Влияние физических нагрузок на регуляцию сплайсинга тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 14.00.51, кандидат биологических наук Тоневицкий, Евгений Александрович

• Тоневицкий, Евгений Александрович
• кандидат биологических наук
• 2009

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Тоневицкий, Евгений Александрович

Оглавление.

Список используемых сокращений.

Введение.

Глава I. Обзор литературы.

1.1 Влияние физических упражнений на экспрессию генов раннего ответа.

1.2 Роль рибонуклеопротеидных комплексов в экспрессии генов

1.3 Механизм сплайсинга.

1.4 Сборка сплайсосомы.

1.5 Регуляция сплайсинга.

1.6 Заболевания, связанные с нарушениями сплайсинга.

1.7 Нарушения альтернативного сплайсинга при миотонической дистрофии.

Глава II. Организация, материалы и методы исследования.

I этап.

II этап.

III этап.

IV этап.

V этап.

Буферы.

Глава III. Изменение экспрессии мРНК сплайсосомальных белков под влиянием фактора физической нагрузки.

3.1 Нагрузочное тестирование.

3.2 Анализ изменения экспрессии мРНК сплайсосомальных белков

3.3 Схема участия выявленных генов в инициации сплайсинга.

Глава IV. Изменение профиля фосфорилирования сплайсосомальных белков в ответ на физическую нагрузку.

4.1 Предсказание антител.

4.2 Очистка и проверка антител.

4.3 Выделение лейкоцитов.

4.4 Анализ соотношения фосфорилированных нефосфорилированных форм сплайсосомальных белков.

Глава V. Модель нарушения альтернативного сплайсинга экзона 11 гена инсулинового рецептора при миотонической дистрофии.

Глава VI. Заключение.

Выводы.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние физических нагрузок на регуляцию сплайсинга»

Одной из важнейших задач современной спортивной медицины является изучение адаптации организма к физическим нагрузкам. Физическая активность является комплексным стрессорным фактором и вызывает широкий спектр биофизических и биохимических процессов, таких как увеличение концентрации свободных радикалов, локальную гипертермию, изменение электролитного баланса, повышение концентрации свободных жирных кислот и лактата, изменение уровня гормонов, цитокинов и катехоламинов (Radom-Aizik S., 2008).

Главную роль в активации фенотипической адаптации организма спортсмена на физические нагрузки играют, так называемые, гены раннего ответа (ГРО), основной характеристикой которых является быстрое, кратковременное изменение транскрипции в ответ на стимуляцию. Было показано, что экспрессия ГРО - ключевой фактор, запускающий процессы белкового неосинтеза и последующую экспрессию генов позднего ответа (Buttner Р., 2007), Сахаров Д. 2009).

Известно, что большинство эукариотических генов транскрибируются в виде пре-мРНК, которая затем сплайсируется в мРНК. Сплайсинг — это двухстадийный процесс, в ходе которого путем последовательных трансэтерефикационных реакций некодирующие последовательности — интроны, вырезаются, а кодирующие — экзоны, соединяются вместе. Сплайсосома представляет собой сложный макромолекулярный комплекс, в состав которого на разных этапах входят 5 малых ядерных РНК (мяРНК), около 70 белков малых ядерных рибонуклеопротеидных комплексов мяРНП) и более 100 прочих белков. Важным механизмом регуляции всех взаимодействий внутри сплайсосомы является фосфорилирование (Wahl М.С., 2009).

Значимость пре-мРНК сплайсинга была недавно подтверждена результатами исследований по секвенированию генома человека, которые показали, что более 90% генов сплайсируются, из них 80% -альтернативно, образуя несколько сплайсформ, что и объясняет то, как при таком сравнительно небольшом числе генов формируется такое белковое разнообразие.

В ходе последних изучений было обнаружено, что более 50% заболеваний, связанных с мутациями, вызываются нарушениями альтернативного сплайсинга, классические примеры - это спинная мышечная атрофия, таупатия, миотоническая дистрофия и рак (Orengo J.P., 2008).

Однако, несмотря на глобальную вовлеченность сплайсинга в процессы жизнедеятельности организма, исследования влияния интенсивных физических нагрузок на функционирование и регуляцию сплайсинга до сих пор не были проведены. Лучшее понимание приспособительных механизмов организма, связанных с ответом на физическую нагрузку может обеспечить основу для предотвращения перетренированности, синдрома хронической усталости, для варьирования тренировочного режима в соответствии с индивидуальными особенностями организма спортсмена.

