Влияние флавоноидов на состав и структуру гликополимеров поверхности азоспирилл тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.03, кандидат наук Каневский, Матвей Владимирович

• Каневский, Матвей Владимирович
• кандидат наук
• 2014

Оглавление диссертации кандидат наук Каневский, Матвей Владимирович

СОДЕРЖАНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Общая характеристика флавоноидов и их классификация

1.2 Содержание, распределение и метаболизм флавоноидов в растениях

и почве

1.3 Функции флавоноидов в растениях

1.3.1 Роль флавоноидов в растительно-микробных отношениях

1.3.1.1 Влияние флавоноидов на полисахаридный состав поверхности бактериальной клетки

1.4 Бактерии рода АгоБрМИит как модельный объект исследования

ассоциативных симбиозов

1.4.1 Гликополимеры поверхности азоспирилл, участвующие в формировании ассоциации с растениями

ГЛАВА 2 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1 Объекты исследования

2.2 Приборы и материалы

2.3 Методы исследования

2.3.1 Исследование относительной гидрофобности поверхности бактериальных клеток

2.3.2 Измерение ориентационных спектров клеток Агозр^Шит

2.3.3 Выделение углеводсодержащих компонентов внешней мембраны бактерий

2.3.4 Выделение О-специфических полисахаридов

2.3.5 Хроматографические методы

2.3.5.1 Гель-фильтрация

2.3.5.2 Газо-жидкостная хроматография

2.3.6 Колориметрические методы

2.3.6.1 Определение содержания углеводов в ЛПС

2.3.6.2 Определение концентрации белков по методике Бредфорд

2.3.6.3 Определение 2-кето-З-дезоксиоктоновой кислоты

2.3.6.4 Определение общего фосфора по методу Беренблюм и Чейн

2.3.7 ЯМР-спектроскопия

2.3.8 Электрофорез в полиакриламидном геле

2.3.9 Иммунохимические методы исследования

ГЛАВА 3 ИССЛЕДОВАНИЕ ВЛИЯНИЯ ФЛАВОНОИДОВ РАСТЕНИЙ НА СВОЙСТВА ПОВЕРХНОСТИ БАКТЕРИЙ РОДА АЮБРЖЫиМ

3.1 Обоснование выбора бактериальных культур и флавоноидов

3.2 Выбор эффективных концентраций флавоноидов по отношению к микроорганизмам

3.3 Исследование свойств поверхности азоспирилл, выращенных в присутствии флавоноидов

3.4 Исследование свойств поверхности А. ЪгаБИете 81155, выращенных

в присутствии корневых экстрактов

ГЛАВА 4 ИССЛЕДОВАНИЕ СОСТАВА И СТРУКТУРЫ ГЛИКОПОЛИМЕРОВ ПОВЕРХНОСТИ А. ЫРОГЕЯиМ Бр59Ь и А. ВКАЗИЕЫБЕ 81155, ВЫРАЩЕННЫХ В ПРИСУТСТВИИ ФЛАВОНОИДОВ

4.1 Выделение и очистка препаратов липополисахаридов и капсульных полисахаридов азоспирилл, выращенных в присутствии флавоноидов

4.2 Сравнительный анализ химического состава липополисахаридов

4.3 Исследование структуры О-специфических полисахаридов и состава капсульных полисахаридов бактерий А. Про/етт 8р59Ь, выращенных в присутствии кверцетина

4.4 Исследование О-специфических полисахаридов бактерий

А. ЬгаБИете 81155, выращенных в присутствии флавоноидов

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ ИСТОЧНИКОВ

БЛАГОДАРНОСТИ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние флавоноидов на состав и структуру гликополимеров поверхности азоспирилл»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы. Для управления процессом стимуляции бактериями роста и урожайности растений необходимо понимание на молекулярном уровне механизма их взаимного влияния. Наиболее изученным в этом плане является бобово-ризобиальный симбиоз, для которого известна схема обмена молекулярными сигналами между растениями и бактериями, приводящего к формированию эффективных клубеньков, заселенных селективными для соответствующих растений азотфиксирующими ризобиями (Lerouge, 1994; Hirsch et al., 2001; Cooper, 2004). В бобово-ризобиальном симбиозе при формировании симбиосом (определенное количество бактероидов, отделенное от цитоплазмы растения-хозяина сложной системой мембран) в качестве ключевых растительных сигнальных молекул, запускающих каскад реакций в бактериальных клетках, выступают фенольные соединения - флавоноиды, а со стороны бактерий nod-факторы, имеющие хитиноподоб-ный скелет, ацилированный жирной кислотой (ЖК) (Спайнк и др., 2002). Для ризобий показано изменение состава и структуры гликополимеров поверхности в процессе формирования симбиоза, а также в присутствии экссудатов корней растений, и эти изменения происходят под влиянием флавоноидов -вторичных метаболитов фенольной природы (Scotti et al., 1997; Broughton et al., 2006). В процессе адаптации к условиям окружающей среды, в том числе и при формировании другой формы растительно-бактериального симбиоза -ассоциации, важная роль также принадлежит макромолекулам гликополимеров, представленным на поверхности клеток микроорганизмов. Мажорным компонентом внешней мембраны грамотрицательных бактерий являются ли-пополисахариды (ЛПС) - трехкомпонентные молекулы, состоящие из гидрофобной части, представленной липидом А, который заякоривает молекулу в фосфолипидном слое, и гидрофильной составляющей, представленной коро-вым олигосахаридом и экспонированными во внешнее пространство О-

специфическими полисахаридами (ОПС) (Федонеико и др., 2001; Lerouge and Vanderleyden, 2002; Caroff and Karibian, 2003; Fraysse et al., 2003).

Для бактерий рода Azospirillum — типичных представителей ассоциативных азотфиксаторов - были получены результаты, подтверждающие участие ЛПС в формировании взаимоотношений с растением на стадиях узнавания микроорганизма корнями растения-ассоцианта, агрегации бактерий и прикреплении к поверхности корня (Matora et al., 1995, 2001; Коннова и др., 2005). Также показано, что мутанты, дефектные по синтезу ЛПС хуже адсорбируются на корнях по сравнению с родительским штаммом (Федоненко и др., 2001).

Ранее было обнаружено явление таксиса азоспирилл к ароматическим соединениям, в том числе и к флавоноидам (Lopez-de-Victoria and Lovell, 1993), но в отличие от бобово-ризобиального симбиоза, не установлено строгой специфичности при формировании пары растение-бактерия, основанной на составе экскретируемых флавоноидов (Baldani and Dóbereiner, 1980; Rocha et al., 1981). В литературе присутствуют единичные данные об изменении электрофоретического профиля ЛПС и состава экзополисахаридов (ЭПС) азоспирилл, под влиянием корневых экссудатов пшеницы, содержащих фла-воноиды (Fischer et al., 2003).

Однако роль флавоновых веществ в ассоциативных взаимоотношениях, в частности, особенности влияния флавоноидов на состав и структуру глика-нов поверхности ассоциативных азотфиксаторов остается практически не изученным.

Учитывая, что знание химической структуры ЛПС и капсульных полисахаридов (КПС) открывает пути к пониманию роли этих макромолекул во взаимоотношениях бактерий с растениями, цель настоящего исследования состоит в выявлении изменений в составе, структуре и антигенных свойствах гликополимеров поверхности бактерий рода Azospirillum под влиянием флавоноидов.

Для реализации поставленной цели в ходе исследования решались следующие задачи:

1. Определение эффективных концентраций коммерческих препаратов фла-воноидов (рутина и кверцетина), вызывающих изменения физико-химических и антигенных свойств поверхности бактерий A. brasilense Sp7, Sp245, SR55 и A. lipoferum Sp59b.

2. Сравнительное исследование биологической активности флавоноидов и экстрактов корней пшеницы в отношении исследуемых бактерий рода Azospir ilium.

3. Изучение изменений химического состава гликополимеров поверхности азосгшрилл, наблюдающихся при добавлении рутина и кверцетина в среду выращивания бактерий.

4. Анализ структуры ОПС бактерий A. brasilense SR55 и A. lipoferum Sp59b, культивируемых в присутствии флавоноидов.

Научная новизна работы. Впервые выявлены изменения состава и

структуры гликополимеров поверхности азосгшрилл, обусловленные присутствием в среде их выращивания флавоноидов. Определены штаммовые различия концентраций флавоноидов, индуцирующих изменения гидрофобно-сти, антигенных, электрооптических свойств и электрофоретических характеристик гликанов поверхности азоспирилл.

Установлены структурные особенности О-специфических полисахаридов азоспирилл, синтез которых индуцирован присутствием флавоноидов, идентифицированных в составе корневых экссудатов растений-ассоциантов. Выявленные изменения состава и структуры ЛПС азоспирилл, индуцированные кверцетином, могут свидетельствовать об участии флавоновых метаболитов в реализации ассоциативных взаимодейстий, опосредованных глико-полимерами микроорганизов.

Научно-практическая значимость. Исследование структурных особенностей ЛПС бактерий рода Azospirillum, индуцированных влиянием растительных метаболитов вносит значительный вклад в понимание молекулярных процессов образования растительно-микробных ассоциаций. Показанные возможности модификации состава и структуры гликополимеров по-

верхности азоспирилл, повышения активности флокуляции бактерий под влиянием вторичных метаболитов растений фенольной природы могут быть использованы для оптимизации технологии создания микробных биоудобрений - альтернативы химическим удобрениям. Установлено, что проведение электрофоретического анализа ЭДТА-экстрактов клеток азоспирилл в сочетании с анализом физико-химических свойств суспензий клеток может быть использовано для скрининга изменений структуры ОПС бактерий в ходе адаптации к условиям существования.

Материалы диссертации используются в учебном процессе на биологическом факультете Саратовского государственного университета им. Н.Г. Чернышевского в преподавании специальных курсов «Основы гликологии», «Взаимодействие растений и микроорганизмов», «Биологические мембраны». В соавторстве с сотрудниками кафедры биохимии и биофизики для студентов биологического факультета СГУ подготовлено учебно-методическое пособие: «Методы выделения и анализа флавоноидов высших растений и исследования их активности в отношении ризобактерий», рекомендованное к публикации Учебно-методической комиссией Ученого совета биологического факультета СГУ.

Основные положения диссертации, выносимые на защиту:

1. Флавоноиды - кверцетин и рутин - добавленные в среду выращивания в эффективных концентрациях, индуцируют изменения физико-химических и антигенных свойств бактериальной поверхности ассоциативных азотфиксаторов рода Агозр1гИ1ит.

2. Действие флавоноидов на азоспириллы реализуется в изменении макромолекулярной организации, моносахаридного состава, соотношения и состава жирных кислот ЛПС бактерий.

3. Вторичный метаболит растений - кверцетин при воздействии на типовой штамм А. Про/егит 8р59Ь индуцирует синтез О-специфического полисахарида, идентичного по структуре капсулыюму полисахариду этих бактерий, выращенных в стандартных условиях.

