Влияние макромолекулярной архитектуры амфифильных сополимеров на их взаимодействие с биологическими мембранами тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.06, кандидат химических наук Павлов, Дмитрий Николаевич

• Павлов, Дмитрий Николаевич
• кандидат химических наук
• 2009

Оглавление диссертации кандидат химических наук Павлов, Дмитрий Николаевич

Список используемых сокращений.

1. Введение.

2. Обзор литературы.

2.1. Биологические мембраны.

2.1.1. Мембранные липиды.

2.1.2. Структура липидного бислоя.

2.1.2.1. Организация водно-липидных систем.

2.1.2.2. Фазовые равновесия в биологических мембранах.

2.1.2.3. Домены в липидных мембранах.

2.1.2.4. Латеральная диффузия липидных молекул.

2.1.2.5. Флип-флоп липидов.

2.1.2.6. Микровязкость мембран.

2.1.3. Модельные биологические мембраны.

2.1.3.1. Липосомы.

2.1.4. Спонтанная кривизна бислоя.

2.2. Физико-химические свойства растворов амфифильиых сополимеров.

2.2.1.1. Термодинамика мицеллообразования в растворах алкиленоксидов.

2.2.1.2. Структурные параметры мицелл плюроников.

2.2.1.3. Теоретический подход к изучению структуры мицелл плюроников.

2.2.1.4. Влияние макромолекулярной архитектуры на образование и структуру мицелл амфифильных сополимеров.

2.2.2. Взаимодействие амфифильных сополимеров с мембранами.

2.2.3. Влияние сополимеров на проницаемость биологических мембран.

2.2.3.1. Образование пор.

2.2.4. Взаимодействие амфифильных сополимеров с животными клетками.

2.2.4.1. Подавление множественной лекарственной устойчивости опухолевых клеток.

2.2.4.2. Трансфекция клеток ДНК.

3. Постановка задачи.

4. Материалы и методы.

4.1. Материалы.

4.2. Методы.

4.2.1. Получение полиметакрилоштпроксанола.

4.2.1.1. Получение макромономера.

4.2.1.2. Проведение полимеризации.

4.2.2. Анализ полимеров методом гель-проникающей хроматографии.

4.2.3. Определение ККМ полимеров.

4.2.4. Кинетика рН-индуцированного транспорта DOX.

4.2.4.1. Получение малых рН-градиентных липосом.

4.2.4.2. Исследование влияния плюроников на рН индуцированный транспорт DOX в липосомы

4.2.5. Влияние полимеров на барьерные свойства липосом.

4.2.5.1. Получение малых везикул, заполненных карбоксифлуоресцеином.

4.2.5.2. Изучение кинетики вытекания карбоксифлуоресцеина из липосом.

4.2.6. Изучение трансбислойного переноса липидов.

4.2.6.1. Получение НБД меченых липосом.

4.2.6.2. Измерение скорости флип-флопа в липосомальных мембранах.

4.2.7. Изотермическая титрующая калориметрия.

4.2.7.1. Расчет термодинамических параметров связывания сополимеров с липосомальными мембранами.

4.2.8. Воздействие полимеров на клетки.

4.2.8.1. Культивирование клеток.

4.2.8.2. Анализ цитотоксичности сополимеров и доксорубицина.

4.2.8.3. Анализ устойчивости клеток к доксорубицину в присутствии полимеров.

5. Результаты и их обсуждение

5.1. Связь между строением амфифильных сополимеров и их взаимодействием с модельными липидными мембранами.

5.1.1. Влияние сополимеров на мембранный транспорт ионного красителя карбоксифлуоресцеина

5.1.2. Влияние сополимеров на транспорт через липидную мембрану противоопухолевого антибиотика доксорубицина.

5.2. Влияние структуры амфифильных полимеров на их взаимодействие с модельными мембранами, содержащими холестерин.