Гипотеза:

Предполагается, что интенсивные физические нагрузки приводят к запуску процессов срочной адаптации организма спортсмена — происходит увеличение экспрессии генов раннего ответа. Как следствие, возрастает активность сплайсинга: меняется профиль экспрессии генов сплайсосомальных белков и происходит изменение регуляции сплайсинга. Определение экспрессии мРНК и профиля фосфорилирования сплайсосомальных белков позволит оценивать эффекты физических нагрузок на генном уровне.

Цель исследования:

Оценка влияния физических нагрузок максимальной аэробной мощности на изменение экспрессии мРНК генов регуляторов сплайсинга, а также на возможные изменения профиля фосфорилирования сплайсосомальных белков в процессах срочной адаптации.

Задачи исследования:

1. Исследовать изменение экспрессии мРНК генов раннего ответа у высококвалифицированных спортсменов в ответ на работу максимальной аэробной мощности;

2. Изучить влияние работы максимальной аэробной мощности на экспрессию мРНК генов регуляторов сплайсинга, белков мяРНП и сплайсосомальных комплексов в лейкоцитах крови спортсменов;

3. Разработать методику предсказания потенциальных эпитопов в сплайсосомальных белках, получить поликлональные антитела против предсказанных пептидов;

4. Проанализировать изменения в фосфорилировании сплайсосомального белка 8РЗЬ155 у спортсменов до и после нагрузочного тестирования.

Объект исследования:

Молекулярно-биологические механизмы адаптации высококвалифицированных спортсменов к работе максимальной аэробной мощности.

Предмет исследования:

Комплекс структурных и регуляторных белков сплайсосомы человека и экспрессия их мРНК при физических нагрузках.

Научная новизна:

Впервые у спортсменов высшей квалификации, до и после работы максимальной аэробной мощности было проведено исследование экспрессии мРНК генов белков, вовлеченных в сплайсинг. Выявлены потенциальные регуляторы процессов адаптации сплайсосомы при физических нагрузках, которые принимают участие в начальной стадии сборки сплайсосомы, при распознавании интронов и при переходе от пре-каталитической к активированной форме.

Впервые показано, что ускорение сборки сплайсосомы и/или переход к альтернативным сплайс-сайтам являются основными путями раннего приспособления организма к физическим нагрузкам.

Разработан новый алгоритм предсказания линейных В-клеточных эпитопов, основанный на частоте встречаемости аминокислотных пар, не уступающий описанным в литературе методам.

Впервые произведен анализ изменения в профиле фосфорилирования сплайсосомы в зависимости от физических нагрузок. Было показано, что в ответ на работу максимальной мощности происходит резкое увеличение соотношения фосфорилированных и нефосфорилированных форм белка 8РЗЬ155, являющегося маркером каталитически активной сплайсосомы.

Теоретическая значимость:

Данная работа направлена на изучение фундаментальных основ процессов клеточной жизнедеятельности, функционирования первичных механизмов приспособления клеток человека к физиологическому стрессу, вызванному кратковременными высокоинтенсивными физическими нагрузками.

В условиях нагрузочного тестирования выявлены потенциально ключевые факторы регуляции инициации сплайсинга. Предложена модель, отражающая их участие в адаптации сплайсосомы к стрессу, вызванному физическими нагрузками.

Разработанные методики анализа фосфорилирования сплайсосомальных белков позволят понять механизмы воздействия физического стресса на процессы сплайсирования, разработать системы компенсаций его негативных последствий на самом раннем этапе их проявления, что в свою очередь востребовано в рамках современной восстановительной медицины.

Практическая значимость:

Практическая значимость работы заключается в разработке высокочувствительного метода оценки развития клеточного стресса в результате нагрузки высокой интенсивности. Метод основан на измерении соотношения фосфорилированных и нефосфорилированных форм белка 8РЗЬ155 в экстракте лейкоцитов крови спортсменов до и после нагрузочного тестирования.

Разработанный метод предсказания линейных эпитопов может быть использован в дальнейшем для разработки тест-систем определения биомаркеров утомления и физиологического стресса.

Результаты исследования внедрены в работу кафедры спортивной медицины ФГУ РГУФКСиТ и кафедры физического воспитания и спорта МГУ имени М.В. Ломоносова, что подтверждено актами внедрения.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Работа максимальной аэробной мощности приводит к увеличению экспрессии иРНК генов сплайсосомальных белков в лейкоцитах крови у спортсменов высшей квалификации;

2. В условиях высокоинтенсивных физических нагрузок максимальное изменение экспрессии происходит у генов регуляторов инициаторной стадии сплайсинга;

3. После нагрузочного тестирования у спортсменов соотношение фосфорилированных и нефосфорилированных форм белка 8РЗЫ55 в крови увеличивается, что может служить высокочуствительным ранним маркером стресса.

