dorsal-root ganglion neurons // Neuroscience Letters. 1992. - V. 138. - P. 5-8.

145. Oliver A.E., Hincha D.K., Crowe L.M., Crowe J.H. Interactions of arbutin with dry and hydrated bilayers // Biochim. Biophys. Acta. 1998. - V. 1370. - P. 8797.

146. OpusXpress. The world's first, and only, commercially available automated parallel electrophysiology system // AxoBits. 2002. - V. 34. - P. 3. (электронная версия) http://www.axon.com/axobits/AxoBits34.pdf

147. Paci E., Marchi M. Membrane crossing by a polar molecule a molecular-dynamics simulation // Molecular simulation. — 1994. - V. 14. - P. 1-10.

148. Panasenko O.M., Arnhold J., Schiller J. et al. Peroxidation of egg yolk phosphatidylcholine liposomes by hypochlorous acid // Biochim. Biophys. Acta. 1994. - V. 1215. - P. 259-266.

149. Papageorgiou G.C., Murata N. The unusually strong stabilizing effects of glycine betaine on the structure and function of the oxygen-evolving photosystem II complex // Photosyn. Res. 1995. - V. 44. - P. 243-252.

150. Papahadjopoulos D., Moscarello M., EylarE.H., Isac T. Effects of proteins on thermotropic phase transitions of phospholipid membranes // Biochim. Biophys. Acta. 1975. - V. 401. - P. 317-335.

151. PatchXpress. Automated parallel patch-clamp system // AxoBits. — 2003. — V. 37. — P. 4-5. (электронная версия) http://www.axon.com/axobits/ AxoBits37.pdf

152. Preisler H.D., Lyman G. Differentiation of erythroleukemia cells in vitro: properties of chemical inducers // Cell Differ. 1975. - V. 4. - P. 179-185.

153. Rae J., Cooper K., Gates G., Watsky M. Low access resistance perforated patch recordings using amphotericin B // J. Neurosci. Methods. — 1991. — V. 37. — P. 15-26.

154. Ratty A.K., Das N.P. Effects of flavonoids on nonenzymatic lipid peroxidation: structure-activity relationship // Biochem. Med. Metab. Biol. 1988. - V. 39. -P. 69-79.

155. Ratty A.K., Sunamoto J., Das N.P. Interaction of flavonoids with 1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl free radical, liposomal membranes and soybean lipoxygenase-1 // Biochem. Pharmacol. 1988. - V. 37, № 6. - P. 989-995.

156. Ribarov S.R., Benov L.C. Relationship between the hemolytic action of heavy metals and lipid peroxidation // Biochim. Biophys. Acta. 1981. - V. 640. - P. 721-726.

157. Richards D.M.C., Dean R.T., Jessup W. Membrane proteins are critical targets in free radical mediated cytolysis // Biochim. Biophys. Acta. 1988. - V. 946, №2.-P. 281-288.

158. Roberts D.M., Harmon A.C. Calcium-modulated proteins: Targets of intracellular calcium signals in higher plants // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1992. - V. 43. - P. 375-414.

159. Robinson C., Larsson C., Buckhout T.J. Identification of a calmodulin-stimulated (Ca

160. Mg )-ATPase in a plasma membrane fraction isolated from maize {Zea mays) leaves // Physiol. Plant. 1988. - V. 72. - P. 177-184.

161. Rozycka-Roszak B., Pruchnik. H. Effect of counterions on the influence of dodecyltrimethylammonium halides on thermotropic phase behaviour of phosphatidylcholine bilayers // Z. Naturforsch. 2000. - V. 55, № 3-4. - P. 240244.

162. Rudolph A.S., Crowe J.H., Crowe L.M. Effects of three stabilizing agents -proline, betaine, and trehalose on membrane phospholipids // Arch. Biochem. Biophys.- 1986.-V. 245.-P. 134-143.

163. Ruppersberg J.P., Stocker M., Pongs O. et al. Regulation of fast inactivation of cloned mammalian Ik.(A) channels by cysteine oxidation // Nature. 1991. - V. 352.-P. 711-714.

164. Sackin H. Mechanosensitive channels // Annu. Rev. Physiol. 1995. - V. 57. -P. 333-353.

165. Schuber F. Influence of polyamines on membrane functions // Biochem. J. -1989.-V. 260.-P. 1-10.

166. Schubert R., Beyer K., Wolburg H., Schmidt K.H. Structural changes in membranes of large unilamellar vesicles after binding of sodium cholate // Biochemistry. 1986. - V. 25. - P. 5263-5269.