5.3. Взаимодействие с мембранами сополимеров этиленоксида и диметилсилоксана

5.4. Связь между строением амфифильных сополимеров и их цитотоксичностью по отношению к клеткам в культуре. б. ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние макромолекулярной архитектуры амфифильных сополимеров на их взаимодействие с биологическими мембранами»

Интенсивное развитие синтетических методов химии полимеров в последние 10-15 лет открыло новые возможности получения огромного разнообразия макромолекул с заранее заданной дендритной, звездообразной или гребнеобразной архитектуре [1,2]. Исследование процессов самоорганизации в таких системах привело к пониманию того, что форма макромолекулы и распределение в ней полярных и гидрофобных групп определяет свойства образуемых ей структур [3]. Можно ожидать, что взаимодействие полимеров с анизотропными системами наноскопических размеров, такими как биологические или искусственные липидные мембраны, будет приводить к изменениям их структуры и проницаемости. Опубликованные в последнее время теоретические работы предсказывают, что встраивание амфифильных полимеров в липидную мембрану должно приводить к ее деформации и изменению свободной энергии мембраны, причем этот эффект в значительной мере определяется архитектурой полимерной макромолекулы и той формой, которую она принимает при проникновении в толщу липидной мембраны [4]. Изменение структуры мембраны приводит к значительному изменению её барьерных свойств и подвижности мембранных компонентов. Тем не менее, в литературе практически отсутствуют экспериментальные данные о взаимосвязи между геометрией амфифильных молекул и их способностью вызывать возмущения в упаковке липидного бислоя.

Вторым малоизученным аспектом взаимодействия сополимеров с мембранами является химическая природа гидрофильного и гидрофобного блоков, потенциально способных взаимодействовать с бислоем. До сих пор нет экспериментально проверенных критериев отбора сополимеров способных эффективно воздействовать на структуру бислоя.

Исследование этих факторов важно и с практической точки зрения. Сравнительно недавно было обнаружено, что при введении противоопухолевых антибиотиков антрациклинового ряда, таких как доксорубицин, фарморубицин и дауномицин, совместно с небольшими дозами плюроников, терапевтическая активность лекарства заметно усиливается. Влияние сополимеров особенно заметно на опухолях, проявляющих множественную лекарственную устойчивость (МЛУ), которая возникает при длительном лечении опухолей с помощью химиотерапии. Лекарственная устойчивость проявляется в отношении широкого круга веществ с разнообразной структурой. Выработка механизмов МЛУ в опухолевых клетках приводит к необходимости увеличения терапевтических доз антибиотиков, что в конечном итоге сказывается на их общетоксическом воздействии на организм Таким образом, устранение устойчивости раковых клеток является одной из 5 важнейших задач современной онкологии, которую удается решить с помощью амфифиьных сополимеров. [5]. В литературе высказывается предположение, что причина воздействия плюроников на транспорт лекарств в раковые клетки состоит в их влиянии на организацию клеточных мембран. [6] Поэтому поиск взаимосвязи между структурой амфифильных сополимеров и их влиянием на свойства биологических мембран является важной задачей. Ранее было показано, что способность амфифильных сополимеров влиять на проницаемость и структуру биологических мембран определяются гидрофобностью макромолекул амфифильного сополимера и размерами его гидрофобного блока. Целью настоящей работы явилось исследование значения макромолекулярной архитектуры амфифильных сополимеров для их способности вызывать разупорядочивание липидной упаковки биологических мембран.

Заключение диссертации по теме «Высокомолекулярные соединения», Павлов, Дмитрий Николаевич

6. выводы

1. Впервые показано, что макромолекулярная архитектура амфифильных сополимеров в значительной мере определяет их способность вызывать разупорядочение жидкокристаллической структуры липидного бислоя и образовывать в нем гидрофильные поры. Сополимеры, имеющие архитектуру молекулярных «щеток» и способные образовать контакт с поверхностью мембраны в нескольких точках, в большей мере склонны к образованию пор, в то время как линейная структура блок-сополимеров способствует тому, чтобы они проявляли способность к разупорядочению жидкокристаллической структуры мембран.

2. Введение в липидную мембрану холестерина затрудняет встраивание в нее сополимеров. Впервые установлено, что степень воздействия холестерина зависит от формы полимерной макромолекулы и увеличивается с ростом ее критического фактора упаковки, т.е. сильнее проявляется по отношению к макромолекулам, имеющим коническую форму с полярной головкой в вершине, чем к макромолекулам, имеющим форму цилиндра или конуса с полярной головкой в основании.