Структура и объем диссертации:

Диссертация изложена на 128 страницах и состоит из введения, обзора литературы, описания методов исследования, 3 глав собственных исследований, итогового заключения, выводов и списка цитируемой литературы. Последний включает 120 источников. Диссертация иллюстрирована 24 рисунками и 9 таблицами.

Заключение диссертации по теме «Восстановительная медицина, спортивная медицина, курортология и физиотерапия», Тоневицкий, Евгений Александрович

Выводы

1. Выявлена группа генов регуляторов сплайсинга, экспрессия мРНК которых увеличивается в лейкоцитах периферической крови у спортсменов в ответ на работу максимальной аэробной мощности. Все гены относятся к белкам, принимающим участие на начальных стадиях сборки сплайсосомы.

2. Разработан новый метод предсказания антигенности белков, основанный на анализе частоты встречаемости аминокислотных пар в эпитопах и неэпитопах.

3. Получены, аффиноочищены и охарактеризованы высокоактивные специфические антитела против сплайсосомальных белков 8РЗЫ55, 8пи114, Сс1с51. Они могут применяться в ИФА, иммуноблотинге и иммуноф лу оресценции.

4. С помщью полученных антител проанализировано соотношение фосфорилированной и нефосфорилированной форм белка 8РЗЫ55 в лейкоцитах подготовленных спортменов до и после работы максимальной аэробной мощности.

5. Представлена математическая модель, описывающая нарушения альтернативного сплайсинга экзона 11 инсулинового рецептора при миотонической дистрофии первого типа.

Практические рекомендации

1. Для детального понимания адаптационных процессов, протекающих в организме спортсменов в результате физических нагрузок высокой интенсивности, следует определять экспрессию мРНК генов раннего ответа;

2. Для оценки комплексной подготовленности спортсменов высшей квалификации к физическим нагрузкам максимальной аэробной мощности на геномном уровне необходимо использовать тест-систему определения сплайсосомальных белков.

3. Для определения уровня подготовленности спортсмена высшей квалификации к нагрузкам максимальной аэробной мощности можно использовать новые высокочувствительные маркеры стресса.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Тоневицкий, Евгений Александрович, 2009 год

1. Abelson J. Is the spliceosome a ribonucleoprotein enzyme? // Nat Struct Mol Biol. 2008. - Vol. 15. - N12,- P. 1235-7.

2. Achsel Т., Brahms H., Kastner В. et al. A doughnut-shaped heteromer of human Sm-like proteins binds to the З'-end of U6 snRNA, thereby facilitating U4/U6 duplex formation in vitro // EMBO J. 1999. -Vol. 18. -N20.-P. 5789-802.

3. Arenas J.E. and Abelson J.N. Prp43: An RNA helicase-like factor involved in spliceosome disassembly // Proc Natl Acad Sei USA. 1997. - Vol. 94. - N22.- P. 11798-802.

4. Asea A. Stress proteins and initiation of immune response: chaperokine activity of hsp72 // Exerc Immunol Rev. 2005. - Vol. 11.- P. 34-45.

5. Bartels С., Klatt С., Luhrmann R. et al. The ribosomal translocase homologue Snul 14p is involved in unwinding U4/U6 RNA during activation of the spliceosome // EMBO Rep. 2002. - Vol. 3. -N9.- P. 875-80.

6. Berget S.M., Moore C. and Sharp P.A. Spliced segments at the 5' terminus of adenovirus 2 late mRNA // Proc Natl Acad Sei US A.-1977. Vol. 74. - N8.- P. 3171-5.

7. Bergkessel M., Wilmes G.M. and Guthrie C. SnapShot: Formation of mRNPs // Cell. 2009. - Vol. 136. - N4.- P. 794, 794 el.

8. Black D.L. Mechanisms of alternative pre-messenger RNA splicing // Annu Rev Biochem. 2003. - Vol. 72. P. 291-336.

9. Blencowe B.J. Alternative splicing: new insights from global analyses // Cell. 2006. - Vol. 126. - N1.- P. 37-47.

10. Bonnal S. and Valcarcel J. Molecular biology: spliceosome meets telomerase // Nature. 2008. - Vol. 456. - N7224.- P. 879-80.

11. Box J.A., Bunch J.T., Tang W. et al. Spliceosomal cleavage generates the 3' end of telomerase RNA // Nature. 2008. - Vol. 456. -N7224.-P. 910-4.

12. Brook J.D., McCurrach M.E., Harley H.G. et al. Molecular basis of myotonic dystrophy: expansion of a trinucleotide (CTG) repeat at the 3' end of a transcript encoding a protein kinase family member // Cell. 1992. - Vol. 68. - N4.- P. 799-808.