Апробация работы. Результаты исследований, изложенные в диссертации, были представлены на VIII Международном симпозиуме по фенольным соединениям «Фундаментальные и прикладные аспекты» (Москва, 2012); V и VI Всероссийских конференциях молодых ученых «Стратегия взаимодействия микроорганизмов и растений с окружающей средой» (Саратов, 2010 и 2012); IV Всероссийской школе-конференции «Химия и биохимия углеводов» (Саратов, 2011); VI Молодежной школе-конференции с международным участием «Актуальные аспекты современной микробиологии» (Москва, 2010); 5-ой Конференции стран Балтии по микробным полисахаридам (Суздаль, 2012); 3-ей Международной научно-практической конференции: «Перспективы развития науки в XXI веке» (Махачкала, 2013); 17-ой и 18-ой Международных Пущинских школах-конференциях молодых ученых «Биология -наука XXI века» (Пущино, 2013 и 2014); Международной конференции «Адаптационные стратегии живых систем» (Новый Свет, 2014); 2-ой Всероссийской конференции Фундаментальная гликобиология (Саратов, 2014); 7-ом Всероссийском с международным участием Конгрессе молодых биологов «Симбиоз - Россия 2014» (Екатеринбург, 2014).

Стендовый доклад «Влияние кверцетина на химический состав и структуру липополисахарида Azospirillum lipoferum Sp59b» на VI всероссийской конференции молодых ученых «Стратегия взаимодействия микроорганизмов и растений с окружающей средой» (Саратов, 2012) удостоен диплома первой степени.

Работа выполнена в соответствии с плановыми темами НИР кафедры биохимии и биофизики СГУ «Молекулярные основы растительно-бактериальных взаимодействий в условиях антропогенного загрязнения» на базе лаборатории биохимии ИБФРМ РАН (г. Саратов). Исследование структуры полисахаридов с использованием метода ЯМР-спектроскопии проводилось совместно с сотрудниками Института органической химии имени Н.Д. Зелинского (г. Москва).

Работа поддержана грантами Российского фонда фундаментальных исследований: 2011-2013 гг. № 11-04-00533, руководители профессор Игнатов В.В., профессор Коннова С.А.; 2014-2016 № 14-04-01658, руководитель профессор Игнатов В.В.

Личный вклад соискателя. Автор участвовал в планировании и проведении экспериментов, обсуждении полученных результатов, формулировании выводов и подготовке публикаций. Культивирование бактерий, выделение и очистка ЛПС, ОПС и КПС, электрофорез, химические анализы проводились автором лично. Экстракты корней и данные о содержании в них суммы фенольных соединений были получены совместно с сотрудниками кафедры биохимии и биофизики Саратовского государственного университета им. Н.Г. Чернышевского. Серологические исследования выполнены совместно с сотрудниками лаборатории иммунохимии ИБФРМ РАН, анализ состава ЖК и моносахаридов проводился совместно с сотрудниками лаборатории структурных методов исследования ИБФРМ РАН, анализ ОС клеток проводился совместно с сотрудниками лаборатории физиологии микроорганизмов ИБФРМ РАН, ЯМР-спектры сняты и расшифрованы совместно с сотрудниками лаборатории химии углеводов ИОХ РАН.

Публикации. По теме диссертации опубликовано 18 работ в отечественных и зарубежных научных изданиях, из них 4 статьи в журналах из Перечня, рекомендованного ВАК РФ для публикации результатов диссертационных исследований.

Объем и структура диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, экспериментальной части, изложения результатов собственных исследований и их обсуждения, заключения, выводов и списка цитируемой литературы, содержащего 241 источник, в том числе 58 источников на русском языке. Работа изложена на 127 страницах, содержит 23 рисунка и 7 таблиц.

ГЛАВА 1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 1.1 Общая характеристика флавоноидов и их классификация

В процессе жизнедеятельности растения синтезируют широкий спектр соединений, среди которых выделяют вещества первичного и вторичного обмена. Вторичные метаболиты - это различные вещества, которые не участвуют в первичном метаболизме (дыхание, фотосинтез, синтез белков, нуклеиновых кислот и липидов), и их биосинтез происходит на ответвлениях основных метаболических путей белков, углеводов, липидов и нуклеиновых кислот (Красильникова и др., 2004).

Одной из характерных особенностей растительных организмов является их способность синтезировать, накапливать в своих клетках и выделять во внешнюю среду циклические соединения фенольной природы, центральное место среди которых занимают флавоноиды (Запрометов, 1993; Zhang et al., 2009).

Под термином флавоноид объединены различные биогенетически связанные между собой соединения с общей формулой углеродного скелета С6-Сз-Сб и их производные. Свое название флавоноиды получили от латинского flavus - желтый, хотя не все они окрашены в желтый цвет (Корулькин и др., 2007).

К настоящему времени установлена структура и описаны физико-химические свойства свыше 10000 природных флавоноидов (Корулькин и др., 2007; Hassan and Mathesius, 2012).

Все флавоноиды можно рассматривать, как монофенилпроизводные бен-зопирана, формулы которых представлены на рисунке 1:

1) флавоноиды (2-фенилбензопиран);

2) изофлавоноиды (3-фенилбензопиран);

3) неофлавоноиды (4-фенилбензопиран).

и

1. Флаван

2. Изофлаван

3. Неофлаван

о

о

4. Халкон

5. Дигидрохалкон

Рисунок 1 - Структурные формулы молекул, относящихся к группе флаво-ноидов.

Исключение составляют открытоцепные соединения - халконы и дигид-рохалконы (Рисунок 1). Все эти группы имеют халконового предшественника и поэтому биогенетически и структурно связаны (Ого1е\уоЫ, 2006; Коруль-кин и др., 2007).

Группа флавоноидов (2-фенилбензопираны) представлена наиболее широко. На основании степени окисления и насыщенности в гетероциклическом С-кольце выделяют (Рисунок 2): флаваны (1); флавоны (2); флавононы (3); флавонолы (4); дигидрофлавонолы (5); флаван-3-олы (катехины) (6); флаван-4-олы (7); флаван-3,4-диолы (лейкоантоцианидины) (8); антоцианидины (9) (ОгогечуоМ, 2006).

Также к этой группе относят сложные пиранофлавонолы (10) и флаво-лигнаны (11), формулы которых отражены на рисунке 2 (Запрометнов, 1993; Корулькин и др., 2007).

Изофлавоноиды (3-фенилбензопираны) - второй класс флавоновых соединений. В их структуру входит 3-фенилхромановый скелет, биогенетически полученный миграцией 1,2-арила в 2-фенилхромановом предшественни-

1. Флаван

2. Флавон

3. Флаванон

4. Флавонол

5. Дигидрофлавонол

6. Флаван-З-ол

7. Флаван-4-ол 8. Флаван-3,4-диол

9. Антоцианидин

10. Пиранофлавонои-

ды

11. Флаволиганд 12.Изофлаван

13. Изофлавон

14. Изофлавонон

15. Изофлавонол

17. Ротеноид

18. Оксиротеноид

19. Дигидроротеноид

21. Кумаронхроман

22. Птерокарпан

16. Арилкумарин

20. Куместан

23. Оксиптерокарпан 24. Неофлаван Рисунок 2 - Структурные формулы молекул разных классов флавоноидов.

33. Ауронол

Рисунок 2 (Продолжение) - Структурные формулы молекул разных классов флавоноидов.

ке. В группу изофлавоноидов входят: изофлаваны (12); изофлавоны (13); изофлаваноны (13); изофлавонолы (15); арилкумарины (16). К этой группе также относят тетрациклические флавоноиды: ротеноиды (17), оксиротенои-ды (18), дигидроротеноиды (19), куместаны (20), кумаронхроманы (21), пте-ро- и оксиптерокарпаны (22, 23) (Рисунок 2) (Grotewold, 2006; Корулькин и др., 2007).

Несмотря на сравнительно небольшое распространение в растениях, изофлавоноиды очень разнообразны. Причина этого заключается не только в сложности основного 3-фенилхроманового скелета, но также в различии степеней окисления и присутствии дополнительных гетероциклических колец (Andersen and Markham, 2006; Grotewold, 2006; Корулькин и др., 2007). Представители класса распространены в растениях семейства бобовых, розоцветных, ирисовых (Запрометов, 1993; Корулькин и др., 2007), наибольшее со-

держание их отмечается в сое (Messina, 1999; Wiseman et al., 2002; Andersen and Markham, 2006).

Существенно меньшим числом структурных типов представлены производные неофлавана. Неофлавоноиды биогенетически и структурно близки к флавоноидам и изофлавоноидам и представлены замещенными неофлавана-ми (24), арилкумаринами (25), дигидроарилокумаринами (26), цихонаинами (27) и неофлавенами (28) (Рисунок 2).

Природные вещества, такие как халконы и ауроны также имеют С6-Сз-Сб углеродный скелет и считаются минорными флавоноидами. Они включают халконы (29), дигидрохалконы (30), ретрохалконы (31), ауроны (32) и ауро-нолы (33), формулы которых представлены на рисунке 2 (Grotewold, 2006).

Широко распространены в растениях О-гликозиды флавоноидов, гораздо более редкую группу составляют С-гликозиды. В состав углеводной компоненты входят от одного до трех моносахаридных остатков, среди которых чаще всего встречаются глюкоза, галактоза, ксилоза, рамноза или арабиноза.

Растения также синтезируют широкий спектр димерных структур, отличающиеся С-С и С-О-С типами связей между мономерными фрагментами (Блажей и Шутый, 1977; Weston and Mathesius, 2013), и конденсированных флавоноидов, называемые флаволанами или конденсированными дубильными веществами. Они преимущественно локализуются в коре, древесине, корнях, в меньших количествах - в листьях и плодах. По химической структуре это олиго- или полимеры катехиновой и флаван-3,4-диоловой природы. Известно также небольшое количество производных 5-дезоксикатехина и 6-дезоксигаллокатехина и их 3-гликозидов. Поскольку при их кислотном гидролизе образуются антоцианидины, их также называют проантоцианидины (Andersen and Markham, 2006; Weston and Mathesius, 2012).

Таким образом, существующее многообразие флавоноидов определяется следующими факторами: 1) степенью окисленности гетерокольца; 2) характером сочленения ароматических колец; 3) степенью их конденсации; 4) природой и количеством заместителей; 5) положением заместителей; 6) наличи-

см оптически активных форм (Winkel-Shirley, 2001; Корулькин и др., 2007; Zhang et al., 2009; Weston and Mathesius, 2013).

Обнаружено два пути образования природных фенольных соединении: шикиматный и ацетатно-малонатный. Подавляющее большинство известных фенольных соединений, а также ароматические аминокислоты образуются с использованием шикимовой кислоты в качестве предшественника. Существенной особенностью строения флавоноидов является разное биогенетическое происхождение двух бензольных колец, входящих в их структуру. Опыты с 14С-продуктами показали, что фенилпропановый скелет (кольцо В и трехуглеродный фрагмент) происходит от шикимовой кислоты (шикиматный путь), а кольцо А синтезируется по ацетатно-малонатному пути из трех молекул малонил-СоА (Underhill et al., 1957; Ververidis et al., 2007; Валиева и Абдрахимова, 2010; Buer et al., 2010).

Биосинтез фенилпропаноидов и флавоноидов осуществляется с участием фитохромной системы, чувствительной к синему и УФ-свету. На него оказывают влияние некоторые фитогормоны, условия минерального питания, природа микроэлементов и другие факторы (Koes et al., 2005; Корулькин и др., 2007).