3. В работе продемонстрировано, что цитотоксичность линейных амфифильных полиалкиленоксидов может быть полуколичественно предсказана на основании их гидрофильно-липофильного баланса и способности к образованию гидрофильных пор.

4. Показано, что блок-сополимер полидиметилсилоксана и полиэтиленоксида способен обращать лекарственную устойчивость раковых клеток так же эффективно, как плюроник L61, являющийся компонентом лекарственной формы, прошедшей II фазу клинических испытаний.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Павлов, Дмитрий Николаевич, 2009 год

1. Odian G. Principles of Polymerization, 4th Edition. Hoboken: Wiley-Interscience, 2004. 812 p.

2. Matyjaszewski K., Davis T.P. Handbook of Radical Polymerization. Hoboken: Wiley-Interscience, 2004.920 p.

3. Reiss G. Polymer Micelles: Amphiphilic block and graft copolymers as polymeric surfactants. In: Handbook of Industrial Water Soluble Polymers, (ed. by Williams P.A.) Oxford: Blackwell Publishing Ltd., 2007. P. 174-238.

4. Lipowsky R. Bending of membranes by anchored polymers. // Europhys. Lett. 1995, V. 30, P. 197-202.

5. Kabanov A.V., Okano T. Challenges in polymer therapeutics. In: Polymer Drugs in Clinical Stage: Advantages and Prospects, (ed. by Maeda H., Kabanov A., Kataoka K., Okano T.) New York: Kluwer Academic/Plenum Publishers, 2003. P. 1-27.

6. Demina Т., Grozdova I., Krylova O., Zhirnov A., Istratov V., Frey H., Kautz H., Melik-Nubarov N. Relationship between the structure of amphiphilic copolymers and their ability to disturb lipid bilayers. // Biochemistry. 2005. V. 44. P. 4042-4054.

7. Singer S.J., Nicolson G.L. The fluid mosaic model of the structure of cell membranes. // Science. 1972. V. 175. P. 720-731.

8. Dowham W., Bogdanov M., Mileykovskaya E. Functional roles of lipids in membranes. In: Biochemistry of Lipids, Lipoproteins and Membranes, (ed. by Vance D.E., Vance J.E.) Amsterdam: Elsevier, 2008. P. 1-37.

9. Tu K., Klein M.L., Tobias D J. Constant-pressure molecular dynamics investigation of cholesterol effects in a dipalmitoylphosphatidylcholine bilayer. // Biophys. J. 1998. V. 75. P. 2147-2156.

10. Геннис P. Биомембраны: Молекулярная структура и функции. М.: Мир, 1997.624 с.

11. Parente R.A., Lentz B.R. Phase behavior of large unilamellar vesicles composed of synthetic phospholipids. // Biochemistry. 1984. V. 23. P. 2353-2362.

12. Tenchov B.G., Boyanov A.I., Koynova R.D. Lyotropic polymorphism of racemic dipalmitoylphosphatidyletanolamine: A differential scanning calorimetry study. // Biochemistry. 1984. V. 23. P. 3553-3555.

13. Blume A. Apparent molar hear capacities of phospholipids in aqueous dispersion. Effects of chain length and head group structure. //Biochemistry. 1983. V. 22. P. 5436-5442.

14. Boggs J.M. Lipid intermolecular hydrogen bonding: Influence on structural organization and membrane function. // Biochim. Biophys. Acta. 1987. V. 906. P. 353-404.

15. Cevc G. How membrane chain melting properties are regulated by the polar surface of the lipid bilayer. //Biochemistry. 1987. 26. 6305-6310.

16. Cullis P.R., de Kruijff B. The polymorphic phase behaviour of phosphatidyletanolamines of natural and synhtetic origin: A 31P-NMR study. // Biochim. Biophys. Acta. 1978. V. 513. P. 31-42.

17. Killian J.A., Verkleij A.J., Leumssen, Bijvelt J., de Kruijff B. External addition of gramicidin induces Ни phase in dioleoylphosphatidylcholine model membranes. // Biochim. Biophys. Acta. 1985. V. 812. P. 21-26.

18. Shimshick E.J., McConnell H.M. Lateral phase separation in phospholipid membranes. //Biochemistry. 1973. V. 12. P. 2351-2360.