13. Brow D.A. Allosteric cascade of spliceosome activation // Annu Rev Genet. 2002. - Vol. 36. P. 333-60.

14. Buratti E. and Baralle F.E. Multiple roles of TDP-43 in gene expression, splicing regulation, and human disease // Front Biosci. -2008. Vol. 13.-.-P. 867-78.

15. Burgess S., Couto J.R. and Guthrie C. A putative ATP binding protein influences the fidelity of branchpoint recognition in yeast splicing // Cell. 1990. - Vol. 60. - N5.- P. 705-17.

16. Buttner P., Mosig S., Lechtermann A. et al. Exercise affects the gene expression profiles of human white blood cells // J Appl Physiol. -2007. Vol. 102. - N1.- P. 26-36.

17. Campisi J. and Fleshner M. Role of extracellular HSP72 in acute stress-induced potentiation of innate immunity in active rats // J Appl Physiol. 2003. - Vol. 94. - N1.- P. 43-52.

18. Cano E. and Mahadevan L.C. Parallel signal processing among mammalian MAPKs // Trends Biochem Sci. 1995. - Vol. 20. - N3.- P. 117-22.

19. Cartegni L., Chew S.L. and Krainer A.R. Listening to silence and understanding nonsense: exonic mutations that affect splicing // Nat Rev Genet. 2002a. - Vol. 3. - N4.- P. 285-98.

20. Cartegni L. and Krainer A.R. Disruption of an SF2/ASF-dependent exonic splicing enhancer in SMN2 causes spinal muscular atrophy in the absence of SMN1 //Nat Genet. 2002b. - Vol. 30. - N4.-P. 377-84.

21. Carthew R.W. and Sontheimer E.J. Origins and Mechanisms of miRNAs and siRNAs // Cell. 2009. - Vol. 136. - N4.- P. 642-55.

22. Chan S.P., Kao D.I., Tsai W.Y. et al. The Prpl9p-associated complex in spliceosome activation // Science. 2003. - Vol. 302. -N5643.- P. 279-82.

23. Clements J.B., Watson R.J. and Wilkie N.M. Temporal regulation of herpes simplex virus type 1 transcription: location of transcripts on the viral genome // Cell. 1977. - Vol. 12. - N1.- P. 275-85.

24. Cohen D.M., Wasserman J.C. and Gullans S.R. Immediate early gene and HSP70 expression in hyperosmotic stress in MDCK cells // Am J Physiol. 1991. - Vol. 261. - N4 Pt 1.- P. C594-601.

25. Connolly P.H., Caiozzo V.J., Zaldivar F. et al. Effects of exercise on gene expression in human peripheral blood mononuclear cells //J Appl Physiol. 2004. - Vol. 97. - N4,- P. 1461-9.

26. Cooper T.A., Wan L. and Dreyfuss G. RNA and disease // Cell.- 2009. Vol. 136. - N4.- P. 777-93.

27. Dansithong W., Wolf C.M., Sarkar P. et al. Cytoplasmic CUG RNA foci are insufficient to elicit key DM1 features // PLoS One. 2008.- Vol. 3. N12.- P. e3968.

28. DenhardtD.T. Signal-transducing protein phosphorylation cascades mediated by Ras/Rho proteins in the mammalian cell: the potential for multiplex signalling // Biochem J. 1996. - Vol. 318 ( Pt 3). -.- P. 729-47.

29. Fardaei M., Rogers M.T., Thorpe H.M. et al. Three proteins, MBNL, MBLL and MBXL, co-localize in vivo with nuclear foci of expanded-repeat transcripts in DM1 and DM2 cells // Hum Mol Genet. -2002. Vol. 11. - N7.- P. 805-14.

30. Fehrenbach E. and Niess A.M. Role of heat shock proteins in the exercise response // Exerc Immunol Rev. 1999. - Vol. 5. -.- P. 5777.

31. Fehrenbach E., Niess A.M., Voelker K. et al. Exercise intensity and duration affect blood soluble HSP72 // Int J Sports Med. 2005. -Vol. 26. - N7.- P. 552-7.

32. Fehrenbach E. and Northoff H. Free radicals, exercise, apoptosis, and heat shock proteins // Exerc Immunol Rev. 2001. - Vol. 7. -.- P. 66-89.

33. Fehrenbach E., Zieker D., Niess A.M. et al. Microarray technology—the future analyses tool in exercise physiology? // Exerc Immunol Rev. 2003. - Vol. 9. -.- P. 58-69.