1.2 Содержание, распределение и метаболизм флавоноидов в растениях и

почве

Наиболее богаты флавоноидами (до 30% сухого веса) растения семейств: сложноцветные, бобовые, зонтичные, губоцветные, розоцветные, гречишные, рутовые, березовые. Значительно реже флавоноиды встречаются в микроорганизмах, лишайниках и тканях животных (Блажей и Шутый, 1977; Запро-метнов, 1993; Корулькин и др., 2007). Халконы, флавонолы и флаваноны обнаружены у мхов, на основании чего было высказано предположение, что синтез веществ флавонового ряда возник в ходе эволюции из-за необходимо-

сти защиты растений от УФ излучения (Stafford, 1991; Koes et al., 1994; Win-kel-Shirley, 2001; Weston, Mathesius, 2013).

Содержание флавоновых веществ в растениях зависит от множества внешних биотических и абиотических факторов и может отличаться качественно и количественно в разных органах в пределах одного растения (Bertin et al., 2003; Morgan et al., 2005). Качественный и количественный состав флавоноидов может варьировать в пределах одного органа (Yang and Crowley, 2000). Локализуются они, главным образом, в цветках, листьях и плодах, в меньшем количестве в стеблях и корнях (Запрометнов, 1993; Ко-рулькин и др., 2007). Наибольшее количество флавоноидов в растениях наблюдается в лепестках во время цветения (до 4% от сухого веса) (Шарова и Куркин, 2007; Куркин и др., 2010; Мартынов, 2011), а также в шелухе и семенной кожуре, что является одновременно фактором привлечения полезной почвенной микрофлоры и защиты от патогенных организмов на ранних этапах развития растения (Oomah and Mazza, 1996; Dietrych-Szostak and Oleszek, 1999; Shahidi and Naczk, 2006). Содержание флавоноидов в листьях резко повышается во время цветения, а с окончанием цветения наблюдается резкое уменьшение количества флавоновых веществ. Также наблюдается их накопление в клетках кончика корня и корневого чехлика, откуда они могут выделяться в окружающую среду (Bayliss et al., 1997; Mathesius et al., 1998; Weston and Matesius, 2013).

В растениях флавоноиды могут содержаться в свободном и связанном видах. Чаще всего они представлены О-, реже С-гликозидами (Salunkhe et ah, 1982; Shahidi and Naczk, 2006; Корулькин и др., 2007).

Биосинтез, накопление и экскреция флавоноидов зависит от таких факторов, как этап онтогенеза, климат, наличие и доступность питательных веществ, состав микрофлоры, наличие патогенных организмов, структура фитоценоза (Cesco et al., 2012; Weston and Mathesius, 2013; Мартынов, 2011). Для ортилии однобокой (Ortilia secunda L. house) обнаружена положительная зависимость количества флавоновых веществ в растении от содержания фос-

фора в почве (Andersen and Markham, 2006; Ломбоева и др., 2010). К накоплению полифенольных соединений в растении приводит недостаток или малая доступность бора. Повреждение тканей, воздействие патогенных или симбиотических микроорганизмов также стимулируют синтез и экскрецию флавоноидов (Lawson et al., 1996; Makoi and Ndakidemi, 2007). Если почва бедна азотистыми соединениями, уровень флавоноидов в корнях резко увеличивается, что, очевидно, является приспособительной реакцией для привлечения ассоциативных азотфиксирующих бактерий, которые позволяют восстановить азотный баланс растения (Andersen and Markham, 2006; Kong et al., 2007). Также на примере Lotus pedunculatus показано, что при высоком содержании азота в почве синтез флавоноидов прекращается, поскольку у растения отсутствует потребность в дополнительной азотфиксации (Pankhurst et al., 1979). Было показано, что привнесение в почву флавоноидов в концентрации 50 мг на г почвы приводит к увеличению численности аммонифицирующих бактерий в верхних слоях (Kong et al., 2007).

Молодые растения Centaurea maculosa при выращивании в жидкой среде выделяют более 80 мкг/мл флавоноидов при стандартных условиях и свыше 180 мкг/мл, если в среде культивирования присутствуют фрагменты клеточной стенки грибов (Bais et al., 2006).

Общее количество флавоноидов в агрономически значимых зерновых культурах (кукуруза, рис, овес, ячмень, пшеница, рожь) не превышает в среднем 1% от сухой массы (Shahidi and Naczk, 2006). Наиболее богатой фла-воновыми веществами зерновой культурой является гречиха: до 1.5% от сухой массы зерна (Oomah and Mazza, 1996). Наиболее распространенными флавоновыми веществами являются кверцетин, кемпферол и их производные (Chen and Geddes, 1945; McMurrough et al., 1983; Shahidi and Naczk, 2006; Ioset et al., 2007).

Результаты анализов содержания флавоноидов в почве немногочисленны и противоречивы. Это объясняется тем фактом, что количество флавоно-вых веществ в почве зависит от множества факторов: климат, время года, тип

почвы, растительный покров. Однако показано, что в среднем количество флавоноидов в почве не превышает 1 мМ (Gallet and Keller, 1999). Содержание фенольных соединений в почве варьирует от 0.1-0.9% для двудольных растений до 2.4-4.4% для однодольных. Так, например, райграс выделяет в ризосферу большее количество флавоноидов, чем клевер (Whitehead et al., 1979; Phillips et al., 1997; Makoi and Ndakidemi, 2007). Недавно высказано предположение, что количество флавоноидов в экторизосфере выше, что обуславливает аллелопатический эффект некоторых растений (Weston and Mathesius, 2013).

Максимальное содержание флавоноидов в почвах наблюдается в январе, что обусловлено поступлением полифенольных веществ в почву с отмирающими частями растений. В теплое время года повышается активность почвенной микрофлоры, в связи с чем, к сентябрю наблюдается спад и отмечается наименьшее количество веществ флавоновой природы в почве. Резкий спад количества полифенолов связывают также с выщелачиванием и потреблением растениями (Lodhi, 1975; Martin and Heider, 1976; Makoi and Ndakidemi, 2007).

Экскретируемые в почву флавоноиды подвергаются модификации и деградации. Нахождение флавоноидов в почве может продолжаться до 72 часов в зависимости от их структуры (Shaw and Hooker, 2008). Флавоноиды в стерильной почве сохраняются в неизменном количестве дольше, чем в нестерильной, предположительно из-за отсутствия микробной деградации. Активность флавоноидов в почве зависит от условий внешней среды. Они могут адсорбироваться на клеточной стенке растений и микробов или частицах почвы с помощью катион-связывающего сайта, и терять, таким образом, биодоступность (Shaw and Hooker, 2008; Hassan and Mathesius, 2012). В зависимости от модификаций, которые претерпевают флавоноиды, изменяются их физико-химические свойства. Так, например, гликозилирование флавоноидов увеличивает их подвижность и растворимость и, как следствие, биодоступность. Гликозиды флавоноидов быстро деградируются микроорганизмами и

экзоферментами растений до их агликонов (Hartwig and Phillips, 1991; Новикова и Сидорова, 2007; Hassan and Mathesius, 2012). Ризобии расщепляют С-кольцо до резорцина, флороглюцинола, кофейной и и-кумаровой кислот. Псевдомонады в ходе метаболизма деградируют флавоноиды до щавелевоук-сусной и пирокатехиновой кислот, расщепляя A-кольцо (Rao and Cooper 1994). Ризобии могут модифицировать флавоноиды, индуцирующие nod-ген, превращая их в более или менее активные формы (Rao and Cooper, 1995).

Изучен путь катаболизма кверцетина у Pseudomonas putida PML2 (Pillai and Swarup, 2002). Кверцетин в ходе трехступенчатого процесса деградиру-ется до флороглюцинола и дигидроксикоричной кислоты, которые далее используются как субстраты и минерализуются в ходе ß-кетоадипинатного пути, широко распространенного среди почвенных микроорганизмов (Harwood and Parales, 1996; Shaw et al., 2006). Конечные продукты распада в ходе микробной деградации будут зависеть от структуры флавоноида. Для бактерий, расщепляющих A-кольцо, при наличии гидроксилыюй группы в положении 5, конечным продуктом будет резорцин, в случае наличия двух гидроксиль-ных групп в положениях 5 и 7, конечным продуктом будет флороглюцинол (Cooper, 2004).

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Каневский, Матвей Владимирович, 2014 год

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ ИСТОЧНИКОВ

1. Блажей А., Шутый Л. Фенольные соединения растительного происхождения. - М.:Мир. - 1977. - 239 с.

2. Бойко A.C. Структурные особенности липополисахаридов азо-спирилл в связи с их участием в коммуникации микроорганизмов в ризосфере: Дис. канд. биол. наук. - Саратов, 2009. - 129 с.

3. Бойко A.C., Смолькина О.Н., Федоненко Ю.П., Здоровенко Э.Л., Качала В.В., Коннова С.А., Игнатов В.В. Особенности структуры О-полисахаридов азоспирилл серогруппы I // Микробиология. - 2010. - Т. 79, № 2.-С. 219-227.

4. Бурыгин Г.Л., Широков A.A., Шелудько A.B., Кацы Е.И., Щего-лев С.Ю., Матора Л.Ю. Выявление чехла на поверхности полярного жгутика Azospirillum brasilense // Микробиология. - 2007. - Т. 76, № 6. - С. 822-829.

5. Валиева А.И., Абдрахимова Й.Р. Вторичные метаболиты растений: физиологические и биохимические аспекты (Часть Фенольные соединения): Учебно-методическое пособие - Казань: Казанский Федеральный университет, 2010. - 40 с.

6. Вестфаль О., Янн К. Бактериальные липополисахариды // Методы химии углеводов/Ред. Н.К. Кочетков. - М.: Мир, 1967. - С. 325-332.

7. Гордон А., Форд Р. Спутник химика. - М.: Мир, 1976. - 541 с.

8. Гулий О.И., Антонюк Л.П., Игнатов В.В., Игнатов О.В. Динамика изменений электрофизических свойств клеток Azospirillum brasilense Sp7 при их связывании с агглютинином зародыша пшеницы // Микробиология. -2008. - Т. 77, № 6. - С. 782-787.

9. Егоренкова И.В., Коннова С.А., Скворцов И.М., Игнатов В.В. Исследование начальных этапов взаимодействия бактерий Azospirillum brasilense с корнями проростков пшеницы: адсорбции, деформации корневых волосков // Микробиология. - 2000. - Т. 69, № 1. - С. 120-126.

10. Егоренкова И.В., Коннова С.А., Федоненко Ю.П., Дыкман Л. А., Игнатов В.В. Роль полисахарндсодержащих компонентов капсулы Azospiril-lum brasilense в адсорбции бактерий на корнях проростков пшеницы // Микробиология. - 2001. - Т. 70, № 1. - С. 45-50.

11. Запрометов М.Н. Фенольные соединения: распространение, метаболизм и функции в растениях. - М.: Наука, 1993. - 272 с.

12. Захарова И .Я., Косенко JI.B. Методы изучения микробных полисахаридов. - Киев: Наукова думка, 1983. - 192 с.

13. Здоровенко Г.М. Внеклеточный липополисахарид грамотрица-тельных бактерий // Микробиол. журн. - 1988. - Т. 50, № 4. - С. 98-107.

14. Здоровенко Г.М., Веремейченко С.М., Киприанова Е.А. Сравнительный анализ льдообразующих свойств клеток и липополисахаридов бактерий рода Pseudomonas II Микробиология. - 2004. - Т. 73, № 4. - С. 504-510.

15. Здоровенко Г.М., Здоровенко Э.Л., Варбанец Л.Д. Особенности состава, строения и биологические свойства липополисахаридов различных штаммов Pseudomonas syringae pv. atrofaciens II Микробиология. — 2007. -Т. 76, № 6. - С. 774-789.