19. Bar L.K., Barenholz Y., Thompson Т.Е. Effect of sphingomyelin composition on the phase structure of phosphatidylcholine-sphingomyelin bilayers. Biochemistry. 1997. V. 36. P. 2507-2516.

20. Galla H.-J., Hartmann W., Theilen U., Sackmann E. On two-dimensional passive random walk in lipid bilayers and fluid pathways in biomembranes. // Journal of Membrane Biology. 1979. V. 48. P. 215-236.

21. Lindblom G., Wennerstrom H., Amphiphile diffusion in model membrane systems studied by pulsed NMR. // Biophys. Chem. 1977. V. 6. P. 167-171.

22. Lindblom G., Oradd G. Lipid lateral diffusion and membrane heterogeneity. //

23. Biochim. Biophys. Acta. 2009. V. 1788. P. 234-244.

24. Filippov A., Oradd G., Lindblom G. Influence of cholesterol and water content on phospholipid lateral diffusion in bilayers. // Langmuir. 2003. V. 19. P. 6397-6400.

25. Filippov A., Oradd G., Lindblom G. Domain formation in model membranes studied by pulsed-field gradient-NMR: The role of lipid polyunsaturation. // Biophys. J. 2007. V. 93. P. 3182-3190.

26. Kornbergt R.D., McConnell H.M. Inside-outside transitions of phospholipids in vesicle membranes.//Biochemistry. 1971. V. 10. P. 1111-1120.

27. Shaw J.M., Thompson Т.Е. Effect of phospholipid oxidation products on transbilayer movement of phospholipids in single lamellar vesicles. // Biochemistry. 1982. V. 21. P. 920-927.

28. New R.R.C. Liposomes: A practical approach. Oxford: IRL Press, 1990. 301 p.

29. Bangham A.D., Standish M.M., Watkins J.C. Diffusion of univalent ions across the lamellae of swollen phospholipids. // J. Mol. Biol. 1965. V. 13. P. 238-52.

30. Duzgunes N. Preparation and quantitation of small unilamellar liposomes and large unilamellar reverse-phase evaporation liposomes. // Methods in enzymology. 2003. V. 367. P. 23-27.

31. Schubert R. Liposome preparation by detergent removal. // Methods in enzymology. 2003. V. 367. P. 46-70.

32. Helfrich W. Elastic properties of lipid bilayers: Theory and possible experiments. // Z. Naturforsch. C. 1973. V. 28. P. 693-703.

33. Rawicz W., Smith B.A., Mcintosh T.J., Simon S.A., Evans E. Elasticity, strength, and water permeability of bilayers that contain raft microdomain-forming lipids. // Biophys. J. 2008. V. 94. P.4725-4736.

34. Gruner S.M. Intrinsic curvature hypothesis for biomembrane lipid composition: A rolefor nonbilayer lipids. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1985. V. 82. P. 3665-3669.

35. Leikin S., Kozlov M.M., Fuller N.L., Rand R.P. Measured effects of diacylglycerol on structural and elastic properties of phospholipid membranes. // Biophys. J. 1996. V. 71. P. 26232632.

36. Szule A., Fuller N.L., Rand R.P. The effects of acyl chain length and saturation of diacylglycerols and phosphatidylcholines on membrane monolayer curvature// Biophys. J. 2002. V. 83. P. 977-984.

37. Fuller N., Benatti C.R., Rand R.P. Curvature and bending constants for phosphatidylserine-containing membranes. // Biophys. J. 2003. V. 85. P. 1667-1674.

38. Chen Z., Rand R.P. Comparative study of the effects of several n-alkanes on phospholipid hexagonal phases. //Biophys. J. 1998. V. 74. P. 944-952.

39. Chen Z., Rand R.P. The influence of cholesterol on phospholipid membrane curvature and bending elasticity. // Biophys. J. 1997. V. 73. P. 267-276.

40. Fuller N., Rand R.P. The influence of lysolipids on the spontaneous curvature and bending elasticity of phospholipid membranes. // Biophys. J. 2001. V. 81. P. 243-254.

