Влияние характера метилирования геномной ДНК и числа копий гена SMN2 на тяжесть спинальной мышечной атрофии тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.07, кандидат наук Железнякова, Галина Юрьевна

• Железнякова, Галина Юрьевна
• кандидат наук
• 2014

Оглавление диссертации кандидат наук Железнякова, Галина Юрьевна

ОГЛАВЛЕНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1.ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Клиническая картина и диагностика спинальной мышечной атрофии

1.1.1. Классификация спинальной мышечной атрофии

1.2.1 Общая характеристика СМА региона

1.2.2 Гены SMN1 и SMN2

1.2.3. Экспрессия генов SMN1 и SMN2

1.2.4. Белок SMN

1.2.4.1. Функции SMN белка - продукта гена домашнего хозяйства

1.2.4.2. Нейронспецифические функции SMN

1.2.4.3. Функции SMN, специфичные для мышц

1.3. Основные модификаторы тяжести спинальной мышечной атрофии

1.3.2. Пластин 3, профилин Да, Rho- и Rab-ГТФазы как возможные модификаторы тяжести СМА

1.3.3 Метилирование ДНК как возможный фактор, влияющий на тяжесть СМА

1.3.4. Пролактин и другие белки, связанные с тяжестью СМА (белки апоптоза, белок ZPR1, содержащий домен «цинковые пальцы»). Связь тяжести

СМА с полом

1.4 Лечение СМА

1.4.1 Фармакотерапия СМА

1.4.2 Генная терапия

1.4.3 Клеточная терапия СМА

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ

2.1. Материал исследования

2.2. Методы исследования

2.2.1. Выделение ДНК из лейкоцитов крови

2.2.2. Полиморфизм конформации одноцепочечных фрагментов ДНК (Single Strand Conformation Polymorphism (SSCP)) для анализа генов SMN1 и SMN2

2.2.3. Проведение мультиплексной ПЦР в реальном времени для определения числа копий гена SMN2

2.2.4. Полногеномный анализ профиля метилирования

2.2.5. Бисульфитное секвенирование

2.2.6. Выделение РНК из лейкоцитов крови

2.2.7. Проведение обратной транскрипции

2.2.8. Проведение ПЦР в реальном времени для определения концентрации полученной кДНК

2.2.9. Проведение ПЦР в реальном времени для определения уровня транскриптов генов АЮОЯ2 и АИНСАР22

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1. Определение числа копий гена БМЫ2 у больных спинально-мышечной атрофией методом ПЦР в реальном времени

3.2. Полногеномный анализ профиля метилирования геномной ДНК у больных СМА и здоровых индивидуумов

3.3. Анализ уровня метилирования регуляторных областей генов АЯтАР22, СОК2АР1, СНМЬ, ЫСОЯ2, 8ЬС23А2, ЯРЬ9

3.4. Анализ уровня экспрессии генов АЯНСАР22 и АТС(Ж2

ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

4.1. Число копий гена БМШ как основной фактор, влияющий на тяжесть СМА

4.2. Метилирование ДНК как фактор, влияющий на развитие спинальной мышечной атрофии

ВЫВОДЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние характера метилирования геномной ДНК и числа копий гена SMN2 на тяжесть спинальной мышечной атрофии»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования

Спинальная мышечная атрофия (СМА) - это аутосомно-рецессивное нервно-мышечное заболевание, характеризующееся дегенерацией альфа-моторных нейронов передних рогов спинного мозга. Наряду с муковисцидозом и миодистрофией Дюшенна, СМА является одной из самых тяжелых наследственных болезней, приводящих в большинстве случаев к летальному исходу. Частота встречаемости заболевания 1 на 600010000 новорожденных, частота носительства 1 на 35-50 человек (Biros and Forrest, 1999). СМА подразделяется на I, II, III и IV типы в зависимости от возраста начала развития симптомов и тяжести заболевания (Munsat and Davies 1992; Zerres and Rudnik-Schoneborn, 1997). Развитие всех форм СМА вызвано мутациями в гене выживания моторных нейронов SMN1 (Lefebvre et al., 1995). 95% пациентов имеют гомозиготную делецию 7 экзона гена SMN1, в то время как у остальных индивидуумов, страдающих заболеванием и сохранивших хотя бы одну копию гена SMN1, были обнаружены внутригенные мутации (Parson et al., 1996; Talbot et al., 1997; Parson et al., 1998). Ген SMN1 кодирует белок SMN, принимающий участие в биогенезе мяРНП и созревании пре-мРНК различных генов. SMN белок выполняет специфические функции в моторных нейронах. Так SMN вовлечен в транспорт мРНК Р-актина, организацию актинового цитоскелета через Rho-ГТФазы-ROCK путь (Hua and Zhou, 2004; Briese et al., 2005; Nolle et al., 2011). Однако точный механизм патогенеза СМА остается неясным. Существует две точки зрения на роль белка SMN в развитии СМА. Согласно первой, СМА — это непосредственное следствие дефектов в биогенезе мяРНП и сплайсинге пре-мРНК различных генов, развивающихся при пониженном уровне белка SMN. Согласно второй, в развитии СМА важную роль играют специфические функции белка SMN для моторных нейронов спинного мозга, критичные для их выживания.

Ген SMN1 имеет центромерно ориентированную копию — ген SMN2, количество которого, как было показано, может варьировать от 0 до 8, и коррелирует с тяжестью СМА (Lefebvre et al., 1995; Feldkotter et al., 2002). Ген SMN2 не способен полностью компенсировать отсутствие гена SMN1 из-за однонуклеотидной замены в 7-м экзоне, что приводит в процессе альтернативного сплайсинга к формированию мРНК гена SMN2, лишенной 7 экзона, снижению количества полноразмерной мРНК гена SMN2 и, соответственно, образованию нестабильного, неполноразмерного белка SMN (Lefebvre et al., 1997). Тем не менее, с гена SMN2 может считываться около 20% полноразмерной мРНК, следовательно, образуется небольшое количество функционального белка SMN.

Этот факт объясняет зависимость тяжести данного заболевания от числа копий гена SMN2. Большинство пациентов со СМА I типа имеют одну или две копии гена SMN2, пациенты со СМА II типа имеют три копии гена SMN2, и у большинства пациентов со СМА III типа обнаруживается три или четыре копии гена SMN2. Пациенты с IV типом заболевания могут нести от четырех до шести копий гена SMN2 (Feldkotter et al., 2002; Cusco et al., 2006). Понимание молекулярных основ патогенеза СМА позволило начать разработку подходов к лечению заболевания. Для ряда потенциальных препаратов для лечения СМА, а именно ингибиторов деацетилаз гистонов - вальпроевой кислоты, гидроксимочевины, фенилбутирата и других - была показана способность влиять на течение СМА путем стимуляции экспрессии гена SMN2 и восстановления корректного сплайсинга пре-мРНК гена SMN2, что приводит к увеличению уровня функционального белка SMN (Chang et al., 2002; Brichta et al., 2003; Brahe et al., 2005). Таким образом, число копий гена SMN2 рассматривается как генетический фактор, который может учитываться при прогнозе течения заболевания и предсказания эффективности лечения.

Значимость гена SMN2 для развития более легкой формы спинальной мышечной атрофии подтверждается также случаями бессимптомных носителей, которые являются гомозиготами по делеции гена SMN1, но имеют достаточно высокое число копий гена SMN2 (Prior et al., 2004). В то же время были обнаружены редкие случаи сибсов, в которых родные братья и сестры имеют одинаковые мутации в гене SMN1 и равное число копий гена SMN2, но разное фенотипическое проявление заболевания (Helkmen and Wirth, 2000). Также были выявлены случаи бессимптомных носителей заболевания с числом копий гена SMN2, соответствующим числу копий гена SMN2 у больных СМА (Swoboda et al., 2005). Данный факт указывает на то, что существуют дополнительные генетические, а также эпигенетические факторы, влияющие на тяжесть развития заболевания.

Исследование этих факторов является актуальным для изучения патогенеза СМА, а также для исследования влияния лекарственных препаратов на течение заболевания и поиска эффективного лечения СМА.

В предыдущих работах было выявлено влияние белков пластина 3 и профилина Па, а также замены c.859G>C в гене SMN2 на тяжесть СМА (Oprea et al., 2008; Prior et al., 2009; Bowerman et al., 2010). Но действием данных факторов может быть объяснено только ограниченное число дискордантных случаев СМА. Одним из возможных факторов, влияющих на тяжесть СМА, может быть изменение профиля метилирования ДНК у больных СМА. Изменения в метилировании ДНК ассоциированы с различными патологическими процессами. Так неоднократно сообщалось о значимых различиях в метилировании ДНК лейкоцитов у пациентов с различными формами рака и здоровыми

индивидуумами, что подтверждает возможность использования этого показателя в качестве биомаркера заболевания (Hsiung et al., 2007; Roupret et al., 2008). Достоверные различия в степени метилирования CpG динуклеотидов, расположенных около сайта начала трансляции гена SMN2, были выявлены у пациентов со СМАI и III типа (Hauke et al, 2009).

Таким образом, наряду с числом копий гена SMN2, характер метилирования геномной ДНК может быть важным фактором, модифицирующим тяжесть СМА.

Цель работы - оценить влияние числа копий гена SMN2 и профиля метилирования геномной ДНК на тяжесть спинальной мышечной атрофии. Конкретные задачи:

1. определить число копий гена SMN2 у пациентов со СМА I, II и III типа и сравнить данные по распределению числа копий для каждого типа;

2. проанализировать профиль метилирования геномной ДНК больных СМА с тяжелой и легкой формами заболевания и здоровых индивидуумов соответствующего возраста;

3. определить гены, профиль метилирования которых отличается у больных СМА и здоровых индивидуумов;

4. провести сравнение профиля метилирования данных генов у больных с различными типами СМА.

Научная новизна

В рамках данного исследования впервые была изучена частота встречаемости одной, двух, трех и четырех копий гена SMN2 на группе больных из России со спинальной мышечной атрофией I, II и III типа. Впервые на группе больных из России со спинальной мышечной атрофией исследована корреляция между числом копий гена SMN2 и тяжестью спинальной мышечной атрофии, и выявлены достоверные различия в частоте встречаемости двух, трех и четырех копий гена SMN2 у больных с I, II и III типом заболевания. Впервые при анализе индивидуумов со спинальной мышечной атрофией из России была подтверждена значимость числа копий гена SMN2 в развитии легкой или асимптотической форм заболевания.