16. Иванов В.П. Растительные выделения и их значение в жизни фи-тоценозов. - М.: Наука, 1973. - 294 с.

17. Игнатов В.В., Коннова О.Н., Бойко A.C., Фомина A.A., Федоненко Ю.П., Коннова С.А. Характеристика состава жирных кислот липидов А липополисахаридов бактерий рода Azospirillum И Известия Саратовского университета Сер. Химия. Биология. Экология - 2009 - Т. 9., вып. 1 - С.36-41.

18. Карпунина Л.В., Мельникова У.Ю., Суслова Ю.В. Бактерицидные свойства лектинов азотфиксирующих бацилл // Микробиология - 2003. -Т. 72, №3.-С. 343-347.

19. Коннова О.Н., Бойко A.C., Бурыгин Г.Л., Федоненко Ю.П., Мато-ра Л.Ю., Коннова С.А., Игнатов В.В. Химические и серологические исследо-

вания липополисахаридов бактерий рода Azospirillum II Микробиология. -2008. - Т. 77, № 3. - С. 350-357.

20. Коннова С.А., Макаров O.E., Скворцов И.М., Игнатов В.В. Экзо-полисахариды бактерий рода Azospirillum brasilense Sp245 и Spl07 // Микро-биол. журн. - 1992. - Т. 54, № 1. - С. 31-42.

21. Коннова С.А., Брыкова О.С., Сачкова О.А, Егоренкова И.В., Игнатов В.В. Исследование защитной роли полисахаридсодержащих компонентов капсулы бактерий Azospirillum brasilense И Микробиология. — 2001. -Т. 70, № 4. - С. 503-508.

22. Коннова С.А., Федоненко Ю.П., Макаров O.E., Игнатов В.В. Исследование влияния условий выращивания бактерий Azospirillum brasilense на состав внеклеточных полисахаридсодержащих материалов // Изв. РАН сер. биол. - 2003. - № 4. - С. 430-437.

23. Коннова С.А., Федоненко Ю.П., Игнатов В.В. Структура и функции гликополимеров поверхности азоспирилл глава // Молекулярные механизмы взаимодействия ассоциативных микроорганизмов с растениями / отв. ред. В.В. Игнатов; Ин-т биохимии и физиологии растений и микроорганизмов. - М.: Наука, 2005. - С. 46-69.

24. Корулькин Д.Ю., Абилов Ж.А., Музычкина P.A., Толстяков Г.А. Природные флавоноиды - Новосибирск: Академическое изд-во "Гео", 2007. -232 с.

25. Костюк В.А., Потапович А.И. Биорадикалы и биоантиоксиданты -Мн.: БГУ, 2004.- 179 с.

26. Красикова И.Н., Соловьева Т.Ф., Оводов Ю.С. Структура и свойства липида А - компонента эндотоксинов грамотрицательных бактерий // Химия природных соединений. - 1989. -№ 5. - С. 601-616.

27. Красилышкова JT. А., Авксентьева О. А., Жмурко В. В. Биохимия растений Ростов н/Д: «Феникс», Харьков: Торсинг. - 2004. - 224 с.

28. Кулышш В.А., Яковлев А.П., Аваева С.Н., Дмитриев Б.А. Улучшенный метод выделения полисахаридов из грамотрицательных бактерий // Мол. генетика, микробиология, вирусология. - 1987. - № 5. - С. 44-46.

29. Куркин В.А., Акушская A.C., Авдеева Е.В., Вельмяйкина Е.И., Даева Е.Д., Каденцев В.И. Флавоноиды травы эхинацеи пурпурной // Химия растительного сырья. - 2010. - № 4. - С. 87-89.

30. Лакин Г.Ф. Биометрия. - М.: Высшая школа, 1980. - 293 с.

31. Лесовая Ж.С., Писарев Д.И., Новиков О.О., Романова Т.А. Разработка методики количественного определения флавоноидов в траве манжетки обыкновенной Alchemila vulgaris II Химия растительного сырья. - 2005. -№ 1. - С. 85-88.

32. Ломбоева С.С., Олейников Д.Н., Танхаева Л.М. Фармакогности-ческое исследование надземной части ортилии однобокой (Orthilia secunda (L.) House) I ! Химия растительного сырья. - 2010. - № 1. - С. 109-114.

33. Макарова Л.Е., Латышева С.Е., Путилина Т.Е. Влияние феноль-ных соединений, выделяемых в темноте корнями гороха, на размножение Rhizobium II Прикладная биохимия и микробиология. - 2007. - Т. 43, № 4. -С. 479-485.

34. Мальцева H.H., Волкогон В.В. Азотфиксирующая бактерия Azospirillum lipoferum (Beijerinck) в почве, ризосфере и рнзоплане сельскохозяйственных растений // Микробиол. жури. - 1984. - Т. 46, № 1. - С. 6-8.

35. Мартынов A.M. Состав и содержание полифенольных соединений в надземной части фиалки песчаной // Сибирский медицинский журнал. -2011.-№2.-С. 117-119.

36. Матора Л.Ю., Щеголев С.Ю. Антигенная идентичность капсуль-ных полисахаридов, экзополисахаридов и О-специфических полисахаридов в Azospirillum brasilense II Микробиология. - 2002. - T. 71, № 2. - С. 211-214.

37. Мирошников А.И., Фомченков В.М., Иванов А.Ю. Электрофизический анализ и разделение клеток - М.: Наука, 1986. - 185 с.

38. Мурас В.А., Варбанец Л.Д., Житкевич Н.В. Липополисахариды S-и R-форм Pseudomonas syringae pv. phaseolicola И Микробиол. жури. - 1987. -Т. 49, №4.-С. 9-11.

39. Новикова Т.Н., Сидорова К.К. Некоторые аспекты катаболизма фенольных соединений у линий гороха с различной активностью симбиоза // Сибирский экологический журнал. - 2007. - № 3. - С. 495-498.

40. Овцына А.О., Тихонович И.А. Структура, функции и возможность практического применения сигнальных молекул, инициирующих развитие бобово-ризобиального симбиоза // Экологическая генетика. - 2004. -Т. 2, № 3. - С. 14-24.

41. Позднякова Л.И., Каневская C.B., Леванова Г.Ф., Барышева H.H., Пилипенко Т.Ю., Богатырев В.А., Федорова Л.С. Таксономическое изучение азоспирилл, выделенных из злаков Саратовской области // Микробиология. -1988. - Т. 57, № 2. - С. 275-278.

42. Руководство к практическим занятиям по микробиологии / Ред. Н.С. Егоров. - М.:Изд-во, 1983. - С.115-116.

43. Сигида E.H. Структурная гетерогенность липополисахаридов бактерий рода Azospirillum серогруппы II: Дис. канд. биол. наук. - Саратов, 2014.- 123 с.

44. Сигида E.H., Федоненко Ю.П., Здоровенко Э.Л., Бурыгин Г.Л., Коннова С.А., Игнатов В.В. Характеристика липополисахаридов бактерий рода Azospirillum, отнесенных к серогруппе II // Микробиология. - 2014. - Т. 83,№4.-С. 416-425.

45. Сибгатуллина Г.В., Хаертдинова Л.Р., Гумерова Е.А., Акулов А.Н., Костюкова Ю.А., Никонорова H.A., Румянцева Н.И. Методы определения редокс-статуса культивируемых клеток растений: учебно-методическое пособие. Казань: Казанский Федеральный университет. - 2011. - 61 с.

46. Скоупс Р. Методы очистки белков. - М.: Мир, 1985. - 345 с.

47. Смолькина О.Н., Бурыгин Г.Л., Федоненко Ю.П., Качала В.В., Здоровенко Э.Л., Матора Л.Ю., Коннова С.А., Игнатов В.В. Капсульный по-

лисахарид бактерий Azospirillam lipoferum Sp59b: структура, антигенная специфичность // Биохимия. - 2010. - Т. 75, вып. 5. - С. 707-716.

48. Rhizobiaceae. Молекулярная биология бактерий взаимодействующих с растениями / Ред. Г. Спайнк, А. Кондороши, П. Хукас. Рус. перевод И.А. Тихоновича, H.A. Проворова. Санкт-Петербург, 2002. - 567 с.

49. Тихонович H.A., Проворов H.A. Кооперация растений и микроорганизмов: новые подходы к конструированию экологически устойчивых аг-росистем // Успехи соврем, биологии. - 2007. - Т. 127, № 4. - С. 339-357.

50. Федоненко Ю.П., Егоренкова И.В., Затонский Г.В., Коннова С.А., Здоровенко Э.Л., Игнатов В.В. Участие липополисахаридов азоспирилл во взаимодействии с поверхностью корней пшеницы // Микробиология. — 2001. -Т. 70, №3.-С. 384-390.

51. Федоненко Ю.П., Здоровенко Э.Л., Коннова С.А., Игнатов В.В., Шляхтин Г.В. Сравнительная характеристика липополисахаридов и О-специфических полисахаридов Azospirillum brasilense Sp245 и его омегон-Km мутантов КМ018 и КМ252 // Микробиология. - 2004. - Т.73, № 2. - С. 180187.

52. Федоненко Ю.П., Борисов И.В., Коннова О.Н., Здоровенко Э.Л., Кацы Е.И., Коннова С.А., Игнатов В.В. Установление строения повторяющегося звена О-специфического полисахарида Azospirillum brasilense SR75 и гомология lps-локусов в плазмидах Azospirillum brasilense штаммов SR75 и Sp245 // Микробиология. - 2005. - Т. 75, № 5. - С. 626-632.

53. Федоненко Ю.П., Кацы Е.И., Петрова Л.П., Бойко A.C., Здоровенко Э.Л., Качала В.В., Шашков A.C., Книрель Ю.А. Структура О-полисахарида мутантного штамма азотфиксирующих ризобактерий Azospirillum brasilense Sp245 с измененным плазмидным составом // Биоорганическая химия. - 2010. - Т. 74, № 2. - С. 236-240.

54. Федоненко Ю.П., Бойко A.C., Здоровенко Э.Л., Коннова С.А., Шашков A.C., Игнатов В.В., Книрель Ю.А. Структурные особенности О-

специфических полисахаридов бактерий Azospirillwn серогруппы III // Биохимия. - 2011. -1.1 в, вып 7. - С. 976-982.

55. Филипьечева Ю.А. Эколого-физиологические и серологические свойства бактерий рода Azospirillwn различных растительно-бактериальных сообществ: Дис. канд. биол. наук. - Саратов, 2011. - 142 с.

56. Шарова О.В., Куркин В.А. Флавоноиды цветков календулы лекарственной // Химия растительного сырья. - 2007. - № 1. - С. 65-68.

57. Шиляева О.Н., Яковлева З.М. Распространение азоспирилл в почвах Сибири // Микробиология. - 1988. - Т. 57, № 2. - С. 284-287.

58. Ягольник Е.А., Махмутов Б.Б., Тараховский Ю.С., Музафаров Е.Н., Алексеева О.М., Ким Ю.А. Влияние комплекса кверцетин-железо на фосфолигшдные мембраны // Известия Тульского государственного университета- 2010. - Вып. 2. - С. 289-299.

59. Alexander С., Reitchel Е.Т. Bacterial polysaccharides and innate immunity // J. Endotoxin Res. - 2001. - V. 7, № 3. - P. 167-198.