34. Fleshner M., Campisi J. and Johnson J.D. Can exercise stress facilitate innate immunity? A functional role for stress-induced extracellular Hsp72 // Exerc Immunol Rev. 2003. - Vol. 9. -.- P. 6-24.

35. Golas M.M., Sander B., Will C.L. et al. Molecular architecture of the multiprotein splicing factor SF3b // Science. 2003. - Vol. 300. -N5621.- P. 980-4.

36. Gozani O., Feld R. and Reed R. Evidence that sequence-independent binding of highly conserved U2 snRNP proteins upstream of the branch site is required for assembly of spliceosomal complex A // Genes Dev. 1996. - Vol. 10. - N2.- P. 233-43.

37. Gozani O., Potashkin J. and Reed R. A potential role for U2AF-SAP 155 interactions in recruiting U2 snRNP to the branch site // Mol Cell Biol. 1998. - Vol. 18. - N8.- P. 4752-60.

38. Graveley B.R. Alternative splicing: increasing diversity in the proteomic world // Trends Genet. 2001. - Vol. 17. - N2.- P. 100-7.

39. Grosso A.R., Martins S. and Carmo-Fonseca M. The emerging role of splicing factors in cancer // EMBO Rep. 2008. - Vol. 9. -N11.-P. 1087-93.

40. Han J., Lee J.D., Bibbs L. et al. A MAP kinase targeted by endotoxin and hyperosmolarity in mammalian cells // Science. 1994. -Vol. 265. - N5173.-P. 808-11.

41. Hazzalin C.A., Le Panse R., Cano E. et al. Anisomycin selectively desensitizes signalling components involved in stress kinaseactivation and fos and jun induction // Mol Cell Biol. 1998. - Vol. 18. -N4.-P. 1844-54.

42. He H., Chen C., Xie Y. et al. HSP70 and heat shock factor 1 cooperate to repress Ras-induced transcriptional activation of the c-fos gene // Cell Stress Chaperones. 2000. - Vol. 5. - N5.- P. 406-11.

43. Herold N., Will C.L., Wolf E. et al. Conservation of the protein composition and electron microscopy structure of Drosophila melanogaster and human spliceosomal complexes // Mol Cell Biol. -2009. Vol. 29. - N1.- P. 281-301.

44. Ingber D.E. Cellular mechanotransduction: putting all the pieces together again // FASEB J. 2006. - Vol. 20. - N7.- P. 811-27.

45. Kampa D., Cheng J., Kapranov P. et al. Novel RNAs identified from an in-depth analysis of the transcriptome of human chromosomes 21 and 22 // Genome Res. 2004. - Vol. 14. - N3.- P. 331-42.

46. Kanadia R.N., Shin J., Yuan Y. et al. Reversal of RNA missplicing and myotonia after muscleblind overexpression in a mouse poly(CUG) model for myotonic dystrophy // Proc Natl Acad Sci US A.2006.-Vol. 103.-N31.-P. 11748-53.

47. Karin M. Signal transduction from the cell surface to the nucleus through the phosphorylation of transcription factors // Curr Opin Cell Biol. 1994. - Vol. 6. - N3.- P. 415-24.

48. Kami R., de Stanchina E., Lowe S.W. et al. The gene encoding the splicing factor SF2/ASF is a proto-oncogene // Nat Struct Mol Biol.2007. Vol. 14. - N3.- P. 185-93.

49. Kashima T., Rao N., David C.J. et al. hnRNP Al functions with specificity in repression of SMN2 exon 7 splicing // Hum Mol Genet. -2007. Vol. 16. - N24.- P. 3149-59.

50. Kim E., Goren A. and Ast G. Insights into the connection between cancer and alternative splicing // Trends Genet. 2008. - Vol. 24. -Nl.- P. 7-10.

51. Kim S.H. and Lin R.J. Spliceosome activation by PRP2 ATPase prior to the first transesterification reaction of pre-mRNA splicing // Mol Cell Biol. 1996. - Vol. 16. - N12.- P. 6810-9.

52. Kojima R., Randall J.D., Ito E. et al. Regulation of expression of the stress response gene, Osp94: identification of the tonicity response element and intracellular signalling pathways // Biochem J. 2004. - Vol. 380. -NPt3.- P. 783-94.

53. Konarska M.M. and Query C.C. Insights into the mechanisms of splicing: more lessons from the ribosome // Genes Dev. 2005. - Vol. 19.-N19.- P. 2255-60.

54. Korostelev A., Ermolenko D.N. and Noller H.F. Structural dynamics of the ribosome // Curr Opin Chem Biol. 2008. - Vol. 12. -N6.- P. 674-83.