Впервые на больных со спинальной мышечной атрофией был проведен полногеномный анализ характера метилирования геномной ДНК. Впервые было показано, что изменения в уровне метилирования геномной ДНК могут быть связаны с развитием и патогенезом спинальной мышечной атрофии. Впервые были выявлены достоверные различия в характере метилирования 40 генов у больных спинальной мышечной атрофией и соответствующих им по возрасту здоровых индивидуумов. Впервые было показано, что

изменения уровня метилирования регуляторных областей генов БЬС23А2, N00112, СИК2АР1 коррелируют с тяжестью СМА.

Теоретическая и практическая значимость результатов

Полученные результаты вносят вклад в понимание молекулярных механизмов, приводящих к гибели моторных нейронов при спинальной мышечной атрофии, и в разработку новых методов лечения данного заболевания. Гены, для которых были обнаружены изменения в уровне метилирования, могут рассматриваться в качестве факторов, модифицирующих тяжесть СМА, молекулярных маркеров для прогнозирования тяжести заболевания. Продукты генов с достоверными различиями в уровне метилирования связаны с регуляцией экспрессии генов, формированием микрофиламентов и микротрубочек, апоптозом, процессом локальной трансляции в моторных нейронах. Изучение характера метилирования геномной ДНК также важно для предсказания эффекта фармакологических препаратов, разрабатываемых для лечения СМА, многие из которых обладают ДНК-деметилазной активностью.

Проведенный анализ числа копий гена БМЫ2 у пациентов со СМА из России подтвердил корреляцию между числом копий гена БМЫ2 и тяжестью заболевания. Это позволило также усовершенствовать методы молекулярно-генетической диагностики при определении тяжести спинальной мышечной атрофии, проводимой в лаборатории пренатальной диагностики врожденных и наследственных болезней НИИАГ им. Д.О. Отта СЗО РАМН. Каждый год обследование в лаборатории проходит примерно 30-40 семей с детьми, больными СМА. В настоящее время определение числа копий гена БМЫ2 проводится у больных СМА в качестве уточняющего анализа, позволяющего на 80% предсказать вероятность развития одной из форм СМА. Положения, выносимые на защиту

• Тяжесть спинальной мышечной атрофии у больных из России зависит от числа копий гена ЗМШ. Число копий гена БМШ может учитываться при предсказании развития типа заболевания.

• Сравнение профиля метилирования с помощью полногеномного анализа свидетельствует о наличии достоверных различий в характере метилирования геномной ДНК у больных СМА и здоровых индивидуумов соответствующего возраста.

• В ходе полногеномного анализа профиля метилирования отмечается понижение уровня метилирования регуляторных областей генов СНМЬ, БЬС23А2, СРК2АР1, ИРЬ9 и достоверное повышение метилирования регуляторной области гена АЯНСАР22 у больных спинальной мышечной атрофией в сравнении с контролями.

• Изменения в уровне метилирования регуляторных областей генов SLC23A2,

NCOR2, CDK2AP1 коррелируют с тяжестью СМ А.

Апробация работы

Результаты исследования были представлены в виде постерных презентаций на Европейской конференции по генетике человека (Гетеборг, 2010), на 28-ом Симпозиуме Эрнста Кленка по молекулярной медицине (Кельн, 2012), а также на VI съезде Российского общества медицинских генетиков (Ростов-на-Дону, 2010), конференциях Европейского общества генетики человека (Вена, 2009, Нюрнберг, 2012), VI международной конференции «Молекулярная медицина и биобезопасность» (Москва, 2009), 14-ая Санкт-Петербургской Ассамблеи молодых ученых и специалистов (Санкт-Петербург, 2009).

Публикации

По теме диссертации опубликовано 15 работ, в том числе 4 статьи в журналах перечня ВАК, 11 тезисов отечественных и международных конференций.

Структура работы и объем диссертации

Диссертационная работа изложена на 150 страницах машинописного текста и состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов, результатов, обсуждения, выводов, списка литературы, приложений. Библиографический указатель включает 246 источников, их низ 239 зарубежных. Диссертация иллюстрирована 9 таблицами и 26 рисунками, содержит 2 приложения.

ГЛАВА 1.ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Клиническая картина и диагностика спинальной мышечной атрофии

Проксимальная спинальная мышечная атрофия (СМА) — это прогрессирующее заболевание, характеризующееся дегенерацией а-моторных нейронов спинного мозга и начинающееся с мышечной гипотонии, слабости, что в конечном итоге приводит к мышечной атрофии. Мышечная слабость развивается с мышц проксимальных конечностей, сначала мышц ног, затем мышц рук. Для отдельных пациентов со СМА может быть характерна фасцикуляция мышц языка. Мышцы лица и глазные мышцы обычно не поражаются. При электромиографическом исследовании пациентов со СМА наблюдается картина деинервации, потеря потенциала действия чувствительного нейрона, значительное понижение в скорости нервной проводимости. При гистохимическом анализе мышечной биопсии наблюдаются признаки деинервации скелетной мышцы, группы атрофических и гипертрофических мышечных фибрилл (Lunn and Wang, 2008).

В 1992 году Международным консорциумом по спинальной мышечной атрофии были определены основные критерии для подтверждения проксимальной спинальной мышечной атрофии (Munsat and Davies, 1992). В 1999 году были внесены небольшие изменения, согласно новым данным о заболевании. К критериям подтверждения СМА относят: симметричные парезы конечностей, поражение проксимальных отделов больше, чем дистальных, ноги поражены больше, чем руки. Исключающими критериями для СМА являются поражение лицевых и глазных мышц, трахеи, нарушение работы центральной нервной системы и других органов (в настоящее время появляются данные о возможном поражении сердечной мышцы при СМА), нарушение чувствительности.

СМА является вторым по частоте встречаемости аутосомно-рецессивным заболеванием человека и одной из ведущих генетических причин младенческой смертности. Частота встречаемости заболевания для разных популяций составляет 1 на 6000-10000 новорожденных. Частота носительства заболевания составляет 1 на 35-50 человек (Biros and Forrest, 1999).

1.1.1. Классификация спинальной мышечной атрофии

По тяжести и времени начала проявления симптомов СМА разделяется на четыре типа: тяжелая форма, I тип, промежуточная форма, II тип, легкая форма, III тип и взрослая форма, IV тип (Munsat and Davies, 1992; Zerres and Rudnik-Schoneborn, 1997). В литературе встречаются также описания пренатального типа СМА или нулевой формы заболевания,

которое характеризуется пониженной внутриутробной активностью зародыша и его гибелью на ранних сроках беременности (Dubowitz, 1993).

I тип — острая инфантильная или форма Верднига-Гоффмана. Клиническая картина заболевания была впервые описана Верднигом в 1892 году и позднее Гоффманом в 1893 году. Заболевание характеризуется развитием тяжелой генерализованной мышечной слабости и гипотонией. В некоторых случаях заболевание уже можно диагностировать в третьем триместре беременности по пониженной активности плода. Однако в большинстве случаев заболевание диагностируется в первые шесть месяцев жизни. Больные никогда не способны сидеть или ходить и обычно умирают в первые два года жизни от удушья или респираторной инфекции. Это наиболее распространенная форма заболевания, поражающая 50% больных СМА (Biros and Forrest, 1999).

II тип — средняя (промежуточная) форма (болезнь Дубовича). Первые симптомы обычно проявляются с 6-го по 18-ый месяц, заболевание развивается медленнее. Больные часто способны сидеть, но ходить не могут. Продолжительность жизни больных также уменьшена, около 70% больных доживают до возраста 20 лет. Больным требуется хирургическая и ортопедическая помощь для коррекции часто развивающегося кифосколиоза. Смерть больного также может наступить в результате респираторной недостаточности (Biros and Forrest, 1999).

III тип — болезнь Кугельберга-Веландер, хроническая форма СМА. Данный тип заболевания впервые был описан в 1956 году Кугельбергом и Веландер. Время начала проявления симптомов варьирует, но обычно встречается после 18-ти месяцев, заболевание прогрессирует медленно. Больные могут ходить, но вследствие развития заболевания могут утрачивать эту способность. Выделяют пациентов с Ша формой СМА, у которых симптомы заболевания развиваются в возрасте до 3 лет и пациентов с Illb формой СМА, если первые симптомы проявляются после 3-х летнего возраста. Больные различаются также по клиническим показателям здоровья. Только 44% пациентов с Ша формой СМА сохраняют способность ходить к 20-летнему возрасту, в то время как у пациентов с ШЬ формой СМА эта способность сохраняется в 90% случаев (Wirth et al., 2006, В). Больные с III типом заболевания обычно имеют нормальную продолжительность жизни. Частым осложнением заболевания является развивающийся сколиоз, требующий ортопедической коррекции.

Также выделяют IV форму СМА, при которой слабые симптомы заболевания могут развиваться после 20 лет. Продолжительность жизни больных не отличается от продолжительности жизни здоровых людей (Zerres et al., 1997).

1.2.1 Общая характеристика СМА региона

Исследование молекулярных основ спинальной мышечной атрофии началось в 1990 году. Изучение связи микросателитных маркеров в близкородственных семьях с разными типами СМА показало, что все формы СМА связаны с одним и тем же регионом 5ql 1.2 - ql3 на малом плече 5-ой хромосомы. Позднее анализ полиморфных маркеров позволил выделить регион размером 1 Mb, критичный для развития болезни. Было показано, что регион содержит дуплицированный и инвертированный участок ДНК размером в 500 kb. Создание физической карты региона осложнялось наличием большого количества повторяющихся элементов, псевдогенов, ретротранспозонных элементов, делеций, инвертированных дупликаций (Biros and Forrest, 1999). В 1995 году были описаны два гена, для которых предполагалась связь с развитием СМА, ген выживания моторных нейронов (survival motor neuron gene (SMN)) и ген белка ингибитора нейронального апоптоза (neuronal apoptosis inhibitory protein gene (NAIP)) (Lefebvre et al., 1995). Было показано, что каждый ген представлен двумя копиями, теломерной и центромерной. Немного позже было показано, что в состав СМА региона входит ген, кодирующий белок р44 - субъединицу базального транскрипционного фактора TFIIH, также представленный двумя копиями, также ген SERF1, ген малого EDRK-богатового фактора 1, также известного как H4F5, и ген окклудина OCLN (Carter et al., 1997; Scharf et al., 1998; Schmutz et al., 2004). СМА субрегион может быть дуплицирован в количестве от 0 до 4 на 5-ой хромосоме. Проксимально он фланкирован геном RAD 17, и дистально геном TFNR (von Deimling et al., 1999; Kelter et al., 2000). Карта региона представлена на рисунке 1.

RAD17 oCLNc

GTF2HC BIRC1c SMN2 SERF1B SERF1A SMN1 BIRCH GTF2Ht OCLNt TFNR

Рисунок 1 - Карта СМА региона и фланкирующих областей

К 1999 году было окончательно установлено, что гомозиготные мутации именно в гене SMN1 приводят к развитию СМА (Wirth, 2000).