60. Andersen Q.M., Markham K.R. Flavonoids: chemistry, biochemistry, and applications. - CRC Press, 2006. - 1198 p.

61. Assasmann S.M. Electrifuing symbiosis // PNAS. 1995. - V. 92. - P. 1795-1796.

62. Badri V.D., Weir T.L., Leile D., Vivanco J.M. Rhizosphere chemical dialogues: plant-microbe interactions // Curr. Opin. Biotechnol. - 2009. - V. 20. -P. 642-650.

63. Bais P.H., Weir T.L., Perry L.G., Gilroy S., Vivanco J.M. The role of root exudates in rhizosphere interactions with plants and other organisms // Annu. Rev. Plant Biol. - 2006. - V. 57. - P. 233-66.

64. Baker M.E. Flavonoids as hormones — a perspective from an analysis of molecular fossils // Adv. Exp. Med. Biol. - 1998. - V. 439. - P. 249-267.

65. Baldani V.L.D., Dobereiner J. Host-plant specificity in the interaction of cereals with Azospirillum spp. // Soil Biol. Biochem. - 1980. - V. 12. - P. 433439.

66. Baldani V.L.D., Baldani J.I., Döbereiner J. Effect of Azospirillum inoculation on root infection and nitrogen incorporation in wheat // Can. J. Microbiol. - 1983. V. 29. - P. 924-929.

67. Bashan Y., Levanovy H. Adsorption of the rhizosphere bacterium Azospirillum brasilense Cd to soil, sand and peat particles // J. Gen. Microbiol. -1988. - V. 134. - P. 1811-1820.

68. Bashan Y., Holguin G., de-Bashan L.E. Azospirillum — plant relationships: environmental and physiological advances (1990-1996) // Can. J. Microbiol. - 1997.-V. 43.-P. 103-121.

69. Bashan Y., Holguin G., de-Bashan L.E. Azospirillum - plant relationships: environmental and physiological advances (1997-2003) // Can. J. Microbiol. -2004. - V. 50.-P. 521-577.

70. Bayliss C., Canny M.J., McCukky M.E. Retention in situ and spectral analysis of fluorescent vacuole components in sections of plant tissue // Biotech. Histohem.- 1997.-V. 72.-P. 123-128.

71. Becking J.H. Fixation of molecular nitrogen by an aerobic Vibrio or Spirillum II J. Microbiol. Serol. - 1963. - V. 29. - P. 326.

72. Begum A.A., Leibovitch S., Migner P., Zhang F. Inoculation of pea {Pisum sativum L.) by Rhizobium leguminosarum bv. viceae preincubated with naringenin and hesperetin or application of naringenin and hesperetin directly into soil increased pea nodulation under short season conditions // Plant Soil. - 2001. -V. 237.-P. 71-80.

73. Bejerinck M.W. Über ein Spirillum, welches freien Stickstoff binden kann II Zentralbl. Bacteriol. Parasitenkd. Infectionkr. Hyg. Abt. - 1925. - Bd. 63. -S. 353-359.

74. Belyakov A.Y., Buiygin G.L., Arbatsky N.P., Shashkov A.S., Se-livanov N.Y., Matora L.Y., Knirel Y.A., Shchyogolev S.Y. Identification of an O-linked repetitive glycan chain of the polar flagellum flagellin of Azospirillum brasilense Sp7 // Carbohydr Res. - 2012. - V. 361. - P. 127-132.

75. Berenblum I., Chain E. An improved method for the colorimetric determination of phosphate // Biochem. J. - 1938. - V. 32. - P. 295-298.

76. Bergey's manual of Systematic Bacteriology / Ed. Noel. R. Krieg, J.G. Holt. - Baltimore and London: Williams, Wilkins, - 1984. - V. 1. - 964 p.

77. Berhow M.A., Vaugn S.F. Allelochemicals isolated from tissues of the invasive weed garlic mustard {Alliariapetiolata) // J. Chem. Ecol. - 1999. - V. 25. - P. 2495-2504.

78. Bertani G. Studies on lysogenesis. The mode of phage liberation by lysogenic Escherichia coli II J. Bacteriol. - 1951. - V. 62. - P. 293-300.

79. Bertin C., Yang X., Weston L. The role of root exudates and allelochemicals in the rhizosphere // Plant Soil. - 2003. - V. 256. - P. 67-83.

80. Bloom H., Beier H., Gross H.S. Improved silver staining of plant proteins, RNA and DNA in polyaciylamide gels // Electrophoresis. - 1987. — V. 8. -P. 93-99.

81. Boyko A.S., Konnova S.A., Fedonenko Yu.P., Zdorovenko E.L., Smol'kina O.N., Kachala V.V., Ignatov V.V. Structural and functional peculiarities of the lipopolysaccharide of Azospirillum brasilense SR55, isolated from the roots of Triticum durum II Microbiol. Res. - 2011. - V. 166. - P.585-593.

82. Bredford M. A rapid and sensitive method for protein unitizing the principe of protein-dye binding // Anal. Biochem. - 1976. - V. 72. - P. 248-254.

83. Broughton W.J., Hanin M., Relic B., Kopcinska J., Golinowski W., Simsek S., Ojanen-Reuhs T., Reuhs B., Marie C., Kobayashi H., Bordogna B., Le Quere A., Jabbouri S., Fellay R., Perret X., Deakin W.J. Flavonoid-inducible modifications to rhamnan O antigens are necessary for Rhizobium sp. strain NGR234-legume symbioses II J. Bacteriol. - 2006. - V. 88. - P. 3654-3663.

84. Buer S.C., Imin N., Djorjevic M.A. Flavonoids: new roles for old molecules II J. Integr. Plant Biol. - 2010. - V. 52. - P. 98-111.

85. Bunin V.D., Voloshin A.G. Determination of cell structures, elecro-physical parameters, and cell population heterogeneity // J. Colloid Interface Sci. -1996.-V. 180.-P. 122-126.

86. Calzuola I., Marsili V., Gianfranceschi G.L. Synthesis of antioxidants in wheat sprouts // J. Agric. Food Chem. - 2004. - V. 52, №16. - P. 5201-5206.

87. Carlson R.W., Kalembasa S., Tirowski D., Paehori P., Noel K.D. Characterization of the lipopolysaccharide from a Rhizobium phaseoli mutant, that is defective in infection thread development // J. Bacteriol. - 1987. - V. 169. -P.4923-4928.

88. Caroff M., Karibian D. Structure of bacterial lipopolysaccharides // Carbohydr. Res. - 2003. - V. 338. - P. 2431-2447.

89. Cesco S., Mimmo T., Tonon G., Tomasi N., Pinton R., Terzano R., Neumann G., Weisskopf L., Renella G., Landi L., Nannipiery P. Plant-borne fla-vonoids released into the rhizosphere: impact on soil bio-activities related to plant nutrition // Biol. Fertil. Soils. - 2012. - V. 48. - P. 123-149.

90. Chamam A., Sanguin H., Bellvert F., Meiffren G., Comte G., Wisnewski-Dye F., Bertrand C., Prigent-Combaret C. Plant secondary metabolite profiling evidences strain-dependent effect in the Azospirillum-Oryza sativa association // Phytochem. - 2013. - V. 87. - P. 65-77.

91. Chebil L., Humeau C., Anthoni J., Dehez F., Engasser J., Ghoul M., Solubility of flavonoids in organic solvents // J. Chem. - 2007. - V. 52 - P. 15521556.

92. Chen K.T., Geddes W.F. Studies on wheat pigments // M.Sc. Thesis, University of Minnesota, St. Paul, MN. - 1945.

93. Choma A., Russa R., Lorkiewicz Z. Chemical composition of lipopolysaccharide from Azospirillum lipoferum II FEMS Microbiol. Lett. - 1984. -V. 22. - P. 245-248.

94. Choma A., Russa R., Mayer H., Lorkiewicz Z. Chemical analysis of Azospirillum lipopolysaccharides // Arch. Microbiol. - 1987. - V. 146. — P. 341345.

95. Choma A., Komaniecka I. Characterization of a novel lipid A structure isolated from Azospirillum lipoferum lipopolysaccharide // Carbohydr. Res. -2008. - V. 343. - P. 799-804.

96. Choma A., Komaniecka I., Sowinski P. Revised structure of the repeating unit of the O-specific polysaccharide from Azospirillum lipoferum strain SpBrl7 // Carbohydr. Res. - 2009. - V. 344. - P. 936-939.

97. Cooper J.E. Multiple responses of rhizobia to flavonoids during legume root infection // Adv. Bot. Res. - 2004 - V. 41. - P. 1-62.

98. Croes C.L., Moens S., Van Bastelaere E., Vanderleyden J., Michiels K.W. The polar flagellum mediates Azospirillum brasilense adsorption to wheat roots // J. Gen. Microbiol. - 1993. - V. 139. - P. 2261-2266.

99. Del Gallo M., Haegi A. Characterization and quantification of exocel-lular polysaccharides of Azospirillum brasilense and Azospirillum lipoferum II Symbiosis. - 1990. - V. 9. - P. 155-161.

100. Denarie J., Debelle F., Rosenberg C. Signaling and host range variation in nodulation // Ann. Rev. Microbiol. - 1992. - V. 46. - P. 497-531.

101. D'Haeze W., Leoff C., Freshour G., Noel K.D., Carlson R.W. Rhizo-bium etli CE3 bacteroid lipopolysacherides are structurally similar, but not identical to those, produced by cultured CE3 bacteria // J. Biol. Chem. - 2007. - V. 282. -P. 17101-17113.

102. Dietrych-Szostak D., Oleszek, W. Effect of processing on the flavonoid content in buckwheat (Fagopyrum esculentum Moench) grain // J. Agric. Food Chem. - 1999. - V. 47. - P. 4384-4387.

103. Dixon R.A. Natural products and plant disease resistance // Nature. -2001.-V. 411.-P. 843-847.

104. Dobereiner J., Day J.M. Associative symbiosis in tropical grasses: characterization of microorganisms and dinitrogen-fixing sites // Proc. I Intern. Symp. Nitrogen Fixat / Ed. W. E. Newton, C. J. Nyman. - Washington. - 1976. -P. 518-537.

105. Dubois M., Gilles K.A., Hamilton J.K., Rebers P.A., Smith F. Colori-metric method for determination of sugars and related substances // Anal. Chem. -1956.-V. 28.-P. 350-356.

106. Dueli D.M., Noel. K.D. Compounds exuded by Phaseolus vulgaris that induce a modification of Rhizobium etli lipopolysaccharide // Mol. Plant-Microbe Interact. - 1997. - V. 10. - P. 903-910.

107. Duelli D.M., Tobin A., Box J.M., Kolli V.S., Carlson R.W., Noel K.D. Genetic locus required for antigenic maturation of Rhizobium etli CE3 lipopolysaccharide//J. Bacteriol. -2001. - V. 183.-P. 6054-6064.

108. Dufrene Y.E., Rouxhet P.C. Surface composition, surface properties and adhesiveness of Azospirillum brasilense - variation during growth // Can. J. Microbiol. - 1996. - V. 42. - P. 548-556.

109. Dunn M.F., Pueppke S.G., Krishnan H.B. The nod gene, inducer genistein alters the composition and molecular mass distribution of extracellular polysaccharides produced by Rhizobium fredii USDA193 // FEMS Microbiol. Lett. - 1992.-V. 97.-P. 107-112.