41. Kooijman E.E., Chupin V., Fuller N.L., Kozlov M.M., de Kruijff В., Burger K.N.J., Rand P.R. Spontaneous curvature of phosphatidic acid and lysophosphatidic acid. // Biochemistry. 2005. V. 44. P. 2097-2102.

42. Sackmann E. Biological membranes architecture and function. In: Handbook of Biological Physics, (ed. by Lipowsky R., Sackmann E.) Elsevier Science, 1995. V. 1. P. 1-64.

43. Petrov A.G. Liquid crystal physics and the physics of living matter. // Mol. Cryst. Liq. Cryst. 1999. V. 332. P. 577-584.

44. Farsad K., De Camilli P. Mechanisms of membrane deformation. // Current Opinion in Cell Biology. 2003. V.15. P. 372-381.

45. Kang S.Y., Seong B.S., Han Y.S., Jung H.T. Self-organization of amphiphilic polymer in vesicle bilayers composed of surfactant mixtures. // Biomacromolecules. 2003. V. 4. P. 360365.

46. Hui S.W., Sen A. Effects of lipid packing on polymorphic phase behavior and membrane properties. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989. V. 86. P. 5825-5829.

47. Kim Y.W., Sung W. Membrane curvature induced by polymer adsorption. // Phys. Rev. E. 2001, V. 63, P. 041910-1-041910-5.

48. Balgavy P, Devinsky F. Cut-off effects in biological activities of surfactants. // Adv. Colloid Interface Sci. 1996. V. 66. P. 23-63.

49. Kadi M., Hansson P., Almgren M. Determination of isotherms for binding of surfactants to vesicles using a surfactant-selective electrode. // J. Phys. Chem. B. 2004. V. 108. P. 7344-7351.

50. Price C., Woods D. Light-scattering study of micelle formation by polystyrene-g-polyisoprene graft copolymers. // Polymer. 1974. V. 15. P. 389-392.

51. Tuzar Z., Plestil J., Konak C., Hlavata D., Sikora A. Structure and hydrodynamic properties of polystyrene-b-(ethene-co-butene)-b-styrene. micelles in 1,4-dioxane. //Makromol. Chem. 1983. V. 184. P. 2111-2121.

52. Higgins J. S., Dawkins J. V., Maghami G. G., Shakir S. A. Study of micelle formation by the diblock copolymer polystyrene-b-(ethylene-co-propylene) in dodecane by small-angle neutron scattering. //Polymer. 1985. V. 27. P. 931-936.

53. Plestil J., Baldrian J. Determination of the structure parameters of styrene/butadiene block copolymer in heptane by means of small-angle X-ray scattering. // Makromol. Chem. 1975. V. 176. P. 1009-1028.

54. Wanka G., Hoffmann H., Ulbricht W. Phase diagrams and aggregation behavior of poly(oxyethylene)-po!y(oxypropylene)-poly(oxyethylene) triblock copolymers in aqueous solutions. // Macromolecules. 1994. V. 27. P. 4145-4159.

55. Speracek J. !H NMR study of styrene-butadiene block copolymer micelles in selective solvents. // Makromol. Chem. Rapid Commun. 1982. V. 3. P. 697-703.

56. Mortensen K., Brown W. Poly(ethylene oxide)-poly(propylene oxide)-poly(ethylene oxide) triblock copolymers in aqueous solution. The influence of relative block size. // Macromolecules. 1993. V. 26. P. 4128-4135.

57. Jain N.J., Aswal V.K., Goyal P.S., Bahadur P. Salt induced micellization and micelle structures of PEO/PPO/PEO block copolymers in aqueous solution. // Colloids Surf. A. 2000. V. 173. P. 85-94.

58. Alexandridis P., Holzwarth J.F., Hatton T.A. Micellization of poly(ethylene oxide)-poly(propylene oxide)-poly(ethylene oxide) triblock copolymer in aqueous solutions: Thermodynamics of copolymer association. //Macromolecules. 1994. V. 27. P. 2414-2425.

59. Alexandridis P., Athanassiou V., Fukuda S., Hatton T.A. Surface activity of poly(ethylene oxide)-block-poly(propylene oxide)-block-poly(ethylene oxide) copolymers. // Langmuir. 1994. V. 10. P. 2604-2612.