Роль гена NAIPT в развитии спинальной мышечной атрофии до конца не выяснена. В ряде работ сообщается, что гомозиготная делеция гена NAIPT наряду с делецией обоих копий гена SMN1 встречается у пациентов со СМА I типа в 69-83% случаев, в то время как

5q13 сел

Centromeric

Telomeric

5q13 tel

у пациентов со II и III формой заболевания гомозиготная делеция данного гена зафиксирована в 20-27% случае. Соответственно, можно предположить влияние делеции гена NAIPT на тяжесть СМА. Однако ни у одного исследованного пациента со СМА не обнаружена гомозиготная делеция гена NA1PT без наличия делеции или внутригенных мутаций в гене SMN1 (Rodrigues et al., 1995; Velasco et al., 1996; Mrad et al., 2006; Watihayati et al., 2007; Salahshourifar et al., 2007).

Влияние мутаций в гене р44Т на развитие спинальной мышечной атрофии в настоящее время считается несущественным. Известно, что теломерно ориентированная копия гена р44 отсутствует на обеих хромосомах у 15% больных СМА всех трех типов (Cárter et al., 1997; Burglen et al., 1997). Комплексный анализ СМА региона показал, что делеция гена р44Т является лишь частью большой делеции, включающей гены SMN1 и NAIPT.

1.2.2 Гены SMN1 и SMN2

Ген выживания моторных нейронов SMN1 и его центромерно ориентированная копия, ген SMN2 содержат по 9 экзонов (1-2а, 2Ь-8). Размер каждого гена составляет примерно 28.000 п.о. Расстояние между генами составляет -880000 п.о. Ген SMN1 отличается от гена SMN2 всего пятью нуклеотидными заменами: одна в 7-м и 8-м экзонах, одна в 6-ом интроне и две другие в 7-ом интроне (Lefebvre et al., 1995; Chen et al., 1998).

В большинстве случаев к развитию СМА приводят мутации в гене SMN1 (98%), основным типом мутаций (95%) являются делеции (Lefebvre et al., 1995). Причем в 93% случаев это гомозиготная делеция 7 и 8 экзона гена SMN1, а в 5,6% случаев только гомозиготная делеция 7 экзона (Biros and Forrest, 1999). У пациентов с гомозиготной делецией 7 экзона одним из распространенных типов мутаций является конверсия гена SMN1 в ген SMN2. Делеции в основном встречаются у пациентов с I типом СМА. Конверсии гена SMN1 в ген SMN2 приводят к увеличению числа копий гена SMN2 и преимущественно встречаются у пациентов со СМА II и III типа (Глотов и др., 2004). Следует сказать, что конверсия - это распространенный мутационный механизм в СМА регионе. Может встречаться также конверсия гена SMN2 в ген SMN1 (Biros and Forrest, 1999). У 5% СМА пациентов не выявляют гомозиготной делеции гена SMN1. В таких случаях говорят о наличии компаундных мутаций: делеции одной копии гена SMN1 и присутствия различных мутаций в сохраненной копии: миссенс и нонсенс мутаций, а также мутаций, связанных со сдвигом рамки считывания — микроделеций и микродупликаций (Parson et al., 1996; Talbot et al., 1997; Parson et al., 1998). Мутации de novo встречаются примерно у 2% пациентов со СМА (Kostova et al., 2007).

Присутствие одной копии гена SMN1 достаточно, чтобы предотвратить развитие

СМА.

В 1997 году появилось сообщение об исключительном значении гена SMN2 для больных СМА. Известно, что ген SMN2 отсутствует у 5% популяции, и его отсутствие не имеет клинического проявления у здоровых людей (Lefebvre et al., 1995). Было обнаружено, что тяжесть клинического проявления СМА напрямую зависит от количества копий гена SMN2. В ряде работ было показано, что большинство пациентов с I типом СМА имеют одну или две копии гена SMN2, большинство пациентов со II типом имеют три копии гена SMN2, и большинство пациентов с III типом имеют три или четыре копии гена SMN2 (McAndrew et al., 1997; Mailman et al., 2002; Feldkotter et al., 2002). Куско с коллегами (Cusco et al., 2006) было проанализировано 45 пациентов со СМА. В результате было замечено, что у пациентов с одной копией гена SMN2 не развивается III тип заболевания, а среди пациентов с четырьмя копиями гена SMN2 не было ни одного с I типом СМА. Кроме того, для I типа заболевания также была установлена корреляция между числом копий гена SMN2 и продолжительностью жизни больного. Фельдкоттер с коллегами указал на то, что средняя продолжительность жизни детей со СМА I типа с тремя копиями гена SMN2 в 4-5 раз выше средней продолжительности жизни детей с I типом с одной копией гена SMN2 (Feldkotter et al., 2002). В ходе клинических испытаний вальпроевой кислоты немецкими учеными были проанализированы истории болезни 66 пациентов со СМА I типа. Авторы установили, что средний возраст начала заболевания больных с двумя копиями гена SMN2 был 1,2-1,3 месяца, а 5 больных с тремя копиями гена SMN2 - 3,4-3,5 месяцев. Различия также были зафиксированы в продолжительности жизни. Для 4 пациентов, имеющих только одну копию гена SMN2, с самого рождения было характерно нарушение дыхания (Rudnik-Schoneborn et al., 2009).

При исследовании влияния количества копий гена SMN2 на тяжесть заболевания среди группы взрослых пациентов, страдающих СМА, была выявлена зависимость между числом копий гена, возрастом начала развития симптомов, а также показателями SMAFRS (SMA functional rating scale). Больные с тремя копиями гена SMN2 характеризовались проявлением симптомов заболевания в более раннем возрасте и более низкими показателями SMARFS по сравнению с больными с четырьмя копиями гена SMN2. Статистически значимых различий между группой пациентов с тремя и четырьмя копиями по значениям ряда физиологических показателей обнаружено не было. (Elsheikh et al., 2009). Вирт с коллегами было исследовано 115 пациентов с Ша типом (развитие симптомов до трех лет), Illb типом (после трех лет) и IV типом СМА. В результате исследования было установлено, что 62% пациентов с III а типом имеют две и три копии

гена SMN2, 65% пациентов с Illb типом имеют четыре или пять копий гена SMN2. У пациентов с IV типом было обнаружено от четырех до шести копий гена SMN2 (Wirth et al., 2006, В).

Однако ассоциация между числом копий гена SMN2 и тяжестью клинического проявления не является абсолютной. Об этом свидетельствует такие факты: от 10 до 20% пациентов со СМА I типа имеют три копии гена SMN2, а около 4% пациентов со СМА III типа несут две копии гена SMN2 (Harada et al., 2002, Cusco et al., 2006, Feldkotter et al., 2002). Рядом исследователей были зафиксированы случаи различного фенотипического проявления заболевания у пациентов с одинаковым числом копий гена SMN2. Так, Хелькмен и Вирт при анализе 13 семей со СМА, удалось показать, что сибсы, несущие гомозиготную делецию гена SMN1, но различающиеся по тяжести заболевания, имеют одинаковое число копий гена SMN2 (Helkmen and Wirth, 2000).

Анализ случаев, при которых тип заболевания не согласовывался с числом копий гена SMN2, наиболее характерного для данного типа заболевания, привел к открытию точечной мутации с.859 G>C в 7 экзоне гена SMN2. Прайер с коллегами обнаружили замену с.859 G>C у трех пациентов со СМА. Первый пациент с формой ШЬ заболевания имел две копии гена SMN2, обе с заменой с.859 G>C. У второй пациентки с Ша формой заболевания было показано наличие двух копий гена SMN2, одна из которых несла с.859 G>C замену. Третий пациент с ШЬ формой заболевания демонстрировал наличие двух копий гена SMN2 и одной копии гена SMN2 с заменой с.859 G>C. Авторы не обнаружили наличие указанной мутации ни у одного из 41 пациента с I типом СМА (Prior et al., 2009). Испанскими учеными были проанализированы образцы ДНК 261 больного со СМА. Исследователи выявили наличие с.859 G>C мутации у 10 пациентов со II и III типом СМА. В 8 из этих случаев наблюдалась дискордантность между числом копий гена SMN2 и тяжестью заболевания (Bernal et al., 2010). Приведенные данные указывают на неэквивалентность SMN2 генов, изменения в последовательности которых оказывают позитивное или негативное влияние на процессы транскрипции и трансляции.

Таким образом, именно мутации в гене SMN1 приводят к развитию СМА, тогда как тяжесть заболевания, то есть его тип в значительной мере определяется числом копий гена SMN2.

1.2.3. Экспрессия генов SMN1 и SMN2

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Железнякова, Галина Юрьевна, 2014 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1) Баранов B.C., Вахарловский В.Г., Команцев В.Н., Глотов О.С., Глотов А.С., Киселев А.В. Первый клинический опыт лечения вальпроевой кислотой больных аутосомно-рецессивной спинальной мышечной атрофией // Медицинская генетика. 2005. Т.4,№3, С. 119-122.

2) Баранов B.C., Киселев А.В., Вахарловский В.Г., Железнякова Г.Ю., В.Н. Команцев, Малышева О.В., Глотов А.С., Иващенко Т.Э., Баранов А.Н. Молекулярная природа, идентификация мутаций и опыт фармакогенетической терапии тяжелого нервно-мышечного заболевания - проксимальной спинальной мышечной атрофии // Генетика. 2008. Т. 44. № 10. С. 1315-1327.

3) Гланц С. Медико-биологическая статистика. М.: Практика, 1999. 459с.

4) Глотов А.С., Киселев А.В., Иващенко Т.Э., Баранов B.C. Анализ конверсий в генах SMN1 и SMN2 при спинальной мышечной атрофии // Медицинская генетика. 2004. Т. 3. № 2. С.78-83.

5) Женило С.В., Мурашева О.С., Прохорчук Е. Б. Транскрипционный фактор Каизо не взаимодействует с 5-гидроксиметилированными ДНК в контексте последовательности CTGCNA // Молекулярная биологияю. 2013. Т.47. № 3. С. 522525.

6) Маретина М.А., Киселев А.В., Железнякова Г.Ю., Егорова А.А., Вахарловский В.Г., Тищенко Л.И., Баранов B.C. Определение числа копий гена SMN2 у больных спинальной мышечной атрофией Северо-Западного региона России // Медицинская генетика. 2012. № 4. С. 25-28.

7) Паткин Е. Л., Сучкова И. О. Регуляторные механизмы импринтинга у млекопитающих // Цитология. 2006. Т . 48. № 7. с. 578-594.