110. Eckert B., Weber O.B., Kirchof G., Halbritter A., Stoffels M., Hartman A. Azospirillum doebereinerae sp. nov., a diazotrophic bacterium associated with Miscanthus sinesis 'giganteus' // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. - 2001. -V. 51.-P. 17-26.

111. Enkerli J., Bhatt G., Covert S.F. Maackiain detoxification contributes to the virulence of Nectria haematococca MP VI on chickpea // Mol. Plant-Microbe Interact. - 1998. - V. 11. - P. 317-326.

112. Fahraeus G. The infection of clover root hairs by nodule bacteria studied by a simple glass slide technique // J. Gen. Microbiol. - 1957. - V. 16. — P. 374-381.

113. Fedonenko Yu.P. Zatonsky G.V., Konnova S.A., Zdorovenko E.L., Ignatov V.V. Structure of O-specific polysaccharide of the lipopolysaccharide of Azospirillum brasilense Sp245 // Carbohydr. Res. - 2002. - V. 337. - P. 869-872.

114. Fedonenko Y.P., Konnova O.N., Zatonsky G.V., Shashkov A.S., Konnova S.A., Zdorovenko E.L., Ignatov V.V., Knirel Y.A. Structure of the O-polysaccharide of the lipopolysaccharide of Azospirillum irakense KBC1 // Carbohydr. Res.-2004.-V. 339.-P. 1813-1816.

115. Fedonenko Yu.P., Konnova O.N., Zatonsky G.V., Konnova S.A., Kocharova N.A., Zdorovenko E.L., Ignatov V.V. Structure of the O-polysaccharide from the Azospirillum lipoferum Sp59b lipopolysaccharide // Car-bohydr. Res. - 2005. - V. 340. - P. 1259-1263.

116. Fedonenko Y.P., Konnova O.N., Zdorovenko E.L., Konnova S.A, Zatonsky G.V., Shaskov A.S., Ignatov V.V., Knirel Y.A. Structural analysis of the O-polysaccharide from the lipopolysaccharide of Azospirillum brasilense S17 // Car-bohydr. Res. - 2008a. - V. 343. - P. 810-816.

117. Fedonenko Y.P., Zdorovenko E.L., Konnova S.A., Kachala V.V., Ignatov V.V. Structural analysis of the O-antigen of the lipopolysaccharide from Azospirillum lipoferum SR65 // Carbohydr Res. - 2008b. - V. 343. - P. 28412844.

118. Fischer S.E., Miguel M.J., Morri G.B. Effect of root exudates on the polysaccharide composition and the lipopolysaccharide profile of Azospirillum brasilense Cd under saline stress // FEMS Microbiol. Lett. - 2003. - V. 219. -P. 53-62.

119. Formica J.V., Regelson W. Review of the biology of quercetin and related bioflavonoids // Food Chem. Toxicol. - 1995. - V. 33. - P. 1061-1080.

120. Fraysse N., Jabbouri S., Treilhou M., Couderc F., Poinsot V. Symbiotic conditions induce structural modifications of Sinorhizobium sp. NGR234 surface polysaccharides // Glycobiology. - 2002. - V. 12. - P. 741-748.

121. Fraysse N., Couderc F., Poinsot V. Surface polysaccharides involvement in establishing the rhizobium-legume symbiosis // Eur. J. Biochem. - 2003. -V. 270.-P. 1365-1380.

122. Gallet C., Keller C. Phenolic composition of soil solutions: comparative study of lysimeter and centrifuge waters // Soil Biol. Biochem. - 1999. -V.31.-P. 1151-1160.

123. Gaur D., Galbraith L., Wilkinson S.G. Structural characterization of a rhamnan and a fucorhamnan, both present in the lipopolysaccharide of Burkhold-

eria vietnamiensis strain LMG 10926 // Eur. J. Biochem. - 1998. - V. 258. - P. 670-696.

124. Grotewold E. The Science of flavonoids. - Springer, 2006. - 274 p.

125. Hartwig U.A, Phillips D.A. Release and modification of nod gene-inducing flavonoids from alfalfa seeds // Plant Physiol. - 1991. - V. 95. - P. 804807.

126. Harwood C.S., Parales R.E. The beta-ketoadipate pathway and the biology of self-identity // Annu. Rev. Microbiol. - 1996. - V. 50. - P. 553-590.

127. Hassan S., Mathesius U. The role of flavonoids in root-rhizosphere signalling: opportunities and challenges for improving plant-microbe interactions // J. Exp. Bot. - 2012. - V.63. - P. 3429-3444.

128. Higgins V.J. The effect of some pterocarpanoid phytoalexins on germ tube elongation of Stemphylium botryosum II Phytopathol. - 1978. - V. 78. - P. 339-345.

129. Hirsch A.M., Lum M.R., Downie J.A. What makes the rhizobia legume symbiosis so special? // Plant Physyol. - 2001. - V. 127. - P. 1484-1492.

130. Hitchcock P.J., Brown T.M. Morphological heterogeneity among Salmonella lipopolysaccharide chemotypes in silver-stained polyacrilamide gels // J. Bacteriol. 1983.-V. 154.-P. 269-277.

131. Hoist O. The structures of core regions from enterobacterial lipopoly-saccharides - an update // FEMS Microbiol. Lett. - 2007. - V. 271. - P. 3-11.

132. Huang Z., Dostal R., Rosazza J.P.N. Microbial transformations of fer-ulic acid by Saccharomyces cerevisiae and Pseudomonas fluorescens II Appl. Environ. Microbiol. - 1993. - V. 59. - P. 2244-2250.

133. Ignatov V., Stadnik G., Iosipenko O., Selivanov N., Iosipenko A., Sergeeva E. Interaction between partners in association "Wheat-Azospirillum brasilense Sp245" // In: Azospirillum IV and Related Microorganisms // Eds. I. Fendrik., M. Del Gallo, M de Zamoroczy, J. Vanderleyden. - Springer-Verlag, Berlin, 1995.-P. 271-278.

134. Ioset R.J., Urbaniak B., Njoko-Ioset K., Wirth K., Martin F., Gruissem W., Hostettman K., Sautter C. Flavonoid profiling among wild type and related GM wheat varieties // Plant Mol. Biol. - 2007. - V. 65. - P. 645-654.

135. Kannenberg E.L., Carlson R.W. Lipid A and O-chain modifications cause Rhizobium lipopolysaccharides to become hydrophobic during bacteroid development // Mol. Microbiol. - 2001. - V. 39. - P. 379-391.

136. Karkhanis D., Zeltner Y., Jackson J., Carlo J. A new improved micro-assay to determine 2-keto-2-dezoxyoctonate in lipopysaccharide of gram-negative bacteria//Anal. Biochem. - 1978.-V. 85.-P. 595-601.

137. Khammas K.M., Ageron E., Grimont P.A.D., Keiser P. Azospirillum irakense sp. nov., a nitrogen-fixing bacterium associated with rice roots and rhizo-sphere soil // Res. Microbiol. - 1989. - V. 140. - P. 679-693.

138. Kirchhov G., Schlotter M., Assmus B., Hartman A. Molecular microbial ecology approaches to diazotrophs associated with non-legumes // Soil. Biol. Biochem. - 1997. - V. 29. - P. 853-862.

139. Koes E.R., Quattrocchio F., Mol N.M.J. The flavonoid biosynthetic pathway in plants: function and evolution // BioEssays. - 1994. - V. 16. - P. 123132.

140. Koes R., Verweij W., and Quattrocchio F. Flavonoids: a colorful model for the regulation and evolution of biochemical pathways // Trends Plant Sci. - 2005. - V. 10. - P. 236-242.

141. Kong C. H., Zhao H., Xu X. H., Wang P., and Gu Y. Activity and Allelopathy of soil of flavone O-glycosides from rice // J. Agric. Food Chem. - 2007. -V. 55.-P. 6007-6012.

142. Konnova S.A., Skvortsov I.M., Makarov O.E., Ignatov V.V. Characteristics of polysaccharide complexes produced by Azospirillum brasilense and of the polysaccharides derived from them // Microbiology. - 1994. - V. 63. -P. 1020-1030.

143. Kosenko L.V., Zatovska T.V. Interconnection of biochemical and functional of lipopolysaccharides from Rhizobium leguminosarum bv. viviae II Curr. Plant. Sci. Biotech. Agricult. - 1995. - V. 27. - P.698.

144. Kosslak R., Bookland R., Barkei J., Paaren H., Appelbaum E. Induction of Bradyrhizobium japonicaum common nod genes by isoflavones isolated from Glycine max IIPNAS. - 1987. - V. 84. - P. 7428-7432.

145. Kremer J.R., Ben-Hammouda M. Allelopathic Plants. Barley (Horde-urn vulgare L) // Allelopathy J. - 2009. - V. 24. - P. 225-242.

146. Lamn R.B., Neyra C.A. Characterization and cyst production of azospirilla isolated from selected grasses growing in New Jersey and New York // Can. J. Microbiol. - 1981. - V. 27. - P. 1320-1325.

147. Lavrinenko K., Chernousova E., Gridneva E., Dubinina G., Akimov V., Kuever J., Lysenko A., Grabovich N. Azospirillum thiophilum sp. nov., a dia-zotrophic bacterium isolated from a sulfide spring // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. -2010. - V. 60. - P. 2832-2837.

148. Lawson C.G.R., Rolfe B.G., Djordjevic M.A. Rhizobium inoculation induces condition dependent changes in the flavonoid composition of root exudates from Trifolium subterraneum II Aust. J. Plant Physiol. - 1996. - V. 23. - P. 93101.

149. Le Que're A.J., Deakin W.J., Schmeisser C., Carlson R.W., Streit W.R., Broughton W.J., Forsberg L.S. Structural characterization of a K-antigen capsular polysaccharide essential for normal symbiotic infection in Rhizobium sp. NGR234: deletion of the rkpMNO locus prevents synthesis of 5,7-diacetamido-3,5,7,9-tetradeoxy-non-2-ulosonic acid // J. Biol. Chem. - 2006. - V. 281. -P. 28981-28992.

150. Leive L., Shovlin V.K., Mergemhagen S.E. Physical, chemical and immunological properties of lipopolysaccharides released from Escherichia coli by ethylenaminetetraacetate // J. Biol. Chem. - 1968. - V. 243. - P. 6384-6391.

151. Lerouge P. Symbiotic host specificity between leguminous plants and rhizobia is determined by substituted and acylated glucosamine oligosaccharide signals // Glycobiology. - 1994. - V. 4. - P. 127-134.

152. Lerouge I., Vanderleyden J. O-antigen structural variation: mechanisms and possible roles in animal/plant-microbe interactions // FEMS Microbiol. Rev. - 2002. - V. 26. - P. 17-47.

153. Lin S.Y., Young C.C., Hupfer H., Siering C., Arun A.B., Chen W.M., Lai W.A., Shen F.T., Rekha P.D., Yassin A.F. Azospirillum picis sp. nov., isolated from discarded tar // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. - 2009. - V. 59. - P. 761-765.

154. Lin S.Y., Shen F.T., Young L.S., Zhu Z.L., Chen W.M., Young C.C. Azospirillum formosense sp. nov., a diazotroph from agricultural soil // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. - 2012. - V. 62. - 1185-1190.