55. Kuyumcu-Martinez N.M., Wang G.S. and Cooper T.A. Increased steady-state levels of CUGBP1 in myotonic dystrophy 1 are due to PKC-mediated hyperphosphorylation // Mol Cell. 2007. - Vol. 28.-N1.-P. 68-78.

56. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 // Nature. 1970. - Vol. 227. -N5259.- P. 680-5.

57. Lancaster G.I. and Febbraio M.A. Mechanisms of stress-induced cellular HSP72 release: implications for exercise-induced increases in extracellular HSP72 // Exerc Immunol Rev. 2005. - Vol. 11.-P. 46-52.

58. Lander E.S.Linton L.M.Birren B. et al. Initial sequencing and analysis of the human genome // Nature. 2001. - Vol. 409. - N6822.- P. 860-921.

59. Lefebvre S., Burglen L., Reboullet S. et al. Identification and characterization of a spinal muscular atrophy-determining gene // Cell. -1995. Vol. 80. - N1.- P. 155-65.

60. Lim L.P. and Burge C.B. A computational analysis of sequence features involved in recognition of short introns // Proc Natl Acad Sci U S A. 2001. - Vol. 98. - N20.- P. 11193-8.

61. Lin X., Miller J.W., Mankodi A. et al. Failure of MBNL1-dependent post-natal splicing transitions in myotonic dystrophy // Hum Mol Genet. 2006. - Vol. 15. - N13.- P. 2087-97.

62. Liquori C.L., Ikeda Y., Weatherspoon M. et al. Myotonic dystrophy type 2: human founder haplotype and evolutionary conservation of the repeat tract // Am J Hum Genet. 2003. - Vol. 73. -N4.- P. 849-62.

63. Liu S., Li P., Dybkov O. et al. Binding of the human Prp31 Nop domain to a composite RNA-protein platform in U4 snRNP // Science. -2007. Vol. 316. - N5821.- P. 115-20.

64. Liu S., Rauhut R., Vornlocher H.P. et al. The network of protein-protein interactions within the human U4/U6.U5 tri-snRNP // RNA. 2006. - Vol. 12. - N7.- P. 1418-30.

65. Liu Z.R. p68 RNA helicase is an essential human splicing factor that acts at the U1 snRNA-5' splice site duplex // Mol Cell Biol. -2002. Vol. 22. - N15.- P. 5443-50.

66. Makarov E.M., Makarova O.V., Urlaub H. et al. Small nuclear ribonucleoprotein remodeling during catalytic activation of the spliceosome // Science. 2002. - Vol. 298. - N5601.- P. 2205-8.

67. Martorell L., Monckton D.G., Gamez J. et al. Progression of somatic CTG repeat length heterogeneity in the blood cells of myotonic dystrophy patients // Hum Mol Genet. 1998. - Vol. 7. - N2.- P. 307-12.

68. Mathew R., Hartmuth K., Mohlmann S. et al. Phosphorylation of human PRP28 by SRPK2 is required for integration of the U4/U6-U5 tri-snRNP into the spliceosome // Nat Struct Mol Biol. 2008. - Vol. 15. -N5.- P. 435-43.

69. Mayas R.M., Maita H. and Staley J.P. Exon ligation is proofread by the DExD/H-box ATPase Prp22p // Nat Struct Mol Biol. -2006. Vol. 13. - N6.- P. 482-90.

70. Meissner A., Luss I., Rolf N. et al. The early response genes c-jun and HSP-70 are induced in regional cardiac stunning in conscious mammals // J Thorac Cardiovasc Surg. 2000. - Vol. 119. - N4 Pt 1.- P. 820-5.

71. Miller A.D., Curran T. and Verma I.M. c-fos protein can induce cellular transformation: a novel mechanism of activation of a cellular oncogene // Cell. 1984. - Vol. 36. - N1.- P. 51-60.

72. Moldoveanu A.I., Shephard R.J. and Shek P.N. Exercise elevates plasma levels but not gene expression of IL-lbeta, IL-6, and TNF-alpha in blood mononuclear cells // J Appl Physiol. 2000. - Vol. 89. - N4.- P. 1499-504.

73. Mordes D., Yuan L., Xu L. et al. Identification of photoreceptor genes affected by PRPF31 mutations associated with autosomal dominantretinitis pigmentosa // Neurobiol Dis. 2007. - Vol. 26. - N2.- P. 291300.

74. Neuenkirchen N., Chari A. and Fischer U. Deciphering the assembly pathway of Sm-class U snRNPs // FEBS Lett. 2008. - Vol. 582. -N14.-P. 1997-2003.