8) Epigenetics. Edited by D.C. Allis, Th. Jenuwein, D. Reinberg, M.-L. Caparros. // Cold Spring Harbor Laboratory Press. 2006. 496 p.

9) Ahmad S., Wang Y., Shaik G.M., Burghes A.H., Gangwani L. The zinc finger protein ZPR1 is a potential modifier of spinal muscular atrophy// Hum. Mol. Genet. 2012. V. 21. №12. P. 2745-2758.

10) Ai S., Shen L., Guo J., et al. DNA Methylation as a Biomarker for Neuropsychiatric Diseases // Int. J. Neurosci. 2012. V. 122. P. 165-176.

11) Also-Rallo E., Alias L., Martínez-Hernández R. Treatment of spinal muscular atrophy cells with drugs that upregulate SMN expression reveals inter- and intra-patient variability // Eur. J. Hum. Genet. 201 l.V. 19. №10. P. 1059-1065.

12) Andreassi C., Jarecki J., Zhou J. et al. Aclarubicin treatment restores SMN levels to cells derived from type I spinal muscular atrophy patients // Hum. Mol. Genet. 2001. V. 10. №24. P. 2841-2849.

13) Anhuf D., Eggermann T., Rudnik-Schoneborn S. and Zerres K. Determination of SMN1 and SMN2 Copy Number using Taqman Technology // Hum. Mutation. 2003. V. 22. P. 74-78.

14) Antoine-Bertrand J., Villemure J-F., Lamarche-Vane N. Implication of rho GTPases in neurodegenerative diseases // Curr. Drug. Targets. 2011. V.12. №8. P. 12021215.

15) Baron U., Turbachova I., Hellwag A., et al. DNA Methylation Analysis as a Tool for Cell Typing // Epigenetics. 2006. V. 1. № 1. P. 55-60.

16) Baughan T., Dickson A., Osman E., Lorson C. Delivery of bifunctional RNAs that target an intronic repressor and increase SMN levels in an animal model of spinal muscular atrophy // Hum. Mol. Genet. 2009. V. 18. № 9. p. 1600-1611.

17) Baumer D., Ansorge O., Almeida M. and Talbot K. The role of RNA processing in the pathogenesis of motor neuron degeneration // Camb. Univ. Press. 2010. V. 12. e21.

18) Baumer, D., Lee S., Nicholson G., et al. Alternative splicing events are a late feature of pathology in a mouse model of spinal muscular atrophy // PLoS Genetics. 2009. el000773.

19) Bechade C., Rostaing P., Cisterni C., et al. Subcellular distribution of survival motor neuron (SMN) protein: possible involvement in nucleocytoplasmic and dendritic transport // Eur. J. Neurosci. 1999. V. 11. № 1. P. 293-304.

20) Belin, S.; Kaya, F.; Duisit, G., et al. Antiproliferative effect of ascorbic acid is associated with the inhibition of genes necessary to cell cycle progression // PLoS ONE. 2009. V.4. № 2. e4409.

21) Bergeijk van J., Rydel-Konecke K., Grotheand C. and Claus P. The spinal muscular atrophy gene product regulates neurite outgrowth: importance of the C terminus // FASEB J. 2007. V. 21. № 7. P. 1492-1502.

22) Bemal S, Alias L, Barcelo MJ, Also-Rallo E. The c.859G>C variant in the SMN2 gene is associated with types II and III SMA and originates from a common ancestor // J. Med. Genet. 2010. V. 47. 9. P. 640-642.

23) Bhaskara S., Knutson S.K., Jiang G. et al. Hdac3 is essential for the maintenance of chromatin structure and genome stability // Cancer Cell. 2010. V.18. P. 436-447.

24) Biros I. and Forrest S. Spinal muscular atrophy: untangling the knot? // Med. Genet. 1999. V. 36. № 1. P. 1-8.

25) Boda B., Mas C., Giudicelli C., et al. Survival motor neuron SMN1 and SMN2 gene promoters: identical sequences and differential expression in neurons and nonneuronal cells // Eur. J. Hum. Genet. 2004. V.12. № 9. P. 729-737.

26) Bolden J., Peart M. and Johnstone R. Anticancer activities of histone deacetylase inhibitors // Nat. Rev. Drug Discov. 2006. V.5. № 9. P. 769-784.

27) Bowerman M, Shafey D, Kothary R. Smn depletion alters profiin II expression and leads to upregulation of the RhoA/ROCK pathway and defects in neuronal integrity // J. Mol. Neurosci. 2007. V. 32. № 2. P. 120-131.

28) Bowerman M., Anderson C., Beauvais A. et al. SMN, profilin IIa and plastin 3: A link between the deregulation of actin dynamics and 2 SMA pathogenesis // Mol. Cell. Neurosci. 2009. V.42. №1. P. 66-74.

29) Bowerman M., Beauvais A., Anderson C.L., Kothary R. Rho-kinase inactivation prolongs survival of an intermediate SMA mouse model // Hum. Mol. Genet. 2010. V.19. №8. P. 1468-1478.

30) Bowerman M., Murray L.M., Beauvais A., et al. A critical smn threshold in mice dictates onset of an intermediate spinal muscular atrophy phenotype associated with a distinct neuromuscular junction pathology // Neuromuscul. Disord. 2012. V. 22. № 3. P. 263-276.

31) Boyer J., Bowerman M., Kothary R. The many faces of SMN: deciphering the function critical to spinal muscular atrophy pathogenesis // Future Neurology. 2010. V. 5. № 6. P. 873-890.

32) Brahe C., Vitali T., Tiziano F.D., et al. Phenylbutyrate increases SMN gene expression in spinal muscular atrophy patients // Eur. J. Hum. Genet. 2005. V. 13. P. 256-259.

33) Brichta L., Hofman Y., Hahnen E., et al. Valproic acid increases the SMN2 protein level: a well-know drug as a potential therapy for spinal muscular atrophy // Hum. Mol. Genet. 2003. V. 12. № 19. P. 2481-2489.

34) Brichta L., Holker I., Haug K., et al. In vivo activation of SMN in spinal muscular atrophy carriers and patients treated with valproate // Ann. Neurol. 2006. V. 59. № 6. P. 970-975.

35) Briese M, Esmaeili B, Sattelle DB: Is spinal muscular atrophy the result of defects in motor neuron processes? // Bioessays. 2005. V. 27. P. 946-957.

36) Briese M., Richter D., Sattelle D., Ulfig N. SMN, the product of the spinal muscular atrophy-determining gene, is expressed widely but selectively in the developing human forebrain//J. Compar. Neurol. 2006. V.497. P. 808-816.

37) Burglen L., Seroz T., Miniou P. The gene encoding p44, a subunit of the transcription factor TFIIH, is involved in large-scale deletions associated with Werdnig-Hoffmann disease // Am. J. Hum. Genet. 1997. V. 60. P. 72-79.

38) Burnett B.G., Munoz E., Tandon A., et al. Regulation of SMN protein stability // Mol. Cell.Biol. 2009. V. 29. P. 1107-1115.

39) Campbell L., Hunter K., Mohaghegh P. Direct interaction of Smn with dpl03, a putative RNA helicase: a role for Smn in transcription regulation? // Hum. Mol. Genet. 2000. V. 9. P. 1093-1100.

40) Carrel T.L., McWhorter M.L., Workman E., et al. Survival motor neuron function in motor axons is independent of functions required for small nuclear ribonucleoprotein biogenesis // J. Neurosci. 2006. V. 26. № 43. P. 11014-11022.

41) Cartegni L., Hastings M., Calarco J., et al. Determinants of exon 7 splicing in the spinal muscular atrophy genes, SMN1 and SMN2 II Am. J. Hum. Genet. 2006. V. 78. №. 1. P. 63-77.

42) Carter T.A., Bonnemann C.G., Wang C.H. A multicopy transcription-repair gene, BTF2p44, maps to the SMA region and demonstrates SMA associated deletions // Hum. Mol. Genet. 1997. V.6. P. 229-236.

43) Chang H., Hung W., Chuang Y., Jong Y. Degradation of survival motor neuron (SMN) protein is mediated via the ubiquitin/proteasome pathway // Neurochem. Int. 2004. V.45. № 7. P. 1107-1112.

44) Chang J., Hsieh-Li H., Jong Y. et al. Treatment of spinal muscular atrophy by sodium butyrate // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. V. 98. № 17. P. 9808-9813.

45) Chang J., Tsai F., Wang W. and Jong J. Treatment of spinal muscular atrophy by hydroxyurea // Am. J. Hum. Genet. 2002. V. 71. №4. 2402 suppl.

46) Chen Q., Baird S.D., Mahadevan M., et al. Sequence of a 131-kb region of 5ql3.1 containing the spinal muscular atrophy candidate genes SMN and NAIP // Genomics. 1998. V. 48. № l.P. 121-127.

47) Chen TH, Chang JG, Yang YH, Mai HH. Randomized, double-blind, placebo-controlled trial of hydroxyurea in spinal muscular atrophy // Neurology. 2010. V.75. № 24. P. 2190-2197.

48) Choi J. K, Bae J.-B., Lyu J., Kim T.Y. and Kim Y-J. Nucleosome deposition and DNA methylation at coding region boundaries // Genome Biology. 2009. V.10. № 9. Article R89.

49) Cifuentes-Diaz C., Nicole S., Velasco M., et al. Neurofilament accumulation at the motor endplate and lack of axonal sprouting in a spinal muscular atrophy mouse model // Hum. Mol. Genet. V. 11. 2002. P. 1439-1447.

50) Coady T., Shababi M., Tullis G., Lorson L. Restoration of SMN function: delivery of a trans-splicing RNA re-directs SMN2 pre-mRNA splicing // Mol. Ther. 2007. V. 15. P. 1471-1478.

51) Codina A., Love J.D., Li Y„ Lazar M. A., et al. Structural insights into the interaction and activation of histone deacetylase 3 by nuclear receptor corepressors // PNAS. 2005. V. 102. № 17. P. 6009-6014.

52) Coovert D., Le T. McAndrew P. The survival motor neuron protein in spinal muscular atrophy // Hum. Mol. Genet. 1997. V. 6. P. 1205-1214.

53) Corti S., Nizzardo M., Nardini M. Neural stem cell transplantation can ameliorate the phenotype of a mouse model of spinal muscular atrophy // J. Clin. Invest. 2008. V. 118. № 10. P. 3316-3330.

54) Corti S., Nizzardo M., Nardini M., Donadoni C. Embryonic stem cell-derived neural stem cells improve spinal muscular atrophy phenotype in mice // Brain. 2010. V.133. № 2. P. 465-481.

55) Cremers F.P., Armstrong S.A., Seabra M.C., et al. REP-2, a Rab escort protein encoded by the choroideremia-like gene // J. Biol. Chem. 1994. V. 269. № 3. P. 21112117.