155. Lin S.Y., Hameed A., Shen F.T., Liu Y.C., Hsu Y.H., Shanina M., Lai W.A., Young C.C. Description of Niveispirillwn fermenti gen. nov., sp. nov., isolated from a fermentor in Taiwan, transfer of Azospirillum irakense (1989) as Niveispirillwn irakense comb, nov., and reclassification of Azospirillum amazonense (1983) as Nitrospirillum amazonense gen. nov // Antonie Van Leeuwen-hoek. - 2014. - V. 105. - P. 1149-1162.

156. Lindahl M., Faris A., Wadstorm T., Hjerten S. A new test based on salting out to measure relative surface hydrophobicity of bacterial cells // Biochim. Biophys. Acta. - 1981. - V. 677. - P. 471 -476.

157. Lodhi M.A.K. Soil-plant phytotoxicity and its possible significance in pattering of herbaceous vegetation in a bottomland forest // Am. J. Bot. - 1975. -V. 62.-P. 618-622.

158. Lopez-de-Victoria G., Lovell C.R. Chemotaxis of Azospirillum Species to Aromatic Compounds // Appl. Env. Microbiol. - 1993. - Vol. 59. - P. 2951-2955.

159. Lugtenberg B.J.J., Dekkers L., Bloemberg G.V. Molecular determinants of rhizosphere colonization by Pseudomonas II Annu. Rev. Phytopathol. -2001.-V. 39.-P. 461-490.

160. Lynn D.G., Chang, M. Phenolic signals in cohabitation: implications for plant development // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. - 1990. - V. 41.-P. 497-526.

161. Makoi J.H.J.R., Ndakidemi P.A. Biological, ecological and agronomic significance of plant phenolic compounds in rhizosphere of the symbiotic legumes // Afric. J. Biotechnol. - 2007. - V. 6. - P. 1358-1368.

162. Magalhaes F.M., Baldani J.I., Souto S.M., Kuykendall J.R., Do-bereiner J. A new acid-tolerant Azospirillum species // An. Acad. Bras. Cienc. -1983.-V. 55.-P. 417-430.

163. Mathesius U., Bayliss C., Weinmann J.J., Schlaman H.R.M., Spaink H.P., Rolfe B.G., McCully M.E., Djordjevic M.A. Flavonoids synthesized in cortical cells during nodule initiation are early developmental markers in white clover // Mol. Plant Microbe Interact. - 1998. - V. 11. - P. 1223-1232.

164. Matora L., Solovova G., Serebrennikova O., Selivanov N., Shegolev S. Immunological properties of Azospirillum cell surface: the structure of carbohydrate antigens and evolution of their involvement in bacteria-plant contact interactions // Azospirillum VI and related microorganisms / Eds. Frendrik I. et al. -Springer-Verlag, Berlin, 1995. - P.377-382.

165. Matora L.Y., Serebrennikova O.B., Shchygolev S.Yu. Structural effects of the Azospirillum lipolysaccharides in cell suspensions // Biomacromole-cules. - 2001. - V. 2. - P.402-406.

166. Matus C., Daskalchuk T.E., Verma B., Puttick D., Chibbar R.N., Gray G.R., Perron C.E., Tyler R.T., Hucl P. Phenolic compounds contribute to dark bran pigmentation in hard white wheat // J. Agric. Food Chem. - 2008. - V. 56. - P. 1644-1653.

167. Mayer H., Tharanathan R.N., Weckesser J. Analysis of lipoplysaccha-rides of Gramnegative bacteria // Meth. Microbiol. - 1985. - V. 18. - P. 157-207.

168. McCarter L.L. Dual flagelas systems enable motility under different cicumstances // J. Mol. Microbiol. Biotechnol. - 2004. - V.7. - P. 18-29.

169. McMurrough I., Loughrey M.J., Hennigan G.P. Content of (+)-catechin and proanthocyanidins in barley and malt grain // J. Sei. Food Agric. — 1983.-V. 34.-P. 62-72.

170. Mehnaz S., Weselovski B., Lazarovits G. Azospirillum canadense sp. nov., a nitrogen-fixing bacterium isolated from corn rhizosphere // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. - 2007a. - V. 57. - P. 620-624.

171. Mehnaz S., Weselovski B., Lazarovits G. Azospirillum zeae sp. nov., a diazotrophic bacterium isolated from rhizosphere soil of Zea mays II Int. J. Syst. Evol. Microbiol. - 2007b. - V. 57. - P. 2805-2809.

172. Messina M.J. Legumes and soybeans: overview of their nutritional profiles and health effects // Am. J. Clin. Nutr. - 1999. - V. 70. - P. 439-450.

173. Michiels K.W., Crors C.L., Vanderleyden J. Two different modes of attachment of Azospirillum brasilense Sp7 to wheat roots // J. Gen. Microbiol. -1991. - V. 137. - P. 2241-2246.

174. Middleton E., Kandaswami C., Theoharides T.C. The effects of plant flavonoids on mammalian cells: implications for inflammation, heart disease and cancer // Pharmacol. Rev. - 2000. - V. 52. - P. 673-751.

175. Moens S., Michiels K., Keijers V., Van Leuven F., Vanderleyden J. Cloning, sequencing and phenotypic analysis of laß., encoding flagellin of the lateral flagella of Azospirillum brasilense Sp7 // J. Bacteriol. - 1995. - V. 177. — P. 5419-5429.

176. Molinaro A., Silipo A., Lazetta R., Newman M.A., Dow J.M., Parrilli M. Structural elucidation of the O-chain of the lipopolysaccharide from Xan-thomonas campestris strain 8004 // Carbohydr. Res. - 2003. - V. 233. - P. 277281.

177. Morgan J.A.W., Bending G.D., White P.J. Biological costs and benefits to plant-microbe interactions in the rhizosphere // J. Exp. Bot. - 2005. - V. 56. -P. 1729-1739.

178. Nagarajan T., Vanderleyden J., Tripathi A.K. Identification of salt stress inducible genes that control cell envelope related functions in Azospirillum brasilense Sp7 11 Mol. Genet. Genomics. - 2007. - V. 278. - P. 43-51.

179. Narbad A., Gasson M.J. Metabolism of ferulic acid via vanillin using a novel CoA-dependent pathway in a newly isolated strain of Pseudornonas fluorescein II Microbiology. - 1998. - V. 144. - P. 1397-1405.

180. Newman M.A., Dow J.M., Molinaro A., Parrilli M. Priming, induction and modulation of plant defence responses by bacterial lipopolysaccharides // J. Endotoxin Res. - 2007. - V. 13. - P. 69-82.

181. Noel K.D., Box J.M., Bonne V.J. 2-O-methylation of fucosyl residues of a rhizobial lipopolysaccharides is increased in response to host exudate and is eliminated in a symbiotically defective mutant // Appl. Environ. Microbiol. - 2004. -V. 70.-P. 1537-1544.

182. Nosko P., Bliss L.C., Cook F.D. The association of free-living nitrogen-fixing bacteria with plant roots of High Arctic graminous // Arc. Apl. Res. -1994.-V. 26.-P. 180-186.

183. Novak K., Chovanec P., Skrdleta V., Kropacova M., Lisa L., Nemco-va M. Effect of exogenous flavonoids on nodulation of pea (Pisum sativum L.) // J. Exp. Bot. -2002. - V. 53.-P. 1735-1745.

184. Oomah, B.D. and Mazza, G. Flavonoids and antioxidative activities in buckwheat // J. Agric. Food Chem. - 1996. - V. 44. - P, 1146-1150.

185. Pankhurst C.E., Craig A.S., Jones W.T. Effectiveness of Lotus cornic-ulatus root nodules // J. Exp. Bot. - 1979. - V. 30. - P. 1109-1118.

186. Parales E.R., Harwood S.C. Bacterial chemotaxis to pollutants and plant-derived aromatic molecules // Ecology and industrial microbiology. - 2002. -V. 5.-P. 266-273.

187. Peng G„ Wang H., Zhang G., Hou W., Liu Y., Wang E.T., Tan Z. Azospirillum melinis sp. nov., a group of diazotrophs isolated from tropical molasses grass // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. - 2006. - V. 56. - P. 1263-1271.

188. Peters N.K., Frost J.W., Long S.R. A plant flavone luteolin, induces expression of Rhizobium meliloti nodulation genes // Science. - 1986. — V. 233. — P. 977-980.

189. Peters N.K., Verma D.P.S Phenolic compounds as regulators of gene expression in plant-microbe interactions // Mol. Plant Microbe Interact. - 1990. -V. 3.-P. 4-8.

190. Phillips D.A., Joseph C.M., Hirsch P.R. Occurrence of flavonoids and nucleosides in agricultural soils // Appl. Environ. Microbiol. - 1997. - V. 63. - P. 4573-4577.

191. Pillai, B., Swarup S. Elucidation of the flavonoid catabolism pathway in Pseudomonas putida PML2 by comparative metabolic profiling // Appl. Environ. Microbiol.-2002.-V. 68.-P. 143-151.

192. Pollastri S., Tattini M. Flavonols: old compounds for old roles // Annals of Botany. - 2011. - V. 108.-P. 1225-1233.

193. Pothier J.F., Wisniewski-Dye F., Weiss-Gayet M., Moenne-Loccoz Y., Prigent-Combaret C. Promoter-trap identification of wheat seed extract induced genes in the plant-growth-promoting rhizobacterium Azospirillum brasilense Sp245 // Microbiology. - 2007. - V. 153. - P. 3608-3622.

194. Pyrog T.P. Biological functions of microbial exopolysacharides // Microbiol. Z. - 2001. - V. 63.-P. 80-101.

195. Rao J.R., Cooper J.E. Rhizobia catabolize nod gene-inducing flavonoids via C-ring fission mechanisms // J. Bacteriol. - 1994. - V. 176. - P. 54095413.

196. Rao J.R., Cooper J.E. Soybean nodulating rhizobia modify nod gene inducers daidzein and genistein to yield aromatic products that can influence gene-inducing activity // Mol. Plant Microbe Interact. - 1995. - V. 8. - P. 855-862.

197. Reinhold B., Ilurek T., Fendrik I., Pot B., Gillis M., Kesters K., Thielenmans S., De Ley J. Azospirillum halopraeferens sp. nov., a nitrogen-fixing organism associated with the roots of Kallar grass {Leptochloa fusca (L) Kunth) // Int. J. Syst. Bacteriol. - 1987. - V. 37. - P. 43-51.

198. Reitschel E.T., Wollenweber H.W., Zahringer U., Luderitz O. Lipid A, the lipid component of bacterial polysaccharides: relation of chemical structure to biological activity // Klin. Wochenschr. - 1982. - V.60. - P. 705-709.

199. Reuhs B.L., Kim J.S., Badge« A. and Carlson R.W. Production of cell-associated polysaccharides of Rhizobium fredii USDA205 is modulated by apigenin and host root extract // Mol. Plant Microbe Interact. - 1994. — V. 7. -P. 240-247.

200. Reuhs B.L., Relic B., Forsberg L.S., Corinne M., Ojanen-Reuhs T., Stephens S.B., Wong C.-H., Jabbouri S., Broughton W.J. Structural characterization of a flavonoid-inducible Pseudomonas aeruginosa A-band-like O-antigen of Rhizobium sp. strain NGR234, required for the formation of nitrogen-fixing nodules // J. Bacteriol. - 2005. - V. 187. - P. 6479-6487.

201. Rocha R.E.M., Baldani J.I., Dôbereiner J. Specificity of infection by Azospirillum spp. in plant with C4 photosynthetic pathway / Associative Nitrogen Fixation. - Boca Ration: CRC Près, 1981. - V. 2. - P. 67-69.