60. Chu В., Zhou Z. Physical chemistry of polyoxyalkylene block copolymer surfactants. In: Nonionic Surfactants: Polyoxyalkylene Block Copolymers, (ed. by Nice V.M.) New York: Marcell Deccer, 1998. P. 67-144.

61. Linse P. Micellization of poly(ethylene oxide)-poly(propylene oxide) block copolymers in aqueous solution: Effect of polymer polydispersity. // Macromolecules. 1994. V. 27. P. 6404-6417.

62. Linse P. Micellization of poly(ethylene oxide)-poly(propylene oxide) block copolymers in aqueous solution: Effect of polymer impurities. // Macromolecules. 1994. V. 27. P. 2685-2693.

63. Hurter P.N., Scheutjens J.M.H.M., Hatton T.A. Molecular modeling of micelle formation and solubilization in block copolymer micelles. 2. Lattice theory for monomers with internal degrees of freedom. //Macromolecules. 1993. V. 26. P. 5030-5040.

64. Annual progress report of the department of solid state physics. Ed. by Skov Pedersen J., Lebech В., Lindgard P.-A. Roskilde: Riso National Laboratory, 1993. 164 p.

65. Frank H.S., Evans M.J. Free volume and enthropy in condensed systems. // J. Chem. Phys. 1945. V. 13. P. 507-532.

66. Nemethy G., Scheraga H.A. Structure of water and hydrophobic bonding in proteins. // J. Chem. Phys. 1962. V. 36. P. 3401-3417.

67. Zhou Z., Chu B. Light-scattering study on the association behavior of triblock polymers of ethylene oxide and propylene oxide in aqueous solution. // J. Colloid Interface Sci. 1988. V. 126. P. 171-180.

68. Linse P., Malmsten M. Temperature-dependent micellization in aqueous block copolymer solutions. // Macromolecules. 1992. V. 25. P. 5434-5439.

69. Scheutjens J.M.H.M., Fleer G. Statistical theory of the adsorption of interacting chain molecules. // J. Phys. Chem. 1979. V. 83. P. 1619-1635.

70. Alexandridis P., Nivaggioli Т., Hatton T.A. Temperature effects on structural properties of pluronic® PI04 and F108 PEO-PPO-PEO block copolymer solutions. // Langmuir. 1995. V. 11. P. 1468-1476.

71. Nagarajan R., Ganesh K. Block copolymer self-assembly in selective solvents: Theory of solubilization in spherical micelles. // Macromolecules. 1989. V. 22. P. 4312-4325.

72. Prochazka K., Tuzar Z., Kratochvil P. Association of a three-block copolymer B-A-B in selective solvents for blocks B: Spherical micelles. //Polymer. 1991. V. 32. P. 3038-3044.

73. Pispas S., Hadjichristidis N., Potemkin I., Khokhlov A. Effect of architecture on the micellization properties of block copolymers: A2B miktoarm stars vs AB siblocks // Macromolecules. 2000. V. 33. P. 1741-1746.

74. Goldmints I., Yu G., Booth C., Smith K.A., Hatton T.A. Structure of (deuterated PEO)-(PPO)-(deuterated PEO) block copolymer micelles as determined by small angle neutronscattering. //Langmuir. 1999. V. 15. P. 1651-1656.

75. Linse P. Micellization of poly(ethylene oxide)-poly(propylene oxide) block copolymers in aqueous solution. // Macromolecules. 1993. V. 26. P. 4437-4449.

76. Altinok H., Yu G.-E., Nixon S.K., Gorry P.A., Attwood D., Booth C. Effect of block architecture on the self-assembly of copolymers of ethylene oxide and propylene oxide in aqueous solution. //Langmuir. 1997. V. 13. 5837-5848.

77. Booth C., Yu G.E., Nace V.M. Block copolymers of ethylene oxide and 1,2-butylene oxide. In: Amphiphilic block copolymers: self-asssembly and applications, (ed. by Alexandridis P., Lindman B.) Amsterdam: Elsevier, 1997. P.57-86.

78. Топчиева И.Н., Осипова C.B., Банацкая М.И., Валькова JI.A. Мембранотропные свойства блок-сополимеров окиси этилена и окиси пропилена. // ДАН СССР 1989. Т. 308. С. 910-913.