56) Cusco I., Barcelo M., Rojas-Garcia R., et al. SMN2 copy number predicts acute or chronic spinal muscular atrophy but does not account for intrafamilial variability in siblings // J. Neurol. 2006. V. 253. № 1. P. 21-25.

57) D'agostino L., Giordano A. NSP5a3a: a potential novel cancer target in head and neck carcinoma // Oncotarget. 2010. V. 1. № 6. P. 423^35.

58) D'Agostino L., Giordano A. Possible functional role of NSPs in cancer // Cell Cycle. 2008. V.7. № 12. P. 1810-1827.

59) Da Silva J., Medina M., Zuliani C., et al. RhoA/ROCK regulation of neuritogenesis via profilin Ila-mediated control of actin stability // J. Cell Biol. 2003. V. 162. №7. P. 1267-1279.

60) Dachs E., Hereu M., Piedrafita L., et al. Defective neuromuscular junction organization and postnatal myogenesis in mice with severe spinal muscular atrophy // J. Neuropathol. Exp. Neurol. 2011. V. 70. № 6. P. 444-461.

61) Deaton A.M., Bird A: CpG islands and the regulation of transcription // Genes Dev. 2011. V. 25. № 10. P. 1010-1022.

62) Deimling von F., Scharf J.M., Liehr T., et al. Human and mouse RAD 17 genes: identification, localization, genomic structure and histological expression pattern in normal testis and seminoma // Hum Genet. 1999. V.105. P. 17-27.

63) Deshpande A.M., Dai Y.S., Kim Y., et al. Cdk2apl is required for epigenetic silencing of Oct4 during murine embryonic stem cell differentiation // J. Biol. Chem. 2009.V. 284. P. 6043-6047.

64) Detich N., Bovenzi V., Szyf M. Valproate induces replication-independent active DNA demethylation // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. P. 27586-27592.

65) DiDonato C., Parks R., Kothary R. Development of a gene therapy strategy for the restoration of survival motor neuron protein expression: Implications for spinal muscular atrophy therapy// Hum. Gene Ther. 2003. V. 14. P. 179-188.

66) Dimitriadi M., Sleigh J.N., Walker A., et al. Conserved genes act as modifiers of invertebrate SMN loss of function defects // PLoS Genet. 2010. V. 6. № 10. elOOl 172.

67) Domschke K., Tidowa N., Schrempf M., et al. Epigenetic signature of panic disorder: A role of glutamate decarboxylase 1(GAD1) DNA hypomethylation? // Progress in Neuro-Psychopharmacology & Biological Psychiatry. 2013. V. 46. P. 189196.

68) Dubowitz. Very severe spinal muscular atrophy (SMA type 0): an expanding clinical phenotype // Eur. J. Paediatr. Neurol. 1993. V. 3. № 2. P. 49-51.

69) Ebert A.D., Yu J., Rose F.F., et al. Induced pluripotent stem cells from a spinal muscular atrophy patient // Nature. 2009. V. 457. № 7227. P. 277-280.

70) Echaniz-Laguna A., Miniou P., Bartholdi D. and J Melki. The promoters of the survival motor neuron gene (SMN) and its copy (SMNc) share common regulatory elements // Am. J. Hum. Genet. 1999 V. 64. № 5. P. 1365-1370.

71) Eckhardt F., Lewin J., Cortese R. et. al. DNA methylation profiling of human chromosomes 6, 20 and 22 // Nature Genetics. 2006. V. 38. P. 1378-1385.

72) El-Maarri O., Becker T., Junen J., et al. Gender specific differences in levels of DNA methylation at selected loci from human total blood: a tendency toward higher methylation levels in males // Hum. Genet. 2007. V. 122. P. 505-514.

73) Elsheikh B., Prior T., Zhang X. et al. An analysis of disease severity based on SMN2 copy number in adults with spinal muscular atrophy // Muscle Nerve. 2009. V.40. P. 652-656.

74) Fallini C., Basseil G.J., Rossoll W. Spinal muscular atrophy: The role of SMN in axonal mRNA regulation // Brain Research. 2012. V. 1462. P. 81-92.

75) Fan L. and Simard L. Survival motorneuron (SMN) protein: role in neurite outgrowth and neuromuscular maturation during neuronaldifferentiation and development // Hum. Mol. Genet. 2002. V.ll. P. 1605-1614.

76) Farooq F., Balabanian S., Xuejun L., et al. p38 Mitogen-activated protein kinase stabilizes SMN mRNA through RNA binding protein HuR // Hum. Mol. Genet., 2009. V. 18. №21. P. 4035-4045.

77) Farooq F., Molina F.A., Hadwen J., et al. Prolactin increases SMN expression and survival in a mouse model of severe spinal muscular atrophy via the STAT5 pathway // J. Clin. Invest. 2011. V. 121. № 8. P. 3042-3050.

78) Feldkotter M., Schwarzer V., Wirth R., et al. Quantitative Analysis of SMN1 and SMN2 Based on Real-Time LightCycler PCR: Fast and Highly Reliable Carrier Testing and Prediction of Severity of Spinal Muscular Atrophy // Am. J. Hum. Genet. 2002. V. 70. №2. P. 358-368.

79) Foust, K., Wang, X., McGovern V., et al. Rescue of the spinal muscular atrophy phenotype in a mouse model by early postnatal delivery of SMN // Nat. Biotechnol. 2010. V. 28. P. 271-274.

80) Friesen W., Paushkin S., Wyce A., et al. The methylosome, a 20S complex containing JBP1 and pICIn, produces dimethylarginine-modified Sm proteins // Mol. Cell Biol. 2001. V. 21. P. 8289-8300.

81) Fuller H., Man N„ Lam L., et al. The SMN Interactome Includes Myb-Binding Protein la // J. Proteome Res. 2009. V.9. № 1. P. 556-563.

82) Fuller H., Man N., Lam L., et al. Valproate and Bone Loss: iTRAQ Proteomics Show that Valproate Reduces Collagens and Osteonectin in SMA Cells // J. Proteome Resear. 2010. V.9. № 8. P. 4228-4233.

83) Gabanella F., Butchbach M., Saieva L., et al. Ribonucleoprotein assembly defects correlate with spinal muscular atrophy severity and preferentially affect a subset of spliceosomal snRNPs // PLoS One. 2007. V. 2. № 9. e921.

84) Garbes L„ Riessland M., Holker I., et al. LBH589 induces up to 10-fold SMN protein levels by several independent mechanisms and is effective even in cells from SMA patients non-responsive to valproate // Hum. Mol. Genet. 2009. V. 18. № 19. P. 3645-3658.

85) Gavrilina T.O., McGovern V.L., Workman E. Neuronal SMN expression corrects spinal muscular atrophy in severe SMA mice while muscle-specific SMN expression has no phenotypic effect // Hum. Mol. Genet. 2008. V. 17. P. 1063—1075.

86) Geib T. and Hertel K. Restoration of Full-Length SMN Promoted by Adenoviral Vectors Expressing RNA Antisense Oligonucleotides Embedded in U7 snRNAs // PLoS ONE. 2009. V. 4. № 12. e8204.

87) Germain-Desprez D., Brun T., Rochette C., et al. The SMN genes are subject to transcriptional regulation during cellular differentiation // Gene. 2001. V. 279. № 2. P. 109-117.

88) Giavazzi A., Setola V., Simonati A. and Battaglia G. Neuronal-specific roles of the survival motor neuron protein: evidence from survival motor neuron expression patterns in the developing human central nervous system // J. Neuropathol. Exp. Neurol. 2006. V.65. № 3. P. 267-277.

89) Grimmler M., Bauer L., Nousiainen M., et al. Phosphorylation regulates the activity of the SMN complex during assembly of spliceosomal U snRNPs // Embo Rep. 2005. V. 6. P. 70-76.

90) Gubitz A., Feng W., Dreyfuss G. The SMN complex // Exp. Cell Res. 2004. V. 296. P. 51-56.

91) Guenther M.G., Barak O., Lazar M.A. The SMRT and NCoR corepressors are activating cofactors for histone deacetylase 3 // Mol. Cell. Biol. 2001. V. 21. P. 60916101.

92) Haddad H., Cifuentes-Diaz C., Miroglio A., et al. Riluzole attenuates spinal muscular atrophy disease progression in a mouse model // Muscle Nerve. 2003. V. 28. P. 432-437.

93) Hahnen E., Eyupoglu I., Brichta L., et al. In vitro and ex vivo evaluation of second-generation histone deacetylase inhibitors for the treatment of spinal muscular atrophy // J. Neurochem. 2006. V. 98. № 1. P. 193-202.

94) Hall A., Lalli G. Rho and Ras GTPases in axon growth, guidance, and branching // Cold Spring Harb Perspect Biol. 2010. V. 2. № 2. a001818.

95) Hammer J.A., Wu X.S. Rabs grab motors: defining the connections between Rab GTPases and motor proteins // Curr. Opin. Cell. Biol. 2002. V. 14. № 1. P. 69-75.

96) Harada Y., Sutomo R., Sadewa A. Correlation between SMN2 copy number and clinical phenotype of spinal muscular atrophy: three SMN2 copies fail to rescue some patients from the disease severity // J. Neurol. 2002. V. 249. № 9. P. 1211-1219.

97) Harrison F.E., May J.M. Vitamin C function in the brain: vital role of the ascorbate transporter SVCT2 // Free Radic. Biol. Med. 2009. V. 46. № 6. P. 719-730.

98) Hauke J., Riessland M., Lunke S., et al. Survival motor neuron gene 2 silencing by DNA methylation correlates with spinal muscular atrophy disease severity and can be

bypassed by histone deacetylase inhibition // Hum. Mol. Genet. 2009. V. 18. № 2. P. 304-317.

99) Hauke J., Schwingel E., Hahnen E., et al. Enhancement of SMN2 gene expression by the DNA demethylating agent 5-aza-2'-deoxycytidine // Medgen. 2006. V. 18. № 41. (abstr).

100) Heberlein A., Muschler M., Frieling H., et al. Epigenetic down regulation of nerve growth factor during alcohol withdrawal // Addict Biol. 2013. V. 18. № 3. P. 508-510.

101) Helmken C. and Wirth B. Exclusion of Htra2-betal, an up-regulator of full-length SMN2 transcript, as a modifying gene for spinal muscular atrophy // Hum. Genet. 2000. V.107. № 6. P. 554-558.

102) Hjelm N., Lo. D., Tein M. et al. Quantitative Analysis of Fetal DNA in Maternal Plasma and Serum: Implications for Noninvasive Prenatal Diagnosis // Am. J. Hum. Genet. 1998. V. 62. P. 768-775.