75. Niess A.M., Dickhuth H.H., Northoff H. et al. Free radicals and oxidative stress in exercise—immunological aspects // Exerc Immunol Rev. 1999. - Vol. 5. - P. 22-56.

76. Orengo J.P., Chambon P., Metzger D. et al. Expanded CTG repeats within the DMPK 3' UTR causes severe skeletal muscle wasting in an inducible mouse model for myotonic dystrophy // Proc Natl Acad Sci USA.- 2008. Vol. 105. - N7.- P. 2646-51.

77. Pagani F., Raponi M. and Baralle F.E. Synonymous mutations in CFTR exon 12 affect splicing and are not neutral in evolution // Proc Natl Acad Sci USA.- 2005. Vol. 102. - N18.- P. 6368-72.

78. Patel A.A. and Steitz J.A. Splicing double: insights from the second spliceosome // Nat Rev Mol Cell Biol. 2003. - Vol. 4. - N12.- P. 960-70.

79. Paul S., Dansithong W., Kim D. et al. Interaction of muscleblind, CUG-BP1 and hnRNP H proteins in DM1-associated aberrant IR splicing // EMBO J. 2006. - Vol. 25. - N18.- P. 4271-83.

80. Philips A.V., Timchenko L.T. and Cooper T.A. Disruption of splicing regulated by a CUG-binding protein in myotonic dystrophy // Science. 1998. - Vol. 280. - N5364.- P. 737-41.

81. Pyle A.M. Translocation and unwinding mechanisms of RNA and DNA helicases // Annu Rev Biophys. 2008. - Vol. 37. - P. 317-36.

82. Radom-Aizik S., Zaldivar F., Jr., Leu S.Y. et al. Effects of 30 min of aerobic exercise on gene expression in human neutrophils // J Appl Physiol. 2008. - Vol. 104. - N1.- P. 236-43.

83. Reddy S., Smith D.B., Rich M.M. et al. Mice lacking the myotonic dystrophy protein kinase develop a late onset progressive myopathy // Nat Genet. 1996. - Vol. 13. - N3.- P. '325-35.

84. Roizman B., Kozak M., Honess R.W. et al. Regulation of herpesvirus macromolecular synthesis: evidence for multilevel regulation of herpes simplex 1 RNA and protein synthesis // Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 1975. - Vol. 39 Pt 2. - P. 687-701.

85. Schellenberg M.J., Edwards R.A., Ritchie D.B. et al. Ciystal structure of a core spliceosomal protein interface // Proc Natl Acad Sei U S A. 2006. - Vol. 103. - N5.- P. 1266-71.

86. Schwer B. A conformational rearrangement in the spliceosome sets the stage for Prp22-dependent mRNA release // Mol Cell. 2008. - • Vol. 30. - N6.- P. 743-54.

87. Schwer B. and Guthrie C. A conformational rearrangement in the spliceosome is dependent on PRP16 and ATP hydrolysis // EMBO J. 1992.-Vol. 11.-N13.-P. 5033-9.

88. Seger R. and Krebs E.G. The MAPK signaling cascade // FASEB J. 1995. - Vol. 9. - N9.- P. 726-35.

89. Sengoku T., Nureki O., Nakamura A. et al. Structural basis for RNA unwinding by the DEAD-box protein Drosophila Vasa // Cell. -2006. Vol. 125. - N2.- P. 287-300.

90. Shi Y., Reddy B. and Manley J.L. PP1/PP2A phosphatases are required for the second step of Pre-mRNA splicing and target specific snRNP proteins // Mol Cell. 2006. - Vol. 23. - N6.- P. 819-29.

91. Simon P., Fehrenbach E. and Niess A.M. Regulation of immediate early gene expression by exercise: short cuts for the adaptation of immune function // Exerc Immunol Rev. 2006. - Vol. 12. -P. 112-31.

92. Small E.C., Leggett S.R., Winans A.A. et al. The EF-G-like GTPase Snul 14p regulates spliceosome dynamics mediated by Brr2p, a DExD/H box ATPase // Mol Cell. 2006. - Vol. 23. - N3,- P. 389-99.

93. Srebrow A. and Kornblihtt A.R. The connection between splicing and cancer // J Cell Sci. 2006. - Vol. 119. - NPt 13.- P. 263541.

94. Staley J.P. and Guthrie C. Mechanical devices of the spliceosome: motors, clocks, springs, and things // Cell. 1998. - Vol. 92. -N3.-P. 315-26.

95. Stanek D., Pridalova-Hnilicova J., Novotny I. et al. Spliceosomal small nuclear ribonucleoprotein particles repeatedly cycle through Cajal bodies // Mol Biol Cell. 2008. - Vol. 19. - N6.- P. 253443.