79. Firestone М.А., Wolf А.С., Seifert S. Small-angle X-ray scattering study of the interaction of poly(ethylene oxide)-b-poly(propylene oxide)-b-poly(ethylene oxide) triblock copolymers with lipid bilayers. //Biomacromolecules. 2003. V. 4. P. 1539-1549.

80. Firestone M.A., Seifert S. Interaction of nonionic PEO-PPO diblock copolymers with lipid bilayers. // Biomacromolecules. 2005. V. 6. P. 2678-2687.

81. Lee В., Firestone M.A. Electron density mapping of triblock copolymers associated with model biomembranes: Insights into conformational states and effect on bilayer structure. // Biomacromolecules. 2008. V. 9. P. 1541-1550.

82. Liang X., Mao G., Simon Ng. K.Y. Effect of chain lengths of PEO-PPO-PEO on small unilamellar liposome morphology and stability: an AFM investigation. // J. Colloid Interface Sci. 2005. V. 285. P. 360-372.

83. Johnsson M., Silvander M., Karlsson G., Edwards K. Effect of PEO-PPO-PEO triblock copolymers on structure and stability of phosphatidylcholine liposomes. // Langmuir. 1999. V. 15. P. 6314-6325.

84. Kostarelos K., Tadros Th.F., Lusckham P.F. Physical conjugation of triblock copolymers to liposomes toward the constration of sterically stabilized vesicle systems. // Langmuir. 1999. V. 15. P. 369-376.

85. Johnsson M., Bergstrand N., Edwards K., Stalgren J.J.R. Adsorption of a PEO-PPO-PEO triblock copolymer on small unilamellar vesicles: equilibrium and kinetic properties and correlation with membrane permeability. // Langmuir. 2001. V. 17. P. 3902-3911.

86. Gau-Racine J., Lai J., Zeghal M., Auvray L. PEO-PPO block copolymer vectors do not interact directly with DNA but with lipid membranes. // J. Phys. Chem. B. 2007. V. 111. P. 9900-9907.

87. Krylova O.O., Pohl P. Ionophoric activity of pluronic block copolymers. // Biochemistty. 2004. V. 43. P. 3696-3703.

88. Kaye S., Merry S. Tumour cell resistance to anthracyclines. // Cancer Chemother. Pharmacol. 1985. V. 14. P. 96-103.

89. Fromm M.F. Importance of P-glycoprotein at blood-tissue barriers. // Trends Pharmacol. Sci. 2004. V. 8 P. 423-429.

90. Nielsen D, Skovsgaard T. P-glycoprotein as multidrug transporter: A critical review of-current multidrug resistant cell lines. // Biochim. Biophys. Acta. 1992. V. 1139. P. 169-183.

91. Fromm M.F., Kim R.B., Stein C.M., Wilkinson G.R., Roden D.M. Inhibition of P-glycoprotein-mediated drug transport: A unifying mechanism to explain the interaction between digoxin and quinidine. // Circulation. 1999. V. 99. P. 552-557.

92. Venne A., Li S., Mandeville R., Kabanov A., Alakhov V. Hypersensitizing effect ofpluronic L61 on cytotoxic activity, transport, and subcellular distribution of doxorubicin in multiple drug-resistant cells. // Cancer Res. 1996. V. 56. P. 3626-3629.

93. Kakizawa Y., Kataoka K. Block copolymer micelles for delivery of gene and related compounds. // Adv. Drug Del. Rev. 2002. V. 54. P. 203-222.

94. Lemieux P., Guerinl N., Paradis G., Proulx R., Chistyakova L., Kabanov A. Alakhov V. A combination of poloxamers increases gene expression of plasmid DNA in skeletal muscle. // Gene Therapy. 2000. V. 7. P, 986-991.

95. Collinson E., Dainton F.S., McNaughton G.S. The polymerization of acrylamide in aqueous solution. Trans. Faraday Soc. 1957, 53, 489-498.

96. Walter A., Gutknecht J. Permeability of small nonelectrolytes through lipid bilayer membranes. // J. Membrane Biol. 1986. V. 90. P. 207-217.