103) Hofmann Y. and Wirth B. hnRNP-G promotes exon 7 inclusion of survival motor neuron (SMN) via direct interaction with Htra2-betal // Hum. Mol. Genet. 2002. V. 11. № 17. P. 2037-2049.

104) Hofmann Y., Lorson C., Stamm S., et al. Htra2-beta 1 stimulates an exonic splicing enhancer and can restore full-length SMN expression to survival motor neuron 2 (SMN2) II Proc. Natl. Acad. Sci. 2000. V. 97. P. 9618-9623.

105) Hsiung D.T., Marsit C.J., Houseman E.A., et al. Global DNA methylation level in wholeblood as a biomarker in head and neck squamous cell carcinoma // Cancer Epidemiol. Biomarkers Prev. 2007. V. 16. P. 108-114.

106) Hua Y, Zhou J: Survival motor neuron protein facilitates assembly of stress granules // FEBS Lett. 2004. V. 572. P. 69-74.

107) Ulingworth R.S., Bird A.P. CpG islands - "A rough guide." // FEBS Lett. 2009. V. 583. № 11. P. 1713-1720.

108) Jedrzejowska M., Borkowska J., Zimowski J., et al. Unaffected patients with a homozygous absence of the SMN1 gene // Eur. J. Hum. Genet. 2008. V. 16. P. 930-934.

109) Jiang Q., Galiegue-Zouitina S., Roumier C., et al. Genomic organization and refined mapping of the human nuclear corepressor 2 (NCOR2)/silencing mediator of retinoid andthyroid hormone receptor (SMRT) gene on chromosome 12q24.3 // Cytogenet Cell Genet. 2001. V. 92. P. 217-220.

110) Jiao J., Hong S., Zhang J., et al. Opsin3 sensitizes hepatocellular carcinoma cells to 5-fluorouracil treatment by regulating the apoptotic pathway // Cancer Lett. 2012. V. 320. № l.P. 96-103.

111) Jurica M. and Moore M. Pre-mRNA splicing: awash in a sea of proteins // Mol. Cell. 2003. V. 12. P. 5-14.

112) Kaji K., Caballero I.M., MacLeod R., et al. The NuRD component Mbd3 is required for pluripotency of embryonic stem cells // Nat. Cell. Biol. 2006. V. 8. P. 285292.

113) Kariya S., Mauricio R., Dai Y., Monani U.R. The neuroprotective factor Wld(s) fails to mitigate distal axonal and neuromuscular junction (NMJ) defects in mouse models of spinal muscular atrophy // Neurosci Lett. 2009. V. 449. № 3. P. 246-251.

114) Kashima T. and Manley J. A negative element in SMN2 exon 7 inhibits splicing in spinal muscular atrophy // Nat. Genet. 2003. V. 34. P. 460^163.

115) Kelter A.R., Herchenbach J. and Wirth B. The transcription factor-like nuclear regulator (TFNR) contains a novel 55-amino-acid motif repeated nine times and maps closely to SMN1II Genomics. 2000. V. 70. P. 315-326.

116) Kernochan L.E., Russo M.L., Woodling N.S., et al. The role of histone acetylation in SMN gene expression // Hum. Mol. Genet. 2005. V. 14. № 9. P. 1171-1182.

117) Kerr D., Nery J., Traystman R., et al. Survival motor neuron protein modulates neuron-specific apoptosis // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. V. 97. P. 13312-13317.

118) Kissel J.T., Elsheikh B., King W.M., Freimer M. SMA VALIANT Trial: A prospective, double-blind, placebo controlled trial of valproic acid in ambulatory adults with spinal muscular atrophy// Muscle Nerve. 2013. doi: 10.1002

119) Kissel J.T., Scott C.B., Reyna S.P. SMA CARNIVAL TRIAL PART II: a prospective, single-armed trial of L-carnitine and valproic acid in ambulatory children with spinal muscular atrophy // PLoS One. 2011. V. 6. № 7. e21296.

120) Kohno Y., Patel V., Kim Y., et al. Apoptosis, proliferation and pl2doc-l profiles in normal, dysplastic and malignant squamous epithelium of the Syrian hamster cheek pouch model // Oral Oncology. 2002. V. 38. № 3. P. 274-280.

121) Kolb S.J., Sutton S., Schoenberg D.R. RNA processing defects associated with diseases of the motor neuron // Muscle Nerve. 2010. V. 41. № 1. P. 5-17.

122) Kong L., Wang X., Choe D., et al. Impaired synaptic vesicle release and immaturity of neuromuscular junctions in spinal muscular atrophy mice // J. Neurosci. 2009. V. 29. № 3. P. 842-851.

123) Kostova F., Williams V., Heemskerk J., et al. Spinal muscular atrophy: classification, diagnosis, management, pathogenesis, and future research directions // J. Child. Neurol. 2007. V. 22. № 8. P. 926-945.

124) Kriaucionis S. and Heintz N. The nuclear DNA base 5-hydroxymethylcytosine is present in Purkinje neurons and the brain // Science. 2009. V. 324. P. 929-930.

125) Larijani B, Hume AN, Tarafder AK, Seabra MC: Multiple factors contribute to inefficient prenylation of Rab27a in Rab prenylation diseases // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. № 47. P. 46798^16804.

126) Laurent L., Wong E., Li G., et al. Dynamic changes in the human methylome during differentiation // Genome Res. 2010. V. 20. № 3. P. 320-331.

127) Lee I., Ajay S. S., Yook J. In., et al. New class of microRNA targets containing simultaneous 5'-UTR and 3'-UTR interaction sites // Genome Res. 2009. V. 19. 11751183.

128) Lee P.C.W., Sowa M.E., Gygi S.P. and Harper J.W. Alternative Ubiquitin Activation/Conjugation Cascades Interact with N-End Rule Ubiquitin Ligases to Control Degradation of RGS Proteins // Molecular Cell. 2011. V. 43. P. 392^105.

129) Lefebvre S., Burglen L., Reboullet S., et al. Identification and Characterization of a Spinal Muscular Atrophy-Determining Gene // Cell. 1995. V. 80. № 1. P. 155-165.

130) Lefebvre S., Burlet P., Liu Q., et al. Correlation between severity and SMN protein level in spinal muscular atrophy // Nat. Genet. 1997. V. 16. P. 265-269.

131) Lesbordes J., Cifuentes-Diaz C., Miroglio A., et al. Therapeutic benefits of cardiotrophin-1 gene transfer in a mouse model of spinal muscular atrophy // Hum. Mol. Genet. 2003. V. 12. P. 1233-1239.

132) Letourneau P.C. Actin in axons: stable scaffolds and dynamic filaments // Results Probl Cell Differ. 2009. V 48. P. 65-90.

133) Lewin J., Schmitt A.O., Adorjän P., Hildmann T. and Piepenbrock C. Quantitative DNA methylation analysis based on four-dye trace data from direct sequencing of PCR ampliiicates // Bioinformatics. 2004. V. 20. № 17. 3005-3012.

134) Liang W., Yuo C., Chang J., et al. The effect of hydroxyurea in spinal muscular atrophy cells and patients // J. Neurol. Sei. 2008. V. 268. P. 87-94.

135) Lim S. and Hertel K. Modulation of survival motor neuron pre-mRNA splicing by inhibition of alternative 3' splice site pairing // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 4547645483.

136) Liu Q. and Dreyfuss G. A novel nuclear structure containing the survival of motor neurons protein // Embo J. 1996. V. 15. P. 3555-3565.

137) Liu Q., Fischer U., Wang F. and Dreyfuss G. The spinal muscular atrophy disease gene product, SMN, and its associated protein SIP1 are in a complex with spliceosomal snRNP proteins // Cell. 1997. V. 90. P.1013-1021.

138) Lorson C. and Androphy E. The domain encoded by exon 2 of the survival motor neuron protein mediates nucleic acid binding // Hum. Mol. Genet. 1998. V. 7. P. 12691275.

139) Lorson C„ Hanhen E„ Androphy E., Wirth B. A single nucleotide in the SMN gene regulates splicing and is responsible for spinal muscular atrophy // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. V. 96. P. 6307-6311.

140) Lorson C., Strasswimmer J.,Yao J., et al. SMN oligomerization defect correlate swithspinal muscular atrophy severity// Nat. Genet. 1998. V. 19. P. 63-66.

141) Lunke and El-Osta. The emerging role of epigenetic modifications and chromatin remodeling in spinal muscular atrophy // J. Neurochem. 2009. V. 109. P. 1557-1569.

142) Lunn M.R. and Wang C.H. Spinal muscular atrophy // Lancet 371. 2008. P. 2120-2133.

143) Mailman M., Heinz J. and Papp A. Molecular analysis of spinal muscular atrophy and modification of the phenotype by SMN2 II Genet. Med. 2002. V. 4. № 1. P. 20-26.

144) Malumbres M., Perez de Castro I., Santos J., Piqueras J. F. and Pellicer A. Hypermethylation of the cell cycle inhibitor pl5INK4b 3'-untranslated region interferes with its transcriptional regulation in primary lymphomas // Oncogene. 1999. V. 18. P. 385-396.

145) Mastroeni D., Grover A., Delvaux E., et al. Epigenetic changes in Alzheimer's disease: decrements in DNA methylation // Neurobiol. Aging. 2010. V. 31. № 12. P. 2025-2037.

146) Matera A., Terns R., Terns M. Non-coding RNAs: lessons from the small nuclear and small nucleolar RNAs // Nat. Rev. Mol. Cel. Biol. 2007. V.8. P. 209-220.

147) May J.M. Vitamin C transport and its role in the central nervous system // Subcell Biochem. 2012. V. 56. P. 85-103.

148) McAndrew P., Parsons D., Simard L., et al. Identification of proximal spinal muscular atrophy carriers and patients by analysis of SMNt and SMNc gene copy number // Am. J. Hum. Genet. 1997. V. 60. P. 1411-1422.

149) McGovern V.L., Gavrilina T.O., Beattie C.E., Burghes A.H. Embryonic motor axon development in the severe SMA mouse // Hum. Mol. Genet. 2008. V. 17. № 18. P. 2900-2909.

150) McWhorter M.L., Monani U.R., Burghes A.H., Beattie C.E. Knockdown of the survival motor neuron (Smn) protein in zebrafsh causes defects in motor axon outgrowth and pathfnding // J. Cell Biol. 2003. V. 162. № 5. P. 919-931.

151) Meister G. and Fischer U. Assisted RNP assembly: SMN and PRMT5 complexes cooperate in the formation of spliceosomal UsnRNPs // Embo J. 2002. V. 21. P. 58535863.