167. Schubert R., Jaroni H., Schoelmerich J., Schmidt K. H. Studies on the mechanism of bile salt-induced liposomal membrane damage // Digestion. — 1983.-V. 28.-P. 181-190.

168. Sharon N., Lis H. Lectins: cell-agglutinating and sugar-specific proteins // Science. 1972. - V. 177, № 53. - P. 949-959.

169. Shashkov S.N., Kiselev M.A., Tioutiounnikov S.N. et al. The study of DMSO/water and DPPC/DMSO/water system by means of the X-ray, neutron small-angle scattering, calorimetry and IR spectroscopy // Physica B. — 1999. — V. 271.-P. 184-191.

170. Sheetz M.P., Singer S.J. Biological membrane as bilayer couples. A molecular mechanism of drug-erytrocyte interactions // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1974. V. 71. - P. 4457-4461.

171. Singer S.J., Nicolson G.L. The fluid mosaic model of the structure of cell membranes // Science. 1972. - V. 175. - P. 720-731.

172. Smondyrev A.M., Berkowitz M.L. Molecular dynamics simulation of DPPC bilayer in DMSO // Biophys. J. 1999. - V. 76. - P. 2472-2478.

173. Stephens G.J., Owen D.G., Robertson B. Cysteine-modifying reagents alter the gating of the rat cloned potassium channel Kvl.4 // Pfliigers Arch. — 1996. V. 431.-P. 435-442.

174. Tavakoli N., Kluge C., Golldack D. et al. Reversible redox control of plant vacuolar H^-ATPase activity is related to disulfide bridge formation in subunit E as well as subunit A//Plant J.-2001.- V. 28.-P. 51-59.

175. Tavernier E., Pugin A. Phospholipase activities associated with the tonoplast from Acer pseudoplatanus cells: identification of a phospholipase Ai activity // Biochim. Biophys. Acta. 1995.-V. 1233.-P. 118-122.

176. Tristram-Nagle S., Moore T., Petrache H., Nagle J.F. DMSO produces a new subgel phase in DPPC: DSC and X-ray diffraction study // Biochim. Biophys. Acta. 1998. - V. 1369. - P. 19-33.

177. Van den Wijngaard P.W.J., Bunney T.D., Roobeek I. et al. Slow vacuolar channels from barley mesophyll cells are regulated by 14-3-3 proteins // FEBS Lett.-2001.-V. 488.-P. 100-104.

178. Van der Zee J., Dubbelman T.M.A.R., van Steveninck J. Peroxide-induced membrane damage in human erytrocytes // Biochim. Biophys. Acta. 1985. -V. 818, № 1.-P. 38-44.

179. Vanderkooi G., Capaldi R.A. Discussion paper: a comparative study of the amino acid compositions of membrane proteins and other proteins // Ann. N. Y. Acad. Sci. 1972. - V. 195. - P. 135-138.

180. Ward J.M. Patch-clamping and other molecular approaches for the study of plasma membrane transporters demystified // Plant Physiol. 1997. - V. 114. -P. 1151-1159.

181. White J.M. Membrane fusion // Science. 1992. - V. 258. - P. 917-924.

182. Winterbourn C.C., van den Berg J.J.M., Roitman E., Kuypers F.A. Chlorohydrin formation from unsaturated fatty acids reacted with hypochlorous acid // Arch. Biochem. Biophys. 1992. - V. 296. - P. 547-555.

183. Yu Z.W., Quinn P.J. Dimethyl-sulfoxide a review of its applications in cell biology // Bioscience Reports. - 1994. -V. 14, № 6. - P. 259-281.

184. Yu Z.W., Quinn P.J. Solvation effects of dimethyl sulphoxide on the structure of phospholipid bilayers // Biophys. Chem. 1998. - V. 70. - P. 35-39.

185. YuZ.W., Quinn P.J. Phase stability of phosphatidylcholines in dimethylsulfoxide solutions // Biophys. J. 1995. - V. 69. - P. 1456-1463.

186. YuZ.W., Quinn P.J. The effect of dimethyl sulfoxide on structure and phase behavior of palmitoleoylphosphatidylethanolamine // Biochim. Biophys. Acta. -2000. V. 1509. - P. 440-450.

187. Zheliaskova A., Naydenova S., Petrov A.G. Interaction of phospholipid bilayers with polyamines of different length // Eur. Biophys. J. 2000. - V. 29. - P. 153157.

188. Zimmerberg J., Vogel S.S., Chernomordik L.V. Mechanisms of membrane fusion // Annu. Rev. Biomol. Struct. 1993. - V. 22. - P. 433-466.