202. Sadasvian L., Neyra C.A. Cyst production and brown pigment formation in aging cultures of Azospirillum brasilense ATCC 29145 // J. Bacteriol. -1987.-V. 169.- 1670-1677.

203. Salunkhe, D.K., Jadhav, S.J., Kadam, S.S., Chavan, J.K. Chemical, biochemical, and biological significance of polyphenols in cereals and legumes // CRC Crit. Rev. Food Sci. Nutr. - 1982. - V. 17. - P. 277-305.

204. Sawadecker J.S., Sloneker J.H., Jeanes A. Quantative determination of monosaccharides as their alditol acetates by gas liquid chromatography // Anal. Chem. - 1965. - V. 37. - P. 1602-1603.

205. Schromm A.B., Brandenburg K., Loppnow H., Moran A.P., Koch M.H.J., Rietchel E.T.H., Seydel U. Biological activities of lipopolysaccharides are determined by the shape of their lipid A portion // Eur. J. Biochem. - 2000. -V. 267. - P.2008-2013.

206. Scotti M.R.M.M.L., Carvalho-Silva D.R., Vargas M.A.T., Neves M.C., Dôbereiner J. Changes in electrophoretic profiles of lipopolysaccharides

from competitive strains of Bradyrhizobium spp. induced by soybean roots // Journ. of Appl. Microbiol. - 1997. - V. 83. - P. 552-560.

207. Shahidi F., Nazck M. Phenolics in food and nutraceuticals. - CRC Press, 2006. - 565 p.

208. Shao Hui, He Xianzhi, Achnine Lahoucine, Blount Jack W. Crystal structures of a multifunctional triterpene/flavonoid glycosyltransferase from Medi-cago truncatula II Plant Cell. - 2005. - V. 17. - P. 3141-3154.

209. Shaw L.J., Morris P., Hooker E.J. Perception and modification of plant flavonoid signals by rhizosphere microorganisms // Environ. Microbiol. -2006.-V. 8.-P. 1867-1880.

210. Shaw L.J., Hooker ).E. The fate and toxicity of the flavonoids naringenin and formononetin in soil // Soil Biol. Biochem. - 2008. - V. 40. - P. 528-536.

211. Sigida E.N., Fedonenko Yu.P., Shashkov S.A., Zdorovenko E.L., Konnova S.A., Ignatov V.V., Knirel Yu.A. Structural studies of O-specific polesaccharide(s) from the lipopolysaccharide of Azospirillum brasilense type strain Sp7 // Carbohydr. Res. - 2013. - V. 380. - P.76-80.

212. Simsek S., Ojanen-Reuhs T., Marie C., Reuhs L.B. An apigenin-induced decrease in K-antigen production by Sinorhizobium sp. NGR234 is y4gM-and nodDl-dependent // Carbohydr. Res. - 2009. - V. 344. - P.1947-1950.

213. Skvortsov I.M., Ignatov V.V. Extracellular polysaccharides and poly-saccharide-containing biopolymers from Azospirillum species: properties and possible role in interaction with plant roots // FEMS Microbiol. Lett. - 1998. - V. 165. -P. 223-339.

214. Supp R.A., Bailey J.A. The fungitoxicity of isoflavonoid phytoalexins measured using different types of bioassay // Physiol. Plant Pathol. - 1977 - V. 11. -P. 101-112.

215. Sly L.I., Stackebrandt E. Description of Skermanella parooensis gen. nov. to accommodate Conglomeromonas largomobilis subsp. largomobilis to the genus Azospirillum II Int. J. Syst. Bacteriol. - 1999. - V. 49. - P. 541-544.

216. Stafford H.A. Flavonoid evolution: an enzymic approach // Plant Physiol. - 1991. - V. 96. -P. 680-685.

217. Steenhoudt O., Vanderleyden J. Azospirillum, a free-living nitrogen-fixing bacterium closely associated with grasses: genetic, biochemical and ecological aspects // FEMS Microbiol. Rev. - 2000. - P. 487-506.

218. Tabak H.H., Chambers C.W., Kabler P.W. Microbial metabolism of aromatic compounds // J. Bacteriol. - 1964. - V. 87. - P. 910-919.

219. Tal S., Okon Y. Production of the reserve material poly-0-hydroxybutyrate and its function in Azospirillum brasilense Cd // Can. J. Microbiol. - 1985. - V. 31. - P. 608-613.

220. Tal S., Smirnoff P., Okon Y. The regulation of poly-P-hydroxybutyrate metabolism in Azospirillum brasilense during balanced growth and starvation//J. Gen. Microbiol. - 1990. - V. 136. - P. 1191-1196.

221. Tarrand J.J., Krieg N.R., Dobereiner J. A taxonomic study of Spirillum lipoferum group, with description of a new genus, Azospirillum gen. Nov. and two species, Azospirillum lipoferum (Beijerink) comb. Nov. and Azospirillum brasilense sp. Nov. // Can. J. Microbiol. - 1978. - V. 24. - P. 967-980.

222. Tsai C.M., Frasch C.E. A sensitive silver stain detecting lipopolysac-charides in polyacrilamide gels // Anal. Biochem. - 1982. - V. 119. - P. 115-119.

223. Tyler M.E., Milam J.R., Smith R.L., Schank S.C., Zuberer D.A. Isolation of Azospirillum from diverse geographic regions // Can. J. Microbiol. — 1979. - V. 25. - P.693-697.

224. Underhill E.W., Watkin J.E., Neish A.C. Biosynthesis of quercetin in buckwheat // Can. J. Biochem. Physiol. - 1957. - V. 35. - P. 219-228.

225. Ververidis F., Trantas E., Douglas C., Vollmer G., Kretzsahmar G., Panapoulos N. Biotechnology of flavonoids and other phenylpropanoid-derived natural products. Part I: Chemical diversity, impacts on plant biology and human health // Biotechnology J. - 2007. - V. 2. - P. 1214-1234.

226. Vinardell J.M., Ollero F.J., Hidalgo A., Lopez-Baena F.J., Medina C., Ivanov-Vangelov K., Parada M., Madinabeitia N., Espuny M.R., Bellogin R.A.,

Camacho M., Rodríguez-Navarro D.N., Soria-Díaz M.E., Gil-Serrano A.M., Ruiz-Sainz J.E. NolR regulates diverse symbiotic signals of Sinorhizobium fredii HH103 II Mol. Plant Microbe Interact. - 2004. - V. 17. - P. 676-685.

227. Wasson A.P., Pellerone F.I., Mathesius U. Silencing the flavonoid pathway in Medicago truncatula inhibits root nodule formation and prevents auxin transport regulation by rhizobia // Plant Cell. - 2006. - V. 18. - P. 1617-1629.

228. Webster G., Gough C., Vasse J., Batchelor C.A., O'Callaghan K.J., Kothari S.L., Davey M.R., Denarie J., Cocking E.C. Interactions of rhizobia with rice and wheat // Plant Soil. - 1997. - V. 194. - P. 115-122.

229. Weston L.A., Mahesius U. Flavonoids: Their Structure, Biosynthesis and Role in the Rhizosphere, Including Allelopathy // J. Chem. Ecol. - 2013. - V. 39.-P. 283-297.

230. Whitehead D.C., Buchan H., Hartley R.D. Composition and decomposition of roots of ryegrass and red clover // Soil Biochem. - 1979. - V. 11. - P. 619-628.

231. Winkel-Shirley B. Flavonoid biosynthesis. A Colorful model for genetics, biochemistry, cell biology, and biotechnology // Plant Physiol. - 2001. -V. 126.-P. 485-493.

232. Wiseman H., Casey K., Clarke D.B., Barnes K.A., Bowey E. Isofla-vone aglycone and glucoconjugate content of high-and low-soy U.K. foods used in nutritional studies // J. Agrie. Food Chem. - 2002. - V. 50. - P. 1404-1410.

233. Xie C.H., Yokota A. Azospirillum oryzae sp. nov., a nitrogen-fixing bacterium isolated from roots of the rice plant Oryza sativa II Int. J. Syst. Evol. Microbiol. - 2005. - V. 55. - P.1435-1438.

234. Yang C.H., Crowley D.E. Rhizosphere microbial community structure in relation to root location and plant iron nutritional status // Appl. Environ. Microbiol. - 2000. - V. 66. - P. 345-351.

235. Yegorenkova I.V., Konnova S.A., Sachuk V.N., Ignatov V.V. Azospirillum brasilense colonization of wheat roots and the role of lectin-carbohydrate

interactions in bacterial adsorption and root-hair deformation // Plant Soil. — 2001. -V. 231.-P. 275-282.

236. Yeh K., Peck M., Long S. Luteolin and GroESL modulate in vitro activity of NodD // J. Bacteriol. - 2002. - V. 184. - P. 525-530.

237. Young C.C., Hupfer H., Siering C., Ho M.J., Arun A.B., Lai W.A., Rekha P.D., Shen F.T., Hung M.H., Chen W.M., Yassin A.F. Azospirillum ru-gosum sp. nov., isolated from oil-contaminated soil // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. - 2008. - V. 58.-P. 959-963.

238. Zamze S.E., Ferguson M.A., Moxon E.R., Dweek R.A., Rademacher T.W. Occurrence of 2-keto-deoxyoctonic acid 5-phosphate in lipopolysaccharides of Vibrio cholerae Ogawa and Inaba II Biochem. J. - 1987. - V. 245. - P. 583-587.

239. Zhang, J., Subramanian, S., Stacey, G., and Yu, O. Flavones and fla-vonols play distinct critical roles during nodulation of Medicago truncatula by Si-norhizobium meliloti II Plant J. - 2009. V. 5. - P. 171-183.

240. Zhou Y., Wei W., Wang X., Xu L., Lai R. Azospirillum palatum sp. nov., isolated from forest soil in Zhejiang province, China // J. Jen. Appl. Microbiol.-2009.-V. 55.-P. 1-7.

241. Zhou S., Han L., Wang Y., Yang G., Zhuang L., Hu P. Azospirillum humicireducens sp. nov., a nitrogen-fixing bacterium isolated from a microbial fuel cell // Int. J. Syst. Evol. Microb. - 2013. - V. 63. - P. 2618-2624.

БЛАГОДАРНОСТИ

6

Автор выражает глубокую признательность своему научному руководителю д.б.н. профессору Конновой С.А. за неоценимую и своевременную поддержку на всех этапах работы.

Автор искренне благодарит заведующего лабораторией биохимии ИБФРМ РАН Заслуженного деятеля науки РФ д.б.н., профессора Игнатова В.В., а также своих коллег - к.б.н. доцента Федоненко Ю.П., к.б.н. Сиги-да E.H., вед. инж. Юдину E.H., вед. инж. Калашникову Е.Е., сотрудника лаборатории иммунохимии ИБФРМ РАН к.б.н. доцента Бурыгина Г.Л., сотрудников лаборатории физиологии микроорганизмов ИБФРМ РАН д.б.н. профессора Игнатова О.В., д.б.н. доцента Гулий О.И., сотрудников лаборатории экологической биотехнологии ИБФРМ РАН к.х.н. Макарова O.E. и к.б.н. Чернышеву М.П., на разных этапах работы участвовавших в проведении исследований и обсуждении результатов.

Автор благодарит сотрудников лаборатории химии углеводов ИОХ РАН за запись ЯМР спектров ОПС и помощь в их интерпретации.