152) Mercuri E., Bertini E. and Messina S. Randomized, double-blind, placebo-controlled trial of phenylbutyrate in spinal muscular atrophy // Neurology. 2007. V. 68. P. 51-55.

153) Mercuri E., Bertini E., Messina S., et al. Pilot trial of phenylbutyrate in spinal muscular atrophy//Neuromuscul. Disord. 2004. V. 14. P. 130-135.

154) Minucci S. and Pelicci P. Histone deacetylase inhibitors and the promise of epigenetic (and more) treatments for cancer // Nat. Rev. Cancer. 2006 V. 6. № 1. P. 3851.

155) Miyajima H., Miyaso H., Okumura M., et al. Identification of a cis-acting element for the regulation of SMN exon 7 splicing // J. Biol. Chem. 2002. V. 277. P. 2327123277.

156) Monani U.R., McPherson J.D. and Burghes A.H. Promoter analysis of the human centromeric and telomeric survival motor neuron genes (SMNC and SMNT) // Biochim. Biophys. Acta. 1999. V. 1445. № 3. P. 330-336.

157) Mottis A., Mouchiroud L. and Johan Auwerx. Emerging roles of the corepressors NCoRl and SMRT in homeostasis // Genes Development. 2013. V. 27. P. 819-835.

158) Mrad R., Dorboz I., Ben Jemaa L., et al. Molecular analysis of the SMN1 and NAIP genes in 60 Tunisian spinal muscular atrophy patients // Tunis Med. 2006. V. 84. № 8. P. 465-469.

159) Munsat T.L., Davies K.E.: International SMA consortium meeting // Neuromuscul Disord. 1992. V. 2. № 5-6. P. 423-428.

160) Murray L.M., Lee S., Baumer D., et al. Pre-symptomatic development of lower motor neuron connectivity in a mouse model of severe spinal muscular atrophy // Hum. Mol. Genet. 2010. V. 19. № 3. P. 420^133.

161) Mutsaers C.A., Wishart T.M., Lamont D.J., et al. Reversible molecular pathology of skeletal muscle in spinal muscular atrophy // Hum. Mol. Genet. 2011. V. 20. № 22. P. 4334-4344.

162) Napoli I., Mercaldo V., Boyl P. et al. The fragile X syndrome protein represses activity-dependent translation through CYFIP1, a new 4E-BP // Cell. 2008. V.134. P. 1042-1054.

163) Negishi M., Katoh H. Rho family GTPases as key regulators for neuronal network formation // J. Biochem. 2002. V. 132. № 2. P. 157-166.

164) Nolle A„ Zeug A., van Bergeijk J., et al. The spinal muscular atrophy disease protein SMN is linked to the Rho-kinase pathway via profiling // Hum Mol Genet. 2011. V. 20. № 24. P. 4865-4878.

165) Okouchi M., Ekshyyan O., Maracine M., Aw T.Y. Neuronal apoptosis in neurodegeneration // Antioxid. Redox Signal. 2007. V. 9. № 8. P. 1059-1096.

166) Oprea G., Kröber S., McWhorter M., et al. Plastin 3 is a protective modifier of autosomal recessive spinal muscular atrophy // Science. 2008 V. 320. № 587. P. 524527.167) Pagliardini S., Giavazzi A., Setola V., et al. Subcellular localizationand axonal

transport of the survival motor neuron (SMN) protein in the developing rat spinal cord // Hum. Mol. Genet. 2000. V. 9. P. 47-56.

168) Park E-U., Schroen D. J., Yang M., et al. SMRTe, a silencing mediator for retinoid and thyroid hormone receptors-extended isoform that is more related to the nuclear receptor corepressor//Biochemistry. V. 96. P. 3519-3524.

169) Parsons D., McAndrew P., Iannaccone S. et al. Intragenic telSMN mutations: frequency, distribution, evidence of a founder effect, and modification of the spinal muscular atrophy phenotype by cenSMN copy number // Am. J. Hum. Genet. 1998. V. 63. № 6. P. 1712-1723.

170) Parsons D„ McAndrew P., Monani U., et al. An base pair duplication in exon 6 of the SMN produces a type I spinal muscular atrophy (SMA) phenotype: further evidence for SMN as the primary SMA-determining gene // Hum. Mo I. Genet. 1996. V. 5. № 11. P. 1727-1732.

171) Paushkin S., Gubitz A., Massenet S. and Dreyfuss G. The SMN complex, an assemblyosome of ribonucleoproteins // Curr. Opin. Cell Biol. 2002. V. 14. № 3. P. 305312.

172) Peart M., Smyth G., van Laar R., et al. Identification and functional significance of genes regulated by structurally different histone deacetylase inhibitors // Proc. Natl. Acad. Sei. 2005. V. 102. № 10. P. 3697-3702.

173) Pellizzoni L. Chaperoning ribonucleoprotein biogenesis in health and disease // EMBO reports 2007. V. 8 №. 4. P. 340-345.

174) Pellizzoni L., Charroux B., Rappsilber J., et al. A functional interaction between the survival motor neuron complex and RNA polymerase II // J. Cell Biol. 2001. V. 152. P. 75-85.

175) Pellizzoni L., Kataoka N., Charroux B., Dreyfuss G. A novel function for SMN, the spinal muscular atrophy disease gene product, in pre-mRNA splicing // Cell. 1998. V. 95. №5. P. 615-624.

176) Pereira-Leal J.B., Strom M., Godfrey R.F., Seabra M.C. Structural determinants of Rab and Rab Escort Protein interaction: Rab family motifs define a conserved binding surface // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2003. V. 301. № 1. P. 92-97.

177) Piazzon N., Rage F., Schlotter F., et al. In vitro and in cellulo evidences for association of the survival of motor neuron complex with the fragile X mental retardation protein // J. Biol. Chem. 2008. V. 283. № 9. P. 5598-5610.

178) Pilo Boyl P., Di Nardo A., Mulle C., et al. Profilin2 contributes to synaptic vesicle exocytosis, neuronal excitability, and novelty-seeking behavior // EMBO J. 2007. V. 26. № 12. P. 2991-3002.

179) Prior T., Krainer A., Hua Y., et al. A Positive Modifier of Spinal Muscular Atrophy in the SMN2 Gene // Am. J. Hum. Genet. 2009. V. 85. P. 408^113.

180) Prior T., Swoboda K., Scott H. and Hejmanowski A. Homozygous SMN1 deletion in unaffected family members and modification of the phenotype by SMN2 // Am. J. Med. Genet. 2004. V.130A. P. 307-310.

181) Qiao H. and May J. M. CpG methylation at the USF binding site mediates cell-specific transcription of human ascorbate transporter SVCT2 exon la // Biochem J. 2011. V. 440. № 1. P. 73-84.

182) Rak K., Lechner B., Schneider C., et al. Valproic acid blocks excitability in SMA type I mouse motor neurons // Neurobiol. Disease. 2009. V. 36. P. 411-481.

183) Riessland M., Ackermann B., Forster A., et al. SAHA ameliorates the SMA phenotype in two mouse models for spinal muscular atrophy // Hum. Mol. Genet. 2010. V. 19. №8. P. 1492-1506.

184) Riessland M., Brichta L., Hahnen M., et al. The benzamide M344, a novel histone deacetylase inhibitor, significantly increases SMN2 RNA/protein levels in spinal muscular atrophy (SMA) cells // Hum. Genet. 2006. V.120. P. 101-110.

185) Rodrigues N., Owen N., Talbot K., et al. Deletions in the survival motor neuron gene on 5ql3 in autosomal recessive spinal muscular atrophy // Hum. Mol. Genet. 1995. V. 4. P. 631-634.

186) Rohde C., Zhang Y., Reinhardt R. and Jeltsch A. BISMA - Fast and accurate bisulfite sequencing data analysis of individual clones from unique and repetitive sequences // BMC Bioinformatics. 2010. V. 11. Article 230.

187) Rönn T., Volkov P., Davegärdh C., et al. A Six Months Exercise Intervention Influences the Genome-wide DNA Methylation Pattern in Human Adipose Tissue // PLOS Genetics. 2013. V. 9 № 6. el003572.

188) Rossi S.L., Nistor G., Wyatt T., et al. Histological and functional benefit following transplantation of motor neuron progenitors to the injured rat spinal cord // PLoS One. 2010. V. 5. № 7. el 1852.

189) Rossoll W. and Bassell G. J. Spinal Muscular Atrophy and a Model for Survival of Motor Neuron Protein Function in Axonal Ribonucleoprotein Complexes // Results Probl Cell Differ. 2009. V. 48. P. 289-326.

190) Rossoll W. Jablonka S., Andreassi C., et al. Smn, the spinal muscular atrophy -determining gene product, modulates axon growth and localization of ß-actin mRNA in growth cones of motoneurons // J. Cell Biology. 2003. V. 163. № 4. P. 801-812.

191) Roupret M., Hupertan V., Catto J.W.F., et al. Promoter hypermethylation incirculating blood cells identifies prostate cancer progression // Int. J. Cancer. 2008. V. 122. P. 952-956.

192) Rubin S.A., Dey S., Reidling J.C. Functional analysis of two regulatory regions of the human Na+ -dependent vitamin C transporter 2, SLC23A2, in human vascular smooth muscle cells // Biochim. Biophys. Acta. 2005. V. 1732. P. 76-81.

193) Rudnik-Schoneborn S., Berg C., Zerres K., et al. Genotype-phenotype studies in infantile spinal muscular atrophy (SMA) type I in Germany: implications for clinical trials and genetic counseling // Clin. Genet. 2009. V. 76. P. 168-178.

194) Salahshourifar I., Shafeghati Y., Golkar Z., et al. Molecular analysis of the neuronal apoptosis inhibitory protein gene in families with spinal muscular atrophy // Arch Iran Med. 2007. V. 10. № 4. P. 509-513.

195) Sareen D., Ebert A.D., Heins B.M. Inhibition of apoptosis blocks human motor neuron cell death in a stem cell model of spinal muscular atrophy // PLoS One. 2012. V. 7. №6. e39113.

196) Sarter B., Long T.I., Tsong W.H., et al. Sex differential in methylation patterns of selected genes in Singapore Chinese // Hum. Genet. 2005. V. 117. P. 402-403.

197) Scharf J.M., Endrizzi M.G., Wetter A. Identification of a candidate modifying gene for spinal muscular atrophy by comparative genomics // Nat Genet. 1998. V. 20. P. 83-86.

198) Schmutz J., Martin J., Terry A., et al. The DNA sequence and comparative analysis of human chromosome 5 // Nature. 2004. V. 431. P. 268-274.

199) Sharma A., Lambrechts A., Hao le T., et al. A role for complexes of survival of motor neurons (SMN) protein with gemins and profilin in neurite-like cytoplasmic extensions of cultured nerve cells // Exp. Cell Res. 2005.V. 309. № 1. P. 185-197.