97. Diizgiines N., Wilschut J. Fusion assays monitoring intermixing of aqueous contents. Methods. Enzymol. 1993, 3-14.

98. Mclntyre J.C., Sleight R.G. Fluorescence assay for phospholipid membrane asymmetry.//Biochemistry. 1991. V. 30. P. 11819-11827.

99. Carmichael J., DeGraff W.D., Gazdar Adi.F., Minna J.D., Mitchell J.B. Chemosensitivity testing of human colorectal carcinoma cell lines using a tetrazolium-based colorimetric assay. Cancer Res. 1987, 47, 936-942.

100. Lojewska Z., Loew L.M. Insertion of amphiphilic molecules into membranes is catalyzed by a high molecular weight nonionic surfactant. // Biochim. Biophys. Acta. 1987. V. 899. P. 104-112.

101. Istratov V., Kautz H., Kim Y., Schubert R., Frey H. Linear-dendritic nonionic poly(propylene oxide)-polyglycerol surfactants.// Tetrahedron. 2003. V.59. P. 4017-4024.

102. Kabanov A.V., Batrakova E.V., Alakhov V.Y. Pluronic block copolymers for overcoming drug resistance in cancer.// Adv. Drug Deliv. Rev. 2002. V.54. № 5. P. 759-779.

103. Heerklotz H, Seelig J., Marcelino J., Lima J.L., Reis S., Matos C. Assessing the effects of surfactants on the physical properties of liposome membranes. // Chem. Phys. Lipids. 2007. V. 146. P. 94-103.

104. Simard J.R., Pillai B.K., Hamilton J.A. Fatty acid flip-flop in a model membrane is faster than desorption into the aqueous phase. // Biochemistry. 2008. V. 47. P. 9081-9089.

105. Tarasiuk J., Garnier-Suillerot A. Kinetic parameters for the uptake of anthracycline by drug-resistant and drug-sensitive K562 cells. // Eur. J. Biochem. 1992. V. 204. P. 693-698.

106. Frezard F., Pereira-Maia E., Quidu P., Priebe W., Garnier-Suillerot A. P-glycoprotein preferentially effluxes anthracyclines containing free basic versus charged amine. // Eur. J. Biochem. 2001. V. 268. P. 1561-1567.

107. Krylova O.O., Demina T.V., Melik-Nubarov N.S. Effects of block copolymers of alkylene oxides on permeability of lipid membranes: possible origins of biological activity. // Dokl. Chem. (Engl.). 2001. V. 380. P. 267-271.

108. Zhirnov A.E., Demina T.V., Krylova O.O., Grozdova I.D., Melik-Nubarov N.S. Lipid composition determines interaction of liposome membranes with Pluronic L61. // Biochim. Biophys. Acta. 2005. V. 1720. P.73-83.

109. Smaby J.M., Momsen M.M., Brockman H.L., Brown R.E. Phosphatidylcholine acyl unsaturation modulates the decrease in interfacial elasticity induced by cholesterol. // Biophys J. 1997. V. 73. P. 1492-1505.

110. Roth M. Solubility parameter of poly(dimethyl siloxane) as a function of temperature and chain length. // J. Pol. Sci. Prt. B: Polymer Physics. 1990. V. 28. P. 2715 2719.

111. Chung O.K., Pomeranz Y., Jacobs R.M. Solvent solubility parameter and flour moisture effects on lipid extractability. // J. Am. Oil Chem. Soc. 1983. V. 61. P.621-814.

112. Griffin W.C. Calculation of HLB values of non-ionic surfactants. // J. Soc. Cosm. Chem. 1954. V. 259.

113. Batrakova E., Lee S., Li S., Venne A., Alakhov V., Kabanov A. Fundamental relationships between the composition of pluronic block copolymers and their hypersensitization effect in MDR cancer cells. // Pharm. Res. 1999. V. 16. P. 1373-1379.

114. Wu G., Lee K.Y.C. Interaction of poloxamers with liposomes: An isothermal titration calorimetry study. // J. Phys. Chem. B. DOI: 10.1021/jp906331m. In press.

115. Демина T.B. Взаимодействие амфифильных полимеров с природными и модельными липидными мембранами. Диссертация на соискание ученой степени кандидата химических наук. М., 2006.123 с.