96. Steensberg A. The role of IL-6 in exercise-induced immune changes and metabolism // Exerc Immunol Rev. 2003. - Vol. 9. - P. 407.

97. Steitz T.A. A structural understanding of the dynamic ribosome machine // Nat Rev Mol Cell Biol. 2008. - Vol. 9. - N3.- P. 242-53.

98. Stringer J.R., Holland L.E. and Wagner E.K. Mapping early transcripts of herpes simplex virus type 1 by electron microscopy // J Virol. 1978. - Vol. 27. - N1.- P. 56-73.

99. Suzuki K., Nakaji S., Kurakake S. et al. Exhaustive exercise and type-l/type-2 cytokine balance with special focus on interleukin-12 p40/p70 // Exerc Immunol Rev. 2003. - Vol. 9. - P. 48-57.

100. Suzuki K., Nakaji S., Yamada M. et al. Systemic inflammatory response to exhaustive exercise. Cytokine kinetics // Exerc Immunol Rev. 2002. - Vol. 8. - P. 6-48.

101. Treisman R. Regulation of transcription by MAP kinase cascades // Curr Opin Cell Biol. 1996. - Vol. 8. - N2.- P. 205-15.

102. Ule J. Ribonucleoprotein complexes in neurologic diseases // Curr Opin Neurobiol. 2008. - Vol. 18. - N5.- P. 516-23.

103. Venables J.P., Koh C.S., Froehlich U. et al. Multiple and specific mRNA processing targets for the major human hnRNP proteins //Mol Cell Biol. 2008. - Vol. 28. - N19.- P. 6033-43.

104. Voinnet O. Origin, biogenesis, and activity of plant microRNAs // Cell. 2009. - Vol. 136. - N4.- P. 669-87.

105. Wahl M.C., Will C.L. and Luhrmann R. The spliceosome: design principles of a dynamic RNP machine // Cell. 2009. - Vol. 136. -N4,-P. 701-18.

106. Wang C., Chua K., Seghezzi W. et al. Phosphorylation of spliceosomal protein SAP 155 coupled with splicing catalysis // Genes Dev. 1998. - Vol. 12. - N10.- P. 1409-14.

107. Wang G.S. and Cooper T.A. Splicing in disease: disruption of the splicing code and the decoding machinery // Nat Rev Genet. 2007. -Vol. 8. -N10.- P. 749-61.

108. Warf M.B. and Berglund J.A. MBNL binds similar RNA structures in the CUG repeats of myotonic dystrophy and its pre-mRNA substrate cardiac troponin T // RNA. 2007. - Vol. 13. - N12.- P. 223851.

109. Watson R.J. and Clements J.B. A herpes simplex virus type 1 function continuously required for early and late virus RNA synthesis // Nature. 1980. - Vol. 285. - N5763.- P. 329-30.

110. Whitmarsh A.J. and Davis R.J. Structural organization of MAP-kinase signaling modules by scaffold proteins in yeast and mammals // Trends Biochem Sci. 1998. - Vol. 23. - N12.- P. 481-5.

111. Will C.L., Schneider C., MacMillan A.M. et al. A novel U2 and U11/U12 snRNP protein that associates with the pre-mRNA branch site // EMBO J. 2001. - Vol. 20. - N16.- P. 4536-46.

112. Wirth B., Brichta L. and Hahnen E. Spinal muscular atrophy: from gene to therapy // Semin Pediatr Neurol. 2006. - Vol. 13. - N2.- P. 121-31.

113. Xu Y.Z. and Query C.C. Competition between the ATPase Prp5 and branch region-U2 snRNA pairing modulates the fidelity of spliceosome assembly //Mol Cell. 2007. - Vol. 28. - N5.- P. 838-49.

114. Yamaguchi S., Yamaguchi M., Yatsuyanagi E. et al. Cyclic strain stimulates early growth response gene product 1-mediatedexpression of membrane type 1 matrix metalloproteinase in endothelium //Lab Invest. 2002. - Vol. 82. - N7.- P. 949-56.

115. Yang J.H., Sakamoto H., Xu E.C. et al. Biomechanical regulation of human monocyte/macrophage molecular function // Am J Pathol. 2000. - Vol. 156. - N5.- P. 1797-804.

116. Zieker D., Fehrenbach E., Dietzsch J. et al. cDNA microarray analysis reveals novel candidate genes expressed in human peripheral blood following exhaustive exercise // Physiol Genomics. 2005. - Vol. 23. -N3.-P. 287-94.1. Ал

117. Внедрения результатов научно-исследовательской работы