200) Singh N., Singh N., Androphy E. and Singh R. Splicing of a critical exon of human urvival Motor Neuron is regulated by a unique silencer element located in the last intron // Mol. Cell Biol. 2006. V. 26 № 4. P. 1333-1346.

201) Skaar J.R., Pagan J. K. and Pagano M. Mechanisms and function of substrate recruitment by F-box proteins // Nature Rev. Mol. Cell. 2013. Biol. V. 14. P. 369-381.

202) Skordis L., Dunckley M., Yue B. Bifunctional antisense oligonucleotides provide a trans-acting splicing enhancer that stimulates SMN2 gene expression in patient fibroblasts // PNAS. 2003. V. 100. № 7. P. 4114-4119.

203) Somers E., Riessland M., Schreml J., et al. Increasing SMN levels using the histone deacetylase inhibitor SAHA ameliorates defects in skeletal muscle microvasculature in a mouse model of severe spinal muscular atrophy // Neurosci Lett. 2013. V. 544. P. 100-114.

204) Spiering D., Hodgson L. Dynamics of the Rho-family small GTPases in actin regulation and motility // Cell Adh. Migr. 2011. V. 5. № 2. P. 170-180.

205) Strasswimmer J., Lorson C.L., Breiding D.E. et al: Identification of survival motor neuron as a transcriptional activator-binding protein // Hum. Mol. Genet. 1999. V. 8. №7. P. 1219-1226.

206) Sumner C., Huynh T. Markowitz J., et al. Valproic acid increases SMN levels in spinal muscular atrophy patient cells // Ann. Neurol. 2003. V. 54. P. 647-654.

207) Swoboda K., Prior T., Scott C. et al. Natural history of denervation in SMA: relation to age, SMN2 copy number and function // Ann. Neurol. 2005. V. 57. P. 704712.

208) Swoboda K., Scott C., Reyna S., et al. Phase II Open Label Study of Valproic Acid in Spinal Muscular Atrophy // PLoS One. 2009. V.4. № 5. e5268.

209) Swoboda K.J., Scott C.B., Crawford T.O., Simard LR. SMA CARNI-VAL trial part I: double-blind, randomized, placebo-controlled trial of L-carnitine and valproic acid in spinal muscular atrophy // PLoS One. 2010. V. 5. № 8. el2140.

210) Tahiliani M„ Peng Koh K., Shen Y., et al. Conversion of 5-Methylcytosine to 5-Hydroxymethylcytosine in Mammalian DNA by MLL Partner TET1 // Science. 2009. V. 324. 930-934.

211) Talbot K., Ponting C., Theodosiou A. Missense mutation clustering in the survival motor neuron gene: a role for a conserved tyrosine and glycine rich region of the protein in RNA metabolism? // Hum. Mol. Genet. 1997. V. 6. P. 497-500.

212) Ting C.H., Lin C.W., Wen S.L., Hsieh-Li H.M., Li H. Stat5 constitutive activation rescues defects in spinal muscular atrophy // Hum. Mol. Genet. 2007. V.16. № 5. P. 499514.

213) Tiziano F.D., Lomastro R., Pinto A.M. Salbutamol increases survival motor neuron (SMN) transcript levels in leucocytes of spinal muscular atrophy (SMA) patients: relevance for clinical trial design// J. Med. Genet. 2010. V. 47. № 12. P. 856-858.

214) Todd A., Morse R., Shaw D., et al. SMN, Gemin2 and Gemin3 Associate with P-Actin mRNA in the Cytoplasm of Neuronal Cells In Vitro // J. Mol. Biol. 2010. V. 401. №5. P. 681-689.

215) Tran K., Sasongko T., Hong D. et al. SMN2 and NAIP gene dosages in Vietnamese patients with spinal muscular atrophy // Pediat. Internat. 2008. V.50. P. 346351.

216) Tsai L., Yang C., Hwu W., Li H. Valproic acid treatment in six patients with spinal muscular atrophy // Eur. J. Neurol. 2007. V. 14. № 12. P. e8-e9.

217) Tsai M.S., Chiu Y.T., Wang S.H., et al. Abolishing Bax-dependent apoptosis shows beneficial effects on spinal muscular atrophy model mice // Mol. Ther. 2006. V. 13. №6. P. 1149-1155.

218) Tsujimoto Y. Role of anti-apoptotic Bcl-2 protein in spinal muscular atrophy // J. Neural. Transm. Suppl. 2000. V. 58. P. 41-52.

219) Tuvim M.J., Adachi R., Hoffenberg S., Dickey B.F. Traffic control: Rab GTPases and the regulation of interorganellar transport // News Physiol. Sci. 2001. V. 16. P. 5661.

220) Urdinguio R. G., Sanchez-Mut J. V., Esteller M. Epigenetic mechanisms in neurological diseases: genes, syndromes, and therapies // Lancet Neurol. 2009. V. 8 P. 1056-1072.

221) Van Lint C., Emiliani S. and Verdin E. The expression of a small fraction of cellular genes is changed in response to histone hyperacetylation // Gene Expr. 1996. V. 5. P. 245-253.

222) Velasco E„ Valero C., Valero A., et al. Molecular analysis of the SMN and NAIP genes in Spanish spinal muscular atrophy (SMA) families and correlation between number of copies of cBCD541 and SMA phenotype // Hum. Mol. Genet. 1996. V. 5. P. 257-263.

223) Walker M.P., Rajendra T.K., Saieva L., et al. SMN complex localizes to the sarcomeric Z-disc and is a proteolytic target of calpain // Hum. Mol. Genet. 2008. V. 17. №21. P. 3399-3410.

224) Wang S.C., Oelze B., Schumacher A. Age-specific epigenetic drift in late-onset Alzheimer's disease // PLoS One. 2008. V. 3. № 7. e2698.

225) Wang W. A Pilot Theraputic Trial Using Hydroxyurea in Type I SpinalMuscular Atrophy Patients // www.clinicaltrials.gov.

226) Watihayati M.S., Zabidi A.M., Tang T.H. et al. NAIP-Deletion Analysis in Malaysian Patients with Spinal Muscular Atrophy // Kobe J. Med. Sci. 2007. V.53. № 4.171-175.

227) Watson P.J., Fairall L., Schwabe J.W.R. Nuclear hormone receptor co-repressors: Structure and function // Mol. and Cell. Endocrin. 2012. V. 348. P. 440-149.

228) Weihl C.C., Connolly A.M., Pestronk A. Valproate may improve strength and function in patients with type III/IV spinal muscle atrophy // Neurology. 2006. V. 67 № 3. P. 500-501.

229) Wen H.L., Lin Y.T., Ting C.H. et al. Stathmin, a microtubule-destabilizing protein, is dysregulated in spinal muscular atrophy // Hum. Mol. Genet. 2010. V. 19. № 9. P. 1766-1778.

230) White J.H., Chiano M., Wigglesworth M., et al. Identification of a novel asthma susceptibility gene on chromosome lqter and its functional evaluation // Hum. Mol. Genet. 2008. V. 17. № 13. P. 1890-1903.

231) Will C. and Luhrmann R. Spliceosomal UsnRNP biogenesis, structure and function // Curr. Opin. Cell Biol. 2001. V.13. P. 290-301.

232) Williams J., Schray R., Patterson C., et al. Oligonucleotide-mediated survival of motor neuron protein expression in CNS improves phenotype in a mouse model of spinal muscular atrophy // J. Neurosci. 2009. V. 29. P. 7633-7638.

233) Williams K., Christensen J., Terndrup Pedersen M., et al. Tetl and hydroxymethylcytosine in transcription and DNA methylation fidelity // Nature. 2011. V. 473. № 7347. P. 343-348.

234) Wingender E. The TRANSFAC project as an example of framework technology that supports the analysis of genomic regulation // Brief. Bioinformatics. 2008. V. 9. № 4. P. 326-332.

235) Wirth B. An update of the Muscular Spectrum of the Survival Motor Neuron Gene (SMN1) in Autosomal Recessive Spinal Muscular Atrophy (SMA) // Hum. Mutation. 2000. V. 15. P. 228-237.

236) Wirth B., Brichta L. and Hahnen E. Spinal Muscular Atrophy: From Gene to Therapy // Semin. Pediatr. Neurol. 2006. V. 13. P. 121-131.

237) Wirth B., Brichta L„ Schrank B. et al. Mildly affected patients with spinal muscular atrophy are partially protected by an increased SMN2 copy number // Hum. Genet. 2006. V. 119. № 4. P. 422^128.

238) Wolstencroft E., Mattis V., Bajer A. et al. A non-sequence-specific requirement for SMN protein activity: The role of aminoglycosides in inducing elevated SMN protein levels // Hum. Mol. Genet. 2005. V. 14. P. 1199-1210.

239) Wong D.T.W., Kim J.J., Khalid O, Sun H.H., Kim Y. Double edge: CDK2AP1 in cell-cycle regulation and epigenetic regulation // J. Dent. Res. 2012. V. 91. № 3. P. 235241.

240) Xiao Y., Word B., Starlard-Davenport A., et al. Age and gender affect DNMT3a and DNMT3b expression in human liver // Cell Biol. Toxicol. 2008. V. 24. P. 265-272.

241) Young P., Day P., Zhou J. et al. A direct interaction between the survival motor neuron protein and p53 and its relationship to spinal muscular atrophy // J. Biol. Chem. 2002. V. 277. № 4. P. 2852-2859.

242) Zerres K., Wirth B., Rudnik-Schonebom S. Spinal muscular atrophy - clinical and genetic correlations // Neuromuscul. Disord. 1997. V. 7. № 3. P. 202-207.

243) Zhang Z., Lotti F., Dittmar K., et al. SMN deficiency causes tissue-specific perturbations in the repertoire of snRNAs and widespread defects in splicing // Cell. 2008. V. 133. P. 585-600.

244) Zheleznyakova G., Kiselev A., Vakharlovsky V., et al. Genetic and expression studies of SMN2 gene in Russian patients with spinal muscular atrophy // BMC Med. Genetics. 2011. V. 12. Article 96.

245) Zheleznyakova G.Yu., Voisin S., Kiselev A.V., et al. Genome-wide analysis shows association of epigenetic changes in regulators of Rab and Rho GTPases with spinal muscular atrophy severity// Eur. J. Hum. Gen. 2013. V. 21. № 9. P.988-993.

246) Zou J., Barahmand-pour F., Blackburn M.L., Matsui Y., Chansky H.A., Yang L. Survival motor neuron (SMN) protein interacts with transcription corepressor mSin3A // J Biol Chem. 2004. V. 279. № 15. P. 14922-14928.